1. UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO
FACULTAD DE CIENCIAS
Prácticas de Biología de Animales III.
Práctica del procedimiento
Histológico del Grupo de vertebrados:
Aves (Gallus gallus domesticus –
gallina)
Apartado 2: Práctica de fecundación
en M. aurantiaca (almeja chocolata)
Elena Coria Ortega, Jovana Jasso Martínez, Nadieznha Medina Cantú, Marco
A. Ruvalcaba Knoth.
20/11/2012

2. Introducción (faltan las citas de la introuccion y ponerlas en la bibliografía)
La importancia de conocer la Histología es que te permite asomarte a un mundo
microscópico, en el cual puedes estudiar las características propias de cada órgano,
en este caso el órgano reproductor del ave.
Pero antes de adentrarnos de esta disciplina es necesario conocer un poco acerca de
las aves.
La aves son vertebrados que surgieron en la era Mesozoica, a partir de los dinosaurios
carnívoros, con los que sus primeros representantes guardan un gran parecido, al
grado que actualmente predomina la tenencia a clasificarlos junto con ellos en la clase
Dinosauria. Entre sus características están la presencia de plumas (tanto para
termorregularse, como para volar), de pico, de metabolismo alto, de esqueleto que ha
tendido a la ligereza y a la fusión de sus componentes y a la modificación de sus
extremidades (las anteriores con reducción de dedos y las posteriores compuestas por
tres segmentas, tendiendo a reducir la musculatura en el último, en el que predominan
los tendones).
El estudio de la evolución de la clase Aves se enfrenta al problema de que sus
representantes siempre han sido muy malos candidatos a fosilizar, debido a la
presencia de un esqueleto delicado y frágil, generalmente adaptado a sus costumbres
aéreas, su pequeño promedio etc.
En cuanto a su sistemática se han dividido en dos subclases que parecían claramente
diferenciadas, sin embargo los recientes descubrimientos de físiles en China y Europa
de formas intermedias ya no han hecho tan clara esta separación:
Archaeornithes (†), que incluyen organismos con más parecido anatómico a los
dinosaurios que a sus parientes actuales. Están típicamente representados por
Archaeopteryx, que eran aves que tenía cráneo diapsido, su columna vertebral no
estaba fusionada y se alargaba formando una cola con un hueso.
Neornithes, que comprenden a todas las aves modernas, abarcando algunos
representantes fósiles; todas las aves actuales se caracterizan por pérdida de la
dentición, la desaparición de la cola vertebral, la tendencia a fusionar la cintura pélvica,
la desaparición de las fosas temporales.
Los Neornitas se dividen en Paleognathae y Neognathae; las primeras comprenden a
las aves terrestres no voladoras, como las avestruces, los casuarios y los emúes, con
plumaje suave y amplias áreas de piel desnuda en la cabeza, el cuello y las patas.
Los neognathas incluyen a las aves voladoras con el plumaje adaptado a esta función,
el esqueleto muy ligero para reducir peso, presentando huesos pneumáticos (o
huecos), el esternón con una prolongación llamada quilla, muy desarrollada para
permitir la inserción de la musculatura del vuelo.
Debido al escaso registro fósil poco se sabe de sus relaciones filogenéticas, por lo que
su clasificación es muy variable, pero en general se consideran más de 20 ordenes,
aunque actualmente la biología molecular ha permitido avances en el establecimiento
de una sistemática con mayor sentido filogenético.
Se encuentran en prácticamente cualquier ambiente y son de distribución cosmopolita.
Su reproducción es estrictamente ovípara y entre ellas se encuentran los vertebrados
con dimorfismo sexual más marcado y conductas complejas
En cuento a sus características de reproducción, las aves son organismos que
“ponen” huevos, es decir son ovovíparas, lo que hace que presenten
características reproductivas diferentes a los mamíferos. Otro aspecto importante

