INTRODUÃO CHG

1. Manivela
Suporte do bloco
Bloco de parafina
Fragmento de tecido
Navalha
Fig. 1.1 Micrótomo para cortar tecidos incluídos em parafina ou em resina. Acionando-se a manivela (à direita da figura), o bloco
contendo o fragmento de tecido sobe e desce. Após cada volta da manivela, o bloco avança uma distância definida (geralmente 1-10
m) e, ao passar pela navalha, deixa uma fatia do tecido. (Cortesia de Microm.)

2. Lente ocular
Prisma
Lente
objetiva
Espécime
Platina
Condensador
Filtro de luz
Controles de
movimento da platina
Controles de ajuste
de foco
Lâmpada Espelho
Fig. 1.2 Desenho esquemático de um microscópio de luz mostran-
do seus componentes principais e o trajeto da luz desde a fonte
luminosa até o olho do observador. (Cortesia de Carl Zeiss Co.)

3. A B
C
Fig. 1.3 Células da crista neural foram cultivadas e examinadas por
meio de três sistemas ópticos diferentes. O preparado não está
corado e as mesmas células aparecem em todas as fotografias – use
as duas células pigmentadas para orientar-se em cada imagem. A:
Microscopia de luz convencional. B: Microscopia de contraste de
fase. C: Microscopia de diferença interferencial de contraste segun-
do Nomarski. Grande aumento. (Cortesia de S Rogers.)

4. Fig. 1.4 Microscopia de luz polarizada. Um fragmento de mesen-
tério de rato foi corado com o método de picro-sirius, que cora
fibras de colágeno. O mesentério foi colocado sobre a lâmina e
observado por transparência. Sob luz polarizada, as fibras de
colágeno exibem intensa birrefringência e aparecem brilhantes ou
em amarelo. Médio aumento.

5. Alguns planos
focais possíveis
Lente
Espécime
Detector
Obstáculo
com orifício
Plano
focalizado
Fig. 1.5 Princípio da microscopia confocal. Luz originada de um
plano do corte cruza o pequeno orifício existente em um obstá-
culo e alcança um detector; no entanto, raios originados de ou-
tros planos são bloqueados pelo obstáculo. Desta maneira, só um
plano muito delgado do espécime é analisado de cada vez.

6. Fonte
de laser
Rastreador da
Obstáculo iluminação
com orifício
Divisor de feixe
Detector
Lente
Plano
focalizado
Espécime
Fig. 1.6 Arranjo usual de um microscópio confocal. A ilumina-
ção de uma fonte de laser atinge o espécime e é refletida. Um es-
pelho dirige a luz refletida a um obstáculo que possui um peque-
no orifício. A luz proveniente de planos do espécime que estão à
frente ou atrás do plano focalizado é bloqueada pelo obstáculo.
O laser varre o espécime para que uma área maior do corte possa
ser observada.

7. Fig. 1.7 Fotomicrografia de células de rim de hamster em cultu-
ra, coradas com alaranjado de acridina. Por meio de um micros-
cópio de fluorescência, o DNA (no interior dos núcleos) emite luz
amarela, enquanto o citoplasma rico em RNA aparece de cor
avermelhada ou laranja. Grande aumento. (Cortesia de A
Geraldes e JMV Costa.)

8. Fig. 1.8 Fotografia do microscópio eletrônico de transmissão 906E.
(Cortesia de Carl Zeiss.)

9. Catodo
Anodo Canhão eletrônico
Lente condensadora
Bobina
elétrica
Coluna
Malha de cobre Porta-espécime
com três cortes
Lente objetiva
Janela
de vidro
Lente intermediária
Lente projetora
Placa fluorescente
Filme fotográfico
Câmera CCD
Fig. 1.9 Desenho esquemático de um microscópio de transmis-
são com seus principais componentes.

10. Catodo
Anodo Canhão
eletrônico
Lente condensadora
Bobina elétrica
Coluna
Lente
Rastreador
Lente
Amplificador Detector
de sinal de elétrons
Monitor Espécime
Fig. 1.10 Desenho esquemático de um microscópio eletrônico de
varredura com seus principais componentes.

