La polaridad es un prerrequisito en el establecimiento de formas celulares particulares que participan en el movimiento direccional y en consecuencia en la diferenciación durante el desarrollo de órganos. Por lo tanto, un gran esfuerzo ha sido destinado al entendimiento de los procesos fisiológicos que dan lugar al establecimiento de un eje de polaridad y a la consiguiente división celular asimétrica que subyace al desarrollo de organismos multicelulares. Numerosos sistemas modelo que permiten el análisis de la polaridad celular a nivel de células individuales han sido establecidos en los diferentes reinos que incluyen animales, hongos y células vegetales. Ejemplos extremos del crecimiento polar comprenden las dendritas, hifas fúngicas, protonema de musgos, pelos radiculares y tubos polínicos. Este tipo de crecimiento se caracteriza porque una zona de la célula llamada punta, dicta la dirección de la elongación celular. Son numerosos los factores implicados en la regulación de este tipo de crecimiento, los cuales van desde un tráfico vesicular altamente controlado en la punta de crecimiento, así como un control dinámico del citoesqueleto y la pared celular. Todos estos procesos son coordinados mediante una red genética de regulación, así como por otras moléculas involucradas en el desarrollo tales como los fosfoinosítidos, esteroles y proteínas de unión a la actina, además de cascadas de señalización. En este capítulo se abordan algunos de los mecanismos propuestos para explicar el crecimiento polarizado.

1. CAPÍTULO 3
Mecanismos del crecimiento unidireccional
de estructuras celulares

2. La polaridad es un prerrequisito en el establecimiento de formas celulares particulares que
participan en el movimiento direccional y en consecuencia en la diferenciación durante
el desarrollo de órganos. Por lo tanto, un gran esfuerzo ha sido destinado al entendimiento
de los procesos fisiológicos que dan lugar al establecimiento de un eje de polaridad y a
la consiguiente división celular asimétrica que subyace al desarrollo de organismos
multicelulares. Numerosos sistemas modelo que permiten el análisis de la polaridad celular
a nivel de células individuales han sido establecidos en los diferentes reinos que incluyen
animales, hongos y células vegetales. Ejemplos extremos del crecimiento polar comprenden
las dendritas, hifas fúngicas, protonema de musgos, pelos radiculares y tubos polínicos.
Este tipo de crecimiento se caracteriza porque una zona de la célula llamada punta, dicta la
dirección de la elongación celular. Son numerosos los factores implicados en la regulación
de este tipo de crecimiento,los cuales van desde un tráfico vesicular altamente controlado en
la punta de crecimiento, así como un control dinámico del citoesqueleto y la pared celular.
Todos estos procesos son coordinados mediante una red genética de regulación, así como
por otras moléculas involucradas en el desarrollo tales como los fosfoinosítidos, esteroles
y proteínas de unión a la actina, además de cascadas de señalización. En este capítulo se
abordan algunos de los mecanismos propuestos para explicar el crecimiento polarizado.
Mecanismos del crecimiento
unidireccional de estructuras
celulares
Edgar J. Pascual-Morales, Ma. Elena Mellado-Rojas y Elda Beltrán-Peña

3. Capitulo 3. Mecanismos del crecimiento unidireccional de estructuras celulares
29
3.1. Introducción
El crecimiento en punta o anisotrópico se caracteriza
porquesefavoreceelcrecimientoespecíficoenunazona
de la célula (Libault et al., 2010). El establecimiento
de dicha punta se obtiene con la selección de la zona
de formación, seguido del abultamiento y formación
de la punta y maduración (Pei et al., 2012). Estos
procesos presentan una gran regulación genética
(Parker et al., 2000; Ishida et al., 2008; Libault et al.,
2010). Además de que múltiples componentes de la
membrana plasmática como fosfolípidos (Kusano
et al., 2008; Thole et al., 2008; Lee et al., 2010) y
esteroles estructurales han sido implicados en el
establecimiento del punto de selección y la elongación
(Ovecka et al., 2010).
El crecimiento también está determinado por una
dinámica altamente controlada de vesículas, tanto
de procesos endocíticos como exocíticos para cada
zona en la punta de crecimiento (Zonia y Munnik,
2008). Además, el movimiento de vesículas regula la
distribución de proteínas con funciones esenciales en
el crecimiento (Thole et al., 2008; Duan et al., 2010;
Lee et al., 2010). La dinámica del citoesqueleto es
otro proceso altamente coordinado en la punta de
crecimiento, el cual es controlado por las proteínas
de unión a actina que determinan el sitio donde se
iniciará el crecimiento, la velocidad y la finalización de
la elongación celular (Pei et al., 2012).
3.2. Control genético del crecimiento
3.2.1. Regulación genética del crecimiento de pelos
radiculares
Existen algunos modelos que explican cómo se regula
genéticamente el crecimiento, sin embargo, el más
conocido se refiere al control del desarrollo de pelos
radicularesendondeunaseñalproducidaenlascélulas
corticales de la raíz (hasta el momento desconocida)
es detectada por el receptor SCRAMBLED (SCM)
localizado en las células epidérmicas H (tricoblastos),
el cual regula negativamente la expresión del factor
de transcripción WEREWOLF (WER). En las
células N (atricoblastos), el gen WER no está
representado y la proteína WER al interaccionar
con las proteínas GLABRA3 (GL3), ENHANCER
OF GLABRA3 (EGL3) y TRANSPARENT
TESTA GLABRA (TTG), regula positivamente la
expresión de CAPRICE (CPC) y GLABRA 2 (GL2).
