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Medios diferenciales
Medios diferenciales Son empleados para detectar reacciones bioquímicas, con carácter diferencial de grupos, géneros o especies microbianas, mediante el viraje de color del indicador presente en el medio, demostrando algunas de sus características. Estos medios son el TSI, LIA, Citrato de Simmons, SIM, Caldo úrea.
Medios diferenciales LIA UREA
TSI (Triple Sugar Iron) ,[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object]
TSI (Triple Sugar Iron)
TSI (Triple Sugar Iron) En este medio se busca determinar la capacidad de la bacteria para degradar los azúcares y la formación de gas y de H 2 S.La fermentación aeróbica se produce en el pico de tubo y la anaeróbica en el fondo del tubo. La degradación de la lactosa ocurre en la parte superior, la de la sacarosa en la parte intermedia y la de la glucosa en la parte profunda, produciéndose un viraje del rojo al amarillo. El tiosulfato es reducido a H 2 S quien reacciona con el citrato férrico amoniacal para dar formación al sulfuro de fierro que es de color negro. La presencia de gas se debe al CO 2  producto de la fermentación.
TSI (Triple Sugar Iron) 1 .- Rx en bacterias glucosa, lactosa y sacarosa + A/A +;- Ej.:  Escherichia coli A/A -;- Ej.: Vibrio cholerae
TSI (Triple Sugar Iron) A/A ++, ++ Ej.:  Citrobacter freundii
TSI (Triple Sugar Iron) 2.-  Rx en bacterias solo fermentadoras de glucosa  (glucosa +; lactosa y sacarosa -) K/A -, ++++ Ej.:  Proteus mirabilis K/A -;- Ej.:  Shigella flexneri
TSI (Triple Sugar Iron) N/N -;- Pseudomonas * Este resultado no es de una enterobacteria 3.-  Bacilos no fermentadores
LIA (Lysine Iron Agar) ,[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object]
LIA (Lysine Iron Agar)
LIA (Lysine Iron Agar) En este medio se permite evidenciar la descarboxilación del aminoácido lisina en la diamina cadaverina, como también la desaminación de la lisina en un alfa cetoácido. Esta 2 reacciones se ponen de manifiesto por el viraje del indicador púrpura de bromocresol. La formación de H 2 S se pone de manifiesto por la presencia del tiosulfato sódico, que dará formación al sulfato férrico. También puede verificarse la formación de gas a partir de la degradación de la glucosa.
LIA (Lysine Iron Agar) 1.-  Lisina descarboxilasa + Lisina  cadaverina (alcaliniza el  medio)  lisina  descarboxilasa Ej.:  Escherichia coli
LIA (Lysine Iron Agar) 2.-  Lisina descarboxilasa +, H 2 S + Ej.:  Salmonella
LIA (Lysine Iron Agar) 3.-  Lisina descarboxilasa - Ej.:  Shigella
LIA (Lysine Iron Agar) 4.-  Lisina deaminasa + Lisina  alfa cetácido Lisina deaminasa Ej.:  Proteus mirabilis
LIA (Lysine Iron Agar) N/N -;- Pseudomonas * Este resultado no es de una enterobacteria
Citrato de Simmons ,[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object]
Citrato de Simmons
Citrato de Simmons Este medio nos permite comprobar la capacidad de la bacteria de utilizar el citrato como fuente exclusiva de carbono. La degradación del citrato conlleva a la alcalinización del medio y el viraje del indicador azul de bromotimol de verde a azul prusia. Con este medio podemos diferenciar entre las coliformes fecales y bacterias de los grupos  Enterobacter  y  Citrobacter  así como algunas especies del grupo  Salmonella .
Citrato de Simmons 1.-  Citrato positivo:  La bacteria consume el citrato como fuente exclusiva de carbono Cit- Na +  Cit+ Na +  OH  –   alcaliniza el    medio Ej.:  Klebsiella pneumoniae citritasa
Citrato de Simmons 2.-  Citrato negativo La bacteria no consume el citrato como fuente de carbono. Ej.:  Escherichia coli
SIM (Sulfuro-Indol-Motilidad) ,[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object]
SIM (Sulfuro-Indol-Motilidad) La motilidad se pone de manifiesto por la turbidez difusa del medio de cultivo alrededor del canal de la picadura. La no motilidad se caracteriza por el crecimiento producido exclusivamente a lo largo de la línea de inoculación. La producción de H 2 S se reconoce por el ennegrecimiento de la zona de crecimiento o del medio debido a la presencia del tiosulfato sódico. Para la demostración del indol se usa el rvo de Kovacs, que manifiesta la degradación del triptófano por la enzima triptofanasa en indol, que se combina con el aldehído presente en el rvo de Kovacs, para producir un color rojo.
