Ivf

ÜREME SAĞLIĞI VE ĐNFERTĐLĐTE DERNEĞĐ

KANITA DAYALI UYGULAMA REHBERLERĐ

IVF LABORATUVARI UYGULAMA REHBERĐ

2008

ÜREME SAĞLIĞI VE ĐNFERTĐLĐTE DERNEĞĐ

KLĐNĐK EMBRYOLOJĐ ALT ÇALIŞMA GRUBU

TARAFINDAN HAZIRLANMIŞTIR

TSRM IVF LABORATUVARI UYGULAMA REHBERİ/2008 SAYFA 1

Üreme Endokrinolojisi, İnfertilite ve Yardımcı Üreme Teknikleri Derneği tarafından alt çalışma

grupları kurulmuş olup, bu grupların işbirliği ile kadın doğum ve fertilite uzmanları,

reprodüktif biyologlar, embryologlar ve reprodüktif genetik uzmanlarının ilgili alanlarda

gerekli araştırmalarının, bilgilendirme ve eğitimlerinin yapılabilmesi amaçlanmıştır. Klinik

embryoloji adı altında kurulan alt çalışma grubunun oluşumundaki amaç ise, yardımcı üreme

tekniklerinin uygulandığı infertilite merkezleri bünyesinde bulunma zorunluluğu olan IVF (in-

vitro fertilizasyon) laboratuvarlarının genel çalışma koşullarını belirlemek, çalışacak personel,

donanım ve rutin laboratuvar uygulamalarında ortak görüş sağlayabilmektir. Bu amaca

yönelik olarak klinik embryoloji alt çalışma grubu bir uygulama rehberi hazırlamıştır. Bu

rehberin hazırlanımında uluslararası standartlar dikkate alınarak ESHRE (European Society of

Human Reproduction and Endocrinology) tarafından yayınlanmış uygulama prosedürleri

kaynak olarak kullanılmıştır (Gianoroli et al., ESHRE Guidelines, 2000).

Hazırlanmış olan uygulama rehberinde, yardımcı üreme teknikleri uygulayan laboratuvarların

minimal gereklilikleri göz önünde bulundurulmuş ve bu sahada çalışan ya da çalışmaya

başlayacak olan reprodüktif biyolog ve embryologlara IVF laboratuvarlarında olması gereken

kalite kontrol standartları sunulmaya çalışılmıştır. Bu kuralların IVF laboratuvarlarında

dikkatli bir şekilde uygulamasının yardımcı üreme teknikleri uygulayan kliniklere yararlı

olabileceği hedeflenmiştir.


1. LABORATUVAR PERSONELİ

1.1. T.C. Sağlık Bakanlığı Ana Çocuk Sağlığı ve Aile Planlaması Genel Müdürlüğü tarafından

oluşturulmuş Üremeye Yardımcı Tedavi Merkezleri Yönetmeliği’nce; IVF laboratuvarından

sorumlu kişinin üremeye yardımcı tedavi teknikleri konusunda, yurtiçindeki eğitim merkezi

olmaya hak kazanmış merkezlerden veya yurt dışındaki (Sağlık Bakanlığı’mızca onaylanmış

olması şarttır) merkezlerde en az altı aylık eğitim görmüş ve kurul tarafından kabul edilen

sertifika veya belgesi olan tıp doktoru, histolog-embryolog, veteriner, biyolog, eczacı veya

hemşire gibi en az dört yıllık yüksek okul mezunu bir sağlık personeli olması şarttır. Bu kişinin

aynı zamanda mikroenjeksiyon uygulaması yapabilmesi için bu konuda en az iki ay süre ile

eğitim almış ve sertifikasının kurul tarafından kabul edilmiş olması gerekmektedir.

1.2. Yardımla üreme tekniklerinin uygulandığı infertilite merkezlerindeki siklus sayısının

yoğunluğu dikkate alınarak belirlenecek sayıda yardımcı laboratuvar personelinin

çalıştırılması, laboratuar rutin uygulamalarının düzenli ve daha önemlisi güvenli bir şekilde

devam edebilmesi açısından gereklidir.

1.3. Göreve yeni başlayan laboratuvar personelleri için, mutlaka kapsamlı bir oryantasyon ve

genel eğitim programı periyodik aralıklarla verilmeli, takip eden dönemlerde ise

laboratuvarda çalışan tüm sağlık personelinin bilgilendirilmesi açısından dünyada hızla

gelişmekte olan yeni IVF laboratuvar prosedürleriyle ilgili eğitim programları

düzenlenmelidir.

1.4. Laboratuvar içerisinde çalışan her personelin görev ve sorumluluklarının belirtildiği yazılı

belgeler hazırlanmalıdır.


2. PROSEDÜRLER

2.1. Yardımla üreme teknikleri uygulayan infertilite merkezlerine ait her IVF laboratuvarında,

hasta bazında uygulanan tüm prosedürlerinin detaylı olarak açıklandığı aynı zamanda hasta

özerkliği ve gizliliğinin korunduğu formlar oluşturulmalıdır.

2.2. Tüm hastalara ait laboratuvar sonuçları bu amaçla düzenlenmiş, tarihleri belirtilmiş,

geçerliliği olan yazılı bir prosedür içerisinde raporlanmalıdır. Sonuçlarla ilgili tüm

tanımlamalar ayrıntılı, doğru ve klinik açıdan uygun olmalıdır.

2.3. Laboratuvarda bulunan tüm aletlerin, kalibrasyon ve kalite kontrol materyalinin yazılı

olarak belgelendirilmesi gereklidir.

2.4. Laboratuvarda günlük olarak kaydedilmesi gereken, uygulanan tüm prosedürlerin

tanımlandığı, günlük alet kullanım ve gerekli oldu ise bakımlarının belirtildiği belgeler

hazırlanmalıdır.

2.5. IVF laboratuvarlarında hastaya uygulanan işlemlerin her aşamasında uygulayıcının

tanımlandığı belgeler düzenlenmelidir (Ör: Laboratuvarda solüsyon hazırlıklarını yapan,

sperm hazırlama işlemini gerçekleştiren embryolog ya da teknisyenler, oosit toplamada

görev alan klinisyen, anestezi uzmanı, embryolog, embryo transferini uygulayan kişiler vb).

2.6. Gerekli olduğunda laboratuvarın kendi personeli ya da eğitim amaçlı gelen diğer kişiler

tarafından kullanılmak üzere, konsültasyona uygun, tüm laboratuvar prosedürlerinin detaylı

olarak tanımlandığı bir laboratuvar manueli hazırlanmalıdır.

2.7. Sonuçların regüler evalüasyonu için genel laboratuvar bilgilerini içeren bir defter

düzenlenmelidir.