El transporte de CPC desde las células N a las H
evita la formación del complejo WER-GL3/EGL3-
TTG1 en los tricoblastos y consecuentemente
reprime la expresión de GL2. Además de esta
regulación, la expresión de GL2 también depende de
modificaciones epigenéticas como las acetilaciones de
la histona K9. El movimiento de GL3 de las células
H a las N es necesario para mantener la formación del
complejo WER–GL3/EGL3–TTG1, el cual regula
negativamente la expresión de GL3 y EGL3 en las
células N.Además,SCM se acumula preferentemente
en las células H por retroalimentación positiva bajo
el control del complejo CPC–GL3/EGL3–TTG1 y
otra negativa en las células N regulada por el complejo
WER–GL3/EGL3–TTG1 (Fig. 3.1) (Lilbaul et al.,
2010).
Algunos fenotipos que manifiestan la interacción
genética entre tricoblastos y atricoblastos son los que
presentan las líneas mutantes cpc y glb2. La primera
muestra un número reducido de pelos radiculares,
debido a que CPC,regula negativamente la activación
de GLABRA2 (GLB2). Como GLB2 no se regula,
se obtiene un fenotipo de pelos radiculares escasos; en
cambio la línea de sobre expresión de CPC, al igual
que las mutantes glb2, dan como resultado fenotipos
con un número incrementado de pelos radiculares, al
igual que las líneas ttg y wer. El comportamiento de
estas últimas mutantes, se debe a que las proteínas
TTG y WER están implicadas en la identidad de las
células N (Wada et al., 2002) (Fig. 3.2).
Figura 3.1. La diferenciación de los pelos radiculares es dependiente
de la comunicación intercelular. El proceso se inicia con una señal
-hasta ahora desconocida- producida por las células corticales de la raíz
que es detectada por el receptor SCRAMBLED (SCM). Las células
H se diferencian en trichoblastos y dan origen a los pelos radiculares,
células epidérmicas de la raíz especializadas en la captación de agua y
nutrientes (Modificada de Libault et al., 2010).
Células N
Células H
Células Epidérmicas
Células corticales

4. 30
3.2.2. Regulación de la formación de tricomas
Los genes que participan en la determinación del
destinofinaldelascélulasepidérmicasdelaraízincluyen
TRANSPARENT TESTA GLABRA1 (TTG1),
GLABRA 1, 3 (GL1; 3), ENHANCER OF GLABRA3
(EGL3) y WEREWOLF (WER). GLABRA1 (GL1)
promueve la iniciación de tricomas y WER regula la
diferenciación de las células carentes de pelos. TTG1
codifica a la proteína WD40, GL3/EGL3, a un
factor de transcripción (bHLH) y GL2 a un factor de
transcripción con un homeodominio de leucinas. GL1
y WER codifican para factores de transcripción tipo
Myb R2R3 funcionalmente redundantes. Mutaciones
en estos genes reducen el número de tricomas y/o
causan formación ectópica de pelos radiculares. GL2
es expresada en tricomas y tricoblastos. Estudios de
expresión con genes reporteros indican que WER,
GL3,EGL3 y TTG1 actúan rio arriba de GL2 (Ishida
et al.,2008).
3.3. Participación de las auxinas en la
elongación celular
Las mutaciones en el gen AXR1, que codifica para
proteínas relacionadas con la enzima E1 del proceso
de ubiquitinación de los represores transcripcionales
relacionado con elevadas concentraciones de auxinas,
conllevan a un desarrollo vegetal aberrante (Leyser
et al., 1993). Otra mutante, la axr3 de Arabidopsis
mostró alteraciones en el crecimiento y la cruza
entre la mutante axr1 y axr3, axr3-3 axr1-3, presentó
ausencia de pelos radiculares (Leyser et al., 1996).
En estudios genéticos y fisiológicos se han
implicado a las auxinas y al etileno en el desarrollo
de los pelos radiculares (Masucci y Schienfelbein,
1996). Pitts et al. (1998) mostraron que tanto las
mutantes resistentes a auxinas aux1 y axr1, como de
respuesta a etileno etr1 y ein2 presentaron defectos en
el crecimiento de los pelos radiculares, mas no en su
iniciación. Dichos autores observaron que plántulas
silvestres (Wt) y las mutantes axr1 y etr1 tratadas con
2,4-D o el precursor de etileno ACC, presentaban
pelos radiculares más largos respecto a las no tratadas.
Por otra parte, las mutantes axr1 en presencia de
ACC produjeron pelos radiculares ectópicos, al igual
que un patrón inusual de pelos largos seguido por
regiones que carecían de ellos. Este mismo grupo
de investigadores, señalaron que la mutante axr12
presentaba distribuciones fluctuantes en la longitud
de los pelos radiculares. Los autores sugirieron que
las auxinas y el etileno estaban implicados en el
alargamiento normal de los pelos radiculares. Por
otra parte, Lee y Cho (2006), reportaron mediante el
uso de líneas de sobreexpresión de la cinasa PINOID
(PID) (regulador de eflujo de auxinas a través de la
fosforilación de las proteínas PIN) que dicha proteína
influye en el crecimiento de pelos radiculares de
Arabidopsis.
