LABORATORIO. ANALISIS CLINICO

1. PRÁCTICA No. 1
BIOSEGURIDAD EN EL LABORATORIO CLINICO
Definición: Conjuntos de normas y procedimientos para obtener una situación carente
de riesgos o con riesgos limitados.
PRECAUCIONES UNIVERSALES:
1. Acceso restringido, permitido solo a personas autorizadas
2. Prohibido usar el celular, comer, fumar, beber o almacenar comidas o cualquier
objeto de uso personal dentro del laboratorio.
3. Usar ropa protectora de trabajo como mandil, mascarillas, guantes (de látex) la
misma que debe ser retirada antes de abandonar el laboratorio. Botas y gorra en
casos de exposición a microorganismos de alta peligrosidad.
4. Antes de iniciar cualquier actividad en el laboratorio asegurarse de que en la
mano no existan escoriaciones. En caso contrario cubrir las mismas de manera
adecuada.
5. Cambio inmediato de los guantes en caso de rotura y lavado de manos.
6. No tocarse la boca ni los ojos con las manos enguantadas
7. Evitar la formación de aerosoles y gotas.
8. Manejo adecuados de los objetos corto punzantes. Una vez utilizados se deben
almacenar en recipientes rígidos y eliminarse luego de ser decontaminados.
9. Terminantemente prohibido pipetear con la boca. Debe utilizarse los
pipeteadores automáticos.
10. Decontaminar las superficies de trabajo una vez terminado el trabajo diario.Se
recomienda el uso de hipoclorito de sodio al 10%
11. Evitar conductas inseguras y de riesgo.
12. Manejo adecuado de los desechos desde el lugar de origen y realizar tratamiento
adecuado especialmente de los infecciosos.
13. Los desechos de los fluidos corporales pueden eliminarse por las cañerias
habituales una vez que hayan sido decontaminados.
14. Lavarse las manos con abundante agua y jabón luego de haber terminado el
trabajo diario.
15. Plan de inmunizaciones para el personal de laboratorio
TRABAJO EN CLASE:
Poner en práctica las normas anteriores durante cada sesión de laboratorio
PRACTICA No. 2
Tema: Toma de muestras de sangre (venosa y capilar)
Objetivos:
1. Conocer la técnica para la obtención de muestras de sangre como medio para
mantener la integridad del profesional de salud y la del paciente
2. Adiestramiento adecuado para el manejo de instrumentos necesarios en la toma
de muestras sanguíneas
3. Aplicar las precauciones universales de bioseguridad en el laboratorio con
respecto al manejo de líquidos biológicos y material infeccioso
4. Conocer los usos de los diferentes anticoagulantes empleados en el laboratorio
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 1

2. Fundamento teórico:
La relativa facilidad con que se obtiene la sangre venosa hace de esta técnica el
principal método de obtención de sangre en los laboratorios de análisis clínicos. A partir
de la sangre sin anticoagulante se obtiene suero, si la sangre contiene anticoagulante, se
obtiene plasma. Del plasma forma parte el fibrinógeno, sustancia de la que carece el
suero.
Materiales:
-Torniquete
-Algodón
-Alcohol antiséptico (isopropílico al 70%)
-Jeringuillas
-Sistema vacutainer: capsula, tubos alvacío, agujas de toma múltiple
- Lancetas
-Tubos capilares heparinizados
-Plastilina
Técnica de la punción venosa:
1. Se identifica al paciente comprobando que la solicitud de exámenes corresponda
al mismo
2. Si se solicita una muestra en ayunas, debe comprobarse que efectivamente el
paciente no ha ingerido alimentos
3. Hay que dirigirse al paciente e informarle sobre el procedimiento a que va a ser
sometido. Se debe tranquilizarle, eliminando en lo posible su tensión.
4. Se ha de colocar adecuadamente al paciente, según éste se encuentre sentado, o
en decúbito prono, para tener acceso fácil y cómodo a la fosa antecubital.
5. Hay que preparar todo el material, incluidos los tubos para recogida de la
muestra, el torniquete, los objetos que se emplean para limpiar la piel, las
jeringas, cuando sea necesario, la aguja estéril para extracción de sangre y
dispositivo utilizado para fijar la aguja al tubo de extracción al vacío.
6. Se solicita al paciente que cierre el puño para que las venas resulten más
palpables.
7. Se seleciona una vena adecuada para la punción. Se prefieren las venas de la
fosa antecubital, en particular la cubital interna y la cefálica. También pueden
utilizarse las venas de la muñeca, el tobillo y la mano. Si existiera ya un catéter
intravenoso en un brazo, se utilizará el otro para la extracción de la muestra.
8. Preparar la cápsula insertando la aguja pero dejando un poco flojo la capucha de
la parte externa de la misma para retirarlo al momento de la punción.
9. Se aplica un torniquete varios centímetros por encima de la zona de punción
(aproximadamente a cuatro dedos sobre el doblez del brazo). No hay que dejar
nunca el torniquete más de 1 minuto. En casos excepcionales no debe usarse el
torniquete, por ejemplo cuando en el pedido está el Calcio.
10. Se limpia la zona de la venopunción con una torunda embebida en solución en
alcohol antiséptico. Se comienza en el punto de la punción y se prosigue la
limpieza hacia fuera siguiendo un movimiento en espiral. Se deje que la zona se
seque y no se toca con ningún objeto que no haya sido esterelizado previamente.
11. Se fija firmemente la vena tanto por encima como por debajo del lugar de
punción, con la ayuda de los dedos pulgar y medio, o índice y pulgar.
12. Se realiza la venopunción. a) Se penetra a través de la piel con la aguja
formando un ángulo de aproximadamente 15º con el brazo y con el bisel hacia
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 2