3. LABORATUVAR ÖZELLİKLERİ VE GÜVENLİĞİ

3.1. LABORATUVAR PLANI

Sağlık Bakanlığı Ana Çocuk Sağlığı ve Aile Planlaması Genel Müdürlüğü tarafından

oluşturulmuş Üremeye Yardımcı Tedavi Merkezleri Yönetmeliği’nce, IVF laboratuvarları

embryoloji ve androloji olmak üzere iki bölmeden oluşmakta; embryoloji laboratuvarlarının

oosit toplama ve embryo transferlerinin gerçekleştirildiği ameliyathaneye bitişik en az 25

metrekare büyüklüğünde, androloji laboratuvarının ise aynı merkez içinde en az 10

metrekarelik bir alan içerisinde bulunması zorunludur. 1998 yılında embryo

krioprezervasyonunun yasallaşması ile birlikte, bu yılı takiben kurulan yada kurulacak IVF

laboratuvarlarında tercihen embryoloji laboratuvarına yakın (dondulacak embryoların

embryoloji laboratuvarından alınacağı düşünülerek), fakat sepere bir alan içerisinde embryo

krioprezervasyonunun yapılabildiği, krioprezervasyon işleminde kullanılacak gerekli araç ve

gereçlerle donatılmış bir krioprezervasyon laboratuvarının ilavesi zorunlu hale gelmiştir. Tüp

Bebek Merkezleri Yönetmeliği embryo krioprezervasyonunun yasallaşması öncesinde

hazırlandığı için, yönetmelikte henüz bir krioprezervasyon laboratuvarının zorunluluğu

belirtilememiştir. Krioprezervasyon laboratuvarının tercihen minimum 10 metrekare

büyüklüğünde olması ideal olacaktır. IVF laboratuvarlarının uygun büyüklükte olması, araç

ve gereçlerin gerekli şekilde yerleşiminin sağlanabilmesi ve laboratuvar personelinin rahat ve

effektif çalışmabilme düzenini beraberinde getireceğinden başarıyı indirekt olarak

etkileyebilmektedir. ESHRE guidelineları ele alınarak laboratuvar yapısı daha detaylı spesifiye

edilecek olursa:


• Laboratuvarın kurulumunda, gamet ve embryo manüplasyonları esnasında kesinlikle

toksik etkisi olmayacak aseptik malzemeler kullanılmalıdır.

• Laboratuvar aletlerinin yerleşimi, efektif ve güvenli bir çalışma ortamı sağlanabilmesi

amaçlı mekan projesinde mutlaka önceden belirlenmelidir

• İdari işler, laboratuvar datalarının girişi ve saklanması için ayrı bir ofis alanı

oluşturulmalıdır.

• Deiyonize su aletinin bağlanıp, laboratuvarda kullanılan malzemelerin yıkanabileceği,

sterilizasyon ve benzeri işlemlerin yapılabileceği, su kaynağının bulunduğu bir ortam

oluşturulmalıdır. Bu ortam embryoloji laboratuvarından ayrı bir bölgede olmalıdır

(Kriyoprezervasyon laboratuvarı yeterli büyüklükte ise, bu ortam kriyoprezervasyon

laboratuvarı içerisinde yer alabilir). Eğer birtakım fiksatif solüsyonlar kullanılacak ise,

bu işlemler için mümkünse ayrı bir oda yada koku giderici hoodlar kullanılmalıdır.

• Laboratuvar ortamı içerisinde kullanılacak havalandırma sistemide, ayrıca detaylı

olarak ele alınması gereken bir konudur. Günümüz IVF laboratuvarlarında olması

gereken hava kalitesi, bu ortamın embryo ve gametler üzerine etkisi hakkında halen

universal değerler oluşturulamamış olup, embryo gelişiminin her aşamasında ve buna

bağlı olarak implantasyon ve gebelik oranları üzerinde negatif etki yaratabileceği

görüşü savunulmuştur (Cohen-1997,Hall-1998,Mayer-1999,Boone-1999). Medikal

hijenin yeterli düzeyde sağlanabilmesi için önerilen ideal laboratuvar ortamında,


saatte yüksek hava değişimiyle çalışabilecek (Cohen-1997,Gardner-2001) pozitif

basınç sağlayan (en az 0.10-0.20 su) HEPA (toz partüküllerin filtrasyonunu sağlar) ve

yabancı gaz filtrasyonunun sağlayabilecek aktif karbon filtreleri içeren detaylı

havalandırma sistemleri önerilmektedir (Cohen-2001). Birçok havalandırma

sisteminde, sadece ortam içerisindeki toz partiküllerin filtrasyonunu sağlayabilen

HEPA filtreler kullanılmaktadır. Ancak ortamdaki yabancı gaz filtrasyonunda HEPA

filtreler tek başına yeterli olmayıp, bu işlevi gerçekleştirebilecek aktif karbon

filtrelerininde havalandırma sistemine dahil edilmesi gerekmektedir. Günümüzde

HEPA ve aktif karbon filtrelerini birlikte içeren laboratuvar ortamı, CO2 kaynağı ve

inkübatör içi kullanılabilecek üniteleri, mevcut lokal aletlerin (CODA, GEN-X

International, inc. Madison, USA) IVF laboratuvarları içerisinde kullanımı

önerilmektedir (Cohen-2001). Sonuç olarak günümüz IVF laboratuvarları

havalandırma sistemleri için önerilen ortamlar, HEPA mümkünse aktif karbon filtreleri

ile havalandırılabilen laboratuvarın en steril olması gereken iç bölgesinde (bu bölge

tercihen IVF ve mikroenjeksiyon işlemlerinin yapıldığı embryoloji laboratuvarı

olmalıdır), maksimum pozitif basınca sahipken sırayla (androloji, kriyoprezervasyon

bölümleri, su kaynağının bulunduğu bölüm ve son olarak IVF laboratuvarı girişi) dışa

doğru basıncı azalan, mümkünse özellikle embryoloji bölümünde ana havalandırmaya

ek olarak HEPA ve aktif karbon filtreleri içeren lokal aletlerin ortamı, CO2 kaynağı ve

inkübatör içi ünitelerinin kullanıldığı ortamlar olarak özetlenebilir. Bu tür

havalandırma sistemlerinin daha güvenli ve efektif olarak çalışabilmesi için, IVF

laboratuvarlarında pencere olmaması önerilmektedir. Laboratuvar ortamında hava

kalitesine ek olarak sabit ısı (22-24C) ve nem oranının (%30-45) ayarlanması, gamet


ve embryo gelişimi için önemlidir (Barnes-2001, Cohen-Gilligan, ,ALPHA

Environmental, Inc-2001).

• Laboratuvar ortamında kullanılan ışık kaynağının embryo gelişimi üzerine olumsuz

etkileri olabileceğinden, yüksek voltajlı parlak florasan ışık yerine daha yumuşak olan

sarı gün ışığı kullanımı önerilebilir.

• Sonuç olarak yeni bir IVF laboratuvarı kurulacağı zaman, tüm alet ve fasiliteler

yardımcı üreme tekniklerinde son gelişmeler göze alınacak şekilde belirlenmeli;

tezgah yükseklikleri, uygun ayarlanabilir sandalyeler, göz seviyesine uygun ayarlanmış

mikroskop yerleşimleri, boş alan ve yüzeylerin efektif bir şekilde kullanımını sağlayan

bir plan, yeterli hava kalitesi ve ışık miktarını oluşturabilen bir ortamın sağlanabilmesi

şarttır. Laboratuvar ortamı düzenlenirken bu ortamda çalışacak personelin sağlık ve

güvenliliği de dikkate alınmalıdır.

3.2. IVF LABORATUVARLARI ARAÇ VE GEREÇLERİ

• IVF laboratuvarlarında kullanılan ekipmanın her zaman laboratuvar çalışmalarına

uygun, temizliği ve dezenfeksiyonu kolay olan ürünler arasından seçilmesi

gerekmektedir.

• İnkübatörler, buzdolapları, dondurulmuş embryoların saklandığı sıvı nitrojen tankları

gibi kullanımında oluşacak arızaların çok kritik olabileceği, aletlerin mutlaka detaylı bir

yöntemle monitörize edilebilen bir alarm sistemine bağlı olması gerekir.


