Manual de bacteriologia

Edición 2004
Levantado de Texto:
Dr. Sergio López y Sra. Xiomara Aguilar
Revisión de texto:
Dr. Sergio López, Lic. Victoria Calderón, TM Teresa Videa,
Téc. Julissa Ávila, Lic. Javiera Mejía
Cuidado de la Edición:
Dr. Sergio López
Diagramación:
Martha Medina Ruiz
Diseño de portada:
Dr. Sergio López
Impresión:
Litografía Nicaragüense
(LITONIC)
La edición 2004 del Manual de Procedimientos
de Bacteriología Médica del CNDR/MINSA fue
financiada por el PMSS.
Componente “Modernización de Hospitales”
ii

MARCO LEGAL
El presente documento, como Manual de Procedimientos tiene su sustento
legal dentro del marco jurídico y regulatorio existente para el Sector
Salud, principalmente lo dispuesto en la Constitución Política (Arto.59),
Ley No.423 “Ley General de Salud”, su Reglamento y en la Ley Ejecutivo”,
y su Reglamento, encaminados a garantizar el derecho a la salud de
todos los nicaragüenses.
La Ley No. 423 “Ley General de Salud, en su Arto.4 establece:
“Corresponde al Ministerio de Salud, como ente rector del Sector,
coordinar, organizar, supervisar, inspeccionar, controlar, regular, ordenar
y vigilar las acciones en salud, sin perjuicio de las funciones que deba
ejercer frente a las instituciones que conforman el sector salud, en
concordancia con lo dispuesto en disposiciones legales especiales”.
De igual manera, la Ley General de Salud, en su Arto.2 establece que
este Ministerio es el órgano competente para aplicar, supervisar, controlar
y evaluar el cumplimiento de la presente Ley y su Reglamento; así como
elaborar, aprobar, aplicar, supervisar y evaluar normas técnicas, formular
políticas, planes, programas, proyectos, manuales e instructivos que sean
necesarios para su aplicación.
Es responsabilidad de los representantes de establecimientos proveedores
de servicios de salud, entre otras consignadas en la Ley General de
Salud, y su Reglamento, independientemente de su naturaleza jurídica,
garantizar el cumplimiento de los manuales relativos a la salud y
estándares de calidad establecidos por el Órgano Rector de la Salud.
iii

REPÚBLICA DE NICARAGUA
MINISTERIO DE SALUD
Dr. José Antonio Alvarado Correa
Ministro de Salud
Lic. Margarita Gurdián
Vice Ministra de Salud
Dr. Enrique Alvarado Abaunza
Secretario General
Dr. Alcides González Mairena
Director General
Centro Nacional de Diagnóstico y Referencia
Equipo Técnico de Bacteriología del CNDR
Dr. Sergio R. López Cruz
Jefe de Departamento y
Coordinador del Equipo de Bacteriología
Lic. Victoria Calderón
Analista del Departamento de Bacteriología
Lic. Juan Carlos Matute
Ex-analista del Departamento de Bacteriología
TM Teresa Videa
Lic. Anielka Baltodano
Ex-analista del Departamento de Bacteriología
Téc. Julissa Ávila
Lic. Javiera Mejía
iv

Elaborado por el Equipo Técnico Científico del Centro Nacional de Diagnóstico y
Referencia (CNDR) del Ministerio de Salud de Nicaragua:
Dr. Sergio R. López: Capítulos 1, 3, 4, 6, 7, 8, 10, 12, 13, 14, 15, 16, 17
Lic. Victoria Calderón: Capítulos 2, 6, 13, 17
Lic. Juan Carlos Matute: Capítulos 3, 7, 14, 15, 16, 17
TM. Teresa Videa: Capítulos 5, 12, 16, 17
Lic. Anielka Baltodano: Capítulos 6, 12, 16, 17
Téc. Julissa Ávila: Capítulos 7, 9, 11, 16, 17
Lic. Javiera Mejía: Capítulos 6, 8, 10, 12, 17
El presente documento constituye un esfuerzo del Equipo Técnico Científico del Centro Nacional
de Diagnóstico y Referencia del Ministerio de Salud, reservándose dicho Ministerio, todos los
derechos de autor conforme lo dispuesto en la legislación civil de la materia.
El presente Manual de Procedimientos de Bacteriología Médica, edición 2004, no puede
reproducirse o transmitirse por método o forma alguna, sea electrónico o mecánico, incluyendo
copias fotostáticas, cintas magnetofónicas, acumulación de información con memoria ni através
de ninguna otra forma, sin autorización por escrito del Ministerio de Salud de Nicaragua.
www.minsa.gob.ni
Complejo Nacional de Salud Dra. Concepción Palacios.
PBX (505) 289-4700. Apartado Postal: 107. Managua.
v

Indice
Página
Presentación ........................................................................................ ix
Prólogo .............................................................................................................................................................. xi
Capítulo 1. Conceptos fundamentales para comprender la enfermedad infecciosa ................. 1
Capítulo 2. Control de calidad en bacteriología ................................................................................. 5
Capítulo 3. Procedimientos para la tinción de Gram ....................................................................... 15
Capítulo 4. Procedimientos para la identificación de enterobacterias....................................... 19
Capítulo 5. Procedimientos para el aislamiento de enterobacterias
y otras bacterias menos frecuentes en el urocultivo ...............................................35
Capítulo 6. Procedimientos para bacterias aisladas comúnmente en
exudados de heridas ..........................................................................................................43
6.1 Procedimientos para la identificación de Pseudomonas aeruginosa ..................47
6.2 Procedimientos para la identificación de Acinetobacter spp ............................ 61
6.3 Procedimientos para la identificación de Staphylococcus aureus ....................73
6.4 Procedimientos para la identificación de Enterococcus spp ..............................79
Capítulo 7. Procedimientos para bacterias aisladas del líquido cefalorraquídeo .....................89
7.1 Procedimientos para la identificación de Haemophilus influenzae ...................93
7.2 Procedimientos para la identificación de Streptococcus pneumoniae ...........107
7.3 Procedimientos para la identificación de Neisseria meningitidis .................... 115
7.4 Procedimientos para la identificación de Listeria monocytogenes .................123
Capítulo 8. Procedimientos para bacterias aisladas en hemocultivos .......................................133
8.1 Procedimientos para la identificación de
Streptococcus grupo viridans ...............................................................................137
Capítulo 9. Procedimientos para bacterias aisladas en exudado ótico ....................................147
Capítulo 10. Procedimientos para bacterias aisladas en exudado faríngeo .............................. 151
10.1 Procedimientos para la identificación de
Streptococcus pyogenes (Grupo A) y otros ß-Hemolíticos...............................153
Capítulo 11. Procedimientos para la identificación de Bordetella pertussis .............................165
Capítulo 12. Procedimientos para bacterias aisladas en coprocultivo.........................................173
12.1 Procedimientos para la identificación de Shigella spp ......................................177
12.2 Procedimientos para la identificación de Salmonella spp .................................195
12.3 Procedimientos para la identificación de Eschericha coli 0157:H7 ...............213
vii

Capítulo 13. Procedimientos para la identificación de Vibrio cholerae .................................... 225
Capítulo 14. Procedimientos para la identificación de microorganismos
aislados en exudado vaginal........................................................................................... 245
14.1 Procedimientos para la identificación de Trichomonas vaginalis.................... 249
14.2 Procedimientos para la identificación de Gardnerella vaginalis ......................251
14.3 Procedimientos para la identificación de Mobiluncus spp ............................... 255
14.4 Procedimientos para la identificación de Candida spp ..................................... 257
14.5 Procedimientos para la identificación de otras levaduras............................... 259
Capítulo 15. Procedimientos para la identificación de Neisseria gonorrhoeae........................ 263
Capítulo 16. Susceptibilidad antimicrobiana: Procedimientos para la sensibilidad
por el método de difusión en Agar............................................................................. 273
16.1 Detección de betalactamasas en Haemophilus influenzae,
Neisseria gonorrhoeae, Staphylococcus spp y Enterococcus spp.
Método cromogénico .............................................................................................. 283
16.2 Métodos para la detección de betalactamasas de espectro
extendido (BLEE) en bacilos gramnegativos....................................................... 287
16.3 Determinación de Cloranfenicol Acetil Transferasa (CAT) ............................ 293
16.4 Lista oficial de discos de susceptibilidad y tablas de discos
con antimicrobianos que deben emplearse según bacterias ............................ 297
Capítulo 17. Fundamentos fisiológicos y bioquímicos de las pruebas......................................... 305
viii

REPÚBLICA DE NICARAGUA
MINISTERIO DE SALUD
CENTRO NACIONAL DE DIAGNÓSTICO Y REFERENCIA
PRESENTACIÓN
El propósito de esta nueva edición del Manual de Procedimientos de Bacteriología Médica sigue siendo
como en las anteriores ediciones, poner a la disposición de todos los Especialistas de Laboratorio que
laboran en esta área de la ciencia, los últimos conocimientos y metodologías en bacteriología en forma
sencilla y didáctica, tomando en cuenta las disposiciones normadas por los organismos internacionales
para este tipo de textos.
No se puede hablar de Bacteriología sin recordar algo de la historia de esta disciplina científica.
Si bien es cierto que la humanidad ya utilizaba los microorganismos desde épocas muy remotas para
elaborar pan, cerveza, quesos y vinos, lo hacían por intuición y sin conocerlos verdaderamente.
FuenecesarioeldesarrollodelamicroscopiaqueseinicióenelsigloXVII,paraqueenverdadlabacteriología
emergiera como conocimiento real de los microorganismos.
Sin duda, Pasteur y Koch son los padres de esta ciencia y a partir de ellos se inicia un desarrollo sostenido
a lo largo de los años hasta culminar con los últimos avances alcanzados que han llegado al surgimiento
de ramas cada vez más vigorosas y especializadas como la Virología, la Inmunología, la Biología Molecular
con sus aplicaciones biotecnológicas no sólo médicas, sino en la agricultura, la ganadería y la industria.
Han pasado varios años desde la última edición que hiciera el Centro Nacional de Diagnóstico y Referencia
(CNDR) del MINSA de un Manual de Procedimientos de Bacteriología y por eso el Ministerio de Salud ha
apoyado al equipo de científicos del CNDR en la elaboración del presente Manual.
Estos procedimientos de laboratorio están basados en las normativas de la Ley General de Salud y deben
de servir para que todos los que laboran en bacteriología en el país tengan una guía clara y precisa de los
procedimientos más frecuentemente utilizados.
Felicitamos al equipo de trabajo del CNDR del Ministerio de Salud, que luego de varios años de esfuerzo
han logrado concretar la edición de este Manual.
Con la firme convicción de que este Manual servirá para mejorar la calidad de la atención a nuestros
conciudadanos, les saludo.
JoséAntonioAlvaradoC.
Ministro de Salud
ix

Prólogo
El Manual de Procedimientos de Bacteriología Médica ha tenido una transformación total en
relación a la Tercera Edición. El Manual dejó de ser de Normas para transformarse en uno de
Procedimientos. La razón es que esto permite una mejor utilización como herramienta de docencia sin
soslayar los exhaustivos pasos para realizar los procedimientos o técnicas que se requieren en la
identificación de las bacterias y su respectiva sensibilidad a los antimicrobianos.
El principal eje del Manual es la identificación de bacterias que están asociadas a los problemas
infecciosos bacterianos más comunes en los hospitales y la comunidad. Para ello se están siguiendo
los métodos recomendados por las instituciones que funcionan como centros subregionales para el
control de calidad de las subredes latinoamericanas que vigilan la resistencia a los antimicrobianos,
de las cuales es miembro el CNDR/Nicaragua: Instituto Nacional de Enfermedades Infecciosas (INEI)
de Argentina, Instituto Nacional de Salud (INS) de Colombia y National Laboratory for Enteric
Pathogens (NLEP) del Canadian Science Centre for Human and Animal Health, Canadá.
El formato de identificación que se incorporó fue el de las Normas ISO 17025, aunque el propósito
no fue mas que acercar esta Cuarta Edición a una posible edición futura siguiendo meticulosamente
los parámetros que dichas normas demandan.
El capítulo 2 que aborda de manera suscinta pero profunda el control de calidad en bacteriología
es nuevo. El capítulo 4, sobre los procedimientos para la identificación de enterobacterias ha sido
reelaborado totalmente en base a facilitar la identificación de las mismas utilizando diagramas de
flujo y no tablas. Esto requirió un largo período de prueba en el Departamento de Bacteriología hasta
garantizar la certeza y facilidad de uso.
El tema de los procedimientos para la sensibilidad antimicrobiana se aborda por primera vez de
manera exhaustiva y profunda, incluyendo pruebas especiales como la detección de betalactamasas,
betalactamasas de espectro extendido y cloranfenicol acetiltransferasas. La guía para el uso de discos
de sensibilidad según bacterias fue revisada, ampliada y enriquecida con todas las notas que indican
su valor predictivo, así como sus límites, según las normas NCCLS 2004. Todo esto en vista de la
vigencia del grave problema de la resistencia a los antimicrobianos a nivel mundial.
Por último, para poder garantizar el empleo de este Manual, fue requerido que la Lista Básica de
Insumos de Bacteriología del MINSA fuera ampliada, tanto en medios de cultivo, reactivos y discos
de sensibilidad, después de una exitosa coordinación con la Dirección de Normación de Insumos
Médicos.
Deseamos agradecer el formidable y paciente trabajo para la presente edición realizada por la
señora Xiomara Aguilar, quien hizo posible una mejor presentación del Manual.
Dr. Sergio López
Coordinador de la Cuarta Edición
xi

