Manual química biológica espetacular

Química Biológica Espetacular
Verão em Projeto

Prof. Dr. Joaquim C. G. Esteves da Silva
Dr.ª Sónia de Jesus Rocha
Faculdade de Ciências
Universidade do Porto | Junho 2012

Química Biológica Espetacular 2012

Índice

Introdução ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------ 2
Parte I – MICROSCÓPIO ÓPTICO -------------------------------------------------------------------------------- 3
Parte II – ATIVIDADES EXPERIMENTAIS --------------------------------------------------------------------- 6
1 – Células da epiderme do bolbo da cebola ------------------------------------------------------------------------ 7
2 – Observação de bactérias de iogurte ------------------------------------------------------------------------------ 9
3 – Osmose ------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 11
4 – Simulação da desinfeção da água -------------------------------------------------------------------------------- 13
5 – Observação à lupa de Daphnia magna Straus. ---------------------------------------------------------------- 16
6 – Catálise enzimática ---------------------------------------------------------------------------------------------------- 20
7 – Fatores que influenciam a atividade enzimática --------------------------------------------------------------- 25
8 – Propriedades das enzimas ------------------------------------------------------------------------------------------ 29
9 – Extração de proteínas ------------------------------------------------------------------------------------------------ 31
10 – Identificação de aminoácidos ------------------------------------------------------------------------------------- 34
11 – Composição química dos alimentos ----------------------------------------------------------------------------- 37
12 – Passagem de substâncias através de uma membrana biológica ---------------------------------------- 41
13 – Nutrição e transporte de vertebrados --------------------------------------------------------------------------- 42
14 – Extração de ADN ----------------------------------------------------------------------------------------------------- 47
15 – Síntese do ácido acetilsalicílico (aspirina) --------------------------------------------------------------------- 50
16 – Extração da cafeína ------------------------------------------------------------------------------------------------- 53
17 – Isolamento do licopeno --------------------------------------------------------------------------------------------- 57
18 – Extração de lípidos e identificação do colesterol ------------------------------------------------------------- 60
19 – Extração de pigmentos fotossintéticos ------------------------------------------------------------------------- 66
Bibliografia ----------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 68
Anexos ----------------------------------------------------------------------------------------------------------------------- 70
Anexo A – Blogue ------------------------------------------------------------------------------------------------- 71
Anexo B – Pictogramas de perigo ---------------------------------------------------------------------------- 72

Departamento de Química e Bioquímica da Faculdade de Ciências da Universidade do Porto 1


Introdução

As reações químicas estão na base do funcionamento dos sistemas biológicos (reações
bioquímicas) e o seu conhecimento, bem como do efeito que as substâncias químicas têm neles, permite
uma melhor compreensão do seu bom ou mau funcionamento e, portanto, da origem das doenças. Este é
um dos objetivos de uma nova área de investigação, a Química Biológica, que está na base do
desenvolvimento de meios de diagnóstico médico, vacinas e terapias inovadoras.
Assim, este projeto é uma oportunidade para compreender a interdisciplinaridade entre a química e
a biologia.
Serão realizadas experiências “espetaculares” de observação e manipulação do funcionamento
biológico das Daphnias, microrganismos e plantas e, do efeito que certas substâncias têm no seu
funcionamento. Será também efetuada a extração e síntese de biomoléculas como o ADN, proteínas,
colesterol, entre outras, que permitirá aprofundar o conhecimento dos mecanismos biológicos.
Ao longo do projeto será construído um blogue (http://quimicabiologicaespetacular.blogspot.com/)
que permitirá a divulgação dos resultados obtidos pelos participantes neste projeto (os seus comentários,
fotografias, vídeos, desenhos, etc.).



Parte I

Legendar as figuras relativas ao microscópio óptico.

Figura 1

1– 7–

2– 8–

3– 9–

4– 10 –

5– 11 –

6–



Figura 2

1– 6–
2– 7–
3– 8–
4– 9–
5– 10 –

Figura 3

1– 3–

2– 4–


1

2
3
Figura 4

1– 3–

2–

Figura 5

1– 4–

2– 5–

3– 6–



Parte II

Atividades experimentais



1 – Células da epiderme do bolbo da cebola

Notas introdutórias
Uma das técnicas citológicas usadas na obtenção de preparações é a técnica de coloração.
A técnica de coloração permite uma maior diferenciação dos constituintes celulares. Podem ser usados os
seguintes corantes: solução de Ringer, solução de vermelho neutro, água iodada, solução de azul-de-
metileno. Corantes distintos coram estruturas diferentes.

Material
 Microscópio óptico  Tesoura
 Pinça  Garrafa de esguicho
 Vidro de relógio  Lâmina
 Pipeta conta-gotas  Lamela

Reagentes
 Bolbo de cebola  Solução aquosa de azul-de-metileno a 1% (m/V)
 Água desionizada (ℓ)  Solução de Ringer
 Água iodada ou solução de Lugol  Solução de vermelho neutro

Tabela 1.1 – Informações sobre azul-de-metileno.
Nome Azul-de-metileno
Fórmula química C16H18CℓN3S · 3H2O
Massa molar 373,90 g/mol
Pictograma de perigo GHS07
Palavra-sinal Atenção
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão
H315 – Provoca irritação cutânea.
H319 – Provoca irritação ocular grave
H335 – Pode provocar irritação das vias respiratórias.
Recomendações de prudência P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar
cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de contacto,
retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.

Tabela 1.2 – Informações sobre vermelho neutro.
Nome Vermelho neutro
Fórmula química C15H17CℓN4



Procedimento experimental
A – Preparação da solução aquosa de azul-de-metileno
 Usar como solvente água desionizada.

B – Preparação da solução de Ringer
 Dissolver cloreto de cálcio no estado sólido, cloreto de potássio no estado sólido, hidrogenocarbonato
de sódio no estado sólido e cloreto de sódio no estado sólido em água desionizada.

C – Preparação de solução de vermelho neutro
 Solução de vermelho neutro 1,0 g/L
 Usar como solvente solução aquosa de ácido acético 2 mL/L

D – Preparação de água iodada ou solução de Lugol
 Dissolver iodeto de potássio (s) e iodo (s) em água desionizada.

E – Observação das células da epiderme do bolbo da cebola
1. Colocar água desionizada no interior de um vidro de relógio.
2. Destacar um fragmento da epiderme da face côncava de uma túnica do bolbo da cebola, usando uma
pinça.
3. Mergulhar, o mais rapidamente possível, o fragmento da epiderme do bolbo da cebola no vidro de
relógio contendo água desionizada. Ter o cuidado de colocar a face externa do fragmento da epiderme
do bolbo de cebola virada para cima.
4. Com o auxílio de uma tesoura e mantendo o fragmento da epiderme do bolbo de cebola mergulhado
em água desionizada, dividir o fragmento em quatro partes.
5. Colocar sobre uma lâmina uma gota da solução de Ringer.
6. Com o auxílio de uma pinça, transferir uma das porções do fragmento da epiderme inicial do bolbo da
cebola, para a lâmina contendo a solução de Ringer. Ter o cuidado de manter a face externa voltada
para cima. Colocar a porção distentida sobre o corante que se encontra na lâmina.
7. Cobrir a preparação com uma lamela.
8. Observar a preparação ao microscópio, inicialmente com uma pequena ampliação.
9. Esquematizar uma pequena área e legendar.
10. Aumentar, sucessivamente, o valor da ampliação e observar.
11. Observar uma só célula e identificar as estruturas observadas.
12. Repetir os procedimentos anteriores, mas usando os corantes: água iodada, solução de vermelho
neutro e solução de azul-de-metileno.