• Tüm embryoloji laboratuvarlarında oluşabilecek herhangi bir elektirik kesintisine

karşın, kesintisiz güç kaynağı (UPS) kullanılması şarttır.

• İnkübatörler ve laminar flow tüpleri, IVF laboratuvarı dışında fakat periodik aralıklarla

kontrol edilebilecek yakınlıkta ayrı bir alanda olup, mutlaka otomatik backup

sistemleri olmalıdır.

• İnkübatörler sayı ve merkezde uygulanan siklus sayısına bağlı olarak sıklıkla

temizlenmeli (15gün-1 ay). Sıvı nitrojen tankları ise, yılda en az bir kere olmak koşulu

ile boşaltılıp temizlenmelidir.

• Sağlık Bakanlığı Ana Çocuk Sağlığı ve Aile Planlaması Genel Müdürlüğü Üremeye

Yardımcı Tedavi Merkezleri Yönetmeliği’nce, IVF laboratuvarlarında bulunması

gereken araç ve gereç listesi aşağıdaki şekildedir.

Laminar flow hood

İnkübatör; 2 adet, %5 CO2, %5 O2 ve havayı sağlayacak özellikte olmalı (Günümüzde

kullanılan kültür solüsyonlarında %6’lık CO2 oranı solüsyon pH’sını dengelemek

açısından daha uygundur).

Mikroskoplar: Standart laboratuvar mikroskobu

Stereoskopik (dissecting) mikroskop

İnverted mikroskop (Mikromanüplasyon yapılacak ise gerekli standart

aletler).

--Multiblok heater

--Derin donduruculu Buzdolabı

--Osmometre

--Mikrobalans

--pH metre


--Klinik tipi santrifüj

--Sperm sayımı için gerekli standart ölçüm aletleri

**** Günümüz IVF laboratuvarları için gerekli aletleri daha detaylı olarak değerlendirecek

olursak, sırasıyla;

KRİYOPREZERVASYON LABORATUVARI

- Sıvı azot kullanım tankı ile birlikte programlanabilir kriyoprezervasyon aleti

- En az bir tane sıvı azot saklama tankı

- Seeding işlemi ve azot aktarımında kullanılacak manüplasyonunun kolay ve güvenli

olabilmesi için, ufak bir sıvı azot transfer tankı

- Seeding işlemini güvenli bir şekilde gerçekleştirecek paslanmaz çelik bir penset

- En az 2 adet örnek saklama tankı

- Sıvı nitrojen aktarımında kullanılacak en az birer adet kriolojik eldiven, gözlük ve

önlük

*** Daha öncede belirtildiği üzere su kaynağı mekanın yeterliliğine göre, IVF laboratuvarı

yanında (embriyo çözme işlemlerinde vücut ısısı su sıklıkla kullanılacağından, ayrıca

embriyoloji laboratuvarının dışında bir bölgede olması gerektiğinden, tercihen

kriyoprezervasyon laboratuvarına yakın olabilir), separe bir alanda yada kriyoprezervasyon

laboratuvarı içinde olabilir. Su kaynağına mutlak suretle inkübatörlerde ve laboratuvar

malzemelerinin temizliği için kullanılacak bir deiyonize su sistemi bağlanmalıdır. Aynı

bölgede IVF laboratuvarında kullanılacak cam malzemelerin (pasteur pipetleri) sterilizasyonu

için, kuru hava sterilizatörü koyulabilir.


ANDROLOJİ LABORATUVARI

- En az bir adet vertikal laminar air flow (Class II özellikte)

- Faz kontrast mikroskop; 10X, 20X, 40X ve 100X’lik objektifleri olan (Faz kontrast

mikroskobun yapılan işlemlerin sterilitesi ve güvenliği açısından, laminar flow

içerisine montajı sperm analizi takibinde sperm yıkama işlemlerinin aynı alanda

yapılabilmesi açısından uygun ve kullanımda pratik olabilir)

- Klinik tipi santrifüj

- En az bir adet CO2 inkübatörü (tercihen O2 kontrollü)

- Etüv (Günümüzde IVF laboratuvarlarında gamet ve embryoların dış ortama maruz

kaldıkları süreç içerisinde, pH değişimlerinden minimum düzeyde etkilenmeleri için

HEPES yada MOPS içerikli tampon solüsyonlar kullanılmaktadır. Bu tür solüsyonların

CO2 inkübatörlerinde inkübe edilmeleri sakıncalıdır. Bu sebeple 37C sıcaklıkta

muhafaza edilmelidirler)

- En az bir adet no-frost buzdolabı

- Vortex

- Gerekli miktarlarda medium ölçümü için kullanılacak muhtelif ölçülerde

mikropipetörler

- Medium aspirasyonu için kullanılacak otomatik chargeable makropipetörler

- Sperm sayımı için gerekli standart ölçüm aletleri


EMBRİYOLOJİ LABORATUVARI

- En az bir adet vertikal laminar air flow

- En az bir adet stereomikroskop (laminar flow içinde kullanılacaktır)

- En az 2 adet CO2 (tercihen O2 kontrollü) inkübatörü

- En az bir adet inverted mikroskop (manüplasyon ataçmanları ile birlikte)

- Etüv

3.3. ENFEKTE EDİCİ AJANLAR

Tüm yardımcı üreme tekniklerinde biyolojik materyallerle temas içerisinde olunduğu için,

bazı hastalıkların çalışan personele bulaşabilme riski vardır. Enfeksiyon kaynakları çoğunlukla

hayvan kaynaklı madde ve follikül sıvısı kaynaklıdır. Bu sebeple tüm IVF merkezleri personel

güvenliliği için gerekli prosedürler oluşturmalıdır. Bunun için nasyonel yada lokal sağlık

güvenlilik yönetmeliklerinden yararlanılabilir. Bu sebeple aşağıdaki taramalar yapılmalıdır.

• Hepatit B veya aynı yolla bulaşabilecek diğer viral hastalıklara karşı personelin

aşılanması gereklidir.

• Hastaların tedaviye alınmadan önce HIV, hepatit B/C yada seksüel yolla bulaşan diğer

hastalıklara karşı taranmaları şarttır. Hastalar IVF tedavisine başlayacakları zaman

her ne kadar ilk aşamada sadece klinisyenler bilgilendirilselerde, bu hastalara ait

enfekte biyolojik materyal üzerinde çalışılacak ise, mutlaka laboratuvar

personelininde önceden bilgilendirilmesi gerekir. Bu amaçla ESHRE guidelinelarında

önerilen tavsiyeleri inceleyecek olursak:

• Eğer çiftlerden bir yada ikisi HIV pozitif ise, IVF tedavisine alınmamalı yada lokal

kurallara göre kabul edilecekse mutlaka ekstensif bir araştırmadan geçirilmelidir.


Eğer erkek seropozitive ise ( HIV-1 viral partikülleri motil spermin sitoplazmik

kompartmanında bulunabilir, Baccetti et.al.,1994), seronegatif olan kadına donor

sperm kullanımı önerilebilir. Dolayısıyla tüp bebek (IVF ) ya da mikroenjeksiyon (ICSI)

yöntemi ile fertilizasyon esnasında viral partiküllerin oositin içerisine girme riski

mevcuttur. Bu partiküllerin oluşan embriyo üzerindeki gelecekteki etkisi

bilinmemektedir.

