Ingenieria en Ecopiscicultura UNIBOL Guarani

MINISTERIO DE EDUCACIÓN
CARRERA INGENIERIA EN
ECOPISCICULTURA
EVALUACIÓN DE LA EFECTIVIDAD DE DOS TIPOS
DE TRANQUILIZANTES (CLAVO DE OLOR Y
ALPRAZOLAM) EN EL TRANSPORTE DE
REPRODUCTORES DE CARPA COMÚN (Cyprinus
carpio)
TESINA: PARA OBTENER EL TITULO A NIVEL TECNICO
SUPERIOR EN INGENIERIA EN ECOPISCICULTURA
PRESENTADO POR: UNIV. CARLOS LEONEL VIDAL LOBO
ASESOR TECNICO: ING. ERNESTO ZAIGUER ABAPUCU
TERRITORIO GUARANÍ - BOLIVIA
2019

II
HOJA DE APROBACION
EVALUACIÓN DE LA EFECTIVIDAD DE DOS TIPOS DE TRANQUILIZANTES
(CLAVO DE OLOR Y ALPRAZOLAM) EN EL TRANSPORTE DE
REPRODUCTORES DE CARPA COMÚN (Cyprinus carpio)
Presentado por: Univ. Carlos Leonel Vidal Lobo
____________________
Ing. Martin Arias Vaca
Director de carrera Ingeniería en Ecopiscicultura
________________________ __________________________
Ing. Ernesto Zaiguer Abapucu Tec. Sup. Basilo Nolvani Nojune
Asesor Técnico Asesor Lengua Indígena
_________________________ ________________________
Ing. Walberto Taboada Barriga Lic. Mvz. Katia Soliz Cáceres
Tribunal Técnico Tribunal Técnico
_________________________
Tec. Sup. Antonia Maleca Noza
Tribunal Lengua Indígena

III
AGRADECIMIENTO
En primer lugar, le agradezco a Dios por su amor y su infinita misericordia y por haberme
iluminado este camino para el logro de la meta propuesta
También agradezco infinitamente a mis padres Victor Vidal Cuevas y Lucia Lobo Diaz por
haberme dado la vida, por confiar en mí y apoyarme en todo, brindándome su cariño en la
distancia durante todos estos años de estudio y mantenerme el ánimo para seguir
esforzándome.
A la universidad UNIBOL GUARANÍ y Pueblos de Tierras Bajas “Apiaguaiki Tüpa” por
abrirme las puertas y darme la oportunidad de estudiar y alcanzar mis objetivos trazados
formándome tanto académicamente como personalmente durante estos años de estudios.
Al director de carrera Ing. Martin Arias por su colaboración y su tiempo dedicado
académicamente.
A mis asesores Ing. Ernesto Zaiguer Abapucu y Lic. Mvz. Adalid Alex Salazar Vedia por
haberme guiado y apoyado en la elaboración de mi trabajo de investigación aconsejándome
y proporcionarme las bases y herramientas necesarias.
A mis tribunales Ing. Walberto Taboada Barriga y Lic. Mvz. Katia Soliz Cáceres por la
confianza, paciencia y apoyo brindado en todo momento, por aquellas sugerencias
desafiantes y acertadas que contribuyeron a darle mejor forma a este trabajo el cual me
llevo a una superación académica y personal
Por último, a mis compañeros de semestre y amigos por su apoyo, respeto y además por
brindarme su amistad incondicional, a quienes aprecio con todo el corazón.
Carlos Leonel Vidal Lobo

IV
DEDICATORIA
La vida no es una trayectoria plagada de problemas que necesitan ser resueltos; es una
senda en la que debes experimentar, La vida es un canal de obstáculos que nos ayuda a
crecer como personas
Quiero dedicar este trabajo a mis queridos padres, Victor Vidal Cuevas y Lucia Lobo Diaz,
quienes me apoyaron moral y económicamente, enseñándome lo bueno y lo malo en el
transcurso de la vida, y por brindarme todo su amor, inculcándome el sentido del respeto,
la responsabilidad y honestidad por encima de todas las cosas.
A mis queridos hermanos, Rodrigo Alain, Beimar Luidy y Federico por haberme dado apoyo
moral cuando más lo necesitaba, brindándome el impulso necesario para seguir adelante y
por estar siempre conmigo cuando más lo necesitaba.
Amis familiares que de una u otra manera me estuvieron apoyando durante todo el proceso
de mi formación académica, brindándome sus conocimientos y consejos para poder seguir
adelante con mis estudios.
Por últimos a todas aquellas personas que sin ningún interés me ofrecieron todo su apoyo
incondicional para poder seguir adelante.
Carlos Leonel Vidal Lobo

