Colecta de microalgas

UNIVERSIDAD NACIONAL FEDERICO
VILLARREAL
FACULTAD DE OCEANOGRAFÍA, PESQUERÍA Y CIENCIAS
ALIMENTARIAS
MONOGRAFÍA
COLECTA DE MICROALGAS
AQUINO MÉNDEZ, EDSON MARTÍN
LIMA – PERÚ
2011

i
ÍNDICE GENERAL
Pág.
LISTA DE FIGURAS.................................................................................................................... vi
LISTA DE TABLAS ..................................................................................................................... ix
LISTA DE ANEXOS...................................................................................................................viii
RESUMEN .................................................................................................................................viiii
ABSTRACT.................................................................................................................................... x
INTRODUCCIÓN.......................................................................................................................... 1
CAPÍTULO I
0. ANTECEDENTES .................................................................................................................... 4
1. MICROALGAS ......................................................................................................................... 5
1.1. FITOPLANCTON .............................................................................................................. 6
1.1.1. CLASIFICACIÓN ....................................................................................................... 7
DIVISIÓN Cyanophyta .......................................................................................... 7
DIVISIÓN Chlorophyta.......................................................................................... 9
DIVISIÓN Chrysophyta ....................................................................................... 10
DIVISIÓN Euglenophyta...................................................................................... 13
DIVISIÓN Pyrrhophyta........................................................................................ 14
DIVISIÓN Cryptophyta........................................................................................ 16
1.2. PERIFITON ...................................................................................................................... 17
1.3. EUTROFIZACIÓN........................................................................................................... 19
1.3.1. CLASIFICACIÓN DEL GRADO DE EUTROFÍA.................................................. 20
1.3.2. VALOR INDICADOR DE FITOPLANCTON......................................................... 21

ii
1.3.2.1. ÍNDICE DE CALIDAD...................................................................................... 22
1.3.2.1.1. ÍNDICE DE ESTADO TRÓFICO Y BIÓTICO.......................................... 22
RIQUEZA DE ESPECIES ...................................................................... 23
ÍNDICE DE THUNMARK Y NYGAARD ............................................ 23
ASOCIACIONES FITOPLANCTÓNICAS............................................ 25
ÍNDICE DE DÉFICIT DE TAXONES DE KOTHÉ .............................. 27
EL MÉTODO DE PANTLE Y BUCK.................................................... 27
ÍNDICE DE POLUCIÓN ORGÁNICA DE PALMER .......................... 29
ÍNDICES BASADOS EN LA ABUNDANCIA ..................................... 30
ÍNDICE DE ESTADO TRÓFICO DE CARLSON ................................ 36
ÍNDICE DEL ESTADO TRÓFICO - TRIX ........................................... 38
1.3.2.1.2. BIOMASA Y PRODUCTIVIDAD FITOPLANCTÓNICA ....................... 39
1.3.2.1.3. COMPOSICIÓN Y ABUNDANCIA .......................................................... 40
1.3.3. VALOR INDICADOR DE MICROALGAS BENTÓNICA .................................... 40
1.3.3.1. ÍNDICE DE CALIDAD...................................................................................... 41
1.3.3.1.1. ÍNDICES DE DIATOMEAS....................................................................... 41
IBD (Índice Biológico Diatómico).......................................................... 42
IDG (Índice Diatómico General)............................................................. 44
1.3.3.1.2. MEDICIONES BASADAS EN OTROS GRUPOS DE ALGAS ............... 45
1.3.3.1.2. MEDICIONES BASADAS EN LA BIOMASA ......................................... 46
CAPÍTULO II
2.1. COLECTA DE MICROALGAS .......................................................................................... 48
2.1.1. ACCESORIOS PARA LA COLECTA DE MICROALGAS ....................................... 48
2.1.1.1. CUBOS Y MALLAS.............................................................................................. 48

iii
2.1.1.2. REDES DE PLANCTON ....................................................................................... 49
2.1.1.3. BOTELLAS OCEANOGRÁFICAS O HIDROGRÁFICAS ................................. 51
2.1.1.4. MANGUERAS ....................................................................................................... 52
2.1.2. MÉTODOS DE COLECTA .......................................................................................... 53
2.1.2.1. MUESTREO DE FITOPLANCTON ..................................................................... 54
2.1.2.1.1. MUESTREO CUALITATIVO ........................................................................ 54
2.1.2.1.2. MUESTREO CUANTITATIVO ..................................................................... 57
2.1.2.2. MUESTREO DE PERIFITON ............................................................................... 59
2.1.2.2.1. MUESTREO CUALITATIVO ........................................................................ 60
2.1.2.2.2. MUESTREO CUANTITATIVO ..................................................................... 61
2.1.3. TIPOS DE MUESTREO................................................................................................ 62
2.1.3.1. MUESTREO ALEATORIO SIMPLE.................................................................... 62
2.1.3.2. MUESTREO ALEATORIO ESTRATIFICADO................................................... 62
2.1.3.3. MUESTREO EN GRUPOS O EN BLOQUES ...................................................... 63
2.1.3.4. MUESTREO SISTEMÁTICO................................................................................ 63
2.1.3.5. MUESTREO SELECTIVO .................................................................................... 64
2.1.4. SELECCIÓN DEL TIPO DE MUESTRA .................................................................... 64
2.1.5. LOCALIZACIÓN DE LOS SITIOS DE MUESTREO................................................. 66
2.1.6. FRECUENCIA DE MUESTREO.................................................................................. 67
2.1.7. PROFUNDIDAD DE MUESTREO.............................................................................. 68
2.1.8. VOLUMEN DE LA MUESTRA................................................................................... 69
2.1.9. FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN................................................................................... 69
2.1.10. ENVASADO Y ETIQUETADO................................................................................. 71
2.2. OBSERVACIONES DE LAS MUESTRAS DE FITOPLANCTON EN EL
LABORATORIO.................................................................................................................. 72

iv
2.2.1. ANÁLISIS CUALITATIVO DE FITOPLANCTON .................................................. 72
2.2.2. ANÁLISIS CUANTITATIVO DE FITOPLANCTON ............................................... 73
CAPÍTULO III
3. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE MICROALGAS......................................................... 85
3.1. PROTOCOLOS DE MUESTREO Y ANÁLISIS DE FITOPLANCTON SEGÚN
UNESCO.......................................................................................................................... 85
3.1.1. PLANEAMIENTO .................................................................................................... 86
3.1.2. MATERIALES Y EQUIPOS .................................................................................... 86
3.1.3. TOMA DE MUESTRA ............................................................................................. 87
3.1.4. REGISTRO DE DATOS ........................................................................................... 87
3.1.5. PROCEDIMIENTO PARA ESTUDIOS CUALITATIVO....................................... 87
3.1.6. PROCEDIMIENTO PARA ESTUDIOS CUANTITATIVO.................................... 89
3.1.7. ANÁLISIS Y PROCESAMIENTO DE DATOS ...................................................... 90
3.1.8. ALMACENAMIENTO DE LOS DATOS Y ANÁLISIS DE RESULTADOS........ 91
3.2. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE FITOPLANCTON SEGÚN LA DIRECTIVA
MARCO DEL AGUA...................................................................................................... 91
3.2.1. MUESTREO DE FITOPLANCTON ........................................................................ 92
3.2.1.1. EQUIPOS Y REACTIVOS................................................................................. 92
3.2.1.2. PROCEDIMIENTOS DE MUESTREO............................................................. 94
3.2.1.3. CONSERVACIÓN Y ETIQUETADO DE LAS MUESTRAS........................ 101
3.2.1.4. DIRECTRICES PARA ASEGURAR LA CALIDAD EN LA TOMA DE
MUESTRAS ..................................................................................................... 102
3.3. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE FITOBENTOS SEGÚN LA DIRECTIVA
MARCO DEL AGUA..................................................................................................... 102
3.3.1. EQUIPOS Y REACTIVOS ..................................................................................... 103

v
3.3.2. PROCEDIMIENTO DE MUESTREO.................................................................... 104
3.3.2.1. SELECCIÓN DEL PUNTO DE MUESTREO................................................. 104
3.3.2.2. SELECCIÓN DE SUSTRATO......................................................................... 104
3.3.2.3. DIRECTRICES PARA LA TOMA DE MUESTRA........................................ 105
3.3.2.4. CONSERVACIÓN Y ETIQUETAJE DE LAS MUESTRAS ......................... 109
3.3.3. DIRECTRICES PARA ASEGURAR LA CALIDAD EN EL MUESTREO ......... 109
CONCLUSIONES ...................................................................................................................... 111
RECOMENDACIONES............................................................................................................. 112
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS........................................................................................ 113
ANEXOS .................................................................................................................................... 119
GLOSARIO ................................................................................................................................ 143

vi
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Clasificación de organismos acuáticos.. ........................................................................ 6
Figura 2: Cianobacterias tóxicas.................................................................................................... 9
Figura 3: El silicoflagelado Distephanus speculum. ................................................................... 11
Figura 4: Ejemplares de diatomeas Centrales y Pennales. .......................................................... 12
Figura 5: Algunas de las estructuras presentes en una Euglena sp. ............................................ 13
Figura 6: Microfotografía de Alexandrium minutum, Ceratium tripo y Dinophysis sp.. ............ 15
Figura 7: Escenario que ilustra cómo las toxinas de los dinoflagelados se acumula en los
mariscos, zooplancton y peces...................................................................................................... 15
Figura 8: Distribución de los grupos taxonómicos en el mar...................................................... 16
Figura 9: Organismos del perifiton.............................................................................................. 18
Figura 10: El proceso de eutrofización costera.. ......................................................................... 20
Figura 11: Redes de captura del plancton con aro de sujeción y colector de PVC; Red
Arrojadiza y Red de Zeppelin....................................................................................................... 50
Figura 12: Botellas oceanográficas e hidrográficas; Sonda CTD, Botella Niskin y Botella
Van Dorn....................................................................................................................................... 52
Figura 13: Manguera de PVC...................................................................................................... 53
Figura 14: Arrastre horizontal con red de plancton..................................................................... 55
Figura 15: Arrastre vertical con red de plancton......................................................................... 55
Figura 16: Muestreo estacionario. ............................................................................................... 56
Figura 17: Técnica de Hidrocala con botellas Nansen. ............................................................... 58
Figura 18: Roseta de botellas Niskin lanzadas desde un barco. .................................................. 59
Figura 19: Muestreo cualitativo de perifiton. .............................................................................. 60
Figura 20: Microscopio binocular compuesto y Microscopio invertido. .................................... 73
Figura 21: Equipo utilizado para filtración con membrana......................................................... 76

vii
Figura 22: Cámaras y embudo para la sedimentación y conteo de muestras de fitoplancton..... 77
Figura 23: Cámara de sedimentación de Utermöhl..................................................................... 79
Figura 24: Conteo parcial mediante el método sistemático......................................................... 80
Figura 25: Conteo parcial mediante el método de campos aleatorios. ........................................ 81
Figura 26: Cuadrantes de la cámara de Neubauer....................................................................... 81
Figura 27: Masas de agua accesibles y no accesibles poco profundas........................................ 95
Figura 28: Muestreo de masas de agua profundas....................................................................... 97
Figura 29: Muestreo de masas de aguas profundas y extensas.................................................... 97
Figura 30: Toma de muestras de diatomeas bentónicas. ........................................................... 110
LISTA DE TABLAS
Tabla 1: Valores límites de la OCDE para un sistema concreto de clasificación trófica. ........... 21
Tabla 2: Asociaciones fitoplanctonicas de Hutchinson (1967). .................................................. 26
Tabla 3: Índice de Polución para Géneros................................................................................... 29
Tabla 4: Índice de Polución para Especies. ................................................................................. 30
Tabla 5: Valores del Índice del Estado Trófico (TRIX) y calidad del agua, de acuerdo a la
legislación italiana en la evaluación del estado del agua de mar.................................................. 38
Tabla 6: Valores del Índice Biológico Diatómico. ...................................................................... 43
Tabla 7: Valores del Índice Diatómico General. ......................................................................... 45
Tabla 8: Tipos de muestra............................................................................................................ 65
Tabla 9: Muestreo de lagos accesibles y no accesibles poco profundos ..................................... 94
Tabla 10: Muestreo de masas de agua profundas – Opción 1. .................................................... 96
Tabla 11: Muestreo de masas de agua profundas – Opción 2. .................................................... 96
Tabla 12: Periodos de muestreo y frecuencia. ............................................................................. 99

viii
LISTA DE ANEXOS
ANEXO I: Técnicas generalmente adecuadas para la preservación de muestras – análisis
biológicos.................................................................................................................................... 120
ANEXO II: Hoja de muestreo de fitoplancton .......................................................................... 121
ANEXO III: Hoja de campo de fitobentos ................................................................................ 122
ANEXO IV: Manual de procedimientos para el muestreo y ensayo semicuantitativo y
cuantitativo del fitoplancton potencialmente tóxico – IMARPE................................................ 123
ANEXO V: Diferencias de las cámaras de recuento.................................................................. 141

ix
RESUMEN
Esta monografía detalla en el primer capítulo la definición y clasificación de las microalgas,
dentro de las cuales los grupos más importantes y abundantes son las diatomeas y
dinoflagelados; también se mencionan los valores indicadores del fitoplancton y perifiton, los
que permitirán determinar el estado trófico y la calidad de los cuerpos de agua.
En el segundo y tercer capítulo se da énfasis al tema principal, que consiste en la colecta de
microalgas, donde se especifican los pasos previos al muestreo de fitoplancton y perifiton;
utilizando como referencia los protocolos estandarizados de la UNESCO y la DMA (Directiva
Marco del Agua), en ambientes marinos y continentales respectivamente. En estos
procedimientos se describe y evalúan los diferentes métodos de colecta, manipulación y
preservación de especies de microalgas, los que después de su acondicionamiento serán
sometidos a posteriores análisis como la determinación taxonómica y el recuento de especies.
El trabajo que se ha preparado, es una guía para saber dónde y cómo colectar los diversos grupos
de microalgas; con qué accesorios se pueden colectar; cómo se deben preservar las especies;
dónde y cómo guardarlos; qué notas y datos valiosos se deben tomar del material colectado. En
todo tipo de estudios, la colecta es un auxiliar del cual no se puede prescindir, y va relacionada
con el análisis de laboratorio.