I. INFECCIÓN:
Es el establecimiento de la interacción entre el huésped y el agente (microorganismo). Debido a que sólo
requiere la presencia del microorganismo en el huésped, la interacción huésped-agente ocurre
frecuentemente. Cuando el microorganismo entra y se instala en el huésped, su siguiente fase es la
proliferación. Esto no implica necesariamente daño al huésped ni reacción del mismo.
1. COLONIZACIÓN:
Es la instalación y proliferación del agente en el huésped. No implica ningún tipo de interacción.
Cuando nace un niño, a las pocas horas le han colonizado varios microorganismos en su piel, in-
testino y garganta. A partir de ese momento se considera que existe una infección, es decir, el esta-
blecimiento de la interacción es de comensalismo y en el mismo, no hay daño o injuria contra el huésped.
II. ENFERMEDAD INFECCIOSA:
Cuando hay manifestaciones clínicas como resultado de la injuria al huésped por parte de mi-
croorganismos. El carácter de la interacción ha variado: el microorganismo está produciendo daño.
III. PATOGENICIDAD:
Es la capacidad de los microorganismos de producir daño. Como no todos tienen la misma capacidad,
la magnitud que existe para producir ese daño es la manera de determinar si es más patógeno o menos
patógeno.
IV. VIRULENCIA:
Es la magnitud de patogenicidad que tienen los microorganismos. La virulencia se determina por
la capacidad de invadir tejidos (invasividad) o producir toxinas (toxigenicidad).
1. INVASIVIDAD:
Capacidad de expandirse y dañar tejidos.
Algunos microorganismos son virulentos por su invasividad:
En la faringoamigdalitis bacteriana el Streptococcus pyogenes se expande por la faringe y destruye el
tejido debido principalmente a la hialuronidasa. Las manifestaciones clínicas se deben a la invasividad.
CAPÍTULO 1.
Conceptos fundamentales para
comprender la enfermedad infecciosa
Capítulo 1: Conceptos fundamentales para comprender la enfermedad infecciosa 1

2. TOXIGENICIDAD:
Capacidad de producir sustancias que causan las manifestaciones clínicas más importantes.
Algunos microorganismos son virulentos por su toxigenicidad:
2.1. Vibrio cholerae 01:
Coloniza temporalmente el intestino delgado y produce una exotoxina. Las manifestaciones clínicas se
deben a la toxina.
En los dos ejemplos anteriores ha habido una infección, pero como los microorganismos han producido
daño, se ha producido una enfermedad infecciosa. En ambos casos los microorganismos son patógenos
y su virulencia la han manifestado de dos formas distintas.
Algunos microorganismos son más patógenos que otros:
2.2. Shigella dysenteriae 1:
Se necesita alrededor de 200 bacterias para desencadenar disentería. Hay invasión al tejido intestinal
(a veces perforación). Elabora una exotoxina que produce diarrea y luego deshidratación.
2.3. Vibrio cholerae 01:
Se necesitan alrededor de 100 millones de bacterias para desencadenar la diarrea. No hay invasión a
los tejidos. Elabora una exotoxina que produce diarrea y luego deshidratación.
2.4. Shigella dysenteriae 1:
Es más patógena que Vibrio cholerae 01 por que con menores cantidades y más mecanismos virulentos
produce mayores daños a un individuo.
Cualquier miembro de la microbiota local puede producir enfermedad si previamente se le abre una
puerta de entrada a los tejidos, ya que ellos por sí mismos no tienen capacidad para lograrlo.
El agente causal que con más frecuencia se asocia a la endocarditis bacteriana es Streptococcus
viridans, un miembro de la microbiota local de boca y faringe. Esta enfermedad ocurre en personas con
daño en las válvulas cardíacas, después de extracciones dentales o lavados vigorosos de dientes que
abren la puerta de entrada al estreptococo.
En este o cualquier otro caso, a los microorganismos de la microbiota local que producen enfermedad
se les denomina OPORTUNISTAS.
Un microorganismo oportunista no es patógeno en tanto es miembro de la microbiota local, pero se
convierte en patógeno cuando con mecanismos ajenos a ellos penetran e invaden tejidos cercanos o
lejanos. Los mecanismos o puertas que facilitan esta entrada son varios, pero he aquí algunos ejemplos:
heridas, traumatismos, enfermedades sistémicas como diabetes, administración prolongada de
antimicrobianos, o por infecciones virales previas.
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS DE BACTERIOLOGÍA MÉDICA EDICIÓN 2004
Capítulo 1: Conceptos fundamentales para comprender la enfermedad infecciosa2

Aquí una pequeña lista de enfermedades producidas por oportunistas:
a. Sinusitis
b. Otitis media y externa
c. Infección urinaria
d. Neumonía
e. Peritonitis aguda por traumatismos
En cambio, cualquier microorganismo que no es parte de la microbiota local pero que necesita al humano
como huésped para perpetuar el ciclo de la infección (ejemplos: gonococos, shigellas, estreptococos beta
hemolíticos del grupo A) son patógenos estrictos ya que cuentan con mecanismos genéticos propios para
desencadenar la enfermedad. Algunas veces estos microorganismos no la producen y se pueden aislar
en personas sin sintomatología. A estas personas se les denomina portadores, pero de igual manera,
en algunos casos se les prescriben medicamentos para erradicar a los microorganismos.
Aquí una pequeña lista de enfermedades producidas por patógenos estrictos.
a. Fiebre Tifoidea
b. Faringoamigdalitis Bacteriana
c. Shigellosis
d. Enfermedad de Lyme
e. Gonorrea
V. BIBLIOGRAFÍA:
1. Hoeprich PD. Host-Parasite Relationschips and the patogenesis of infecious Disease in Infectious
Diseases, Chap 4, Paul D. Hoeprich editor, Fifth edition, 1994, JB Lippicott Co, Philadelphia.
2. Patogenia de la infección bacteriana en Microbiología Médica de Jawetz, Melnick y Adelberg. Geo
F. Brooks, editor, capítulo 9, 16ª edición (de la 21a
edición en inglés) 1998, editorial El Manual
Moderno S.A. de C.V. México D.F.
ENFERMEDAD MICROORGANISMO OPORTUNISTA PATÓGENO VIRULENTO VIRULENTO
INVASIVO TOXIGENICO
Endocarditis Streptococcus
viridans SI SI (*) SI NO
Faringoamigdalitis Streptococcus
pyogenes NO SI SI NO
Shigellosis Shigella spp NO SI SI SI
Cólera Vribrio cholerae
01 y 0139 NO SI NO SI
Otitis Externa Pseudomonas
aeruginosa SI SI (*) SI NO
Capítulo 1: Conceptos fundamentales para comprender la enfermedad infecciosa 3
* Sólo en condiciones especiales.

Capítulo 2: Control de Calidad en Bacteriología4

En bacteriología se tiene en cuenta dos conceptos fundamentales, para medir el control de calidad.
I. EXACTITUD:
Es la correspondencia entre los resultados de los análisis y los valores reales medidos a través de un
control. Los controles utilizados son cepas estables con respecto a su bioquímica y sensibilidad. Estas
cepas se conocen como ATCC (American Type Culture Collection)
II. PRECISIÓN:
Es la dispersión de datos obtenidos, para una muestra procesada varias veces. Se debe tener en cuenta
que para poder medir la precisión se realiza por medio de la Reproducibilidad, es decir una misma
muestra se siembra periódicamente, los resultados deben ser iguales o similares todo el tiempo.
CAPÍTULO 2.
Control de Calidad
en Bacteriología
Capítulo 2: Control de Calidad en Bacteriología 5

30
25
20
15
10
5
0
mm
1 2 3 4 5 6
SEMANAS
7 8 9 10 11 12
1. MEDICIÓN DE LA EXACTITUD Y PRECISIÓN DE LA SENSIBILIDAD
ANTIMICROBIANA:
Ejemplo 1 con el antimicrobiano amicacina 30µg y la cepa de Escherichia coli ATCC 25922 (rango
NCCLS de 19-26 mm). Gráfica No.1
2. EXPLICACIÓN DE CÓMO INTERPRETAR LOS VALORES DE LAS GRÁFICAS DE
LOS EJEMPLOS DE EXACTITUD Y PRECISIÓN:
2.1. Las líneas rojas muestran los puntos de corte superior de 26 mm, e inferior de 19 mm (rango
de referencia) de las normas NCCLS.
2.2. Observamos que la curva azul es nuestro control de calidad, con un valor inicial que está dentro
del rango de las normas NCCLS.
Gráfica No. 1. BUENA EXACTITUD Y MALA PRECISIÓN:
Es notorio que en los controles semanales (curva azul) hubo buena exactitud, ya que todas las lecturas
estuvieron dentro de los rangos, pero no hubo precisión ya que todos los puntos cayeron dispersos del
punto inicial (23mm).

Ejemplo 2: con el antimicrobiano Sulfametoxazol – Trimetoprim 23.75/1.25µg y la cepa de
Staphylococcus aureus ATCC 25923 (rango NCCLS de 24 - 32 mm). Gráfica No. 2.
Gráfica No. 2. BUENA PRECISIÓN Y MALA EXACTITUD:
En esta segunda gráfica se observa que la lectura del primer control está dentro del rango esperado. A
partir de la segunda semana se observa que los resultados están fuera de rango (mala exactitud) pero
con valores muy similares (buena precisión).
35
30
25
20
15
10
5
0
mm
1 2 3 4 5 6
SEMANAS
7 8 9 10 11 12

35
30
25
20
15
10
5
0
mm
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Ejemplo 3: con el antimicrobiano ciprofloxacina 5µg, y la cepa de Staphylococcus aureus ATCC
25923 (rango NCCLS de 22 - 30 mm). Gráfica No. 3.
Gráfica No. 3. BUENA PRECISIÓN Y BUENA EXACTITUD:
En esta tercera gráfica se observa que no hubo resultados fuera de rango y que los mismos tienen valores
parecidos a los del punto de corte inicial (26mm), por lo tanto, en esta gráfica los resultados son exactos
y precisos.
SEMANAS

35
30
25
20
15
10
5
0
mm
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
SEMANAS
Ejemplo 4: con el antimicrobiano eritromicina 15µg y la cepa de Staphylococcus aureus ATCC 25923
(rango NCCLS de 22 - 30 mm). Gráfica No. 4.
Gráfica No. 4. BUENA EXACTITUD Y MALA PRECISIÓN:
En esta gráfica se observa que los resultados semanales están alejados del punto de corte inicial (27mm)
pero ninguno de ellos está fuera del punto de corte (buena exactitud). Sin embargo, los valores obtenidos
difieren del punto de corte inicial y entre si (mala precisión).

3. TIPO DE ERROR:
La determinación del tipo de error se aplica tanto a los resultados de la bioquímica con los cuales se llega
a la conclusión diagnóstica de género y especie, como a los resultados de la sensibilidad antimicrobiana
en relación a la interpretación (sensible, intermedio, resistente).
3.1.Error menor (em):
3.1.1. En relación al género y especie:
Cuando se reporta el género sin especie (información incompleta)
3.1.2. En relación a la sensibilidad antimicrobiana:
Cuando el resultado obtenido es sensible en relación a una cepa control o de referencia que con valor
intermedio, cuando el valor obtenido es intermedio y el de la cepa de referencia es sensible, o cuando
el valor obtenido es resistente y el de la cepa de referencia es intermedio o cuando el valor obtenido es
intermedio y el de la cepa de referencia es resistente.
3.2.Error mayor (ema):
Cuando se reporta el género correcto con especie incorrecta
Cuando el resultado obtenido es resistente en relación a una cepa control o de referencia que es sensible.
3.3.Error muy mayor o grave (emm):
Cuando se reporta género incorrecto. En este caso, la especie no tiene ninguna trascendencia.
Cuando el resultado obtenido es sensible en relación a una cepa control o de referencia que es resistente
III. FACTORES QUE INFLUYEN EN LA FIABILIDAD Y LA REPRODUCIBILIDAD
DE LOS RESULTADOS:
1. FUENTES DE ERROR:
1.1.Personal:
El rendimiento del auxiliar o técnico de laboratorio depende directamente de la calidad de su formación
y adiestramiento, de su experiencia personal, de sus condiciones de empleo y de la actitud que asuma
frente a los obstáculos.

