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  1. 1. UNIVERSIDAD NACIONAL DE LOJA CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA ESTUDIANTE: Jenny Silva CICLO: IX “A” MATERIA: Biotecnologías Reproductivas DOCENTE: Dr. Manuel Quezada PERÍODO: Mayo-Septiembre 2020 Loja-Ecuador
  2. 2. TRANSFERENCIA DE EMBRIONES EN BOVINOS
  3. 3. HISTORIA 1891-1897 •1° transferencia realizada por Heape en una coneja mediante incisión de abdomen. 1930 •1° embrión bovino extraído por Hartman, Lewis, Miller y Swett en el Carnegie Laboratory of Embryology de Baltimore. 1951 •Villey consiguió el primer ternero nacido de una transferencia. 1960 •Desarrollo de transferencia embrionaria en vaca por vía incruenta o «blanca» (sin incisión abdominal), lográndose ya en el año 1965 óptimos resultados. 2002 •Se registraron más de 25.000 terneros nacidos tras transferencias de embriones en los Estados Unidos
  4. 4. VENTAJAS Transporte de razas con facilidad Permite que una hembra en particular produzca muchas crías en un año determinado y muchas más en su periodo de reproducción Mejoramiento genético, las crías pueden llevar los rasgos superiores de la madre (conversión de peso, producción de leche o carne…) Control de enfermedades Creación de bancos de gametos provenientes de animales seleccionados por excelencia productiva y/o adaptabilidad. Determinación y selección del sexo de embriones.
  5. 5. DESVENTAJAS Bajo rendimiento: el porcentaje de ovocitos capaces de transformarse en embriones transferibles se encuentra entre el 30 y 40%. Escasa resistencia a la criopreservación, dificultando su conservación a largo plazo. Complejidad tanto del método como del material empleado en la T. E. requieren una meticulosidad y pulcritud por parte del personal. Elevado precio tanto por el material empleado como por el personal técnico que la debe efectuar
  6. 6. SELECCIÓN DE DONANTE Debe realizarse con base en las características genotípicas que expresen el mejor fenotipo de las hembras en un ambiente dado Estado sanitario de la donante y la explotación. Características genéticas de importancia económica. Ciclos estrales regulares. Sin problemas patológicos, en especial las patologías reproductivas y las asociadas al postparto. Sin enfermedades de trasmisión genética Entre 3 y 10 años de edad, dependiendo de la raza y tipo de explotación
  7. 7. SELECCIÓN DE LA RECEPTORA Es el complemento fundamental y determinante para el éxito del programa de transferencia embrionario. Temperamento tranquilo y evidente amplitud pélvica Talla media a grande Que haya parido sin dificultad y destetado la cría de buen tamaño y peso.. Joven y libre de enfermedades infectocontagiosas Buena amplitud pélvica
  8. 8. SUPEROVULACIÓN DE LA DONADORA Consiste en la estimulación hormonal de la donante para la formación y desarrollo de varios folículos y su ovulación en ambos ovarios en un momento previamente fijado. En condiciones tropicales se dan resultados más pobres probablemente debido a las condiciones climáticas. Un Tx destinado a incrementar el # de ovulaciones en un animal está condicionado por la tasa de ovulación propia de éste.
  9. 9. Factores que influyen en la SPO RAZA EDAD CATEGORÍA ESTACIONALIDAD ESTADO NUTRICIONAL CONDICIÓN CORPORAL Existe diferencia a la respuesta hormonal entre razas debido a diferencias en el número de folículos La respuesta ovárica declina al aumentar la edad de los animales. Las novillas responden mejor a los tratamientos superovulatorios que las vacas. Es aconsejable, que el x sea precedido de un incremento de los niveles energéticos de la ración, para garantizar una respuesta de calidad. En una vaca de carne es de 5 a 6 y en una lechera es de 2.5 a 3.0. En estaciones climáticas tropicales dan los mejores resultados en los tratamientos de superovulación
  10. 10. Protocolo de SPO • Inicia a loa 11 días del ciclo estral • Una dosis de 40-35 mg, fraccionadas y suministradas en forma decreciente c/12 hrs x 4-5 días FSH • 48 a 72 hrs de inicio del TxPGF2alfa • 12 hrs después de iniciado el celoIA
  11. 11. RECOLECCIÓN DE EMBRIONES
  12. 12. Materiales • Sonda para catéter • Catéter de silicona • Filtro de colección de embriones • Dilatador cervical • Líquido de colección (medio) • Una llave de dos o tres vías • Jeringa de embriones Medio utilzado: PBS solución salina de fosfato buferada, con un 2% de suero fetal bovino inactivado por calor; debe ser atemperado a la T° corporal cuando se va a utilizar. Se conserva refrigerado en frascos de 500 mL.