La iniciación del crecimiento de los pelos
radiculares está regulada en gran medida por la
expresión de genes relacionados con la señalización de
auxinas (Cho y Cosgrove,2002).Benková etal. (2003)
propusieron que el flujo local de auxinas modula la
formación de algunos órganos en plantas; Cho et
al. (2007) propusieron un modelo donde PINOID
activa a los transportadores de eflujo de auxinas,
causando fluctuaciones en la elongación de los pelos
radiculares. Además, indicaron que niveles bajos
de auxinas inducen la iniciación del pelo radicular,
mientras que concentraciones más altas promueven
el crecimiento de estas células. En dicho estudio
también mostraron que la glicoproteína 4, presenta
una función comparable a los transportadores de
auxina en los pelos radiculares en Arabidopsis. Jones
et al. (2009) mostraron que el transporte de auxinas
a través de los atricoblastos sostiene el crecimiento
de los pelos radiculares. Además de las auxinas
requeridas para el crecimiento de estas células, se
ha sugerido que los esteroles están involucrados en
el crecimiento unidireccional (Ovecka et al., 2010).
Recientemente, Ganguly et al. (2010) reportaron
que la sobreexpresión de los transportadores de
Figura 3.2. Estructura de las raíces de Arabidopsis. (A) Dibujo
de una sección transversal mostrando la organización celular. (B)
Meristemos de la raíz de plantas silvestres, (C) Mutantes caprice (cpc).
(D) Fenotipo de mutantes wer y línea de sobre expresión 35S::CPC
(Modificado de Wada et al., 2002).

5. Capitulo 3. Mecanismos del crecimiento unidireccional de estructuras celulares
31
eflujo PIN1, 2, 3, 4, 7 y 8 inhibe el crecimiento de
los pelos radiculares debido a la gran disminución de
auxinas en dichos órganos y que dicha inhibición era
restaurada mediante la suplementación externa de
AIA, lo que indica que la auxina es necesaria para el
crecimiento de los pelos.
3.4. Movimiento vesicular en la zona de
crecimiento
El movimiento de las vesículas en la zona de
crecimiento se ha estudiado en tubos polínicos
observando que dicho movimiento es altamente
coordinado y dinámico. Se ha reportado que las
vesículas siguen principalmente tres rutas; a) la
endocítica, donde la entrada de vesículas se establece
principalmente a partir de la punta de crecimiento
con vesículas de tamaños pequeños principalmente
de alrededor de 150 a 400 nm. b) la exocítica,
determinada en la zona circundante a la endocítica,
donde las vesículas presentan tamaños entre los 400
a 500 nm y finalmente por debajo de ésta se localiza
la zona endo-exocítica (c), en la cual la dinámica del
movimiento de vesículas presenta menor recambio
y las vesículas pueden converger en su localización
en compartimentos intracelulares. Las vesículas de
esta última zona, son de mayor tamaño con un rango
desde 600 a 1000 nM (Fig. 3.3) (Zonia y Munnik,
2008).
3.5. Componentes de la membrana plasmática
involucrados en el crecimiento de los pelos
radiculares
Un fosfolípido de la membrana implicado en el
crecimiento de los pelos radiculares y del tubo polínico
es el fosfatidilinositol 4,5-difosfato (PtdIns(4,5)P),
el cual es producto de la fosfatidil inositol fosfato 5
cinasa 3 (PIP5K3). PtdIns(4,5)P funciona como una
señal sitio especifica en la membrana para promover
la reorganización y el tráfico de membranas. La
localización del PtdIns(4,5)P, determinada mediante
la línea reportera PIP5K3-YFP en los ápices de
crecimiento y su paulatina desaparición coincidió con
una disminución en la tasa de elongación de los pelos
radiculares y tubos polínicos. Lo anterior sugiere
que este fosfolípido juega un papel importante en
el crecimiento. Dicha interpretación fue reforzada,
por las observaciones en las mutantes de inserción de
T-DNA, las cuales presentan una expresión reducida
de PIP5K3 y cuyo fenotipo mostró pelos radiculares
significativamente más cortos que la planta silvestre.
En contraste, las líneas de sobreexpresión de PIP5K3,
mostraron pelos radiculares largos y múltiples sitios
de ramificación en un solo tricoblasto (Kusano et al.,
2008). La función de la fosfatasa fosfatidilinositol-4-
fosfato (PI(4)P fosfatasa) cuyo producto es el PI(3)
P, también ha sido implicada en el desarrollo de
pelos radiculares, debido a que la mutante ROOT
HAIR DEFECTIVE4 rhd4, presentó defectos
en el establecimiento del polo de crecimiento y
la posterior elongación de los pelos radiculares,
dando como resultado un fenotipo de pelos cortos
y formación de abultamientos a lo largo de toda su
longitud (Thole et al., 2008). Mediante microscopía
de fluorescencia, en los pelos radiculares de la
mutante rhd4-1, se analizó la dinámica membranal
después de etiquetar con RabA4b -un marcador de
tráfico membranal polarizado- a los pelos radiculares.
Este análisis reveló en la mutante rhd4 una pérdida
estocástica y recuperación de los compartimentos
Figura 3.3. Incorporación de vesículas y recuperación de la
membrana plasmática en la región apical de los tubos polínicos en
crecimiento. (A) El tubo polínico dirige fuertemente su crecimiento
y las regiones incorporadas recientemente en la punta y determinan
la zona de expansión celular. (B) ilustración sobre la dinámica de
vesículas durante el crecimiento del tubo polínico. La recuperación
endocítica de membrana plasmática ocurre a lo largo del domo apical.
La exocitosis se lleva a cabo en la región adyacente (Modificado de
Zonia y Munnik, 2008).
