PONTIFICIA UNIVERSIDAD CATÓLICA DEL ECUADOR
SEDE IBARRA (PUCE-SI)
ESCUELA DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y AMBIENTALES
(ECAA)
INFOR...
2
PRESENTACIÓN
La presente investigación identificada con el tema “Evaluación de la producción del
hongo Pleurotus ostreat...
3
El cuarto capítulo se presenta los resultados obtenidos, mostrando tablas y gráficos,
conjuntamente con sus respectivas ...
4
DEDICATORIA
Esta investigación va dedicada con cariño a mis Padres Luis y Bersa, quienes nunca
dejaron de confiar y apoy...
5
AGRADECIMIENTO
A Dios por darme la vida, llena de bendiciones.
A mis Padres Luis y Bersa por brindarme todo su amor.
A m...
6
CESIÓN DE DERECHOS DE AUTOR
Yo, Grace Margoth Carvajal Tocagón, declaro conocer y aceptar la disposición del Art. 66
Del...
7
RESUMEN
La presente investigación identificada con el tema “Evaluación de la producción del hongo
Pleurotus ostreatus so...
8
ABSTRACT
The present investigation identified with the theme "Evaluation of the production of the
mushroom Pleurotus ost...
9
CONTENIDO
PORTADA..........................................................................................................
10
2.3.7. Importancia del Cultivo del Género Pleurotus spp.....................................26
2.6.1 Alimentación Human...
11
2.9.6 La Aireación ..............................................................................................42
2.9...
12
3.3.8.6 Valor nutritivo del hongo/sustrato: ......................................................51
3.3.8.6.1 Materia ...
13
CAPÍTULO V
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
5.1. Conclusiones ...........................................................
14
Tabla 11 Valor nutritivo del hongo Pleurotus ostreatus ..........................................73
Tabla 12 Costo vari...
15
ÍNDICE DE FOTOGRAFÍAS
Fotografía 1 Repique de la semilla madre del hongo Pleurotus ostreatus sobre
Agar ..................
16
Fotografía 23 Desarrollo de los carpóforos ..........................................................92
Fotografía 24 C...
17
CAPÍTULO I
INTRODUCCIÓN
1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA
Actualmente los diferentes países del mundo como producto del ca...
18
Otra realidad que se vive en el campo, es respecto a la decisión que toma el agricultor con
los residuos de sus cosecha...
19
1.2 JUSTIFICACIÓN
Ante el problema planteado surge la necesidad de buscar otra fuente alimenticia como
alternativa para...
20
afirman Cedillo, D., Fragoso, M., y Vidal, A., (s/f) respecto a que el hongo es
considerado como complemento alimentici...
21
1.3 OBJETIVOS
1.3.1 Objetivo general
Evaluar la producción del hongo Pleurotus ostreatus sobre cinco tipos de sustrato:...
22
1.4 HIPÓTESIS
Los cinco tipos de sustrato; tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de avena, tamo de vicia y
paja de páramo...
23
CAPÍTULO II
MARCO TEÓRICO
2.1 HISTORIA DEL HONGO Pleurotus spp.
Los hongos se distribuyen ampliamente por todo el mundo...
24
(gírgola) y el 14,3% a Shiitake. En tanto, las proyecciones actuales sitúan a la producción
de gírgolas en segundo luga...
25
En cambio Rodríguez, G. (2007), menciona que el micelio debe tener a su disposición la
fuente de carbono que constituye...
26
Láminas: Están dispuestas radialmente como las varillas de un paraguas, que van desde el
pie o tallo que lo sostiene, h...
27
Gráfico 3.
Fuente: http://www.hydroenvironment.com.mx/catalogo/index.php?main_page=page&id=130&chapter=12
2.6 IMPORTANC...
28
calidad muy cercana a la proteína animal. Lelley, J. Citado por Sánchez, J. y Royse, D.
(2001).
TABLA Nº1. Contenido Nu...
29
de setas, permite una mejor absorción de minerales a nivel intestinal, esto debido a la
presencia de métaloproteínas. H...
30
suministró setas deshidratadas en un 2%, con una dieta rica en grasa, durante 6 meses, se
demostró que lograron bajar l...
31
2.6.3 CONTROL BIOLÓGICO
Los hongos que pudren la madera como P. ostreatus, P. cornucopiae, P. cystidiosus, P.
strigosus...
32
microbiológica. Entre los agentes de descomposición primaria más efectivos existen
hongos comestibles como las especies...
33
del sustrato, deben evitarse los cambios, a menos que hayan sido investigados previamente
(5).
2.7.2 NUTRIENTES DEL SUS...
34
Minerales
Manu-Tawiah y Martin, (s/f), llegaron a la conclusión de que P. ostreatus crece mejor
cuando hay KH2PO4 prese...
35
c) TABLA Nº4. Composición química de salvado de cereales (%sms).
Material
Materia
orgánica
N total
Grasa
bruta
Fibra
br...
36
En cambio Sañudo, B. y otros autores, (2003), señalan si en el crecimiento micelial
aparecen zonas de coloración verde ...
37
micelio de Pleurotus. Así mismo, nos indica que el sustrato debe someterse a una
pasteurización por inmersión en agua c...
38
Cuando el sustrato pasteurizado tenga una temperatura de 20-25°C y una humedad del
70% (el sustrato apretado con la man...
39
de crecimiento (2). La temperatura será de 18 a 22º C y la ventilación de 1 metro cúbico de
aire por hora y por kilogra...
40
humedad o bien colocar en el cuarto botes de agua (tanto en la fase de incubación como en
la de fructificación) (3).
Ga...
41
totalmente plano porque se demerita la calidad y se propicia la diseminación de esporas.
Sánchez, J. y Royse, D. (2001)...
42
sustrato a 70% al inicio del composteo. Por otro lado Pleurotus se cultiva con una
eficiencia de 63 kg de basidiomas fr...
43
y una humedad superior al 80% tendrá un efecto negativo en el crecimiento de Pleurotus
spp.
2.9.4 LA HUMEDAD DEL AIRE
E...
44
2.9.7 LA LUZ
Según Eger, G. Citado por Sánchez, J. (2001), P. ostreatus no puede fructificar en
oscuridad continua. La ...
45
escarabajos de los géneros Mycotretus y Pseudyschirus que se comen los hongos en
desarrollo. Gaitán, R. y otros autores...
46
CAPÍTULO III
MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 UBICACIÓN DEL EXPERIMENTO
3.1.1 Primera fase: Se realizó la multiplicación de la ...
47
3.1.2.1 INFRAESTRUCTURA
• Habitación enlucida (4m x 3m x 2m de alto), cubierto de teja.
3.2 MATERIALES, EQUIPOS Y MATER...
48
• tamo de trigo
• tamo de cebada
• tamo de avena
• tamo de vicia
• paja de páramo
• tuza molida
• afrecho de cebada
• c...
49
3.3 MÉTODO
3.3.1 DISEÑO EXPERIMENTAL
En esta investigación se utilizó un Diseño completamente al azar (DCA).
3.3.2 TRAT...
50
3.3.6 PRUEBA DE SIGNIFICANCIA
Se utilizó la prueba de Tukey al 5%, para detectar las diferencias estadísticas entre los...
51
3.3.8 MÉTODOS DE EVALUACIÓN DE LAS VARIABLES
3.3.8.1 PROLIFERACIÓN DEL MICELIO EN EL SUSTRATO (INCUBACIÓN)
Se consideró...
52
a) MATERIA SECA (%)
Para determinar este componente se utilizó una balanza desecadora, se tomó una
muestra de 5 g de ca...
53
medio de soporte PDA para el micelio primario y granos de trigo para el micelio
secundario.
3.3.9.1.1 PROPAGACIÓN DE SE...
54
d) INCUBACIÓN
Las cajas petri inoculadas, son colocadas en la estufa a una temperatura de 25o
C, por un
tiempo de una s...
55
3.3.9.1.2 PROPAGACIÓN DE SEMILLA SECUNDARIA
a) MEDIO DE SOPORTE Y SU PREPARACIÓN
1) Se lavó los granos de trigo con abu...
56
FOTOGRAFÍA Nº 4. Incubación secundaria del hongo Pleurotus ostreatus en granos de trigo en una estufa
a 25º C.
Periódic...
57
3.3.9.2 FASE 2: CULTIVO DEL HONGO Pleurotus ostreatus.
3.3.9.2.1 ÁREA DE EVALUACIÓN
a) El desarrollo de la segunda fase...
58
3.3.9.2.3 PREPARACIÓN DEL SUSTRATO
a) Picado de cada uno de los tamos de avena, cebada, trigo, vicia y de paja de páram...
59
FOTOGRAFÍA Nº 7. Pasteurización del sustrato por 2 horas.
3.3.9.2.5 INOCULACIÓN (SIEMBRA)
a) La limpieza de los materia...
60
FOTOGRAFÍA Nº 9. Inoculación de la semilla del hongo Pleurotus ostreatus en paja de páramo.
e) Amarrado de las fundas, ...
61
FOTOGRAFÍA Nº 11. Perforación en la parte superior de la funda
c) Termina la etapa de incubación cuando se observa una ...
62
FOTOGRAFÍA Nº 13. Orificios en las fundas para el desarrollo del hongo.
b) Además se controló que la temperatura (20-25...
63
FOTOGRAFÍA Nº 15. Conservación de la humedad relativa con riegos en la pared y en los pisos.
3.3.9.2.8 COSECHA
a) Se re...
64
b) La cosecha se hace cortando el estípite con un cuchillo, justo a la base del tallo, en
la unión con el sustrato.
c) ...
65
CAPÍTULO IV
RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 DÍAS DE PROLIFERACIÓN DEL MICELIO EN EL SUSTRATO
(INCUBACIÓN).
F.V GL SC CM F.ca...
66
TRATAMIENTO MEDIA RANGO
T1 45,63 a
T3 39,06 b
T5 35,75 c
T2 31,25 d
T4 30,88 d
Fuente: Libro de campo.
TABLA Nº 2 Prueb...
67
4.2 DÍAS A LA COSECHA
F.V GL SC CM F.cal F.tab
TOTAL 19 103,20 5% 1%
TRATAMIENTOS 4 101,73 25,43 259,74 * 3,06 ** 4,89
...
68
T2, los cuales necesitaron cerca 9 días para la cosecha del hongo a partir de que fue
colonizado por completo y posteri...
69
4. 3 DIÁMETRO DEL SOMBRERO A LA COSECHA (cm)
F.V G.L SC CM F.cal F.tab
TOTAL 19 19,40 5% 1%
TRATAMIENTOS 4 17,78 4,44 4...
70
tratamientos T2 y T4, con 7,80 cm de diámetro del sombrero; por el contrario el promedio
más bajo es de 5,27cm. De acue...
71
4. 4 NÚMERO DE SOMBREROS POR RACIMO A LA COSECHA (UNIDAD)
F.V GL SC CM F.cal F.tab
TOTAL 19 80,48 5% 1%
TRATAMIENTOS 4 ...
72
para el tratamiento T4 con diez sombreros por racimo; seguido del tratamiento T2, con
alrededor de nueve sombreros por ...
73
4. 5 RENDIMIENTO TOTAL (%)
F.V GL SC CM F.cal F.tab
TOTAL 19 24792,47 5% 1%
TRATAMIENTOS 4 24504,16 6126,04 318,72 * 3,...
74
aproximadamente. Mientras que el tratamiento T1, produjo tan solo 5,26% considerando
así como el resultado más bajo en ...
75
4. 6 VALOR NUTRITIVO
Fuente: Laboratorio ECAA
TABLA Nº 11 Valor nutritivo del hongo Pleurotus ostreatus
Al realizar el ...
76
4. 7 COSTO DE PRODUCCIÓN
TRATAMIENTOS T1 T2 T3 T4 T5
COSTO VARIABLE 1,79 1,79 1,92 1,79 1,79
BENEFICO BRUTO 0,22 3,76 0...
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
pleorotus ostreatus
Próxima SlideShare
Cargando en…5
×

pleorotus ostreatus

1.864 visualizaciones

Publicado el

Publicado en: Educación
0 comentarios
0 recomendaciones
Estadísticas
Notas
  • Sé el primero en comentar

  • Sé el primero en recomendar esto

Sin descargas
Visualizaciones
Visualizaciones totales
1.864
En SlideShare
0
De insertados
0
Número de insertados
3
Acciones
Compartido
0
Descargas
57
Comentarios
0
Recomendaciones
0
Insertados 0
No insertados

No hay notas en la diapositiva.