• Erkek partner hepatit B virüsü taşıyor ise, seronegatif kadın partner IVF tedavisine

girmeden önce mutlaka aşılanmalıdır.

• Eğer kadın hepatit B virüsü taşıyor ise IVF tedavisi uygulanabilir, fakat doğacak

bebeğin doğum sonrasında aşılanması gereklidir. Yakın bir zamanda hepatit B pozitif

hastalarda mikroenjeksiyonun kullanımı ile birlikte, oosite etrafındaki sıvıdan

bulaşmak (muhtemelen sperm membranına yapışarak) üzere virüsün geçişi

olabileceği düşünülmüştür.

• Taraflardan birisi hepatit C virüsünü taşıyor ise, ekstensif tarama sonrasında IVF

tedavisine alınabilir.

• Sifilis seropozitivitesi mevcut ise, IVF tedavisine alınmadan önce gerekli tedavi

yapılmalıdır.

3.4. KORUYUCU ÖNLEMLER

IVF laboratuvarlarında koruyucu önlemlerin alınması embryo ve gametler için aseptik

ortamların garantilenmesi açısından önemlidir. ESHRE guidelinelarına göre alınacak

önlemleri inceleyecek olursak:

• Laboratuvarda çalışırken özel kıyafetler giyilmelidir.

• İşlemler esnasında non-toksik (pudrasız) eldiven ve maske kullanılmalıdır.


• Göz, yüz ve ellerle deri temasını engellemek amaçlı sıvı azot kullanımında, koruyucu

kriyojenik materyaller kullanılmalıdır.

• IVF laboratuvarlarında vertikal laminar flow kullanımı daha uygun görülmektedir.

• Solüsyonlar için mutlaka mekanik pipetleme araçları kullanılmalıdır.

• Fiksatif solüsyonlar kullanılıyor ise, koku çekici hoodlar içerisinde çalışılmalıdır

• Enfekte aletlerin dezenfeksiyon ve sterilizasyonu şarttır.

• Disposable materyal kullanımından hemen sonra, kullanılan malzeme için uygun atık

konteynırlarına atılmalıdır. Enfeksiyon riski taşıyan materyaller ise laboratuvar

çalışanlarının, servis görevlileri ve temizlikçilerin sağlığını tehlikeye atmayacak şekilde

imha edilmelidir.

• İğne ve sivri uçlu atıklar dikkatli bir şekilde manüple edilmeli ve bu tür materyaller için

uygun olan konteynırlara atılmalıdır.

• Embryo ve sperm kriyoprezervasyonunda hücreler içlerinde bulundukları solüsyon

içine strawlar daldırılarak çekilmekte ve eksternal dezenfeksiyon yapılmadan sıvı azot

tanklarına transfer edilmektedir. Dolayısıyla tank içerisinde bir hastadan diğerine

cross-kontaminasyon riski mevcuttur (Tedder et al.,1995).

Dolayısıyla sıvı azot tankları içerisinde saklanan örneklerin biolojik içerikleriyle sıvı azot

temas etmemelidir. Günümüzde embriyo ve sperm kriyoprezervasyonunda oluşabilecek

kontaminasyon riskine karşı, özel üretilmiş yüksek korumalı strawlar kullanılmalıdır.

Özellikle kontaminasyon riski yüksek numunelerin, bu strawlar içerisinde saklanması

şarttır.


4. GAMET VE EMBRYOLARIN GÜVENLE ELE ALINMASI VE TANIMLANMASI

IVF tekniklerinin farklı aşamaları, yazılı dökümanlarla detaylı olarak belirlenmelidir.

Gamet ve embryo manüplasyonları esnasında uygulanan her aşamanın check edildiği

(gerekirse double check) kayıtlar oluşturulmalıdır. Laboratuvar personelleri periodik

aralıklarla oluşturulan dokümanlarla ilgili eğitim almalıdır.

• Hastalardan elde edilen tüm materyaller, kan tüpleri, follikül sıvıları ve semen örneği

hasta bazında işaretlenmeli ve not edilmelidir.

• Laboratuvarda uygulanan IVF prosedürleri esnasında embriyolar, oositler ve sperm

örneklerine ait inkübatör içi yerleşim düzeni belirlenmeli ve yazılı bir belge ile günlük

takip edilmelidir.

• IVF prosedürlerinin özellikle en kritik noktalarında, oosit toplama öncesinde, semen

örneğinin alınmasında ve embriyo transfer aşamasında double check kontrol

yapılmalı ve not edilmelidir.

• Ayrıca oosit inseminasyonunda, embriyoların kültür dishi değişikliklerinde, embriyo

dondurma ve çözme işlemlerinde de detaylar double check edilmeli ve yazılı bir

dokümana not edilmelidir.

• IVF prosedürlerinde uygulanan her işlemin detaylı olarak yazılı dokümente edilmesi

şarttır.


5. KÜLTÜR SOLÜSYONLARININ HAZIRLIĞI VE KALİTE KONTROL TESTLERİ

5.1. Disposable materyaller ve kültür solüsyonları

• Kültür solüsyonlarının hazırlanmasında kullanılan tüm cam malzeme ve disposable

materyallerin, doku kültürü kullanımında tescilli ürünler olmaları gereklidir

• Kültür solüsyonları yada bu solüsyonların hazırlanımında kullanılan ajanların, IVF

kullanımına uygun saflıkta ürünler olması şarttır.

5.2. Laboratuvar protokollerinin tümünde laboratuvarda hazırlanan solüsyonlara ait kalite

kontrol prosedürlerinin not edilmesi gereklidir.

• Laboratuvarda hazırlanan tüm doku kültürü solüsyonları, uygun bir bioassay sistemi

ile kalite kontrolünden geçirilmelidir.

• Hazır solüsyonlar kullanılacak ise, transport şartları ve ürünün içerisinde geldiği paket

sisteminin mutlaka kontrol edilmesi gerekmektedir.

• Hazır olarak kullanılacak tüm ürünlerin detaylı analiz sertifikalarının ve ana firmadan

teslimat tarihlerinin temin edilmesi gerekmektedir

• Kültür solüsyonlarının kullanımında üretici firmanın belirlemiş olduğu son kullanma

tarihlerine uyulması gerekmektedir.

5.3. Kültür solüsyonlarının hazırlanımında kullanılacak suyun uygun saflıkta olması

gerekmektedir

• Eğer lokal bir su arındırma sistemi kullanılıyor ise, su siteminin kalite konrolünü

gösterir protokoller belirlenip dokümente edilmelidir. Bu dokümantasyon içerisinde


sistemin sanitizasyonu ,regüler kartuş değişimleri, diğer komponentlerin ilavesi ve

bakteriyel tarama detayları not edilmelidir.

• Hazır saf su kullanılıyor ise ısı farklılıklarına göre kullanım sürelerine, saklanma

koşullarına ve raf ömürlerine mutlaka dikkat edilmesi gerekir.

5.4. Laboratuvarda hazırlanıp kullanılan her solüsyon, ajan ve disposable malzemenin

batch numaraları sistemde kullanıma başlandığından itibaren not edilip sistematik olarak

kayıt edilmelidir.

• Kültür solüsyonlarının hazırlanımında kullanılan her ajanın, kültür solüsyonu

hazırlanımı için üretilmiş olması gerekmektedir.

5.5. Donör serum yada follikül sıvısı kullanımı önerilmemektedir.

Bu ürünler kullanılacak ise, lokal donör kan kullanım yönetmeliklerine uygun olarak

gerekli taramalardan geçmiş olması gerekmektedir.

