Índice
Introdução......................................................................................................... 1
Protocolo do Relatório..................................................................................... 2
1. Spartina ................................................................................................... 2
1.1 O que é? ............................................................................................... 2
1.2 Onde se encontra?................................................................................ 3
1.3 Aplicações?........................................................................................... 3
2. Extracções.................................................................................................. 4
2.1 Soxhlet .................................................................................................. 4
2.2 A frio...................................................................................................... 5
3. Concentração dos extractos ....................................................................... 6
3.1 Evaporador rotativo............................................................................... 6
3.2 Corrente de azoto.................................................................................. 6
4. Filtração e descoloração............................................................................. 7
4.1 Filtração por algodão............................................................................. 7
4.2 Descoloração com carvão activado....................................................... 7
5. Purificação dos extractos............................................................................ 9
5.1 Extracção em fase sólida com sílica ..................................................... 9
5.2 Extracção líquido-líquido de etanol ..................................................... 10
6. Cromatografia........................................................................................... 13
6.1 Cromatografia gasosa ou GCMS ........................................................ 13
6.2 Cromatografia líquida ou HPLC .......................................................... 14
7. Absorção electrónica ............................................................................. 15
7.1 Transições electrónicas....................................................................... 15
7.2 Determinação da actividade antioxidante............................................ 16
Actividade experimental ................................................................................ 17
HPLC ............................................................................................................ 17
Determinação da actividade antioxidante ..................................................... 18
Apresentação de resultados ......................................................................... 19
Cromatografia líquida ................................................................................... 19
Cromatografia gasosa .................................................................................. 25
Determinação da actividade anti radicalar do extracto de Spartina maritima
(fase aquosa) através do método do DPPH ................................................. 27
Discussão de resultados ............................................................................... 29

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Unidade de Biotecnologia Ambiental – Faculdade de Ciências e Tecnologia, Monte de Caparica
Estágio no âmbito do programa Ciência Viva 1
Introdução
Este relatório foi desenvolvido no âmbito dos estágios “Extracção de
compostos bioactivos nas plantas silvestres portuguesas” e ”Caracterização
nutricional das plantas silvestres portuguesas”, pertencentes ao projecto de
Ocupação Científica dos Jovens nas Férias (por parte da Ciência Viva),
compreendidos entre 24 de Julho de 2006 e 04 de Agosto de 2006, com vista a
dar a conhecer os resultados das análises efectuadas a uma planta de águas
paradas e salinas (Spartina maritima).
Todo o processo (incluindo a feitura do relatório) realizou-se na
UNIVERSIDADE NOVA DE LISBOA, Unidade de Biotecnologia Ambiental –
Faculdade de Ciências e Tecnologia, Monte de Caparica – (UNL/FCT), tendo
como orientadores, os seguintes:
• Doutor Paulo Renato Costa Figueiredo; Professor associado da
Universidade Lusófona de Humanidades e Tecnologias (ULHT) e Investigador
da Unidade de Biotecnologia Ambiental
• Doutora Margarida Gonçalves; Professora auxiliar da Faculdade
de Ciências e Tecnologia da Universidade Nova de Lisboa e Investigadora da
Unidade de Biotecnologia Ambiental
• Doutor Fernando Reboredo; Professor auxiliar da Faculdade de
Ciências e Tecnologia da Universidade Nova de Lisboa e Investigadora da
Unidade de Biotecnologia Ambiental
Os alunos envolvidos no projecto, por sua vez, foram:
• Ana Rita Neves Teixeira1
• Inês Alexandra Manata Antunes Valente2
• Joana Pais Macara Abrantes Cardoso3
• Marlon Eduardo dos Santos Martins Francisco4
1
Escola Secundária da Lourinhã
2
Escola Secundária da Portela
3
Escola Técnica e Liceal Salesiana Santo António (Estoril)
4
Escola Secundária Moinho de Maré