3. arriba. Se sigue la dirección de la vena con la aguja. B) Se introduce la aguja con
suavidad pero con la suficiente rapidez para reducir las molestias del paciente.
No hay que enterrar la aguja. C) Si se utiliza una jeringa, se tira hacia atrás del
émbolo, con tensión lenta y uniforme a medida que la sangre va fluyendo en su
interior. No debe realizarse este movimiento con excesiva rapidez, ya que podría
hemolizarse la sangre o colapsarse la vena. d) Si se utiliza un tubo al vacío, en
cuanto la aguja haya penetrado en la vena, se dirigirá el tubo todo lo posible
hacia delante en el dispositivo de sujeción. Al mismo tiempo se sujeta
tenuemente la aguja en su lugar. Una vez que haya llenado el tubo, se retira,
cogiéndolo por su extremo y tirando suavemente de él.
13. Cuando la sangre comience a fluir, se suelta el torniquete.
14. Una vez que se haya extraído toda la muestra, hay que indicar al paciente que
relaje el puño y que no bombee con la mano.
15. Se coloca suavemente sobre el punto de la punción una bola de algodón estéril.
Se extrae la aguja y a continuación se ejerce presión sobre la zona.
16. Se venda el brazo. En general es suficiente una tira de esparadrapo sobre la bola
de algodón, para detener la hemorragia.
17. Se mezclan los tubos con el anticoagulante. Si la muestra ha sido extraída con
jeringa, se transferirá la sangre a los tubos correspondientes tomando las debidas
precauciones para evitar la hemólisis de las muestras.
18. Se comprobará el estado del paciente; por ejemplo, si se ha mareado y si la
hemorragia está controlada.
19. Se elimina el material contaminado: agujas, jeringas, algodones, etc.
20. Se marcan las etiquetas y se registra la hora en que se extrajeron las muestras.
21. Se envían los tubos de sangre para su análisis a los correspondientes
departamentos del laboratorio. Si es preciso, se hace constar la hora en la
solicitud.
Punción capilar:
1. Tener todo el material en perfecto orden: algodón, alcohol, lancetas, tubos
capilares y plastilina.
2. Pedir al paciente que se frote el dedo pulgar hasta que obtenga una buena
irrigación de la zona de punción.
3. Desinfectar la zona y secarla con otro algodón libre de alcohol
4. Sacar la lanceta y realizar la punción de forma rápida y firme.
5. Deshechar la primera gota para evitar contaminación con restos de alcohol.
6. Colocar el capilar en la zona e ir llenándolo hasta las tres cuartas partes del tubo.
7. Retirarlo de la zona y colocar un algodón con poco alcohol y solicitar al paciente
que se sostenga por unos minutos para que deje de fluir la sangre.
8. El capilar sellarlo con plastilina y colocarlo en el lugar designado para ese
paciente.
Anticoagulantes utilizados con mas frecuencia
EDTA (tapón lila): Tubo estéril con anticoagulante EDTA: sal de ácido etileno
diamina tetracético di o tripotasica o di sódica, concentración: 1,2 a 2,0mg/ml de sangre
(4,1 a 6,8mmol/l de sangre) basado en EDTA anhidro. Para uso en hematología
Citrato de sodio (tapón azul 1/9 y tapón negro 1/4): citrato trisódico con 0,100 a
0,136 mol/l de ácido cítrico. Se recomienda 0,105 mol/l para lograr la estandarización
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 3