x
ABSTRACT
This monograph details the first chapter the definition and classification of algae, among which
the most important and abundant are the diatoms and dinoflagellates, also mentioned values of
phytoplankton and periphyton indicators, which will determine the trophic state and the quality
of water bodies.
In the second and third chapter emphasizes the main theme, which is the collection of
microalgae, which specifies the steps prior to sampling of phytoplankton and periphyton, by
reference to the standardized protocols of UNESCO and the WFD (Water Framework Directive),
inland and marine environments respectively. These procedures describe and evaluate different
methods of collection, handling and preservation of species of microalgae, which after
preparation will be subjected to further analysis as the taxonomic identification and counting of
species.
The work has prepared a guide to know where and how to collect the various groups of algae,
with which accessories can be collected, how they should preserve the species, where and how to
store, what notes and valuable data should be taken of collected material. In all studies, the
collection is an aid which can not be avoided, and is related to the laboratory.

1
INTRODUCCIÓN
Los ecosistemas acuáticos mantienen una gran diversidad de organismos, incluso mayor a los
terrestres, por lo que los impactos como la contaminación inducen a cambios en la estructura de
las comunidades, la función biológica de los sistemas acuáticos y al propio organismo, afectando
su ciclo de vida, crecimiento y su condición reproductiva. Por este motivo, algunos organismos
pueden proporcionar información de cambios físicos y químicos en el agua, ya que a lo largo del
tiempo revelan modificaciones en la composición de la comunidad (Laws, 1981; citado por
Herbas et al., 2006).
Al conjunto de organismos más abundantes que habitan en los cuerpos de agua (ríos, lagos,
lagunas, estuarios, océano, etc.), flotando o adheridos al sustrato, que a la vez son los de menor
talla, principales productores de materia orgánica que representan el primer eslabón de la cadena
trófica, se le conoce como fitoplancton. El fitoplancton representa básicamente a los organismos
microscópicos vegetales que habitan en el medio ambiente marino y dulceacuícola, también
conocidos como microalgas; las cuales son capaces de sintetizar la materia nutritiva, a partir de
los nutrientes que obtienen del agua y del bióxido de carbono. Este grupo se encuentra integrado
por diversas clases de algas microscópicas, entre los que destacan por su abundancia las
diatomeas y los dinoflagelados. (Secretaría de salud, 2005).
La colección de microalgas constituye la base de los estudios taxonómicos y son parte
fundamental en investigaciones de floras y en trabajos ecológicos sobre todo para la evaluación
ambiental de poblaciones y de comunidades. En cualquier estudio biológico el primer paso; es
identificar el organismo que se está observando. Para un estudio taxonómico formal, la colecta
de los organismos es indispensable y, por tanto, el conocimiento de las técnicas adecuadas.
La colecta de fitoplancton requiere usar redes especiales de punto fino, que permiten retener gran
cantidad del material biológico que se halla en suspensión en el agua, con ellas se puede
recolectar tanto vertical como horizontalmente, también se utiliza los recipientes captadores que
permite la captura de organismos más pequeños (picoplancton, ultraplancton, nanoplancton y
parte del microplancton). La importancia de dichas colecciones radica en que es una fuente de

2
datos y además cumple con la finalidad de ser una recopilación científica, que permiten su
aprovechamiento en el aspecto educativo y en el conocimiento de la riqueza vegetal.
El seguimiento de los protocolos de trabajo, pueden ayudar a la toma de muestras representativas
y confiables en el trabajo de campo. Existe disponibilidad de protocolos con estándares
internacionales para muestrear tanto, la estructura, como el funcionamiento de las comunidades
fitoplanctónicas. Estos protocolos representan en general a aquellos métodos considerados como
aceptables hoy en día, si bien bajo circunstancias excepcionales y con el desarrollo de nuevos
método o equipos, que pueden quedarse sujetos a modificaciones o reemplazo.
El objetivo de esta monografía es proporcionar la información necesaria que permita establecer
las nociones básicas para el manejo adecuado que se requiere en la colecta de microalgas,
teniendo como fuente los protocolos y normas establecidos por las organizaciones
internacionales, las cuales servirán como herramienta para futuras investigaciones que aportaran
información para este amplio tema. Asimismo, determinar las condiciones y accesorios
apropiados para realizar la colecta cualitativa y cuantitativa de microalgas en aguas continentales
y marinas.

4
0. ANTECEDENTES
Los estudios realizados a los organismos acuáticos se vienen dando desde muchos años atrás, a
lo largo de ese período las técnicas o métodos para capturar plancton se han ido modificando;
tanto así que en la actualidad se han diseñado protocolos estandarizados que sirven como base
fundamental para un muestreo representativo.
Durante la X reunión de la Asamblea de la COI (Comisión Oceanográfica Intergubernamental),
1977 en París, se tomó contacto con la División de Ciencias del Mar de la UNESCO,
solicitándose el envío de un especialista para analizar la posibilidad de crear un centro de
investigaciones planctonológicas en el Perú. En ese mismo año, el Dr. Enrique Boschi, experto
de UNESCO en Biología Marina, realizó un estudio con miembros de IMARPE (Instituto del
Mar del Perú), donde formularon la propuesta de crear un Centro Regional de Estudios del
Plancton. Dicha propuesta fue llevada a cabo, ya que se logró el apoyo para la creación del
Centro o Programa de Investigación. Sin embargo, la mayoría de los estudios realizados por
IMARPE en el monitoreo de fitoplancton estuvieron dirigidos principalmente al seguimiento de
floraciones algales nocivas (UNESCO, 1981).
La metodología utilizada por Noemí Ochoa en 1977 representante de IMARPE; con la ayuda del
Dr. Boschi, plasmada en su investigación “Variación de fitoplancton en el área de Chimbote“,
para la colección y análisis de muestras de fitoplancton; usó diferentes accesorios como las
botellas Nansen, Niskin y Van Dorn, las cuales eran sumergidas a diferentes profundidades (10,
20, 30, 50, 75 y 100); las redes estándar de 75 m para colecciones superficiales y la red
cuantitativa de cierre de 47 m para colección en columnas de agua de diferentes profundidades.
Estas redes eran utilizadas para obtener resultados cualitativos y cuantitativos respectivamente.
Hoy en día la red cuantitativa ya no es de utilidad por lo que ha sido reemplazada por la
manguera (UNESCO, 1981).
En la actualidad IMARPE, realiza investigaciones y monitoreo en toda la costa peruana con el
propósito de presenciar fitoplancton potencialmente tóxico, y así crear una base de datos para el

5
conocimiento público, y comunicar oportunamente a la autoridad de inspección sanitaria sobre la
detección de fitoplancton tóxico y biotoxinas.
1. MICROALGAS
Las microalgas constituyen la fracción vegetal del plancton y son el primer eslabón de la cadena
alimenticia, son los productores primarios en el mar, ríos y lagos, finalizando esta en peces,
crustáceos, moluscos y mamíferos superiores (Riley & Chester, 1969).
Las microalgas son un conjunto heterogéneo de microorganismos fotosintéticos unicelulares,
procariontes y eucariontes, que se localizan en hábitats diversos tales como agua marina, dulces,
salobres residuales o en el suelo, bajo un amplio rango de temperatura, pH y disponibilidad de
nutrientes; se les considera responsables de la producción del 50% del oxigeno y de la fijación
del 50% de carbono en el planeta. Su biodiversidad es enorme, se han identificado alrededor de
40,000 especies aunque se estima que existen más de 100,000 de las cuales con frecuencia se
desconoce su descomposición bioquímica y metabolismo. Las microalgas se clasifican de
acuerdo a varios parámetros tales como tamaño (Picoplancton, Ultraplancton, Nanoplancton y
Microplancton) pigmentación, ciclo de vida, morfología, mecanismos reproductivos,
composición química, hábitat y estructura celular (Arredondo & Vázquez, 1991; Sheehan et al.,
1998; Hu et al., 2008; citados por Garibay et al., 2009).
Las microalgas son típicamente acuáticas y viven fijas a un sustrato (fitobentos) o flotando
libremente (fitoplancton) en el plancton. Las formas que adquieren son variadas; se organizan en
unicelulares o coloniales. Como organismos fotoautótrofos, tienen la capacidad de fijar la
energía de la luz en los enlaces químicos de la molécula orgánica (Uribe, 1992; citado por
Salcedo, 1999).

6
Fig. 1: Clasificación de organismos acuáticos (Marcano, 2009).
1.1. FITOPLANCTON
También denominado plancton autótrofo; son organismos unicelulares que pueden encontrarse
solos o formando agrupaciones coloniales; se caracterizan por poseer un movimiento limitado
incapaz de contrarrestar la velocidad de las corrientes, por lo que forman parte de las partículas
en suspensión que se encuentran en el agua, principalmente en la superficie. Estos organismos
son fotoautótrofos, utilizan la energía solar para realizar fotosíntesis empleando dióxido de
carbono, sales inorgánicas y metales traza que les provee el agua del mar o dulceacuícola.
Pueden ser procarióticas, las cuales carecen de organelos limitadas por una membrana, por lo
tanto no posee un núcleo verdadero, además tienen una tasa de crecimiento muy alta
(Aproximadamente de 1 hora) o bien eucariotas, que tienen un núcleo verdadero y una tasa de
crecimiento relativamente alta (6 – 24 horas) (Curtis, 1984).
El fitoplancton es la fuente principal de alimento de los crustáceos incluyendo peneidos, durante
sus primeros estadios larvarios y los bivalvos; estos requieren de una considerable cantidad de
fitoplancton unicelular durante toda su vida. Es por esto que el fitoplancton es muy importante en

7
la nutrición de larvas o adultos de organismos acuáticos en criaderos comerciales (Pauw &
Persoone, 1988).
El fitoplancton que se utiliza como alimento durante los cultivos de camarón, ostión y almejas
deben cumplir con ciertas características como el de no ser tóxicas, tener un tamaño adecuado
para poder ser ingeridas, una pared celular digerible y contener los constituyentes bioquímicos
para que los organismos crezcan y se reproduzcan satisfactoriamente (Pauw & Persoone, 1988).
Por otra parte, el fitoplancton se encarga de fijar el CO2 atmosférico de manera que el carbono
pasa a ser parte de la cadena alimentaria, y por tanto, fuente de energía. Progresivamente la
cadena trófica va enriqueciéndose, pues el fitoplancton es consumido por el zooplancton que a su
vez puede ser consumido por determinados peces, etc. (Ciencias & Biología Marina, 2010).
1.1.1. CLASIFICACIÓN
Según González (1988), existen seis grupos taxonómicos importantes: “Cianofitas” (verde
azules), “Criptofitas” (verde azules, roja o verde oliva), “Pirrofitas” (dinoflagelados),
“Crisofitas” (algas pardas amarillentas), siendo la de mayor importancia en las aguas
continentales las Crisoficeas, Bacilaroficeas (diatomeas), Xantofíceas, “Euglenofitas” y
finalmente las “Clorofitas” (algas verdes).
REINO PROCARIOTA
A) DIVISIÓN Cyanophyta
Conocida con el nombre de Myxophyta, Schizophyta, Cyanobacteria y, más recientemente,
Nostocophyta. Su nombre común es algas verde azules o azul verdosas. Entre sus pigmentos
posee ficobilinas, clorofila “a” y varios carotenoides. Pueden ser consideradas como poseedoras
de un amplio rango de tolerancia de muchos factores, lo que les permite adaptarse a condiciones
por demás difíciles. Debido a lo anterior, pueden encontrarse distribuidas en todos los biotopos
del ecosistema lacustre (interfase aire – agua, toda la columna de agua, sedimento, etc.), ya que