pleorotus ostreatus

  1. 1. PONTIFICIA UNIVERSIDAD CATÓLICA DEL ECUADOR SEDE IBARRA (PUCE-SI) ESCUELA DE CIENCIAS AGRÍCOLAS Y AMBIENTALES (ECAA) INFORME FINAL DE TESIS “EVALUACIÓN DE LA PRODUCCIÓN DEL HONGO Pleurotus ostreatus SOBRE CINCO TIPOS DE SUSTRATOS (TAMO DE TRIGO, TAMO DE CEBADA, TAMO DE VICIA, TAMO DE AVENA Y PAJA DE PÁRAMO); ENRIQUECIDOS CON TUZA MOLIDA, AFRECHO DE CEBADA Y CARBONATO DE CALCIO”. LÍNEA DE INVESTIGACIÓN A.G. 4.2 TESIS DE GRADO PREVIA A LA OBTENCIÓN DEL TÍTULO DE INGENIERA AGROPECUARIA AUTORA: CARVAJAL TOCAGÓN GRACE MARGOTH ASESORA: ING. MONROY ARAGÓN ANITA IBARRA- ECUADOR 2010
  2. 2. 2 PRESENTACIÓN La presente investigación identificada con el tema “Evaluación de la producción del hongo Pleurotus ostreatus sobre cinco tipos de sustratos (tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de vicia, tamo de avena y paja de páramo); enriquecidos con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de calcio”, se encuentra formado por cinco capítulos: Introducción, Marco Teórico, Materiales y Métodos, Resultados y Discusión, Conclusiones y Recomendaciones. En el primer capítulo se detalla las dificultades que surge en el entorno, en relación a la alimentación de la población que es escasa y poco nutricional, especialmente en el campo, lugar donde la tecnología no ha llegado. Además de ello por desconocimiento de los habitantes no se ha dado un buen uso a los residuos de sus cosechas, generando con ello la degradación del suelo. De la misma manera se menciona como cultivo alternativo al hongo Pleurotus ostreatus, destacando sus bondades tanto en lo nutricional como en lo ecológico. Así mismo se describe los objetivos planteados en la presente investigación, mismos que guían al trabajo a evaluar la producción del hongo Pleurotus ostreatus, en los cinco tipos de sustratos enriquecidos al 20% con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de calcio, con la finalidad de incrementar su rendimiento. También se plantea una hipótesis, que pretende confirmar si el incremento del rendimiento del cultivo depende del sustrato. En el segundo capítulo, se encuentra una recopilación teórica producto de la revisión bibliográfica, donde se detalla la historia del hongo, su taxonomía, características fisiológicas y morfológicas, ciclo reproductivo, importancia del cultivo, sustrato a utilizarse, etapas del cultivo y finalmente los factores que afectan su crecimiento y fructificación, los cuales permiten respaldar la presente investigación. El tercer capítulo se refiere al lugar donde se desarrolla el experimento, los materiales y métodos utilizados, el diseño experimental aplicado, sus variables y factores en estudio.
  3. 3. 3 El cuarto capítulo se presenta los resultados obtenidos, mostrando tablas y gráficos, conjuntamente con sus respectivas interpretaciones. Con la finalidad de determinar cuál de los tratamientos generó los mejores resultados. En el quinto capítulo se detallan las conclusiones y recomendaciones a las que se llegó luego de terminar esta investigación.
  4. 4. 4 DEDICATORIA Esta investigación va dedicada con cariño a mis Padres Luis y Bersa, quienes nunca dejaron de confiar y apoyarme. Para mis hermanas; Marcia, Raquel y Lisley fieles amigas. Para mi hijo Francis, quien complementa mi vida. Y para todo aquel que persevera hasta alcanzar su meta.
  5. 5. 5 AGRADECIMIENTO A Dios por darme la vida, llena de bendiciones. A mis Padres Luis y Bersa por brindarme todo su amor. A mis hermanas Marcia, Raquel y Lisley, quienes apoyaron a cumplir este sueño tan anhelado. A mi hijo Francis, quien me dio fuerzas para ser constante. A mi asesora Ing. Anita Monroy A mis lectores Ing. Valdemar Andrade - Ing. Patricio Lozada.
  6. 6. 6 CESIÓN DE DERECHOS DE AUTOR Yo, Grace Margoth Carvajal Tocagón, declaro conocer y aceptar la disposición del Art. 66 Del instructivo de Trabajo de Grado de la Pontificia Universidad Católica del Ecuador Sede Ibarra que en su parte pertinente textualmente dice: “Forman parte del patrimonio de la Universidad la propiedad intelectual de investigaciones, trabajos científicos o técnicos y tesis de grado que se realicen a través, o con el apoyo financiero, académico o institucional (operativo) de la Universidad”. ..................................................... Grace Carvajal C.I. 100313615-5
  7. 7. 7 RESUMEN La presente investigación identificada con el tema “Evaluación de la producción del hongo Pleurotus ostreatus sobre cinco tipos de sustratos (tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de vicia, tamo de avena y paja de páramo); enriquecidos con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de calcio”, se desarrolla en dos fases. La primera se lleva a cabo en el laboratorio de Microbiología de la Escuela de Ciencias Agrícolas y Ambientales (ECAA), de la Pontificia Universidad Católica del Ecuador sede Ibarra (PUCE-SI), lugar donde se realiza la proliferación del micelio primario (medio de soporte PDA) y secundario (granos de trigo) de la cepa del hongo Pleurotus ostreatus, mediante una serie de inoculaciones. La segunda fase se la ejecuta en la parroquia de González Suárez, cantón Otavalo, provincia de Imbabura, en una habitación con condiciones ambientales controladas. Para su desarrollo se utilizó el diseño completamente al azar (DCA), conformado con cinco tratamientos y cuatro repeticiones. Los sustratos utilizados son tamo de avena, tamo de cebada, paja de páramo, tamo de trigo y tamo de vicia; los cuales fueron enriquecidos al 20% con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de calcio. El total de unidades experimentales de esta investigación fue de 20; cada unidad experimental contiene 4 fundas y cada funda (65 x 42,5 centímetros) con 4 kilogramos de sustrato húmedo. Los resultados demostraron que el mejor tratamiento en cuanto a rendimiento es el T2, llegando a obtenerse 89,33% de hongo fresco por los 4 kilogramos de sustrato húmedo, el mismo que estuvo basado en 80% Tamo de cebada + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de cebada + 2% Carbonato de Calcio. Palabras claves: Pleurotus ostreatus, tamo, micelio.
  8. 8. 8 ABSTRACT The present investigation identified with the theme "Evaluation of the production of the mushroom Pleurotus ostreatus on five sustratos types (wheat fuzz, barley fuzz, vicia fuzz, oats fuzz and paramo straw); enriched with milled corncob, barley bran and carbonate of calcium", it is developed in two phases. The first one is carried out in the laboratory of Microbiology of the Escuela de Ciencias Agrícolas y Ambientales (ECAA), from the Pontificia Universidad Católica de Ecuador sede Ibarra (PUCE-SI), place where she is carried out the multiplication of the primary (half of support PDA) and secondary (wheat grains) of the micelio of mushroom Pleurotus ostreatus, by means of a series of inoculations. The second phase executes it to him in González Suárez parish, canton Otavalo, county of Imbabura, in a room with environmental controlled conditions. For their development the design was used totally at random, (DCA) conformed with five treatments and four repetitions. The used sustratos is oats fuzz, barley fuzz, paramo straw, wheat fuzz and vicia fuzz; which were enriched to 20% with milled corncob, barley bran and carbonate of calcium. The total of experimental units of this investigation was of 20; each experimental unit contains 4 cases and each case (65 x 42, 5 centimeters) with 4 kilograms of humid sustrato. The results demonstrated that the best treatment as for yield is T2, ending up being obtained 89,33% of fresh mushroom by the 4 kilograms of humid sustrato, the same one that was based on 80% barley fuzz + 10% milled corncob + 8% barley Bran + 2% Carbonate of Calcium. Key words: Pleurotus ostreatus, mushroom, fuzz.
  9. 9. 9 CONTENIDO PORTADA.....................................................................................................................i PRESENTACIÓN ....................................................................................................... ii DEDICATORIA .........................................................................................................iv AGRADECIMIENTO ..................................................................................................v RESUMEN .................................................................................................................vi ABSTRACT ...............................................................................................................vii CONTENIDO ........................................................................................................... viii ÍNDICE DE TABLAS................................................................................................ xii ÍNDICE DE GRÁFICOS........................................................................................... xiii ÍNDICE DE FOTOGRAFÍAS ................................................................................... xiii ÍNDICE DE ANEXO ..................................................................................................xv CAPÍTULO I 1. INTRODUCCIÓN 1.1. Planteamiento del Problema...........................................................................16 1.2. Justificación...................................................................................................18 1.3 Objetivos .......................................................................................................20 1.3.1. Objetivo General............................................................................................20 1.3.2. Objetivos Específicos.....................................................................................20 1.4. Hipótesis.......................................................................................................21 CAPÍTULO II 2. MARCO TEÓRICO 2.3.2. Historia del Hongo Pleurotus spp. ............................................................22 2.3.3. Clasificación Taxonómica del Hongo Pleurotus ostreatus. ........................23 2.3.4. Características Fisiológicas de Pleurotus ostreatus. ...................................23 2.3.5. Características Morfológicas de Pleurotus ostreatus. .................................24 2.3.6. El Ciclo Reproductivo del Hongo Pleurotus ostreatus. ..............................25
  10. 10. 10 2.3.7. Importancia del Cultivo del Género Pleurotus spp.....................................26 2.6.1 Alimentación Humana ...............................................................................26 2.6.1.1 Propiedades Nutricionales..........................................................................26 2.6.1.2 Propiedades Medicinales............................................................................28 2.6.2 Alimentación de Ganado............................................................................29 2.6.3 Control Biológico.......................................................................................29 2.6.4 Degradación de Productos..........................................................................30 2.6.5 Potencial para usar los substratos agrícolas.................................................30 2.7 Sustratos utilizados para el Cultivo de Pleurotus spp. ................................31 2.7.1 Generalidades del sustrato..........................................................................31 2.7.2 Nutrientes del sustrato................................................................................32 2.7.3 Composición química de los residuos agrícolas (tamos) en estudio............33 2.8 Etapas del cultivo.......................................................................................34 2.8.1 Preparación de la Semilla. .........................................................................34 2.8.2 Preparación del Sustrato.............................................................................35 2.8.2.1 Picado........................................................................................................35 2.8.2.2 Humectación .............................................................................................35 2.8.2.3 Pasteurización............................................................................................35 2.8.2.4 Recipiente para el Sustrato.........................................................................36 2.8.3 Siembra......................................................................................................36 2.8.3.1 La tasa de Inoculación................................................................................37 2.8.4 Incubación .................................................................................................37 2.8.5 Inducción ..................................................................................................38 2.8.6 Producción.................................................................................................39 2.8.7 Cosecha .....................................................................................................39 2.8.8 Rendimiento...............................................................................................40 2.9 Factores que afectan el crecimiento y la fructificación de Pleurotus spp. ...41 2.9.1 La Temperatura..........................................................................................41 2.9.2 El pH .........................................................................................................41 2.9.3 La Humedad en el Sustrato.........................................................................41 2.9.4 La Humedad del Aire.................................................................................42 2.9.5 Tamaño de Partícula...................................................................................42
  11. 11. 11 2.9.6 La Aireación ..............................................................................................42 2.9.7 La Luz .......................................................................................................42 2.10. Contaminantes, Plagas y Enfermedades......................................................43 2.10.1 Contaminantes ...........................................................................................43 2.10.2 Plagas ........................................................................................................43 2.10.3 Enfermedades ...........................................................................................44 CAPÍTULO III 3. MATERIALES Y MÉTODOS 3.1 Ubicación del Experimento ...................................................................45 3.1.2.1 Infraestructura.......................................................................................46 3.2 Materiales, Equipos, Materia Prima ......................................................46 3.2.1 Materiales .............................................................................................46 3.2.2 Equipos.................................................................................................46 3.2.3 Materia Prima .......................................................................................47 3.2.4 Materiales de Oficina ............................................................................47 3.3 Método..................................................................................................48 3.3.1 Diseño Experimental.............................................................................48 3.3.2 Tratamientos .........................................................................................48 3.3.3 Repetición.............................................................................................48 3.3.4 Unidad Experimental.............................................................................48 3.3.5 Análisis de Varianza (Adeva) ...............................................................49 3.3.6 Prueba de Significancia.........................................................................49 3.3.7 Variables Evaluadas..............................................................................49 3.3.8 Métodos de Evaluación de las variables.................................................50 3.3.8.1 Proliferación del micelio en el sustrato (Incubación) .............................50 3.3.8.2 Días a la Cosecha ..................................................................................50 3.3.8.3 Diámetro del sombrero a la cosecha ......................................................50 3.3.8.4 Número de sombreros por racimo..........................................................51 3.3.8.5 Rendimiento Total.................................................................................51