SIM (Sulfuro-Indol-Motilidad) 1.-  Motilidad positiva 2.-  Motilidad negativa Presencia de turbidez difusa en el medio. Ej.:  Escherichia coli Presencia de crecimiento solo en el sitio de punción Ej.:  Klebsiella oxytoca
SIM (Sulfuro-Indol-Motilidad) 1.-  H 2 S positivo   2.-  H2S negativo Ej.:  Proteus vulgaris Ej.:  Escherichia coli
SIM (Sulfuro-Indol-Motilidad) 1.-  Indol positivo  2.-  Indol negativo Ej.:  Escherichia coli Ej.:  Salmonella sp.
Caldo Úrea ,[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object]
Caldo Úrea ,[object Object],[object Object],[object Object],[object Object]
Caldo Úrea 1.-  Úrea positiva ,[object Object],[object Object],[object Object],[object Object]
Caldo Úrea 2.-  Úrea  negativa Ej.:  Escherichia coli
 
Otros medios diferenciales y pruebas bioquímicas
KIA (Kligler Iron Agar) ,[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object]
KIA (Kligler Iron Agar) Este medio se emplea para la identificación de bacilos gram – basada en la fermentación de la lactosa y la glucosa y en la producción de H 2 S. Los organismos que fermentan glucosa pero no lactosa mostrarán un crecimiento K/A, mientras que los que si fermentan lactosa mostrarán un resultado A/A, con o sin formación de gas . La formación de H 2 S se demostrará por el ennegrecimiento del medio. Si el tubo no muestra ningún cambio es porque la bacteria no consume ni lactosa ni glucosa.
KIA (Kligler Iron Agar) A/A +;- Ejm:  Escherichia coli K/A -;- Ejm: Shigella K/A -;++++ Ejm:  Proteus
MIO (Motilidad-Indol-Ornitina) ,[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object]
MIO (Motilidad-Indol-Ornitina) Este medio se usa para la identificación de enterobacterias en base a su movilidad, producción de indol y actividad de ornitina descarboxilasa.  El aminoácido ornitina es descarboxilado por la enzima ornitina descraboxilasa para producir la diamina putrescina y CO 2 , implicando una alcalinización del medio. La motilidad se demuestra por un enturbamiento del medio o un crecimiento que se difunde desde la línea de inoculación. Los cultivos no móviles no muestran este crecimiento difuso, sino que más bien crecen a lo largo de la línea de inoculación. La prueba del indol se basa e la eacción que s eproduce con el rvo de Kovacs.
MIO (Motilidad-Indol-Ornitina) M: negativa I: positivo O: negativo Ej.:  Klebsiella oxytoca
MIO (Motilidad-Indol-Ornitina) M: positiva I: negativo O: positiva Ej:  Enterobacter aerogenes
MIO (Motilidad-Indol-Ornitina) M: positiva I: positivo O: positivo Ej.:  Escherichia coli
La catalasa es una enzima respiratoria presente en las bacterias aerobias y anaerobias facultativas que descomponen el H2O2 que se forma como producto final del metabolismo de los carbohidratos, que reacciona y forma H2O y O2. En los tubos con la bacteria desarrollada se le vierte 2 gotas de H2O2 y si inmediatamente se forman burbujas se anota que la prueba es +; de no existir burbujas, la prueba es negativa. Esta prueba sirve para diferenciar cultivos de  Streptococcus   y  Staphylococcus , ya que el  Staphylococcus  es catalasa + y el  Streptococcus  es catalasa - . Del mismo modo sucede con  Bacillus  que es catalasa + y  Clostridium  que es - Prueba de la Catalasa o Peroxidasa
Prueba de la Catalasa o Peroxidasa
Prueba de la Coagulasa La coagulasa es una enzima semejante a la protrombina, producida por más del 96% de  Staphyloccocus  patógenos. La coagulasa libre es liberada por la bacteria en el medio que la rodea, siendo su determinación realizada en tubos. El “clumping factor “ está fijado a la bacteria y depende de una sustancia de la membrana microbiana, que se combina con el fibrinógeno del plasma y favorece la aglomeración de  Staphylococcus , realizándose en un portaobjetos. Generalmente la coagulasa libre y el clumpling factor coexisten en las cepas patógenas.