2 – Observação de bactérias de iogurte

Material
 Microscópio óptico  Lamparina de álcool
 Agulha de dissecção  Gobelé
 Garrafa de esguicho  Lâminas de vidro
 Pipeta conta-gotas  Vareta de vidro
 Mola de madeira

Reagentes
 Álcool etílico ou etanol (ℓ)  Solução de azul-de-metileno a 1% (m/V)
 Água desionizada (ℓ)  Iogurte

Tabela 2.1 – Informações sobre azul-de-metileno.
Nome Azul-de-metileno
Fórmula química C16H18CℓN3S · 3H2O
H319 – Provoca irritação ocular grave

Tabela 2.2 – Informações sobre etanol.
Nome Etanol
Fórmula química CH3CH2OH
Palavra-sinal Perigo
Advertências de perigo H225 – Líquido e vapor facilmente inflamáveis.
Recomendações de prudência P210 – Manter afastado do calor/faísca/chama aberta/superfícies quentes. - Não
fumar.



1. Colocar uma gota de água na extremidade de uma lâmina de vidro.
2. Com o auxílio de uma agulha de dissecção, juntar uma pequena porção de iogurte e misturá-lo com a
água.
3. Fazer um esfregaço. [Explicação da técnica de esfregaço: Colocar na extremidade de uma lâmina uma
gota do material a observar. Seguidamente, deslocar outra lâmina sobre a anterior, de forma a
espalhar bem o material. Depois de seco, o material pode então ser fixado e corado.]
4. Secar levemente à chama da lamparina, para fixar.
5. Deitar umas gotas de álcool etílico para retirar o excesso de gordura, deixando secar ao ar.
6. Corar com a solução de azul-de-metileno durante 3 a 5 minutos.
7. Lavar com água desionizada e deixar secar ao ar.
8. Observar ao microscópio.



3 – Osmose

Esta atividade experimental pretende explorar o sentido em que ocorre o fluxo de água na membrana
celular.
Todas as células encontram-se envolvidas por uma estrutura membranar, designada por membrana
plasmática ou membrana celular.
A membrana celular delimita a fronteira entre o meio intracelular e o meio extracelular e funciona como
barreira seletiva, permitindo trocas, nos dois sentidos, de substâncias e de energia entre a célula e o meio
exterior. Assim, uma das propriedades da membrana plasmática é a permeabilidade seletiva, dado que
permite a passagem de certas substância e dificulta e/ou impede a passagem de outras substâncias.
A passagem de substâncias através da membrana celular pode ocorrer através de vários mecanismos.
Um dos mecanismos é a osmose.

Material
 Microscópio óptico  Pinça
 Lâminas  Agulha de dissecção
 Lamelas  Pipeta conta-gotas
 Papel de filtro ou papel absorvente  Marcador

Reagentes
 Água desionizada (ℓ)  Pétalas vermelhas de sardinheira, tulipa, violeta-
 Solução aquosa de cloreto de sódio 12% (m/V) africana, folha de couve-vermelha, rosas, …

Tabela 3.1 – Informações sobre cloreto de sódio.
Nome Cloreto de sódio
Fórmula química NaCℓ

1. Com o auxílio de uma pinça, destacar dois fragmentos da epiderme superficial das pétalas.
2. Identificar duas lâminas com as letras A e B, com um marcador.
3. Colocar uma gota de água desionizada sobre a lâmina A.
4. Colocar sobre a gota de água, um dos fragmentos da epiderme de pétala.
5. Cobrir com uma lamela.
6. Colocar uma gota de solução aquosa de cloreto de sódio a 12% na lâmina B.


7. Colocar sobre a gota de solução aquosa de cloreto de sódio a 12% o outro fragmento de epiderme da
pétala.
8. Cobrir com uma lamela.
9. Observar ao microscópio.
10. Esquematizar as observações.
11. Com uma pipeta conta-gotas, colocar uma gota de água desionizada num dos bordos da lamela da
lâmina B.
12. Colocar um pedaço de um papel absorvente na extremidade oposta da lamela, de modo a absorver o
meio de montagem. Deste modo, pretende-se substituir a solução de cloreto de sódio pela água
desionizada.
13. Observar novamente a lâmina B ao microscópio.
14. Registar as alterações que forem observadas ao longo do tempo.

Tópicos de reflexão
As células da epiderme das pétalas possuem um núcleo, citoplasma, parede celular e um vacúolo. O
vacúolo contém pigmentos dissolvidos em água, que conferem a cor caraterística das pétalas.
 O que acontece à célula quando é colocada num meio contendo água? Qual é a substância que vai
entrar ou sair do vacúolo?
 O que acontece à concentração dos pigmentos quando a célula é colocada num meio contendo água?
 Relaciona a coloração da célula com a concentração dos pigmentos.
 Compara o volume da célula antes e após de esta estar num meio contendo água.
 Compara o volume do vacúolo antes e após de esta estar num meio contendo água.
 O que acontece à célula quando é colocada num meio contendo uma solução concentrada de cloreto
de sódio? Qual é a substância que vai entrar ou sair do vacúolo?
 O que acontece à concentração dos pigmentos quando a célula é colocada num meio contendo uma
solução concentrada de cloreto de sódio?
 Relaciona a coloração da célula com a concentração dos pigmentos.
 Compara o volume da célula antes e após de esta estar num meio contendo solução concentrada de
cloreto de sódio.
 Compara o volume do vacúolo antes e após de esta estar num meio contendo solução concentrada de
cloreto de sódio.
 Nesta experiência, a membrana celular foi permeável a que substância? E foi pouco permeável ou
impermeável a que substância?
 Explica como se faz o fluxo de água, considerando a situação em que há meios com diferentes valores
de concentração. O que acontece quando os valores de concentração em ambos os meios são iguais?



4 – Simulação da desinfeção da água
Preparação de infusões para observação ao microscópio e desinfeção

Material
 Gobelé  Placa de aquecimento com agitação magnética
 Pipeta conta-gotas  Barra magnética
 Proveta de 100 mL  Matráz
 Proveta de 10 mL  Papel de filtro
 Microscópio  Funil
 Lâminas  Suporte universal
 Lamelas  Anel adaptado a um funil

Reagentes
 Amostra: água da torneira  Solução aquosa de lixívia comercial (20 g/L ou 5%)
 Amostra: água de rio ou de poço  Palha ou erva
 Amostra: água desionizada  Grãos de arroz
 Amostra: água do lago  Grãos de cereais

A – Preparação de infusões para observação ao microscópio

Amostra 1
1. Colocar um pouco de palha ou erva em água não desinfectada (não usar água da torneira).
2. Observar ao microscópio óptico um pouco da amostra de água e verificar a presença de
microorganismos.

Amostra 2
1. Num gobelé, colocar alguns grãos de cereais e caules herbáceos e água não desinfectada (não usar
água da torneira).
2. Filtrar, por gravidade, após dois dias.
3. Recolher o filtrado.
4. Observar ao microscópio uma gota do filtrado. A observação da gota ao microscópio pode ser repetida
ao longo da semana.


Amostra 3
1. Recolher água de um lago.