• İnsan serum albümini (HSA), yukarıda belirtilen şartlara uygun olarak gerekli

taramalardan geçirilmelidir. Bu ürünler hazır HSA yada serum üreten firmalardan

kullanılacaksa, firmadan bu taramaların dokümantasyonu alınmalıdır.

5.6. Oositler ekuilibre edilmiş mineral yağ altında kültüre edilebilmektedir.

• Kültür ortamında yağ kullanımı ısı değişimleri,ozmotik basınç ve oositlerin kısa süreli

manüplasyonları esnasında, açıkta kaldığı ortamlarda pH değişimlerini azaltmaktadır.

Kullanımı öncesinde inkübatörde pre-ekuilibrasyona ihtiyacı vardır.


6. OOSİT VE SPERM MANÜPLASYONU

Yardımcı üreme tekniklerinde gamet manüplasyonları için, laboratuvar prosedürlerinin

standardize edilebilmesi amaçlı ESHRE tarafından yayınlanan guidelinelar kullanılabilir. Bu

guidelinelar hazırlanırken prosedürlerin kolay, basit ve effektif olmasına tüm işlemlerin 37C

sıcaklıkta ve laminar flowlar altında yapılmasına dikkat edilmiştir. İşlemi yapan kişiyide

koruması açısından Class II hoodların kullanımı önerilmektedir. Kullanılan tüm disposable

malzemelerin doku kültürüne uygun ürünler olması şattır.

6.1. Yapılan işlemlerin her aşamasında aseptik teknikler kullanılmalıdır.

6.2. Tüm işlemlerin 37C ‘de yapıldığından emin olabilmek için sık aralıklarla, tercihen günde

bir ya da iki kere ısıtıcı tablası olan aletlerden ölçüm alınmalıdır.

6.3. Vücut sıvısı ve hücrelerin kültüründe, sadece doku kültürü için uygun olan disposable

materyaller kullanılmalıdır.

6.4. Embriyo ve gamet manüplasyonunda kullanılan pipetleme ürünleri (cam pasteur

pipetleri, ucu çekilerek inceltilmiş pasteur pipetler, eppendorf uçlar....) her hasta için ayrı

kullanılmalı, işlem bitiminde mutlaka imha edilmelidir.

6.5. Aynı çalışma sahası içerisinde aynı anda birden fazla hastanın prosedürleri

uygulanmamalıdır.


6.6. Özellikle yumurta toplama , semen örneğinin alınması ve embryo transferi gibi kritik

anlarda, hasta kültür dishleri üzerine işaretlenen isimler hastayla birlikte aynı anda check

edilmeli ve gerekli form, dosya ve defterlere not edilmelidir

• Tüm prosedürler sıralı olarak düzenlenmeli, böylece her hastanın her aşamada

identifikasyonunun daha güvenli olarak belirlenmesi sağlanmalıdır.

• Oosit, embriyo ve sperm örneklerinin bulunduğu tüp yada kültür dishleri kokusuz, her

hangi bir müdaheleyle çıkmayan boyaya sahip kalemlerle yapılmalıdır.

• Embriyo, oosit ve sperm tanımlanmasını kolaylaştırmak için inkübatörler içi yerleşim

düzeni belirlenmelidir.

6.7. Uygulanan prosedürlerin her aşamasında, uygulayıcı embryologlar not edilmelidir.

7. OOSİT TOPLAMA

Oositlerin mümkün olduğunca vücut ortamına yakın (36- 37 C) ısıda muhafaza edilmeleri

canlılıkları açısından önemlidir. Laboratuvar ortamında oosit manüplasyonlarının

yapıldığı aletlerin, bu ısıyı sağlayacak donanıma sahip olması gerekir. Kullanılacak tüm

petri-dishler, toplama tüpleri ve ısıtıcılar işlemler öncesinde 37 C ‘ye ısıtılmış olmalıdır.

Oosit toplama işlemi esnasında folikül sıvısı içinden gelebilecek oosit-kumulus

komplekslerinin kontrol edildiği stereo mikroskop stage’lerinin 37 C sıcaklıkta olması

şarttır. İşlemler esnasında oositlerin mümkün olduğunca ışığa maruz bırakılmamalarına

dikkat edilmelidir.


8. SPERM HAZIRLIĞI

Hasta tedavi siklusuna başlamadan önce, WHO (World Health Organization ,1999)

kriterlerine göre semen analizi değerlendirilir. Semen kondom, krem yada diğer

kayganlaştırıcı ürünler kullanılmadan steril plastik bir kaba alınır. Semen örneği

alındıktan sonra hasta ismi, hasta ve alan kişi tarafından double check edilerek kaba

etiketlendirilir.

8.1. Cinsel pehriz süresi, kullanılan kap özellikleri (normal semen kaplarından farklı ise),

semenin verildiği yer (merkez dışında bir yerden geliyor ise) ve zaman , alınma-

hazırlanma arasında geçen zaman süreci gibi özellikler, mutlaka bir form içerisinde

dokümante edilmelidir.

8.2. Sperm analizini yapan ve sperm yıkamayı gerçekleştiren laboratuvar personelinin not

edildiği formlar oluşturulmalıdır. Her hasta için kullanılan sperm yıkama tekniği yada

standart laboratuvar protokollerinden farklı uygulanmış yöntemler not edilmelidir.

8.3. Bazal ve yıkama sonrası sperm parametreleri bir form içerisinde belirtilmeli,

inseminasyon öncesi yapılan dilüsyon işlemi var ise not edilmelidir.

8.4. Sperm cerrahi yöntemler kullanılarak elde edildi ise, daha sonraki sikluslarda

cerrahiye tekrar ihtiyaç duymamak için dondurulması önerilmektedir.


9. OOSİT İNSEMİNASYOU

9.1. Spermin inseminasyon için hazırlanması

Kullanılacak hazırlama metodu, her semen örneği içerisindeki sperm sayım ve hareketliliğine

göre değişkenlik gösterebilmektedir. Hastanın siklusa başlamadan önceki analizlerinde,

denenebilecek farklı yıkama yöntemleri tedavi siklusundaki yıkama yöntemini belirlemek

açısından yararlı olabilir. Sperm yıkama tekniklerindeki amaç;

• Semen örneğinin yüksek devirde konsantre edilerek aktif ve motil spermin ayrımını

sağlamak.

• Semen içerisindeki seminal plasma, döküntü ve contaminant maddelerden

arındırmak.

• Özellikle gradient sisteminin kullanımıyla anormal morfolojideki spermlerin bir

kısmını elimine etmek.

Semen örneği vermekte güçlük çeken hastalarda örnek, siklus öncesinde yada siklus günü

alınabilmiş ise bir sonraki siklusta kullanılabilmek üzere dondurulabilir.

Literatürde farklı sperm yıkama teknikleri ile ilgili birçok yayın mevcuttur. Bunlar arasında en

yaygın kullanılanları, swim-up ve gradient santrifügasyon yöntemidir (Burkman et al., 1984;

McClure et al.,1989 ; Van der Zwalmen et al., 1991).

Sperm yıkamada genel bir kural olarak, fazla sayıda yada çok yüksek devirde gereksiz

santrifügasyon özellikle oligospermik örneklerde reaktif oksijen radikallerinin

konsantrasyonunu arttıracağından engellenmelidir.