  12. 12. 12 3.3.8.6 Valor nutritivo del hongo/sustrato: ......................................................51 3.3.8.6.1 Materia Seca (%)...................................................................................51 3.3.8.6.2 Valor Nutritivo......................................................................................51 3.3.9 Manejo Específico del Experimento......................................................51 3.3.9.1 Fase I: Propagación de semilla primaria y secundaria del Hongo Pleurotos ostreatus. ..............................................................................51 3.3.9.1.1 Propagación de semilla primaria ...........................................................52 3.3.9.1.2 Propagación de semilla secundaria ........................................................54 3.3.9.2 Fase 2: Cultivo del hongo Pleurotus ostreatus. .....................................56 3.3.9.2.1 Área de evaluación................................................................................56 3.3.9.2.2 Desinfección de la habitación................................................................56 3.3.9.2.3 Preparación del sustrato.........................................................................57 3.3.9.2.4 Pasteurización .......................................................................................58 3.3.9.2.5 Inoculación (siembra) ...........................................................................58 3.3.9.2.6 Incubación.............................................................................................59 3.3.9.2.7 Inducción ..............................................................................................61 3.3.9.2.8 Cosecha.................................................................................................63 CAPÍTULO IV 4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 4. 1 Días de proliferación del micelio en el sustrato (Incubación). .........................64 4.2 Días a la Cosecha............................................................................................66 4. 3 Diámetro del sombrero a la cosecha (cm) .......................................................68 4. 4 Número de sombreros por racimo a la cosecha (unidad) .................................70 4. 5 Rendimiento total (kg) ...................................................................................72 4. 6 Valor Nutritivo ..............................................................................................73 4. 7 Costo de Producción ......................................................................................75 4.8 Comprobación de la Hipótesis.........................................................................76
  13. 13. 13 CAPÍTULO V 5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES 5.1. Conclusiones ...................................................................................................77 5.2. Recomendaciones ............................................................................................80 CAPÍTULO VI 6. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 6.1 Libros................................................................................................................82 6.2 Páginas de Internet.............................................................................................85 ÍNDICE DE TABLAS Tabla 1 Análisis de varianza para la variable días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación) ......................................................................65 Tabla 2 Prueba de Tukey al 5% para la variable días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación)........................................................................65 Tabla 3 Análisis de varianza para la variable días a la cosecha.............................66 Tabla 4 Prueba de Tukey al 5% para la variable días a la cosecha .........................66 Tabla 5 Análisis de varianza para la variable diámetro del sombrero a la cosecha (cm) .......................................................................................................68 Tabla 6 Prueba de Tukey al 5% para la variable diámetro del sombrero a la cosecha (cm) ...........................................................................................68 Tabla 7 Análisis de varianza para la variable número de sombreros por racimo a la cosecha (unidad) ................................................................................70 Tabla 8 Prueba de Tukey al 5% para la variable número de sombreros por racimo a la cosecha (unidad) ...............................................................................70 Tabla 9 Análisis de varianza para la variable del rendimiento total (%) ...............72 Tabla 10 Prueba de Tukey al 5% para la variable del rendimiento total (%) ...........72
  14. 14. 14 Tabla 11 Valor nutritivo del hongo Pleurotus ostreatus ..........................................73 Tabla 12 Costo variable, beneficio neto y % de eficiencia económica de los tratamientos en estudio............................................................................75 Tabla 13 Datos recopilados para la variable días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación). .............................................................................87 Tabla 14 Datos recopilados para la variable días a la cosecha ................................87 Tabla 15 Datos recopilados para la variable diámetro del sombrero a la cosecha....87 Tabla 16 Datos recopilados para la variable número de sombreros por racimo a la cosecha (unidad) ....................................................................................88 Tabla 17 Datos recopilados para la variable rendimiento total (%) ........................88 Tabla 18 Datos recopilados de materia seca en kg. ................................................88 Tabla 19 Datos recopilados sobre la cantidad de sustrato húmedo utilizado ...........89 Tabla 20 Datos recopilados sobre el porcentaje de humedad de los diferentes tipos de sustratos .............................................................................................89 Tabla 21 Datos recopilados sobre el ciclo total de producción del hongo, considerando sus tratamientos .................................................................90 ÍNDICE DE GRÁFICOS Gráfico 1 Representación gráfica para la variable días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación) ......................................................................65 Gráfico 2 Representación gráfica para la variable días a la cosecha.........................67 Gráfico 3 Representación gráfica para la variable diámetro del sombrero a la cosecha (cm) .........................................................................................69 Gráfico 4 Representación gráfica para la variable número de sombreros por racimo a la cosecha (unidad) ..............................................................................71 Gráfico 5 Representación gráfica para la variable del rendimiento total (%) ...........73 Gráfico 6 Representación gráfica del valor nutritivo del hongo Pleurotus spp…....74 Gráfico 7 Representación gráfica para el costo de producción.................................75
  15. 15. 15 ÍNDICE DE FOTOGRAFÍAS Fotografía 1 Repique de la semilla madre del hongo Pleurotus ostreatus sobre Agar ...............................................................................................52 Fotografía 2 Caja petri con inoculo primario del hongo Pleurotus ostreatus.........53 Fotografía 3 Caja petri con inoculo primario del hongo Pleurotus ostreatus contaminada ....................................................................................53 Fotografía 4 Incubación secundaria del hongo Pleurotus ostreatus en granos de trigo en una estufa a 22º C ..............................................................55 Fotografía 5 Desinfección de la habitación con hipoclorito de sodio al 5.25%.....56 Fotografía 6 Sustrato de tamo de avena enriquecido con afrecho de cebada y tuza molida.....................................................................................57 Fotografía 7 Pasteurización del sustrato por 2 horas............................................58 Fotografía 8 Sustrato de paja de páramo pasteurizado con carbonato de calcio...58 Fotografía 9 Inoculación de la semilla del hongo Pleurotus ostreatus en paja de páramo ..........................................................................................59 Fotografía 1O Sustratos con micelio en cuarto de incubación, controlado con un termo higrómetro digital.................................................................59 Fotografía 11 Perforación en la parte superior de la funda....................................60 Fotografía 12 Colonización del sustrato por el micelio del hongo Pleurotus ostreatus en tamo de cebada ...........................................................60 Fotografía 13 Orificios en las fundas para el desarrollo del hongo........................61 Fotografía 14 Lámpara infrarroja para mantener la temperatura ...........................61 Fotografía 15 Conservación de la humedad relativa con riegos en la pared y en los pisos..........................................................................................62 Fotografía 16 Cosecha del hongo “tipo ostra” ......................................................62 Fotografía 17 Visita al cultivo de hongo “tipo ostra” ............................................89 Fotografía 18 Invernadero del cultivo de hongo “tipo ostra” ................................89 Fotografía 19 Tamos de vicia, avena, cebada, trigo y paja de páramo. ..................90 Fotografía 20 Colonización del sustrato por el micelio del hongo Pleurotus ostreatus en tamo de avena.............................................................91 Fotografía 21 Aparecimiento de primordios.........................................................91 Fotografía 22 Formación de carpóforos................................................................92
  16. 16. 16 Fotografía 23 Desarrollo de los carpóforos ..........................................................92 Fotografía 24 Carpóforos en estado de cosecha....................................................93 Fotografía 25 Racimo de hongos “tipo ostra”en estado de esporulación. .............93 Fotografía 26 Medición del diámetro del sombrero de un carpóforo.....................94 Fotografía 27 Conteo del número de sombreros por racimo en la cosecha. ..........94 Fotografía 28 Pesado de hongos frescos...............................................................95 Fotografía 29 Día de campo de la segunda fase....................................................95 Fotografía 30 Muestras de hongos deshidratados .................................................96 Fotografía 31 Sustratos de tamos contaminados después de la tercera cosecha.....96 ÍNDICE DE ANEXOS Anexo 1 Croquis de la distribución de las unidades experimentales .......................98 Anexo 2 Gráfico del ciclo total de la producción del hongo seta (días) .................99 Anexo 4 Comparación del número de sombreros por racimo (unidad) con el diámetro del sombrero del hongo seta. ..................................................................99 Anexo 5 Tabla Nº 1 Contenido Nutricional del hongo comestible. .........................26 Anexo 6 Tabla Nº 2 Composición química de las pajas de cereales (% sms). ........33 Anexo 7 Tabla Nº 3 Composición química de las pajas de leguminosas (% sms) ..33 Anexo 8 Tabla Nº 4 Composición química de salvado de cereales (% sms) ..........34 Anexo 9 Tabla Nº 5 Porcentaje de carbono y nitrógeno total de tuza de mazorca ..34
  17. 17. 17 CAPÍTULO I INTRODUCCIÓN 1.1 PLANTEAMIENTO DEL PROBLEMA Actualmente los diferentes países del mundo como producto del cambio climático, están sufriendo pérdidas en sus cosechas y Ecuador no es la excepción. Ello ha generado una disminución en la disponibilidad de alimento suficiente para la población, ante esta situación en el telégrafo se publica la noticia titulada como: Países piden fondos para reducir hambre. En el cual se menciona según el último informe de la Organización de Naciones Unidas para la Agricultura y la Alimentación (FAO), el número de hambrientos crónicos en el año 2009 fue de 1020 millones. Esta cifra hace notar que necesitamos producir más alimento. Motivo por lo cual muchos años atrás ya se ha comenzado a producir diversos alimentos. Dentro de los cuales se menciona al cultivo de hongos comestibles, que tienen su inicio en Latinoamérica a finales de los años treinta, pero con un crecimiento demasiado lento. El desarrollo del cultivo de los hongos comestibles hasta este siglo XXI se ve limitado por diversos factores, dentro de los cuales cabe mencionar lo siguiente; el hermetismo total de los productores al no facilitarnos información técnica confiable de la propia zona para poder comparar o adquirir tecnología adaptada a nuestro ecosistema, razón por la cual se ha limitado a ejercer ciertas empresas de manera unilateral generando poca producción y consumo de hongos “tipo ostra”, haciendo del cultivo de hongo un misterio. Además de ello cabe mencionar que otra de las limitantes para la producción del hongo Pleurotus spp. es por la disponibilidad de la semilla de muy dudosa calidad y como consecuencia se tiene un producto de calidad y cantidad inconstante.
  18. 18. 18 Otra realidad que se vive en el campo, es respecto a la decisión que toma el agricultor con los residuos de sus cosechas, donde se menciona que en el Ecuador no se ha valorado la potencialidad ecológica y económica de muchos subproductos agrícolas, que en la mayoría de los casos son quemados o arrojados a los basureros, quebradas y ríos sin ningún tratamiento previo y contribuyen de esta manera a la degradación del ecosistema. Donoso, C., R. (2003). Donde el campesino no considera los efectos secundarios que conlleva esta actividad y además no conoce otra alternativa para aprovechar sus residuos. Tomando en cuenta que la población necesita otra fuente de alimento y sobre todo aprovechar mejor sus residuos de las cosechas, la pregunta que ayuda a identificar el problema es: ¿ QUÉ SUSTRATO ES EL INDICADO PARA PRODUCIR HONGOS DEL GÉNERO Pleurotus ostreatus ADAPTADOS A NUESTRO MEDIO DE TAL MANERA QUE SE APROVECHE LOS SUBPRODUCTOS AGRÍCOLAS?
  19. 19. 19 1.2 JUSTIFICACIÓN Ante el problema planteado surge la necesidad de buscar otra fuente alimenticia como alternativa para la población. Frente a esta realidad se pretende producir hongos comestibles del género Pleurotus por su fácil y masiva propagación en sustratos naturales. Estudios realizados afirman sobre los beneficios que conlleva cultivar hongos del género Pleurotus, dentro de los cuales mencionan que son potentes agentes biológicos que convierten los subproductos orgánicos no comestibles en alimentos humanos de buena palatabilidad. Su eficiencia de conversión de proteína por unidad de área y por unidad de tiempo, es muy superior a las fuentes de proteína animal. Bermúdez, R., y otros autores (2003). Otro de los aspectos que motiva al cultivo de hongos, es por las condiciones que posee nuestro país, respecto a otros países Europeos y Norteamericanos, como al poseer abundante materia prima para la elaboración de sustrato de este cultivo y su disponibilidad durante todo el año. Además cabe mencionar que una de las metas planteadas por los mandatarios mundiales, es aumentar en un 70% la producción agrícola para el año 2050, con el fin de alimentar a una población mundial que superará los 9000 millones de personas y combatiendo además el cambio climático. Es por ello que surge la necesidad de crear nuevas fuentes de alimento, pero sin alterar nuestro ecosistema. Por tal motivo estamos en la obligación de investigar y aplicar alternativas ecológicas para producir alimentos a la población. Bajo estas condiciones la producción de hongos está dirigida a una alimentación sana, barata y disponible durante todo el año. Conjuntamente ello se ve argumentada por un estudio realizado en Argentina con el tema: Pleurotus ostreatus, una opción en el menú, donde recomiendan, su inclusión tanto en la dieta diaria de personas sin riesgos, como en dietas balanceadas y bajas en calorías. Ciappini, C., Gatti., y López, L. (2004). Así mismo
  20. 20. 20 afirman Cedillo, D., Fragoso, M., y Vidal, A., (s/f) respecto a que el hongo es considerado como complemento alimenticio por ser rico en carbohidratos, vitaminas, fibra y minerales, además de que posee un bajo contenido de grasa. Presenta entre el 57% y 61% de carbohidratos en base a su peso seco, 26% de proteína y un 11.9% de fibra. Contiene vitaminas: niacina, tiamina (B1), vitamina B12 , vitamina C y minerales como el potasio, fósforo y calcio. Su contenido de grasa es de 0.9% a 1.8% con base a su peso seco. En cambio Piqueras, J., (2004) considera al hongo como un alimento funcional; con un consumo regular de setas se mejorará nuestras defensas, disminuyendo nuestro colesterol. En la actualidad existen pocos estudios de la producción de hongos comestibles, por tal razón implementar este tipo de alternativa cambiará el rumbo de la agricultura tradicional, al aumentar los ingresos al productor. Para realizar este estudio es necesario tener los métodos y herramientas necesarias; para lograrlo se debe contar con un área para el estudio y los recursos necesarios para implementar esta investigación; además de dar una solución para aprovechar los subproductos agrícolas, se genera otra fuente de alimento para la población.
  21. 21. 21 1.3 OBJETIVOS 1.3.1 Objetivo general Evaluar la producción del hongo Pleurotus ostreatus sobre cinco tipos de sustrato: tamo de avena, tamo de cebada, tamo de trigo, tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos con tuza, afrecho de cebada y carbonato de calcio. 1.3.2 Objetivos específicos 1) Preparar el ambiente adecuado e inocular la cepa del hongo Pleurotus ostreatus sobre los cinco tipos de sustratos; tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de avena, tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos con tuza, afrecho de cebada y carbonato de calcio. 2) Comparar el rendimiento del cultivo del hongo Pleurotus ostreatus sobre los cinco tipos de sustrato; tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de avena, tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos con tuza, afrecho de cebada y carbonato de calcio. 3) Determinar el valor nutritivo del hongo (Materia seca, grasa, proteína, fibra y energía). 4) Dar a conocer los resultados preliminares de la investigación a través de un día de campo.
  22. 22. 22 1.4 HIPÓTESIS Los cinco tipos de sustrato; tamo de trigo, tamo de cebada, tamo de avena, tamo de vicia y paja de páramo; enriquecidos al 20 % con tuza molida, afrecho de cebada y carbonato de calcio, influyen directamente en el incremento del rendimiento del cultivo del hongo Pleurotus ostreatus independientemente del tipo de sustrato utilizado.