Crecimiento
Endocitosis
Exocitosis
Endocitosis

6. 32
de RabA4b en las puntas de los pelos radiculares en
crecimiento, consistente con el papel de la proteína
RDH4 en la regulación del tráfico membranal
en estas células. El gen RHD4, se encontró que
codifica para una fosfatasa de fosfoinosítidos tipo
Sac1. En estudios in vitro, dicha enzima mostró
preferencia por el fosfatidil inositol-4-fosfato PI(4)P,
mientras que in vivo, las raíces de las mutante rhd4-1
acumularon altos niveles de PI(4)P. Se ha observado
que en pelos radiculares de plántulas silvestres, el
PI(4)P se acumula principalmente en la zona de
crecimiento, mientras que en las mutantes rhd4-1
se detectaron niveles significativos de PI(4)P en las
membranas internas. La fusión de la proteína verde
fluorescente con RHD4 determinó su localización en
la membrana de las puntas de los pelos radiculares
en crecimiento. Los autores proponen que RHD4
es reclutada selectivamente por RabA4b, el cual está
involucrado en la expansión polarizada de los pelos
radiculares y que en conjunto con la fosfoinosítido
cinasa PI-4Kb, RHD4 regula la acumulación de
PI(4)P en los compartimentos membranales de las
zonas de crecimiento de los pelos radiculares (Thole
et al., 2008).
Ademásdelosfosfoinosítidos,otroscomponentes
abundantes de la membrana plasmática son los
esteroles,que se acumulan particularmente en el ápice
de los pelos radiculares. En Arabidopsis thaliana, esta
acumulación es especifica en los tricoblastos, durante
las etapas anteriores a la formación del abultamiento
y en la punta de crecimiento durante la elongación
del pelo radicular, mostrando una distribución
uniforme en los pelos radiculares maduros. Así,
estos esteroles estructurales pueden servir como un
marcador para la iniciación del crecimiento de los
pelos radiculares. Además dichas moléculas, también
señalan los eventos de ramificación en mutantes
con pelos radiculares ramificados. Los esteroles se
detectan usando a la flipina (fluorocromo que forma
complejos con esteroles estructurales de la membrana)
y mediante tal técnica se detectó que su localización
ocurre en la zona de crecimiento. Lo anterior sugiere
que la distribución y acumulación apical de esteroles
puede regular el tráfico vesicular y las propiedades de
la membrana plasmática durante la formación del
abultamiento de la zona de crecimiento de los pelos
radiculares en Arabidopsis (Ovecka et al., 2010).
Otros componentes de la membrana plasmática
también participan en el mantenimiento de los
sitios de crecimiento de los pelos. En Arabidopsis
se ha observado que ROOT HAIR DEFECTIVE
2, reduce la oxidasa del nicotinamida adenina
dinucleótido fosfato (RHAD2 NADPH), lo que
incrementa las especies reactivas de oxigeno (ROS)
y estimula el influjo de Ca2+
al citoplasma. Se sabe
que este último es requerido para el crecimiento de
los pelos radiculares y se ha determinado que el Ca2+
a su vez, puede activar a la RHD2 NADPH para
producir ROS en la punta del pelo radicular, juntos
estos componentes establecen una retroalimentación
positiva que mantiene un sitio activo de crecimiento
en las células en expansión (Takeda et al., 2008).
3.6. Cascadas de señalización implicadas en el
crecimiento direccional
Se ha demostrado que la movilización de vesículas es
un proceso importante en el crecimiento de los pelos
radiculares, a partir de zonas de la membrana ricas
en fosfolípidos (Lee et al., 2010; Kusano et al., 2008;
Thole et al., 2008; Lee et al., 2008 a, b). La formación
de vesículas está estrechamente relacionado con la
producción de especies reactivas de oxigeno (ROS).
La inactivación de la cinasa PI3K (cuyo producto es
Ptdlns3P) mediante el inhibidor LY294002,ocasionó
una disminución en la cantidad de ROS en la zona
de crecimiento del pelo radicular, así como también
una disminución de vesículas que contienen ROS
(Lee et al., 2008a). Lo anterior sugiere que las balsas
lipídicas producto de la actividad de PI3K actúan
como una señal para la movilización de NADPH y
ROS. Los autores proponen que dicha movilización
podría efectuarse de tres formas: primera, a través
de la ruta de recirculación endocítica que afectaría
la actividad o distribución de la NADPH oxidasa
(NOX) localizada en la membrana plasmática,
cambiando la producción de ROS fuera de la célula.
Segunda, PI3K alteraría el importe al citosol de
las ROS producidas exógenamente. La difusión de
ROS a través de la membrana lipídica es baja y la
endocitosis mediada por PI3P podría contribuir a
la transferencia de las ROS hacia el interior de las
células. Finalmente, NOX podría ser reclutada a los
endosomas donde se localiza el PI3P y producir ROS
dentro de los endosomas (Fig. 3.4) (Lee et al., 2010).
Otro ejemplo de cascadas de señalización
implicadas en el crecimiento polarizado es la ruta
MAPK, reportada por Samaj et al. (2002), donde
los autores analizaron la función de SIMK de alfalfa
(homólogo a la AtMAPK6) durante la formación

7. Capitulo 3. Mecanismos del crecimiento unidireccional de estructuras celulares
33
de los pelos radiculares. Los autores observaron que
en células epidérmicas, la localización de SIMK es
predominantemente nuclear y durante la formación
de los pelos radiculares se redistribuye al citoplasma
en los extremos del crecimiento de pelos radiculares,
donde se ensambla con una red densa de F-actina.La
despolarización de actina por latrunculina B,permitió
la relocalización de SIMK al núcleo e inversamente
la estabilización de la actina por jasplacinólido
(estabilizador de las hebras de F-actina), provocó
que SIMK co-localizara con las hebras densas de
actina en el citoplasma. También se observó que
latrunculina B y el jasplacinólido activaron a SIMK
en un cultivo celular derivado de raíz. La pérdida
de la función de SIMK en la extremidad de pelos
radiculares y de actina, inducida por el inhibidor
(UO 126) específico de la cinasa MAPKK, resultó
en la formación de pelos radiculares aberrantes
debido a que UO 126 inhibió los blancos de las
vesículas de tráfico y polarizó el crecimiento de los
pelos radiculares. En contraste, la sobrexpresión de
SIMK indujo un crecimiento rápido en las puntas
de los pelos radiculares; todas estas observaciones,
permitieron a los autores sugerir que SIMK juega un
papel crucial en la elongación de dichas células.