V
INDICE GENERAL
Contenido Pág.
I. INTRODUCCIÓN. -----------------------------------------------------------------------------------------1
1.1. Breve descripción de la propuesta -----------------------------------------------------------------2
1.2. Planteamiento del problema -------------------------------------------------------------------------2
1.3. Justificación----------------------------------------------------------------------------------------------2
1.4. Marco teórico--------------------------------------------------------------------------------------------3
1.4.1. Especie carpa común (Cyprinus carpio).-------------------------------------------------------3
1.4.2. Taxonomía. --------------------------------------------------------------------------------------------3
1.4.3. Características.---------------------------------------------------------------------------------------4
1.4.4.Morfología. ---------------------------------------------------------------------------------------------4
1.4.5. Habitad y biología.-----------------------------------------------------------------------------------4
1.4.6. Alimentación.------------------------------------------------------------------------------------------5
1.4.6.1. Alimentación en su ambiente natural. --------------------------------------------------------5
1.4.6.2. Alimentación en estanques de producción. -------------------------------------------------5
1.4.7. Ventajas y desventajas de la carpa común. ---------------------------------------------------5
1.4.7.1. Ventajas. --------------------------------------------------------------------------------------------5
1.4.7.2. Desventajas.----------------------------------------------------------------------------------------6
1.4.8. Dimorfismo sexual. ----------------------------------------------------------------------------------6
1.4.9. Selección de reproductores.-----------------------------------------------------------------------6
1.4.9.1. Selección de reproductores machos. ---------------------------------------------------------6
1.4.9.2. Selección de reproductores hembras.--------------------------------------------------------7
1.4.9.3.Proporción macho y hembra.--------------------------------------------------------------------7
1.4.10. Reproducción.---------------------------------------------------------------------------------------7
1.4.11. Órganos reproductores.---------------------------------------------------------------------------7
1.4.12. Mecanismo de reproducción.--------------------------------------------------------------------8
1.4.13. Maduración gonadal. ------------------------------------------------------------------------------8
1.4.14.Transporte de peces.-------------------------------------------------------------------------------9
1.4.15. Preparación de peces para su transporte.----------------------------------------------------9
1.4.15.1. Ayuno antes de la cosecha y transporte.---------------------------------------------------9

VI
1.4.15.2. Depuración de los peces.-------------------------------------------------------------------- 10
1.4.16. Preparación del agua para el transporte. --------------------------------------------------- 10
1.4.16.1. Acondicionamiento del agua para el transporte.-----------------------------------------11
1.4.16.2 Control de temperatura del agua.------------------------------------------------------------11
1.4.17. Materiales utilizados para el transporte. ---------------------------------------------------- 12
1.4.17.1. Hapa. ------------------------------------------------------------------------------------------ 12
1.4.17.2. Bolsa plástica. ---------------------------------------------------------------------------------- 12
1.4.17.3. Tanque de oxígeno. --------------------------------------------------------------------------- 12
1.4.17.4. Contenedor. ------------------------------------------------------------------------------------- 12
1.4.17.5. Vehículo de transporte. ----------------------------------------------------------------------- 13
1.4.18. Estrés en los peces.----------------------------------------------------------------------------- 14
1.4.19. Tranquilizantes.----------------------------------------------------------------------------------- 15
1.4.20. Alprazolam. ---------------------------------------------------------------------------------------- 15
1.4.21. Clavo de olor (Syzygium aromaticum).------------------------------------------------------ 16
1.4.21.1. Forma de preparación. ----------------------------------------------------------------------- 16
1.4.21.2. Dosificación. ------------------------------------------------------------------------------------ 17
1.4.22. Otros fármacos utilizados para el transporte de peces. --------------------------------- 17
1.4.22.1. Toronjil. ------------------------------------------------------------------------------------------ 17
1.4.22.2. Cedron. ------------------------------------------------------------------------------------------ 17
1.4.22.3. Valeriana. ---------------------------------------------------------------------------------------- 17
1.4.22.4. Manzanilla. -------------------------------------------------------------------------------------- 17
1.4.22.5. MS-222. ------------------------------------------------------------------------------------------ 18
1.4.22.6. Benzocaina.------------------------------------------------------------------------------------- 18
1.4.22.7. BZ-20. ------------------------------------------------------------------------------------------ 18
1.4.22.8. Quinaldina. -------------------------------------------------------------------------------------- 18
1.4.22.9. Lidocaína.---------------------------------------------------------------------------------------- 18
1.4.23. Sedación y Anestesia en Peces.-------------------------------------------------------------- 19
1.4.24. Fases de la sedación en peces. -------------------------------------------------------------- 19
1.4.25. Importancia del uso de tranquilizantes. ----------------------------------------------------- 19
1.5. Hipótesis------------------------------------------------------------------------------------------------ 20
1.5.1. Hipótesis alterna. ---------------------------------------------------------------------------------- 20
1.5.2. Hipótesis nula. -------------------------------------------------------------------------------------- 20
1.6. Cobertura----------------------------------------------------------------------------------------------- 20