3. en las aves es el hecho de que la hembra posee el sexo heterogamético, con lo
que durante el proceso de la ovogénesis, y no en el de espermatogénesis queda
determinado el sexo del futuro embrión.
Aparato genital masculino: En las aves los órganos reproductores del macho
incluyen los testículos, las vías deferentes (integradas entre otros por los
epidídimos y conductos deferentes) y el órgano copulador (Fig. 1) (Rodríguez, F.,
2003).
Testículos: Existen dos testículos con forma ovalada y tamaño, en función de la
actividad sexual, de 1 a 4 cm de longitud (fig.1). Están situados en la cavidad
abdominal (endorquidia fisiológica), en posición cefálica con respecto a los riñones
y por debajo de ellos. Su temperatura es la misma que la temperatura corporal del
animal (41-43° C). Los testículos de las aves tienen tubos seminíferos, pero no
presentan septos de separación ni lobulillos. Están suspendidos de la pared dorsal
de la cavidad abdominal por un ligamento, el mesorquio.
Vías deferentes: Los epidídimos se desarrollan
muy poco, siendo, por tanto, su papel fisiológico
muy escaso. Se prolongan hacia los conductos
deferentes, que están muy desarrollados y se
extienden a lo largo de 12 a 15 cm hasta
desembocar en una cavidad común al aparato
digestivo y al génito-urinario denominado cloaca.
Este conducto deferente, dado que es el lugar
donde maduran y se almacenan los
espermatozoides puede ser comparado al
epidídimo de los mamíferos (Rodríguez, F., 2003).
Órgano copulador: El falo o pene situado en la
línea media ventral de la cloaca y formado por
pliegues cloacales, es muy rudimentario en el
gallo, el pavo y la pintada, existiendo solamente en
el momento de cópula un contacto entre las
cloacas del macho y la hembra. En cambio esta
muy muy desarrollado (6-8 cm de erección) en las Fig. 1 Aparato genital deyla gallina ponedora
(Tomado de Sauveur Reviers, 1992).
palmípedas (pato y ganso), en forma de cuerpo
retorcido en espiral, produciéndose una verdadera
penetración en el momento de la cópula.
A diferencia de los mamíferos las aves carecen de las principales glándulas de
Cowper o bulbo-uretrales (Rodríguez, F., 2003).
Aparato genital femenino: En las aves, el aparato reproductor de las hembras
puede considerarse impar, ya que en el ave adulta solamente el ovario y el
oviducto izquierdos son funcionales. A pesar de que estos órganos del lado
derecho están formados en los estadios embrionarios, no se desarrollan ni entran
en actividad, aunque en muchas especies no domésticas (como en aves de rapiña)
persiste el ovario derecho (Rodríguez, F., 2003).

4. Ovario: El ovario está situado en la parte superior de la cavidad abdominal, en
relación con el riñón y el pulmón del mismo lado. En periodos de inactividad
sexual, su longitud oscila entre 2 y 3 cm. El ovario está muy vascularizado y recibe
sangre de la arteria ovárica corta, rama procedente de la arteria renal izquierda.
Las venas anterior y posterior del ovario, drenan en la vena cava posterior.
El ovario adulto, en el que no se distingue entre la médula y la corteza, toma el
aspecto de racimo de uvas debido a una acumulación de folículos de diferente
tamaño. El ovocito y la esfera de vitelo nutritivo que lo engloba, están rodeados por
varias capas de folículo ovárico, produciéndose la ovocitación por una zona
folicular denominada estigma, prácticamente avascular (Rodríguez, F., 2003).
Oviducto: El oviducto del ave es un tubo relativamente largo (desde 30 cm en un
periodo de descanso, hasta 70 cm en periodo de actividad sexual), contorneado y
muy dilatable constituido por cinco partes claramente diferenciadas, que van desde
su conexión con el ovario hasta la parte posterior (fig. 2) (Rodríguez, F., 2003):
Fig. 2 Aparato genital de la gallina ponedora
(Tomado de Sauveur y Reviers, 1992).
a) Infundibulum o también llamado embudo, ya que su parte superior tiene
forma de un cono y se estrecha en la siguiente unión con el Mágnum.
b) Mágnum es la parte más larga del oviducto, su pared interna posee varios
pliegues y es rica en células y glándulas secretoras.
c) Istmo, es una zona relativamente corta con diámetro reducido y con pocos
repliegues a comparación del mágnum.
d) Útero tiene forma sacciforme o bolsa con una pared muy gruesa y muscular.
e) Vagina, es una parte muy estrecha y muscular que comunica al útero con la
mitad izquierda de la cloaca.