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Protocolo do Relatório
1. Spartina
1.1 O que é?
Classificação:
Reino – Plantae
Sub-reino – Tracheobionta
Superdivisão – Spermatophyta
Divisão – Magnoliophyta
Classe – Commelinidae
Ordem – Cyperales
Família – Poaceae
Género – Spartina
Espécie – Spartina marítima
Desenvolvendo-se em zonas frequentemente alagadas, a Spartina
martitima é uma planta cujo tamanho normalmente oscila entre 20-70 cm,
acima da superfície. Relativamente à cor, tende a situar-se na gama dos
verdes na Primavera e no Verão e nos castanhos-claros no Outono. As folhas
em geral são finas e compridas, com cerca de 10-40 cm e 0.5-1 cm de
espessura na base e confluindo num ponto. Produz flores e sementes, sendo
estas primeiras de cor esverdeada, tornando-se castanho no Inverno.
O ciclo haplo-diplonte da S. maritima leva a que esta tenha uma grande
variabilidade genética devido à reprodução sexuada que esta executa.
Depois da sua fixação no lodo (geralmente em sapais), os rizomas
tendem a crescer centrifugalmente formando áreas redondas que servem como
armadilhas de sedimentos, tornando-se côncava devido à acumulação de
sedimentos na direcção da sua zona central.
O tamanho da planta nas áreas redondas aumenta dos limites para o
centro, enquanto que a sua distribuição caracteriza-se por um conjunto de
circunferências concêntricas de diferentes densidades, sendo que a de maior
encontra-se no limite e a de menor no centro. Contudo e apesar da menor

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densidade e maior altura da S. maritima no centro, mais nenhuma espécie
vegetal foi aí encontrada.
Relativamente às flores da S. maritima, estas incluem-se no grupo de
hermafroditas, sendo que apresentam uma fluorescência de 5-15 cm cilíndrica
e geralmente formada por duas a quatro espigas de 4-10 cm. Estas comportam
numerosas espiguinhas uniformes, sendo que cada uma das quais tem glumas
desiguais e pelosas. Cada flor tem três estames com anteras de 4-6 mm e um
ovário unilateral com apenas uma vesícula seminal primordial e três estigmas
plumosos.
A reprodução efectua-se essencialmente por sementes ou fragmentação
dos rizomas.
1.2 Onde se encontra?
A S. maritima é uma espécie nativa das costas ocidentais e do Sul da
Europa (assim como do Oeste de África), desde os Países Baixos até à costa
atlântica de Marrocos, passando por Inglaterra e Irlanda, e encontrando-se,
também, nas margens mediterrânicas. Existe também uma população disjunta
nas costas atlânticas da Namíbia e da África do Sul.
Preferencialmente a S. maritima fixa-se em zonas pantanosas, ou
compostas por lodo (como sapais, por exemplo) e bastante salgadas.
1.3 Aplicações?
A S. maritima é essencialmente usada para bioremediação, uma vez
que ela absorve os metais pesados existentes na água. Assim sendo, esta
serve, ou poderá vir servir, como um agente de limpeza dos locais onde se
encontra.

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2. Extracções
2.1 Soxhlet
O extractor Soxhlet é uma peça de material de vidro de laboratório
inventada em 1879 por Franz Von Soxhlet. Foi criado especialmente para a
extracção de lípidos a partir de um material sólido e quaisquer outros
compostos difíceis de extrair a partir de material sólido.
Esta técnica inicia-se colocando a amostra num papel de filtro (forma
cilíndrica) dentro do Soxhlet. O solvente é aquecido num balão de fundo
redondo, originando vapor. O vapor proveniente do solvente aquecido passa
para o condensador onde é refrigerado passando ao estado líquido e enchendo
o extractor até ao nível do tubo lateral. Ao longo do tempo, o solvente vai
arrastando compostos solúveis presentes na amostra e após vários ciclos
obtém-se e extracto final.
Saída de água
Condensador
Entrada de água
Soxhlet
Placa de aquecimento
Fig. 1 – Método de extracção Soxhlet
Amostra no papel de
filtro
Solvente