Ocak 1997 yılından itibaren percoll kullanımı klinik amaçlar için önerilmemektedir. Cerrahi

yöntemlerle elde edilmiş spermlere ait farklı yıkama protokolleri geliştirilmiştir (Devroey et

al.,1994; Silber et al., 1994,1995; Oates et al.,1997; Kupker et al ., 1998).

9.2. İnseminasyon süresi ve sperm konsantrasyonu yazılı olarak not edilmelidir.

Konvansiyonel inseminasyonda, fertilizasyonun oluşumunu sağlayıp embryo gelişimini

gerçekleştirecek konsantrasyonda spermin hesaplanıp, insemine edilmesine dikkat

edilmelidir.

9.3. Mikroenjeksiyon esnasında canlı spermin seçimine(genellikle hareketlilikten

yararlanılarak) özenle dikkat edilmelidir. Ejekülat içerisindeki tüm spermlerin cansız olması

durumunda, testiküler spermlerin kullanımı önerilebilir.

9.4. ICSI prosedürü için oositlerin hazırlanması, kumulus-koronanın temizlenmesi.

Oositleri çevreleyen kumulus korona hücreleri öncelikle enzimatik yöntemlerle hyalüronidaz

kullanılarak ayrıştırılır, bunu takiben mekanik olarak yaklaşık 150 mikrometre uç

kalınlığındaki steril bir pipetle ortadan kaldırılır. Oositlerin etraflarındaki hücreleri

temizlenirken harcanan süreç ve kullanılan enzim konsantrasyonuna dikkat edilmelidir (Van

de Velde et al., 1998 ). Bu işlemler esnasında oositin hasar görmemesine çok dikkat

edilmelidir. Oosit enzimatik solüsyon içerisinde uzun süreli bekletilmemeli, mekanik işlemler

esnasında ucu düzgün olmayan yada çapı çok dar pipetler kullanılmamalıdır. Oositler

kumulus-korona hücrelerinden arındırıldıktan sonra yıkama solüsyonu içerisinde birkaç kere


yıkanıp, inverted mikroskopta 200 büyütme ile matürasyon seviyeleri tespit edildikten sonra,

mikroenjeksiyon zamanına kadar kültüre edilirler.

9.5. MİKROENJEKSİYON PROSEDÜRÜ

ICSI (Intrasitoplazmik sperm enjeksiyonu) esnasında dikkat edilmesi gereken hususlar;

• Canlı sperm hücresinin seçimi ve immobilizasyonu.

• Oosit enjeksiyonu öncesinde kutup cisimciğinin lokalizasyonun tespit edilip

enjeksiyonun ona göre yapılması.

• Oolemma içerisindeki ani sitoplazmik kırılmayı dikkatle gözlemleyip, spermin içeriye

daha sonrasında bırakılması.

• PVP ( Polyvinylpyrolidone ), ICSI pipeti içerisinde sperm manüplasyonunu

kolaylaştırmak ve sıvı kontrolünü daha rahatlatmak amaçlı olarak kullanılabilir.

Mikroenjeksiyon esnasında oosit içerisine enjekte edilmemesine dikkat edilmelidir.


10. FERTİLİZASYON KONTROLU

10.1. Klasik inseminasyon ya da mikroenjeksiyon sonrasında tüm oositlerdeki

fertilizasyon kontrolünün 14-18.saatler arasında yapılması gerekir.

10.2. Tüm oositlerin morfolojik yapıları not edilmelidir.

10.3. Bir yada ikiden fazla pronukleusa sahip oositlerin, diğer normal döllenme gösteren

oositlerden izole edilmesi gerekir ( Plachot et al., 1992).

10.4. Fertilizasyon gelişimi göstermeyen oositlerin konrolüne, geç pronukleus gelişimi

gözlenebilme olasılığından dolayı ilerleyen saatlerde de devam edilmelidir.

10.5. Normal fertilize olmuş oositlerin, taze kültür solüsyonuna alınmaları önerilmektedir.


11. EMBRİYO KÜLTÜRÜ VE TRANSFERİ

Embriyoların periyodik aralıklarla gözlenmesi, embriyologlara embriyo gelişimini detaylı

olarak izleme imkanı tanımaktadır.

11.1. Embryo transferinde, transfer edilen embriyonun gelişiminin hangi safhasında

olduğu not edilmelidir. Embriyo transferi, embryo gelişiminin 5-6.günü yani blastokist

aşamasına kadar uygulanabilir. Günümüzde geliştirilmiş ardışık kültür solüsyonları

(embriyo gelişiminin 3. gününe kadar 1. step medium, 3-5. gününe kadar 2. step

medium), ko-kültür sistemlerine gerek kalmaksızın canlılığı ve buna bağlı olarak

implantasyon potansiyeli yüksek blastokistlerin elde edilebilmesini sağlamaktadır (Guerin

and Nicollet ,1997; Gardner et al., 1998).

11.2. Bazı ülkelerde transfer edilecek maksimum embriyo sayısı, ülke yasalarına göre

sınırlandırılmıştır . Sınırlandırma yapılmasa bile, günümüzde transfer edilecek embriyo

sayısının ikiyi geçmemesi tüm dünyaca önerilen bir tavsiyedir. İkinin üzerinde embriyo

transferi yapılan hastalar, mutlaka çoğul gebelik riski açısından bilgilendirilmelidir.

Blastokist transferlerinde de, transfer edilecek blastokist sayısı maksimum iki ile

sınırlandırılmalıdır. Transfer sonrası geriye kalan iyi kalitede embriyolar, çiftin rızasına ve

ülke yasalarına bağlı olarak dondurulabilir.


11.3. Embriyo transferi yapılmış olan hastalarda bulunması gereken dokümantasyonlar:

• Transferde kullanılan mediumun tipi ve batch numarası

• Oosit toplamadan transfer gününe kadar geçen süre

• Oosit inseminasyonundan transfere kadar olan süreç

• Transfer edilecek embriyoların sayı ve kaliteleri, hücresel bölünme aşamaları

• Excess embryolarla ilgili yapılmış işlemler

• Kullanılan kateter tipi

11.4. Embriyoloji laboratuvarı transfer yapılacak ameliyathaneden uzak ise, embriyoların

sıcaklık ve pH değişikliklerinden etkilenmemesi için transport esnasında embriyolara bu

ortamı sağlayabilecek mobil ekipmanlar kullanılmalıdır.

11.5. Her transferde yeni steril bir embryo transfer kateteri kullanılmalıdır.


12. EMBRYO KRİYOPREZERVASYONU

Embryo dondurma işlemi, embryoların farklı gelişim aşamalarında (zigot aşaması, 2-3.

gündeki embryo aşamasında, blastokist aşamasında); yüksek oranda fragmantasyon

içeren, yavaş bölünen yada arrest olma potansiyeli yüksek embryoların

kriyoprezervasyonu ile çözülme sonrasında çok düşük canlılık ve gebelik oranları

bildirilmektedir. Bu sebeple kötü kalitedeki embryoların dondurulması uygun değildir.

Bazı ülkelerde krioprezervasyon yapılabilmesi için uygulanan yasalar mevcuttur.

12.1. Embryo krioprezervasyonu için gerekli alet ve tekniklerin, her IVF laboratuvarında

bulunması gerekir. Bunun amacı ;

• Transfer sonrası fazlalık embryoların dondurulması

• Hastanın uygulanan tedavi sırasında hastalanması yada ovaryen hiperstimülasyon

sendromuna (OHSS) girmesi durumunda, embryoların dondurularak transferin daha

geç bir tarihe ertelenmesi.