5. Objetivos
Objetivo general:
• Introducir al estudiante a comprender la microanatomia de las células,
tejidos y del órgano reproductor femenino del grupo de Aves y
correlacionar la estructura y microestructura con la función.
Objetivos específicos:
• Identificar en el grupo de vertebrados compuesto por las aves la
estructura del aparato reproductor.
• Realizar preparaciones histológicas del órgano reproductor obtenido.
• Conocer el proceso de realización de las preparaciones (inclusión en
parafina, cortes, tinción y preparaciones fijas).
Resultados (incluyendo metodología)
Disección y frotis sanguíneo.
La disección (Fig. 6) en el laboratorio se realizó con un espécimen hembra de
Gallus gallus domesticus (gallina), el organismo disectado era un juvenil ya que
su aparato reproductor era muy pequeño, además de que no se obtuvo el
oviducto, antes de que la sangre coagulara se procedió a realizar 10 frotis (Fig.
7), estos frotis solo se fijaron en formol para posteriormente realizar la tinción.
:
Fig. 4 Gallina dormida con cloroformo al 10%. Fig.5 Desplumado, para poder realizar el corte.
Fig.6 Disección de la gallina. Fig. 7 Frotis de la sangre fresca del organismo

6. Riñones
Ovario
Fig. 8 Extracción de aparato reproductor (no se obtuvo oviducto). Fig. 9 Ovario (en medio) y riñones (a los lados).
Fijación
El primer paso en la preparación de una muestra de tejido u órgano es la
fijación para conservar la estructura, en general mediante el empleo de
sustancias químicas, esto para conservar la estructura del tejido en forma
permanente, la fijación se utiliza para abolir el metabolismo celular, destruir los
microorganismos patógenos (bacterias, hongos o virus) y para endurecer el
tejido como consecuencia de la formación de enlaces cruzados. En este caso
la muestra se fijó con formaldehido, luego de la fijación la muestra se procedió
a colocarla dentro del Histoquinet (Fig.10), el cual hace el procedimiento de
lavar y deshidratar esto se llevó acabo en una serie de soluciones alcohólicas
de concentración creciente hasta alcanzar el 100% de alcohol.
Fig. 10 Histoquinet
También en este aparato se lleva a cabo el aclarado, donde se utiliza un
solvente orgánico que es misible en la parafina, para extraer el alcohol al 100%
antes de la filtración de la muestra con parafina.
Inclusión
El segundo paso la muestra se dispone para su inclusión en parafina con el fin
de permitir su corte, se infiltro con un medio de inclusión (parafina) (Fig. 11) , la
inclusión se realizó el aparato de inclusión, este contiene la parafina fundida a
600° C y mediante un botón es despachada para colocarla dentro del cubo de
metal (donde se encontraba el tejido) posteriormente se procedió a sacarle el

7. aire con un aguja de disección, para que cuando se realizara el corte un
hubiese problemas con él. Y finalmente se dejó enfriar (Fig.12 y 13).
Fig. 11cAparato de inclusión. Fig.12 Bloque de parafina (tejido incluido).
Fig.13 Bloque de parafina incluido.
Finalmente en la inclusión de los bloque se obtuvieron 2 para el grupo de las
aves.
Corte
Para la preparación de los cortes histológicos de tejido de aparato reproductor
femenino de aves se siguieron los siguientes pasos:
Después de la inclusión del tejido en parafina, se coloca el cubo en el
micrótomo de rotación (Fig. 14), se calibra el micrótomo para graduar el grueso
de los cortes, en este caso fue de 7 micras, comienza a girarse con una
palanca para que el cubo vaya avanzando poco a poco hasta que la navaja
comience a cortar (Fig. 15), se retiran los cortes cuidadosamente con la ayuda
de pinzas o agujas de disección (Fig. 16), al tener el corte seleccionado se
hecha en un baño de flotación (Fig. 17), el cual consta de grenetina y agua

8. caliente esto con el objetivo de expandir el tejido, se deja remojando breve
tiempo y se retira de nuevo con la ayuda de pinzas (Fig. 18), posteriormente, se
coloca en los portaobjetos previamente embarrados de albúmina, esto con la
finalidad de que el tejido se adhiera mejor y sea más fácil montarlo, conviene
tener a la mano un hielo cubierto de un trozo de tela y agregarle a esto unas
gotas de glicerina para colocarlo sobre el tejido incluido en el cubo de parafina,
esto puede ayudar a hidratar el tejido y que los cortes salgan mejor y no se
rompan.
Fig. 14 Microtomo con el bloque incluido.
Fig. 15 Corte del Bloque Fig.16 Seleccionando el corte que se pasaría al baño maría.
Fig.17 Baño de flotación Fig. 18 Se retira la muestra con un porta objetos.