VII
1.6.1. Aspecto Sociocultural. ---------------------------------------------------------------------------- 20
1.6.2. Aspecto económico.------------------------------------------------------------------------------- 20
1.6.3. Aspecto ambiental. -------------------------------------------------------------------------------- 21
II. OBJETIVOS.--------------------------------------------------------------------------------------------- 22
2.5. Objetivo general -------------------------------------------------------------------------------------- 22
2.6. Objetivos específicos-------------------------------------------------------------------------------- 22
III. METODOLOGÍA.--------------------------------------------------------------------------------------- 23
3.1. Localización.------------------------------------------------------------------------------------------- 23
3.2. Materiales ---------------------------------------------------------------------------------------------- 24
3.3. Estrategias de intervención ------------------------------------------------------------------------ 25
3.3.1. Organización interna. ----------------------------------------------------------------------------- 25
3.3.2. Coordinación Externa. ---------------------------------------------------------------------------- 26
3.3.3. Promoción – Difusión. ---------------------------------------------------------------------------- 26
3.3.4. Muestra y Tamaño de la Muestra.-------------------------------------------------------------- 26
3.3.4.1. Muestra. ------------------------------------------------------------------------------------------ 26
3.3.4.2. Tamaño de la muestra.------------------------------------------------------------------------- 26
3.3.5. Diseño Experimental. ----------------------------------------------------------------------------- 27
3.3.6. Recolección de Información. -------------------------------------------------------------------- 27
3.3.7. Recolección de la Muestra.---------------------------------------------------------------------- 27
3.3.7.1. Recolección de los especímenes.----------------------------------------------------------- 27
3.3.7.2. Adquisición de los fármacos. ----------------------------------------------------------------- 28
3.3.8. Procesamiento de la muestra. ------------------------------------------------------------------ 28
3.3.8.1. Biometría y selección de los reproductores. ---------------------------------------------- 28
3.3.8.2. Ayuno de los reproductores.------------------------------------------------------------------ 28
3.3.8.3. Elaboración del tranquilizante natural.------------------------------------------------------ 28
3.3.8.4. Aplicación de los fármacos tranquilizantes. ----------------------------------------------- 29
3.3.8.5. Transporte de los reproductores. ------------------------------------------------------------ 29
3.3.8.6. Control post transporte de los reproductores.--------------------------------------------- 29
3.3.9. Criterios e Instrumentos de seguimiento.----------------------------------------------------- 30
IV. RESULTADOS------------------------------------------------------------------------------------------ 31
4.1. Biometría de los reproductores-------------------------------------------------------------------- 31
4.2. Control de calidad de agua antes del transporte---------------------------------------------- 32
4.3. Aplicación de los fármacos (tranquilizantes) --------------------------------------------------- 33

VIII
4.4. Control de calidad de agua durante el transporte--------------------------------------------- 35
4.5. Control de calidad de agua post transporte ---------------------------------------------------- 36
4.6. Comparación de los parámetros de campo con los rangos óptimos --------------------- 37
4.7. Control sobre el comportamiento de los reproductores ------------------------------------- 38
V. CONCLUSIÓN ------------------------------------------------------------------------------------------ 40
VI. RECOMENDACION ---------------------------------------------------------------------------------- 41
VII. BIBLIOGRAFÍA---------------------------------------------------------------------------------------- 42
VIII. ANEXOS ----------------------------------------------------------------------------------------------- 46

