Este documento descreve o processo de cromatografia gasosa para separar e identificar os componentes de óleos comestíveis através da análise de seus ácidos graxos. O processo envolve a saponificação do óleo para liberar os ácidos graxos, seguida pela esterificação dos ácidos graxos para torná-los voláteis o suficiente para serem analisados por cromatografia gasosa. A composição de ácidos graxos é então usada para identificar o óleo e verificar sua pureza.

1. Cromatografia gasosa
Técnica de separação dos componentes de uma amostra, distribuídos em duas
fases (estacionáriae móvel). A fase móvel elui entre os interstícios ou sobre a superfície
da fase estacionária resultando numa migração diferencial dos componentes da amostra.
A cromatografia só servirá para identificar espécies químicas se combinada com
química convencional ou instrumental, pois sozinha não é adequada para identificação
qualitativa positiva e conclusiva.
A cromatografia é classificada de acordo com a polaridade das duas fases da
seguinte maneira:
Critério de Cromatografia
classificação
Técnica Planar Em coluna
Fase móvel Líquido Gás Fluido Líquido
supercrítico
Fase L S FL L S F S FL L S FL
estacionária L
Tipo de
cromatografia CP CCD CCD CGL CGS CGFL CSS CSFL CLL CLS CE CLFL CTI CB
L: Líquido CSS: cromatografia supercrítica sólida
S: sólido CSFL: cromatografia supercrítica de
FL: fase ligada fase ligada
CP: cromatografia em papel CLL: cromatografia líquida líquida
CCD: cromatografia em camada CLS: cromatografia líquida sólida
delgada CE: cromatografia de exclusão
CGL: cromatografia gasosa líquida CLFL: cromatografia líquida de fase
CGS: cromatografia gasosa sólida ligada
CGFL: cromatografia gasosa de fase CTI: cromatografia de troca iônica
ligada CB: cromatografia de bioafinidade
A cromatografia gasosa é uma das técnicas mais usadas na química analítica de
componentes orgânicos, em laboratórios tanto de indústrias como de universidades. É

2. uma técnica de separação em que a fase móvel (FM) é um gás e a fase estacionária (FE)
pode ser um líquido (CLG) ou um sólido (CSG).
As vantagens são as seguintes: rapidez, alto poder de separação e resolução,
alta sensibilidade, exige amostras em pequenas quantidades. Quanto às desvantagens,
pode-se destacar: análise somente de componentes voláteis, preparação da amostra
trabalhosa, não é uma técnica qualitativa eficiente, fornece apenas quantidades em µg e
mg dos componentes separados na amostra.
O processo físico básico de separação na CSG é por adsorção (FE é uma
sólido), enquanto na CLG é por partição (FE é um líquido), sendo essa última técnica
mais popular. A FM é sempre um gás, que deve ser inerte, pois terá a função de apenas
transportar os componentes da amostra através da coluna, sem nenhum tipo de afinidade
entre eles.
A aplicabilidade da cromatografia gasosa inclui a análise de lipídeos, n-alcanos
até C100, triglicerídeos, oligossacarídeos, oligômeros de resinas, porfirinas, produtos
naturais, ciclodextrinas e outros tipos de amostras.
A cromatografia gasosa só é útil para amostras gasosas, compostos voláteis e
termicamente estáveis. Caso isso não aconteça, é necessário fazer reações de derivação,
onde as mais comuns são alquilação e a esterificação.
Objetivo da prática
Familiarizar o estudante com a operação de um cromatógrafo a gás e detectar a
pureza ou possíveis fraudes em óleos comestíveis, através da sua composição em ácidos
graxos.
Metodologia de esterificação de óleos para cromatografia gasosa
Materiais e reagentes
Solução de NaOH-MeOH 0,5N
o 2g de NaOH p/ 100 mL de metanol
Solução esterificante: NH4Cl – H2SO4 – MeOH
o 10g de NH4Cl (cloreto de amônio) dissolvidos lentamente em 300 mL de
MeOH, seguido por 15 mL de H2SO4 concentrado, adicionado em
pequenas porções com agitação.

3. Solução saturada de NaCl
Banho-maria
Tubos de ensaio com tampas de rosca de 30ml e 70ml
Microsseringas de 10µL
Padrões de ácidos graxos
I – Saponificação
1 – Pesar 30 a 100mg (0,03 a 0,1g) da amostra de óleo em tubo de ensaio com tampa;
2 – Adicionar 4 mL de NaOH-MeOH 0,5 N ao tubo;
3 – Fechar o tubo e aquecer em banho de ebulição até dissolução dos glóbulos de
gordura e a solução ficar transparente (3 a 5 min);
4 – Esfriar o tubo em água corrente o mais rápido possível;
II – Esterificação
5 – Adicionar 5 mL do reagente esterificante (NH4Cl – H2SO4 – MeOH);
6 – Fechar e agitar o tubo;
7 – Aquecer em banho de água fervente por 5 min;
8 – Esfriar o tubo em água corrente o mais rápido possível;
9 – adicionar 4 mL de solução saturada de NaCl;
10 – Fechar o tubo e agitar com força por 30 segundos;
11 – Adicionar 5 mL de solvente (hexano ou éter de petróleo);
12 – Agitar com força por 30 segundos;
13 – Deixar em repouso;
14 – Injetar alíquota do sobrenadante no CG.
Análise qualitativa e quantitativa
Identificar os picos do cromatograma, comparando os tempos de retenção (tr)
com os padrões de ácidos graxos.
Fazer um gráfico do logaritmo do tempo de retenção dos ésteres de ácidos
graxos versus o seus número de carbonos. Identificar os picos cujos padrões não
estejam disponíveis.

4. Quantificar os picos por normalização interna, isto é, a porcentagem relativa de
cada pico será calculada pela razão entre a área do pico e o somatório das áreas de todos
os picos do cromatograma.
% pico 1 = área do pico 1
Área total de todos os picos
Análise dos resultados
Identificar a amostra de óleo, verificando a pureza ou possível adulteração,
com base no perfil de ácidos graxos encontrado comparando com os perfis de óleos e
gorduras apresentados na Tabela de Noller (1965), descrita abaixo:
Óleos Composição de ácidos graxos (%)
Mirístico Palmítico Esteárico Palmitoléico Oléico Linoléico
Oliva 0-1 5-15 1-4 0-1 69-84 4-12
Amendoim - 6-9 2-6 0-1 50-60 13-26
Milho 0-2 7-11 3-4 0-2 43-49 34-42
Algodão 0-2 19-24 1-2 0-2 23-33 40-48
Soja 0-1 6-10 2-4 - 21-29 50-59
Girassol - 10-13 10-13 - 21-39 51-68
Obs. Amendoim tem araquidônico (2-5%) e tetracosanóico (1-5%), e soja tem linolênico (4-8%).
REFERÊNCIAS
MAIA, E. L.; RODRIGUEZ-AMAYA, D. B. Avaliação de um método simples e
econômico para a metilação de ácidos graxos com lipídios de diversas espécies de
peixes. Revista do Instituto Adolfo Lutz, São Paulo, v. 53, n. 1/2, p. 27-35, 1993.
CECCHI, H. M. Fundamentos teóricos e práticos em análise de alimentos. 2ª Ed. rev.
Campinas – SP: Editora UNICAMP, 2003.
SOARES, L. V. Curso básico de Instrumentação para analista de alimentos e fármacos.
Barueri, SP: Editora Manole, 2006.