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2.2 A frio
A técnica de extracção a frio é feita através da utilização de um agitador
magnético. Utilizando como solventes:
• Etanol
• Clorofórmio
• Hexano
• 70% Metanol: 30% água

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3. Concentração dos extractos
3.1 Evaporador rotativo
Aparelho que permite evaporar solventes a baixa temperatura e
recorrendo a baixa pressão (T=30ºC).
Fig. 2 – Evaporador rotativo
3.2 Corrente de azoto
Trata-se de um processo que permite evaporar solventes a baixas
temperaturas, utilizando-se na concentração de pequenos volumes de solução
entre 5-10 mL. Funciona usando o princípio de diferença de pressões, ou seja,
o azoto presente na garrafa está a uma pressão muito mais elevada do que a
exterior. Assim sendo, quando se permite a circulação do gás para o exterior,
este vai conseguir evaporar o solvente devido à enorme pressão e rapidez com
que sai.
Emprega-se o azoto por ser um gás inerte e de baixo custo.
Balão da amostra
(spartina)
Banho de aquecimento
Balão de recolha
Condensador

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4. Filtração e descoloração
4.1 Filtração por algodão
A filtração é uma operação simples que consiste em separar líquidos e
sólidos, através de papel (papel de filtro), algodão ou ainda algodão de vidro.
Usa-se algodão comum quando se deseja evitar a perda de material por
dispersão através do papel.
Para que uma boa filtração ocorra, as seguintes condições devem ser
satisfeitas:
– O corpo sólido não deve passar através do filtro ou penetrar nos poros,
obstruindo-os;
– O líquido não deve reagir com o papel, com o algodão ou com o
algodão de vidro, nem o deve dissolver, mesmo que parcialmente (líquidos
dissolventes de celulose);
No primeiro caso, a adição de produtos coadjuvantes à mistura que
agem como absorventes da parte sólida (geralmente coloidal) favorece a
filtração. Como produtos coadjuvantes empregam-se terras de diatomáceas
(terras de infusórios), que absorvem não só os produtos coloidais, mas também
o carvão activado usado nas filtrações como descorante e que, não raramente,
passa através do papel.
4.2 Descoloração com carvão activado
O carvão activado é um pó preto muito fino e leve. Não tem odor e/ou
sabor e é praticamente insolúvel em todos os solventes.
O carvão activado é uma substância com elevada capacidade de
adsorção (a adesão de moléculas de um fluido, o adsorvido, a uma superfície
sólida, o adsorvente; o grau de adsorção depende da temperatura, da pressão
e da área da superfície) de vários tipos de compostos. Quando administrado
por via oral reduz a absorção sistémica de substâncias tóxicas no tracto
gastrointestinal por adsorção das mesmas e quando administrado por via
tópica adsorve moléculas voláteis que se libertam do metabolismo microbiano.

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O carvão activado tem uma elevada capacidade de adsorção de substâncias
orgânicas e de algumas substâncias inorgânicas entre as quais alguns
fármacos como barbitúricos, antidepressivos tricílicos e paracetamol.
Não tem grande capacidade de absorção de ácidos fortes, bases fortes
e de outros agentes corrosivos e a sua actividade é limitada na presença de
alguns sais inorgânicos entre os quais sais de ferro e lítio e de alguns solventes
orgânicos como o etanol e o metanol.
Sendo assim, e devido à polaridade presente no carvão activado, este
adsorve moléculas também elas polares que normalmente são de grandes
dimensões e que, para o estudo em causa, não nos interessava. Essas
moléculas podem ser, por exemplo, a clorofila e os carotenóides, ou, mais
especificamente, pigmentos. Contudo, certos corantes, devido às suas
propriedades químicas, como a (pequena) dimensão que possuem e fraca
polaridade não são adsorvidos pelo carvão activado (ou pelo menos são-no em
menor quantidade).