  23. 23. 23 CAPÍTULO II MARCO TEÓRICO 2.1 HISTORIA DEL HONGO Pleurotus spp. Los hongos se distribuyen ampliamente por todo el mundo, existen aproximadamente 10,000 especies de las cuales solo el 10% son comestibles, Pleurotus es una de ellas. Dentro de este género se distingue la especie P. ostreatus de origen húngaro, también llamada Orellana, gírgola, seta de ostra, seta de chopo, entre otros. López, E. (2002). El primer reporte de producción de Gírgolas fue realizado en Alemania en 1917 y producido en tocones y troncos; a mediados de los años 50 se dio inicio a investigaciones para la producción en sustrato artificial. Rodríguez, G. (2007). Gaitán, R., y otros autores. (2006), en cambio mencionan que en México muchas especies de hongos han sido reportadas como comestibles y algunas de ellas se consumen desde tiempos prehispánicos, conocidos entre los aztecas como NANACATL, vocablo que significa «carne». Por su parte México es pionero en el cultivo de setas en América Latina ya que dicha actividad inició en los años 70, desde entonces el interés por su propagación y consumo ha ido en aumento. Según López, E. (2002), manifiesta que Pleurotus ostreatus se encuentra en la lista de 37 especies de hongos descritas, utilizadas en la medicina tradicional de Mesoamérica y México. Existen reportes antiguos como el de la Pharmacopeia Sinica, donde se reporta a los Pleurotus como hongos cuyas propiedades pueden utilizarse para disipar los enfriamientos, relajar los tendones y las venas, su parte útil son los cuerpos fructíferos, los cuales tienen un sabor dulzón y suave textura (Liu y Yun-Sun, 1980)(13). En los comienzos de la década del '80, el champiñón representaba más del 70% de la oferta mundial. Solamente el 2,8% de dicha producción correspondía a Pleurotus ostreatus
  24. 24. 24 (gírgola) y el 14,3% a Shiitake. En tanto, las proyecciones actuales sitúan a la producción de gírgolas en segundo lugar, representando el 20% de la producción mundial de hongos comestibles. Rodríguez, G. (2007). En Ecuador existe una producción de Pleurotus ostreatus, por parte de los Pequeños Productores del Sumaco, quienes trabajan desde el 2007 en la producción de hongos “tipo ostra” en pequeñas instalaciones ubicadas en sus fincas en la Zona de amortiguamiento de la reserva de biosfera de Sumaco y Cayambe–Coca (14). 2.2 CLASIFICACIÓN TAXONÓMICA DEL HONGO Pleurotus ostreatus. Reino: Fungi Filo: Basidiomycota Clase: Homobasidiomycetes Orden: Agaricales Familia: Pleurotaceae Género: Pleurotus Especie: P. ostreatus Nombre binomial: Pleurotus ostreatus Champ. Jura. Vosg. 1: 112, 1872 Fuente: http://www.bedri.es/Libreta_de_apuntes/P/PL/Pleurotus_ostreatus.htm Pleurotus, término que deriva del griego pleurá o pleurón (costado o lado) y del latín otus (oreja). Gaitán, R., y otros autores, (2006). 2.3 CARACTERÍSTICAS FISIOLÓGICAS DE Pleurotus ostreatus. Pleurotus ostreatus es un hongo degradador de materia orgánica que se alimenta principalmente de lignina y celulosa. La lignina y celulosa son azúcares que se encuentran disponibles en la materia muerta, por ejemplo la paja, rastrojo de maíz, caña, trigo, cebada, etc. (2).
  25. 25. 25 En cambio Rodríguez, G. (2007), menciona que el micelio debe tener a su disposición la fuente de carbono que constituye la base nutricional. Todos los hongos necesitan este tipo de fuente dado que están desprovistos de clorofila, y no pueden realizar la fotosíntesis. Por ese motivo pueden vivir y prosperar sobre materia orgánica muerta. 2.4 CARACTERÍSTICAS MORFOLÓGICAS DE Pleurotus ostreatus. El Cuerpo de las setas se constituye principalmente de: Sombrero (Pileo), Pie reducido (Estípite) y Laminas (Himenio) (2). Sombrero: Tiene forma de paraguas, más o menos circular, su desarrollo se da en forma de una ostra u oreja, (Gráfico 1). Gaitán, R., y otros autores, (2006). Por otro lado Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f), indican que el sombrerillo de esta seta (cuerpo fructífero), es redondeado, con la superficie lisa abombada y convexa. Su tamaño depende de la edad, y oscila entre 5 y 15 cm de diámetro, aunque pueden encontrarse ejemplares mucho más grandes. El color es muy variable, crema, blanco grisáceo, pardo, etc. La carne blanca es de olor fuerte, tierno al principio y después correoso. Gráfico 1. Fuente: http://www.hydroenvironment.com.mx/catalogo/index.php?main_page=page&id=130&chapter=12
  26. 26. 26 Láminas: Están dispuestas radialmente como las varillas de un paraguas, que van desde el pie o tallo que lo sostiene, hasta el borde. Son anchas, espaciadas unas de otras, blancas o crema, a veces bifurcadas, y en ellas se producen las esporas destinadas a la reproducción de la especie (6). Pie: Es firme, blanco, algo peludo en la base. García, M. (1986). Muy corto, algo lateral u oblicuo, ligeramente duro, con el principio de las laminillas en la parte de arriba. López, E. (2002). Esporada: Pálida, con ligero tono gris rosado. García, M. (1986). Esporas (Gráfico 2): Son blancas a cremosas, cilíndricas de 8-11 x 3-4/µm., hialinas y lisas. (6). Gráfico 2 Esporas de Pleurotus ostreatus (Jacq.) Quél. (9). 2.5 EL CICLO REPRODUCTIVO DEL HONGO Pleurotus ostreatus El ciclo reproductivo del hongo (setas) es de 7 a 8 semanas. Inicia cuando el hongo maduro suelta sus esporas, las cuales son las células que van a dar origen al micelio, (o semilla) éste a su vez va a dar origen a la seta (Gráfico 3). El ciclo concluye cuando el hongo seta maduro termina de soltar las esporas e inicia a degradarse y muere (2).
  27. 27. 27 Gráfico 3. Fuente: http://www.hydroenvironment.com.mx/catalogo/index.php?main_page=page&id=130&chapter=12 2.6 IMPORTANCIA DEL CULTIVO DEL GÉNERO Pleurotus spp. 2.6.1 ALIMENTACIÓN HUMANA El hongo ostra es casi desconocido por el consumidor nacional. Según el chef Cristian Costales, del restaurante Yappa, expresa que tiene un sabor diferente al champiñón tradicional. Además, ofrece más consistencia y se puede mezclar con otros sabores, porque es neutro (15). 2.6.1.1 PROPIEDADES NUTRICIONALES El valor nutritivo de Pleurotus spp. ha sido reconocido desde hace mucho tiempo (Tabla Nº1). Proteínas Sus proteínas, las cuales contienen todos los ácidos aminados (alanina, el ácido glutámico y la glutamina), son de valor nutritivo más alto que las proteínas de plantas, con una
  28. 28. 28 calidad muy cercana a la proteína animal. Lelley, J. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001). TABLA Nº1. Contenido Nutricional del hongo comestible Pleurotus ostreatus. Fuente: Romero y colaboradores, 2000. Carbohidratos En particular el Pleurotus ostreatus tiene un contenido elevado de carbohidratos de 57% y 14% de fibra cruda, de los cuales el 47% es fibra dietética. Dentro de los carbohidratos que contienen dichos hongos, se encuentran pentosas, hexosas, sacarosa, azúcares-ácidos, metil- pentosas y aminoazúcares como la quitina. Breene, 1990; Burns et al, 1994. (13). Minerales: Los hongos absorben todos los minerales que contiene el sustrato donde son cultivados, por lo general contienen buena cantidad de fósforo, potasio y calcio en menor cantidad. En el caso de Pleurotus, se han encontrado, además buenas cantidades de zinc, cobre, magnesio, hierro y manganeso. (Breene, 1990). También se ha demostrado que la ingesta
  29. 29. 29 de setas, permite una mejor absorción de minerales a nivel intestinal, esto debido a la presencia de métaloproteínas. Hobbs C, 1996. (13). Vitaminas Los contenidos de ácido ascórbico (vitamina C) son muy altos, hasta de 90 a 144mg/100g. del peso seco por lo que pueden ser una muy buena fuente de antioxidantes y agentes reductores para el uso de medicamentos y complementos nutricionales, estos pueden ser utilizados en el tratamiento del escorbuto, la diabetes, hipoglucemia, cáncer, etc. (Kang et al, 1998) (7). 2.6.1.2 PROPIEDADES MEDICINALES Al hongo P. ostreatus se le considera como probiótico, esto significa que ayuda al organismo a combatir las enfermedades, restaurando el bienestar y el equilibrio natural, haciendo que nuestro sistema inmune funcione correctamente para eliminar a los agentes externos que pudieran desequilibrar nuestra salud. López, E. (2002). Según Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f), el bajo contenido de grasa y sodio, unido al alto contenido de potasio (Tabla 1), hacen que este hongo además de su buen sabor y valor nutritivo, tenga también importancia para padecimientos cardiovasculares y estados de hipertensión, así como para combatir la obesidad. Se ha demostrado que el consumo de basidiocarpos de P. ostreatus, que contiene varios tipos de estatinas, previene el incremento de colesterol. Bobek y otros autores Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001). Estudios recientes en Europa y Asia muestran que el Pleurotus ostreatus naturalmente produce una forma de Lovastatina: una medicina aprobada por el FDA de los Estados Unidos en 1987, para tratar exceso de colesterol en la sangre (10). Esto mejora el funcionamiento del sistema cardiovascular general, produciendo una forma segura y no tóxica de Lovastatina, un reductor de colesterol potente (11). En experimentos que se realizaron con ratas en laboratorio, a las que se
  30. 30. 30 suministró setas deshidratadas en un 2%, con una dieta rica en grasa, durante 6 meses, se demostró que lograron bajar los niveles de colesterol y triglicéridos en un 65-80% (13). Efectos antitumorales: P. ostreatus contiene polisacáridos que son capaces de reducir o retardar el crecimiento de células cancerosas. López, E. (2002). Seguramente el mecanismo consiste en que estos polisacáridos actúan como potenciadores de las células de defensa que posteriormente destruyen las células cancerosas sin ocasionar efectos colaterales al enfermo. Miles y Shu-Ting, 1997 (13). Efecto hepatoprotector, en otros experimentos las ratas fueron sometidas a una dieta con alcohol etílico (ratas borrachas), y el resultado de los estudios demostró en las ratas que consumieron Pleurotus (setas) lograron una protección de la estructura hepática de hasta el 40% (13). Por otro lado López, E. (2002), argumenta sobre el efecto antioxidante: los Pleurotus o setas, poseen sustancias con propiedades antioxidantes como la vitamina C, cuya utilidad es retrasar el proceso de envejecimiento combatiendo la degeneración y muerte de las células que provocan los radicales libres. 2.6.2 ALIMENTACIÓN DE GANADO Después de cultivar y cosechar los hongos, el sustrato degradado tiene un mayor contenido proteico comparado con el sustrato original, también tiene características mejoradas como acarreador para nutrientes líquidos y retiene mejor el agua que el rastrojo. El sustrato degradado puede ser reciclado, siempre y cuando esté libre de patógenos y micotoxinas. Zadrazil y Rolz, Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001). Por otra parte Romero, A., Rodríguez, A. y Pérez, R. (s/f), sugieren que el sustrato agotado, debe ser incorporado al alimento animal, después de un molinado adecuado.