1.2.Factores ambientales:
Los resultados pueden verse afectados por la falta de espacio, iluminación o ventilación en el lugar de
trabajo, las temperaturas extremas, el ruido excesivo o la inseguridad de las condiciones de trabajo.
1.3.Muestras:
La procedencia de la muestra, el método de toma de la muestra y el momento de la obtención escapan
a menudo al control directo del laboratorio, pero ejercen una influencia directa en la capacidad de éste
para obtener resultados fiables. Otros factores que el laboratorio puede controlar y que afectan a la
calidad del trabajo son el transporte, la identificación, el almacenamiento y la preparación
(procesamiento) de las muestras. Por consiguiente, el laboratorio debe participar en la formación de los
que las toman y transportan. Hay que dar al personal clínico y de enfermería instrucciones por escrito,
que se deben revisar cada cierto tiempo con ayuda de los interesados.
1.4.Materiales de laboratorio:
La calidad de los resultados puede verse afectada por la utilización de insumos de mala calidad o
variaciones entre los lotes. La falta de disponibilidad de los mismos incidirá en diagnósticos incompletos
o incapacidad de identificación de otros géneros bacterianos. Igual sucede con los reactivos, colorantes
y medios de cultivo.
1.5.Método de prueba:
Algunos métodos son más sensibles y específicos que otros. Por ejemplo, el hemocultivo para aislar
neumococos en caso de neumonías bacterianas tienen una sensibilidad del 8% en relación a la punción
pulmonar que es mayor del 80%. Pero esto puede ocurrir en la fase previa al diagnóstico: un pH de un
Mueller Hinton tomado con un pHmetro tiene una mayor exactitud que uno tomado con una cinta y por
lo tanto se pueden esperar menos errores en el primer caso.
1.6.Equipos:
La falta de equipo o el empleo de instrumentos de mala calidad o el mal cuidado dará resultados poco
fiables.
1.7.Examen y lectura:
La lectura apresurada de los resultados o el examen de un número insuficiente de campos microscópicos
pueden ocasionar errores. Por ejemplo, una lectura poco cuidadosa del Gram de un sedimento de LCR
puede llevar a la conclusión de ausencia de bacterias o a la conclusión de un grupo distinto al agente
causal si la tinción está mal hecha.
1.8.Notificación:
La transcripción poco cuidadosa de los resultados da lugar a errores que pueden hacer que un paciente
deje de recibir el tratamiento requerido o reciba uno que no es el apropiado. Los resultados de buena
calidad pero notificados fuera de tiempo son tan dañinos como si el análisis no se hubiera practicado.

2. CONTROL DE CALIDAD DE LOS EQUIPOS:
2.1.Autoclave:
2.2.1. Limpiar y cambiar el agua cada mes. Utilice agua destilada.
2.2.2. Comprobar y ajustar el nivel del agua antes de cada período de trabajo.
2.2.3. Registrar el tiempo y la temperatura o presión en cada periodo de trabajo.
2.2.4. Registrar el funcionamiento con ampollas de esporas de Bacillus stearothermophilus una vez por
semana.
2.2.Horno para esterilizar cristalería:
2.2.1. Limpiar el interior.
2.2.2. Registrar el tiempo y la temperatura de cada periodo de trabajo.
2.3.Incubadora:
2.3.1. Limpiar la superficie interna de las paredes y las parrillas cada mes.
2.3.2. Registrar la temperatura al comienzo de cada jornada de trabajo y al final la jornada (límite,
35o
C +/- 2).
2.4.Refrigerador:
2.4.1. Limpiar y descongelar cada 2 meses y después de cualquier interrupción del suministro eléctrico.
2.4.2. Registrar la temperatura dos veces al día (2-8o
C).
2.5.Microscopio:
2.5.1. Limpiar los lentes con un paño o papel especial al final de cada jornada de trabajo.
2.5.2. Limpiar y lubricar la platina mecánica cada semana.
2.5.3. Cubrirlo con la funda guardapolvo cuando no se use.
2.5.4. Comprobar cada mes la alineación del condensador.
2.6.Baño de María:
2.6.1. Limpiar la superficie interna de las paredes y cambiar el agua cada mes.
2.6.2. Verificar el nivel del agua a diario y registrar la temperatura en cada jornada de trabajo.
2.7.Centrifugadora:
2.7.1. Limpiar la superficie interna de las paredes con solución antiséptica cada semana o en caso de
rotura de los tubos que contienen las muestras.
Nota: Para todos los equipos se debe dar mantenimiento cada 6 meses.

2. CONTROL DE CALIDAD DE LOS MEDIOS PREPARADOS:
2.1.Control del pH:
Cuando el medio se prepara correctamente a partir de polvo deshidratado no es necesario comprobar
sistemáticamente el pH. Si el medio se elabora con sus ingredientes básicos, habrá que dejarlo enfriar
antes de hacer esta comprobación. En el caso de los medios sólidos, la comprobación deberá hacerse
con un electrodo de superficie o tras maceración en agua destilada. Si el pH difiere en mas de 0,2
unidades del valor específico, ajústese con ácido o álcali o prepárese un nuevo lote.
2.2.Control de Esterilidad:
Compruébese sistemáticamente la esterilidad de los medios a los que, después de pasar por el autoclave,
se les agrega sangre u otros componentes. Tómese un 3-5 % de cada lote e incúbese a 35o
C durante
dos dias.
Refrigérese el resto. Si se observan mas de dos colonias por placa, deséchese todo el lote.
2.3.Control de crecimiento:
A cada lote preparado se le debe de hacer control utilizando cepas de referencia (ATCC).
2.4.Control de Caducidad:
Cada lote debe marcarse con la fecha de preparación. El límite de utilización varía de acuerdo con el
tipo de medio.
MEDIOS REFRIGERADOR 4o
c REFRIGERADOR 4o
c
SIN BOLSA PLÁSTICA CON BOLSA PLÁSTICA
Agar Sangre 15 días 50 días
Agar Chocolate 15 días 60 días
Agar MacConkey 15 días 70 días
Agar SS 6 días 10 días
TABLA No. 1
IV. CONTROL DE CALIDAD DE LOS MEDIOS DE CULTIVO:
1. ALMACENAMIENTO Y VENCIMIENTO DE LOS MEDIOS PREPARADOS:
Ver en la tabla No. 1 la referencia de almacenamiento y vencimiento, para cada medio.

V. BIBLIOGRAFÍA:
1. Ferraro MJ, Wikler MA, Craig WA and others. Performance Standards for Antimicrobial Disks Sus-
ceptibility Test; Approved Standard-Eighth Edition. National Comittee for Clinical Laboratory
Standards, Document M2-A8, Volumen 23 No.1, 2004. Pensylvania, USA.
2. Gabastou J.M. Sistema de Garantía de Calidad: Conceptos Generales para los Laboratorios de Salud
Pública en la Región Américas. Organización Panamericana de la Salud (OPS), Organización
Mundial de la Salud (OMS), (Borrador), Washington, D.C. 2001.
3. Manual de Control de Calidad del Laboratorio Clínico. Capítulos I y VII, Instituto de Salud Pública
de Chile, Departamento Laboratorios de Salud, Ministerio de Salud, 1998, Santiago de Chile.

CAPÍTULO 3.
Procedimiento para la
tinción de Gram
I. ALCANCE:
Todos los laboratorios de la Red y Centro de Referencia.
II. PRINCIPIOS Y FUNDAMENTOS:
La tinción de Gram es la prueba más simple utilizada en el laboratorio de microbiología. Es el
procedimiento diferencial más comúnmente usado para el examen directo de gran variedad de géneros
bacterianos. Fue concebido por Hans Christian Joachim Gram en el siglo IX y se mantiene hasta el
momento sin modificaciones sustanciales. Divide a las bacterias en dos grupos: Microorganismos
grampositivos que retienen el colorante primario cristal violeta y se observan de color azul oscuro o
púrpura y microorganismos gramnegativos que pueden ser decolorados, esto es que pierden el colorante
primario. Subsecuentemente toman el colorante de contraste safranina y aparecen de color rojo o rosa.
Este espectro de coloración incluye a casi todas las bacterias y a otros géneros que incluyen hongos y
parásitos. Los géneros bacterianos Treponema, y Mycobacterium no se tiñen bien y otros como
Micoplasma, Chlamydia o Rickettsia son muy pequeños y requieren otros colorantes para poder ser
visualizados al microscopio óptico. La tinción de Gram también es útil para la diferenciación de células
epiteliales y leucocitos.
No se ha dilucidado completamente el modo de acción de esta tinción, sin embargo se cree que los
microorganismos grampositivos retienen el cristal violeta debido a la gran cantidad de ácido teicóico y
la disminución de la permeabilidad de la pared celular para solventes orgánicos. Por el contrario, la pared
celular de los gramnegativos contienen mas cantidad de lípidos y por lo tanto al ser disueltos por los
solventes orgánicos (alconol-acetona o alcohol) el cristal violeta no puede ser retenido en el citoplasma,
el cual escapa por los virtuales espacios dejados por los lípidos disueltos.
La tinción de Gram de exudados puede dar al médico información preliminar acerca del o los
microorganismos causales de la infección y servirle de base para el inicio de o los antimicrobianos
apropiados en tanto obtiene el resultado del cultivo.
Los problemas con la tinción de Gram generalmente resultan por errores de preparación de la lámina,
frotis muy gruesos, calor excesivo cuando se fija la preparación, inapropiada decoloración e
inexperiencia. Un exceso de decoloración ocasionará que las bacterias grampositivas aparezcan
gramnegativas, mientras que con insuficiente decoloración ocurrirá el fenómeno inverso.
La tinción de Gram puede hacerse a todo tipo de muestras clínicas que tengan indicación comprobada.
Por ejemplo, no tienen ningún soporte los Gram de exudados faríngeos para la comprobación de
Capítulo 3: Procedimientos para la tinción de Gram 15

faringoamigdalitis por Streptococcus pero sí para un exudado de herida. Por lo demás, es útil para
conocer inicialmente el posible género bacteriano en las UFCs de cultivos iniciales o comprobar el
crecimiento y posibles géneros bacterianos obtenidos de caldos, como el hemocultivo.
II. IDENTIFICACIÓN:
1. EQUIPOS INSTRUMENTOS Y REACTIVOS:
1.1.Equipos:
1.1.1 Microscopio con objetivo de inmersión 100x y ocular de 10x.
1.2.Materiales y reactivos
1.2.1 Láminas portaobjetos
1.2.2 Mechero tipo Bunsen
1.2.3 Marcadores indelebles
1.2.4 Reloj de mesa
1.2.5 Palillos de madera
1.2.6 Bandeja de tinción
1.2.7 Cristal violeta
1.2.8 Lugol.
1.2.9 Alcohol 70o
o alcohol acetona (1:1)
1.2.10 Safranina o fucsina acuosa
1.2.11 Agua de chorro
1.2.12 Aceite de inmersión
1.2.13 Solución salina al 0.85% estéril
1.3. Cepas para control de calidad:
1.3.1 Eschericha coli ATCC 25922
1.3.2 Staphylococcus aureus ATCC 25923
III. PROCEDIMIENTO:
1. PREPARACIÓN DEL FROTIS:
1.1. Colocar una pequeña gota de solución salina en el centro de la lámina. Si son varias muestras,
divida la lámina portaobjetos en su parte posterior en 6 y o más cuadrantes y coloque una
pequeña gota de solución salina en cada uno de ellos, según la cantidad de muestras que teñirá.
Las gotas pequeñas hacen que el secado sea rápido. En caso de muestras obtenidas de caldos,
no se requiere la solución salina.
1.2. Tomar la muestra con asa recta (una UFC) o redonda si se trata de caldos de cultivo y mezclarla
con la gota de solución salina. Al mismo tiempo que se hace la mezcla, se dispersa en un área
de aproximadamente 1cm por lado. El grosor de la muestra deber ser tal que permita la lectura
de letras pequeñas a través del frotis.
Capítulo 3: Procedimientos para la tinción de Gram16