12.2. Literatürde dondurulacak embryoların gelişim aşamasına, kullanılan krioprotektan

türüne ve soğutma hızına göre değişkenlik gösteren pek çok çalışma mevcuttur (Testart

et al., 1986; Menezo et al., 1992; Veeck et al ., 1993).

12.3. Sıvı azot içerisinde enfeksiyon transmisyon riskini minimuma indirebilmek için,

mutlaka krioprezervasyon için kullanılması önerilen malzemeler kullanılmalı (straw ,vial)


ve bu malzemelerde sealing (uçların kapatılması) işlemi güvenli bir şekilde

uygulanabilmelidir.

• Kullanılan embryo krioprezervasyon yönteminde, straw yada vial içerisine

embryoların yerleştirilmesi esnasında eksternal yüzeyin kontamine olabilme riski

olmamalıdır.

• Dondurma öncesinde sealing’in doğru ve güvenli bir şekilde yapıldığı dikkatle kontrol

edilmelidir.

12.4. Çözülmüş embryoları transfer edilecek hastalarda, hepatit B-C, ve HIV taraması

yapılmalıdır.

• Enfeksiyon kaynağı riski oluşturabilecek hastalarda, ayrı bir saklama tankı

kullanılmalıdır.

12.5. Dondurulmuş embryolarla ilgili tutulması gereken dokümantasyonlar;

• Kulanılan krioprotektanın tipi ve batch numarası

• Embryonun dondurulduğu gelişim safhası

• Her straw/vial içerisinde bulunan embryo sayısı (bu sayı tercihen ikiyi geçmemelidir).

• Hasta başına kullanılan straw/vial sayısı

12.6. İçerisine embryo yerleştirilen her straw/vial çiftin isimini içeren bir işaretle

etiketlenmeli ve her bir straw için özel kodlar kullanılmalıdır.


12.7. Krioprezervasyon ve çözme işlemlerinde kullanılacak solüsyon ve disposable

malzeme hazırlığını (üstlerine not edilecek isim, adet gibi kayıtlar) yapan, işlemleri

gerçekleştiren laboratuvar personelinin not edildiği formlar oluşturulmalıdır.

12.8. Krioprezervasyon dokümantasyonları, hem hasta bilgilerini içeren dosyada hemde

laboratuar detaylarının (tank,kanister,cane ve goblet numarası,goblet rengi, straw / vial

ve embryo sayısı, kullanılan plug yada sealing powder rengi....gibi) dokümente edildiği

kaynaklara not edilmelidir.

12.9. Sakalanan gamet ve embryoların, detaylı krioprezervasyon dokümantasyonlarının

yıllık kontrol edilebileceği bir sistem kurulmalıdır.

12.10. Saklama dokümantasyonları, straw/viallerin lokalilazyonu ile ilgili detaylı bilgileri

mutlaka içermelidir.

12.11. Çözülmüş embryolara ait dokümantasyon bilgileri, embryonun çözme ve transfer

anında gelişen morfolojik değişimlerini içermelidir.


13. ASSISTED HATCHING

Assisted hatching, embryo hatching’ini ve implantasyonunu arttırmak amaçlı geliştirilmiş

bir tekniktir. Fakat günümüzde literatürde halen klinik effektivitesi ile ilgili çelişkili

sonuçlar mevcuttur.

13.1. Assisted hatching prosedürü ile ilgili 3 farklı yöntem mevcuttur;

• Mekanik teknik: Cam mikropipetlerle parsiyel zona diseksiyonu (Cohen et al., 1990)

• Kimyasal teknik: Asit tirod solüsyonu kullanılarak zonanın parsiyel eritilip inceltilmesi

(Cohen et al., 1992)

• Lazer tekniği: Lazer ışını kullanılarak zonanın parsiyel inceltilmesi (Strohmer and

Feichtinger,1992)

13.2. Assisted hatching uygulamasının embryo dejenerasyonunu engellemek için büyük

bir dikkatle uygulanması gerekmektedir.


14. PREiMPLANTASYON GENETİK TANI

Preimplantasyon genetik tanı tekniği, genetik yada kromozomal anomali içeren in-vitro

geliştirilmiş embryoların transfer öncesinde elimine edilip, sağlıklı olanlarının transfer için

kullanılabilmesini amaçlamaktadır.

14.1. Genetik risk taşıyabilecek her çifte genetik danışma verilmelidir.

14.2. Biopsi prosedürü aşağıdaki şekillerde uygulanmaktadır.

• Polar body biopsisi (Verlinsky et al ., 1996)

• Embryo gelişiminin 3. gününde tek yada çift blastomer biopsisi (Tarin and

Handyside,1993)

• Blastokist aşamasında trofoektoderm biopsisi (halen tartışmalıdır)

14.3. Genetik araştırma için kullanılacak hücreler, IVF laboratuvarlarında

mikromanüplatörler yardımıyla yapılmaktadır. Genetik araştırmaya tabi tutulacak hücre

ve embryoların her birisi ayrı ayrı ele alınır, numaralandırılır ve not edilir.

14.4. Biopsi esnasında hücreye zarar vermemeye özellikle itina gösterilmelidir. Ayrıca

blastomer biopsisi, anında çıkartılan hücrenin bütünlüğü genetik analizin doğru

tespiti açısından çok önemlidir.


14.5. Biopsi sonrası alınmış hücreyle ilgili yapılacak çalışmalar (özellikle fiksasyon), ayrı

bir laboratuvarda konu experi olan kişiler tarafından uygulanmalıdır. Hücre

içerisindeki nukleus fiksasyonu esnasında kullanılabilecek fiksatif solüsyonlar,

kesinlikle embryoloji laboratuvarından uzak tutulmalı ve işlem mümkünse koku

giderici hood’lar içerisinde uygulanmalıdır.

Preimplantasyon genetik tanı tekniği uygulayan merkezlerin sayısı halen tüm dünyada

sınırlıdır, ve bazı ülkelerde uygulanımı yasal değildir. Bugüne kadar yapılan çalışmalarda

invazif bir teknik olmasına karşılık, biopsi prosedürü sonrasında embryo gelişimi yada

implantasyon sonuçları üzerine negatif bir etkisi gösterilememiştir ( Gianoroli et al.,

1999). Avantajlarına bakacak olursak ;

• Sağlıksız embryoların transferini minimize ettiği için, teropatik düşüğe alternatiftir.

• Öploid embryoların transferini sağladığı için, daha yüksek eve bebek götürme oranları

bildirilmiştir.


15. SONUÇLARIN DEĞERLENDİRİLMESİ İLE KALİTE KONTROLÜ

Sonuçlar düzenli bir sıra içerisinde değerlendirilmelidir. Kalite konrolü amaçlı sonuçların

değerlendirilmesinde hasta değişkenliğinden doğabilecek yan tutuculukların engellenmesi ve

spesifik kriterlerin doğru değerlendirilebilmesi için hasta grupları seçilmelidir. Aşağıdakiler

düzenli olarak analiz edilmelidir.

• Fertilizasyon oranları

• Embryo kalitesi

• Gebelik oranları

• Çoğul gebelik oranları

• İmplantasyon oranları

Sonuçların eksiksiz değerlendirilebilmesi için, bu analizler klinisyenlerle ortak yapılmalıdır.