8
poseen adaptación cromática, la cual les permite adoptar un color aproximadamente
complementario al de la luz disponible, lo que conduce a un mejor aprovechamiento de dicha luz
(Roldán, 1992).
Se consideran formas muy primitivas existentes ya en el precámbrico. Se presentan
fundamentalmente cuando las condiciones ambientales se desvían notablemente de las
condiciones habituales y puede considerarse que todo cambio en la relación (nitrógeno – fósforo)
acaba manifestándose en un avance o en un retroceso en el desarrollo de las algas verde azules.
Si la relación se desarrolla a favor del fósforo, se presentarán cianofíceas que incorporarán
nitrógeno al ecosistema. Debido a esta última propiedad, se consideran de gran importancia en la
productividad del ecosistema acuático. El nitrógeno molecular (N2) es fijado generalmente por
células modificadas denominadas heterocistes, presentes principalmente en algas verde azules
del orden Nostocales, aunque también, pueden ser fijado por cianofíceas carentes de heterocistes.
La fijación de N2 requiere de la enzima nitrogenasa, la cual a su vez requiere como cofactor el
cobalto (Roldán, 1992).
Las cianofíceas se desarrollan tanto en agua dulce como en agua marina, aunque están menos
representadas en este último medio. Solo una especie, un alga verde azul filamentosa llamada
Trichodesmium thiebautii, se ha reportado siempre en abundancia en mar adentro, y solo
entonces en aguas tropicales y subtropicales, especialmente durante las mareas rojas (Dawes,
1991).
Las cianofíceas se presentan normalmente en medios alcalinos, aunque algunos géneros pueden
ocurrir en medios ácidos. Se presentan en esta división formas unicelulares y pluricelulares,
predominando en estas últimas las formas filamentosas. Su reproducción es asexual, por
hormogonios, esporas y acinetos. Algunos representantes producen toxinas que causan síntomas
de intoxicación, diarreas en el hombre, muerte de otras algas, invertebrados planctónicos, peces y
aves. Las toxinas son generalmente alcaloides y glicopéptidos. Los primeros producen un
bloqueo neuromuscular y efecto rápido, mientras que los últimos ocasionan daño hepático y son
de acción más lenta. Las principales especies productoras de toxinas son: Microcystis
aeruginosa, Aphanizomenon flosaquae y Anabaena flosaquae. Algunas algas verde azules son

9
usadas como alimento, destacando entre ellas los géneros Spirulina, Nostoc y Chroococcus
(Ramírez, 1987; citado por Roldán, 1992).
Aguas con Planktothrix Aguas con Cianobacterias Detalles de agua con
Cianobacterias
Planktothrix rubescens Aphanizomenon
flosaquae
Microcystis sp. Anabaena sp.
Fig. 2: Cianobacterias tóxicas (Vicente et al., 2005)
REINO EUCARIOTA
B) DIVISIÓN Chlorophyta
Se denominan algas verdes. Poseen principalmente clorofilas “a” y “b” que enmascaran a los
carotenos y xantofilas. Almacenan almidón en pirenoides. Al igual que las cianofitas, se
desarrollan bajo una variada gama de condiciones por lo que muchas de ellas han sido utilizadas
como indicadores de contaminación. Es el grupo más diversificado en las aguas dulces, pero
también con abundante número de representantes tanto en estuarios como en el mar (Dunaliella).
La división constituye un grupo muy amplio y variado de algas tanto unicelulares, como de vida
colonial y filamentosa. La organización colonial varía desde formas que originan asociaciones
suaves como Ankistrodesmus hasta formas fuertemente asociadas a manera de cenobios como

10
ocurre en el género Scenedesmus. En agua dulce son típicas las formas coloniales con células que
yacen dentro de una matriz mucilaginosa (Volvox, Dictosphaerium, Eudorina) (Hutchinson,
1967; citado por Roldán, 1992).
C) DIVISIÓN Chrysophyta
Se denominan también pardo amarillentas o pardo doradas. Contienen clorofila “a” y “c”,
caroteno  y  y algunas xantofilas. Pueden ser células desnudas o con pared celular péctica y a
veces impregnadas de silicatos. Nunca almacenan almidón; en el agua dulce existen tres clases
de las cinco que presenta esta división (Roldán, 1992).
Clase Chrysophyceae: Posee gran variedad de formas flageladas que pueden ser solitarias o
vivir en colonias y muy rara vez son filamentosas. Las formas planctónicas más importantes se
agrupan en los órdenes Ochromonadales (Chrysomonadales) y Chromulinales. Las crisofíceas,
en general, se relacionan con aguas pobres en nutrientes y algunas especies como Dinobryon
crecen aún a concentraciones muy bajas de ortofosfatos (< 20 mg/L). En algunas formas, la
nutrición es holozoica. En su mayor parte viven en aguas puras y oligotróficas. Se reproducen
asexualmente por división longitudinal o por quistes silíceos; sexualmente por isogamia, aunque
esta forma de reproducción es poco frecuente (Roldán, 1992).
La mayoría viven en los lagos y lagunas de aguas dulces limpias y frías, y algunas especies son
marinas (Silicoflagelados). Los silicoflagelados se agrupan en el orden Dictyochales de la clase
Chrysophyceae; se caracterizan por la presencia de un exoesqueleto silíceo interno (tubos huecos
de Sílice) que está cubierto por el protoplasto (véase fig. 3, B) (Dawes, 1991). Se ha señalado en
ocasiones a los silicoflagelados como causantes de mortandad de peces. La fase desnuda de los
silicoflagelados no está considerada como tóxica. Sin embargo, la fase esqueletal de los
silicoflagelados puede causar lesiones de tejidos delicados, tales como el epitelio de las agallas,
de algunos peces. En ciertos casos estas lesiones conducen a un aumento de la producción de
mucílago por las células epiteliales, interfiriendo así con el intercambio gaseoso, y causando la
asfixia del pez por falta de oxígeno. Un efecto similar lo pueden producir las diatomeas que

11
poseen largas espinas o setas. En ninguno de los casos parece haber toxinas implicadas en la
muerte de los peces (Sar et al., 2002).
Fig. 3: El silicoflagelado Distephanus speculum. A) Fase desnuda, que mide 10 – 15 μm de
diámetro; B) Fase con esqueleto, que mide 35 – 55 μm entre las puntas de las dos
espinas más largas (Moestrup & Thomsen, 1990; citados por Sar et al., 2002).
Clase Bacillariophyceae: Se denominan comúnmente diatomeas. Se trata de una clase
ampliamente diversificada tanto en aguas dulces como salobres y marinas. Poseen uno o dos
cloroplastos lobulados o muchos discoides de colores que varían desde el pardo dorado, en las
formas planctónicas, hasta el pardo oscuro en las formas sésiles. Esta coloración se debe al
enmascaramiento de las xantofilas presentes sobre las clorofilas “a” y “b” (Roldán, 1992).
La clase comprende formas unicelulares y coloniales, desprovistas de flagelos. Poseen una pared
celular rígida impregnada de sílice, llamada frústulo, la cual consta de dos partes (valvas) con
una (epiteca) yaciendo sobre la otra (hipoteca) en la región del cíngulo o banda de conexión. El
frústulo posee poros muy finos ordenados en patrones característicos. Cuando la célula se coloca
al microscopio, con el lado valvar hacia arriba, se dice que está en posición valvar. Cuando es el
cíngulo el que está arriba se dice que está en posición cingular o pleural (Roldán, 1992).
Esta clase comprende dos grandes órdenes, uno de ellos de frústulo con forma elíptica
redondeada, con simetría radial en vista valvar y que pueden llegar a formar filamentos. Este es
el orden Biddulphiales o Centrales. Algunos ejemplos son Cyclotella y Melosira. El otro orden
A
B

12
es el de las Bacillariales o Pennales, de forma alargada, con simetría bilateral, o pueden ser
asimétricas con vista valvar (Gomphonema). En las valvas de las diatomeas pertenecientes a este
orden, se presenta una hendidura longitudinal que puede ser recta, sigmoidal u ondulada,
denominada rafe, el cual permite la locomoción ocurre por el sistema de corrientes
citoplasmáticas. Las pennales son más abundantes en el fitoplancton de agua dulce que las
centrales. A este orden pertenecen Nitzschia, Navicula, Fragillaria, Tabellaria, Cymbella,
Asterionella, Synedra, Diatoma, Gomphonema y Gyrosigma, entre muchos otros géneros
(Roldán, 1992).
El desarrollo de las diatomeas elimina la sílice de la zona fótica, el cual se acumula en las capas
más profundas con las diatomeas que se sedimentan. Pueden reproducirse vegetatitavemente o
por división celular, o sexualmente mediante auxosporas. Sus productos de asimilación son
crisosa y lípidos (Roldán, 1992).
Fig. 4: Ejemplares de diatomeas Centrales y Pennales; a) Coscinodiscus sp.; b) Gomphonema sp.
(Sar et al., 2002).
Clase Xantophyceae: Se denomina también heterocontes y se caracterizan por su color verde
amarillento debido a la presencia de carotenoides en mayor proporción que las clorofilas “a” y
“c”. Almacenan lípidos como sustancias de reserva. Su hábito de vida puede ser colonial y
filamentoso. Al igual que las diatomeas, las xantofíceas pueden tener silicatos en la pared
celular. La reproducción de algunas especies es asexual (por zoosporas y aplanosporas) y hábitat
A
B

13
en las aguas dulces y suelos, existiendo algunas especies marinas. El género más representativo
es Tribonema sp. (Roldán, 1992).
D) DIVISIÓN Euglenophyta
Son organismos flagelados, desnudos y grandes. EI número de flagelos puede variar de uno a
tres, siendo generalmente dos, uno mayor y más visible que el otro. Poseen clorofila “a” y “b”,
-carotenos y xantofilas. Predominan generalmente en el agua dulce, aunque pueden ser hallados
también en estuarios. Existen algunas formas incoloras heterótrofas. La sustancia de reserva es el
paramilon, presente en cuerpos separados dentro de la célula (Roldán, 1992).
Las Euglenophyta son muy abundantes en charcas y algunas temporales con abundante
contenido de materia orgánica. Son poco importantes en la mayoría de los lagos, con excepción
de Trachelomonas y Euglena. Su reproducción es asexual y se lleva a cabo por fisión binaria
longitudinal (Roldán, 1992).
Fig. 5: Algunas de las estructuras presentes en una Euglena sp. (Ramírez, 2000).