1.3. Ponga la lámina sobre una superficie plana y espere a que se seque a temperatura ambiente.
1.4. Rotular la lámina adecuadamente. Si tiene mas de un Gram en la misma lámina cerciórese que
con la rotulación le será posible evitar equivocaciones acerca de la proveniencia de la muestra.
1.5. Una vez que el frotis esté seco, fijar la muestra pasándola rápidamente dos veces por encima de
la flama del mechero. Evite el sobrecalentamiento ya que la pared celular se destruye y las
bacterias grampositivas se observarían como gramnegativas. Para saber la temperatura adecuada
coloque inmediatamente la lámina flameada sobre el dorso de una mano. En estos casos, la
temperatura se debe tolerar sin hacer ningún esfuerzo de resistencia al calor.
1.6. Dejar que el frotis se enfríe.
2. TINCIÓN:
2.1. Cubrir el frotis ya fijado y frío con cristal violeta, dejar el colorante por un minuto.
2.2. Enjuagar, dejando resbalar el agua con un chorro suave. Escurrir muy bien.
2.3. Cubrir con lugol y dejar por un minuto.
2.4. Repita el numeral 2.2
2.5. Aplicar 2 ó 3 gotas de alcohol acetona (1:1) o alcohol 70o
y balancear la lámina de tal manera
que se pueda observar la decolaración. El tiempo adecuado es aquel en que las partes mas
gruesas han dejado de decolorar al realizar el balanceo.
2.6. Inmediatamente repita el numeral 2.2
2.7. Cubrir el frotis con safranina o fucsina acuosa durante 30 segundos.
2.8. Repita el numeral 2.2
2.9. Dejar secar a temperatura ambiente.
2.10. Examinar en el microscopio con lente de inmersión, empleando aceite de inmersión.
3. RECOMENDACIONES:
3.1. Empezar a colorear el frotis cuando la lámina portaobjetos esté bien fría ya que si se colorea
caliente se precipitan los colorantes.
3.2. Si la muestra que se va a colorear contiene mucha sangre, el frotis debe hemolizarse con agua
ya que esta destruye los eritrocitos y permite observar las bacterias. Proceda así:
3.2.1 Dejar secar el frotis, fijar con calor, cubrir el frotis completamente con agua por un minuto y luego
proceder con la tinción normalmente.
3.3. La decoloración es crucial y debe ser muy breve en frotis delgados y mas prolongada en frotis
gruesos. También cuando se ocupa alcohol-acetona el tiempo de decoloración es menor que
cuando se decolora con alcohol 70o
.
3.3. El frotis puede secarse dentro de la incubadora a 35o
C, flamear levemente si es urgente o secarlo
con aire expulsado de un pera de hule o un secador de manos.
Capítulo 3: Procedimientos para la tinción de Gram 17

4. RESULTADOS:
Bacterias grampositivas: Se observan al microscopio de color azul oscuro o púrpura.
Bacterias gramnegativas: Se observan al microscopio de color rojo o rosado.
Nota: Las células epiteliales y los leucocitos deben observarse completamente de color rojo. La presencia
de partes violeta indican que la preparación del frotis estaba muy gruesa o el tiempo de
decoloración ha sido muy corto. En todo caso, valore repetir la muestra.
5. CONTROL DE CALIDAD:
5.1. Escherichia coli ATCC 25922
Resultado: Bacilos gramnegativos: se observan de color rojo o rosado intenso.
5.2. Staphylococcus aureus ATCC 25923
Resultado: Cocos grampositivos: se observan de color azul a púrpura.
6. INFORME:
6.1. Mencionar primero las bacterias observadas y la agrupación seguido de la cantidad (escasos,
regular cantidad o abundantes).
6.2. Reportar los leucocitos en la muestra, su clase y cantidad. También reportar si se observan
bacterias en el citoplasma de los leucocitos.
6.3. Indicar siempre la presencia y cantidad de levaduras con o sin seudohifas, así como la presencia
de micelio de hongos.
Ejemplos:
6.3.1 Diplococos gramnegativos abundantes extra celulares e intracelulares. Polimorfonucleares regular
cantidad.
6.3.2 Cocos grampositivos en cadenas cortas, abundantes.
6.3.1 Cocobacilos pleomórficos gramnegativos escasos. Polimorfonucleares escasos.
6.3.2 Levaduras con seudohifas abundantes. Polimorfonucleares abundantes.
VI. BIBLIOGRAFÍA:
1. Principios del Diagnóstico Microbiológico en Medicina en Microbiología Médica de Jawetz, Melnick
y Adelberg. Geo F. Brooks editor, 16ª edición (de la 21ª edición en inglés), capítulo 47, 1999,
editorial El Manual Moderno, México, Bogotá.
Capítulo 3: Procedimientos para la tinción de Gram18

CAPÍTULO 4.
Procedimientos para la
identificación de enterobacterias
Rutinariamente se utilizan tablas de identificación de enterobacterias en las que todas ellas aparecen
en una sola tabla o el mismo género, pero con sus diferentes especies en otras. En ambos casos, la
búsqueda se hace prolongada y engorrosa. Para facilitar la rápida identificación se han diseñado 4
diagramas de flujo, tomando en consideración la totalidad de información del capítulo de
enterobacteriaceae del Manual of Clinical Microbiology (Farmer III J.J. Enterobacteriaceae: Introduction
and Identification en: Manual of Clinical Microbiology. Patrick R. Murray Editor. 7th
. Ed., 1999, chap.
27, American Society for Microbiology, Washington, D.C. )
Para poder hacer uso de estos diagramas es necesario tener en cuenta algunas consideraciones:
1. Es necesario que al momento de hacer la lectura del plato donde ha sido sembrada la muestra, la
UFC seleccionada para ser sembrada en TSI y LIA, sea marcada. Esto se hace trazando un círculo
en la parte posterior del plato, alrededor de la UFC y agregándole un número o letra si de ese mismo
plato van a identificarse otras UFC. La utilidad de este procedimiento se explica en el paso No. 3.
2. Se requiere que la cepa que se estudia haya sido sembrada en TSI y LIA simultáneamente. Estos
diagramas no tienen aplicación si la cepa sólo ha sido sembrada en TSI. El objetivo de LIA es
precisamente adelantar información acerca de si las enterobacterias poseen o no descarboxilasa o
desaminasa de la lisina.
3. La bacteria no se podrá localizar en los diagramas si la cepa estudiada está contaminada con otras
bacterias o si no es una enterobacteria. Esto último puede descartarse haciendo la prueba de la
oxidasa. De esta manera se puede establecer la diferencia con otros bacilos gramnegativos
anaerobios facultativos.
4. Las lecturas en TSI y LIA son válidas si el período de incubación es de 18 a 24 horas. Mayores
tiempos pueden dar lecturas falsas.
5. Los diagramas de flujo han sido numeradas del 1 al 4:
Diagrama de Flujo No. 1: Enterobacterias que desaminan la lisina.
Diagrama de Flujo No. 2: Enterobacterias que producen H2
S
Diagramas de Flujo Nos. 3A/3B: Enterobacterias que fermentan la lactosa.
Diagramas de Flujo Nos. 4A/4B: Enterobacterias que no fermentan la lactosa.
Capítulo 4: Procedimientos para la identificación de enterobacterias 19

Lo primero es seleccionar el diagrama de flujo que nos servirá para identificar la bacteria. Para eso siga
minuciosamente los siguientes pasos:
PASO 1:
Observe cuidadosamente los resultados de las bioquímicas tanto en TSI como en LIA. Inicialmente
observe el tubo de LIA y pregúntese:
La bacteria ¿desaminó la lisina? (color rojo en la parte inclinada).
Si la respuesta es sí, busque el género y especie en el diagrama No. 1. Si la bacteria también produjo
H2
S y desaminó la lisina, la característica predominante para seleccionar el diagrama es la de haber
desaminado la lisina
Si la respuesta es no, siga el paso 2.
PASO 2:
Observe los tubos de TSI y LIA y pregúntese:
¿Se produjo H2
S? (color Negro en la parte profunda de TSI, el LIA o ambos).
Si la respuesta es sí, busque el género y especie en el diagrama No. 2.
Si la respuesta es no, siga el paso 3.
PASO 3:
Observe el tubo de TSI y pregúntese:
Fermentó la lactosa? (color amarillo en la parte inclinada).
Para responder esta pregunta hay que tomar ciertas precauciones:
1. Recuerde que el medio de TSI tiene 3 azúcares: lactosa, sacarosa y glucosa.
2. La glucosa se fermenta en la parte profunda.
3. La lactosa y sacarosa se fermentan en la parte inclinada. Así que, el color amarillo en la parte
inclinada puede ser por fermentación de la lactosa o de la sacarosa. ¿Cómo establecer la
diferencia?
Revise el plato donde sembró la muestra (McConkey, SS agar). Observe atentamente la UFC que
marcó y sembró en TSI y LIA. Si la UFC es fermentadora de lactosa (rosado en McConkey y SS
agar, oscura pero diferentes tonos en EMB, amarilla en Tergitol 7), el color amarillo del TSI en la
parte inclinada se debe a la fermentación de la lactosa. Si la bacteria es no fermentadora
(lactosa negativa), y el TSI viró amarillo en la parte inclinada, la reacción es por fermentación de
la sacarosa, lo cual es una valiosa información en el caso de algunas enterobacterias.
Como puede notarse, algunas enterobacterias están clasificadas tanto en el diagrama 3 como en
el 4, ya que los porcentajes de fermentación de la lactosa varían entre el 45 al 80%.
Capítulo 4: Procedimientos para la identificación de enterobacterias20

Si la respuesta es sí, busque el género y la especie en los diagramas Nos. 3A o 3B según las
variaciones de las reacciones en TSI y LIA.
Si la respuesta es no, se asume que la enterobacteria es no fermentadora de la lactosa y en ese
caso deben utilizarse los diagramas Nos. 4A y B.
NOTAS:
Se sabe que hasta un 6% de las E. coli producen H2
S en pocas cantidades. En ese caso, pueden
confundirse con una Salmonella. Si usted tiene una bacteria cuyo crecimiento en TSI es A/AG+ y en
LIA K/Kg+ y no pudo identificarla en la tabla 2, considere que puede tener más de una bacteria en sus
tubos de TSI y LIA. En ese caso reaisle con un inóculo tomado del plato original.
Algunas bacterias fermentan lentamente la lactosa o la sacarosa y la parte inclinada se observa amarilla
en la porción inferior y roja en la porción superior (por ejemplo: Klebsiella spp). En este caso, la bacteria
se toma como fermentadora de lactosa o de sacarosa, según el caso. Debe insistirse que el tiempo de
incubación no debe exceder las 24 horas, pues con mayor tiempo las bacterias que fermentaron la
lactosa van muriendo y este proceso se acompaña de alcalinización (viraje a color rojo de la parte
inclinada).
Una vez seleccionada el diagrama, note que en la parte inferior se anotan las posibles reacciones que
se pueden obtener en el TSI y LIA. Si en el diagrama seleccionado no aparecen las reacciones que Ud.
obtuvo, considere la posibilidad de contaminación. En tal caso reaisle una UFC del plato original. Si las
reacciones son similares a la primera vez, envíe la cepa al CNDR.
En la parte superior de la primera hoja de cada diagrama se indica toda la bioquímica que
simultáneamente debe hacerse para esa cepa. Es vital que se realicen todas las bioquímicas que ahí están
escritas, pues la falta de una de ellas puede ser que no le permita discriminar entre los diferentes géneros
o especies.
Una vez realizada la bioquímica, proceda a leer los resultados según el esquema que se presenta en cada
diagrama de flujo. Esto significa que para cada diagrama, la bioquímica clave o “llave de entrada” de
identificación varía:
Diagrama de flujo No. 1: La bioquímica llave es la producción de H2
S en TSI o LIA.
Diagrama de flujo No. 2: La bioquímica llave es la descarboxilación (+ o -) de lisina en LIA.
Diagrama de flujo No. 3A: La bioquímica llave es la descarboxilación de lisina en LIA.
Diagrama de flujo No. 3B: La bioquímica llave es la no descarboxilación de lisina en LIA.
Diagrama de flujo No. 4A: La bioquímica llave es la descarboxilación de lisina en LIA.
Diagrama de flujo No. 4B: La bioquímica llave es la no descarboxilación de lisina en LIA
A partir de ahí, los géneros y especies se van agrupando en dependencia de bioquímicas específicas que
siguen un riguroso orden. No siempre es necesario leer todas las reacciones bioquímicas para llegar a
una conclusión de género y especie. Sin embargo, sí es necesario realizarlas todas, ya que de antemano
no sabrá si se requerirá de todas ellas para tener una conclusión diagnóstica.
Capítulo 4: Procedimientos para la identificación de enterobacterias 21

Bioquímicaquedeberealizarseparalaidentificacióndebacterias
queDesaminanlaLisina(Lisinadesaminasas)
(DiagramadeFlujoNo.1)
1.Mio
2.Urea
3.Adonitol
4.Citrato
5.Trealosa
ReaccionesesperadasenTSI/LIA
TSILIA
1.K/A+R/A3.K/Ag+R/Ag+
2.K/A+R/A+
4.K/AR/A
NOTA:1.Laproduccióndegasesvariableylacantidadpuedeserescasa(g)oabundante(G).
2.LaproduccióndeH2
Spuedeserescasa(+)oabundante(=).