Prueba de la Coagulasa Coagulasa + Coagulasa -
Prueba de la Coagulasa ,[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object]
Prueba de la Coagulasa ,[object Object],[object Object],[object Object],[object Object],[object Object]
Prueba de la Coagulasa
Prueba de la Coagulasa
Prueba de la Citocromo Oxidasa La reacción de la oxidasa se debe a la presencia de un sistema citocromooxidasa que activa la oxidación del citocromo que es reducido por el oxígeno molecular que produce agua o peróxido de hidrógeno según la especie bacteriana. La prueba de la oxidasa se usa sobre todo para identificar todas las especies de  Neisseria  (+)y diferenciar  Pseudomonas  de los miembros oxidasa negativos de las enterobacterias. El reactivo más recomendado para esta prueba es el rvo de Kovacs, ya que es menos tóxico y más sensible que el rvo de Gordon y Mc Leod. Este reactivo tiñe las colonias oxidasa positivas de color lavanda que vira gradualmente a púrpura-negruzco intenso.
Prueba de la Citocromo Oxidasa Método en placa directa   Agregar directamente 2-3 gotas de reactivo a algunas colonias. No inundar toda la placa y no invertirla.  Observar los cambios de color. Con el reactivo de Kovacs la reacción se produce en unos 10-15 segundos, mientras que con el de Gordon y McLeod es dentro de los 10-30 minutos.
Método indirecto sobre papel   Colocar un trozo de papel de filtro de 3x3cm aproximadamente en una placa de Petri.  Agregar 2-3 gotas del reactivo de Kovacs en el centro del papel.  Extender con el asa de siembra una colonia sobre el papel impregnado.  La reacción de color positiva se produce a los 5-10 segundos.   Prueba de la Citocromo Oxidasa
Prueba de la Citocromo Oxidasa
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Medios Bioquímicos

  • 2. Medios diferenciales Son empleados para detectar reacciones bioquímicas, con carácter diferencial de grupos, géneros o especies microbianas, mediante el viraje de color del indicador presente en el medio, demostrando algunas de sus características. Estos medios son el TSI, LIA, Citrato de Simmons, SIM, Caldo úrea.
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  • 6. TSI (Triple Sugar Iron) En este medio se busca determinar la capacidad de la bacteria para degradar los azúcares y la formación de gas y de H 2 S.La fermentación aeróbica se produce en el pico de tubo y la anaeróbica en el fondo del tubo. La degradación de la lactosa ocurre en la parte superior, la de la sacarosa en la parte intermedia y la de la glucosa en la parte profunda, produciéndose un viraje del rojo al amarillo. El tiosulfato es reducido a H 2 S quien reacciona con el citrato férrico amoniacal para dar formación al sulfuro de fierro que es de color negro. La presencia de gas se debe al CO 2 producto de la fermentación.
  • 7. TSI (Triple Sugar Iron) 1 .- Rx en bacterias glucosa, lactosa y sacarosa + A/A +;- Ej.: Escherichia coli A/A -;- Ej.: Vibrio cholerae
  • 8. TSI (Triple Sugar Iron) A/A ++, ++ Ej.: Citrobacter freundii
  • 9. TSI (Triple Sugar Iron) 2.- Rx en bacterias solo fermentadoras de glucosa (glucosa +; lactosa y sacarosa -) K/A -, ++++ Ej.: Proteus mirabilis K/A -;- Ej.: Shigella flexneri
  • 10. TSI (Triple Sugar Iron) N/N -;- Pseudomonas * Este resultado no es de una enterobacteria 3.- Bacilos no fermentadores
  • 11.