4. recomendada por la WHO para que quede a 3,2%. Se usa para pruebas de coagulación
(TP, TTP, fibrinógeno), utilizar l parte de citrato y 9 de sangre entera.
Tapón rojo: Tubo estéril sin anticoagulantes ni aditivos ni geles separadores. Para
obtener suero.
Los tapones de colores con una banda Gris agregada indican que el tubo corresponde
a uno los anteriores y que además contiene gel separador de suero o plasma
TRABAJO EN CLASE:
Estudiar bien las instrucciones anteriores para ponerlo en práctica con algún compañero
de clase
PRACTICA No. 3
Tema: Soluciones y diluciones
Objetivos:
- Conocer lo que es un soluto y un solvente para preparar soluciones a diferentes
concentraciones
- Conocer dos formas de expresar matemáticamente la proporción de soluto a
solvente dentro de una solución (p/v y v/v)
- Realizar diluciones simples a partir de una solución
Fundamento teórico:
Las soluciones son mezclas homogéneas de dos o más substancias, que pueden
separarse por métodos físicos en sus diversas substancias componentes. En una
solución, aquella substancia que se encuentra en mayor proporción se conoce como
Solvente y las demás como Solutos.
Existen varias formas de expresar la concentración de una solución, esto es, la
proporción de soluto a solvente. Para efectos cualitativos, frecuentemente se habla de
soluciones diluidas, concentradas, saturadas o sobresaturadas. Aunque existen diversas
formas de expresar matemáticamente la proporción de soluto a solvente dentro de una
solución, las de uso mas extendido suelen ser Molaridad, el Porcentaje Peso a Volumen,
el Porcentaje Peso a Peso y las Partes por Millón.
El porcentaje Peso a Volumen es una relación que expresa los gramos de soluto que se
hallan contenidos en cada 100 mililitros de solución.
Materiales y reactivos:
Materiales:
- Probeta graduada de 50 ml
- Vaso de precipitación de 50 ml
- Matraz aforado de 50 ml
- Pipetas graduadas de : 1, 2, 5 y 10 ml.
- Peras de seguridad
- Tubos de ensayo
- Gradillas
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 4

5. - Balanza
- Varilla de vidrio
Reactivos:
- Safranina en polvo
- Cloruro de sodio en polvo
- Agua destilada
Procedimiento:
1. Método para preparar soluciones:
Unidades de medidas:
p/v = peso de soluto sobre volumen de solvente expresado en gr/ 100ml
v/v = volumen de soluto sobre volumen de solvente expresado en ml/100 ml.
Ejemplo de soluciones p/v:
Preparar 50 ml. de solución de NaCl (cloruro de sodio) al 0.85% en agua destilada
Datos
V1= 50 ml.
V2= 100 ml
Concentrac. Solución= 0.85% (pesar 0.85 gramos de NaCl y aforar con agua
destilada hasta obtener 100 ml de solución)
0.85 gr. NaCl 100 ml agua destilada
X 50 ml agua destilada
X= 0.425 gr. de NaCl disolver en agua destilada hasta
obtener 50 ml de solución
Ejemplo de soluciones v/v:
Preparar 40 ml. de solución de Etanol al 70% en agua destilada
Datos
V1= 40 ml.
V2= 100 ml
Concentrac. Solución= 70% (70 ml de etanol puro diluidos en 100 ml de agua
destilada)
70 ml de etanol 100 ml agua destilada
X 40 ml agua destilada
X= 28 ml. de etanol puro diluir en 12 ml de agua destilada para
obtener una solución de 40 ml de etanol al 70%
2. Método para realizar diluciones
Partiendo de una solución cualquiera que sea su concentración las diluciones se
realizan del siguiente modo:
Si se tiene una solución HCl (ácido clorhidrico) y se quiere diluir en agua destilada
1:20 para obtener un volumen final de 50 ml se realiza los siguientes cálculos:
1ml de soluc. HCl 20 ml. de agua destilada
X 50 ml de agua destilada
X =2.5 ml de HCl se necesita para obtener una
solución de 50 ml en agua destilada (medir 47.5 ml de agua)
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 5