  31. 31. 31 2.6.3 CONTROL BIOLÓGICO Los hongos que pudren la madera como P. ostreatus, P. cornucopiae, P. cystidiosus, P. strigosus, P. subareolatus, han sido descritos por atacar y consumir nemátodos, probablemente porque utilizan los nutrientes de su presa como suplemento, dados los bajos niveles de N disponible en la madera. Las especies de Pleurotus producen pequeñas gotitas de toxinas provenientes de sus glándulas secretoras espatuladas. Los nemátodos que tocan dichas gotas muestran una inmediata y dramática respuesta y se vuelven más o menos inmóviles. Estimuladas por productos provenientes excretados por el huésped inmóvil, algunas hifas direccionales convergen en los orificios del cuerpo del nemátodo, lo colonizan y lo digieren. Barron y Thorn, Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001). 2.6.4 DEGRADACIÓN DE PRODUCTOS Los hongos de pudrición blanca son capaces de degradar pesticidas altamente tóxicos y químicos xenobióticos. La habilidad de P. ostreatus para degradar el herbicida atrazina fue demostrada por Masaphy en 1993. P. ostreatus es capaz de mineralizar el DDT, el cual es uno de los insecticidas más persistentes en el ambiente. Bumpus y Higson(s/f). Para sobrevivir en el suelo, el cual no es su hábitat natural, los hongos de pudrición blanca necesitan un sustrato que contenga celulosa. Lang et al., Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001). 2.6.5 POTENCIAL PARA USAR LOS SUSTRATOS AGRÍCOLAS Sánchez, J. y Royse, D. (2001), indican que un gran número de hongos comestibles tienen la habilidad de colonizar el rastrojo, degradar y utilizar la lignina, además de la hemicelulosa y la celulosa. Estos tipos de hongos son considerados como agentes primarios de descomposición porque son capaces de utilizar los desechos de las plantas en su forma original sin que hayan sido sujetas a algún proceso de degradación bioquímica o
  32. 32. 32 microbiológica. Entre los agentes de descomposición primaria más efectivos existen hongos comestibles como las especies de Pleurotus. Después de cultivar y cosechar los hongos, la relación C/N del sustrato es disminuida y puede ser utilizado como abono para el suelo. Por su parte Sañudo, B. y otros autores, (2003), mencionan que al final de la producción comercial, el compost no está totalmente degradado, por lo que es interesante la posibilidad de reciclarlo, con enriquecimiento de nutrientes principalmente Nitrogenados, una fermentación corta y nueva pasteurización; antes de emplear como abono orgánico para plantas cultivadas. Convertir todo el desperdicio en abono orgánico de muy buena calidad ya que el hongo seta (Pleurotus ostreatus) es un remediador del suelo y le proporciona mucha materia orgánica (4). 2.7 SUSTRATOS UTILIZADOS PARA EL CULTIVO DE Pleurotus spp. 2.7.1 GENERALIDADES DEL SUSTRATO Un sustrato es conveniente para el crecimiento de un hongo, si contiene todos los requerimientos nutritivos en cantidad suficiente para que éste sintetice sus metabolitos y tome de él la energía que requiere. Sánchez, J. (2001). Gaitán, R. y otros autores, (2006), manifiestan que en el grupo de las Gírgolas y el Shiitake, la fuente de carbono está constituida por la lignina y la celulosa, presentes en diversos esquilmos agrícolas (pajas, rastrojos), desechos agroindustriales (bagazos de caña de azúcar, maguey tequilero, henequén, pulpa de café), y/o forestales (aserrín y viruta de diversas maderas). Las especies de Pleurotus spp. crecen de manera aceptable en diversos sustrato lignocelulósicos, por lo que pudiera pensarse que una cepa dada crecerá bien en cualquier sustrato posible. Esto no es cierto; existe una interrelación cepa-sustrato que debe respetarse para obtener rendimientos óptimos. Cada cepa tiene sus capacidades y requerimientos propios por lo que una vez que se han definido los componentes óptimos
  33. 33. 33 del sustrato, deben evitarse los cambios, a menos que hayan sido investigados previamente (5). 2.7.2 NUTRIENTES DEL SUSTRATO Carbono El carbono es necesario para los hongos porque es la fuente directa de energía para su metabolismo; así mismo, es necesario para la formación de las diferentes partes y estructuras celulares. El carbono puede ser utilizado por el hongo a partir de diferentes fuentes como polímeros, carbohidratos, lípidos, etc. Polímeros: Por su parte, Zadrazil (1974), observó que después de cosechar los cuerpos fructíferos de P. ostreatus, las cantidades finales de holocelulosa, celulosa y lignina se reducían en un 80% y concluyó diciendo que todos los materiales que contengan celulosa y lignina (con excepción de los tóxicos y con metales pesados), pobres en nitrógeno pueden ser usados como sustratos para Pleurotus spp. Azúcares: En relación a este componente Raypeck, V. (s/f), manifiesta que la glucosa, la manosa y la galactosa son buenos sustratos para esta especie, mientras que la xilosa y la arabinosa producen un crecimiento deficiente. Lípidos: La adición de aceites vegetales tiene un efecto benéfico para el crecimiento micelial de P. sapidus y P. ostreatus. Sánchez, J. (2001). Nitrógeno Las especies de Pleurotus tienen la capacidad de crecer sobre fuentes inorgánicas de nitrógeno, como el nitrato de potasio o la urea, aunque se observa que prefieren las fuentes orgánicas para un crecimiento óptimo. De tal manera Rodríguez, G. (2007), indica que las necesidades de nitrógeno pueden cubrirse por las proteínas y aminoácidos que resultan de la descomposición químico-biológica de cuerpos orgánicos (harinas, granos de cereales, estiércol).
  34. 34. 34 Minerales Manu-Tawiah y Martin, (s/f), llegaron a la conclusión de que P. ostreatus crece mejor cuando hay KH2PO4 presente en el medio. Vitaminas P. ostreatus requiere tiamina para su crecimiento en una concentración óptima de 100 mg/l y que cuando tal vitamina está presente, ninguna otra es necesaria. Hashimoto y Takahashi, (s/f). 2.7.3 COMPOSICIÓN QUÍMICA DE LOS RESIDUOS AGRÍCOLAS (TAMOS) EN ESTUDIO a) TABLA Nº2. Composición química de las pajas de cereales (%sms). Material Materia orgánica N total Grasa bruta Fibra bruta C/N Paja de trigo 93,40 0,47 1,40 38,90 115.2 Paja de cebada 94,4 0,46 1,6 41,8 119.0 Paja de avena 92,5 0,58 1,8 31,1 92,5 Fuente: CIES citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001). b) TABLA Nº 3. Composición química de las pajas de leguminosas (%sms). Material Materia orgánica N total Grasa bruta Fibra bruta C/N Paja de vicia 93,10 1,62 2,20 47,0 33,3 Fuente: Piccioni, 1970. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001).
  35. 35. 35 c) TABLA Nº4. Composición química de salvado de cereales (%sms). Material Materia orgánica N total Grasa bruta Fibra bruta C/N Salvado de cebada 94,10 2,17 3,60 15,4 25,2 Fuente: Piccioni, 1970. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001). d) TABLA Nº5. Porcentaje de carbono y nitrógeno total de tuza de mazorca. Material Carbono Total (% p/p) Nitrógeno Total (%p/p) Tuza de mazorca 18,66 10,85 Fuente. Mojica y Molano (2006). 2.8 ETAPAS DEL CULTIVO 2.8.1 PREPARACIÓN DE LA SEMILLA Se realiza en dos etapas: Inóculo primario, es la propagación del micelio en semillas a partir de una cepa crecida en medio de cultivo. Se incuba de 25-28°C en obscuridad hasta que el micelio cubra totalmente la semilla; 15 ó 20 días después, el inóculo primario estará listo (6). Inóculo secundario, es la propagación del micelio en semillas a partir del inóculo primario, es el que se usa para la siembra y fructificación de las setas. Se pueden emplear semillas de sorgo, trigo, centeno, cebada, avena, mijo y arroz, entre otros. Si el inóculo no se emplea inmediatamente puede ser almacenado de preferencia en obscuridad y refrigeración a 5°C hasta por tres meses, aunque lo recomendable es utilizarlo a la semana de estar en refrigeración. Gaitán, R. y otros autores, (2006).
  36. 36. 36 En cambio Sañudo, B. y otros autores, (2003), señalan si en el crecimiento micelial aparecen zonas de coloración verde azulosa, gris, roja anaranjada, negra, etc., los frascos se desechan porque hay contaminación de otros hongos. Así mismo se descartan aquellos recipientes en los que el micelio blanco adquiere un aspecto gelatinoso, porque hay invasión de bacterias. Del mismo modo Fernández, F. (2004), indica que se debe sacar de refrigeración la semilla un día antes de sembrar, para evitar un termoshock “Sustrato-Semilla” de (4ºC - 26ºC) a (14ºC -22ºC). 2.8.2 PREPARACIÓN DEL SUSTRATO La preparación de sustrato a base de paja de cereales (centeno, trigo o cebada) requiere los siguientes pasos: 2.8.2.1 PICADO Un tamaño de partículas de 2 a 5 cm, son los valores más citados y los que proporcionan la mejor estabilidad y proporciones. Muez, M. y Pardo, J. (s/f). 2.8.2.2 HUMECTACIÓN Durante 1 ó 2 días, las pajas picadas humedecerlas mediante sistemas de riego por aspersión. La humedad de la masa de paja deberá ser del 70-80 % (6). 2.8.2.3 PASTEURIZACIÓN Gaitán, R. y otros autores (2006), informa que para utilizar los sustratos en el cultivo del hongo seta, es necesario someterlos a un tratamiento previo, que consiste básicamente en aplicarles calor para disminuir la flora microbiana nociva, que está presente en ellos y de esta manera evitar que los microorganismos compitan por espacio y nutrientes con el
  37. 37. 37 micelio de Pleurotus. Así mismo, nos indica que el sustrato debe someterse a una pasteurización por inmersión en agua caliente a (75-80°C) durante 1 hora. (Cuadro 1). Fuente: Sánchez, J. y Royse, D. (2001). 2.8.2.4 RECIPIENTE PARA EL SUSTRATO Muez, M. y Pardo, J. (s/f) citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001), recomiendan usar bolsas de polietileno y que se hagan perforaciones de tal manera que solo el 2% de la superficie de la bolsa quede expuesta al aire. Esto evita la deshidratación del sustrato y estimula la formación de carpóforos grandes. En cambio Fernández, F. (2004), indica que los orificios en las bolsas estarán por ambos lados por donde se quiere que las setas se produzcan. En este tema existe una creencia equivocada al pensar que entre más orificios se le hagan a la bolsa, más será el número de setas o de producción. No es así, la cantidad de setas será la misma con respecto a la cantidad de paja seca contenida en la bolsa que corresponde al 25% del peso total de la bolsa. 2.8.3 SIEMBRA La siembra es la fase más importante ya que en esta se mezclan el micelio (o semilla) con la paja (sustrato) que va a servirle como medio de desarrollo (2).
  38. 38. 38 Cuando el sustrato pasteurizado tenga una temperatura de 20-25°C y una humedad del 70% (el sustrato apretado con la mano, deja salir pocas gotas de agua), el sustrato se extiende sobre una mesa limpia. Sañudo, B. y otros autores, (2003). En este momento debe adicionarse el carbonato de calcio 20gms / kilo de composta y 10 g. de sulfato de calcio / kilo de composta, como neutralizante y revolverlo en la paja antes de sembrar. Fernández, F. (2004). Por su parte Velasco, J., y Vargas, E., (2004), manifiestan que no es recomendable sembrar con niveles de humedad mayores que los indicados, porque el hongo necesita para su crecimiento de ciertos espacios porosos, esto le permite que el intercambio de gases sea el óptimo para su crecimiento, tanto de CO2 como de oxígeno, evitando así la aparición de organismos que puedan vivir sin oxígeno y que ocasionan pudrición del sustrato. En cambio Gaitán, R. y otros autores, (2006), indica que en las bolsas de plástico se procede a intercalar manualmente capas alternas de sustrato y semilla, tratando de que la mezcla sea uniforme y evitando dejar áreas sin cubrir de semilla. 2.8.3.1 LA TASA DE INOCULACIÓN Sánchez, J. y Royse, D. (2001), manifiestan que la tasa de inoculación es la cantidad de semilla que se usa en función de la cantidad de sustrato que se pretende inocular. En general, en la siembra comercial es común utilizar tasas de inoculación del 2-2.5%, lo que es rentable. Y a la vez Domínguez, D. (2006), recomienda utilizar dosis de 20 g de semilla por kilo de sustrato húmedo. 2.8.4 INCUBACIÓN Durante la fase de incubación las bolsas que contienen la mezcla de micelio con la paja se colocan en un lugar con una luminosidad nula, esto propicia que el hongo inicie el consumo de nutrientes y la degradación de la materia muerta. El crecimiento durante las primeras 24 horas es lento debido a que el hongo seta necesita adaptarse a su nuevo medio