Amostra 4
1. Colocar num gobelé, durante alguns dias, folhas de plantas em água não desinfectada (não usar água
da torneira).
2. Observar ao microscópio um pouco da amostra de água e verificar a presença de microorganismos.

Amostra 5
1. Colocar alguns grãos de arroz num gobelé com água não desinfectada (não usar água da torneira).
2. Aquecer a mistura e deixar ferver durante alguns minutos.
3. Guardar a mistura à temperatura ambiente.
4. Retirar uma porção da mistura anterior e adicionar água do mar.
5. Observar ao microscópio as duas misturas.

Usar as amostras de água nas experiências de desinfecção que se seguem e observar o efeito dos
agentes desinfetantes nos microorganismos.

B – Desinfecção da água com lixívia.

A lixívia comercial é uma solução aquosa de hipoclorito de sódio e hidróxido de sódio pelo que o seu valor
de pH é maior do que 10. Como se pode observar no seguinte diagrama de equilíbrio ácido-base do
sistema ácido hipocloroso/hipoclorito a espécie desinfectante é o anião hipoclorito.

Figura 4.1 – Diagrama de equilíbrio ácido-base do sistema ácido hipocloroso/hipoclorito.



B.1 – Preparação da solução desinfectante:
 Colocar num gobelé cerca de 100 mL de água desionizada.
 Adicionar cerca de 1 mL da solução aquosa de lixívia comercial (20 g/L ou 5%).

B.2 – Desinfecção das amostras de água
 Em 10 mL das amostras de água onde foram detectados microorganismos por observação ao
microscópio adicionar 1 gota da solução desinfectante.
 Comparar as observações ao microscópico da população microbiana antes e após a desinfecção.



5 – Observação à lupa de Daphnia magna Straus.
Estudo do efeito de certas substâncias no seu batimento cardíaco.

Material
 Lupa ou microscópio  Papel absorvente
 Caixas de Petri  Suporte universal
 Pipeta conta-gotas  Anel adaptado a um funil
 Papel de filtro  Funil
 Gobelé  Matráz

Reagentes
 Frasco contendo Dáfnias e água  Álcool etílico 96%
 Amostras de água para consumo humano  Água da torneira
 Cigarro  Água desionizada (ℓ)
 Café com cafeína  Coca-cola com cafeína
 Café sem cafeína  Coca-cola sem cafeína
 Saquetas de chá preto  Bebida energética

Tabela 5.1 – Informações sobre etanol.
Nome Etanol
fumar.

A – Ensaio de controlo
1. Colocar numa caixa de Petri, uma a duas gotas de água do recipiente que contém as Dáfnias.
2. Transferir, cuidadosamente, com a mesma pipeta conta-gotas uma dáfnia para a zona da caixa de
Petri onde foram colocadas as gotas de água. (Nota: Não exceder as duas gotas de água.)



3. Observar à lupa ou ao microscópio o batimento cardíaco da Daphnia magna Straus. (Nota: Se a Dáfnia
se deslocar do campo de visão, repetir a preparação colocando alguns fios de algodão no início da
preparação para a aprisionar.)
a. Colocar a preparação na platina e acender a luz (menor intensidade possível).
b. Mover o parafuso macrométrico e, observando através da(s) ocular(es), focar a preparação.
c. Utilizando apenas o parafuso micrométrico, corrigir a focagem até obter uma imagem nítida.
d. Observar a Dáfnia, prestando particular atenção à localização do coração.
4. Fazer a contagem dos batimentos cardíacos, durante 10 segundos. (Nota: Para contar o batimento
cardíaco, pode-se usar um lápis, uma folha de papel e um cronómetro. Um aluno faz um ponto com o
bico de um lápis numa folha de papel por cada batimento cardíaco que observar, enquanto outro aluno
controla o tempo. Se repetir a contagem, ou demorar mais tempo, adicionar mais uma ou duas gotas
de água à preparação.)
5. Calcular o ritmo cardíaco por minuto (BPM) multiplicando o valor obtido por 6. (Nota: O valor do ritmo
cardíaco das Dáfnias deve estar compreendido entre 200 e 300 batimentos cardíacos por minuto. Caso
o valor obtido esteja fora deste intervalo repetir a contagem dos batimentos cardíacos.)
6. Se optar por realizar três ensaios, preencher a tabela 5.2. (Nota: As contagens devem ser sempre
realizadas pela mesma pessoa.)
7. Determinar o valor médio do ritmo cardíaco por minuto (BPM). (tabela 5.3)
8. Desenhar e legendar a Daphnia magna Straus.
9. Desligar a luz do microscópio, caso não esteja a observar a Dáfnia ou a efectuar contagens.
10. Selecionar dáfnias com tamanho e idade diferente e comparar o batimento cardíaco.

Tabela 5.2 – Ritmo cardíaco por minuto nos ensaios.

Ensaio Ritmo cardíaco por 10 segundos Ritmo cardíaco por minuto (BPM)
1
2
3

Tabela 5.3 – Ritmo cardíaco por minuto.

Média do ritmo cardíaco por minuto (BPM)

B – Alterações no batimento cardíaco na presença de amostras de água
1. Observar, à lupa ou ao microscópio, o que acontece quando a Daphnia está na presença de amostras
de água usada para consumo humano.
2. Determinar o ritmo cardíaco por minuto (BPM).
3. Observar, à lupa ou ao microscópio, o que acontece quando a Daphnia está na presença de amostras
de água da torneira.


Nota: Para substituir a água da preparação, pode-se colocar no lado direito da dáfnia uma a duas gotas da
amostra de água e colocar posteriormente papel absorvente ou apel de filtro do lado esquerdo para
absorver a água que estava inicialmente na preparação. Difundir a amostra de água, para que a dáfnia
entre em contacto com ela. Voltar a colocar a preparação no microscópio e observar a Dáfnia com baixa
intensidade luminosa.

C – Alterações no batimento cardíaco na presença de determinadas drogas
Verificar as alterações no batimento cardíaco na presença de determinadas substâncias como: nicotina,
cafeína, álcool.
1. Preparar as soluções de cafeína a 10%, 20% e 30% a partir de uma solução preparada com um café
(café expresso, café solúvel com cafeína, café solúvel descafeinado).
2. Preparar as soluções de cafeína a 10%, 20% e 30% a partir de chá preto.
3. Preparar as soluções de cafeína a 10%, 20% e 30% a partir de refrigerantes (coca-cola com cafeína e
coca-cola sem cafeína). (Nota: deixar o recipiente aberto durante a noite para que o gás se liberte.)
Nota: As soluções de cafeína apenas têm a duração de 2 a 3 dias.
4. Preparar soluções de nicotina.
4.1 Macerar o conteúdo de um cigarro em 100 ml de água destilada durante 12h, agitando algumas
vezes.
4.2 Filtrar por gravidade.
4.3 Diluir o filtrado, conforme a concentração de nicotina no cigarro. (Nota: A concentração de nicotina
nos cigarros depende da marca e do tipo.)

Nota: As soluções de nicotina apenas têm a duração de 2 a 3 dias.

5. Preparar soluções aquosas de álcool etílico, para simular bebidas alcoólicas, de acordo com a tabela
5.4.

Tabela 5.4 – Preparação de soluções aquosas de álcool etílico.