  13. 13. Métodos Circuito cerrado Circuito abierto
  14. 14. CIRCUITO CERRADO Catéter de dos vías Es necesario buscar una válvula de salida del medio que permita extraer con una jeringuilla volúmenes de 30-50 ml e inyectarlos en dirección de cuerno Catéter de tres vías Una vía se destina a inyectar el medio del lavado en forma continua, otra a llenar el balón con aire o con medio, y una tercera vía para la salida del medio.
  15. 15. CIRCUITO ABIERTO Catéter de dos vías Una vía destinada a la inyección de aire y la otra a la inyección y recolección del medio, valiéndose de una jeringuilla de 50 ml. Al recargar con medio la jeringuilla después de cada lavado, el catéter debe permanecer cerrado mediante una pinza para evitar que se pierda el líquido que puede quedar en el cuerno. Se deben practicar alrededor de 15 o 20 lavados. Esta forma de recolección no requiere utilizar válvulas ni uniones en el catéter
  16. 16. BÚSQUEDA, IDENTIFICACIÓN Y CLASIFICACIÓN DE EMBRIONES
  17. 17. Búsqueda Dejar reposar al medio utilizado en el lavado uterino en un embudo separador, durante 35 min como mínimo, para que los embriones vayan al fondo. La extracción de los embriones del embudo separador se realiza mediante sifonaje con un tubito de silicón estéril, del medio depositado en el embudo separador, hasta dejar los últimos 50 mL El remanente que dejamos en el embudo separador se mueve suavemente y lo aspiramos dentro de una jeringuilla mediante una pipeta de infusión uterina y lo depositamos en una placa de Petri (100 x 15 mm). La placa con el medio se debe observar en un microscopio esteroscópico en cuya base se pueda colocar una rejilla con cuadrículas del tamaño de un campo de microscopio. Si se utiliza una placa de material plástico se raya en el fondo para hacerle las cuadrícula
  18. 18. Identificación Los embriones se identifican de acuerdo al desarrollo morfológico, por lo que reciben diferentes nombres. Mórula Mórula compacta Blastocisto temprano Blastocisto Blastocisto expandido Blastocisto eclosionado
  19. 19. Clasificación Se pretende evaluar la calidad del embrión y se clasifican en base a sus características morfológicas, como: Forma del embrión. Color y textura de la masa celular. Número y compactación de los blastómeros. Diferencia de tamaño entre los blastómeros. Presencia de blastómeros sueltos, degenerados o detritus celulares. Presencia, número y tamaño de vesículas(indican degeneración). Apariencia de la zona pelúcida.
  20. 20. Finalmente se clasifican en: Embrión ideal, esférico, simétrico y con células de tamaño, color y textura uniforme Presentan pequeñas imperfecciones (pocos blastómeros de forma irregular y vesículas desprendidas) Numerosos blastómeros sueltos, células degeneradas, células de distinto tamaño, numerosas vesículas. 1. EXCELENTE 2. BUENO 3. REGULAR 4. MALO Numerosos blastómeros sueltos, células degeneradas, células de distinto tamaño, numerosas vesículas
  21. 21. Embriones según las 4 categorías
  22. 22. CONGELACIÓN Permite conservar durante un prolongado período de tiempo un embrión de excelente calidad y usarlo en determinado tiempo.
  23. 23. Congelación tradicional Fase final de enfriamiento Exposición del embrión al CP Ante la presencia del CP, se da la pérdida de agua intracelular hasta que alcanza el equilibrio El CP penetra y se expande Utilización de Crioprotectores (CP) como glicerol y etilenglicol (más usado).
  24. 24. La técnica más utilizada es la congelación en EG 1,5M en presencia de sacarosa. El equilibrio se alcanza a -7ºC y luego realizar un descenso de la T° hasta los -32ºC a una velocidad de 0,3ºC/min Los embriones a ser transferidos, deben ser descongelados rápidamente para una óptima sobrevida. DESCONGELACIÓN •Mantener la pajuela 5 a 10 seg en el aire y luego sumergir en agua a 25-37°C

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