14
E) DIVISIÓN Pyrrhophyta
En esta división es muy importante la clase Dinophyceae, la cual se encuentra ampliamente
distribuida en aguas dulces, marinas y estuarinas. En general, son unicelulares y autotróficas. Los
pigmentos fotosintéticos son clorofila “a”, “c” y carotenos. El color de los plastidios es pardo o
amarillo y almacenan almidón y grasas. Las células presentan dos flagelos, uno de ellos
longitudinal, colocado en una fisura denominada sulco y orto transversal, yaciendo en un surco
conocido como cíngulo o annulus. Uno de los flagelos impulsa el organismo hacia adelante y el
otro sirve para producir movimiento rotatorio. En muchas especies la pared celular está formada
por un gran número de placas celulósicas, cuyo número y coloración reviste importancia para la
identificación del organismo. La reproducción asexual se lleva a cabo por fisión binaria y
sexualmente por conjugación de aplanogametos o mediante zoogametos (Roldán, 1992).
En contraste con las diatomeas del orden centrales, que son no móviles, una parte importante del
fitoplancton es flagelada, a saber, los dinoflagelados. Son en su mayoría unicelulares aislados;
tienen una forma única, con flagelos transversos y colgantes. Hay formas tanto "acorazadas" (con
paredes celulares compuestas de placas celulósicas) como no "acorazadas" en la comunidad del
fitoplancton. Se piensa que el desarrollo extensivo de las astas epitecal e hipotecal, como se
observa en Ceratium tripos (véase fig. 6, C), así como las diferentes modificaciones de las
placas, como se observa en Dinophysis sp. (véase fig. 6, B), ayudan a la flotación de los
dinoflagelados. Muchos dinoflagelados son heterótrofos (se alimentan del zooplancton), o son
incluso parásitos (Dawes, 1991).
Debido a que algunos dinoflagelados producen toxinas, sus florecimientos (explosiones
demográficas) pueden causar la muerte a gran escala de muchos peces, así como de crustáceos y
moluscos (Schmidt y Loeblich, 1979; citados por Dawes, 1991). Dichos florecimientos se
conocen como mareas rojas debido al color rojizo del agua, en las cuales pueden haber de 5 a 2
millones de dinoflagelados/ litro. Dos dinoflagelados importantes que causan dichas mareas rojas
son Ptychodiscus (Gymnodinium) y Gonyaulax (Dawes, 1991).

15
Fig. 6: Microfotografía de A) Alexandrium minutum, por ser la primera en la que se verificó
producción de PSP; B) Dinophysis sp. y C) Ceratium tripos (Sar et al., 2002).
Fig. 7: Escenario que ilustra cómo las toxinas de los dinoflagelados se acumula en los mariscos,
zooplancton y peces, cuando las algas tóxicas o sus quistes son consumidos y pueden
intoxicar a los seres humanos, aves y ballenas (UNESCO, 1996).
A B
C

16
F) DIVISIÓN Cryptophyta
Son organismos unicelulares con un par de flagelos desiguales. La célula presenta cloroplastos
de colores variados, desde verdes hasta pardos y aun rojos y verde azules. No forman colonias y
tienen una forma comprimida dorsoventralmente. Entre sus pigmentos figuran clorofila “a” y
“c”, carotenos, ficocianina y ficoeritrina. Almacenan principalmente almidón contenido en
pirenoides. Se reproducen sólo asexualmente, por fisión binaria longitudinal. El género más
representativo es Cryptomonas sp. (Roldán, 1992).
Fig. 8: Distribución de los grupos taxonómicos en el mar; siendo la población mayoritaria las
Bacillariofitas (diatomeas), seguida por las Pirrofitas (dinoflagelados), y en grupos más
pequeños a las Cianofitas (cianobacterias), Clorofitas, Euglenofitas, Crisofitas y
Criptofitas. Cabe resaltar que esta representación poblacional fue tomada de las zonas
costeras de Venezuela (Spiniello, 2007).

17
1.2. PERIFITON
Se refiere a todas aquellas comunidades, animales y vegetales (Fitobentos) que viven adheridas a
sustratos vegetales, rocas o cualquier tipo de material natural o artificial sumergido (Roldán,
1992). Según Wetzel (1983; citado por Roldán 1992), lo define como “una comunidad compleja
de microorganismos vivos o muertos (algas, bacterias, hongos, animales, detritos orgánicos e
inorgánico) fijados a un sustrato orgánico o inorgánico”.
Varios autores que han trabajado con comunidades de perifiton han encontrado que estas
desempeñan un papel fundamental en la dinámica de los ecosistemas acuáticos (Chye Ho, 1979;
Wetzel, 1983; Watanabe, 1985; Moreira da Silva, 1979; Moreno, 1980; citados por Roldán,
1992). Dentro de estos se destacan: a) la producción de metabolitos orgánicos para diversos
organismos en la cadena alimenticia; en este sentido contribuyen con cerca de 70 u 80% de la
productividad total; b) presentan una alta tasa de reciclaje de nutrientes, dado que en él muchos
organismos encuentran abrigo y otros alimento, como lo hacen numerosos peces; y c) el perifiton
se ha utilizado recientemente como indicador de calidad del agua (Roldán, 1992).
Hynes (1972; citado por Roldán 1992) presenta una clasificación de las algas de acuerdo con el
tipo de sustrato en el cual viven. Se llama “Epipélicas” a las que viven sobre el fango y están
representadas principalmente por diatomeas, dentro de las cuales los géneros más conocidos son:
Nitzchia, Navicula, Gyrosigma, Fragillaria y Surirella, entre otras. “Epilípticas” son las que
viven sobre piedras u objetos similares; dentro de estas las más representativas son: Anabaena,
Asterionella, Gyrosigma, Oscillatoria y Naviculaceas en general. “Epifíticas” son las que viven
sobre plantas, bien sean adheridas a la superficie mediante sustancias pegajosas o gelatinosas
como Cocconeis, o pegadas mediante tallos como muchas diatomeas de los géneros Cymbella,
Achnanthes y Gomphonema.

18
Fig. 9: Organismos del perifiton: A) Asterionella sp.; B) Coleochaete sp.; C) Gyrosigma sp.;
D) Gomphonema sp. (Moreno, 1989; citado por Roldán, 1992).
El perifiton constituye la base alimenticia de muchas especies acuáticas, especialmente de
algunos peces de importancia económica. Por ejemplo, el “bocachico” (Prochilodus reticulatus
magdalenae) raspa la superficie de las plantas que crecen en las ciénagas, en tanto que el
“coroncoro” (Pseudoancistrus sp., Ancistrus sp. o Laciancistrus sp.) raspa los sustratos rocosos
(Moreno, 1989; citado por Roldán, 1992). Estos sustratos son ricos en proteína, vitaminas y
minerales, por lo que su implementación en sustratos artificiales en medios carentes de sustratos
naturales, como los embalses, podría incrementar la productividad piscícola en estos
ecosistemas. El perifiton también es la base alimenticia para varios grupos de insectos
(Blephariceridae, Ephemeroptera) y algunas larvas de batracios (Roldán, 1992).
A
B
C
D

19
1.3. EUTROFIZACIÓN
El aumento de la concentración de nutrientes en todos los cuerpos de agua se denomina
eutrofización. Los nutrientes son elementos esenciales para el crecimiento de organismos vivos
(C, N, P, K, S, y algunos metales traza). Es un proceso natural y positivo. Sin embargo, la
actividad humana puede aumentar en exceso la presencia de nutrientes dando lugar a una
situación problemática en numerosas áreas. El drenaje de residuos y suelos agrícolas ricos en
fertilizantes, que contienen elevados niveles de N y P, puede originar un aumento en la población
de fitoplancton, el llamado florecimiento de algas. La capa de algas se vuelve tan espesa, que no
puede penetrar la luz, y se produce la muerte de aquellas que se encuentran por debajo de la
superficie. Cuando las algas se descomponen, se emplea una cierta cantidad de oxígeno disuelto,
comenzando a desaparecer y provocando la mortandad entre los peces (Giraldez, 2005).
Actualmente es posible hablar de una “Eutrofización Cultural”, determinada por la intervención
del hombre, el cual debido a su necesidad de extensión transforma su entorno. Las descargas de
aguas servidas por ejemplo, son una de las más antiguas causas de la eutrofización cultural, ya
que estas son ricas en nutrientes contribuyendo al cambio trófico del cuerpo receptor; otro
ejemplo son los excesos de fertilizantes, los cuales son ricos en fósforos, sean estos naturales o
químicos. La deforestación también influye en la carga de nutrientes, ya que los escurrimientos
al pasar por una tierra que no tiene protección, lavan la capa fértil y se llevan consigo los
nutrientes de la misma (Facultad de Tecnología, 2003).

20
Fig. 10: El proceso de eutrofización costera (US-EPA, 2001; adaptado por Aranda, 2004).
1.3.1. CLASIFICACIÓN DEL GRADO DE EUTROFÍA
Luego de un estudio de 5 años que abarcó 200 ambientes en 22 países de Europa occidental,
EEUU, Japón y Australia. El Comité de Eutrofización de la Organización de Cooperación
Económica y Desarrollo (OCDE), propuso una clasificación del grado de eutrofía de lagos y
embalses, de acuerdo a los valores que alcanzan las variables: clorofila “a”, Secchi y fósforo
(Ryding et al., 1992).

21
Tabla 1: Valores límites de la OCDE para un sistema concreto de clasificación trófica.
Categoría Trófica TP
Chl
media
Chl
máxima
Media de
Secchi
Mínimo de
Secchi
Ultraoligotrófico < 4 < 1 < 2,5 > 12 > 6
Oligotrófico < 10 < 2,5 < 8 12 – 6 > 3
Mesotrófico 10 – 35 2,5 – 8 8 – 25 6 - 3 3 – 15
Eutrófico 35 – 100 8 – 25 25 – 75 3 - 1,5 1,5 – 0,7
Hipertrófico > 100 > 25 > 75 < 1,5 < 0,7
Fuente: OCDE, 1982; citado por Ryding et al., 1992.
Donde:
TP: Media anual de la concentración de fósforo total en el lago (µg/l).
Chl media: Media anual de la concentración de clorofila a en las aguas superficiales (μg/l)
Chl máxima: Pico anual de la concentración de clorofila a en las aguas superficiales (μg/l)
Media de Secchi: Media anual de la transparencia de la profundidad de Secchi (m)
Mínimo de Secchi: Mínimo anual de la transparencia de la profundidad de Secchi (m)
1.3.2. VALOR INDICADOR DE FITOPLANCTON
El fitoplancton presenta ciclos cortos de vida (4 – 5 días) y obtiene sus nutrientes necesarios
para su desenvolvimiento directamente en la columna de agua. Siendo el indicador biológico
directo de las alteraciones de la concentración de nutrientes en la columna de agua y se asocia al
proceso de la eutrofización. La comunidad fitoplanctónica presenta una elevada sensibilidad a las
alteraciones de pequeña escala en condiciones ambientales (Hutchinson, 1967; Reynolds, 2006;
citados por INAG I.P., 2009), siendo su biomasa, composición y abundancia reguladas cerca de
los siguientes factores:
 Condiciones físicas e hidrológicas: Luz, temperatura, turbulencia/estabilidad del agua,
tiempo de residencia del agua, profundidad, área de espejo del agua, volumen.
 Composición química del agua: Nutrientes y materia orgánica, pH, alcalinidad, dureza, etc.

22
 Factores biológicos: Filtradores planctófagos (zooplancton y peces) y relaciones entre
especies.
Las definiciones de la normativa de la Directiva Marco del Agua concerniente al elemento del
fitoplancton biológico de la calidad en los lagos, indican que la degradación de la calidad
ecológica está asociada al incremento de la biomasa fitoplanctónica, alteraciones en la
composición taxonómica y la abundancia de los grupo, el aumento de la frecuencia y la
intensidad de floraciones fitoplanctónica. El fitoplancton se ha usado ampliamente como
indicador del estado trófico de las masas de agua (Vicente et al., 2005).
1.3.2.1. ÍNDICE DE CALIDAD
En la actualidad existen diversas medidas e índices para evaluar la calidad de las aguas, basado
en elementos biológicos y permitir que el fitoplancton se relacione con la producción primaria o
asociaciones de algas y cianobacterias con las condiciones ambientales, incluyendo el nivel de
degradación del lago o embalse. Estas herramientas de evaluación de la calidad se basan en datos
de biomasa, composición, abundancia de fitoplancton y biovolumen. (Hörnström, 1981; OCDE,
1982; Sládecek, 1973; Brettum, 1989; Barbe et al., 1990; Tremel, 1996; Reynolds et al., 2002;
Brettum & Andersen, 2005; Carvalho et al., 2007; citados por INAG I.P., 2009)
La importancia de los índices es que proveen información sobre que tan rara o común es una
especie en una comunidad. La posibilidad de cuantificar la diversidad es una importante
herramienta, para entender la estructura de las comunidades naturales (Ramírez, 2000).
1.3.2.1.1. ÍNDICE DE ESTADO TRÓFICO Y BIÓTICO
Este enfoque comprende dos partes: la primera de carácter cualitativa y una segunda de carácter
cuantitativo. En la parte cualitativa se identifican, hasta el mayor nivel taxonómico posible, los
taxones presentes en la muestra. Una vez logrado esto, se procede a cuantificar cuántos de cada
uno de esos taxones están presentes. Es necesario aclarar que no todos los taxones que aparecen
en la parte cualitativa del análisis de una muestra tienen que aparecer en el cuantitativo, debido a