6. 3. Para obtener el factor de dilución:
Utilizando el ejemplo anterior el factor de dilución se obtiene del siguiente modo:
Fd = Volumen mayor = 50 = 20
Volumen menor (alícuota) 2,5
La solución en efecto está diluida 20 veces
PRACTICA No. 6
CARBOHIDRATOS: Determinación de glucosa en sangre
1. Objetivos:
1. Conocer la técnica mediante la cual se determina la glucosa en sangre
2. Diferenciar pacientes con hipo e hiperglicemia
2. Fundamento teórico:
La glucosa es la principal fuente de energía de las células en el organismo. La glucosa
es un monosacárido con una concentración postpandrial de 90 mg/dl en la sangre y sirve
como una fuente de energía indispensable para la función celular.
El diagnóstico de los trastornos del metabolismo de los hidratos de carbono se apoya en
parte en la medición de la glucosa plasmática, ya sea en ayuna o tras estimulación o
pruebas de supresión.
Los resultados de la glucosa plasmática pueden clasificarse como hiperglucémicos
(como la diabetes mellitus) o hipoglucémicos.
Principio de la reacción:
La prueba utilizada se determina mediante el método enzimático colorimétrico, basado
en la reacción de Trinder.
Glucosa + O2 + H2O GOD (glucosa oxidasa) ácido glucónico + H2O2
2H2O2 + 4-aminoantipirina + fenol POD (peroxidasa) quinoneimina (rojo) + 4H2O
La glucosa se determina después de la oxidación enzimática en presencia de glucosa
oxidasa. El peróxido de hidrógeno formado reacciona bajo la catálisis de peroxidasa con
fenol y 4-aminoantipirina formando un complejo rojo violeta llamado quinoneimina.
Punto final de una reacción: Las reacciones catalizadas por enzimas son únicas en el
sentido de que presentan aumentos muy grandes de la velocidad en relación a las
reacciones no catalizadas y muestran una cinética de saturación, es decir la velocidad de
la reacción alcanza un valor máximo a una concentración determinada de sustrato, no
dan por resultado aumento de la velocidad de la reacción. La medida se realiza siempre
en las condiciones óptimas de pH, temperatura, presencia de cofactores, etc. En estas
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 6

7. condiciones, la velocidad de reacción observada es la velocidad máxima (Vmax). La
velocidad puede determinarse bien midiendo la aparición de los productos o la
desaparición de los reactivos.
En el caso de la reacción de la glucosa catalizada por la enzima glucosa oxidasa y la
peroxidasa llega a su punto final cuando todo el sustrato (glucosa) se ha oxidado, y
después se mide el cambio de color.
Espectofotómetro:
La absorbancia y la transmitancia de una sustancia en disolución se miden con un
aparato denominado espectrofotómetro, el cual consta básicamente de los siguientes
componentes:
Fuente de luz: Lámpara que emite una mezcla de longitudes de onda.
Colimador: Conjunto de lentes que enfocan la luz convirtiéndola en un haz de rayos
paralelos.
Monocromador: Dispositivo que selecciona luz de una única longitud de onda.
Detector fotoeléctrico: Transductor de luz en electricidad. La luz provoca el
desplazamiento de electrones en el metal del detector, produciendo una corriente
eléctrica que es proporcional a la intensidad de la luz recibida.
Registrador: Mide la señal del detector, la compara y genera una medida en una escala
determinada.
A) Esquema de un espectrofotómetro de un solo haz
B) Esquema de un espectrofotómetro de doble haz, en el cual se corrigen las
variaciones espectrales de los diferentes elementos ópticos que lo componen
El funcionamiento del espectrofotómetro es el que sigue: la luz de una fuente continua
pasa a través de un monocromador, que selecciona una banda estrecha de longitudes de
onda del haz incidente.
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 7