  39. 39. 39 de crecimiento (2). La temperatura será de 18 a 22º C y la ventilación de 1 metro cúbico de aire por hora y por kilogramo de sustrato (6). Sánchez, J. y Royse, D. (2001), argumentan que durante la incubación, cuatro o cinco días después de haber efectuado la siembra, se hacen de 20 a 40 perforaciones perfectamente distribuidas (con una aguja o navaja estéril) en la parte superior de la bolsa de polietileno y de preferencia sin tocar al sustrato. Esto se hace porque inicialmente se requiere una concentración alta en CO2 para estimular el crecimiento micelial (hasta niveles cercanos al 25%), pero pasados estos niveles, el CO2 limita el desarrollo y es necesario facilitar el intercambio con aire fresco. Pero Gaitán, R. y otros autores, (2006), sugieren al día siguiente de la siembra hacer pequeñas perforaciones, para favorecer la oxigenación del hongo. Durante un período de 15 días el hongo utiliza lignina y celulosa como fuente de energía para la síntesis de proteína y otras sustancias metabólicas. En cuanto a nitrógeno es capaz de incrementar el contenido de nitrógeno en el medio en que crece sintetizando proteínas y fijando nitrógeno; en esta etapa de incubación tiene lugar la síntesis de proteínas para la estructura micelial. Velasco, J. y Vargas, E. (2004). 2.8.5 INDUCCIÓN En esta fase, las bolsas que han terminado su periodo de incubación y que se encuentran totalmente invadidas por el hongo seta (pastel debe tener una coloración blanca) se trasladan al lugar de fructificación (2). La aparición de primordios de cuerpos fructíferos requiere del manejo adecuado de los factores ambientales; la temperatura va de los 18 a los 23 °C; la humedad del aire debe ser del 80 al 95 %, se proporciona iluminación de 8 a 12 horas. Velasco, J., y Vargas, E., (2004). Para que la luz permita que broten los hongos (o cuerpos fructíferos) y alcancen su madurez (2). Si existe un exceso de humedad, se debe ventilar el sitio. Por lo contrario, si la humedad disminuye, se puede regar el piso y las paredes dos o tres veces al día para elevar la
  40. 40. 40 humedad o bien colocar en el cuarto botes de agua (tanto en la fase de incubación como en la de fructificación) (3). Gaitán, R. y otros autores (2006), recomiendan sólo realizar perforaciones de mayor tamaño en dónde se presenten los primordios. Inicialmente éstos son masas algodonosas que aparecerán pocos días después de la transferencia de las bolsas al área de producción y que con el tiempo se diferenciarán en pequeñas protuberancias que salen del sustrato. 2.8.6 PRODUCCIÓN Técnicamente se refiere al cambio de la fase vegetativa del micelio a la fase reproductiva. La producción de setas se da en intervalos y a este momento de producción se le conoce como “oleadas”. Fernández, F. (2004). Así mismo Sañudo, B. y otros autores (2003), afirman que desde el momento en que se siembra el micelio en el sustrato hasta cuando aparecen los primeros basidiocarpos, pasan aproximadamente 90 días, con las siguientes condiciones ambientales: temperatura de 14- 18°C, humedad relativa de 90-95% y la humedad de los bloque de 70-75%. 2.8.7 COSECHA La primera cosecha se realiza a partir del día 25 al 40 dependiendo de las condiciones climáticas, cuando los frutos han alcanzado la madurez fisiológica que se caracteriza por un diámetro de 10 cm y con un peso variable de 50 a 80 gramos, producto suculento y bien definido, etapa en la cual contiene todos los elementos básicos que conforman el estado nutricional del producto. Velasco, J., y Vargas, E., (2004). Para Gaitán, R. y otros autores (2006), en cambio argumentan que están listo para cosecharse cuando el sombrero se observe compacto, turgente, no flácido y antes de que sus orillas se enrollen hacia arriba. No se debe permitir que el borde del píleo se ponga
  41. 41. 41 totalmente plano porque se demerita la calidad y se propicia la diseminación de esporas. Sánchez, J. y Royse, D. (2001). En promedio y dependiendo de la variedad de hongo y sustrato, las bolsas de setas producen entre 2 a 4 cosechas (oleadas), pero las más importantes son las dos primeras, ya que es donde se producen la mayor cantidad de fructificaciones (alrededor del 90 por ciento). Gaitán, R. y otros autores, (2006). Las cosechas son separadas por períodos de más o menos 10 días. Se recomienda solo aprovechar la producción de las bolsas hasta la tercera producción ya que conforme pasa el tiempo se producen malos olores y la atracción de insectos puede poner en peligro todo el resto de la producción y la contaminación del lugar de producción (1). La cosecha se hace cortando el estípite con un cuchillo, justo a la base del tallo, en la unión con el sustrato; aunque en algunos lugares se prefiere tomar delicadamente los hongos con la mano, sin dañarlos y sin producir hoyos en el sustrato. Sánchez, J. y Royse, D. (2001). 2.8.8 RENDIMIENTO El parámetro de producción en este cultivo es el siguiente: el total de peso fresco de hongos producidos de una bolsa de sustrato corresponderá al total del peso seco del mismo sustrato. Este parámetro se le llama “Porcentaje de Eficiencia Biológica. Las producciones se darán en los intervalos de las tres oleadas y se obtendrán según el tipo de semilla o cepa, aunque es común que el 50% de la producción se dé en la primera oleada, el 30-35% en la segunda oleada y el resto 20-15% en la última oleada. Fernández, F. (2004). La calidad productiva de un sustrato se percibe como aceptable a partir de eficiencias biológicas de 50%. Patra y Pani, (1995). Según Villa et al. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001), lograron obtener eficiencias biológicas del 68-72% al preparar una mezcla 1:1 de olote de maíz y pulpa de café, a la cual adicionaron 2% de cal y sometieron a un composteo de siete días, con humedad del
  42. 42. 42 sustrato a 70% al inicio del composteo. Por otro lado Pleurotus se cultiva con una eficiencia de 63 kg de basidiomas frescos por 100 kg de sustrato seco (6) tanto sobre troncos cortados o tocones, como sobre paja (8). 2.9 FACTORES QUE AFECTAN EL CRECIMIENTO Y LA FRUCTIFICACIÓN DE Pleurotus spp. El cultivo de hongos se ve afectado por diversos factores entre ellos tenemos: 2.9.1 LA TEMPERATURA A mayor temperatura de (16ºC - 18ºC) se tendrá un crecimiento acelerado y a menor temperatura (4ºC-8ºC) se tendrá pérdida de tiempo por el lento crecimiento. Fernández, F. (2004). 2.9.2 EL pH Para el crecimiento de Pleurotus se han citado rangos de crecimiento entre 4 y 7 de pH. Con un óptimo entre 5 y 6. Así, Zadrazil (1974) cita que los sustratos ácidos (pH 4) inhiben el desarrollo de P. ostreatus y P. eryngii. Dado que la mayoría de los contaminantes que se encuentran durante el proceso de cultivo son más sensibles a los valores altos de pH que las especies de Pleurotus, actualmente al preparar el sustrato se prefieren valores más elevados que los señalados como óptimos. Esto deriva de los resultados obtenidos por diversos investigadores, entre ellos Stölzer y Grabbe (1991) por ejemplo, quienes demostraron que Trichoderma hamatum reduce notablemente su crecimiento a pH 7 y es totalmente inhibida a pH 8.5. Sánchez, J. (2001). 2.9.3 LA HUMEDAD EN EL SUSTRATO El contenido de humedad no solo afecta la disponibilidad de nutrientes en el sustrato, sino también la disponibilidad de oxígeno. En efecto, el agua ocupa espacios que pueden ser ocupados por el aire. Así, los contenidos de humedad inferiores al 50% no serán propicias
  43. 43. 43 y una humedad superior al 80% tendrá un efecto negativo en el crecimiento de Pleurotus spp. 2.9.4 LA HUMEDAD DEL AIRE Este es un factor de suma importancia para la adecuada fructificación de las especies de Pleurotus. Debido a esto, la humedad relativa del ambiente donde crece el hongo debe ser suficiente para evitar que tanto el sustrato como los cuerpos fructíferos se deshidraten. Sánchez, J. (2001). 2.9.5 TAMAÑO DE PARTÍCULA El tamaño de partícula afecta el crecimiento y la fructificación porque se relaciona con la accesibilidad a los nutrientes, al agua y al aire por parte de las hifas del hongo. Los tamaños de partícula muy pequeños dificultan la aireación necesaria para la respiración y los tamaños muy grandes son inadecuados porque dificultan la compactación del sustrato y el acceso del hongo a los nutrientes. Rajarathnam y Bano (1989), recomiendan tamaños de partícula de 2-3 cm cuando se usa rastrojo de arroz para el cultivo de especies de Pleurotus. 2.9.6 AIREACIÓN El oxígeno es un elemento de gran importancia para el crecimiento de los basidiomicetos porque son organismos aerobios. Estos organismos presentan requerimientos de oxígeno diferentes según el estado fisiológico en que se encuentren. Para el caso de Pleurotus spp., se ha notado que la concentración alta en CO2 estimula la germinación de las esporas y el crecimiento micelial pero inhibe la fructificación. La fructificación suele darse en condiciones normales cuando se tiene un 20% de oxígeno y una concentración de CO2 no mayor de 800 ppm en el ambiente que circunda al hongo. Sánchez, J. (2001).
  44. 44. 44 2.9.7 LA LUZ Según Eger, G. Citado por Sánchez, J. (2001), P. ostreatus no puede fructificar en oscuridad continua. La luz controla la elongación del tallo y la formación de “carpóforos”. La cantidad ideal varía de acuerdo a la especie, pero en general, una luz filtrada y tenue es considerada la más adecuada. Para la mayoría de las especies, un nivel de intensidad de 50 a 1000 lux, se considera estimulante en la formación de primordios. Una exposición directa o de alta intensidad es considerada dañina, pero una total ausencia de esta provocaría la mal formación de los primordios en estructuras tipo coral. Arrúa, J. y Quintanilla, J. (2007). 2.10 CONTAMINANTES, PLAGAS Y ENFERMEDADES 2.10.1 CONTAMINANTES Gaitán, R. y otros autores (2006), mencionan que los contaminantes son hongos como Trichoderma, Penicillium, Aspergillus Neurospora, Mycogone y Coprinus, entre otros. Estos hongos aparecen en forma de manchas verdes, amarillentas, negras y/o anaranjadas sobre el sustrato, invadiéndolo de forma rápida y evitando el crecimiento micelial de las setas. Su presencia se ve favorecida por la alta humedad en el ambiente y en el sustrato, así como por alta temperatura, luz directa y sustrato mal pasteurizado, entre otros. Trichoderma spp. invade rápidamente el sustrato y obstaculiza el crecimiento del micelio de Pleurotus spp. mediante la producción de toxinas y antibióticos, al tiempo que ocasiona un descenso del nivel de pH hasta valores de 4-5, que son más favorables para su desarrollo. Francisco, J. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2001). 2.10.2 PLAGAS Las plagas las constituyen insectos que atacan a los cultivos tanto en incubación como en el área de producción, atraídos por el olor del sustrato, estos insectos son de las llamadas «moscas de los hongos» como los Dípteros del género Lycoriella. Y catarinas»: pequeños
  45. 45. 45 escarabajos de los géneros Mycotretus y Pseudyschirus que se comen los hongos en desarrollo. Gaitán, R. y otros autores (2006). Los daños causados se clasifican en dos grupos. Los daños directos originados por las larvas, que se alimentan de micelio y destruyen las conexiones con los primordios, lo que afecta directamente al rendimiento, o también excavan galerías tanto en el pie como en el sombrero de los cuerpos fructíferos, depreciando la calidad comercial del producto. Los daños indirectos ocasionados por los adultos, como vectores de hongos (Verticillium spp. y Trichoderma spp.) y de ácaros pigmefóridos. Francisco, J. Citado por Sánchez, J. y Royse, D. (2010). 2.10.3 ENFERMEDADES Las enfermedades que se manifiestan en las fructificaciones son causadas en gran medida por bacterias y virus. Las enfermedades se favorecen con la humedad excesiva, el calor y una escasa ventilación, provocando que en los píleos de los hongos, aparezcan zonas de color amarillo, anaranjado o café, que se pudren con rapidez y despiden un mal olor, afectando los rendimientos de producción. Una de las principales bacterias que causan estas manchas en las fructificaciones son las Pseudomonas. Gaitán, R. y otros autores (2006).
  46. 46. 46 CAPÍTULO III MATERIALES Y MÉTODOS 3.1 UBICACIÓN DEL EXPERIMENTO 3.1.1 Primera fase: Se realizó la multiplicación de la semilla del hongo Pleurotus ostreatus en el laboratorio de Microbiología de la ECAA de la PUCE-SI, con la siguiente ubicación: Cantón: Ibarra Parroquia: El Sagrario Ciudadela: La Victoria Lugar: PUCESI-Laboratorio de Microbiología Longitud 00 21´01” N Latitud 780 06`24”W Altitud: 2221 msnm Temperatura: 15, 350 C. Fuente: Estación Meteorológica PUCE-SI, año 2009. 3.1.2 Segunda fase: Se ejecutó la producción del hongo en la parroquia de González Suárez, con la siguiente ubicación. Cantón: Otavalo Parroquia: González Suárez Longitud. 000 13· 57·· N Latitud: 0780 14· 25·· O Altitud: 2823msnm Temperatura 14o C Fuente:http://www.oleoecuador.com/index2.php?option=com_content&do_pdf=1&id=15; año 2009.