23
problemas de submuestreo, al volumen y número de cámaras examinadas y a la dificultad de la
manipulación de las algas sedimentadas en el fondo de la cámara de conteo. Existen algunos
tipos de índices que sólo requieren la parte cualitativa. Los seis primeros tipos de índices tratados
son de este tipo. Otros índices requieren de ambas partes y de esta índole son los restantes
(Ramírez, 2000).
PRIMERA PARTE
1) RIQUEZA DE ESPECIES
Se considera que existe un mayor número de especies en los ambientes menos eutróficos en
comparación con los más eutroficados. Sin embargo, los resultados dependerán principalmente
del lugar donde se efectúe el muestreo, pues, a distintos sitios de un cuerpo de agua pueden
corresponder diferentes tiempos de residencia y otras variables que inciden en la determinación
de la riqueza de especies: como ejemplo se tiene que los lagos eutróficos con región litoral
amplia y ricas en macrófitas presentan generalmente un número de especies que puede llegar a
ser mayor que el de los lagos oligotróficos (Esteves, 1988; citado por Ramírez, 2000).
Asimismo, el número de especies halladas se verá afectado por el tamaño de la unidad muestral,
ya que generalmente existe una variación lineal entre ambos factores (Ramírez, 2000)
2) ÍNDICE DE THUNMARK Y NYGAARD
Estos índices establecen relaciones entre las especies dominantes y las accidentales, presentes o
no, con el fin de determinar el estado trófico del ecosistema. Thunmark (1945; citado por
Ramírez, 2000) propuso el siguiente índice:
Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐂𝐥𝐨𝐫𝐨𝐟í𝐜𝐞𝐨 =
Número de taxones de 𝐶ℎ𝑙𝑜𝑟𝑜𝑐𝑜𝑐𝑐𝑎𝑙𝑒𝑠
Número de taxones de 𝐷𝑒𝑠𝑚𝑖𝑑𝑖𝑎𝑐𝑒𝑎𝑒

24
Posteriormente Nygaard (1949; citado por Ramírez, 2000) propuso otros índices:
Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐂𝐢𝐚𝐧𝐨𝐟í𝐜𝐞𝐨 =
Número de taxones de 𝐶𝑦𝑎𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑐𝑒𝑎𝑒
Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐝𝐞 𝐃𝐢𝐚𝐭𝐨𝐦𝐞𝐚𝐬 =
Número de taxones de diatomeas centrales
Número de taxones de diatomeas pennales
Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐝𝐞 𝐄𝐮𝐠𝐥𝐞𝐧𝐨𝐟𝐢𝐭𝐚𝐬 =
Número de taxones de 𝐸𝑢𝑔𝑙𝑒𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑡𝑎
Número de taxones de 𝐶𝑦𝑎𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑐𝑒𝑎𝑒 + 𝐶ℎ𝑙𝑜𝑟𝑜𝑝ℎ𝑦𝑐𝑒𝑎𝑒
Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐂𝐨𝐦𝐩𝐮𝐞𝐬𝐭𝐨 =
Número de taxones de 𝐶𝑦𝑎𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑐𝑒𝑎𝑒 + 𝐶ℎ𝑙𝑜𝑟𝑜𝑐𝑜𝑐𝑐𝑎𝑙𝑒𝑠 +
diatomeas centrales + 𝐸𝑢𝑔𝑙𝑒𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑡𝑎
De los índices propuestos por Thunmark y Nygaard, los más usados son: Clorofíceo, Diatomeas
y el Compuesto (Ramírez, 2000).
 Si el Índice de Clorofíceo da un valor < 1 entonces se trata de un lago oligotrófico, mientras
que si es > 1 el lago es eutrófico.
 En lo referente al Índice de Diatomeas, si el resultado varía de 0 a 1 el lago es oligotrófico,
si va de 1 a 2 es mesotrófico y si es > 2 el lago es eutrófico.
 Para el Índice Compuesto, si el valor es < 1 el lago es oligotrófico, si va de 1 a 2,5 es
mesotrófico y si es > 2,5 el lago es eutrófico.
En síntesis, la utilización de especies fitoplanctónica para caracterizar ecosistemas lacustres debe
hacerse a partir de estudios a largo plazo, pues las evaluaciones hechas con base en muestreo
esporádicos pueden conducir a conclusiones falsas (Roldán, 1992).

25
3) ASOCIACIONES FITOPLANCTÓNICAS
Hutchinson (1967; citado por Ramírez, 2000) propuso una clasificación provisional de los tipos
de fitoplancton basada principalmente en las asociaciones fitoplanctónicas de acuerdo con la
afinidad taxonómica. El mismo autor señaló que los tipos de plancton no deben ser considerados
necesariamente equivalentes a formaciones en el sentido fitosociológico, aunque es posible que
algunos de ellos puedan registrarse bajo este término. Incluso, pueden mezclarse muchos tipos
(las mezclas más comunes son las del plancton diatomeico con las demás especies). En la tabla 2
se detallan las asociaciones propuestas por este autor (Ramírez, 2000).
Las asociaciones de especies de diatomeas, principalmente las de especies y variedades de
Gomphonema, también han sido utilizadas como indicadores de la presencia de desechos
industriales y de otros tipos. A través del número de especies de diatomeas presentes se puede,
además, tener una idea de la calidad del agua. En ambientes eutróficos, unas pocas especies
conforman la mayoría de la población de diatomeas y su densidad es alta; en ambientes limpios,
en cambio se presentan más especies de diatomeas con densidad baja (Ramírez, 2000).

26
Tabla 2: Asociaciones fitoplanctónicas de Hutchinson (1967).
Tipo fitoplanctónico Características del agua Algas dominantes Algas acompañantes
Oligotrófico desmidiáceo
Aguas pobres en nutrientes, ligeramente ácidas y poco
alcalinas.
Diferentes especies de Staurodesmus y
Staurastrum.
Otras desmidiáceas,
Sphaerocystis, Gloecystis,
Rhizosolenia, Tabellaria.
Oligotrófico diatomeico
Aguas pobres en nutrientes, neutras o ligeramente
alcalinas.
Diferentes especies de Cyclotella y
Tabellaria, no Melosira granulata.
Otras especies de Melosira,
Fragilaria, Synedra,
Dinobryon, Asterionella.
Tipo Botryococcus
Aguas poco mineralizadas y de alcalinidad baja, aunque
sus condiciones exactas no se comprenden bien.
Botryococcus braunii.
Sphaerocystis, Dinobryon,
Peridinium y Staurodesmus.
Tipo Crisofíceo
Neutral o ligeramente alcalina; lagos pobres en
nutrientes o lagos más productivos en la estación de
reducción de nutrientes.
Una o varias especies de Dinobryon y
Mallomonas.
Tabellaria y otras diatomeas,
Synura, Uroglena.
Oligotrófico Chorococcal Lagos improductivos, neutros o ligeramente alcalinos. Diferentes especies de Oocystis. Botryococcus.
Oligotrófico
dinoflagelado
Lagos generalmente pobres en nutrientes, neutros o
ligeramente alcalinos.
Peridinium willei, P. inconspicuum.
Ceratium sp. y Glenodinium
sp.
Mesotrófico o eutrófico
dinoflagelado
Neutral o ligeramente alcalina. Clasificación no
ciertamente distinguible a la anterior.
Peridinium bipes, P. cinctum.
Ceratium sp. y Glenodinium
sp.
Eutrófico diatomeico Lagos altamente productivos.
Asterionella sp., Fragilaria crotonensis,
Synedra sp., Stephanodiscus sp., Melosira
granulata.
-
Eutrófico Chlorococcal Lagos y lagunas poco profundas. Pediatrum o Scenedesmus
Actinastrum,
Ankistrodesmus, Crucigenia,
Dictyosphaerium y
Tetraedron.
Mesotrófico o eutrófico
desmidiáceo
-
Especies euritópicas de Staurastrum y
Cosmarium sp.
-
Cianofítico Lagos altamente fertilizados, tropicales. Microcystis, Aphanizomenon, Anabaena.
Lyngbia, Gloeotricha,
Oscillatoria.
Euglenofítico
Cuerpos de agua muy pequeños y orgánicamente
poluídos con compuestos orgánicos de nitrógeno.
Florecimiento de Euglena sp.,
Trachelomonas volvocina, Lepocinclis
fusiformes.
-
Fuente: Wetzel, 1981; citado por Ramírez, 2000.

27
4) ÍNDICE DE DÉFICIT DE TAXONES DE KOTHÉ
Para trabajar con este método hay que establecer inicialmente una medida de referencia para los
lugares que se van a estudiar. Esta medida da el punto, situado fuera de la influencia de la tensión
ambiental, donde se espera hallar un mayor número de taxones (Ramírez, 2000).
En este índice sólo es importante el número total de taxones, no el tipo de taxones de que se
trata. Si se acepta que cada muestra se estudia de la misma manera, el déficit de especies se
puede calcular de la siguiente forma:
Donde:
Ax: Número de taxones del lugar que se está estudiando.
Ai: Número de taxones en la muestra de referencia.
El valor se presenta en porcentaje y varía de 0 a 100%. Cuando es 0, Ax = Ai, es decir, no hay
déficit de taxones; cuando es el 100%, Ax = 0, es decir, el déficit de taxones es total. Los
valores obtenidos pueden llevarse a un sistema de coordenadas, ubicándose en la abscisa las
estaciones consideradas y en la ordenada los valores del índice. La debilidad relativa del método
radica en el establecimiento de la medida de referencia de taxones (Ramírez, 2000).
5) EL MÉTODO DE PANTLE Y BUCK
Este método se basa en el sistema de los saprobios de Kolkwitz & Marsson (1908; citado por
Ramírez, 2000), consiste en calcular inicialmente la frecuencia (h) de los diversos taxones en el
lugar de la investigación. La frecuencia se expresa en números absolutos o se estima. Según
Pantle & Buck (1955; citado por Ramírez, 2000) utilizan sólo tres grados de frecuencia: 1,
hallazgos casuales; 3, hallazgos frecuentes y 5, hallazgos abundantes. Aunque otros autores usan
un número mayor de los grados de frecuencia, lo cual dificulta y personaliza la interpretación.
𝑭 =
(𝑨 𝒊 − 𝑨 𝒙)
𝑨 𝒊
× 𝟏𝟎𝟎

28
Posteriormente, a cada taxón se le sitúa en el sistema de los saprobios. Se toma su grado
sapróbico (s), es decir, su lugar dentro del sistema (Ramírez, 2000). Cada grado corresponde a un
tipo de organismos indicadores, así:
s = 1, organismos indicadores oligosapróbicos (agua apenas contaminada).
s = 2, organismos indicadores  mesosapróbicos (agua moderadamente contaminada).
s = 3, organismos indicadores  mesosapróbicos (agua muy contaminada).
s = 4, organismos indicadores polisapróbicos (agua fuertemente contaminada).
A partir de esta clasificación se halla el índice de saprobiedad para cada estación de muestreo,
según la fórmula:
La calidad del agua se establece según los siguientes intervalos:
1 < IS < 1,5; contaminación muy débil.
1,5 < IS < 2,5; contaminación moderada.
2,5 < IS < 3,5; contaminación fuerte.
3,5 < IS < 4,0; contaminación muy fuerte.
En el sistema saprobio se utilizan todos los organismos acuáticos, desde los hongos y las algas
hasta los vertebrados, como indicadores de la calidad del agua. Al índice de saprobiedad puede
agregarse un valor indicador (g) característico de cada especie; el valor más bajo es 1; el más
alto es 5 (Ramírez, 2000). La fórmula final seria:
El método de Pantle y Buck se hizo para aguas corrientes, pero puede usarse para aguas lénticas.
Los valores de “g” para organismos fitoplanctónicos podrán tomarse de las tablas 3 y 4 del
Índice de Polución Orgánica de Palmer (Ramírez, 2000).
𝑰𝑺 =
∑(𝒔 × 𝒉)
𝒉
𝑰𝑺 =
∑ 𝒔 × 𝒉 × 𝒈
𝒉 × 𝒈

29
6) ÍNDICE DE POLUCIÓN ORGÁNICA DE PALMER
Respecto a las algas como indicadores de contaminación, Palmer (1969; citado por Ramírez,
2000), después de consultar 269 trabajos de 165 autores, creó un sistema indicador que consta de
una lista de veinte organismos, tanto géneros como especies, en orden decreciente de resistencia
a la contaminación orgánica. Para usar este sistema se requieren las tablas 3 y 4, que muestran el
índice de polución propio de cada organismo. Este valor puede utilizarse como valor indicador
“g” en el índice de saprobiedad de Pantle y Buck (Ramírez, 2000).
Tabla 3: Índice de Polución para géneros.
OPI OPI
Anacystis (Microcystis ) 1 Micractinium 1
Ankistrodesmus 2 Navicula 3
Chlamydomonas 4 Nitzschia 3
Chlorella 3 Oscillatoria 5
Closterium 1 Pandorina 1
Cyclotella 1 Phacus 2
Euglena 5 Phormidium 1
Ghomphonema 1 Scenedesmus 4
Lepocinclis 1 Stigeoclonium 2
Melosira (Aulocoseira) 1 Synedra 2
OPI = Índice de Polución Orgánica.
Fuente: Palmer, 1969; citado por Ramírez, 2000.