DIAGRAMADEFLUJONo.1
LISINADESAMINASAS
H2
S
+–M.morganii
P.penneri
P.stuartii
P.rettgeri
P.alcalifaciens
P.rustigianii
M.morganii
P.vulgaris
P.mirabilis
P.penneri
Ornitina
+–Urea
+–
M.morganii
P.mirabilis
P.vulgaris
P.penneriM.morganii
P.penneri
P.stuartii
P.rettgeri
P.alcalifaciens
P.rustigianii
P.stuartii
Indol
+–
Indol
+–
Ornitina–
Indol+
Ornitina–
Indol–
Ornitina+
Indol–
M.morganii
P.mirabilis
P.vulgaris
P.penneri
P.rettgeri
P.stuartii
Adonitol
+ –
M.morganii
P.stuartii
P.rettgeriP.penneri
P.alcalifaciens
Adonitol
+–
P.rustigianii
P.stuartii
P.stuartiiP.rustigianii
Trealosa
+–
t

productorasdeSulfurodeHidrógeno
(DiagramadeFlujoNo.2)
1.Mio
2.Citrato
3.Malonato
4.Trealosa
5.Ramnosa
6.RojodeMetilo
TSILIA
1.K/A+
gK/A3.A/A+
gK/A+
g
2.K/A+
gK/A+
4.K/A+
gK/K+
g
2.LaproduccióndeH2
Spuedeserescasa(+)oabundante(=).

DIAGRAMADEFLUJONo.2
PRODUCTORASDEH2
S
Lisina
+–
E.tarda
S.Choleraesuis
S.Typhi
Salmonellaspp
C.freundii
C.diversus
C.amalonaticus
S.ParathyphiA
L.grimontii
L.richardii
B.aquatica
Ornitina+
Indol+
Ornitina+
Indol–
Ornitina–
Indol–Citrato
+–
E.tardaS.Choleraesuis
Salmonellaspp
S.Typhi
L.grimontiiL.richardii
B.aquatica
C.freundii
S.ParatyphiA
C.diversus
C.amalonaticus
Movilidad+
Indol–Movilidad+
Indol+
Ornitina+
Malonato
+–
Ornitina–
Ornitina+
Citrato–
Ornitina+
Citrato+
Lactosa-
Ramnosa+
RojodeMetilo
+–
C.amalonaticusC.diversusC.freundiiS.ParatyphiAC.freundiiL.richardiiB.aquatica
S.CholeraesuisSalmonellaspp
Trealosa
+–

FermentadorasdeLactosa(LactosaPositiva)
(DiagramadeFlujoNo.3A)
1.Mio
2.Urea
3.Citrato
4.Malonato
5.VoguesProskauer
6.Dulcitol
7.Salicina
8.Sacarosa
TSILIA
1.A/AgK/Kg
2.A/AK/K

DIAGRAMADEFLUJONo.3A
LACTOSAPOSITIVAS
Lisina+
Indol+
Ornitina+
Indol–
Ornitina–
K.pneumoniae
S.rubidea
S.odorífera2
E.coli
K.ascorbata
K.kryocrescens
S.odoriferabio1
E.coli
K.oxitoca
S.odoriferabio2
E.aerogenes
E.gergoviae
S.odorifera
S.fonticola
Urea
+–Urea
+-
Citrato
+–
Urea
+–
S.rubidea
S.odorifera2
K.pneumoniaeE.coli
K.cryocrescens
K.ascorbata
K.cryocrescens
S.odorifera1
E.coli
S.odorifera2
K.oxytoca
E.aerogenes
S.odorifera1
S.fonticola
E.gergoviae
S.fonticola
VP
+–
VP
+–
VP
+–
Malonato
+–
Malonato
+–
Sacarosa
+–
S.odorifera
E.coli
K.cryocrescensK.cryocrescens
S.rubidea
Enviaral
CNDR
Salicina
- +
E.coli
K.cryocrescens
E.coli
S.odorifera1
K.cryocrescens
K.ascorbata
K.cryocrescens
GasdeGlucosa
+–
S.odorífera1K.cryocrescens
Kluyveraspp
S.odorifera1S.fonticolaS.odorifera1E.aerogenes
Gasdeglucosa
+–
Dulcitol
+–
E.gergoviiaeS.fonticolaE.aerogenes
S.odorifera1
S.odorifera1
S.fonticola
S.odorífera2
E.coli
Indol–
Ornitina+
Indol+
Ornitina–

FermentadorasdeLactosa(LactosaPositiva)
(DiagramadeFlujoNo.3B)
1.Mio
2.Citrato
3.Malonato
4.VoguesProskauer
5.Arginina
6.Sorbitol
7.Adonitol
8.Sacarosa
9.Arabinosa
10.Ramnosa
11.DeterminacióndepigmentoamarilloenMuellerHintonoAgarNutritivo
TSILIA
1.A/AgK/Ag

Lisina–
Indol–
Ornitina–
Indol+
Ornitina+
Indol+
Ornitina–
Indol–
Ornitina+
E.cloacae
E.sakasakii
P.agglomerans
L.adecarboxilata
E.sakasakii
E.hermanii
K.cryocrescens
P.agglomerans
E.americana
C.lapagei
S.rubidea
S.plymutica
Arginina
Sorbitol
+–
Adonitol
+–VP
+–
Sacarosa
+–
E.cloacaeE.sakasakiiL.adecarboxilataE.sakasakiiE.hermanii
K.cryocrescens
Citrato
+–
K.cryocrescensE.hermanii
K.criocrescens
S.rubidea
S.plymutica
P.agglomerans
P.agglomerans
E.americana
C.lapagei
Malonato
+–
E.americana
C.lapagei
P.agglomerans
Arabinosa
+–
P.agglomerans
S.plymutica
P.agglomerans
S.rubidea
Pigmento
Amarillo*
+–PigmentoAmarillo*
+–Ramnosa
+–
E.hermanii
K.cryocrescens
P.agglomerans
S.rubidea
P.agglomerans
(85%)
S.plymutica
*24horasenMH,ANoBHI
DIAGRAMADEFLUJONo3B
LACTOSAPOSITIVAS
Malonato
+–
C.lapagei
E.americana
P.agglomerans

NofermentadorasdeLactosa(LactosaNegativa)
(DiagramadeFlujoNo.4A)
1.Arabinosa
2.Indol(MIO)
3.Ornitina(MIO)
4.Sacarosa
5.Citrato
TSILIA
1.K/AgK/Kg
2.K/AgK/K
3.A/AgK/Kg

Lisina+
S.marcescens
S.liquefaciens
S.odoriferabio1
H.alvei
E.fergusonii
E.vulneris
Arabinosa
–+
S.marcescensS.liquefaciens
H.alvei
E.fergusonii
E.vulneris
S.odoriferabio1
E.fergusonii
S.odoriferabio1
S.liquefaciens
H.alvei
E.vulneris
S.odoriferabio1
Indol
+–
Sacarosa
Citrato
+–
S.odoriferaE.fergusoniiS.liquefaciens
S.odoríferabio1
H.alvei
H.alvei
Ornitina
+–
E.vulneris
Sacarosa
–+S.liquefaciens
S.odoríferabio1
Citrato
+–
S.odoriferabio1
S.liquefaciens
DIAGRAMADEFLUJONo4A
LACTOSANEGATIVAS

NofermentadorasdeLactosa(LactosaNegativa)
(DiagramadeFlujoNo.4B)
1.Arabinosa
2.Indol(Mio)
3.Sacarosa
4.Citrato
5.Urea
6.Ramnosa
7.Sorbitol
TSILIA
1.K/AgK/Ag
2.K/AK/A
3.A/AgK/Ag

Lisina–
S.plymutica
Shigellaspp
Y.enterocolitica
T.ptyseos
C.davisae
C.neteri
C.lapagei
E.hermannii
E.vulneris
K.rhinoscleromatis
Movilidad–
Indol–
Ornitina–
Urea–
Citrato–
Urea–
Citrato+
Urea–
Citrato–
S.plymutica
Tptyseos
K.rhinoscleromatis
S.plymutica
C.davisae
C.neteri
C.lapagei
E.vulneris
E.hermannii
Y.enterocolitica
Shigellaspp
S.plymutica
Arabinosa
+–Ornitina
+–Movilidad
+–
S.plymutica
K.rhinoscleromatis
Ramnosa
+–
K.rhinoscleromatisS.plymutica
T.ptyseosC.davisaeC.lapagei
C.neteri
Sacarosa
Sorbitol
+–
C.neteriC.lapagei
E.vulnerisS.plymutica
+Sacarosa–
–Ramnosa+
S.plymuthicaY.enterocolitica
E.vulneris
S.plymutica
Ornitina
+–
Ornitina
+–
E.hermannii
E.vulneris
S.plymutica
Y.enterocolitica
S.plymutica
ShigellasppSerología
E.hermanii
DIAGRAMADEFLUJONo4B
LACTOSANEGATIVAS

CAPÍTULO 5.
Procedimiento para el aislamiento de
enterobacterias y otras bacterias menos
frecuentes en el urocultivo
I. TOMA DE LA MUESTRA:
Para un cultivo de orina apropiado es esencial la recolección apropiada de la muestra. Las
recomendaciones que deben cumplirse son las siguientes:
El paciente no debe estar tomando, ni haber tomado antimicrobianos tres días antes de recolectar la
muestra para el cultivo.
Recolectar la primera orina de la mañana, como se describe a continuación:
1. Lavar los genitales externos con abundante agua y jabón (no secarse).
2. La muestra de orina se toma “a medio chorro”: Indicar al paciente que orine aproximadamente
la mitad de lo que calcule tener en su vejiga.
3. Parar la micción.
4. Orinar entre 50-100 mL en un frasco estéril, teniendo cuidado de que los genitales no toquen
el borde del mismo.
5. Cerrar el frasco herméticamente.
6. Las muestras deben refrigerarse de 4o
a 8o
C hasta el momento de realizar el cultivo. No deben
procesarse muestras que no se refrigeraron y tienen media hora o más a temperatura ambiente.
Si esto último sucede, la muestra debe repetirse.
7. Si es un recién nacido, además de las instrucciones anteriores, la muestra se recogerá en bolsa
estéril colectora de orina. Estas bolsas son exclusivas para tomas de muestras de orinas y se
adquieren en las farmacias.
II. TRANSPORTE DE LA MUESTRA:
1. TRANSPORTE AL LABORATORIO CUANDO LA MUESTRA PROVIENE DE UN
PACIENTE NO HOSPITALIZADO:
Cuando el tiempo entre la toma de la muestra y el transporte al laboratorio se calcula que durará más
de media hora, la muestra debe ser transportada en refrigeración. Para ello, el frasco con la muestra debe
ser colocada en un contenedor plástico con tapadera y luego llenado hasta la mitad con hielo picado
o con refrigerantes si fuera posible.
Capítulo 5: Procedimiento para el aislamiento de enterobacterias y otras bacterias 35

2. TRANSPORTE AL LABORATORIO CUANDO LA MUESTRA PROVIENE DE UN
PACIENTE HOSPITALIZADO:
En estos casos las muestras deben ser transportadas sin refrigeración.
II. PROCESAMIENTO PREVIO DE LA MUESTRA:
Una vez que la muestra llega al laboratorio debe ser guardada inmediatamente en refrigeración hasta el
momento de la siembra. Ninguna muestra debe quedar a temperatura ambiente. Recuerde que en el caso
de las enterobacterias, se reproducen logarítmicamente aproximadamente cada 20 minutos, lo cual
alterará el conteo de UFCs.
1. MEDIOS DE CULTIVO REQUERIDOS:
1.1. Agar Sangre de Carnero
1.2. Agar Mac Conkey
III. EQUIPOS, MATERIALES Y REACTIVOS:
1. TOMA DE LA MUESTRA:
1.1. Equipo: Ninguno
2. MATERIALES Y REACTIVOS:
2.1. Frasco estéril, boca ancha, con tapa de rosca.
2.2. Bolsas recolectoras estériles, en casos de que la muestra sea de un infante.
3. MEDIOS DE CULTIVO:
Ninguno.
4. TRANSPORTE:
4.1. Equipo: Ninguno.
4.2. Materiales y reactivos:
4.2.1 Contenedor plástico con tapa y hielo picado o refrigerantes.
4.3. Medios de cultivo: Ninguno.
5. PROCESAMIENTO:
5.1. Equipo: Ninguno.
5.2. Materiales y reactivos: Ninguno.
5.1. Medios de cultivo:
5.3.1 Agar Sangre de Carnero
5.3.2 Agar Mac Conkey
Capítulo 5: Procedimiento para el aislamiento de enterobacterias y otras bacterias36