Por otra parte, análisis de la expresión de MPK4
mediante la línea reportera proMAP4:GUS, revelaron
que el patrón de expresión se localiza en mayor
medida en las células epidérmicas y particularmente
en los zonas de formación de pelos radiculares,
mientras que la inhibición de MAPKK (con el
inhibidor de las cinasas, PD98059), causó efectos
negativos en los microtúbulos detectados en la línea
reportera 35S:GFP:MBD. Los resultados antes
mencionados permitieron proponer que la MAPK4
regula la organización de los microtúbulos durante el
crecimiento polarizado (Beck et al., 2010). La cinasa
blanco de la rapamicina (TOR), es un regulador
del crecimiento evolutivamente conservado que
forma un complejo ternario con la proteína FKP12
y la rapamicina. Recientemente se analizó el efecto
de la rapamicina en líneas de baja expresión de
FKP12 (fkp12-1 y fkp12-1) insensibles al inhibidor
rapamicina y de sobrexpresión de HsFKP12. Los
resultados mostraron que en las líneas de baja
expresión, el crecimiento de los pelos radiculares
inducido con glucosa y tratadas con rapamicina no
se veía afectado; en tanto que el mismo tratamiento
en las líneas de sobreexpresión mostró que estas
carecían por completo de pelos, lo que sugirió que
el crecimiento de tales estructuras depende de TOR
(Xiong y Sheen, 2012).
3.7. Cinasas implicadas en la morfogénesis de
las dendritas
El crecimiento de las dendritas es de tipo polarizado
y se encuentra regulado por varias vías de señalización
como de las proteínas cinasas activadas por mitógenos
(MAPK). Esta vía transduce señales extracelulares
de la membrana celular hacia eventos nucleares,
regulando múltiples procesos como la formación de
Figura 3.4. Posibles mecanismos que modulan la generación de ROS dependientes de PI3K en los pelos radiculares. Primero, la ruta de
recirculación endocítica puede afectar la actividad o distribución de la NOX localizada en la membrana plasmática, cambiando la producción de
ROS fuera de la célula (1). PI3K puede afectar el importe al citosol de ROS producidas exógenamente (2). Finalmente, NOX puede ser reclutada
a los endosomas donde se localiza el PI3P, y producir ROS dentro de los endosomas (3) (Lee et al., 2010).

8. 34
ramificaciones en dendritas, mediante la síntesis de
proteínas de unión a actina (Wu et al., 2001; Koh et
al., 2002).
La ruta de señalización PI3K/Akt (fosfatidil
inositol 3 cinasa) ha sido implicada en la regulación
del tamaño celular a través de la coordinación de
la plasticidad de la sinapsis (Tang et al., 2002;
Cammalleri et al., 2003). Además, se ha reportado
que la ruta Ras-PI3K-Akt-mTOR juega un papel
relevante en la regulación de una gran cantidad de
procesos involucrados en la formación de dendritas.
PI3K-Akt-mTOR controlan el cuerpo y el tamaño
de las dendritas mediante la activación coordinada
con la ruta Ras-MAPK. Al inhibir PI3K o mTOR
se reduce el cuerpo, tamaño y complejidad de
las dendritas, además de presentarse una menor
densidad de filopodios (proyecciones citoplasmáticas
delgadas de las neuronas precursoras de las
dendritas), mientras que las células que expresan
constitutivamente a Ras, PI3K o Akt, mostraron un
aumento en la ramificación, lo que sugiere que dichas
cinasas son clave para el desarrollo, tamaño y forma
de las dendritas (Kumar et al., 2005).
3.8. El citoesqueleto en el crecimiento de los
pelos radiculares
El desarrollo de los pelos radiculares comprende
cuatro estados: selección del sitio de formación
de abultamiento, formación del abultamiento,
crecimiento unidireccional y maduración. El
citoesqueleto de actina está involucrado en todos
estos estadios y en los diferentes eventos del
crecimiento. Además de la actina, sus isoformas
también juegan distintos roles en los diferentes
procesos. El citoesqueleto de actina está regulado
por proteínas de unión a actina, tales como la
formina, el complejo Arp2/3, la profilina, el factor
de despolimerización de actina y la villina; así como
por algunas señales río arriba como el calcio, los
fosfolípidos y las GTPasas que regulan la actividad
de estas proteínas de unión a actina para producir
la configuración apropiada. El modelo propuesto
para la dinámica del citoesqueleto muestra que en
las puntas de los pelos radiculares, la polimerización
de actina está facilitada por el complejo ARP2/3,
activado por las GTPasas y la profilina; esta última
es regulada por la cinasa de la fosfatidilinositol 4,5
difosfato. Mientras tanto, la despolimerizacion de
actina y su entrega está estrechamente mediada por
la villina y el factor de despolimerización de actina el
cual es activado por el calcio, en tanto que las fibras
de actina son producidos por la formina y la villina
(Fig. 3.5).