11. Fig. 1.11 Radioautogramas de glândulas salivares submandibulares de um camundongo que foi injetado com 3H-fucose 8 horas
antes do sacrifício. Em cima: ao microscópio de luz se observam grãos negros de prata (setas), que indicam as regiões celulares que
estão radioativas. A maior parte da radioatividade está localizada nos grânulos citoplasmáticos das células dos ductos glandulares.
Aumento médio. Embaixo: tecido preparado para observação em microscópio eletrônico de transmissão. Observe os grãos de prata
que aparecem como estruturas enoveladas (setas) localizadas principalmente sobre os grânulos citoplasmáticos (G) e no lúmen (L)
dos túbulos. Grande aumento. (Cortesia de T.G. Lima e A. Haddad.)

12. Fig. 1.12 Radioautogramas de cortes de órgãos de um rato que
foi injetado com 3H-timidina. Os radioautogramas foram expos-
tos durante um tempo muito longo e por esta razão os núcleos
radioativos se tornaram fortemente marcados e aparecem cober-
tos por uma grande quantidade de grânulos escuros. A: Muitas
células epiteliais estavam se dividindo na base das glândulas
intestinais, mas nenhuma no restante das vilosidades. B: Um corte
de linfonodo mostra que a divisão de sua célula ocorre principal-
mente nos centros germinativos desta estrutura. (Cortesia de
Telma MT Zorn, Mauricio Soto-Suazo, Cleusa MR Pellegrini e WE
Stumpf.)

13. Fig. 1.13 Fotomicrografia de fibroblastos de galinha que foram
cultivados e infectados com Trypanosoma cruzi, que são as peque-
nas partículas espalhadas pelo citoplasma (setas). Embora a se-
paração entre as células não seja visível, os seus núcleos são fa-
cilmente observados (N). Coloração pelo método de Giemsa.
Médio aumento. (Cortesia de S. Yoneda.)

14. Célula intacta
1
Células
dissociadas
2 Núcleos
3
Mitocôndrias
e lisossomos
Fig. 1.14 O fracionamento celular permite o isolamento de compo-
4 nentes da célula através de centrifugação diferencial. A coluna de
desenhos na porção direita da figura mostra as organelas celulares
obtidas ao fundo de cada tubo após cada centrifugação. A força
Microssomos centrífuga é expressa em unidades g, equivalentes à força da gravi-
dade. (1) Um fragmento de tecido é picado com uma navalha de
barbear ou com tesoura e depois dissociado com um homogeniza-
5 dor ou por ultra-som. (2) O tecido dissociado permanece em repou-
so durante cerca de 20 min para que grumos não dissociados e fi-
bras da matriz extracelular precipitem. (3) O sobrenadante é
centrifugado a 1.000 g por 20 min. Os núcleos são precipitados no
Ribossomos fundo do tubo. (4) O sobrenadante é centrifugado a 10.000 g por 20
min. Mitocôndrias e lisossomos precipitam. (5) O sobrenadante é
6 centrifugado a 105.000 g por 120 min. Os microssomos precipitam.
(6) Se o sobrenadante é tratado com desoxicolato de sódio antes da
centrifugação, os microssomos se dissociam e precipitam separada-
Membranas mente como ribossomos e membranas do retículo endoplasmático
do retículo granuloso. (Redesenhado e reproduzido, com permissão, de Bloom
endoplasmático W, Fawcett DW: A Textbook of Histology, 9a ed. Saunders, 1968.)

15. Fig. 1.15 Micrografias eletrônicas de três frações celulares isoladas por centrifugação em gradiente de densidade. A: Fração de mito-
côndrias, contaminada com retículo endoplasmático. B: Fração de microssomos. C: Fração de lisossomos. Grande aumento. (Corte-
sia de P. Baudhuin.)

16. Fig. 1.16 Fotomicrografia de um corte de osso tratado por uma
técnica histoquímica para demonstrar íons cálcio. O precipitado
escuro indica a presença de fosfato de cálcio no osso e na cartila-
gem calcificada. Tecido cartilaginoso não calcificado (corado em
marrom) está na metade superior da figura. Médio aumento.
(Fotomicrografia obtida por P.A. Abrahamsohn.)