V. ALCANCE
Depende del nivel de complejidad de la bacteria aislada. Para determinar el alcance en relación de la
identificación debe revisarse el capítulo correspondiente.
VI. PRINCIPIOS Y FUNDAMENTOS:
La orina excretada en el riñón es estéril, salvo que dicho órgano esté infectado. La orina sin contaminar
de la vejiga también es normalmente estéril, sin embargo, en la uretra existe una microbiota normal, de
modo que la orina expulsada en forma normal contiene una pequeña cantidad de bacterias. Debido a
esto es necesario distinguir los microorganismos contaminantes de los de importancia etiológica. Sólo
el examen cuantitativo de la orina puede producir resultados significativos en cuanto a esta diferencia.
El urocultivo se realiza para demostrar la presencia de un número significativo de bacterias, que
usualmente se limitan a unos pocos microorganismos de crecimiento rápido. Las principales bacterias que
afectan el sistema urinario son las enterobacterias y dentro de ellas Escherichia coli es la más frecuente.
En mujeres no embarazadas las más frecuentes son E. coli yStaphylococcus saprophyticus. Sin tomar
en cuenta la edad, sexo ni patologías primarias, se pueden aislar otras enterobacterias y gramnegativos,
así como otros grampositivos, sobre todo en instituciones donde las infecciones urinarias asociadas a
catéter constituyen la primera causa de infecciones intrahospitalarias.
El examen microscópico de la orina es una práctica previa al cultivo que puede revelar importante
información a la hora de hacer una interpretación o tomar la decisión de concluir el diagnóstico, sin
embargo no se describe en el presente manual debido a que en los laboratorios de bacteriología del país,
este análisis le corresponde al laboratorio clínico.
VII. IDENTIFICACIÓN:
1. EQUIPO, INSTRUMENTOS Y REACTIVOS PARA LA IDENTIFICACIÓN:
1.1. Equipo:
1.1.1 Microscopio
1.1.2 Mechero de Bunsen
1.1.3 Incubadora
1.1.4 Refrigeradora
1.2. Materiales y reactivos:
1.2.1 Asas bacteriológicas redondas y rectas
1.2.2 Asas redondas calibradas (0.001 mL)
1.2.3 Guantes descartables
1.2.4 Láminas portaobjeto
1.2.5 Láminas cubreobjeto
1.2.6 Colorantes para tinción de Gram
1.2.6 Reactivo de Kovac ó Erlich
1.2.7 Reactivo de alfanaftol

1.2.8 Reactivo de KOH al 40%
1.2.9 Reactivo de cloruro férrico
1.2.10 Reactivo de ácido clorhídrico 0.1 N
1.3. Medios de cultivo: Ver procesamiento.
1.4. Pruebas para la identificación: Ver apartado correspondiente según la bacteria aislada.
2. PROCEDIMIENTO PARA LA SIEMBRA:
2.1. Agitar manualmente el frasco de orina por unos segundos, hasta obtener una solución
homogénea.
2.2. Con el asa de platino calibrada de 0.001 ml , inocular la muestra en los medios de Agar Sangre
de Carnero y Agar MacConkey, depositando el inóculo en el centro del plato, extendiéndolo
hacia arriba y hacia abajo, sin esterilizar el asa. Luego estriar en tres direcciones: vertical,
horizontal y transversalmente en toda la superficie del plato.
2.3. Incubar los medios de cultivo por 24 hrs. de 35-370
C.
3. LECTURA DE LOS PLATOS:
Deben tomarse en cuenta varios parámetros. En los siguientes casos debe tomarse el urocultivo como
positivo y debe hacerse la identificación del o los microorganismos y su respectivo antibiograma.
3.1. Todo cultivo puro (un solo tipo de bacteria) con recuento mayor de 20,000 UFC x mL
(unidades formadoras de colonias por mililitro de orina).
3.2. Una muestra se manda a repetir:
3.2.1 Todo cultivo en el que el recuento sea mayor de 20,000 UFC x mL con más de
una bacteria.
3.2.2 En caso que el recuento sea menor de 20,000 UFC X mL con una o más bacterias.
4. PROCEDIMIENTO PARA CALCULAR EL TOTAL DE UNIDADES FORMADORAS DE
COLONIAS QUE SE VAN A REPORTAR AL MÉDICO:
4.1. Realizar la lectura, contando el total de UFCs y multiplicarlas por el factor de dilución
correspondiente con el asa utilizada (las asas de platino utilizadas están calibradas para tomar
un volumen de 0.001 mL, o sea la milésima parte de 1 mL, por lo tanto el factor de dilución es
1000). Este dato es muy importante y debe ser reportado en el resultado final que se envía al
médico.
A continuación algunos ejemplos, utilizando asa de 0.001 mL.
4.1.1 Ejemplo 1.
Si usted cuenta 50 Unidades Formadoras de Colonia (UFCs), multiplique 50 x 1,000 y esto da
como resultado 50,000 UFC por mililitro de orina (mL).

4.1.2 Ejemplo 2.
Si usted cuenta 75 UFC, multiplique 75 x 1,000 y esto da como resultado 75,000 UFC x mL de
orina.
4.1.3 Ejemplo 3.
Si el crecimiento es excesivo y no se puede contar, considere que hay más de 100 UFCs y reporte
el recuento como mayor de 100,000 UFC x mL de orina.
5. SENSIBILIDAD A LOS ANTIMICROBIANOS:
5.1.Antimicrobianos a utilizar por el método de Kirby y Bauer: Ver capítulo 16.
5.2.Antimicrobianos a utilizar por el método de concentración Mínima Inhibitoria
(en caso de Streptococcus viridans):
5.2.1 Penicilina.
6. REPORTE:
6.1.Negativo: No hubo crecimiento bacteriano.
6.2.Positivo:
6.2.1 Todo cultivo puro (un solo tipo de bacteria) con recuento mayor de 20,000 UFC x mL debe
reportarse el género y especie, con su respectivo antibiograma. Por ejemplo:
6.2.1.1. Escherichia coli, 30 mil UFC x mL de orina.
6.2.2 Cultivos con 2 o más bacterias en las que el recuento total sobrepasa los 100,000 UFC, pero
individualmente cada una tiene un recuento mayor de 20,000 UFC.
6.2.2.1. Escherichia coli >100,000 UFC x mL de orina.
6.2.2.2. Enterobacter cloacae 40 mil UFC x mL de orina
6.3.Repetir muestra:
6.3.1. Todo cultivo en el que el recuento sea mayor de 20,000 UFC x mL con más de una bacteria con
género o especie diferentes. Si en el segundo cultivo se aíslan las mismas bacterias y en
cantidades similares al primer cultivo, se reportan los géneros y especies aisladas con sus
respectivos recuentos y antibiogramas.
6.3.2. En caso que el recuento sea menor de 20,000 UFC x mL. El hecho de que haya menos de 20,000
UFC x mL (en especial de varios tipos de bacterias) como sucede a menudo, sugiere que los
microorganismos provienen de la microbiota normal o son contaminantes. Si en el segundo cultivo
se aísla la misma bacteria y en cantidad similar al primer cultivo, se reporta el género y especie
aislado con su respectivo antibiograma.

FLUJOGRAMA PARA REALIZAR UN UROCULTIVO
MUESTRA
SIEMBRA
AGAR SANGRE
DE CARNERO
Grampositivos:
S. saprophyticcus, aureus,
Streptococcus beta hemolíticos
COLONIAS LACTOSA
(+) ó (-)
AGAR
Mac Conkey
TSI Y LIA
Dependiendo de las reacciones
PRUEBAS PRESUNTIVAS
Dependiendo de los resultados
ANTIBIOGRAMAANTIBIOGRAMA
PRUEBAS CONFIRMATIVAS BIOQUÍMICA COMPLEMENTARIA
Nota: Para realizar la identificación de grampositivos y gramnegativos, consultar en este manual los
capítulos correspondientes a cada microorganismo aislado.

VIII. BIBLIOGRAFÍA:
1. López SR, Reyes C J, González MA, Centeno R.: Normas Técnicas para el Urocultivo en Normas
Técnicas de Bacteriología, capítulo V, 3ª ed. 1996, DANIDA/MINSA, Editorial Imprimatur,
Managua, Nicaragua.
2. Tórrez MF. Urocultivo en Manual Práctico de Bacteriología Médica, Cap. 3, 1ª ed., 1996, Editorial
Serviprensa, C.A., Guatemala.
3. Introducción a la Microbiología en Diagnóstico Microbiológico. Texto Atlas a color, Elmer W.
Koneman editor, Cap. 3, 5ª ed. 1999, Editorial Médica Panamericana, Buenos Aires, Argentina.
4. Principios del diagnóstico microbiológico en medicina en Microbiología Médica de Jawetz, Melnick
y Adelberg Geo. F. Brooks editor, Cap. 47, Editorial El Manual Moderno, 16ª edición, (traducción
de la 21ª edición en inglés). México D.F. 1998.
5. Principios del diagnóstico microbiológico en medina en: Microbiología Médica de Jawetz, Melnick y
Adelberg. Geo F. Brooks editor, Cap. 47, Editorial El Manual Moderno 16ª edición (traducción de la
21ª edición en inglés). México, D.F. 1998.

Capítulo 6: Procedimientos para bacterias aisladas comúnmente en exudados de heridas 43
CAPÍTULO 6.
Procedimientos para bacterias aisladas
comúnmente en exudados de heridas
I. TOMA DE LA MUESTRA:
1. RECOMENDACIONES A LOS PACIENTES:
No haber recibido tratamiento local o sistémico con antimicrobianos 3 días antes de la toma de muestra.
2. TIPO DE MUESTRA:
Exudados o pus obtenidos de heridas infectadas, furúnculos y abscesos de tejidos u órganos.
3. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA:
3.1. Retirar la costra o pústulas en la piel con un bisturí y pinzas estériles, previa limpieza con agua
destilada o solución salina estéril, para remover ésta con mayor facilidad.
3.2. En heridas, primero se debe realizar una limpieza en la superficie con el propósito de remover la
suciedad o tejido muerto.
3.3. Si en el interior de la herida hay pus, debe removerse haciendo uso de hisopos o torundas de
gasa estériles. El pus no es un material apropiado para el cultivo por contener células vegetativas
bacterianas muertas o predominantemente semidestruidas.
3.4. Una vez removido el pus, la muestra debe tomarse con un hisopo estéril, frotando vigorosa pero
gentilmente las paredes de la herida, o cavidad.
3.5. Abscesos cerrados superficiales: en estos casos el médico debe drenar el absceso y eliminar el
pus. La muestra para cultivo de bacterias se toma de las paredes de la cavidad, como se describe
en el numeral 3.3.
3.6. Abscesos cerrados profundos, órganos o tejidos internos, ojos (humor acuoso o vítreo), oído
medio y otros: La muestra debe ser tomada exclusivamente por el médico. Si no es posible tome
la muestra como en el numeral 3.3, el pus debe aspirarse por medio de una jeringa estéril de 3
o 5 mL. La cantidad de la muestra depende de la naturaleza de la lesión, pero no es necesario
tomar más de 1mL.

II. TRANSPORTE DE LA MUESTRA:
1. Para los numerales 3.4 y 3.5 los hisopos deben introducirse en el medio de transporte de Stuart,
teniendo cuidado que el hisopo quede completamente introducido en el medio.
2. En el tubo o jeringa con la muestra deben anotarse el código de la muestra, fecha y hora en que
fue tomada.
3. Todas las muestras deben acompañarse con una hoja que contenga como mínimo la siguiente
información:
3.1. Institución
3.2. Sala
3.3. Número de expediente
3.4. Nombre del paciente
3.5. Edad
3.6. Sexo
3.7. Resumen de historia clínica. Si existe un Comité de Infecciones Intrahospitalarias (CIIH) que
requiera información adicional sobre los casos de infección, debe elaborarse una hoja con los
datos que el CIIH determine.
4. Transportar la muestra contenida en el medio de transporte a temperatura ambiente.
5. Si la muestra obtenida está contenida en una jeringa (numeral 3.6), debe transportarse con
refrigerante. Esto tiene el propósito que las enzimas líticas y autolíticas contenidas en el pus dis-
minuyan su acción destructiva contra las bacterias.
III. PROCESAMIENTO DE LA MUESTRA:
1. Rotular un plato de Agar Sangre de Carnero (ASC) y otro con Agar Mac Conkey (MacC).
2. Con unas pinzas previamente flameadas en el mechero, extraiga el hisopo del medio de transporte.
3. Haga un inóculo en una de las orillas del medio de ASC y luego en MacC. El inóculo debe ser
hecho friccionando el hisopo en forma circular sobre un área de aproximadamente 1 cm de
diámetro. Con el mismo hisopo haga un frotis para tinción de Gram.
4. Si la muestra fue transportada en una jeringa, deposite una gota sobre una de las orillas de los
medios de ASC y MacC. Haga un frotis para tinción de Gram.
5. Dejar los inóculos durante un tiempo aproximado de 5 minutos para que el agar absorba el
exceso de líquido y luego estríe en la forma convencional.
6. Incubar de 35 a 37o
C durante 18 a 24 horas. El ASC se incuba en atmósfera de CO2
(método
de la jarra si no tiene incubadora con CO2
).
Capítulo 6: Procedimientos para bacterias aisladas comúnmente en exudados de heridas44