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5. Purificação dos extractos
5.1 Extracção em fase sólida com sílica
Protocolo Experimental:
Passo 1 – Coloca-se uma coluna de sílica (com 400 mg do respectivo
composto) numa garra, sendo que esta estava previamente colocada num
suporte universal. Debaixo da coluna de extracção coloca-se um balão de
Erlenmeyer onde vai ser recolhido primeiramente o hexano.
Passo 2 – Condiciona-se a coluna (saturando-se a sílica) com cerca de 10 mL
de hexano com a ajuda de uma pipeta Pasteur e uma pompete.
Passo 3 – Espera-se até que o solvente atinja a superfície da sílica.
Passo 4 – Novamente com a ajuda de uma pipeta Pasteur e uma pompete,
coloca-se um pouco da amostra em questão na coluna. Substitui-se o balão de
Erlenmeyer por um frasco de amostra de dimensões reduzidas.
Passo 5 – Após um tempo curto de espera, coloca-se novamente hexano na
coluna (cerca de 5-7 mL) que começará a gotejar, substituindo-se o frasco de
amostra usado, por um outro não usado. Paralelamente capsula-se (e rotula-
-se) o usado.
Passo 6 – Após o hexano atingir a superfície da sílica, colocam-se cerca de 5-7
mL na coluna de dicolorometano + hexano (1:1), substituindo-se o frasco de
amostra e capsulando o usado.
Passo 7 – Repete-se o mesmo processo (passo 6) para o mesmo valor de
volume de diclorometano.
Este protocolo foi aplicado aos extractos a frio, concentrados em
evaporador rotativo e corrente de azoto, descolorados com carvão activado e
filtrados em algodão de clorofórmio, hexano, diclorometano e etanol.

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5.1.1 Extracção de clorofórmio concentrado (Imagem 1)
Imagem 1
5.1.2 Extracção de clorofórmio diluído (Imagem 2)
Imagem 2
5.1.3 Extracção do produto de diclorometano (Imagem 3)
Imagem 3

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5.2 Extracção líquido-líquido de etanol
5.2.1 Extracção com hexano
Coloca-se o extracto de etanol numa ampola de decantação adiciona-se
hexano e agitam-se as fases para promover a sua mistura. Após a agitação
deixa-se a ampola em repouso para ocorrer a separação das fases. Como o
hexano é menos denso que o etanol vai localizar-se no topo ficando o etanol
em baixo. Retira-se a fase de etanol para um Erlenmeyer e a fase de hexano
para outro. A fase de etanol é recolocada na ampola de decantação para se
efectuar a extracção seguinte. A fase de hexano foi analisada por
cromatografia gasosa e espectrometria de massa.
Fig.3 – Extracção líquido-líquido de etanol com recurso a hexano
Hexano
Etanol
Hexano

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5.2.2 Extracção com diclorometano
Repete-se o procedimento descrito acima mas utilizando desta vez o
diclorometano como solvente de extracção. Sendo o diclorometano mais denso
que o etanol vai localizar-se por baixo. Seguidamente ao processo de
extracção recolheu-se o diclorometano e colocou-se num frasco de amostra até
ser analisado por cromatografia gasosa e espectrometria de massa.
Fig. 4 – Extracção líquido-líquido de etanol com recurso a diclorometano
Diclorometano
Etanol
Diclorometano

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6. Cromatografia
A cromatografia é um processo de separação físico-químico, cuja
aplicação permite a análise qualitativa (mais comummente) ou quantitativa de
uma amostra. A cromatografia permite separar constituintes de uma mistura
através de sua distribuição por duas fases: uma estacionária (fixa) e outra
móvel.
Condições cromatográficas (predefinidas):
• O fluxo (velocidade de passagem dos solventes ao longo do tempo)
• A percentagem de diluentes
6.1 Cromatografia gasosa ou GCMS (Gas Chromatography to Mass
Spectrometry)
A amostra é injectada (no injector) e arrastada pela fase móvel (gás de
arraste) através da coluna que contém a fase estacionária (coluna
cromatográfica aquecida), que tem a função de reter os componentes da
mistura. As substâncias separadas saem da coluna dissolvidas na fase móvel e
passam por um detector que gera um sinal eléctrico proporcional à quantidade
de material separado.
Fig. 5 – Técnica de cromatografia gasosa e espectrometria de massa