Bebida % Álcool V (álcool etílico 96%) (mL) V (água destilada) (mL)
Cerveja sem álcool 0,5% 0,52 99,48
Cerveja 5,6 % 5,83 94,17
Vinho 12 % 12,50 87,50
Vodka 40 % 41,6 58,33

6. Observar, à lupa ou ao microscópio, o que acontece quando a Daphnia está na presença de
determinadas substâncias como: nicotina, cafeína, álcool.



 Pesquisar na internet a utilização de Daphnia magna Straus em ensaios toxicológicos.
 Importância da utilização do controlo.
 Explicar a vantagem em utilizar três ensaios para a determinação do BPM.
 Prever, testar e analisar a influência de algumas drogas, como por exemplo: cafeína, nicotina e álcool
no ritmo cardíaco da Dáfnia.
 As previsões e as observações devem conter um dos seguintes registos: (a) grande aumento do ritmo
cardíaco, (b) aumento do ritmo cardíaco, (c) pequeno aumento do ritmo cardíaco, (d) ritmo cardíaco
sem alteração, (e) pequena diminuição do ritmo cardíaco, (f) diminuição do ritmo cardíaco, (g) grande
diminuição do ritmo cardíaco, (h) paragem do coração.
 Testar uma das drogas, fazendo variar o tempo de exposição às mesmas, por exemplo 1 e 5 minutos.
 Classificar as drogas em estimulantes ou depressoras, comparando os resultados obtidos do BPM na
presença e na ausência de drogas (Nota: Comparar o BPM na presença de drogas com o ensaio de
controlo.)
Pode-se usar a seguinte expressão matemática para classificar as drogas:
Variação BPM = média BPM (solução experimental) – média BPM (controlo)
 Valor negativo, significa que ocorreu uma diminuição do ritmo cardíaco  droga depressora
 Valor positivo, significa que ocorreu um aumento do ritmo cardíaco  droga estimulante
 Explicar a necessidade de utilizar soluções diluídas das soluções experimentais testadas (drogas).
 Refletir sobre o modo como as drogas afetam um organismo vivo e inclusive o ser humano.
 Pesquisar sobre os possíveis efeitos destas drogas no ser humano.
 Planear uma experiência que permita avaliar a influência de diferentes concentrações de detergentes
domésticos na sobrevivência da dáfnia, usando uma solução de hipoclorito de sódio 0,16%; uma
solução de amoníaco a 1% e tripolifosfato de sódio no estado sólido.
 Explicar a seleção dos reagentes: solução de hipoclorito de sódio 0,16%; solução de amoníaco a 1% e
tripolifosfato de sódio no estado sólido.
 Realizar a atividade experimental planeada.
 Vantagens em utilizar as dáfnias no estudo.

Cada grupo de trabalho faz o ensaio de controlo e estuda o efeito de uma das substâncias
no batimento cardíaco nas dáfnias.



6 – Catálise enzimática
Efeito da temperatura e de um inibidor sobre a reacção bioquímica

Questão:
A velocidade de uma reacção química catalisada por uma enzima pode ser alterada por acção da
temperatura ou de um inibidor?

Objecto de ensino
• Determinar experimentalmente a variação da velocidade de uma reacção química catalisada por variação
da temperatura;
• Determinar experimentalmente a variação da velocidade de uma reacção química catalisada por adição
de um inibidor;

Objectivos de aprendizagem
• Traçar um gráfico de velocidade da reacção química em função da temperatura;
• Traçar um gráfico de velocidade da reacção química em função da quantidade de inibidor;
• Interpretar os gráficos obtidos;
• Elaborar tabelas para registo de resultados.

Material

 Suporte Universal  Balão redondo
 Rolha furada  Tubo de vidro dobrado
 Tina  Bureta de gases
 Pipetas de 3 e 5 mL  Pompete
 Placa de aquecimento  Tina de vidro
 Pipeta conta-gotas  Termómetro
 Tubos de ensaio  Gobelés
 Cronómetro

Reagentes
 Água desionizada (ℓ)  Inibidor: CuSO4 (aq) 0,1 mol dm-3
 Batatas  H2O2 3% (10 volumes) ou superior (30%)


Tabela 6.1 – Informações sobre peróxido de hidrogénio.
Nome Peróxido de hidrogénio
Fórmula química  H2O2
Massa molar  34,01 g/mol
Pictograma de perigo GHS05, GHS07
Advertências de perigo H302 – Nocivo por ingestão.
H318 – Provoca lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ protecção ocular/ protecção facial.

Tabela 6.2 – Informações sobre sulfato de cobre(II) pentahidratado.
Nome Sulfato de cobre(II) pentahidratado
Fórmula química  CuSO4 · 5H2O
Pictograma de perigo HS07, GHS09
H319 – Provoca irritação ocular grave.
H410 – Muito tóxico para os organismos aquáticos com efeitos duradouros.
Recomendações de prudência P273 – Evitar a libertação para o ambiente.
P501 – Eliminar o conteúdo/ recipiente em instalação aprovada de destruição de
resíduos.

A – Preparação do extracto de catalase
1. Descascar e triturar duas ou três batatas grandes.
2. Adicionar 25 a 30 mL de água desionizada às batatas já trituradas.
3. Agitar de vez em quando e deixar em repouso durante cerca de 10 minutos.
4. Filtrar esta mistura com gaze ou um pano fino, de modo a obter uma solução límpida.

Nota: Descasque 1 batata e pese 5 g. Triture a batata e coloque-a dentro do balão.



1ª Parte: Efeito de temperatura sobre a actividade da catalase
1. Preparar a montagem para a recolha de oxigénio.
2. Encher completamente com água a bureta de gases.
3. Colocar a bureta de gases, tapada com um dedo, invertida sobre a extremidade do tubo de vidro que se
encontra imerso na água da tina.
4. Retirar o dedo depois de ter a certeza que não existe ar no interior da bureta de gases.
5. Colocar, à temperatura ambiente, 5 mL de peróxido de hidrogénio no balão.
6. Registar a temperatura ambiente a que a experiência se vai efectuar.
7. Adicionar rapidamente, com o auxílio de uma pipeta, 3 mL de solução de catalase ao peróxido de
hidrogénio.
8. Fechar o balão.
9. Registar o tempo necessário para recolher 5 mL de oxigénio na bureta de gases.
10. Registar de novo o tempo necessário para recolher mais 5 mL de oxigénio (10 mL no total).
11. Repetir sucessivamente o procedimento anterior, até que toda a bureta de gases esteja cheia de
gases.
12. Desmontar a experiência e lave convenientemente o balão e a bureta de gases.
13. Preparar a montagem para a recolha de oxigénio.
14. Encher completamente com água a bureta de gases.
15. Colocar a bureta de gases, tapada com um dedo, invertida sobre a extremidade do tubo de vidro que
se encontra imerso na água da tina.
16. Retirar o dedo depois de ter a certeza que não existe ar no interior da bureta de gases.
17. Colocar, à temperatura ambiente, 5 mL de peróxido de hidrogénio no balão.
18. Registar a temperatura ambiente a que a experiência se vai efectuar.
19. Repetir os procedimentos de 1. a 6., mas colocando agora o balão numa tina de vidro com água e
gelo.
20. Registar, ao fim de 5 minutos, a temperatura do banho de água e gelo.
21. Medir e registar os intervalos de tempo necessários para recolher sucessivamente 5 mL de oxigénio e
até que toda a bureta de gases esteja cheia de gases.
22. Desmontar de novo a experiência e repetir os procedimentos de 1. a 11., mas colocando agora o balão
numa tina de vidro com água a cerca de 50ºC.