IV. EQUIPOS, MATERIALES Y REACTIVOS:
1. TOMA DE MUESTRA:
1.1. Jeringa estéril 3-5 mL
1.2. Bisturí estéril
1.3. Agua destilada estéril
1.4. Solución salina estéril
1.5. Hisopo de algodón estéril
1.6. Solución antiséptica
2. TRANSPORTE DE LA MUESTRA
2.1. Tubos conteniendo medio de transporte de Stuart.
2.2. Jeringas estériles descartables de 3 ó 5mL.
3. PROCESAMIENTO:
3.1. Equipos:
3.1.1. Incubadora a 35-37o
C
3.1.2. Incubadora con CO2
a 35-37o
C
3.1.3. Refrigeradora a 6-8o
C
3.1.4. Jarra con vela de parafina blanca (si no tiene incubadora con CO2
)
3.1.5. Refrigeradora a 6-8o
C
3.1.6. Mechero Bunsen
3.1.7. Reloj de mesa
3.1.8. Microscopio con objetivo de 40X y 100X.
3.2. Materiales:
3.2.1. Marcadores indelebles
3.2.2. Asas bacteriológicas rectas y redondas
3.2.4. Guantes descartables
3.2.5. Gradilla
3.2.6. Contenedores con cloro al 0.5% para desechar material contaminante
3.3. Reactivos: Colorantes y reactivos para la tinción de Gram.
3.4. Medios de Cultivo:
3.4.1. Agar Sangre de Carnero al 5% (ASC)
3.4.2. Agar MacConkey (MacC)

6.1 Procedimientos para la identificación
de Pseudomonas aeruginosa
I. TOMA DE LA MUESTRA: ver capítulo 6.
II. TRANSPORTE DE LA MUESTRA: ver capítulo 6.
III. PROCESAMIENTO DE LA MUESTRA: ver capítulo 6.
IV. EQUIPOS, MATERIALES Y REACTIVOS: ver capítulo 6.
CARACTERÍSTICAS GENERALES DE LOS BACILOS GRAMNEGATIVOS NO
FERMENTADORES
Los bacilos gram negativos no fermentadores son un grupo de bacterias aerobias no esporuladas que
o bien no utilizan hidratos de carbono como fuente de energía o los degradan a través de vías
metabólicas diferentes de la fermentación.
Estas vías de degradación de la glucosa son tres:
1. Vía de Embden- Meyerhof -Parnas (EMP)
2. Vía de Entner- Doudoroff (ED)
3. Vía de la hexosa monofosfato de Warburg Dickens (HMP)
La vía de EMP o vía glucolítica o anaerobia, la utilizan las bacterias anaerobias y hasta cierto punto
también las anaerobias facultativas. Muchas bacterias incluidas todas las bacterias de la familia
Enterobacteriaceae fermentan la glucosa a través de la vía EMP para formar ácido pirúvico, producto
intermediario de la fermentación de carbohidratos.
Los géneros de bacilos gramnegativos no fermentadores que se describen en este capitulo utilizan las vías
de ED y HMP.
La vía de ED es denominada vía aerobia debido a que necesita oxigeno para que haya glucólisis es decir,
degradación de la glucosa.
Los bacilos gramnegativos fermentadores oxidativos utilizan vías alternativas a la vía de EMP a través
de las cuales la glucosa es oxidada. El termino oxidación significa la forma en que el ácido pirúvico
transfiere sus iones hidrógeno. Al carecer de las enzimas deshidrogenasa necesarias para oxidar el ácido
pirúvico a ácido láctico y otros ácidos mixtos, las bacterias oxidativas transfieren los iones hidrógeno
del ácido pirúvico al ciclo de Krebs, donde se une al oxígeno para formar agua. Debido que el producto
final es agua, las bacterias oxidativas no forman gas a partir de carbohidratos. Los medios bioquímicos
usados para las bacterias fermentativas no pueden ser aplicados a las bacterias oxidativas, ya que

TABLA No. 1: METABOLISMO DE LA GLUCOSA EN EL MEDIO DE OF
METABOLISMO TIPO DE
DE LA GLUCOSA OXIDASA REACCIÓN FAMILIA / GÉNERO / ESPECIE
FERMENTATIVA
Negativa I Enterobacteriaceae
Chromobacterium violaceum
Aeromonas (hydrophila,salmonicida)
Plesiomonas shigelloides
Vibrio cholerae
Positiva II Actinobacillus (lignieresi, suis)
Chromobacterium violaceum
Pasteurella (aerogenes, haemolytica, pneumotropica)
Kingella kingae
OXIDATIVA Acinetobacter baumannii
Acinetobacter haemolyticus
Negativa III Stenotrophomonas maltophila
Pseudomonas (luteola, oryzihabitans)
Pseudomonas (aeruginosa,fluorescens, putida)
Pseudomonas (stutzeri, mendocina)
Positiva IV Burkholderia (pseudomallei, cepacia)
Achromobacter xylosoxidans
Chryseobacterium gleum
Empedobacter brevis
INACTIVA Acinetobacter lwoffii
Negativa V Acinetobacter junnii
Acinetobacter johnsonii
Alcaligenes faecalis
Pseudomonas (alcaligenes, pseudoalcaligenes)
Comamonas (acidovorans, testosteroni)
Positiva VI Bordetella bronchiseptica
Myroides odoratus
Moraxella (osloensis, atlantae)
Oligella urethralis
Psychrobacter phenylpyruvicus
producen ácidos débiles insuficientes para hacer virar el indicador de pH y debido a esto, Hugh y Leifson
fueron los primeros en diseñar un medio OF (oxidativo-fermentativo) que se adapta a las propiedades de
los bacilos gramnegativos no fermentadores. (ver tabla 1).

La vía de HMP de Warburg Dickens es en realidad un híbrido o mezcla de las vías EMP y ED.
Las bacterias no sacarolíticas como algunos géneros de bacilos no fermentadores que no utilizan hidratos
de carbono, son inertes en el medio OF, el cual conserva su pH alcalino después de la incubación.
Las bacterias anaerobias facultativas pueden utilizar las dos vías EMP y ED indistintamente dependiendo
de las condiciones ambientales en que se desarrollen.
V. ALCANCE:
Laboratorios de la Red: Numerales del 1.4.1 al 1.4.8 y del 1.4.10 al 1.4.16 con respecto a pruebas
de identificación.
CNDR: Numerales del 1.4.1 al 1.4.16 con respecto a pruebas de identificación.
VI. PRINCIPIOS Y FUNDAMENTOS:
El género Pseudomonas está constituido por bacilos gram negativos aerobios que no forman esporas y
son rectos o ligeramente curvos, miden de 1.5 a 5 µm de largo y 0.5 a 1.0 µm de ancho.
Las Pseudomonas spp son móviles debido a la presencia de uno o más flagelos polares. Los aislamientos
obtenidos de muestras clínicas son oxidasa y catalasa positiva y crecen en Agar MacConkey como
UFCs no fermentadoras de lactosa. La mayoría de las especies degradan la glucosa oxidativamente y
reducen nitratos a gas nitrógeno.
Las colonias son usualmente extendidas y planas, tienen bordes irregulares y un brillo metálico
característico, el cual es frecuentemente asociado con la autólisis de las colonias.
Existen otras variantes de colonias incluyendo formas lisas, gelatinosas y mucoides.
Pseudomonas aeruginosa produce varios pigmentos solubles en agua, como el pigmento verde ama-
rillento fluorescente llamado pioverdina (también producida por P. fluorescens y P. putida). Cuando la
pioverdina se combina con un pigmento azul hidrosoluble, pigmento fenazina, se produce piocianina, un
color azul turqueza-verde brillante característico de P. aeruginosa. Unas pocas cepas de Pseudomonas
aeruginosa pueden producir pigmentos de otros colores como piorubrina (rojo) o piomelanina ( marrón
a negro).
Pseudomonas aeruginosa puede ser identificada sobre la base de la prueba de oxidasa, TSI, crecimiento
a 42o
C y producción de pigmentos ya sea fluorescente, azul verde, rojo o café en Agar Mueller Hinton.
Algunas cepas de Pseudomonas aeruginosa producen solo pioverdina (verde amarillo fluorescente)
característica que comparte con P. fluorescens y P. putida pero la habilidad de P. aeruginosa de crecer
a 42o
C la distingue de las otras dos especies.
P. fluorescens puede ser diferenciada de P. putida basándose en su habilidad de degradar la gelatina.
(ver tabla No. 2).

El género Pseudomonas pertenece a la familia Pseudomonadaceae. Se han creado dos esquemas para
clasificarlos. Un esquema popularizado por Gilardi se basa en las características fenotípicas y las divide
en los grupos:
1. GRUPO FLUORESCENTE:
1.1. Pseudomonas aeruginosa
1.2. Pseudomonas fluorescens
1.3. Pseudomonas putida
2. GRUPO STUTZERI:
2.1. Pseudomonas stutzeri
2.2. Pseudomonas mendocina
2.3. CDC grupo Vb-3
3. GRUPO ALCALÍGENES:
3.1. Pseudomonas alcaligenes
3.2. Pseudomonas pseudoalcaligenes
3.3. Pseudomonas spp. CDC Grupo I
4. HOMOLOGÍA DE ÁCIDOS NUCLEICOS DESCONOCIDA (OXIDASA NEGATIVA):
4.1. Pseudomonas luteola
4.2. Pseudomonas oryzihabitans
Pseudomonas aeruginosa es la especie que con mayor frecuencia se recupera de muestras clínicas. Las
infecciones se observan habitualmente en los sitios en los que tiende a acumularse humedad:
quemaduras, heridas cutáneas exudativas, oído externo. También producen infecciones del tracto
urinario, tracto respiratorio, fibrosis quística, infecciones oculares, endocarditis e infecciones óseas por
diseminación hemática. Por otro lado, se asocian a infecciones del torrente sanguíneo asociada al empleo
de dispositivos intravasculares como catéteres permanentes.
TABLA 2. BIOQUÍMICA DIFERENCIAL DEL GRUPO FLUORESCENTE
Pseudomonas Pseudomonas Pseudomonas
aeruginosa fluorescens putida
AP (pyocianina) + – –
AF (pyoverdina) + (65)* + (96) + (93)
Reducción de nitratos + (98) V (19) – (0)
Gas de nitratos (desnitrificación) + (93) – (3) – (0)
Crecimiento a 42o
C + (100) – (0) – (0)
Gelatina V (82) + (100) – (0)
* Porcentajes.

VII. IDENTIFICACION:
1. EQUIPO, INSTRUMENTOS Y REACTIVOS PARA LA IDENTIFICACION:
1.1.Equipo:
1.1.1. Incubadora de 35o
C a 37o
C
1.1.2. Incubadora de 42o
C
1.1.3. Microscopio con objetivo de 40x
1.1.4. Mechero tipo Bunsen
1.2.Materiales y Reactivos:
Materiales:
1.2.1. Guantes descartables no estériles
1.2.2. Láminas portaobjetos
1.2.3. Asas bacteriológicas con punta redonda y recta
1.2.4. Contenedores con cloro al 0.5% para descarte de material pequeño
1.2.5. Marcadores indelebles
1.2.6. Lámpara de Wood (luz ultravioleta) de onda larga (400nm)
1.2.7. Palillos de madera
Reactivos:
1.2.8. Solución A: Alfa naftilamina
1.2.9. Solución B: Ácido sulfanílico
1.2.10. Solución Salina estéril al 0.85%
1.2.11. Polvo de Cinc
1.2.12. Tiras de oxidasa
1.2.13. Aceite mineral inerte estéril
1.3.Medios de Cultivo:
1.3.1 Agar MacConkey
1.4.Pruebas para Identificación:
1.4.1 TSI
1.4.2 LIA
1.4.3 Prueba de la oxidasa
1.4.4 Prueba de movilidad al fresco
1.4.5 Prueba de reducción de nitratos
1.4.6 Prueba de producción de gas a partir de nitratos
1.4.7 Determinacion de la piocianina en Agar P
1.4.8 Determinacion de la pioverdina en Agar F
1.4.9 Hidrólisis de gelatina

1.4.10 Dihidrolisis de arginina
1.4.11 Degradación de Glucosa OF (oxidación–fermentación)
1.4.12 Crecimiento en Agar Cetrimida
1.4.13 Crecimiento en agar MacConkey a 42o
C
1.5. Cepas para control de calidad:
1.5.1 Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853
1.5.2 Escherichia coli ATCC 25922
1.5.3 Klebsiella pneumoniae ATCC 13883
1.5.4 Enterococcus faecalis ATCC 29212
SENSIBILIDAD A LOS ANTIMICROBIANOS:
1.6 Antimicrobianos a utilizar por el método de Kirby y Bauer: Ver capítulo 16.
1.7 Antimicrobianos a utilizar para la Concentracion Minima Inhibitoria:
Ninguno.
1.8 Pruebas Especiales:
Ninguna.
2 CRECIMIENTO EN Mac CONKEY
2.1.Fundamento del medio de cultivo: ver capítulo 17.
2.2.Procedimiento: ver capítulo 17.
2.3.Fundamento bioquímico de la bacteria:
Pseudomonas spp carece de las enzimas galactósidopermeasa y galactosidasa, por lo que no tienen la
capacidad de fermentar la lactosa. Por lo tanto, las UFC aparecen incoloras o transparentes, con un brillo
metálico característico, planas, de bordes irregulares, con olor característico a uvas o a tamal pizque.
2.4.Resultado:
Crecimiento de colonias incoloras, transparentes, con un brillo metálico característico, planas, de bordes
irregulares, con olor característico a uvas o a tamal pizque, después de 24 horas de incubación.
2.5.Control de calidad:
2.5.1. Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853
Resultado: Crecimiento de colonias incoloras o transparentes, con un brillo metálico característico,
planas, de bordes irregulares, con olor característico a uvas o a tamal pizque.
2.5.2. Escherichia coli ATCC 25922
Resultado: Crecimiento de colonias rosadas, convexas, umbilicadas con tamaños entre 2-4 mm.