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6.2 Cromatografia líquida ou HPLC (High Performance Liquid
Chromatography)
É uma técnica cromatográfica que utiliza como fase móvel um solvente
ou mistura de solventes e como fase estacionária um material polimérico. A
amostra é injectada sob a forma de uma solução concentrada. Os
componentes dessa solução (analitos) adsorvem na fase estacionária que os
retém. A fase móvel é então bombeada a alta pressão para o interior da coluna
onde se processa a eluição dos analitos. A separação cromatográfica ocorre
porque diferentes moléculas têm diferente solubilidade na fase móvel e
diferente afinidade para a fase estacionária. Assim, serão eluídas em primeiro
lugar as moléculas com mais afinidade para a fase móvel e em último lugar as
moléculas com mais afinidade para a fase estacionária.
Fig. 6 – Diagrama de HPLC

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7. Absorção electrónica
Muitas moléculas absorvem radiação Ultravioleta e visível. A
absorvância da solução aumenta proporcionalmente ao acréscimo da
intensidade da radiação. A absorvância é directamente proporcional ao
percurso óptico (b) e à concentração (c) do composto absorvente. A lei de Beer
traduz-se em:
• A = εbc, em que ε é uma constante de proporcionalidade, chamada
coeficiente de extinção molar.
Diferentes moléculas absorvem moléculas de diferentes comprimentos
de onda. Assim sendo, um espectro de absorção revelará um número de
bandas correspondentes aos grupos estruturais constituintes da molécula. Por
exemplo, a absorção que é observada na região UV por um grupo carbonilo da
acetona tem o mesmo comprimento de onda que absorção de um grupo
carbonilo de qualquer outra molécula.
7.1 Transições electrónicas
A absorção de radiação UV ou visível corresponde à excitação dos
electrões de valência. São considerados três tipos de transições electrónicas:
• Transições envolvendo π, σ e n electrões
• Transições envolvendo electrões de transferência de carga
• Transições envolvendo electrões de orbitais d e f
Quando um átomo ou uma
molécula absorvem energia, passam de
um estado fundamental para um estado
excitado. Numa molécula, cada átomo
vibra e roda relativamente aos

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restantes. Estas vibrações e rotações também têm níveis discretos de energia,
que podem ser considerados como adjacentes a cada nível electrónico.
7.2 Determinação da actividade antioxidante
Para verificar se um dado composto possui actividade antioxidante
podemos testar a sua reactividade com o radical estável DPPH em soluções
homogéneas ou em meios simulando as interfaces lipido-água dos sistemas
biológicos.
A estequiometria da reacção do DPPH com um composto antioxidante
pode ser descrita pelas seguintes equações:
DPPH. +aox + H
.
DPPH(H) + R
.
(1)
DPPH(H) + R
.
DPPH
.
+ aox + H
.
(2)
DPPH
.
+ R
.
produto (3)
R
.
+ R
.
produto (4)
R
.
+ R
.
produto + aox (5)
(1) envolve a abstracção de hidrogénio do antioxidante presente na
sua forma protenada, ou transferência electrónica entre o DPPH e antioxidante
ligada à captura de um protão, sendo esta a hipótese mais provável.
(2) tem em conta a reversibilidade do passo inicial.