2ª Parte: Efeito de um inibidor sobre a actividade da catalase
1. Fazer uma montagem idêntica à das experiências anteriores.
2. Deitar 5 mL de peróxido de hidrogénio num tubo de ensaio e 5 mL de solução de catalase com 5 a 10
gotas de solução aquosa de sulfato de cobre noutro tubo de ensaio.
3. Colocar estes dois tubos de ensaio num gobelé que contenha água a 20ºC, durante 5 minutos.



4. Deitar ao mesmo tempo o conteúdo dos tubos no balão e fechá-lo.
5. Repetir os procedimentos 9. a 11., efectuados na 1ª parte desta actividade.

Resultados
Temperatura ambiente = _________________ºC

Tabela 6.3 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, à temperatura
ambiente.
Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s)
0-5
5-10
…

Tabela 6.4 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, quando o balão se
encontra num banho de água e gelo.
0-5
5-10
…

Tabela 6.5 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, a 50ºC

0-5
5-10
…

Tabela 6.6 – 2ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, à qual se
adicionaram gotas de solução de sulfato de cobre, à temperatura ambiente
0-5
5-10
…



Tratamento dos resultados
Cálculo da velocidade média de produção de O2, em mL/s
Tabela 6.7 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, à temperatura
ambiente.
Volume de O2 produzido (mL) Intervalo de tempo (s) Velocidade média de produção de O2, (mL/s)
0-5
5-10
…

Tabela 6.8 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, quando o balão se
encontra num banho de água e gelo.
0-5
5-10
…

Tabela 6.9 – 1ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, a 50ºC

0-5
5-10
…

Tabela 6.10 – 2ª Parte: Experiência referente à reacção entre o peróxido de hidrogénio e a solução de catalase, à qual se
adicionaram gotas de solução de sulfato de cobre, à temperatura ambiente
0-5
5-10
…


• Traçar um gráfico, para cada situação de temperatura, com base nos valores registados nas respectivas
tabelas;
• Variação da velocidade de uma reacção em função da temperatura;
• Previsão do valor ideal de temperatura para que a velocidade de reacção seja máxima;
• Variação da velocidade de uma reacção em função de um inibidor.



7 – Fatores que influenciam a atividade enzimática
Temperatura e pH

A catalase é uma enzima que é capaz de transformar o peróxido de hidrogénio (H2O2) em oxigénio (O2) e
água (H2O). A ação da catalase pode ser verificada através da libertação do oxigénio. O avivar de uma
chama permite identificar a formação de oxigénio.

Material
 Tubos tipo Falcon  Almofariz
 Suporte para tubos de ensaio  Espátula
 Pipeta graduada 5,00 mL  Bisturi ou faca
 Pompete  Palitos
 Termómetro digital  Fósforos
 Placa de aquecimento  Gobelé
 Areia  Pipeta conta-gotas

Reagentes
 Fígado fresco  Solução aquosa de ácido clorídrico 0,1 mol/dm3
 Fígado cozido  Solução aquosa de hidróxido de sódio 0,1 mol/dm3
 Fígado congelado  Água desionizada (ℓ)
 Peróxido de hidrogénio (aq), H2O2 (aq)  Indicador universal em papel



Tabela 7.2 – Informações sobre ácido clorídrico concentrado.
Nome Ácido clorídrico concentrado
Fórmula química  HCℓ
Advertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves
P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO
ANTIVENENOS ou um médico.

Tabela 7.3 – Informações sobre hidróxido de sódio.
Nome Hidróxido de sódio
Fórmula química  NaHO
Advertências de perigo H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção/ protecção ocular/
protecção facial.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO ANTIVENENOS
ou um médico.

1. Identificar 6 tubos tipo Falcon.
2. Adicionar a cada um dos tubos 2 mL de peróxido de hidrogénio.
3. Rolhar imediatamente cada um dos tubos tipo Falcon.
4. Colocar num almofariz uma pequena quantidade de fígado fresco.
5. Adicionar areia ao conteúdo do almofariz.


6. Triturar o fígado fresco.
7. Transferir uma pequena quantidade de fígado fresco triturado para o tubo tipo Falcon 2. Tapar
imediatamente o tubo tipo Falcon. (Nota: Não é conveniente que rolhe bem o tubo.)
8. Adicionar ao tubo tipo Falcon 3 uma pequena quantidade de fígado cozido. Tapar imediatamente o
tubo tipo Falcon.
9. Adicionar ao tubo tipo Falcon 4 uma pequena quantidade de fígado congelado. Tapar imediatamente o
tubo tipo Falcon.
10. Aproximar da extremidade dos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4 um palito com a ponta incandescente.
11. Observar o que acontece ao palito. (Nota: A formação de oxigénio pode ser visível se a chama do
palito se avivar.)
12. Colocar os tubos tipo Falcon 3 e 4 em banho-maria, a 37ºC, durante aproximadamente 10 minutos.
13. Aproximar, novamente, da extremidade dos tubos tipo Falcon 3 e 4, um palito com a ponta
incandescente.
14. Observar o que acontece ao palito.
15. Colocar uma pequena quantidade de fígado fresco triturado nos tubos tipo Falcon 5 e 6. Tapar
imediatamente os tubos tipo Falcon. (Nota: Não é conveniente que rolhe bem o tubo.)
16. Adicionar ao tubo tipo Falcon 5 algumas gotas de solução aquosa de ácido clorídrico, de modo a que o
valor de pH seja inferior a 4. Verificar o valor de pH com o indicador universal em papel.
17. Adicionar ao tubo tipo Falcon 6 algumas gotas de solução aquosa de hidróxido de sódio, de modo a
que o valor de pH seja superior a 10. Usar o indicador universal em papel, para verificar o valor de pH.
18. Aproximar da extremidade dos tubos tipo Falcon 5 e 6 um palito com a ponta incandescente.
20. Comparar a quantidade de oxigénio libertada em cada um dos tubos tipo Falcon.


Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 2, 5 e 6, considerando a informação da tabela 7.4.

Tabela 7.4 – Conteúdo dos tubos tipo Falcon 2, 5 e 6.

Tubo tipo Falcon 2 Tubo tipo Falcon 5 Tubo tipo Falcon 6
Fígado fresco Fígado fresco Fígado fresco
Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada
- Solução aquosa de ácido clorídrico Solução aquosa de hidróxido de sódio



 Indica qual o fator que influenciou a atividade enzimática.
 Refere para cada um dos tubos tipo Falcon se a enzima, neste caso a catalase, se encontra ativa ou
inativa.
 Valores elevados de acidez torna a catalase ativa ou inativa?
 Valores elevados de basicidade torna a catalase ativa ou inativa?

Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4, considerando a informação da tabela 7.5.

Tabela 7.5 – Conteúdo dos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4.

Tubo tipo Falcon 1 Tubo tipo Falcon 2 Tubo tipo Falcon 3 Tubo tipo Falcon 4
Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada
Fígado fresco Fígado cozido Fígado congelado

 Indica qual o fator que influenciou a atividade enzimática.
 Refere para cada um dos tubos tipo Falcon se a enzima, neste caso a catalase, se encontra ativa ou
inativa.

Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4, considerando a informação da tabela 7.6.