30
Tabla 4: Índice de Polución para especies.
OPI OPI
Ankistrodesmus falcatus 3 Nitzschia palea 5
Artthospira jenneri 2 Oscillatoria chlorina 2
Chlorella vulgaris 2 Oscillatoria limosa 4
Cyclotella meneghiniana 2 Oscillatoria princeps 1
Euglena gracilis 1 Oscillatoria putrida 1
Euglena viridis 5 Oscillatoria tenuis 4
Ghomphonema parvulum 1 Pandorina morum 3
Melosira varians 2 Scenedesmus quadricauda 4
Navicula cryptocephala 1 Stigeoclonium tenue 3
Nitzschia acicularis 1 Synedra ulna 3
OPI = Índice de Polución Orgánica.
Fuente: Palmer, 1969; citado por Ramírez, 2000.
En el análisis de una muestra de agua se registran aquellos de los veinte géneros o especies de
algas contenidos en la lista. Para tal efecto, un alga se considera presente si hay 50 o más
individuos de la misma por mililitro. Posteriormente se suman uno a uno los índices de polución
de las algas presentes; si el resultado es mayor o igual a 20 existe alta polución orgánica en la
muestra, mientras que un resultado de 15 a 19 se toma como indicador de polución orgánica
intermedia y, finalmente, un valor menor que 15 corresponderá a una baja polución orgánica, a
una muestra no representativa o que algún factor o sustancia presente en el ambiente está
interfiriendo en el crecimiento del alga (Ramírez, 2000).
SEGUNDA PARTE
7) ÍNDICES BASADOS EN LA ABUNDANCIA PROPORCIONAL DE LOS TAXONES
HALLADOS EN EL CUALITATIVO
Estos índices tienen en cuenta el hecho de que en cualquier colección de individuos, casi sin
excepción, se observan una o dos especies comunes muy abundantes o dominantes, unas pocas

31
de abundancia intermedia y un amplio número de especies raras y poco abundantes.
Normalmente, ninguna comunidad está constituida por especies igualmente abundantes, es decir,
con una diversidad máxima. A estos índices corresponden los de Shannon y Weaver, Brillouin,
Simpson y otros, que buscan reunir los componentes de riqueza y de equidad en uno solo, por lo
que se han denominado índices de heterogeneidad. Los índices de diversidad de Shannon y
Weaver y de Brillouin son los mejor conocidos y más usados (Ramírez, 2000).
La medida de la diversidad no es sencilla, debe tenerse una definición precisa de los organismos
comprendidos en una comunidad (Pielou, 1975; citado por Ramírez, 2000). Por ello es preciso
especificar los límites del tiempo durante el cual se efectúo el estudio, así como las fronteras
espaciales del área que contiene la comunidad y la forma como se llevó a cabo, el muestreo.
Además, como ya se especificó, se requiere una clasificación taxonómica clara del material
involucrado, es decir, un estudio cualitativo previo (Ramírez, 2000).
Normalmente se hace referencia a la diversidad de especies, pero esto no impide el tratamiento
de cualquier rango taxonómico, de componentes estructurales del habitad e incluso de la
diversidad trófica. Como muchos organismos no se distribuyen al azar en el área de muestreo, se
debe seguir una cuidadosa metodología en la que quede bien representada una muestra tomada
en forma verdaderamente aleatoria, y que permita el uso correcto de los procedimientos
estadísticos involucrados (Schemnitz, 1980; citado por Ramírez, 2000).
 ÍNDICE DE DIVERSIDAD DE SHANNON Y WEAVER
Según Pielou (1966; citado por Ramírez, 2000), se debe usar para colecciones infinitamente
amplias, en las que el número de taxones es desconocido y de las cuales debe tomarse una
muestra aleatoria. Su utilización implica que todas las especies de la población original estén
representadas en la muestra y que dicha población sea homogénea. No puede ser usado,
entonces, en cualquier situación, como se ha hecho normalmente, pues presenta un sesgo
definido en muestras pequeñas.

32
El valor máximo de este índice está dado por ln S, donde S es el número de taxones en la
muestra; pero normalmente el rango de valores oscila entre 1,5 y 3,5; sobrepasando raramente un
valor de 4,5 (Magurran, 1988; citado por Ramírez, 2000). Según Margalef (1983; citado por
Ramírez, 2000), en los ecosistemas lacustres continentales el fitoplancton puede llegar a
presentar una diversidad muy por debajo de uno en los ambientes muy eutróficos, y un máximo
de cinco en los oligotróficos y distróficos. En el mar, estos valores suelen estar comprendidos
entre 1,5 y 2,5 en la zona de costa, con una disminución creciente hacia los estuarios y un
aumento a valores entre 3,5 y 4,5 en mar abierto (Margalef, 1974; citado por Ramírez, 2000).
Para el cálculo del índice se utiliza el logaritmo en base dos (Log2), pero puede usarse cualquier
otro tipo de base, como la diez o la “e” del logaritmo natural, que es la más usada actualmente.
El mismo tipo de logaritmo usado para calcular el índice de diversidad debe ser utilizado en el
cálculo de los demás índices relacionados, como el índice de equidad y el de riqueza. De acuerdo
con el tipo de logaritmo, las unidades del índice serán: 1) para Log2, bits por individuo o dígitos
binarios por individuo; 2) para Loge (ln), bel nat por individuo o nat por individuo; 3) para Log10,
bel por individuo, dígito decimal por individuo o decit por individuo (Ramírez, 2000). Su
expresión numérica es:
Donde:
𝒑𝒊 =
𝒏𝒊
𝒏
ni: Número de individuos del taxón i.
n: Número total de individuos en la muestra.
𝒏 = ∑ 𝒏𝒊
Hʼ normalmente toma valores entre 1 y 4,5. Valores encima de 3 son típicamente interpretados
como "diversos". Es un índice que disminuye mucho en aguas muy contaminadas. Por tanto,
𝑯’ = − ∑ 𝒑 𝒊
𝒔
𝒊=𝟎
𝒍𝒐𝒈 𝟐 𝒑 𝒊

33
cuanto mayor valor tome el índice de Shannon y Weaver, mayor calidad tendrá el agua objeto de
estudio (Golicher, 2008).
 ÍNDICE DE DIVERSIDAD DE BRILLOUIN
Este índice se utiliza cuando la aleatoriedad de una muestra no puede ser garantizada; por
ejemplo, cuando se capturan insectos con trampas de luz, los cuales son diferencialmente
atraídos por la misma, cuando se colecta plancton con redes de arrastre, en cuyo caso sólo son
atrapados los individuos de tamaño mayor que el diámetro de la red, o cuando una comunidad es
censada en su totalidad (Ramírez, 2000). El índice, HB, se expresa como:
Donde:
N: Es el número total de individuos en la población.
El índice de Brillouin rara vez excede un valor de 4,5. Algunos autores, argumentan que el índice
de Brillouin se debe usar en todos los casos en que se efectúe una colección a partir de una
muestra no aleatoria, o en que se conozca la composición completa de la comunidad (Pielou
1969; Margalef, 1974; citados por Ramírez, 2000). Esta sugerencia ha sido poco aceptada, ya
que el cálculo del índice de Brillouin requiere mucho tiempo y puede dar valores errados dada su
dependencia del tamaño muestral. La mayoría de los ecólogos familiarizados con la teoría de la
información miden la diversidad preferentemente con el índice de Shannon y Weaver, pues éste
les permite fácilmente computar los datos, entre otras ventajas (Magurran, 1988; citado por
Ramírez, 2000).
 ÍNDICES DE DOMINANCIA
Estos índices constituyen el segundo grupo de los llamados índices de heterogeneidad. Proveen
una medida de la abundancia de las especies más comunes, más que una medida de riqueza de
especies. El más utilizado es el índice de Simpson (1949; citado por Ramírez, 2000), llamado
𝑯𝑩 =
𝒍𝒏( 𝑵!) − ∑ 𝒍𝒏(𝒏𝒊!)
𝑵

34
algunas veces índice de Yule. Éste muestra la probabilidad de que dos individuos extraídos
aleatoriamente de una comunidad infinitamente grande pertenezcan a especies diferentes. Para
calcular la dominancia de una comunidad finita se usa la fórmula:
Para una muestra infinita la fórmula es:
Según lo sugerido por Pielou (1977; citado por Ramírez, 2000), estadísticamente es más correcto
usar la fórmula ajustada para una muestra de tamaño finito.
A medida que el índice de dominancia se incrementa de 0 a 1 (valor máximo del índice), la
diversidad y la equidad disminuyen. Es un índice muy influenciado por las especies más
abundantes en la muestra, pero menos sensible a la riqueza de especies y al tamaño muestral. El
índice es expresado en muchos casos como 1 - Ds, complemento del índice de Simpson o como
1/Ds, inverso del índice de Simpson, los cuales son utilizados como medidas de diversidad
(Ramírez, 2000).
Otro índice de dominancia poco usado, pero fácil de calcular y que presenta la ventaja de
expresar la importancia proporcional de la especie más abundante en la muestra, es el de Berger-
Parker (d). Este índice es independiente del número de taxones en la muestra, aunque está
influenciado por el tamaño de la misma; además, su inverso y su complemento también son
usados como medidas de diversidad (Southwood, 1978; citado por Ramírez, 2000). Fórmula es:
Donde:
ni máx.: Más abundante.
𝑫𝒔 =
∑ 𝒏 𝒊(𝒏 𝒊 − 𝟏)
𝒏(𝒏 − 𝟏)
𝑫𝒔 = ∑ 𝒑 𝒊
𝟐
= ∑ 𝒏 𝒊/𝒏 𝟐
𝒅 =
𝒏 𝒊 𝒎á𝒙
𝒏

35
 ÍNDICE DE RIQUEZA
Estos son una medida del número de especies o taxones por unidad de muestreo. Los índices de
riqueza de Gleason y de Margalef son denominados índices simples de riqueza y sus valores
oscilan entre 0 y 30 (Washington, 1984; citado por Ramírez, 2000), sus fórmulas son:
Donde:
s: Es el número de taxones registrados, también denominados riqueza numérica.
Ambos son sensibles al tamaño muestral, por lo cual es recomendable contar directamente el
número de especies en muestras de igual tamaño. En caso de tamaños muestrales desiguales, que
es probablemente la situación más usual, debe usarse el método denominado rarefacción. Este
método permite comparar el número de especies entre comunidades (Ludwig & Reynolds, l988;
citado por Ramírez, 2000).
 MODELOS DE EQUIDAD O UNIFORMIDAD
Describen la distribución de la abundancia de especies, es decir, la equidad. Existen cuatro de
estos modelos: la serie geométrica, la serie logarítmica, la distribución logarítmica normal y el
modelo de barra rota. Cada uno de ellos se apoya en pruebas estadísticas que permiten observar
el grado de ajuste de los resultados hallados al modelo teórico (Southwood, 1978; Magurran,
1988; citados por Ramírez, 2000).
En general, el valor de la equidad es inverso al valor de la pendiente obtenida en los modelos
citados y el valor de este índice aumenta a partir de la serie geométrica hasta el modelo de barra
𝑹𝒈 =
𝒔
𝐥𝐧 𝒏
𝑹𝒎 =
𝒔 − 𝟏
𝐥𝐧 𝒏