El citoesqueleto de actina tiene una función
dinámica durante el desarrollo de los pelos radiculares
y tiene afectaciones en las células epidérmicas de la
mutante rhd4-1 de Arabidopsis, en las mutantes Sac1
de levaduras (Foti et al., 2001), y Sac1 de Arabidopsis
(Zhong et al., 2005). En Arabidopsis, la mutante rhd4
que codifica a una fosfatasa causa defectos similares
en la organización de actina, observados con el uso
del marcador de filamentos de actina GFP-FABP2
(Voigt et al., 2005). Después de la migración y la
reorganización del citoesqueleto de los tricoblastos,
uno de los indicios detectables de la iniciación del
pelo radicular es la alcalinización del citoplasma
y la acidificación en la pared celular en el área de
protrusión del futuro pelo radicular (Bibikova et
al., 1998). La acidificación apoplástica local se ha
determinado experimentalmente y es necesaria para el
crecimiento del pelo radicular,ya que en tratamientos
con soluciones amortiguadoras se evita la iniciación
del pelo de una manera rápida, aunque esto puede ser
reversible. Sin embargo, no se detectaron gradientes
de pH después del establecimiento de la punta de
crecimiento del pelo, sino que se observaron pHs
citoplásmicos altos que inhibieron el crecimiento,
mientras que los bajos causaron la formación del pelo
(Bibikova et al., 1998). Por otra parte, Schiefelbein
et al. (1992) encontraron que el calcio extracelular
es requerido para el crecimiento del pelo (0.3-3.0
μM Ca2+
) y un gradiente extracelular de calcio fue
detectado en la punta del pelo, dicho gradiente no
fue detectado en células vecinas que no están en
crecimiento. La generación artificial de gradientes de
Ca2+
, indicó que el establecimiento de tal gradiente,
es suficiente para iniciar el crecimiento del pelo.
Los microfilamentos de actina han sido
observados in vivo en pelos radiculares con el uso
de la proteína verde fluorescente (GFP). La F-actina
forma una malla densa en el domo del pelo y en el
ápice de la punta de crecimiento y presenta fibras
menos densas que aparecen en el área basal del
pelo radicular (Baluska et al., 2000). La ruptura de
los micro filamentos de F-actina por el fármaco
latrunculina B que secuestra a la G actina, arresta
el crecimiento de los pelos de Arabidopsis y maíz
(Bibikova et al., 1999; Baluska et al., 2000). Las
células de los pelos de Arabidopsis que crecen en

9. Capitulo 3. Mecanismos del crecimiento unidireccional de estructuras celulares
35
ÁpiceBase Sub ápice
Núcleo
Núcleo
Núcleo
Activación
Inhibición
Cables de actina
Filamentos de actina
Fragmentos de actina
G-actina
Calcio
PI(4,5)P2
Canal de calcio
Figura 3.5. Modelo para el control del citoesqueleto de actina en diferentes estados del desarrollo de los pelos radiculares. (A) Esquema de
la arquitectura y su regulación en los estados de iniciación de los pelos radiculares. ROPs contribuyen a la polimerización de actina en la zona de
iniciación. (B) Esquema de la arquitectura y su regulación en el estado de elongación. El calcio facilita el desensamble de actina entre las ROPs
y la PI(4,5)P2, lo que resulta en la despolimerización de la actina en la punta. (C) Esquema de la arquitectura de actina y su regulación en los
pelos radiculares maduros. El calcio, PI(4,5)P2 y ROPs desaparecen en la punta y las uniones de actina están distribuidas en el pelo radicular
(Modificado de Pei et al., 2012).
presencia de bajas concentraciones de latrunculina
B son rectas y se extienden perpendicularmente al
eje de la raíz (Bibikova et al., 1999). Los resultados
anteriores sugieren que la actina es esencial en el
mantenimiento del crecimiento localizado de las
células del pelo. Sin embargo, cuando la F-actina está
ausente en la membrana plasmática, el abultamiento
del pelo es inestable y la punta se deforma ligeramente
(Baluska et al., 2000).
3.9. Regulación del citoesqueleto en el
crecimiento neuronal
El crecimiento neuronal depende de los cambios en
el citoesqueleto de las dendritas constituido por los
microfilamentos y microtúbulos, estos componentes
están formados por polímeros dinámicos de actina
y tubulina. El balance entre la polimerización y
despolimerizaciónes unprocesoaltamentecontrolado
donde los microtúbulos inician la polimerización en

10. 36
el centro de nucleación localizado en la parte central
de la dendrita (Kirshner y Mitchison, 1986). Estos
microtúbulos son transportados desde el cuerpo de
la célula dentro de la dendrita en desarrollo, usando
las proteínas motoras CHO1/MKLP1 (Sharp et al.,
1997).Duranteelcrecimientorápidolosmicrotúbulos
son dinámicamente inestables, pero pueden volverse
más estables si el final del polímero en crecimiento
es cubierto por proteínas asociadas a microtúbulos
–MAPs- (Matus, 1988), MAP2 es el sustrato de la
cAMP cinasa de calmodulina dependiente de calcio
(Mitchison y Kirshner, 1988) la fosforilación en
estas MAPs disminuye la capacidad de promoción
de la polimerización.