  • 13. LIA (Lysine Iron Agar) En este medio se permite evidenciar la descarboxilación del aminoácido lisina en la diamina cadaverina, como también la desaminación de la lisina en un alfa cetoácido. Esta 2 reacciones se ponen de manifiesto por el viraje del indicador púrpura de bromocresol. La formación de H 2 S se pone de manifiesto por la presencia del tiosulfato sódico, que dará formación al sulfato férrico. También puede verificarse la formación de gas a partir de la degradación de la glucosa.
  • 14. LIA (Lysine Iron Agar) 1.- Lisina descarboxilasa + Lisina cadaverina (alcaliniza el medio) lisina descarboxilasa Ej.: Escherichia coli
  • 15. LIA (Lysine Iron Agar) 2.- Lisina descarboxilasa +, H 2 S + Ej.: Salmonella
  • 16. LIA (Lysine Iron Agar) 3.- Lisina descarboxilasa - Ej.: Shigella
  • 17. LIA (Lysine Iron Agar) 4.- Lisina deaminasa + Lisina alfa cetácido Lisina deaminasa Ej.: Proteus mirabilis
  • 18. LIA (Lysine Iron Agar) N/N -;- Pseudomonas * Este resultado no es de una enterobacteria
  • 19.
  • 21. Citrato de Simmons Este medio nos permite comprobar la capacidad de la bacteria de utilizar el citrato como fuente exclusiva de carbono. La degradación del citrato conlleva a la alcalinización del medio y el viraje del indicador azul de bromotimol de verde a azul prusia. Con este medio podemos diferenciar entre las coliformes fecales y bacterias de los grupos Enterobacter y Citrobacter así como algunas especies del grupo Salmonella .
  • 22. Citrato de Simmons 1.- Citrato positivo: La bacteria consume el citrato como fuente exclusiva de carbono Cit- Na + Cit+ Na + OH – alcaliniza el medio Ej.: Klebsiella pneumoniae citritasa
  • 23. Citrato de Simmons 2.- Citrato negativo La bacteria no consume el citrato como fuente de carbono. Ej.: Escherichia coli
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  • 25. SIM (Sulfuro-Indol-Motilidad) La motilidad se pone de manifiesto por la turbidez difusa del medio de cultivo alrededor del canal de la picadura. La no motilidad se caracteriza por el crecimiento producido exclusivamente a lo largo de la línea de inoculación. La producción de H 2 S se reconoce por el ennegrecimiento de la zona de crecimiento o del medio debido a la presencia del tiosulfato sódico. Para la demostración del indol se usa el rvo de Kovacs, que manifiesta la degradación del triptófano por la enzima triptofanasa en indol, que se combina con el aldehído presente en el rvo de Kovacs, para producir un color rojo.
  • 26. SIM (Sulfuro-Indol-Motilidad) 1.- Motilidad positiva 2.- Motilidad negativa Presencia de turbidez difusa en el medio. Ej.: Escherichia coli Presencia de crecimiento solo en el sitio de punción Ej.: Klebsiella oxytoca
  • 27. SIM (Sulfuro-Indol-Motilidad) 1.- H 2 S positivo 2.- H2S negativo Ej.: Proteus vulgaris Ej.: Escherichia coli
  • 28. SIM (Sulfuro-Indol-Motilidad) 1.- Indol positivo 2.- Indol negativo Ej.: Escherichia coli Ej.: Salmonella sp.
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  • 32. Caldo Úrea 2.- Úrea negativa Ej.: Escherichia coli
  • 33.  
  • 34. Otros medios diferenciales y pruebas bioquímicas
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  • 36. KIA (Kligler Iron Agar) Este medio se emplea para la identificación de bacilos gram – basada en la fermentación de la lactosa y la glucosa y en la producción de H 2 S. Los organismos que fermentan glucosa pero no lactosa mostrarán un crecimiento K/A, mientras que los que si fermentan lactosa mostrarán un resultado A/A, con o sin formación de gas . La formación de H 2 S se demostrará por el ennegrecimiento del medio. Si el tubo no muestra ningún cambio es porque la bacteria no consume ni lactosa ni glucosa.
  • 37. KIA (Kligler Iron Agar) A/A +;- Ejm: Escherichia coli K/A -;- Ejm: Shigella K/A -;++++ Ejm: Proteus
  • 38.