Tabela 7.6 – Conteúdo dos tubos tipo Falcon 1, 2, 3 e 4.

Tubo tipo Falcon 1 Tubo tipo Falcon 2 Tubo tipo Falcon 3 Tubo tipo Falcon 4
Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada
Fígado fresco Fígado cozido Fígado congelado
Aquecimento banho-maria Aquecimento banho-maria

 O que aconteceu quando os tubos tipo Falcon foram colocados em banho-maria?
 A inativação das enzimas pode ser reversível? Em que condições? Em qual dos tubos tipo Falcon foi
possível observar a reversibilidade nos tubos tipo Falcon? Em qual dos tubos tipo Falcon a enzima se
tornou permanentemente inativa?



8 – Propriedades das enzimas

Material
 Areia  Suporte para tubos de ensaio
 Almofariz  Tubos tipo Falcon
 Pipeta graduada 2,00 mL  Palitos
 Pompete  Fósforos
 Bisturi  Espátula

Reagentes
 Fígado fresco  Água oxigenada (aq), H2O2(aq) 10%
 Dióxido de manganésio (s), MnO2(s)


Tabela 8.2 – Informações sobre dióxido de manganês
Nome Óxido de manganês (IV)
Fórmula química  MnO2
H332 – Nocivo por inalação.



1. Colocar num almofariz uma pequena quantidade de fígado fresco.
2. Adicionar areia ao conteúdo do almofariz.
3. Triturar o fígado fresco.
4. Identificar 4 tubos tipo Falcon.
5. Adicionar a cada um dos tubos tipo Falcon 2 mL de peróxido de hidrogénio.
6. Rolhar imediatamente cada um dos tubos tipo Falcon.
7. Adicionar ao tubo tipo Falcon 2, uma pequena quantidade de dióxido de manganésio sólido. Tapar
8. Transferir uma pequena quantidade de fígado fresco triturado para o tubo tipo Falcon 3. Tapar
9. Aproximar da extremidade dos tubos tipo Falcon 1, 2 e 3 um palito com a ponta incandescente.
11. Quando a reação terminar no tubo tipo Falcon 3, retirar o fígado do tubo de ensaio.
12. Transferir o pedaço de fígado do tubo tipo Falcon 3 para o tubo tipo Falcon 4, que contém peróxido de
hidrogénio.
13. Aproximar da extremidade do tubo tipo Falcon 4 um palito com a ponta incandescente.


Tabela 8.3 – Conteúdo dos tubos tipo Falcon 1, 2 e 3.

Tubo tipo Falcon 1 Tubo tipo Falcon 2 Tubo tipo Falcon 3
Água oxigenada Água oxigenada Água oxigenada
Dióxido de manganésio Fígado fresco

 Indica qual a função do tubo tipo Falcon 1.
 Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 1, 2 e 3.
 A presença da catalase afeta a velocidade das reações? Funciona como catalisador ou inibidor?
 A presença do dióxido de manganésio afeta a velocidade das reações? Funciona como catalisador ou
inibidor?

 Compara os resultados obtidos nos tubos tipo Falcon 3 e 4.
 A enzima foi consumida durante a reação química?



9 – Extração de proteínas
Extração da caseína do leite

Material
 Gobelé  Vareta de vidro
 Espátula  Placa de aquecimento
 Pipeta conta-gotas  Termómetro digital
 Caixa de Petri  Papel de filtro
 Suporte universal  Anel adaptado a um funil
 Tubo de ensaio  Funil
 Suporte para tubos de ensaio

Reagentes
 Leite em pó magro  Sulfato de cobre(II) pentahidratado (s)
 Vinagre  Hidróxido de sódio (s)
 Água desionizada (ℓ)  Tartarato duplo de sódio e potássio (s)

Tabela 9.1 – Informações sobre sulfato de cobre(II) pentahidratado
resíduos.


protecção facial.
ou um médico.

Tabela 9.3 – Informações sobre tartarato duplo de sódio e potássio tetrahidratado.
Nome Tartarato duplo de sódio e potássio tetrahidratado
Fórmula química  KOCOCH(OH)CH(OH)COONa · 4H2O

A – Preparação da solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V)
 Volume de solução de 300 mL
 Usar como solvente água desionizada

B – Preparação do reagente do teste do biureto
1. Medir 1,5 g de sulfato de cobre pentahidratado.
2. Medir 6,0 g de tartarato duplo de sódio e potássio.
3. Dissolver em 500 mL de água desionizada.
4. Medir 300 mL de solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V).
5. Adicionar, sob agitação constante, a solução aquosa de hidróxido de sódio.
6. Perfazer com água desionizada até um volume de 1 L.
7. Guardar o reagente num frasco de vidro.



C – Extração de caseína
1. Dissolver uma pequena quantidade de leite em pó magro em água desionizada (gobelé 1).
2. Aquecer o leite a uma temperatura de 40ºC. (Nota: Não exceder este valor de temperatura.)
3. Mantendo o leite à temperatura de 40ºC, adicionar gota a gota vinagre até ao aparecimento de um
precipitado. Agitar lentamente ao longo da adição do vinagre. (Nota: Não colocar vinagre em excesso.)
4. Remover o precipitado, com auxílio de uma espátula para um gobelé (gobelé 2).
5. Deixar repousar o conteúdo do gobelé 2. Se algum líquido se formar, retirá-lo com auxílio de uma
pipeta conta-gotas e transferi-lo novamente para o gobelé 1.
6. Continuar a adicionar algumas gotas de vinagre, ao gobelé 1, até precipitação completa da caseína.
7. Remover o precipitado, com auxílio de uma espátula para o gobelé 2.
8. Filtrar por gravidade o conteúdo do gobelé 2.
9. Guardar o precipitado numa caixa de Petri.
10. Deixar secar à temperatura ambiente.

Notas:
(1) Opcional – Se usar leite com gordura, pode proceder à lavagem do precipitado com álcool etílico, dado
que a caseína é insolúvel em álcool etílico. Este procedimento serve para remover alguma gordura.
(2) O vinagre pode ser substituído por uma solução aquosa de ácido acético a 10%.
(3) A filtração por gravidade pode ser substituída por uma filtração por vácuo, caso seja difícil secar o
precipitado.

D – Presença de caseína
1. Transferir uma pequena porção de caseína para um tubo de ensaio.
2. Testar o conteúdo do tubo de ensaio, com o teste do biureto.



10 – Identificação de aminoácidos
… por teste de solubilidade e reação xantoproteica

Material
 Tubos de ensaio  Mola de madeira
 Suporte para tubos de ensaio  Balança
 Espátula  Vidro de relógio
 Vareta de vidro  Proveta
 Pipeta graduada 1,00 mL  Espátula
 Pompete  Placa de aquecimento
 Pipeta conta-gotas

Reagentes
 Aminoácidos: cisteína, glicina, metionina, tirosina, triptofano
 Hidróxido de sódio (s)  Água desionizada (ℓ)
 Indicador universal em papel  Ácido nítrico concentrado (ℓ)

protecção facial.
ou um médico.


Tabela 10.2 – Informações sobre ácido nítrico concentrado.

Nome Ácido nítrico concentrado

Fórmula química  HNO3


Advertências de perigo H272 – Pode agravar incêndios; comburente

H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.