3.10. Conclusiones
El crecimiento polarizado o unidireccional está
ampliamente conservado en múltiples organismos
y tipos celulares como tricomas, tubo polínico, pelos
radiculares,rizoidesdealgas,hifasfúngicasydendritas
neuronales. Además,losprocesosquedeterminaneste
tipo de crecimiento presentan gran homología en la
dinámica del movimiento de vesículas o del rearreglo
del citoesqueleto. También han sido implicados
en dicho crecimiento, la localización polar de
componentes de membrana como los fosfoinosítidos
y los esteroles estructurales. La sensibilidad que
presenta el modelo de crecimiento polarizado y la
sencillez en la identificación de patrones anormales
de crecimiento, los cuales están determinados por el
rearreglo del citoesqueleto y el movimiento vesicular
han permitido entender en parte, cómo se regulan
dichos procesos y los mecanismos que determinan el
crecimiento unidireccional.
3.11. Referencias
Baluska F., Volkmann D. y Barlow P.W. 2000. Actin-
based domains of the ‘cell periphery complex’ and their
associations with polarized ‘cell bodies’ in higher plants.
Plant Biol. 2: 253-267.
Beck M.,Komis G.,Muller J.,Menzel D.y Samaj J.2010.
Arabidopsis homologs of nucleus-and phragmoplast-
localized kinase 2 and 3 and Mitogen-Activated Protein
Kinase 4 are essential for microtubule organization.
Plant Cell 22:755-771
Benkova E., Michniewicz M., Sauer M., Teichmann T.,
Seifertova D.,Jurgens G.y Friml J.2003.Local,efflux-
dependent auxin gradients as a common module for
plant organ formation. Cell 115: 591–602
Bibikova T.N., Jacob T., Dahse I. y Gilroy S. 1998.
Localized changes in apoplastic and cytoplasmic pH
are associated with root hair development in Arabidopsis
thaliana. Development 125:2925–2934
Cammalleri M., Lutjens R., Berton F., King A.R.,
Simpson C., Francesconi W. y Sanna P.P. 2003.Time-
restricted role for dendritic activation of the mTOR-
p70S6K pathway in the induction of late-phase long-
term potentiation in the CA1. Proc. Natl. Acad. Sci. USA.
100:14368 –14373.
Cho H.T. y Cosgrove D.J. 2002. The regulation of
Arabidopsis root hair initiation and expansin gene
expression. Plant Cell 14: 3237–3253
Cho M., Lee O.R., Ganguly A. y Cho H.T. 2007. Auxin-
signaling: short and long. J. Plant Biol. 50: 79–89
Duan Q., Kita D., Li C., Cheung A.Y. y Wu H.M.
2010. FERONIA receptor-like kinase regulates RHO
GTPase signaling of root hair development. Proc. Natl.
Acad. Sci. USA. 41: 17821–17826
Foti M., Audhya A. y Emr S.D. 2001. Sac1 lipid
phosphatase and Stt4 phosphatidylinositol 4-Kinase
regulate a pool of phosphatidylinositol 4-phosphate
that functions in the control of the actin cytoskeleton
and vacuole morphology. Mol. Biol. Cell 12:2396-2411
Ganguly A., Lee S.H., Cho M., Lee O.R., Yoo H. y Cho
H.T. 2010. Differential auxin-transporting :activities of
PIN-FORMED proteins in Arabidopsis root hair cells.
Plant Physiol. 153: 1046-1061
Ishida T., Kurata T., Okada K. y Wada T. 2008. A genetic
regulatory network in the development of trichomes
and root hairs. Annu. Rev. Plant Biol. 59, 365–386
Jones A.R., Kramer E.M., Knox K.,Swarup R., Bennett
M.J., Colin M.L., Leyser H.M. y Grierson C.S. 2009.
Auxin transport through non-hair cells sustains root-
hair development. Nat. Cell Biol. 11: 78–84
Kirshner M. y Mitchison T. 1986. Beyond self-assembly:
from micro-tubules to morphogenesis. Cell 45:329-342
Koh Y.H., Ruiz-Canada C., Gorczyca M. y Budnik V.
2002.The Ras1-mitogen activated protein kinase signal
transduction pathway regulates synaptic plasticity
through fasciclin II-mediated cell adhesion. J. Neurosci.
22: 2496 –2504.
Kumar V., Zhang M.X., Swank M.W., Kunz J. y Wu
G.Y. 2005. Regulation of dendritic morphogenesis by
Ras–PI3K–Akt–mTOR and Ras–MAPK signaling
pathways. J. Neurosci. 49:11288 –11299
Kusano H., Oka A., Testerink C., Munnik T., Vermeer
J.E., Aoyama M., Tsuge T. y Shimada H. 2008. The
Arabidopsis phosphatidylinositol phosphate 5inase
PIP5K3 is a key regulator of root hair tip growth. Plant
Cell 20: 367–380
Lee Y., Teun M. y Lee Y. 2010. Plant Phosphatidylinositol
3-Kinase. In: Lipid Signaling in Plants. T. Munnik (Ed.),
(Vol. 16, pp. 95-106): Springer Berlin Heidelberg.
Lee Y., Bak G., Choi Y., Chuang W.-I., Cho H.-T. y Lee
Y. 2008a. Roles of phosphatidylinositol 3-kinase in root
hair growth. Plant Physiol. 147:624–635.

11. Capitulo 3. Mecanismos del crecimiento unidireccional de estructuras celulares
37
Lee Y., Kim E.-S., Choi Y., Hwang I., Staiger C.J.,
Chung Y.-Y. y Lee Y. 2008b. The Arabidopsis
phosphatidylinositol-3-kinase is essential for pollen
development. Plant Physiol. 147:1886–1897
Lee S.H. y Cho H-T. 2006. PINOID positively regulates
auxin efflux in Arabidopsis root hair cells and tobacco
cells. Plant Cell 18:1604-1616
Leyser O.H.M., Lincoln A.C., Timpte C., Lammer
D. Turner J. y Estelle M. 1993. Arabidopsis auxin-
resistance gene AXR1 encodes a protein related to
ubiquitin-activating enzyme E1. Nature 364:161-16
Leyser O., Pickett B.F., Dharmasiri S. y Estelle M.1996.