  • 39. MIO (Motilidad-Indol-Ornitina) Este medio se usa para la identificación de enterobacterias en base a su movilidad, producción de indol y actividad de ornitina descarboxilasa. El aminoácido ornitina es descarboxilado por la enzima ornitina descraboxilasa para producir la diamina putrescina y CO 2 , implicando una alcalinización del medio. La motilidad se demuestra por un enturbamiento del medio o un crecimiento que se difunde desde la línea de inoculación. Los cultivos no móviles no muestran este crecimiento difuso, sino que más bien crecen a lo largo de la línea de inoculación. La prueba del indol se basa e la eacción que s eproduce con el rvo de Kovacs.
  • 40. MIO (Motilidad-Indol-Ornitina) M: negativa I: positivo O: negativo Ej.: Klebsiella oxytoca
  • 41. MIO (Motilidad-Indol-Ornitina) M: positiva I: negativo O: positiva Ej: Enterobacter aerogenes
  • 42. MIO (Motilidad-Indol-Ornitina) M: positiva I: positivo O: positivo Ej.: Escherichia coli
  • 43. La catalasa es una enzima respiratoria presente en las bacterias aerobias y anaerobias facultativas que descomponen el H2O2 que se forma como producto final del metabolismo de los carbohidratos, que reacciona y forma H2O y O2. En los tubos con la bacteria desarrollada se le vierte 2 gotas de H2O2 y si inmediatamente se forman burbujas se anota que la prueba es +; de no existir burbujas, la prueba es negativa. Esta prueba sirve para diferenciar cultivos de Streptococcus y Staphylococcus , ya que el Staphylococcus es catalasa + y el Streptococcus es catalasa - . Del mismo modo sucede con Bacillus que es catalasa + y Clostridium que es - Prueba de la Catalasa o Peroxidasa
  • 44. Prueba de la Catalasa o Peroxidasa
  • 45. Prueba de la Coagulasa La coagulasa es una enzima semejante a la protrombina, producida por más del 96% de Staphyloccocus patógenos. La coagulasa libre es liberada por la bacteria en el medio que la rodea, siendo su determinación realizada en tubos. El “clumping factor “ está fijado a la bacteria y depende de una sustancia de la membrana microbiana, que se combina con el fibrinógeno del plasma y favorece la aglomeración de Staphylococcus , realizándose en un portaobjetos. Generalmente la coagulasa libre y el clumpling factor coexisten en las cepas patógenas.
  • 46. Prueba de la Coagulasa Coagulasa + Coagulasa -
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  • 49. Prueba de la Coagulasa
  • 50. Prueba de la Coagulasa
  • 51. Prueba de la Citocromo Oxidasa La reacción de la oxidasa se debe a la presencia de un sistema citocromooxidasa que activa la oxidación del citocromo que es reducido por el oxígeno molecular que produce agua o peróxido de hidrógeno según la especie bacteriana. La prueba de la oxidasa se usa sobre todo para identificar todas las especies de Neisseria (+)y diferenciar Pseudomonas de los miembros oxidasa negativos de las enterobacterias. El reactivo más recomendado para esta prueba es el rvo de Kovacs, ya que es menos tóxico y más sensible que el rvo de Gordon y Mc Leod. Este reactivo tiñe las colonias oxidasa positivas de color lavanda que vira gradualmente a púrpura-negruzco intenso.
  • 52. Prueba de la Citocromo Oxidasa Método en placa directa Agregar directamente 2-3 gotas de reactivo a algunas colonias. No inundar toda la placa y no invertirla. Observar los cambios de color. Con el reactivo de Kovacs la reacción se produce en unos 10-15 segundos, mientras que con el de Gordon y McLeod es dentro de los 10-30 minutos.
  • 53. Método indirecto sobre papel Colocar un trozo de papel de filtro de 3x3cm aproximadamente en una placa de Petri. Agregar 2-3 gotas del reactivo de Kovacs en el centro del papel. Extender con el asa de siembra una colonia sobre el papel impregnado. La reacción de color positiva se produce a los 5-10 segundos. Prueba de la Citocromo Oxidasa
  • 54. Prueba de la Citocromo Oxidasa
  • 55. Prueba de la Citocromo Oxidasa