8. Esta luz “monocromática” atraviesa una muestra de espesor b, y se mide la
potencia radiante de la luz que sale. Es necesario calibrar el espectrofotómetro con un
blanco antes de medir las absorbancias de la disolución problema. Esta celda o cubeta
de referencia sirve para compensar los efectos de reflexión, dispersión o absorción de
luz de la celda con el disolvente.
Cuando emerge poca luz de la muestra (absorbancia alta), la intensidad es difícil
de medir. Cuando emerge mucha luz de la muestra (absorbancia baja), es difícil detectar
la diferencia de absorbancia entre las celdas de muestra y de referencia.
3. Parte experimental:
3.1. Procedimiento:
Ensayo:
Longitud de onda: Hg 546 nm.
Paso de luz: 1 cm
Temperatura: 20-25ºC
Medición: frente a un blanco de reactivo. Se requiere un blanco de reactivo por serie
Esquema de pipeteo:
Microdeterminación
Pipetear en las cubetas Blanco de reactivo STD ó muestra
STD ó muestra 5 ul
Reactivo para glucosa 500 ul 500 ul
Mezclar, incubar por 10 minutos de 20-25ºC ó 5 minutos a 37ºC. Medir la absorbancia
del STD y las muestras frente a un blanco de reactivo antes de 60 minutos.
Materiales y reactivos:
Materiales Reactivos
Espectrofotómetro Reactivo para glucosa
Tubos de ensayo Estándar de glucosa (100 mg/dl)
Gradilla Muestras de suero sanguíneo (ó plasma)
Pipetas automática
Puntas de plástico para pipetas automát..
Reloj
Cubetas de plástico para espectrofot.
Nota: El espectrofotómetro debe estar encendido 20 minutos antes de leer las
absorbancias.
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 8

9. 1. Cálculo de la concentración de la glucosa
C (mg/dl)= 100 x ∆A muestra
∆A Estándar
Valores de referencia: 70 – 100 mg/dl
TRABAJO EN CLASE:
Realizar el análisis de glucosa en un suero sanguíneo y luego reportar los cálculos en la
carpeta con la respectiva interpretación del resultado.
PRÁCTICA No 7
LÍPIDOS: Determinación de colesterol en sangre
1. Objetivos:
3. Conocer la técnica mediante la cual se determina el colesterol en sangre
4. Diferenciar pacientes con hipo e hipercolesteremia
2. Fundamento teórico:
Los principales lípidos del plasma humano son el colesterol, los ésteres del colesterol,
los triglicéridos, los fosfolípidos y los ácidos grasos no esterificados. El colesterol es un
importante componente estructural de las membranas celulares y un precursor para la
biosíntesis de los ácidos biliares y las hormonas esteroideas.
El riesgo cardiovascular es una función continua de la concentración de colesterol y que
los individuos situados en el límite superior del margen normal tienen un riesgo mayor
que los que están situados en el límite inferior.
La prueba utilizada para determinar colesterol es mediante el método enzimático
colorimétrico del siguiente modo:
Principio de la reacción:
Esteres de colesterol + H2O CHE(colesterol esterasa) colesterol + ácidos grasos
Colesterol + O2 CHO (colesterol oxidasa) colesterol- 3-ona + H2O2
2H2O2 + 4-aminoantipirina + fenol POD (peroxidasa) Quinoneimina (rojo) + 4 H2O
El colesterol se determina después de hidrólisis enzimática y oxidación. El indicador es
la quinoneimina (complejo rojo) formada por el peróxido de hidrógeno y 4-
aminoantipirina en presencia de fenol y peroxidasa.
2. Parte experimental:
2.1. Procedimiento:
Ensayo:
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 9