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Actividade experimental
HPLC
Todas as amostras obtidas após a extracção e purificação foram
analisadas num aparelho de HPLC, Spectra Systems com detector de vector
de iodos UV6000LP (Grupo Thermo Electron). A recolha de dados e a sua
análise foi efectuada utilizando o software Finnigan Xcalibur 1.4. A coluna
utilizada foi uma C18 5 µ ODB (250x4.6mm, tamanho de partícula 5µm,
Interchim Uptisphere, Montluçon, France). Foi usada uma fase móvel binária
para eluir as amostras injectadas. No programa I a fase móvel A é constituída
por água e a fase móvel B por acetonitrilo. O gradiente de eluição usado foi: em
0minutos 95% de A, em 75minutos 25% de A e em 80minutos 95% de A. O
fluxo utilizado foi de 1mL/min. As amostras foram filtradas antes das injecções.
A fase móvel A do programa II é constituída por água/ácido acético
(99:1, v/v) e a fase móvel B por água/ácido acético (90:10, v/v). O gradiente de
eluição usado foi: em 15minutos 0-78% de B e em 45minutos 78-100% de B. O
fluxo utilizado foi de 0.7mL/min. As amostras foram filtradas antes das
injecções.
A fase móvel A do programa III é constituída por água/ácido acético
(99:1, v/v) e a fase móvel B por água/ácido acético (90:10, v/v). O gradiente de
eluição usado foi: em 45minutos 0-67% de B, em 10minutos 67-83% de B e em
20minutos 83-100%. O fluxo utilizado foi de 1mL/min. As amostras foram
filtradas antes das injecções.
Imagem 4 – Exemplo de um aparelho de HPLC

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Determinação da actividade antioxidante
A capacidade de abstracção de radicais livres da fase aquosa do
extracto de Spartina maritima foi determinada de acordo com um método
descrito na literatura. A absorção foi medida num espectro de absorção
electrónica Cecil 9000. 0.1mL da amostra a analisar foi adicionada a uma
cuvette contendo 2.9mL de uma solução 6x10-5M de DPPH em metanol. A
mistura é agitada e a absorção é imediatamente medida. Em intervalos de
15segundos são feitas medições até se atingir um patamar. A percentagem de
abstracção de radicais livres é determinada de acordo com a equação:
% de inibição = x100
A
A
1
branco
516nm,
amostra
516nm,








−

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Catechin
Rt=15.72 min; λmax=279 nm
0
100000
200000
300000
400000
500000
250 300 350 400 450 500
λ
λ
λ
λ/nm
Abs
Apresentação de resultados
Tab. 1 – Determinação do teor de humidade da Spartina
Cromatografia líquida
Fig. 7 – Tempos de retenção dos compostos padrão nos três sistemas cromatográficos
utilizados e o espectro exemplificativo de um desses compostos (catequina)
Amostra
Peso
cx.
Petri/g
Cx. +
amostra/g
Amostra
fresca/g
Cx. +
amostra
seca/g
Amostra
seca/g
%
%
humidade
%
humidade
média
1 104,275 109,261 4,986 106,136 1,861 37,32451 62,67549138
2 114,491 118,467 3,976 115,925 1,434 36,0664 63,93360161 63,24797108
3 108,858 113,371 4,513 110,525 1,667 36,93774 63,06226457
4 101,255 104,979 3,724 102,646 1,391 37,35231 62,64769066
5 103,421 110,069 6,648 105,839 2,418 36,37184 63,62815884
6 101,693 113,811 12,118 109,95 8,257 68,13831 31,86169335
7 100,03 103,983 3,953 101,441 1,411 35,69441 64,30559069
8 101,954 107,101 5,147 103,885 1,931 37,517 62,48299981
Rt/min
Padrões Resv. Mono. Poli.
(+)-catequina 15.72 30.15 44.85
(-)-epicatequina 18.48 51.55 68.78
(-)-epigalocatequina 14.13 30.70 47.15
(-)-epigalocatequina
galato
19.18 43.18 60.90
(-)-epicatequina
galato
23.97 51.73
Procianidina B1 13.35 24.17 38.82
Procianidina B2 16.83 35.35 55.15

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Programa estilbenóides
285 nm
0
500000
1000000
1500000
2000000
2500000
0 10 20 30 40 50 60 70 80
t/min
Int.
(u.
a.)
aq
org
Fig. 8 – Cromatogramas das fases aquosa e orgânica de extractos em metanol/água de
Spartina maritima usando o programa I, com detecção a 285 nm
Programa estilbenóides
307 nm
0
500000
1000000
1500000
2000000
2500000
0 10 20 30 40 50 60 70 80
t/min
Int.
(u.
a.)
aq
org
Fig. 9 – Cromatogramas das fases aquosa e orgânica de extractos em metanol/água de
Spartina maritima usando o programa I, com detecção a 307 nm