36
rota, en el que la equidad es 1 porque la diversidad alcanza el valor máximo. El índice de
equidad oscila entre el valor 0 como mínima equidad (mayor contaminación, menor diversidad)
y uno, máxima equidad (diversidad máxima, menor contaminación). El más usado es el índice de
equidad de Pielou (1966; citado por Ramírez, 2000), el cual se expresa así:
Donde:
H’: Índice de diversidad de Shannon y Weaver.
H’ máx: Índice de diversidad máxima (=ln s).
8) ÍNDICE DE ESTADO TRÓFICO DE CARLSON (IET)
Este índice no utiliza el criterio de abundancia, sino las características asociadas al estado trófico,
como son la transparencia o profundidad Secchi, la concentración de clorofila y el contenido
total de fósforo y de ortofosfatos. Originalmente fue propuesto para zonas templadas, pero
posteriormente se ha modificado para zonas tropicales con base en investigaciones realizadas en
el embalse Barra Bonita, en Brasil (Ramírez, 2000). Se citan aquí los resultados de tales
investigaciones:
𝑱̕ =
𝑯̕
𝑯̕ 𝒎á𝒙
𝑰𝑬𝑻 ( 𝑷𝑺) = 𝟏𝟎 [𝟔 −
𝟎, 𝟔𝟒 + 𝒍𝒏(𝑷𝑺)
𝒍𝒏𝟐
]
𝑰𝑬𝑻 ( 𝒄𝒍 𝒂) = 𝟏𝟎 [𝟔 −
𝟐, 𝟎𝟒 − 𝟎, 𝟔𝟗𝟓 𝒍𝒏(𝒄𝒍 𝒂)
𝒍𝒏𝟐
]
𝑰𝑬𝑻 ( 𝑷𝑻) = 𝟏𝟎 [𝟔 −
𝒍𝒏(𝟖𝟎, 𝟑𝟐/𝑷𝑻)
𝒍𝒏𝟐
]
𝑰𝑬𝑻 (𝑷. 𝑷𝑶 𝟒
−𝟑
) = 𝟏𝟎 [𝟔
𝒍𝒏(𝟐𝟏, 𝟔𝟕/𝑷. 𝑷𝑶 𝟒
−𝟑
)
𝒍𝒏𝟐
]

37
Donde:
IET: Índice de estado trófico de Carlson.
PS: Profundidad Secchi en metros.
cl a: Clorofila “a” en mg/m3
.
PT: Fósforo total en mg/m3
.
𝑷. 𝑷𝑶 𝟒
−𝟑
: Fósforo como ortofosfatos en mg/m3
.
En criterio de aplicación es:
IET < 44, el medio es oligotrófico.
44 < IET < 54, el medio es mesotrófico.
IET > 54, el medio es eutrófico.
A causa de la alta turbidez abiogénica del embalse Barra Bonita, se consideró que la profundidad
Secchi no era representativa del estado trófico, por lo cual se ponderó el IET de tal forma que se
dio un menor peso a la profundidad Secchi para no tener que eliminarla (Ramírez, 2000).
Donde:
𝑰𝑬𝑻: Índice promedio ponderado del estado trófico de Carlson.
Con respecto al índice de estado trófico de Carlson (1977; citado por Ramírez, 2000), debe
tenerse en cuenta que éste no define por sí mismo el estado trófico, pues es tan sólo un indicador
del mismo. Además, el mejor indicador entre la profundidad Secchi, la clorofila “a”, el fósforo
total y el ortofosfato puede variar de un ecosistema a otro, lo que depende, entre otros factores,
de la estación climática en que se efectúe el muestreo.
También es importante señalar que la transparencia medida con el disco Secchi puede verse
disminuida por la presencia de material particulado diferente a las algas, en cuyo caso el índice
de Carlson dará valores erróneos (Henao, 1987; citado por Ramírez, 2000).
𝑰𝑬𝑻 =
𝑰𝑬𝑻 (𝑷𝑺) + 𝟐[𝑰𝑬𝑻(𝑷. 𝑷𝑶 𝟒
−𝟑
) + 𝑰𝑬𝑻(𝑷𝑻) + 𝑰𝑬𝑻(𝒄𝒍 𝒂)]
𝟕

38
9) ÍNDICE DEL ESTADO TRÓFICO - TRIX
El índice del estado trófico (TRIX), propuesto por Vollenweider et al. (1998; citado por Aranda,
2004), se creó con el objeto de poder comparar información en un amplio intervalo de
situaciones, al conjugar factores que están directamente relacionados con la productividad, la
clorofila “a” y el Oxígeno Disuelto, y con los nutrientes (nitrógeno y fósforo), de acuerdo a la
fórmula siguiente:
Donde:
Chla: Es la concentración de Clorofila a en µg/L.
aD%O: Es el valor absoluto de la desviación del porcentaje de saturación de oxígeno disuelto,
es decir, |100 - %OD|.
NT: Es el nitrógeno total en µg/L.
PT: Es la concentración del fósforo total en µg/L.
Tabla 5: Valores del índice del estado trófico (TRIX) y calidad del agua, de acuerdo a la
legislación italiana, en la evaluación del estado del agua de mar.
TRIX
ESTADO DE LA CALIDAD
DEL AGUA
CARACTERÍSTICA DEL AGUA
2 – 4 Alta
Agua pobremente productiva.
Nivel trófico bajo.
4 – 5 Buena
Agua moderadamente productiva.
Nivel trófico medio.
5 – 6 Mala
Agua entre moderada y altamente
productiva.
Nivel trófico alto.
6 – 8 Pobre
Agua altamente productiva.
Nivel trófico más alto.
Fuente: Penna et al., 2004; citado por Aranda, 2004.

39
1.3.2.1.2. BIOMASA Y PRODUCTIVIDAD FITOPLANCTÓNICA
La biomasa del fitoplancton se determina a partir de los recuentos (células/ml) utilizando el
método Utermöhl, biovolumen (mm3
/L), a partir de la concentración de clorofila. Existen
procedimientos estandarizados para la obtención de estas mediciones; y además se han
desarrollado nuevas técnicas basadas en la fluorocitometría de flujo y nuevas generaciones de
contadores de partículas (contadores laser) que pueden ser de utilidad para el establecimiento del
número y biomasa algal (Vicente et al., 2005).
La medida de la productividad indica la tasa de toma de carbono inorgánico durante la
fotosíntesis por parte del fitoplancton. Dicha medida es útil para determinar los efectos de los
contaminantes y los nutrientes en la comunidad acuática. La productividad puede definirse como
la cantidad de biomasa que se forma en un período de tiempo determinado. Si la biomasa se
genera por fotosíntesis se habla de productividad primaria (Roldán, 1992). La cual puede
dividirse en:
 Productividad Primaria Bruta (PPB): Cantidad de biomasa total ganada que incluye las
pérdidas ocasionadas principalmente por respiración durante un periodo de tiempo
determinado.
 Productividad Primaria Neta (PPN): Biomasa menos la perdida por respiración en un
intervalo de tiempo.
Se han usado varios métodos para medir la productividad primaria de fitoplancton, entre los que
destacan principalmente el método del oxígeno de Gaarder y Gran (1927) y el método de
Carbono 14 de Steeman – Nielsen (1952). Ambos métodos se basan en la medición de la
fotosíntesis en un pequeño volumen (100 a 300 ml) de agua, encerrados en frasco que se
exponen durante un cierto tiempo a la profundidad, de la cual fue extraída la muestra de agua.
Como controles se usan frascos oscuros donde no ocurre la fotosíntesis. Cada uno de ellos tiene
ventajas y limitaciones, por lo cual la selección debe hacerse teniendo en cuenta las condiciones
particulares del caso (González, 1988).

40
1.3.2.1.3. COMPOSICIÓN Y ABUNDANCIA
Para el análisis de la composición y abundancia de la comunidad fitoplanctónica se identifican
los organismos hasta un nivel taxonómico previamente establecido, contando (células/ml) y
calculando el biovolumen (mm3
/L) de cada taxón en la muestra. Los datos obtenidos son
agregados por grupos funcionales y el valor indicado de cada taxón de fitoplancton es
directamente usado en índices basados en abundancias o biovolumen (INAG I.P., 2009).
1.3.3. VALOR INDICADOR DE MICROALGAS BENTÓNICA
El uso de microalgas bentónicas para evaluar la calidad del agua es una práctica habitual en
muchos países europeos, y existe abundante bibliografía sobre su capacidad bioindicadora. No
obstante la inmensa mayoría de los estudios realizados se refieren a diatomeas, y existe mucha
menos información sobre los restantes grupos de microalgas. Asimismo los ríos han sido objeto
preferente de estudio, mientras que en los lagos el uso de las microalgas bentónicas como
bioindicadores es más reciente. En el marco de la aplicación de la Directiva Marco del Agua, las
microalgas se consideran útiles para la detección y seguimiento de las presiones debidas a:
Eutrofización, incrementos de materia orgánica, salinidad y acidificación (Cambra et al., 2005).
La mayoría de las microalgas son productores primarios y como tales responden a las variaciones
de los nutrientes (especialmente del fósforo) en el agua; algunas pueden comportarse como
organismos heterotróficos en aguas con aumentos de materia orgánica. Las comunidades de
microalgas bentónicas responden al aumento de nutrientes (principalmente P y N) en el agua,
mediante cambios en su composición que, en algunos casos, suponen la disminución de la
diversidad, y el aumento de la biomasa; de forma que cuando la masa de agua se eutrofiza los
sustratos aparecen recubiertos de capas verdes o pardas de algas (Cambra et al., 2005).

41
1.3.3.1. ÍNDICE DE CALIDAD
1.3.3.1.1. ÍNDICES DE DIATOMEAS
Las diatomeas son el grupo más diverso de las microalgas bentónicas; suelen constituir el 80 -
90% de la comunidad del perifiton y sirven para el monitoreo de ambientes actuales y fósiles;
además, poseen una capacidad depuradora del medio ambiente (mediante fotosíntesis, incorporan
oxígeno, oxidación de materia orgánica y también aumentan el oxígeno disuelto, utilizado por
otros organismos acuáticos) (Cambra et al., 2005; Aguapedia, 2004). El grupo de las diatomeas
son bioindicadoras de presiones fisicoquímicas debidas a eutrofización y contaminación,
salinidad y acidificación; e integran cambios de calidad del agua a medio plazo
(aproximadamente 2 meses). Su uso como indicadores está generalizado en el estudio de los ríos
y existen procedimientos de muestreo, análisis y mediciones estandarizadas. Diferentes estudios
demuestran que las comunidades de diatomeas integran los cambios de calidad del agua de unos
60 días anteriores, por lo que reflejarían la calidad de los dos meses anteriores a la fecha de
muestreo. Las diatomeas tienen como ventaja su fácil manipulación y conservación de las
muestras, que se debe a su esqueleto de sílice (frústulo) que es muy resistente y tiene
características morfológicas claves para la identificación de las especies (B.G. de Bikuña &
Fraile, 2008).
En numerosos estudios limnológicos, la calidad de las aguas de los ríos se determina mediante
índices bióticos aplicados a las comunidades de organismos Fitobentónicos. Los índices bióticos
se basan en el distinto grado de tolerancia de las especies a las características fisicoquímicas de
las aguas; normalmente tolerancia a diferentes concentraciones de materia orgánica y a
elementos limitantes derivados de su oxido – reducción: déficit oxigeno disuelto, alta
concentración de amoniaco, nitritos, nitratos, etc. (B.G. de Bikuña & Fraile, 2008).
Los índices que se van a mostrar a continuación son los más utilizados, para el estudio de
diatomeas son índices de calidad normalizados por AFNOR, tomados de guías de diversidad
Francesa y son los siguientes: Índice Biológico Diatómico (IBD) – NF. T 90-354 y el Índice
Diatómico General (IDG) (Aguapedia, 2004).