  47. 47. 47 3.1.2.1 INFRAESTRUCTURA • Habitación enlucida (4m x 3m x 2m de alto), cubierto de teja. 3.2 MATERIALES, EQUIPOS Y MATERIA PRIMA 3.2.1 MATERIALES • Cajas petri • frasco de vidrio con cierre térmico • costales de plástico • bolsas plásticas • equipo de protección (máscara, cofia, mandil, guantes y botas de caucho) • habitación (área:12 m2 ) • 3 estanterías de madera • 2 tanques metálicos (200 litros) • 1 lanzallamas 3.2.2 EQUIPOS • Balanza de precisión • refrigerador • autoclave • cámara de flujo laminar • microscopio • termo higrómetro • balanza desecadora. • estufa 3.2.3 MATERIA PRIMA • Medio de soporte (PDA) • granos de trigo • cepa del hongo Pleurotus ostreatus
  48. 48. 48 • tamo de trigo • tamo de cebada • tamo de avena • tamo de vicia • paja de páramo • tuza molida • afrecho de cebada • carbonato de calcio. • cloro
  49. 49. 49 3.3 MÉTODO 3.3.1 DISEÑO EXPERIMENTAL En esta investigación se utilizó un Diseño completamente al azar (DCA). 3.3.2 TRATAMIENTOS La investigación contiene los siguientes tratamientos: TRATAMIENTOS SUSTRATOS T1 80% Tamo de avena + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de cebada + 2% Carbonato de Calcio. T2 80% Tamo de cebada + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de cebada + 2% Carbonato de Calcio. T3 80% Paja de páramo + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de cebada + 2% Carbonato de Calcio. T4 80% Tamo de trigo + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de cebada + 2% Carbonato de Calcio. T5 80% Tamo de vicia + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de cebada + 2% Carbonato de Calcio. 3.3.3 REPETICIONES La presente investigación consta de cuatro repeticiones. 3.3.4 UNIDAD EXPERIMENTAL El total de unidades experimentales de esta investigación fue de 20; cada unidad experimental contiene 4 fundas y cada funda (65 x 42,5 centímetros) con 4 kilogramos de sustrato húmedo. 3.3.5 ESQUEMA DEL ANÁLISIS DE VARIANZA (ADEVA) FV GL Total 19 Tratamientos 4 Erro experimental 15
  50. 50. 50 3.3.6 PRUEBA DE SIGNIFICANCIA Se utilizó la prueba de Tukey al 5%, para detectar las diferencias estadísticas entre los tratamientos. 3.3.7 VARIABLES EVALUADAS Las variables que se evaluaron fueron: CUADRO Nº1 VARIABLES EVALUADAS E INDICADORES Variables Indicadores Días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación). Tiempo transcurrido a partir de la siembra hasta que las muestras son colocadas en condiciones de fructificación. Días a la cosecha Tiempo transcurrido cuando las muestras son colocadas en condiciones de fructificación hasta el primer corte de los hongos en estado maduro. Diámetro del sombrero a la cosecha A cada cuerpo fructífero se mide el diámetro de su sombrero en centímetros. Número de sombreros por racimo a la cosecha. Unidad Rendimiento total (%) [(kg de producción total / kg de sustrato seco) x 100] Valor nutritivo del hongo/sustrato: Materia seca Grasa Proteína Fibra bruta Energía % % % % kcal
  51. 51. 51 3.3.8 MÉTODOS DE EVALUACIÓN DE LAS VARIABLES 3.3.8.1 PROLIFERACIÓN DEL MICELIO EN EL SUSTRATO (INCUBACIÓN) Se consideró el tiempo transcurrido a partir de la siembra hasta que las muestras fueron colocadas en condiciones de fructificación (luminosidad). 3.3.8.2 DÍAS A LA COSECHA Se tomó en cuenta el tiempo transcurrido, cuando las muestras se colocaron en condiciones de fructificación (luminosidad) hasta el primer corte de los hongos en estado maduro. 3.3.8.3 DIÁMETRO DEL SOMBRERO A LA COSECHA Para la determinación del tamaño del sombrero del hongo se llevo a cabo por medición de su diámetro, en las tres cosechas. 3.3.8.4 NÚMERO DE SOMBREROS POR RACIMO En esta variable se contó el número de sombreros por cada racimo producido del hongo “tipo ostra”, en las tres cosechas. 3.3.8.5 RENDIMIENTO TOTAL Se consideró la producción en kg de hongos frescos recolectados en las tres cosechas y para su determinación se aplico la siguiente fórmula: Rendimiento (%): Peso (kg) de hongos frescos Peso (kg) del sustrato seco 3.3.8.6 VALOR NUTRITIVO DEL HONGO/SUSTRATO: Para realizar esta variable se mezcló por cada tratamiento, sus cuatro repeticiones para obtener una sola muestra (125 g) por cada sustrato. En la determinación de grasa (%), proteína (%), fibra bruta (%) y energía (kcal), se necesito de 10 g de muestra de hongo seco por cada tratamiento. Para ello se hizo secar a 110o C en la estufa una muestra de 125 g de hongo fresco por cada tratamiento. X 100 %
  52. 52. 52 a) MATERIA SECA (%) Para determinar este componente se utilizó una balanza desecadora, se tomó una muestra de 5 g de cada tratamiento y se sometió a desecación a 110o C. b) GRASA (%) Se utilizó el método Soxhlet de extracción con solvente (éter de petróleo). c) PROTEÍNA (%) Se hizo por el método Kjeldahl, digestión con ácido sulfúrico (H2SO4) y destilación. d) FIBRA BRUTA (%) Por el método de digestión con ácido sulfúrico (H2SO4) e hidróxido de potasio (KOH). e) ENERGÍA (kcal) Se manejó el método calorimétrico, mediante la utilización de una bomba calorimétrica adiabática. 3.3.9 MANEJO ESPECÍFICO DEL EXPERIMENTO 3.3.9.1 FASE I: PROPAGACIÓN DE SEMILLA PRIMARIA Y SECUNDARIA DEL HONGO Pleurotus ostreatus. PRODUCCIÓN DEL MICELIO PRIMARIO Y SECUNDARIO La primera fase se asignó a la obtención y multiplicación del micelio primario y secundario del hongo Pleurotus ostreatus. La cepa se adquirió mediante productores del hongo fresco, ubicado en el cantón El Chaco, en la provincia de Napo. La cepa del Pleurotus spp. tiene como lugar de origen México, este micelio fue llevado al laboratorio, en un medio estéril dentro de un frasco de vidrio y aislado con papel periódico, posteriormente esta cepa fue purificada mediante sucesivas inoculaciones, utilizando como
  53. 53. 53 medio de soporte PDA para el micelio primario y granos de trigo para el micelio secundario. 3.3.9.1.1 PROPAGACIÓN DE SEMILLA PRIMARIA a) MEDIO DE SOPORTE Y SU PREPARACIÓN Se utilizó cajas petri, con Agar dextrosa patata (PDA). La dosis de preparación fue de 600 ml de agua destilada por cada 19,5g de PDA. b) ESTERILIZACIÓN Para la desinfección del medio de soporte se utilizó una autoclave, a una temperatura de 121o C y con una presión de 1,5 atm por un período de 20 minutos. Con ello damos mayor posibilidad al micelio para su colonización. c) INOCULACIÓN El lugar donde se realizó la siembra, estuvo completamente aséptico, porque se hizo dentro de una cámara de flujo laminar donde se aplicó alcohol al 96% y también se dio por 10 minutos luz UV, para una desinfección mejor. Para la siembra se toma 1 cm2 del micelio (obtenido) y se inocula la cepa en las cajas petri preparadas ya anteriormente. FOTOGRAFÍA Nº 1. Repique de la semilla madre del hongo Pleurotus ostreatus sobre agar.
  54. 54. 54 d) INCUBACIÓN Las cajas petri inoculadas, son colocadas en la estufa a una temperatura de 25o C, por un tiempo de una semana, hasta que el micelio invada la caja petri, dándonos así la semilla primaria. FOTOGRAFÍA Nº 2. Caja petri con inoculo primario del hongo Pleurotus ostreatus Durante la incubación las cajas petri fueron revisadas periódicamente, para determinar posibles contaminantes. Las contaminadas fueron desechadas, pero antes de ello fueron sometidas a una esterilización. Se hizo varias siembras hasta obtener 20 cajas petri libres de patógenos. FOTOGRAFÍA Nº 3. Caja petri con inoculo primario del hongo Pleurotus ostreatus contaminada.
  55. 55. 55 3.3.9.1.2 PROPAGACIÓN DE SEMILLA SECUNDARIA a) MEDIO DE SOPORTE Y SU PREPARACIÓN 1) Se lavó los granos de trigo con abundante agua, los cuales estaban libres de fungicidas y sobre todo frescos. 2) Por el lapso de 12 horas se dejó en remojo los granos. 3) Los granos fueron lavados nuevamente. 4) El exceso de humedad se eliminó mediante la distribución de las semillas sobre papel periódico hasta conseguir una humedad del 50%. 5) Se hizo el pesado del grano en dosis de 200 g por frasco. 6) Y finalmente se llenaron los frascos de vidrio de boca ancha de 250 ml. b) ESTERILIZACIÓN Los frascos llenos son colocados en el autoclave, a una temperatura de 121o C y con una presión de 1,5 atm, por un tiempo de 20 minutos. c) INOCULACIÓN Los frascos con granos de trigo esterilizados, son colocados dentro de la cámara de flujo laminar para su enfriado. El micelio que se siembra proviene de las cajas petri de semilla primaria, donde son transferidos a los frascos llenos de trigo estériles, en dosis de 1cm2 por cada frasco. d) INCUBACIÓN Los frascos inoculados son trasladados a una estufa a 25o C, por el lapso de una semana, hasta que el micelio blanco cubra por completo los granos de trigo. Paro ello se agitó los frascos, cada cuatro días. Para obtener una mejor distribución del micelio en los granos de trigo.
  56. 56. 56 FOTOGRAFÍA Nº 4. Incubación secundaria del hongo Pleurotus ostreatus en granos de trigo en una estufa a 25º C. Periódicamente se observó a los frascos durante la incubación para detectar posibles contaminaciones, y a la vez los frascos contaminados sea por bacterias u otros hongos fueron desechados. Por lo tanto se hizo nuevas siembras hasta obtener 40 frascos con semilla secundaria. e) CONSERVACIÓN DE LA SEMILLA SECUNDARIA Para prolongar la vida del hongo hasta su siembra en el sustrato definitivo (tamos), se lo mantuvo en refrigeración donde cesa la velocidad de crecimiento y envejecimiento. Para Gaitán, R. y otros autores (2006), manifiesta que si el inóculo no se emplea inmediatamente puede ser almacenado de preferencia en obscuridad y refrigeración a 5°C hasta por tres meses, aunque lo recomendable es utilizarlo a la semana de estar en refrigeración. El inóculo almacenado más tiempo del recomendado puede ser utilizado si no presenta contaminación y/o perforación de la bolsa, pero la invasión sobre el sustrato será más lenta, retrasando la aparición de fructificaciones y disminuyendo la producción.
  57. 57. 57 3.3.9.2 FASE 2: CULTIVO DEL HONGO Pleurotus ostreatus. 3.3.9.2.1 ÁREA DE EVALUACIÓN a) El desarrollo de la segunda fase de esta investigación se ejecutó en una habitación enlucida (4m x 3m x 2m de alto), cubierto de teja y recubierto internamente con plástico negro el techo. b) La incubación se hace en la misma habitación, cubriendo la ventana internamente con plástico negro, dentro de lo cual se distribuyen aleatoriamente las fundas de sustrato inoculadas con el micelio del hongo. 3.3.9.2.2 DESINFECCIÓN DE LA HABITACIÓN La habitación, la estantería de madera y los materiales antes de su uso respectivo, fueron desinfectadas en el siguiente orden. a) Lavado con agua potable y detergente. b) Limpiado paredes, techo, piso y estantería; con hipoclorito de sodio al 5,25 %. c) Paredes, piso y estantería; flameados con lanzallamas. d) Para la desinfección del calzado, en la puerta de la habitación del cultivo, se ubicó un pediluvio que contenía disuelto hipoclorito de sodio al 5,25 %. FOTOGRAFÍA Nº 5. Desinfección de la habitación con hipoclorito de sodio al 5.25%.
  58. 58. 58 3.3.9.2.3 PREPARACIÓN DEL SUSTRATO a) Picado de cada uno de los tamos de avena, cebada, trigo, vicia y de paja de páramo, en un tamaño de alrededor de 5 cm. b) Las materias primas picadas fueron humedecidas durante dos días y posteriormente lavadas. c) Llenado de fundas previamente mezclados, según sus tratamientos. Con un peso de 4 kilogramos. FOTOGRAFÍA Nº 6. Sustrato de tamo de avena enriquecido con afrecho de cebada y tuza molida. 3.3.9.2.4 PASTEURIZACIÓN a) Lavado de los tanques metálicos. b) Agregación de 30 litros de agua en los tanques. c) Colocación de troncos de madera, de 30 cm de espesor en el fondo del tanque. d) Hacinamiento de 9 fundas con sustrato en el tanque. e) Se tapó el tanque con paja y tapa. f) Pasteurización a una temperatura promedio de 90 a 100o C, por el lapso de 2 horas. g) Enfriamiento de las fundas (sustrato) por un período de 12 horas.
  59. 59. 59 FOTOGRAFÍA Nº 7. Pasteurización del sustrato por 2 horas. 3.3.9.2.5 INOCULACIÓN (SIEMBRA) a) La limpieza de los materiales para la siembra y las manos se hizo con alcohol al 70%. b) Pesaje del micelio en dosis de 80 gramos por cada funda de 4 kilogramos. c) Colocación del sustrato pasteurizado en una tina, para la adición de 80 g de carbonato de calcio. FOTOGRAFÍA Nº 8. Sustrato de paja de páramo pasteurizado con carbonato de calcio. d) Llenado de las fundas (65 x 42,5 centímetros) con capas alternas de sustrato y micelio del hongo.
  60. 60. 60 FOTOGRAFÍA Nº 9. Inoculación de la semilla del hongo Pleurotus ostreatus en paja de páramo. e) Amarrado de las fundas, con paja plástica, dejando un espacio. 3.3.9.2.6 INCUBACIÓN a) Terminada la inoculación del micelio, las fundas se distribuyeron en el cuarto de incubación; de acuerdo a su diseño, por un lapso de tiempo de 30 a 46 días, dependiendo su tratamiento. El control del ambiente se lo hace con un termo higrómetro digital. FOTOGRAFÍA Nº 1O. Sustrato con micelio en cuarto de incubación, controlado con un termo higrómetro digital. b) A los 5 días de incubación, se hace 40 perforaciones en la parte superior de cada bolsa, para que el micelio respire.
  61. 61. 61 FOTOGRAFÍA Nº 11. Perforación en la parte superior de la funda c) Termina la etapa de incubación cuando se observa una coloración blanca de todo el sustrato, es decir el micelio ha colonizado por completo. FOTOGRAFÍA Nº 12. Colonización del sustrato por el micelio del hongo Pleurotus ostreatus en tamo de cebada. 3.3.9.2.7 INDUCCIÓN a) En esta etapa se dio luminosidad por un tiempo de 12 horas diarias, y a la vez se hizo pequeñas aberturas (4cm de diámetro) alrededor de la funda, para la formación de los primordios.
  62. 62. 62 FOTOGRAFÍA Nº 13. Orificios en las fundas para el desarrollo del hongo. b) Además se controló que la temperatura (20-25o C) y humedad relativa (85-90%) estén dentro de los rangos óptimos que requiere el hongo para su desarrollo. c) Para mantener la temperatura se incorporó al cuarto 2 lámparas infrarrojas, cubiertas con tela de color negro. FOTOGRAFÍA Nº 14. Lámpara infrarroja para mantener la temperatura de la habitación. d) Y en cambio para conservar la humedad relativa se dio riegos constantes al piso y a las paredes. También se colocó 2 ollas en cada extremo de la habitación con agua hervida, durante la etapa de incubación y producción periódicamente.