9. Fig. 19 Cortes Finales.
Tinción
Tinción para el aparato reproductor de ave.
La siguiente fue teñir la muestra para permitir su examinación, esto se realizó
primero disolviendo y extrayéndose la parafina con xilol, posteriormente los
tejidos tenían que rehidratarse mediante el uso de una serie de alcoholes de
concentración creciente. Luego el tejido se tiño con hematoxilina en agua,
como el colorante de contraste, eosina es más soluble en alcohol que en agua,
se volvió a deshidratar la muestra en diferentes soluciones alcohólicas y
después se tiño con eosina en alcohol.
Finalmente se hacen pasar por xileno y posteriormente se les coloco bálsamo
de Canadá y cubrirlo con un cubreobjetos. Finalmente de la tinción de los
tejidos se obtuvieron 20 muestras.
Fig. 21 Tren de tinción de tejidos del aparato reproductor de ave.
Tinción para el frotis ave.
Los frotis obtenidos de la sangre de la ave se fijaron en alcohol metílico (de 2 a
3 min), posteriormente se tiñeron con Mac Grunwald (aproximadamente 10
gotas sin dejar que se secaran) el tiempo que se dejó fue de 3 min.
aproximadamente, posteriormente se le agregaron 10 gotas de agua destilada
en cada frotis (1 min) (Fig. 22), posteriormente se escurrió y se agregó la
solución de Giemsa, después se lavó con agua de llave y se dejó secar para

10. finalmente cubrirlo con bálsamo de Canadá y se cubrió con un cubreobjetos
(Fig. 23).
De las muestras de frotis 10 fueron teñido, aun que quedaron con un azul muy
fuerte esto pudo haber sucedido porque se dejó teñir de más.
Fig. 22 Tinción del frotis.
Fig. 23 Frotis fijado.
Observación.
Finalmente se obtuvieron las muestras de tejido y de frotis se procedió a la
observación, primero para ver que muestras habían quedado bien montadas y
posteriormente comenzar a localizar estructuras.

11. Observación del Frotis.
En el caso del frotis solo 2 muestras quedaron bien teñidas, y en estas se
observaron los eritrocitos y en la muestra 2 se alcanzó a observar un Leucocito
agranulocito: linfocito.
Eritrocitos
Fig. 24 Frotis sanguíneo de ave (visto a 10x), donde se observan varios eritrocitos.
Eritrocitos
Leucocitos
agranulocito:
linfocito.
Fig. 25 Frotis sanguíneo de ave, donde se observan eritrocito (visto a 40x).

12. Diagrama del tipo celular en la sangre.
Granulocitos Neutófilos
Eosinofilos
Sangre (glóbulos
blancos, leucocitos Basófilos
Monocitos
Agranulocitos
Linfocitos
Plaquetas
Elementos figurados
Trombocitos
Cortes del aparato reproductor.
Los cortes que el equipo realizo se muestran en las Fig 26-28 donde se
observa el ovocito en crecimiento (previtelogénico).

13. -Núcleo
-Tejido conjuntivo
Fig. 26 Ovocito de gallina en crecimiento. Previtelogénico. 40x.
-Núcleo
-Epitelio simple plano
-Tejido conjuntivo
Fig. 27 – Ovocitos de gallina. 40x.

14. -Núcleo
-Citoplasma
-Epitelio simple plano
-Tejido conjuntivo
Fig. 28 Ovocito previtelogénico de gallina. 40x.
Imágenes de preparaciones aportadas por la profesora:
-Luz del túbulo
-Periferia del túbulo
-Tejido conjuntivo
Fig. 29 y 30 Corte de testículo de ave (paloma). Izq. 10 x (Fig. 4). Der 40x (Fig. 5). Túbulos
seminíferos.