Mutations in the AXR3 gene of Arabidopsis result in
altered auxin response including ectopic expression
from the SAUR-AC1 promoter. Plant J. 10: 403-413.
Libault M., Brechenmacher L., Cheng J., Xu D. y Stacey
G. 2010. Root hair system biology. Trends Plant Sci.
15: 641–650.
Masucci J.D. y Schiefelbein J.W. 1996. Hormones act
downstream of TTG and GL2 to promote root hair
outgrowth during epidermis development in the
Arabidopsis root. Plant Cell 8:1505–1517.
Matus A. 1988. Microtubule associated Proteins: Their
Potential role in determining neuronal morphology.
Annu. Rev. Neurosci. 11:29-44
Mitchison T. y Kirshner M. 1988. Cytoskeletal dynamics
and nerve growth. Neuron. 1:761-772
Ovecka M., Lichtscheidl I. K,. Berson T., Beck M.,
Derksen J., Samaj J. y Baluska F. 2010. Structural
sterols are involved in both the initiation and tip growth
of root hairs in Arabidopsis thaliana. Plant Cell 22: 2999–
3019
Parker J.S., Cavell A.C., Dolan L., Roberts K. y Grierson
C.S. 2000. Genetic interactions during root hair
Morphogenesis in Arabidopsis. Plant Cell 12:1961-1974
Pei W., Du F, Zhang Y., He T. y Ren H. 2012. Control of
the actin cytoskeleton in root hair development. Plant
Sci. 187:10–18
PittsR.J.,CernacA.yEstelleM.1998.Auxin and ethylene
promote root hair elongation in Arabidopsis. Plant J. 16:
553–560.
Samaj J., Ovecka M., Hlavacka A., Lecourieux F.,
Meskiene I., Lichtscheidl I., Lenart P., Salaj J.,
Volkmann D., Brögre L., Baluska F. y Hirt H. 2002.
Involvement of the mitogen-activated protein kinase
SIMK in regulation of root hair tip growth. EMBO J.
21: 3296-3306.
Sharp D.J., Yu W., Ferhat L., Kuriyama R., Rueger D.C.
y Bass P.W. 1997. Identification of a microtubule-
associated motor protein essential for dentritic
differentiation. J. Cell. Biol.138:8833-843
Schiefelbein J., Galway M., Masucci J. y Ford S. 1993.
Pollen tube and root hair tip growth is disrupted in a
mutant of Arabidopsis. Plant Physiol. 103:979–985.
Tang S.J.,Reis G.,Kang H.,Gingras A.C.,Sonenberg N.,
y Schuman E.M. 2002. A rapamycin-sensitive signaling
pathway contributes to long-term synaptic plasticity in
the hippocampus. Proc.Natl.Acad.Sci.USA.99:467– 472.
Takeda S., Gapper C., Kuchitsu K., Dolan L., Kaya,
H. y Bell E. 2008. Local positive feedback regulation
determines cell shape in root hair cells. Science 319: 1241-
1244
Thole J.M. Vermeer, J.E.M. Yanling Z. Gadella Jr., T.W.J.
y Nielsen E. 2008. ROOT HAIR DEFECTIVE4
encodes a phosphatidylinositol-4-phosphate phosphatase
required for proper root hair development in Arabidopsis
thaliana. Plant Cell 20: 381–395
Voigt B., Timmers A.C.J., Šamaj J., Hlavacka A., Ueda
T., Preuss M., Nielsen E., Mathur J., Emans N.,
Stenmark H., Nakano A., Baluška F. y Menzel D.
2005. Actin-based motility of endosomes is linked to
the polar tip-growth of root hairs. Eur. J. Cell Biol. 84:
609-621
Wada T., Kurata T., Tominaga R., Koshino-Kimura Y.,
Tachibana T., Goto K., Marks M.D. Shimura Y. y
Okada K. 2002. Role of a positive regulator of root hair
development, CAPRICE, in Arabidopsis root epidermal
cell differentiation. Development 129: 5409-5419
Wu G.Y., Deisseroth K., y Tsien R.W., 2001. Spaced
stimuli stabilize MAPK pathway activation and its
effects on dendritic morphology. Nat. Neurosci. 4:151–
158
Xiong Y. y Sheen J. 2012. Rapamycyn and glucose-target
of rapamicin (TOR) protein signaling in plants. J. Biol.
Chem. 287:2836-2842
Zhang X., Dyachokb J., Krishnakumara S., Smith
L.S. y Oppenheimer D.G. 2005. IRREGULAR
TRICHOME BRANCH1 in Arabidopsis encodes
a plant homolog of the actin-related protein 2/3
complex activator Scar/WAVE that regulates actin and
microtubule organization. Plant Cell 17:2314-2326
Zhong R., Burk H.D., Naim C.J., Wood-Jones A.,
Morrison I.W.H. y Ye Z.-H. 2005. Mutation of
SAC1, an Arabidopsis SAC domain phosphoinositide
phosphatase, causes alterations in cell morphogenesis,
cell wall synthesis, and actin organization. Plant Cell
17: 1449-1466
Zonia L. y Munnik T. 2008. Vesicle trafficking dynamics
and visualization of zones of exocytosis and endocytosis
in tobacco pollen tubes. J. Exp. Bot. 4:861–873.

12. 38