17. Fig. 1.17 Fotomicrografia de corte de rim tratado pelo método de
Gomori para demonstrar a enzima fosfatase alcalina. Os locais
onde esta enzima está presente (superfícies celulares) estão es-
curos devido ao precipitado de sais de chumbo (setas). Médio
aumento.

18. Fig. 1.18 Detecção de fosfatase ácida. Micrografia eletrônica de uma célula de rim de rato que mostra três lisossomos (L) junto de um
núcleo (N). O depósito escuro no interior destas organelas é fosfato de chumbo que precipitou nos locais onde havia fosfatase ácida.
Grande aumento. (Cortesia de E Katchburian.)

19. Fig. 1.19 Fotomicrografia de uma vilosidade intestinal corada pela
técnica de ácido periódico-Schiff. A intensa coloração na
bordadura em escova da superfície celular (setas curtas) e no
produto de secreção das células caliciformes (setas longas) é de-
vida ao alto conteúdo de polissacarídeos nestas estruturas. Cor-
te contracorado com hematoxilina. Grande aumento.

20. Fig. 1.20 Substâncias que têm grande afinidade por uma molé-
cula podem ser marcadas e usadas para identificar esta molécu-
la. (1) A molécula A tem uma afinidade intensa e específica por
uma porção da molécula B. (2) Se A e B são colocadas em contacto,
A se liga com a porção de B que ela reconhece. (3) Um marcador,
visível em microscopia de luz ou eletrônica, pode ser ligado à
molécula A. O marcador pode ser um composto fluorescente, uma
enzima como a peroxidase, uma partícula de ouro ou um átomo
radioativo. (4) A molécula B pode ser detectada se estiver pre-
sente em uma célula ou na matriz extracelular que forem incu-
badas com a molécula A.

21. Fig. 1.21 Alguns métodos de separação de proteínas: ultracentrifugação (A) e cromatografia (B). A: Uma
mistura de proteínas obtida de células ou de tecidos homogeneizados é submetida a centrifugação em
alta velocidade por várias horas. As proteínas se separam em bandas, de acordo com o tamanho e a den-
sidade das moléculas. Em seguida, o meio em que foi feita a centrifugação é drenado e dividido em várias
frações que contêm as diferentes proteínas, que podem então ser analisadas separadamente. B: Uma solu-
ção contendo uma mistura de proteínas é colocada em uma coluna preenchida por partículas dotadas de
diferentes propriedades. As partículas podem, por exemplo, ter diferentes cargas eletrostáticas (atraindo
proteínas de acordo com suas cargas) ou podem ter poros (agindo como peneiras para moléculas de dife-
rentes tamanhos). Durante a migração das proteínas pela coluna, seu movimento é retardado pela intera-
ção com as partículas. Quando o líquido da coluna é recolhido, diferentes grupos de proteínas podem ser
coletados separadamente.

22. B
1 Gel
A
Gel
Proteínas de
massa Amostras
1 molecular
conhecida
2
Filme de raio X
2 Gel
Gel
3
3 Gel
Fonte de Membrana de
energia nitrocelulose
Fig. 1.22 Separação de proteínas por eletroforese em gel. A: Isolamento das proteínas. (1) Misturas de
proteínas são obtidas de células e tecidos homogeneizados. Elas são freqüentemente tratadas com um
detergente (dodecil sulfato de sódio) e com mercaptoetanol para desenovelar e separar as cadeias e
subunidades de proteínas. (2) As amostras são colocadas na porção superior de uma placa de gel de
poliacrilamida, a qual é submetida a uma corrente elétrica contínua. (3) As proteínas migram ao longo
do gel de acordo com seu tamanho e forma. Uma mistura de proteínas conhecidas também é colocada
no gel para servir como padrão de pesos moleculares. B: Detecção e identificação das proteínas. (1)
Coloração. As proteínas são coradas e a intensidade de coloração é proporcional à concentração das
proteínas. (2) Radioautografia. Se algumas proteínas forem radioativas, elas poderão ser reconhecidas
por radioautografia. Para isto, um filme de raios X é colocado sobre o gel durante algum tempo e de-
pois revelado. Proteínas radioativas serão denunciadas por manchas escuras no filme de raio X. (3)
Immunoblotting. As proteínas podem ser transferidas do gel para uma membrana de nitrocelulose.
Esta é incubada com um anticorpo que reconhece proteínas que podem estar presentes nas amostras.