3 PRUEBA DE TSI (TRIPLE SUGAR IRON AGAR):
3.1.Fundamento de la prueba: ver capítulo 17.
Pseudomonas spp carecen de la enzima glucosa 6 fosfatos deshidrogenasa, por lo que no tienen la
capacidad de fermentar la glucosa. No poseen la enzima invertasa por lo tanto no pueden fermentar la
sacarosa. No poseen la enzima hidrogenasa fórmica por lo que no producen gas a partir de la glucosa.
3.4.Resultado:
Características del crecimiento: K /K (alcalino / alcalino = rojo / rojo)
Resultado: No fermentan la lactosa / No fermentan la glucosa. No hay producción de gas: K/K
(alcalino /alcalino = rojo / rojo).
Resultado: Fermentan la lactosa / Fermentan la glucosa, con producción de abundante gas: A/A G
(ácido /ácido gas abundante = amarillo / amarillo, gas).
4 PRUEBA DE LIA (LISINE IRON AGAR):
Las especies de Pseudomona spp no poseen la enzima lisina descarboxilasa por lo tanto no
descarboxilan la lisina. Tampoco poseen la enzima lisina desaminasa por lo que no desaminan la lisina.
4.4.Resultado:
Características del crecimiento: K /K (alcalino / alcalino = violeta / violeta)
Resultado: No desaminan la lisina / No descarboxilan la lisina ni fermentan la glucosa: K/K (alcalino/
alcalino = violeta / violeta).
Resultado: No desaminan la lisina / Descarboxilan la lisina: K/K (alcalino alcalino = violeta / violeta).

5. PRUEBA DE LA OXIDASA:
Las especies de Pseudomonas poseen la enzima citocromooxidasa (excepto luteola y orizyhabitans).
5.4.Resultado:
Presencia de indofenoloxidasa positiva: Hay viraje de color a púrpura intenso en los primeros 10 segundos.
Resultado: Oxidasa positiva: hay viraje de color a púrpura intenso en los primeros 10 segundos.
Resultado: Oxidasa negativa: No hay viraje de color en los primeros 10 segundos. Se observa de color
amarillo.
6. PRUEBA DE MOVILIDAD AL FRESCO:
6.3.Fundamento fisiológico de la bacteria:
Pseudomonas aeruginosa posee 1 flagelo polar que le confiere gran movilidad sin dirección fija.
6.4.Resultado:
Movilidad positiva: Se observa al microscopio bacilos con movimientos en diferentes direcciones y
desplazamientos repentinos a larga distancia.
Resultado: Movilidad positiva: Se observan bacilos con movimientos en diferentes direcciones y
desplazamientos repentinos a larga distancia.
6.5.2. Klebsiella pneumoniae ATCC 13883
Resultado: Movilidad negativa: Se observan bacilos sin movimientos. Existe movimiento giratorio
(movimiento Browniano) que no debe confundirse con movimiento bacteriano.

7. PRUEBA DE REDUCCIÓN DE NITRATOS:
Pseudomonas aeruginosa tiene la capacidad de reducir nitratos a nitritos y de producir gas nitrógeno
derivado de los nitratos. Usualmente en las bacterias que convierten los nitratos a nitritos pero no a otro
productos como el gas nitrógeno, los nitritos suelen detectarse al agregar en partes iguales el reactivo
A (alfa naftilamina) y B (ácido sulfanílico). Cuando los nitritos están presentes se da un viraje del caldo
a un color rojo intenso en los primeros 30 minutos de la reacción. Sin embargo, en bacterias como el
caso de Pseudomonas aeruginosa que convierten los nitratos a nitritos pero que también producen gas
de nitrógeno en gran cantidad, la detección de los nitritos después de agregar los reactivos no es
observable. Esto se puede comprobar fácilmente al agregar aproximadamente 20 mg de cinc. Cuando
los nitratos no fueron convertidos a nitritos, el cinc hace la conversión y el viraje a color rojo intenso
se hace presente. Sin embargo, en el caso de las Pseudomonas aeruginosa este viraje no se presenta,
lo que comprueba la conversión. La producción de gas nitrógeno es detectada por la presencia de
burbujas en la parte superior del tubo de Durham.
7.4.Resultado:
Reducción de nitratos a nitratos positiva: Hay viraje a color rojo después de agregar los reactivos de
prueba.
Producción de gas nitrógeno positiva: Hay burbujas de gas en el tubo de Durham.
Resultado: Reducción de nitratos a nitritos positiva. No hay viraje de color, después de agregar los
reactivos de prueba, ni al agregar 20 mg de polvo de cinc.
Producción de gas nitrógeno a partir de nitratos positiva: se observan burbujas de gas en la parte
superior del tubo de Durham invertido.
7.5.2. Enterococcus faaecalis ATCC 29212
Resultado: Reducción de nitratos a nitritos negativa. No hay viraje de color después de agregar los
reactivos de prueba.
Confirmación: Luego de la adición de aproximadamente 20 mg de cinc el caldo vira a color rojo después
de 5 a 10 minutos.
Producción de gas nitrógeno a partir de nitratos negativa: No hay burbujas de gas en el tubo de
Durham. Todo el tubo aparece lleno del caldo.

8. DETERMINACION DE PIOCIANINA EN AGAR P:
Pseudomonas aeruginosa tiene la habilidad de producir el pigmento piocianina, el cual es un pigmento
azul verde o azul turquesa no fluorescente bajo luz ultravioleta, soluble en agua y que se puede observar
a simple vista.
8.4.Resultado:
Producción del pigmento piocianina positiva: Se observa un pigmento azul-verde o azul turquesa sobre
el crecimiento bacteriano.
Pseudomonas aeruginosa ATCC 27853
Resultado: Producción de piocianina positiva: se observa un pigmento verde azulado o azul turquesa
sobre el crecimiento bacteriano.
Escherichia coli ATCC 25922
Resultado: Producción de piocianina negativa: Se observa crecimiento sin pigmento.
9. DETERMINACIÓN DE PIOVERDINA EN AGAR F:
Pseudomonas aeruginosa produce pioverdina, un pigmento orgánico luminiscente que con la luz
ultravioleta de onda larga emite una fluorescencia verde amarillenta intensa.
9.4.Resultado:
Resultado: Producción de pioverdina positiva: Bajo luz ultravioleta se observa fluorescencia verde
amarillenta intensa en toda la zona de crecimiento.
Resultado: Producción de pioverdina positiva: bajo luz ultravioleta se observa fluorescencia verde
amarillenta intensa en toda la zona de crecimiento.
Resultado: Producción de pioverdina negativa: bajo luz ultravioleta no hay fluorescencia en la zona de
crecimiento.

10.HIDRÓLISIS DE GELATINA:
10.1. Fundamento de la prueba: ver capítulo 17.
10.2. Procedimiento: ver capítulo 17.
10.3. Fundamento bioquímico de la bacteria:
El 82% de Pseudomonas aeruginosa posee enzimas gelatinolíticas (gelatinasas) que hidrolizan la gelatina
provocando la licuefacción del medio sólido de gelatina.
10.4. Resultado:
Hidrólisis de la gelatina variable: Puede observarse o no un halo opaco alrededor del crecimiento de la
colonia.
10.5. Control de Calidad:
Resultado: Hidrólisis de gelatina positiva: Se observa un halo opaco alrededor del crecimiento de la
colonia.
Resultado: Hidrólisis de gelatina negativa: Se observa crecimiento bacteriano sin halo opaco alrededor.
11.DIHIDRÓLISIS DE ARGININA:
Pseudomonas aeruginosa posee la enzima deshidrogenasa y por consiguiente la arginina es convertida
a citrulina y ornitina para formar putrescina, la cual acentúa el pH alcalino.
11.4. Resultado:
Dihidrólisis de arginina positiva: No hay viraje de color. El caldo se observa con un púrpura más
acentuado.
Resultado: Hidrólisis de arginina positiva: No hay viraje de color. El caldo se observa con un púrpura
mas intenso.
11.5.2. Klebsiella pneumoniae ATCC 13883
Resultado: Hidrólisis de arginina negativa: Hay viraje de color a amarillo por la fermentación de la
glucosa.

12.GLUCOSA OF (OXIDACIÓN–FERMENTACIÓN):
Pseudomonas aeruginosa oxida la glucosa, por lo que produce ácido solo en aerobiosis. Esta reacción
se observa en la parte superior del tubo que no lleva aceite mineral, con viraje al color amarillo. No hay
reacción en el tubo con aceite mineral (anaerobiosis).
12.4. Resultado:
Oxidación de la glucosa positiva: Hay viraje de color a amarillo en la parte superior del tubo que no lleva
aceite mineral (ver tabla No. 1). En el tubo con aceite mineral (reacción en anaerobiosis) no hay cambios
y por lo tanto, no hay viraje de color.
Resultado: Oxidación de la glucosa positiva. Se observa viraje de color al amarillo en la parte superior
del tubo sin aceite mineral (reacción en aerobiosis). No hay actividad en el tubo con aceite mineral
(reacción en anaerobiosis). No hay viraje de color.
Resultado: Oxidación de la glucosa negativa. Fermentación de la glucosa positiva. Hay viraje de color
a lo largo de los dos tubos (aerobiosis y anaerobiosis).
13.CRECIMIENTO EN AGAR CETRIMIDA:
13.3. Fundamento fisiológico de la bacteria:
Pseudomonas aeruginosa tiene la capacidad de crecer en presencia de cetrimida (bromuro de cetil tri-
metil amonio), un agente que actúa como detergente, disminuyendo la tensión superficial en el medio.
Como resultado, muchas bacterias son inhibidas por esta acción a excepción de Pseudomonas
aeruginosa. La presencia de cloruro de magnesio y sulfato de potasio estimulan la formación del
pigmento azul verde o azul turquesa no fluorescente piocianina y el pigmento verde-amarillo fluorescente
de pioverdina que puede ser detectado bajo luz ultravioleta de onda larga (400nm).
13.4. Resultado:
Crecimiento en cetrimida positivo: Hay crecimiento de colonias en las que se observa pigmentación azul
turquesa (piocianina) y verde amarillo fluorescente (pioverdina) detectado bajo luz ultravioleta.

13.5. Control de calidad:
Resultado: Crecimiento en cetrimida positivo: hay buen crecimiento con pigmento azul verdoso y verde
amarillento fluorescente que detecta la fluoresceína o pioverdina en presencia de luz ultravioleta..
Resultado: Crecimiento en cetrimida negativo. No hay crecimiento ni pigmentos.
14.CRECIMIENTO EN AGAR Mac CONKEY A 42ºC
14.3. Fundamento fisiológico de la bacteria:
Peudomonas aeruginosa es tolerante a la temperatura de 42o
C en agar Mac Conkey, lo que la distingue
de las especies P. fluorescens y P. putida del grupo fluorescente.
14.4. Resultado:
Crecimiento en agar MacConkey a 42o
C positivo: hay crecimiento bacteriano.
14.5. Control de calidad:
Resultado: Crecimiento en Mac Conkey a 42o
C positivo: hay crecimiento bacteriano de UFCs
características.
14.5.2. Enterococcus faecalis ATCC 29212
Resultado: Crecimiento en Mac Conkey a 42o
C negativo: no hay crecimiento bacteriano.

Manual de bacteriologia

Recomendados

Recomendados

Más contenido relacionado

La actualidad más candente

La actualidad más candente (20)

Destacado

Destacado (10)

Similar a Manual de bacteriologia

Similar a Manual de bacteriologia (20)

Último

Último (20)

Manual de bacteriologia