15. -Luz del túbulo
-Periferia del túbulo
-Tejido conjuntivo
Fig. 31 Corte de testículo de mamífero (rata). 10x. Túbulos seminíferos.
-Espermatozoides en la luz
del túbulo.
-Diferentes estadios de
células germinales
(espermatogonias,
espermatocitos 1°s y 2°s,
espermatidas y en la luz los
espermatozoides)
-Epitelio simple plano.
Fig, 32 Túbulo seminífero de mamíferos (rata). 40x.

16. Fig. 33 Corte de testículo de anfibio. 40x. Vista de un quiste de espermatozoides.
-Luz del túbulo con
espermatozoides.
-Diferentes estadios de células
de la línea germinal
(espermatogonias,
espermatocitos 1°s y 2°s,
espermátidas y
espermatozoides en la luz)
Fig. 34 Corte de testículo de reptil. 40x. Túbulo seminífero.

17. -Quistes con células
de la línea germinal
en diferentes
estadios.
Fig. 35 Corte de testículo de pez. 40x.

18. APARTADO 2.
Práctica de fecundación en almeja chocolata (M. aurantiaca)
1: Se abrió la concha de la
almeja con ayuda de un
desarmador.
2. A partir de cortes al
cuerpo de la almeja se
identificaron las gónadas.

19. 3. Se hicieron cortes a las gónadas
para saber si el organismo era
macho o hembra, esto se hizo
observando al microscopio el corte
y tratando de identificar el tipo de
gametos (espermatozoides u
ovocitos).
4. Identificación de
ovocitos. En este
paso se puede
asegurar que el
espécimen es
hembra.

20. 4. Identificación de
espermatozoides. En
este paso se puede
asegurar que el
espécimen es macho.
6. Ya que se identificaron los organismos y
el trozo de gónada de estos, en un
portaobjetos escavado se colocan ambos
trozos (asegurando la presencia de gametos
femeninos y masculinos) y se añadió una
gota de agua de mar. Se observó al
microscopio. En este caso no pudimos
identificar el evento de fecundación.
Discusión conclusión.
En esta práctica se observó que es de gran importancia la Histología como
disciplina, ya que para los biólogos constituye una gran herramienta pues
combina las estructuras microscópicas con las funciones que conocemos de
los órganos, por lo tanto nos permite adentrarnos a un nuevo mundo que no se
puede ver de manera simple. La práctica de la histología al principio puede ser
muy difícil pues no estamos familiarizados con los pasos a seguir, por ejemplo
cuando realizamos los cortes o cuando los montamos nos costó mucho trabajo
hacerlo (sobre todo con limpieza), algunas de nuestras muestras quedaron mal
teñidas o manchadas y comparándolas con las muestras que nos habían
prestado con anterioridad nos hacer ver que la histología es una disciplina de
práctica.
En cuanto a la disección de organismos para una práctica de aparatos
reproductores es un tanto contraproducente tener un organismo juvenil, en el
caso de nuestro equipo, el ejemplar de Gallus gallus domesticus que utilizamos
pude haber sido de más ayuda si se hubiera encontrado en un estado adulto,

21. no pudimos extraer oviducto y no pudimos ver la característica forma de racimo
de uva con los ovocitos en diferentes estadios de desarrollo.
En cuanto a la práctica de fecundación no tuvimos éxito ya que los ejemplares
que M. aurantiaca eran hembras a excepción de solo un ejemplar de un equipo
del cual obtuvimos todos la muestra de gónada masculina con los
espermatozoides, pero estos ya no fueron viables en el momento de montar las
muestras en el portaobjetos escavado. El que prácticamente todos los
organismos hayan sido hembras puede deberse a la epóca en que estos fueron
pescados de su hábitat o bien a la forma de pesca para colectar a estos
organismos.
Gracias a estas prácticas podemos familiarizarnos con todo un proceso que se
lleva a cabo para el estudio histológico de los organismos y de cómo se lleva a
cabo en los diferentes grupos de vertebrados el proceso de desarrollo y el
evento de la reproducción.
Fuentes consultadas:
RODRÍGUEZ, F. 2003. Bases de la producción animal. Primera edición. Ed.
Universidad de Sevilla. Sevilla.