23. Proteína X
Proteína X
Fig. 1.23 Técnica direta de imunocitoquímica. (1) Molécula de
imunoglobulina (Ig). (2) Produção de anticorpo policlonal. A
proteína X de um rato é injetada em um animal de outra espécie,
por exemplo, um coelho. Várias Igs de coelho são produzidas
contra a proteína X. (3) Marcação do anticorpo. As Igs de coelho
são acopladas a um marcador. (4) Reação imunocitoquímica. As
Igs marcadas reconhecem e se ligam a diferentes porções da pro-
teína X presentes em um corte, que pode ser observado no mi-
croscópio.

24. Proteína X
Proteína X
Proteína X
Fig. 1.24 Técnica indireta de imunocitoquímica. (1) Produção de
um anticorpo policlonal primário. A proteína X de um rato é in-
jetada em um animal de outra espécie, por exemplo, um coelho.
Várias Igs de coelho são produzidas contra a proteína X. (2) Pro-
dução de um anticorpo secundário. Ig de um outro coelho, nor-
mal e não imunizado, é isolada e injetada em um animal de uma
terceira espécie, por exemplo, uma cabra. São produzidas Igs de
cabra contra Igs de coelho. As Igs de cabra são purificadas e
acopladas a um marcador. (3) Primeira etapa da reação imunoci-
toquímica. As Igs de coelho reconhecem e se ligam a diferentes
porções da proteína X. (4) Segunda etapa da reação imunocito-
química. As Igs de cabra marcadas reconhecem e se ligam às Igs
de coelho, indicando a presença da proteína X.

25. Fig. 1.25 Fotomicrografia de uma célula decidual de camundongo cultivada in vitro. A proteína desmina, que forma filamentos in-
termediários que fazem parte do citoesqueleto, foi detectada com uma técnica de imunofluorescência (imunocitoquímica) indireta.
Uma malha de filamentos intermediários fluorescentes ocupa a maior parte do citoplasma. O núcleo (N) está corado em azul. Gran-
de aumento. (Cortesia de Fabiano G Costa e P.A. Abrahamsohn.)

26. Fig. 1.26 Fotomicrografia de um corte de in-
testino delgado no qual um anticorpo contra
a enzima lisozima foi aplicado para demons-
trar lisossomos em macrófagos e em células
de Paneth. A cor marrom é o resultado da
reação feita para demonstrar a enzima pero-
xidase, marcador acoplado ao anticorpo se-
cundário. Núcleos contracorados com hema-
toxilina. Médio aumento.

27. Fig. 1.27 Antígeno carcinoembriônico é
uma proteína presente em vários tumores
malignos, principalmente da mama e intes-
tinos. Esta fotomicrografia é uma demons-
tração imunocitoquímica de antígeno
carcinoembriônico em uma secção de um
adenocarcinoma de intestino grosso. O an-
ticorpo estava marcado com peroxidase,
evidenciada pela cor marrom. Contracolo-
ração: hematoxilina. Médio aumento.

28. Fig. 1.28 Secção de uma célula acinosa do pâncreas que foi incubada com anticorpo antiamilase e em seguida incubada com prote-
ína A marcada com partículas de ouro. A proteína A tem uma alta afinidade por moléculas de anticorpo. As partículas de ouro são
vistas como pequenos pontos pretos sobre os grânulos de secreção maduros e sobre os grânulos imaturos em formação no complexo
de Golgi. Eletromicrografia. Grande aumento. (Cortesia de M Bendayan.)

29. Fig. 1.29 Corte de um tumor epitelial benigno (condiloma) sub-
metido a hibridização in situ. As áreas marrons são locais onde o
DNA de vírus de papiloma humano tipo 2 (HPVII) está presen-
te. Contracoloração: hematoxilina. Médio aumento. (Cortesia de
JE Levi.)

30. Fig. 1.30 Como diferentes estruturas tridimensionais são obser-
vadas após serem cortadas em secções delgadas. A: Diferentes
secções de uma esfera oca e de um tubo oco. B: Um corte ao lon-
go de um único tubo enovelado pode ser visto como cortes de
vários tubos. C: Cortes através de uma esfera sólida e através de
um cilindro sólido podem ser semelhantes.