  63. 63. 63 FOTOGRAFÍA Nº 15. Conservación de la humedad relativa con riegos en la pared y en los pisos. 3.3.9.2.8 COSECHA a) Se realizó la cosecha cuando los hongos presentaron las siguientes características: sombrero compacto y antes de que sus orillas se enrollen hacia arriba, con una coloración cremosa. FOTOGRAFÍA Nº 16. Cosecha del hongo “tipo ostra”.
  64. 64. 64 b) La cosecha se hace cortando el estípite con un cuchillo, justo a la base del tallo, en la unión con el sustrato. c) Dependiendo las variables se tomó los datos correspondientes.
  65. 65. 65 CAPÍTULO IV RESULTADOS Y DISCUSIÓN 4.1 DÍAS DE PROLIFERACIÓN DEL MICELIO EN EL SUSTRATO (INCUBACIÓN). F.V GL SC CM F.cal F.tab TOTAL 19 602,18 5% 1% TRATAMIENTOS 4 598,39 149,60 591,00 * 3,06 ** 4,89 ERROR EXPERIMENTAL 15 3,80 0,25 Fuente: Libro de campo. TABLA Nº1 Análisis de varianza para la variable días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación). C.V: 1,38 % MEDIA: 36,51 Al realizar el análisis de varianza para la variable días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación), Tabla Nº1. Se observó que existen diferencias altamente significativas para los tratamientos en estudio. Para determinar cual de los tratamientos produjo mejores resultados, se procede a la realización de la Prueba de Tukey al 5%. La media de proliferación del micelio es de 36,51 días, valor que se asemeja a los de la literatura citada; el coeficiente de variación de 1,38%.
  66. 66. 66 TRATAMIENTO MEDIA RANGO T1 45,63 a T3 39,06 b T5 35,75 c T2 31,25 d T4 30,88 d Fuente: Libro de campo. TABLA Nº 2 Prueba de Tukey al 5% para la variable días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación). Del análisis de la Prueba de Tukey al 5% para la variable días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación), Tabla Nº2; se identifica que existe cuatro rangos de significancia; los mejores tratamientos son aquellos que en menor tiempo el micelio coloniza al sustrato; siendo así que el tratamiento T4 necesitó alrededor de 31 días para invadir por completo al sustrato, conjuntamente con el tratamiento T2. Mientras que el T1, fue el tratamiento tardío, llegando a requerir de aproximadamente 46 días para la proliferación del micelio en el sustrato. Fuente: Libro de campo GRÁFICO Nº 1 Representación gráfica para la variable días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación). a 45,63 b 39,06 c 35,75 d 31,25 d 30,88 0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50 T1 T3 T5 T2 T4 DÍAS TRATAMIENTOS Días de proliferación del micelio en el sustrato (incubación).
  67. 67. 67 4.2 DÍAS A LA COSECHA F.V GL SC CM F.cal F.tab TOTAL 19 103,20 5% 1% TRATAMIENTOS 4 101,73 25,43 259,74 * 3,06 ** 4,89 ERROR EXPERIMENTAL 15 1,47 0,10 Fuente: Libro de campo TABLA Nº3 Análisis de varianza para la variable días a la cosecha. C.V: 2,73% MEDIA: 11,41 En el análisis de varianza, para la variable días a la cosecha (Tabla Nº 3), se observa que existen diferencias altamente significativas para los diferentes tratamientos en evaluación. Para conocer cual de los tratamientos dió el mejor resultado, se realiza la Prueba de Tukey al 5%. La media general para los días a la cosecha del hongo en estado maduro es de 11,41; con un coeficiente de variación de 2,73%. TRATAMIENTO MEDIA RANGO T1 15,63 a T3 11,81 b T5 10,75 c T2 9,63 d T4 9,44 d Fuente: Libro de campo TABLA Nº 4 Prueba de Tukey al 5% para la variable días a la cosecha. En la prueba de Tukey al 5%, para la variable días a la cosecha (Tabla Nº 4), se observa que existen cuatro rangos de significancia; los mejores tratamientos son aquellos que menor tiempo necesitan para formar y desarrollar el sombrero del hongo “tipo ostra” obteniendo así como mejor resultado al tratamiento T4, conjuntamente con el tratamiento
  68. 68. 68 T2, los cuales necesitaron cerca 9 días para la cosecha del hongo a partir de que fue colonizado por completo y posteriormente colocado en condiciones adecuadas para la fructificación, mientras que por otro lado el tratamiento T1 llegó a necesitar cerca de 16 días para la formación del sombrero y su posterior cosecha. Fuente: Libro de campo GRÁFICO Nº 2 Representación gráfica para la variable días a la cosecha. a 15,63 b 11,81 c 10,75 d 9,63 d 9,44 0 2 4 6 8 10 12 14 16 18 T1 T3 T5 T2 T4 DÍAS TRATAMIENTOS Días a la cosecha
  69. 69. 69 4. 3 DIÁMETRO DEL SOMBRERO A LA COSECHA (cm) F.V G.L SC CM F.cal F.tab TOTAL 19 19,40 5% 1% TRATAMIENTOS 4 17,78 4,44 41,02 * 3,06 ** 4,89 ERROR EXPERIMENTAL 15 1,63 0,11 Fuente: Libro de campo TABLA Nº5 Análisis de varianza para la variable diámetro del sombrero a la cosecha (cm). C.V: 4,77% MEDIA: 6,90 En el análisis de varianza para la variable diámetro del sombrero a la cosecha en centímetros (Tabla Nº 5), observamos que existe diferencias altamente significativas para los distintos tratamientos en estudio. Para conocer cual de los tratamientos presentó el mayor diámetro del sombrero de la seta, se realizó la prueba de Tukey al 5%. El coeficiente de variación es de 4,77% y la media del diámetro del sombrero es de 6,90 cm lo cual indica que se encuentra dentro de los rangos citados por la literatura. TRATAMIENTOS MEDIA RANGO T2 7,84 a T4 7,82 a T5 6,81 b T3 6,74 b T1 5,27 c Fuente: Libro de campo. TABLA Nº6 Prueba de Tukey al 5% para la variable diámetro del sombrero a la cosecha (cm). En la Prueba de Tukey al 5% para la variable diámetro del sombrero a la cosecha en centímetros (Tabla Nº 6), se presentan tres grupos, otorgando el primer rango a los
  70. 70. 70 tratamientos T2 y T4, con 7,80 cm de diámetro del sombrero; por el contrario el promedio más bajo es de 5,27cm. De acuerdo con los valores de literatura (diámetro del sombrero oscila entre 5 y 15 cm) podemos decir que los rangos a, b y c están dentro de estos parámetros. Fuente: Libro de campo GRÁFICO Nº3 Representación gráfica para la variable diámetro del sombrero a la cosecha (cm). a 7,84 a 7,82 b 6,81 b 6,74 c 5,27 0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 T2 T4 T5 T3 T1 DIÁMETRO(cm) TRATAMIENTOS Diámetro del sombrero a la cosecha (cm)
  71. 71. 71 4. 4 NÚMERO DE SOMBREROS POR RACIMO A LA COSECHA (UNIDAD) F.V GL SC CM F.cal F.tab TOTAL 19 80,48 5% 1% TRATAMIENTOS 4 73,25 18,31 37,99 * 3,06 ** 4,89 ERROR EXPERIMENTAL 15 7,23 0,48 Fuente: Libro de campo TABLA Nº 7 Análisis de varianza para la variable número de sombreros por racimo a la cosecha (unidad). C.V: 9,77% MEDIA: 7,15 De acuerdo al análisis de varianza para la variable número de sombreros por racimo a la cosecha (Tabla Nº 7), nos demuestra que existe diferencias altamente significativas para los distintos tratamientos. Para determinar cual de los tratamientos generó los mejores resultados se realizó la Prueba de Tukey al 5%. La media del número de sombreros por racimo es de 7,15 valor que es semejante a los de la literatura; con un coeficiente de variación de 9,77%. TRATAMIENTO MEDIA RANGO T4 9,68 a T2 8,75 a T5 7,31 b T3 5,32 c T1 4,70 c Fuente: Libro de campo. TABLA Nº 8 Prueba de Tukey al 5% para la variable número de sombreros por racimo a la cosecha (unidad). Con relación a la Prueba de Tukey al 5% para la variable número de sombreros por racimo a la cosecha (Tabla Nº 8), se tiene presencia de tres rangos; el primer rango fue
  72. 72. 72 para el tratamiento T4 con diez sombreros por racimo; seguido del tratamiento T2, con alrededor de nueve sombreros por racimo. En cuanto a los tratamientos con menor número de sombreros por racimo es para los tratamientos T1 y T3, con aproximadamente cinco. Fuente: Libro de campo. GRÁFICO Nº 4 Representación gráfica para la variable número de sombreros por racimo a la cosecha (unidad). a 9,68 ab 8,75 b 7,31 c 5,32 c 4,7 0 2 4 6 8 10 12 T4 T2 T5 T3 T1 UNIDAD TRATAMIENTOS Número de sombreros por racimo a la cosecha (unidad)
  73. 73. 73 4. 5 RENDIMIENTO TOTAL (%) F.V GL SC CM F.cal F.tab TOTAL 19 24792,47 5% 1% TRATAMIENTOS 4 24504,16 6126,04 318,72 * 3,06 ** 4,89 ERROR EXPERIMENTAL 15 288,31 19,2208 Fuente: Libro de campo. TABLA Nº 9 Análisis de varianza para la variable del rendimiento total (%). C.V: 8,81 % MEDIA: 49,78 En lo referente al análisis de varianza para la variable rendimiento total (%), Tabla Nº 9; se asume que existe diferencias altamente significativas para los diferentes tratamientos. Debiendo hacer la prueba de Tukey al 5% para corroborar los resultados de la tabla del análisis de varianza. La media general del rendimiento total es de 49,78%, este valor bajo se debe a que dos tratamientos T1 y T3 presentaron producciones muy bajas con relación a los demás; con un coeficiente de variación de 8,81%. TRATAMIENTO MEDIA RANGO T2 89,33 a T4 89,18 a T5 47,32 b T3 17,82 c T1 5,26 d Fuente: Libro de campo. TABLA Nº10 Prueba de Tukey al 5% para la variable del rendimiento total (%). Del análisis de la Prueba de Tukey al 5%, para la variable rendimiento total (%), Tabla Nº 10; se observa que existe cuatro rangos de significancia; en el primer rango se encuentran los mejores tratamientos para la variable rendimiento total siendo T2 y T4, con 89%
  74. 74. 74 aproximadamente. Mientras que el tratamiento T1, produjo tan solo 5,26% considerando así como el resultado más bajo en relación a los otros tratamientos. Fuente: Libro de campo. GRÁFICO Nº 5 Representación gráfica para la variable del rendimiento total (%). a 89,33 a 89,18 b 47,32 c 17,82 d 5,26 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 T2 T4 T5 T3 T1 % TRATAMIENTOS Rendimiento total (%)
  75. 75. 75 4. 6 VALOR NUTRITIVO Fuente: Laboratorio ECAA TABLA Nº 11 Valor nutritivo del hongo Pleurotus ostreatus Al realizar el análisis del valor nutritivo del hongo (Tabla Nº11), se determina que no existe diferencias relevantes en cuanto al porcentaje de humedad, teniendo como media 90,99 %. Pero en relación al contenido de materia seca, fibra bruta, proteína, grasa y energía; el tratamiento T3 (80% Paja de páramo + 10% Tuza molida + 8% Afrecho de cebada + 2% Carbonato de Calcio), presenta los valores más altos. Fuente: Laboratorio ECAA GRÁFICO N° 6 Valor nutritivo del hongo Pleurotus ostreatus. 0 10 20 30 40 50 60 70 80 90 100 T1 T2 T3 T4 T5 VALORES TRATAMIENTOS Valor nutritivo del hongo Pleurotus ostreatus Humedad(%) Materia seca(%) Fibra bruta(%) Proteína(%) Grasa(%) Energía(kcal) TRATAMIENTOS HUMEDAD (%) MATERIA SECA (%) FIBRA BRUTA (%) PROTEÍNA (%) GRASA (%) ENERGÍA (kcal) T1 90,74 9,26 10,14 22,14 1,24 4,22 T2 91,51 8,49 13,15 22,32 1,55 4,08 T3 90,58 9,42 19,72 25,18 1,76 4,37 T4 91,11 8,89 9,29 22,92 1,68 4,09 T5 91,01 8,99 12,31 23,15 0,97 4,23
  76. 76. 76 4. 7 COSTO DE PRODUCCIÓN TRATAMIENTOS T1 T2 T3 T4 T5 COSTO VARIABLE 1,79 1,79 1,92 1,79 1,79 BENEFICO BRUTO 0,22 3,76 0,88 4,09 2,27 BENEFICIO NETO -1,57 1,97 -1,04 2,30 0,48 %EFICIENCIA ECONÓMICA 0,12 2,10 0,46 2,28 1,27 Fuente: Libro de campo TABLA Nº 12 Costo variable, beneficio neto y % de eficiencia económica de los tratamientos en estudio. Nota: Los costos están basados por cada 4 kg de sustrato húmedo y considerando la media de su rendimiento. En la TABLA Nº 12, se encuentra detallado el costo de producción del hongo seta, además su beneficio neto generado en cada uno de los tratamientos, donde se obtiene al tratamiento T4 con un mayor porcentaje de eficiencia económica seguido del T2, debido a que se obtuvieron mayores rendimientos en cada uno de ellos. Fuente: Libro de campo Gráfico Nº 6 Representación gráfica para el costo de producción. 0,12 2,1 0,46 2,28 1,27 0 0,5 1 1,5 2 2,5 T1 T2 T3 T4 T5 % TRATAMIENTOS % Eficiencia Económica

×