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Unidade de Biotecnologia Ambiental – Faculdade de Ciências e Tecnologia, Monte de Caparica
Estágio no âmbito do programa Ciência Viva 21
Programa Flavan-3-ol mono.
280 nm
0
100000
200000
300000
400000
500000
600000
700000
800000
0 10 20 30 40 50 60
t/min
Int
(u.
a.)
aq
org
Fig. 10 – Cromatogramas das fases aquosa e orgânica de extractos em metanol/água de
Spartina maritima usando o programa II, com detecção a 280 nm
Programa Flavan-3-ol Poliméricos
0
100000
200000
300000
400000
500000
600000
0 10 20 30 40 50 60 70 80 90
t/min
Int.
(u.
a.)
aq
org
Fig. 11 – Cromatogramas das fases aquosa e orgânica de extractos em metanol/água de
Spartina maritima usando o programa III, com detecção a 280 nm

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0
500000
1000000
1500000
2000000
2500000
250 350 450 550
λ
λ
λ
λ/nm
Abs
(u.
a.)
3.11
3.49
3.94
19.58
21.10
26.55
28.27
29.74
32.11
Fig. 12 – Espectros de absorção relativos ao cromatograma da fase aquosa da figura 8
0
200000
400000
600000
800000
1000000
1200000
1400000
1600000
1800000
2000000
250 350 450 550
λ
λ
λ
λ/nm
Abs
(u.
a.)
21.22
22.56
22.96
39.67
41.17
Fig. 13 – Espectros de absorção relativos ao cromatograma da fase orgânica da figura 8

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0
20000
40000
60000
80000
100000
120000
140000
160000
180000
200000
250 350 450 550
λ
λ
λ
λ/nm
Abs
(u.
a.)
37.08
Fig. 14 – Espectro de absorção relativo ao cromatograma da fase orgânica da figura 9
0
200000
400000
600000
800000
1000000
1200000
1400000
1600000
1800000
250 350 450 550
λ
λ
λ
λ/nm
Abs
(u.
a.)
6.22
12.97
30.67
36.44
39.10
40.24
Fig. 15 – Espectros de absorção relativos ao cromatograma da fase aquosa da figura 10

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0
200000
400000
600000
800000
1000000
1200000
250 350 450 550
λ
λ
λ
λ/nm
Abs
(u.
a.)
28.11
38.50
44.13
45.84
51.70
53.73
63.87
Fig. 16 – Espectros de absorção relativos ao cromatograma da fase aquosa da figura 11

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Cromatografia gasosa
RT: 0.00 - 52.03
0 5 10 15 20 25 30 35 40 45 50
Time (min)
0
200000
400000
600000
800000
1000000
1200000
1400000
1600000
1800000
R
e
la
tiv
e
A
b
u
n
d
a
n
c
e
2.29 4.03
41.17
9.76
48.58
47.54
8.83
47.16
6.29
33.52
10.61
12.47
36.88
31.76
23.38
15.73 29.99
NL:
1.81E7
TIC F: MS
hexanofrioc
onc1
Fig. 17 – Cromatograma do extracto de hexano a frio concentrado
RT: 1.85 - 16.30
2 4 6 8 10 12 14 16
Time (min)
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
Relative
Abundance
2.29 4.03
9.76
2.95
8.83
6.29
9.02
10.61
12.47
3.29 6.91
4.10 15.25
13.49
8.60 11.46
4.63 6.09
14.43
7.78
5.91 15.73
NL:
1.81E7
TIC F: MS
hexanofrioc
onc1
Fig. 18 – Cromatograma do extracto de hexano a frio concentrado ampliado entre os 2 e 16
minutos