42
A) IBD (Índice Biológico Diatómico)
Es un índice francés, norma AFNOR (NF. T 90-354). El principio de este índice es el mismo que
para los índices bióticos, también influye la cantidad relativa de los taxones. Viene referido para
todos los ecosistemas de agua dulce, porque las diatomeas se caracterizan por estar presentes en
todas partes y, sobre todo, en todo tipo de sustratos. Además posee la ventaja de que la toma de
muestras es un proceso fácil y son muestras pequeñas (no necesitan mucho espacio). Así la
determinación sistemática necesita de una buena experiencia por parte del técnico que lo realice
(Aguapedia, 2004). La determinación de este método presenta una serie de ventajas:
 Las diatomeas son organismos sensibles a la eutrofización, a la contaminación orgánica y
mineral; la estimación del método es fiable para un rango de contaminación bajo, donde otros
métodos son menos fiables. Además, los índices diatómicos están basados en datos
cuantitativos y la estimación es más acertada y más sensible que los métodos estrictamente
cualitativos.
 Las diatomeas reaccionan de manera muy rápida a las modificaciones de la calidad del agua y
pueden detectar las contaminaciones producidas de una manera discontinua. Son indicadores
de calidad a corto plazo porque las poblaciones de diatomeas se reconstituyen rápidamente
después de la desaparición de la contaminación.
Determinación de las diatomeas: Éste método tiene como finalidad la identificación de las
diatomeas a nivel de especie (frente al índice IDG, Índice Diatómico Genérico, que lleva a cabo
la determinación a nivel de género únicamente) (Aguapedia, 2004).
Cálculo del IBD: Para realizar este cálculo, vamos a seguir una serie de pautas:
 Cálculo del porcentaje de la abundancia (representada por “A”) de los taxones que aparecen y
de los taxones asociados.
 Eliminación de los taxones que aparecen pero que presentan “A” menor que los valores que
indica la norma. Todos los taxones que aparecen presentan “A” menor que 7,5% (es decir, tres
diatomeas de 400), todos éstos son eliminados sistemáticamente. Se considera que el efecto

43
producido por más de tres individuos de un taxón asociado es más peligroso que si
considerásemos que fuese en realidad una contaminación de la muestra.
 Cálculo de probabilidad de presencia de un taxón de los que aparece es significativo de la
población. Son los que se estudian para determinar la calidad del agua, utilizando la siguiente
fórmula:
Ax: Es la abundancia del taxón “x” que aparece en porcentaje.
Px (i): Es la probabilidad de presencia del taxón “x” de la clase de calidad “i”.
Vx: Es el valor ecológico del taxón “x”.
“n” es el nombre de los taxones que aparecen.
 Existen siete valores de F (i), porque el IBD define siete clases de calidad de agua.
 Cálculo de “B”, que corresponde al valor del IBD y que constituye un valor intermedio.
 Calculo del IBD sobre 20.
Tabla 6: Valores del Índice Biológico Diatómico.
VALOR SIGNIFICADO
IBD ≥ 17 Calidad excelente
16 > IBD > 13 Calidad buena
12 > IBD > 9 Pasable
8 > IBD > 5 Mediocre
IBD < 4 Mala calidad
Fuente: Aguapedia, 2004.
𝑰𝑩𝑫
𝟐𝟎
= 𝟒. 𝟕𝟓 × 𝑰𝑩𝑫 − 𝟖. 𝟓
𝑭 ( 𝒊) =
∑ 𝑨𝒙 × 𝑷𝒙( 𝒊) × 𝑽𝒙
∑ 𝑨𝒙 × 𝑽𝒙
𝑩 = 𝟏 × 𝑭( 𝟏) + 𝟐 × 𝑭( 𝟐) + 𝟑 × 𝑭( 𝟑) + 𝟒 × 𝑭( 𝟒) + 𝟓 × 𝑭(𝟓) + 𝟔 × 𝑭(𝟔) + 𝟕 × 𝑭(𝟕)

44
B) IDG (Índice Diatómico General)
Este índice viene determinado por tres variables:
 Sensibilidad a la contaminación de cada especie (S), con valores entre 1 (más resistente) y 5
(más sensible).
 Amplitud ecológica (V), que va desde 1 (forma ubicua) hasta 3 (Forma característica).
 Abundancia (A).
El Índice Diatómico General se calcula mediante la siguiente fórmula:
Aj: Abundancia relativa a la especie (%).
Sj: Sensibilidad a la contaminación (1 a 5).
Vj: Valor indicativo de la especie (1 a 3).
Los valores de IDG van en orden decreciente de los niveles de contaminación. Para la creación
de este índice los autores tomaron como referencia un número de 106 taxones. Con esta fórmula
el valor del índice que obtenemos podrá variar entre 1 y 5, rango establecido para la clasificación
de la calidad de las aguas (Aguapedia, 2004).
𝑰𝑫𝑮 =
∑ 𝑨 𝒋 𝑺 𝒋 𝑽 𝒋
𝒋
𝒋=𝟏
∑ 𝑨 𝒋 𝑽 𝒋
𝒏
𝒋=𝟏

45
Tabla 7: Valores del Índice Diatómico General.
VALOR SIGNIFICADO
IDG > 4.5 Calidad biológica óptima
4 < IDG < 4.5
Calidad normal.
Contaminación débil.
3.5 < IDG < 4
Contaminación moderada.
Eutrofización.
3 < IDG < 3.5
Contaminación media.
Eutrofización acentuada.
2 < IDG < 3
Desaparición de especies sensibles.
Contaminación fuerte.
1 < IDG < 2 Contaminación muy fuerte.
IDG = 0
La población es considerada como inexistente
(contaminación tóxica). Por debajo de 10
individuos/mm2
.
Fuente: Aguapedia, 2004.
1.3.3.1.2. MEDICIONES BASADAS EN OTROS GRUPOS DE ALGAS
El carácter indicador de otros grupos de algas no diatomeas se ha puesto de manifiesto en
diversos estudios de investigación. Por esta razón, en diversos países europeos también se
utilizan las microalgas no diatomeas para evaluar la calidad del agua. Así tenemos El Índice de
los Saprobios SLA (Sladecek, 1973), utilizado en la República Checa; El Índice E-P/I
(Dell’Uomo, 1991) en Italia y más recientemente El Índice Trófico TI (Rott, 1999) en Austria,
que se han construido con bases de datos muy potentes de alrededor de 1000 entradas (Cambra et
al., 2005).
Douterelo et al. (2004; citado por Cambra et al., 2005), analizan las variaciones que presentan
las cianobacterias en tramos fluviales sometidos a vertidos de aguas residuales orgánicas, en ríos

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de la provincia de Madrid; y observan decrementos de la diversidad, cambios de especies y de
sus abundancias.
Los autores del citado estudio señalan que las cianobacterias podrían usarse como indicadores de
calidad en los seguimientos de las redes de control de ríos. No obstante el trabajo debería
ampliarse (a otras cuencas) y proceder a estandarizar su muestreo y análisis, lo cual es una tarea
que podría desarrollarse en un futuro próximo (Cambra et al., 2005)
1.3.3.1.2. MEDICIONES BASADAS EN LA BIOMASA
La concentración de clorofila “a” /m2
puede ser usada como medición del grado de eutrofia
(límite de eutrofia superior a 100 – 150 mg Chl-a/m²) (Dodds et al., 1998; citado por Cambra et
al, 2005). No obstante existen opiniones que cuestionan el uso de medidas cuantitativas de
biomasa (clorofila “a”), en el marco de seguimientos rutinarios de eutrofía. Kelly & Whitton
(1998; citado por Cambra et al., 2005) señalan que los valores de biomasa algal pueden estar
influidos por factores independientes a la carga de nutrientes como son la crecida de la corriente
de los ríos, los cambios estacionales y la alimentación de invertebrados. También existen
dificultades para la estandarización del muestreo. Este indicador podría tener interés en el
seguimiento de la eutrofía en tramos fluviales seleccionados (control operacional) pero no se
considera adecuado para su inclusión en los controles de vigilancia (Cambra et al., 2005).

48
2.1. COLECTA DE MICROALGAS
La colecta consiste en una muestra de uno más taxones tomados de una ubicación específica en
un momento determinado que se conserva con el fin de permitir la validación independiente de la
identidad de los taxones (CEN/TC WI:2003).
El éxito de cualquier investigación que se emprendan sobre el plancton depende de un diseño
adecuado de muestreo, el que debe hacerse conforme al tipo de información que se desea
obtener. Por ejemplo, si se quiere efectuar un estudio taxonómico exhaustivo del plancton de un
lago, es importante incluir en las muestras todas las especies allí presentes, tanto las abundantes
como las escasas. Para ello es preciso seleccionar los accesorios de colecta que permitan la
captura de las variedades más pequeñas. Asimismo deben elegirse el tiempo y el espacio que
garanticen la inclusión de todas las especies. El tiempo debe abarcar las distintas estaciones del
año a fin de colectar los taxones de presencia estacional. El espacio debe incluir el perfil vertical
desde el fondo con miras a colectar las especies migratorias o las que viven a mayor
profundidad. Además, deben tomarse muestras en diferentes lugares de la masa de agua, en
especial cuando se estudian lagos de gran tamaño o de morfometría compleja. (González, 1988)
2.1.1. ACCESORIOS PARA LA COLECTA DE MICROALGAS
Básicamente existen cuatro tipos de accesorios para la toma de muestra: cubos y mallas, redes,
recipientes captadores y manguera, los cuales se pueden usar alternativamente o de manera
combinada.
2.1.1.1. CUBOS Y MALLAS
El muestreo de fitoplancton más sencillo consiste en recoger agua superficial con un cubo u otro
recipiente cerrado desde un muelle o embarcadero. En zonas de aguas poco profundas y bien
mezcladas, este método, tan primitivo en apariencia, puede ser suficiente para la detección
precoz de especies problema si se concentra la muestra (5 – 50 L) a través de mallas con abertura
de 10 – 20 μm. (Sar et al., 2002).

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2.1.1.2. REDES DE PLANCTON
Son los instrumentos de recolección de plancton más antiguo y de uso más generalizado. En su
versión más simple consiste en una abertura circular rígida a la cual se fija una red de forma
cónica que lleva un recipiente colector en su extremo más delgado. Se les desplaza en una
trayectoria vertical, horizontal u oblicua, mientras el agua se filtra a través de la malla. Los
organismos retenidos por la malla son concentrados en el recipiente terminal. Las redes de mayor
longitud y la de doble cono son las más eficientes (González, 1988).
Red Arrojadiza: Esta red es un tronco de cono fácil de manipular, con un diámetro de
aproximadamente 25 cm y una longitud de 1 m. Como la superficie de filtración de esta red es
pequeña con respecto a los orificios de la misma, se corre el riesgo de que la resistencia a la
filtración sea bastante alta, lo que causa una intensa obturación progresiva (Ramírez, 2000).
Red de Zeppelin: Esta es una red de orificios pequeños pero de una mayor superficie de
filtración que la anterior, por lo cual es muy larga y estrecha. Esta red está conformada en la
parte inferior por un cono que se alarga hacia arriba en forma de cilindro con un diámetro
superior a 15 cm y una longitud de 1m (Ramírez, 2000). Con el fin de calcular el volumen de
agua filtrada a través de una red, se puede utilizar la siguiente fórmula:
𝑽 = ( 𝝅𝒓 𝟐
𝑳) 𝑭
Donde:
V: Volumen de agua filtrada.
r: Radio de la boca de la red.
L: Longitud de Trayecto de desplazamiento de la red.
F: Factor de eficiencia de filtración.
Lo ideal es calcular el factor F de la red; porque a causa de la obstrucción progresiva de que es
objeto la red durante el proceso de filtración, el volumen realmente filtrado siempre será menor
que el teóricamente calculado. Sin embargo, no es posible cuantificar exactamente el efecto de la
obstrucción, ya que este depende de factores como la composición del plancton y la duración del
arrastre. En la extracción de la muestra con red se debe tratar de mantener la continuidad y

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velocidad del movimiento, ya que cualquier detención, por breve que sea, provoca la devolución
de parte del material ya colectado e induce a un error aún mayor (González, 1988).
La red de plancton, es el accesorio más usado para la colecta de especies fitoplanctónicas, se
utilizan redes muy finas, de 20 μm, o mejor aún de 10 μm, de apertura de malla. La colecta no es
adecuada para análisis cuantitativo, ya que se pierden numerosas células de pequeño tamaño
(picoplancton y ultraplancton), y la eficiencia de filtrado disminuye en proporción inversa a la
concentración de fitoplancton, o se ve alterada por la presencia de mucílagos. Pero la gran
cantidad de agua filtrada mediante un simple arrastre vertical en la zona fótica, podrá permitir la
detección de especies que suelen ser poco abundantes (Dinophysis sp.), o potencialmente tóxicas
(Alexandrium sp.) (Sar et al., 2002).
No se recomienda el uso de soportes o aros metálicos, que acortan la vida de la red por
problemas de corrosión, resultando muy satisfactorios los soportes de PVC y la sujeción con
fuertes hilos de algodón graso o de nylon. El colector puede ser un cilindro de PVC, con fondo
cerrado con una tapa desenroscable o acabada en grifo, que causará menos fricción a las células
que en el caso de colectores con fondo de red sujeta con arandelas metálicas (Sar et al., 2002).
Fig. 11: Redes de captura del plancton con aro de sujeción y colector de PVC; A) Red
Arrojadiza; B) Red de Zeppelin (Ramírez, 2000).
A
B

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