GELECEKTE IVF LABORATUVARININ ROLÜ

Hızla gelişmekte olan yardımcı üreme tekniklerinde günümümüzde yeni uygulamalar

gündeme gelmektedir. Bunlar;

• Oosit ve over dokusunun dondurulması

• Oosit ve sperm prekürsör hücrelerinin in-vitro matürasyonu ve enjeksiyonu

• İntrasitoplazmik transfer

• Embryo implantasyonu

şeklinde özetlenebilir. Bu konuların yardımcı üreme tekniği olarak IVF

laboratuvarlarında, klinikte rutin uygulanımı için hayvan çalışmaları halen devam

etmekte ve bilimsel sonuçlar değerlendirilmektedir.


REFERANSLAR

Bacetti B, Benedetto A, Buruni A. G. et al. (1994) HIV-particles in spermatozoa of patients

with AIDS and their transfer into the oocyte. J. Cell . Biol, 127; 903-914.

Barnes L.F. (2001) Equipment and general technical aspects of micromanuplation of

gametes and embryos. In: Gardner DK, Weissman A, Howles CM, Shoham Z eds.

Textbook of Assisted Reproductive Techniques; Laboratory and Clinical Perspectives,

London,Martin Dunitz. 139

Boone RW, Johnson JE, Locke AJ et al. (1999) Cotrol of air quality in an assisted

reproductive technology laboratory. Fertil . Steril , 71 ; 150.

Burkman L. J (1984) Characterisation of hyperactivated motility by human spermatozoa

during capacitation: comparison of fertile and oligozoospermic sperm population. Arch.

Androl. ,13, 152-165.

Cohen J. (1992) Zona pellucida micromaniplation and consequences for embryonic

development and implantation. In Cohen J,Malter HE,Talansky B.E and Grifo J (eds)

Micromaniplation of human gametes and embryos. Raven Press, New York, 191-222.

Cohen J, Elsner C, Kort H. et al. (1990) Impairment of the hatching process following IVF

in the human and improvement of implantation by assisted hatching using

micromaniplation. Hum. Reprod. , 5 ; 7-13.


Cohen J, Gilligan A, Esposito W. Et al. (1997) Ambient air and its potential effects on

conception in vitro. Hum. Reprod. 12; 1742.

Cohen J, Gilligan A, Garrisi J. (2001) Setting up an ART laboratory. In: Gardner DK, Ariel

Weissman A, Colin M, Howles CM, Shoham Z. Eds. Textbook of Assisted Reproductive

Techniques; Laboratory and clinical perspectives, London, Martin Dunitz, 17-27.

Gardner DK, Schoolcraft W. B, Wagley L. et al. (1998) A prospective randomized trial of

blastocyst culture and transfer for in-vitro fertilization . Hum. Reprod. 13; 3434-3440.

Gardner DK, Lane M. Embryo Culture. (2001) In: Gardner DK, Weissman A, Howles MC,

Shoham Z. Textbook of Assisted Reproductive Techniques: Laboratory and Clinical

Perspectives. London, Martin Duritz. 203.

Gianoroli L, Magli MC, Munne S. Et al. (1999) Advantages of day four embryo transfer in

patients undergoing preimplantation genetic diagnosis of aneuploidy. J. Assist. Reprod.

Genet, 16; 148-152.

Gianoroli L, Plachot M, Van Kooij R. Et al. (2000) ESHRE guidelines for good practice in IVF

laboratories. 10; 2241-2246.


Guerin JF. And Nicollet B. (1997) Interest of co-cultures for embryos obtained by in-vitro

fertilization: a French collaborative study. Hum. Reprod. 12; 1043-1046.

Hall J, Gilligan A, Schimmel T. Et al. (1998) The origin, effects and control of air pollution

in laboratories used for human embryo culture. Hum. Reprod. 13 Suppl. 4; 146.

Kupker W, Al Hasani S, Bals-Pratsch M. et al. (1998) Cryo TESE-the use of frozen-thawed

testiculer sperm for ICSI. 16th .World Congress on Fertility and Sterility, Oct. 4-9, San

Francisco, USA.

Mayer J, Nehchiri F, Weedon V. Et al. (1999) Prospective randomised analysis of the

impact of an IVF incubator air filtration system (CODA,Gen-X) on clinical pregnancy rates.

Abstr. Book of World Congress on In Vitro Fertilization and Human Reproductive

Genetics. May 9-14 Sydney, Australia Pp-096.

McClure RD, Nunes L and Tom R. (1989) Semen maniplation: improved sperm recovery

and function with a two layer Percoll gradient. Fertil. Steril. 51; 874-877.

Menezo Y, Nicollet B, Herbaut N. et al. (1992) Freezing co-cultured human blastocysts.

Fertil. Steril, 58; 977-980.

Oates RD, Mulhall J, Burgess C. et al. (1997) Fertilization and pregnancy using

intentionally cryopreserved testiculer tissue as the sperm source for ICSI in 10 men with

non-obstructive azoospermia. Hum. Reprod. 12; 734-739.


Plachot M. and Crozet N. (1992) Fertilization abnormalities in human IVF. Hum. Reprod,

7 (Suppl) 1, 89-94.

Silber SJ, Nagy ZP, Liu J. et al. (1994) Coventional in-vitro fertilization versus intra

cytoplasmic sperm injection for patients requiring microsurgical spserm aspiration. Hum.

Reprod. 9; 1705-1709.

Silber SJ, Van Steirteghem AC, Liu J. et al. (1995) High fertilization and pregnancy rate

after intracyoplasmic sperm injection with spermatozoa obtained from testicle biopsy.

Hum. Reprod, 10; 148-152.

Strohmer H. and Feichtinger W. (1992)Successful clinical application of laser for

micromanipulation in an in-vitro fertilization program. Fertil. Steril, 58; 212-214.

Tarin JJ. and Handyside A.H. (1993) Embryo biopsy strategies for preimplantation

diagnosis. Fertil. Steril, 59; 943-952.

Tedder RS, Zuckerman M.A, Goldstone AH. et al. (1995) Hepatitis B transmission from

contaminated cryopreservation tank. Lancet, 346; 137-139.

Testart J, Lasalle B, Belaisch-Allart J. et al. (1986) High pregnancy rate after early human

embryo freezing. Fertil. Steril, 46; 268-272.


Vanderzwalmen P, Bertin-Segal G, Geertz L.et al. (1991) Sperm morphology and IVF

pregnancy rate: comparison between Percoll gradient centrifugation and swim up

procedures. Hum.Reprod. , 6; 581-588.

Van de Velde H, De Vos A, Joris H.et al. (1998) Effect of timing of oocyte denudation and

microinjection on survival,fertilization and embryo quality after intracytoplasmic sperm

injection. Hum. Reprod, 13; 3160-3164.

Veeck LL, Amundson CH, Brothman LJ.et al. (1993) Significantly enhanced pregnancy

rates per cycle through cryopreservation and thaw of pronuclear stage oocytes. Fertil.

Steril, 59; 1202-1207.

Verlinsky Y, Cieslak J, Freidine M. et al. (1996) Polar body diagnosis of common

aneuploidies by FISH. J. Assist. Reprod. Genet, 13; 157-162.

World Health Organization (1999) WHO laboratory manual for the examination of human

semen and sperm–cervical mucus interaction. Cambridge University Press, Cambridge.


Ivf

Recomendados

Recomendados

Más contenido relacionado

Destacado

Destacado (20)

Ivf