Recomendações de prudência P220 – Manter/guardar afastado de roupa/matérias combustíveis.

protecção facial.
P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS:
enxaguar cuidadosamente com água durante vários minutos. Se usar lentes de
contacto, retire-as, se tal lhe for possível. Continuar a enxaguar.
P310 – Contacte imediatamente um CENTRO DE INFORMAÇÃO
ANTIVENENOS ou um médico.

A – Preparação da solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V)
 Usar como solvente água desionizada

B – TESTE DE SOLUBILIDADE
1. Colocar 2 mL de água desionizada em 5 tubos de ensaio.
2. Numerar os tubos de ensaio.
3. Adicionar, em seguida, uma pequena quantidade de cada aminoácido nos respetivos tubos de ensaio,
de acordo com a tabela 10.3.
4. Agitar cada um dos tubos de ensaio.
5. Verificar a respetiva solubilidade.

Tabela 10.3 – Teste de solubilidade.
Tubo de ensaio 1 2 3 4 5
Aminoácido Cisteína Glicina Metionina Tirosina Triptofano
Teste de solubilidade * * * * *
*Nota: solúvel ou não solúvel em água



C – REAÇÃO XANTOPROTEICA, para identificar a tirosina e triptofano
1. Medir 5 mg de cada um dos aminoácidos.
2. Identificar cinco tubos de ensaio (limpos e secos).
3. Transferir cada um dos aminoácidos para o respetivo tubo de ensaio.
4. Adicionar a cada um dos tubos de ensaio 1 mL de ácido nítrico concentrado.
5. Aquecer no interior da hotte, cuidadosamente, cada um dos tubos de ensaio.
6. Deixar arrefecer.
7. Observar a cor da solução. (O aparecimento de uma coloração amarela ou a formação de um
precipitado é indicador de uma reação positiva).
8. Adicionar, gota a gota, uma solução aquosa de hidróxido de sódio, até reação alcalina. Retirar
esporadicamente uma gota da amostra e verificar o valor de pH, usando papel indicador universal.
9. Observar a cor da solução. (O aparecimento de cor laranja intensa corresponde a uma reação
positiva.)

Tabela 10.4 – Reação xantoproteica.
Gobelé/tubo de ensaio 1 2 3 4 5
Aminoácido Cisteína Glicina Metionina Tirosina Triptofano
Reação xantoproteica * * * * *
*
Nota: reação positiva ou negativa



11 – Composição química dos alimentos

A presença de proteínas pode ser detetada a partir da reação do biureto, quando ocorre a formação de
flocos azuis que precipitam, ficando a solução com um anel violeta.
A presença de açúcares redutores pode ser visível a partir do teste de Fehling, quando se forma um
precipitado cor de tijolo. O aparecimento de um precipitado de óxido de cobre(I) (Cu2O) de cor tijolo
permite comprovar a presença de glicose.
O soluto de Lugol, na presença de amido, toma a cor azul.

Material
 Balança  Almofariz
 Espátula  Pipeta conta-gotas
 Tubos de ensaio  Papel de filtro
 Suporte para tubos de ensaio  Pipeta graduada 5,00 mL
 Lamparina com álcool  Proveta de plástico de 5 mL
 Mola de madeira  Pipeta graduada 2,00 mL
 Funil  Suporte universal
 Matráz  Anel adaptado a um funil

Reagentes
 Hidróxido de sódio (s)  Leite
 Sulfato de cobre(II) pentahidratado (s)  Azeite
 Tartarato de sódio e potássio tetrahidratado (s)  Refrigerante
 Iodeto de potássio (s)  Iogurte líquido magro
 Iodo (s)  Maçã


protecção facial.
ou um médico.

resíduos.

Tabela 11.3 – Informações sobre tartarato duplo de sódio e potássio tetrahidratado.
Nome Tartarato duplo de sódio e potássio tetrahidratado
Fórmula química  KOCOCH(OH)CH(OH)COONa · 4H2O


Tabela 11.4 – Informações sobre iodo.
Nome Iodo
Fórmula química  I2
Advertências de perigo H312 – Nocivo em contacto com a pele.
H332 – Nocivo por inalação.
H400 – Muito tóxico para os organismos aquáticos.
P280 – Usar luvas de protecção/ vestuário de protecção.

Tabela 11.5 – Informações sobre iodeto de potássio.
Nome Iodeto de potássio
Fórmula química KI
H315 – Provoca irritação cutânea
Recomendações de prudência P305 + P351 + P338 – SE ENTRAR EM CONTACTO COM OS OLHOS: enxaguar

A – Preparação da solução A de Licor de Fehling
1. Dissolver 6,9 g sulfato de cobre(II) pentahidratado em 100 mL de água desionizada.
2. Guardar a solução num frasco devidamente identificado.

B – Preparação da solução B de Licor de Fehling
1. Dissolver cerca de 35 g tartarato de sódio e potássio e 5 g hidróxido de sódio em 100 mL de água
desionizada.
2. Guardar a solução num frasco de plástico, devidamente identificado.

Nota: As soluções de licor de Fehling A e B devem ser guardadas em frascos separados e usadas na
proporção de 1:1.



C – Preparação de água iodada
1. Dissolver iodeto de potássio sólido em água desionizada.
2. Adicionar iodo, no estado sólido.
3. Agitar a mistura.
4. Guardar num frasco de vidro escuro, devidamente identificado.

D – Preparação de solução aquosa de hidróxido de sódio a 10% (m/V)

E – Preparação de solução aquosa de sulfato de cobre a 1% (m/V)

F – Análise da composição química dos alimentos
1. Selecionar um dos alimentos.
2. Se o alimento estiver no estado sólido, macerar o alimento com o auxílio de um almofariz.
3. Medir 10 g do alimento selecionado.
4. Identificar os quatro tubos de ensaio.
5. Colocar no tubo de ensaio A uma pequena quantidade de amostra.
6. Retirar do tubo de ensaio, umas gotas de amostra e colocá-las sobre papel de filtro.
7. Deixar evaporar à temperatura ambiente o papel de filtro contendo a amostra.
8. Observar o papel de filtro seco.
9. Colocar no tubo de ensaio B, aproximadamente 2 mL de amostra.
10. Adicionar 2 gotas de solução aquosa de sulfato de cobre.
11. Adicionar, posteriormente, 4 mL de solução aquosa de hidróxido de sódio.
12. Agitar o conteúdo do tubo de ensaio.
13. Observar a cor.
14. Transferir cerca de 2 mL de amostra para o tubo de ensaio C.
15. Adicionar 1 mL de solução A de licor de Fehling.
16. Posteriormente adicionar 1 mL de solução B de licor de Fehling.
17. Acender a lamparina.
18. Com uma mola de madeira, segurar o tubo de ensaio e aquecer a mistura.
19. Observar a mudança de cor e o aparecimento de um precipitado cor de tijolo.
20. Apagar a lamparina.
21. Colocar o tubo de ensaio no suporte para tubos de ensaio.
22. Colocar no tubo de ensaio D a amostra.
23. Adicionar 10 gotas de água iodada.
24. Observar a cor.



12 – Passagem de substâncias através de uma membrana biológica

Material
 Pipeta conta-gotas  Pinça
 Gobelé

Reagentes
 Ovo  Água desionizada (ℓ)
 Água iodada  Solução de amido

A – Preparação da solução de amido
1. Medir 1,25g de amido.
2. Adicionar uma pouco de água fria até formar uma pasta.
3. Acrescentar água desionizada quente (sem ter entrado em ebulição) até perfazer um volume de 50 mL.
4. Agitar bem.