10. Longitud de onda: Hg 546 nm.
Paso de luz: 1 cm
Temperatura: 20-25ºC
Medición: frente a un blanco de reactivo. Se requiere un blanco de reactivo por serie
Esquema de pipeteo:
Microdeterminación
Pipetear en las cubetas Blanco de reactivo STD ó muestra
STD ó muestra 5 ul
Reactivo para colesterol 500 ul 500 ul
Mezclar, incubar por 10 minutos de 20-25ºC ó 5 minutos a 37ºC. Medir la absorbancia
del STD y las muestras frente a un blanco de reactivo antes de 60 minutos.
Materiales y reactivos:
Materiales Reactivos
Espectrofotómetro Reactivo para colesterol
Tubos de ensayo Estándar de colesterol (200 mg/dl)
Gradilla Muestras de suero sanguíneo (o plasma)
Pipetas automática
Puntas de plástico para pipetas automát..
Reloj
Cubetas de plástico para espectrofot.
Nota: El espectrofotómetro debe estar encendido 20 minutos antes de leer las
absorbancias.
2. Cálculo de la concentración de colesterol
C (mg/dl)= 200 x ∆A muestra
∆A Estándar
Valores de referencia: hasta 200 mg/dl
TRABAJO EN CLASE:
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 10

11. Realizar el análisis de colesterol en un suero sanguíneo y luego reportar los cálculos en
la carpeta con la respectiva interpretación del resultado
CONSULTA:
Criterios de la OMS para:
- Síndromes metabólicos
- Factores de riesgo cardiovascular
Nota: Archivar en la carpeta y estudiar para la evaluación parcial
PRÁCTICA No. 8
TEMA: Método para electroforesis de proteínas en suero
Objetivo:
Aplicar la técnica de electroforesis para separar las diversas fracciones proteícas del
suero humano
Fundamento teórico:
La electroforesis es una técnica basada en los movimientos de moléculas cargadas en un
campo eléctrico, cada molécula se mueve hacia el electrodo de carga opuesta (cátodo y
ánodo), este movimiento denominado “electroforesis” da nombre a la técnica. En el
transporte electroforético, a la fuerza del campo eléctrico se opone la resistencia viscosa
del medio, produciéndose, cuando se igualan una velocidad constante de
desplazamiento de las partículas.
En resumen, puede decirse que cuando una molécula cargada se coloca en un campo
eléctrico se moverá hacia uno u otro electrodo dependiendo de: 1) su carga eléctrica, 2)
su tamaño, 3) la intensidad del campo eléctrico y 4) la temperatura del medio.
La electroforesis se aplica en el campo de la Bioquímica a la separación de compuestos
que poseen grupos ionizables (aminoácidos, péptidos, proteínas, ácidos nucleicos)
teniendo en cuenta que la carga neta de estas sustancias depende del pH del medio en
que se encuentren. Si la molécula tiene carga positiva migrará hacia el cátodo, si tiene
carga negativa hacia el ánodo. La fuerza iónica de la solución tampón tiene una
importancia fundamental en la electroforesis, puesto que cuando es baja, permite
velocidades de migración de los solutos más rápidas y con menor desprendimiento de
calor.
Las proteínas están compuestas de aminoácidos que poseen grupos ionizables
(principalmente -COO-
y –NH+
3), pueden encontrarse cargadas positiva o
negativamente, o bien de permanecer eléctricamente neutras según la proporción de los
diversos grupos ionizados a un determinado pH. En su punto isoeléctrico (pI o pHI), la
proteína tiene carga neta cero. Por debajo de pI las proteínas estarán cargadas
positivamente y por encima del pI negativamente.
El porcentaje normal de estas proteínas en el suero humano es:
-Albúmina………54-62%
-α-globulinas……9-15%
-β-globulinas……14-19%
-γ-globulinas……14-19%
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 11