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Tempo Nome
2,29 1,2,3 - trimetilciclohexano
2,58 3 - metil - 1 - pentanol
4,03 1,3,5 - cicloheptatrieno
3,95 3,5,5 - trimetil - 1 - hexeno
4,21 1 - etil - 2 - metil - ciclohexano
6,29 1,2 - dimetilbenzeno
8,83 (1 - metiletil) benzeno
9,76 1 - etil - 3 - metilbenzeno
10,61 1,2,3 - trimetilbenzeno
11,68 p. cimeno. (1 - metil - 4 - (1 - metiletil)) benzeno
12,47 1 - etil - 2,3 - dimetilbenzeno
15,25 butanodienoato de etilo
41,17 adipato de diciclohexilo
42,79 hexadecamoato de ciclohexilo
43,53 ftalato de diciclohexilo
47,16 ftalato de isodecilo e octilo
48,58 tetrapentacontano
47,9 ftalato de dinonilo
Tab. 2 – Resultados da injecção directa de hexano a frio concentrado

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Determinação da actividade anti radicalar do extracto de Spartina
maritima (fase aquosa) através do método do DPPH (1,1 – difenil – 2 –
picrilhidrazilo)
Actividade anti radicalar vs. DPPH
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100 120 140 160
t/seg
%
Inibição
DPPH
Fig. 20 – Determinação da percentagem de inibição do DDPH (primeira replicada)
Tab. 3 – Determinação da percentagem de inibição de DPPH com o extracto de Spartina
maritima (fase aquosa), com recurso à fórmula I na primeira replicada
t/seg Abs (516 nm) % DPPH Restante % Inibição DPPH
0 0,591 100
5 0,405 68,52791878
15 0,328 55,49915398
30 0,238 40,27072758
45 0,183 30,96446701
60 0,148 25,04230118
75 0,121 20,47377327
90 0,106 17,9357022
105 0,102 17,25888325
120 0,085 14,38240271 85,61759729
135 0,078 13,19796954
150 0,07 11,84433164

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Actividade anti radicalar vs. DPPH
0
10
20
30
40
50
60
70
80
90
100
0 20 40 60 80 100 120 140 160
t/seg
%
Inibição
DPPH
Fig. 21 – Determinação da percentagem de inibição do DDPH (segunda replicada)
t/seg Abs (516 nm) % DPPH Restante % Inibição DPPH
0 0,594 100
5 0,439 73,90572391
15 0,363 61,11111111
30 0,309 52,02020202
45 0,221 37,20538721
60 0,193 32,49158249
75 0,155 26,09427609
90 0,132 22,22222222
105 0,12 20,2020202
120 0,105 17,67676768 82,32323232
135 0,1 16,83501684
150 0,087 14,64646465
Tab 4 – Determinação da percentagem de inibição de DPPH com o extracto de Spartina
maritima (fase aquosa), com recurso à fórmula I na segunda replicada
% Inibição DPPH (média) – 83,97041481

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Discussão de resultados
Devido às propriedades químicas observadas na Spartina maritima,
pode-se concluir que esta poderá vir a ter imensas utilizações num futuro
próximo. Senão veja-se:
• Tendo em conta que ela provoca uma grande inibição no DPPH (cerca
de 84%), pode-se então afirmar que esta apresenta um grande conteúdo de
compostos antioxidantes, ou um composto antioxidante bastante abundante.
Esta propriedade, quando devidamente utilizada, pode ter aplicações na
medicina (como agente de prevenção de envelhecimento das células) ou até
mesmo nas biotecnologias.
• Observando os cromatogramas obtidos através da cromatografia
gasosa (principalmente o de hexano a frio concentrado), poder-se-á constatar
que esta possui compostos poluentes e altamente tóxicos, como por exemplo,
ftalatos e compostos clorados. Assim sendo, pode-se auferir que esta planta
tem uma tendência natural para absorver os poluidores de origem
antropogénica, o que lhe confere um estatuto de bio-remediadora. Esta
característica, por sua vez, convém ser explorada de modo a que se possa dar
uso à Spartina maritima para tratamento de águas (principalmente paradas e
salinas).