B – Difusão
1. Partir o ovo em duas metades.
2. Retirar o conteúdo. (Nota: Guardar o conteúdo para outra atividade experimental. Pretende-se usar
apenas a casca do ovo.)
3. Usar apenas uma das metades do ovo e guardar a outra metade.
4. Bater a extremidade da metade do ovo mais afastada dos bordos, ao de leve na bancada de trabalho,
de modo a rachar a casca.
5. Cuidadosamente, retirar com o auxílio de uma pinça os fragmentos da casca, de modo a não romper a
membrana interna e a deixar uma pequena parte desta membrana a nu.
6. Verificar que não houve ruptura da membrana, por adição de uma pequena quantidade de água no
fundo da casca.
7. Colocar a solução de amido previamente preparada num gobelé. O diâmetro do gobelé tem que ser
inferior ao diâmetro da casca do ovo.
8. Introduzir a metade do ovo no gobelé contendo a solução de amido. A zona onde a membrana ficou
exposta (fundo da casca do ovo) deve estar em contacto com a solução de amido.
9. Colocar algumas gotas de solução de Lugol ou água iodada dentro da casca do ovo.
10. Observar o que acontece.



13 – Nutrição e transporte de vertebrados

Material
 Gobelé  Suporte para tubos de ensaio
 Fio  Tubos de ensaio
 Molas  Proveta graduada 20 mL
 Pompete  Pipeta graduada 5,00 mL
 Lamparina com álcool corado  Fósforos
 Mola de madeira

Reagentes
 Tripa de porco ou membrana de diálise (fragmentos de 10 a 15 cm)
 Água desionizada (ℓ)  Sal duplo de tartarato de sódio e potássio (s)
 Clara de ovo  Sulfato de cobre pentahidratado (s)
 Vitamina C /ácido ascórbico (s)  Solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V)
 Glicose (s)  Solução de indofenol a 1%
 Amido (s)  Solução A e B de Licor de Fehling
 Cloreto de sódio (s)  Água iodada
 Solução de nitrato de prata

Tabela 13.1 – Informações sobre indofenol.
Nome Indofenol
Fórmula química  C12H9NO2
Advertências de perigo H315 – Provoca irritação cutânea.
Recomendações de prudência P261 – Evitar respirar as poeiras/ fumos/ gases/ névoas/ vapores/ aerossóis


Tabela 13.2 – Informações sobre cloreto de sódio.
Nome Cloreto de sódio
Fórmula química  NaCℓ

Tabela 13.3 – Informações sobre nitrato de prata.
Nome Nitrato de prata
Fórmula química  AgNO3
Pictograma de perigo GHS03, GHS05, GHS09
Advertências de perigo H272 – Pode agravar incêndios; comburente.
H314 – Provoca queimaduras na pele e lesões oculares graves.
Recomendações de prudência P220 – Manter/guardar afastado de roupa/matérias combustíveis.
protecção facial.
ou um médico.
resíduos.

Nome Sulfato de cobre pentahidratado
resíduos.


protecção facial.
ou um médico.

Tabela 13.6 – Informações sobre ácido ascórbico.
Nome Ácido ascórbico
Fórmula química C6H8O6

Tabela 13.7 – Informações sobre glicose.
Nome Glicose
Fórmula química  C6H12O6

A – Preparação da solução aquosa de nitrato de prata

B – Preparação do reagente do teste do biureto
1. Medir 1,5 g de sulfato de cobre pentahidratado.
2. Medir 6,0 g de tartarato duplo de sódio e potássio
3. Dissolver em 500 mL de água desionizada.
4. Medir 300 mL de solução aquosa de hidróxido de sódio 10% (m/V).
5. Adicionar, sob agitação constante, a solução aquosa de hidróxido de sódio.
6. Perfazer com água desionizada até um volume de 1 L.
7. Guardar o reagente num frasco de vidro.



C – Preparação de amostras para posterior identificação de substâncias
1. Preparar a solução aquosa de glicose 20%.
2. Preparar a solução de amido 1%.
3. Preparar a solução diluída de clara de ovo (1:5).
4. Preparar a solução aquosa de vitamina C 0,5%.
5. Preparar a solução aquosa de cloreto de sódio 5%
6. Mergulhar a tripa num gobelé com água desionizada até se tornar maleável.
7. Retirar a tripa do gobelé.
8. Fechar uma das extremidades a tripla.
9. Introduzir no interior da tripa, cerca de 5 ml das soluções, preparadas nos pontos 1, 2, 3 e 4 e 5.
10. Fechar a outra extremidade da tripa.
11. Mergulhar a tripa em 250 mL água desionizada. Utilizar molas para prender as extremidades da tripa
ao gobelé ou um fio para atar cada uma das extremidades da tripa.
12. Identificar 5 tubos de ensaio.
13. Após 5 minutos, retirar cerca de 5 mL do conteúdo do gobelé, onde se encontra mergulhada a tripa,
numa zona próxima da tripa.
14. Transferir para o tubo de ensaio 1.
15. Após 15 minutos retirar uma nova amostra do conteúdo do gobelé.
16. Transferir a amostra para o tubo de ensaio 2.
17. Após 25 minutos retirar nova amostra do conteúdo do gobelé.
19. Após 35 minutos retirar a última amostra do conteúdo do gobelé.
21. Após 40 minutos retirar a última amostra do conteúdo do gobelé.

D – Identificação de substâncias
1. Identificar as substâncias presentes em cada um dos tubos de ensaio, de acordo com a tabela 13.8.


Tabela 13.8 – Identificação de glicose, proteínas, vitamina C, amido e cloreto de sódio.
Amostra Substância a identificar Teste
Tubo de ensaio A Glicose Teste do licor de Fehling
Tubo de ensaio B Proteínas Reação do biureto
Tubo de ensaio 1 Tubo de ensaio C Vitamina C Solução de indofenol
Tubo de ensaio D Amido Lugol ou água iodada
Tubo de ensaio E Cloreto de sódio Solução aquosa de nitrato de prata


 De entre as substâncias (glicose, proteínas, vitamina C, cloreto de sódio e amido) indicar quais as que
conseguiram atravessar a tripa de porco
 Papel do intestino delgado na digestão
 Função do intestino
 Uso da membrana de diálise
 Esquema representativo do intestino delgado e o sangue
 Processo de absorção é imediato ou não?



14 – Extração de ADN

O significado da sigla ADN é ácido desoxirribonucleico. Em inglês, representa-se por DNA,
deoxyribonucleic acid.
A molécula de ADN está presente em todos os seres vivos, vegetais e animais.

Material
 Almofariz  Proveta 50 mL
 Bisturi  Tubo de ensaio
 Banho de gelo  Espátula
 Papel de filtro  Vareta de vidro
 Proveta 10 mL  Anel adaptado a um funil
 Balança  Funil
 Suporte para tubos de ensaio  Suporte universal
 Pipeta conta-gotas  Matráz
 Placa de aquecimento  Gobelé
 Sacos

Reagentes
 Detergente da loiça  Kiwi, cebola, ervilha, morango, banana
 Água desionizada (ℓ)  Etanol 96% frio
 Sal de cozinha

Tabela 14.1 – Informações sobre o etanol.
Nome Etanol
fumar.


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