12. En el siguiente cuadro se observa la concentración normal en mg/dl , peso molecular
(PM) y funciones de las proteínas (el cuadro no presenta una clasificación completa de
las proteínas, se observan unos cuantos ejemplos que se encuentran en mayor
concentración)
PROTEÍNAS PM CONCENTRACIÓN FUNCIÓN
1)Albúmina 69000 3500 a 4500 mg/dl Presión oncótica y
transporte
2)Globulinas alfa1
Alfa1 glucoproteína
ácida
40000 55 a 140 mg/dl Proteína de fase
aguda
Alfa 1 antitripsina 54000 200 – 400 mg/dl Proteasa inhibidora
3)Globulinas alfa2
Alfa2
macroglobulina
725000 140 – 420 mg/dl Proteasa inhibidora
Haptoglobina 90000 380 a 780 mg/dl Liga HB circulante
3.Globulinas beta
Transferrina 76000 200 a 300 mg/dl Transporte del Fe
Hemopexina 5700 50 a 100 mg/dl Liga el hem
4.Gama globulinas
IgG 150000 700 a 1500 mg/dl Anticuerpos
IgA 150000 a 300000 - Anticuerpos
IgM 750000 a 900000 - Anticuerpos
Crioglobulinas 220 - Desconocido
TRABAJO EN CLASE:
Realizar el análisis de las proteínas en un suero sanguíneo y luego reportar en la carpeta
con una foto los resultados con una posible patología de la respectiva consulta (realizar
un ejemplo de cada una en la misma foto)
CONSULTA:
Patologías que se presentan cuando hay aumento ó disminución de cada una de las
proteinas (albúmina, alfa1 y alfa2 globulina, beta1 y beta globulina, gamma globulina)
Nota: Archivar en la carpeta y estudiar para la evaluación parcial
PRÁCTICA No. 9
TEMA: Determinación de urea (Método enzimático-colorimétrico)
Fundamento teórico:
La urea es el principal compuesto nitrogenado no proteico más imporatnte en la mayoría
de los líquidos biológicos. En el hombre es el principal producto final del metabolismo
proteíco. Se produce en el hígado y es excretada en la orina a través de los riñones.
Una elevación de la concentración sérica de urea, se interpreta generalmente como una
posible disfunción renal. Sin embargo, no debe dejarse de lado el hecho de que los
valores séricos de urea se encuentran íntimamente relacionados con la dieta y el
metabolismo proteico, por lo que cualquier alteración en estas variables se traducirá en
un cambio de la concentración de urea en suero.
Fundamento del método:
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 12

13. La urea se hidroliza por acción de la ureasa en presencia de agua para producir
amoníaco y dióxido de carbono. En una reacción de berthelot modificada los iones
amonio reaccionan con hipoclorito y salicilato produciendo un complejo verde llamado
indofenol que se determina colorimétricamente.
ureasa
NH2 – CO – NH2 + H2O (NH4
+
)2 + CO2
Nitroprusiato (no es enzima)
(NH4
+
)+salicilato+ClONa+ 2-oxoglutarato Indofenol (verde)
Parte experimental:
1.Procedimiento (en suero o plasma):
1.1. En cuatro tubos de ensayo marcados como B (blanco), S (Standard), M1 (muestra
1) y M2 (muestra 2) agregar:
B S M1 M2
Standard - 10 ul
Suero o plasma - - 10 ul 10 ul
Reactivo 1 1000 ul 1000 ul 1000 ul 1000 ul
Enzima ureasa 5 ul 5 ul 5 ul 5 ul
Mezclar por agitación suave e incubar 10 minutos a 20-25º C o por 3 minutos a 37ºC
Reactivo 2 1000 ul 1000 ul 1000 ul 1000 ul
Mezclar por agitación suave e incubar 10 minutos a 20-25º C o por 5 minutos a 37ºC.
Leer la absorbancia de la muestra (∆A muestra) y del estándar (∆A Estándar) en
espectrofotómetro a Hg 578 nm frente a un blanco reactivo antes de 60 minutos
Cálculos de concentración de urea:
C (mg/dl)= ∆A_muestra x 80
∆A estandar
Valores de referencia en suero: 10 – 50 mg/dl
Parámetros a considerar:
- El espectrofotómetro debe estar encendido 20 minutos antes de realizar las lecturas de
las muestras
2.Materiales y reactivos:
2.1. Materiales:
-Gradilla
-Cuatro tubos de ensayo
-Espectrofotómetro
-Pipetas automáticas
-Puntas de plástico para pipeta automática
-Cubetas de plástico para espectrofotómetro
-Reloj
2.2.Reactivos:
-Reactivo 1: Buffer fosfatos (pH 7.0), Salicilato de sodio, Nitroprusiato de sodio,
EDTA
-Reactivo 2: Buffer fosfato (pH≤ 13), hipoclorito
-Standard: solución de urea 80 mg/dl
-Ureasa (enzima): Solución estabilizada y tamponada de alta potencia
-Suero sanguíneo
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 13

14. TRABAJO EN CLASE:
Realizar el análisis de urea en un suero sanguíneo y luego reportar los cálculos en la
carpeta con la respectiva interpretación del resultado
Autora: Dra. Celia Bowen
Página 14