IX
INDICE DE TABLAS
Pág.
Tabla 1. Taxonomía descriptiva de la especie. ......................................................................3
Tabla 2. Diferentes faces de la sedacion en peces.............................................................19
Tabla 3. Materiales de escritorio. .........................................................................................24
Tabla 4. Materiales de campo..............................................................................................24
Tabla 5. Material biológico....................................................................................................25
Tabla 6. Biometría de los reproductores de Carpa común (Cyprinus carpio).....................31
Tabla 7. Tiempo de inducción, duración y recuperación de los reproductores...................33
Tabla 8. Faces de la sedación..............................................................................................34
Tabla 9. Control del comportamiento de los reproductores post transporte .......................38

X
INDICE DE FIGURAS
Pág.
Figura 1. Proceso de maduración gonadal. ..........................................................................8
Figura 2. Materiales utilizados en el transporte de peces...................................................13
Figura 3. Respuestas fisiológicas del estrés en los peces.................................................14
Figura 4. Micro localización del estudio...............................................................................23

XI
INDICE DE GRÁFICOS
Gráfico 1. Parámetros de calidad del agua antes del transporte .......................................32
Gráfico 2. Comparación de los diferentes efectos de los dos fármacos tranquilizantes....34
Gráfico 3. Parámetros de calidad del agua durante el transporte de los reproductores....35
Gráfico 4. Control de calidad del agua post transporte.......................................................36
Gráfico 5. Comparación de los parámetros del agua antes, durante y después del
trasporte con los rangos óptimos para sobrevivencia de carpa común según (Carrascal,
2011). ....................................................................................................................................37

XII
RESUMEN
El presente trabajo se realizó en la casade estudios superior “UNIBOL GUARANÍ y Pueblos
de Tierras Bajas Apiaguaiki Tüpa. Se evaluó la efectividad de dos tranquilizantes, uno de
origen natural (Clavo de olor) y otro de origen inorgánico (Alprazolam) utilizados en el
transporte de reproductores de carpa común(Cyprinus carpio), teniendo como resultados
un tiempo de inducción de 20 minutos, duración de 240 minutos y una recuperación de 15
minutos por parte del clavo de olor, el alprazolam tubo un tiempo de inducción de 40
minutos, duración de 540 minutos y una recuperación de 30 minutos, donde se determinó
que el Alprazolam tiene mejores resultados al momento de realizar transportes largos,
mientras que el clavo de olor es efectivo a la hora de trasladar peces a cortas distancia de
hasta 4 horas, también se concluyó que ambos tranquilizantes no generan efectos nocivos
en los peces si los mimos se usan de forma adecuada.
Para este trabajo se utilizó 6 especímenes reproductores como sujetos de investigación,
los cuales tuvieron una talla promedio de (LT= 42,7) y un peso promedio de (1,14 kg)
aparentemente sano, mismos que fueron colocados en dos tachones con capacidad de 60
litros (3 en cada tachon) a los cuales se les aplicó dos tranquilizantes (300 ml de solución
de clavo de olor en uno y 0,5mg de alprazolam diluido en el otro) para apreciar los tiempos
de inducción, duración y recuperación).
Palabras claves: Carpa común, fármaco, tranquilizante, parámetros

1
I. INTRODUCCIÓN.
Para iniciar el cultivo de una especie, se requiere disponer de un grupo de reproductores
que deben ser capturados de su ambiente natural y ser acondicionados al cautiverio,
generalmente, estos cultivos comienzan con la captura de juveniles. Estos peces permiten
constituirse como futuros reproductores. (Muñoz & Segovia, 2012)
Los peces deben ser trasladados a su destino final de la manera más rápida y directa
posible, después deben ser colocados en un recipiente escogido para su transporte,
durante el traslado se deben buscar formas adecuadas que traten de disminuir el estrés,
para esto se han desarrollado diferentes métodos como ser el transporte en camionetas
con tanque de oxígeno. (Gálvez, 2002)
El manejo de peces ya sea dentro o fuera de su medio natural conlleva grandes dificultades.
Su característica de lucha durante la captura y manejo, generalmente produce grandes
efectos sobre la fisiología y comportamiento del pez. El pez, así como los mamíferos, no
pueden ser manejados en forma mecánica sin causarles daño o estrés. (Moyano, 1997)
El estrés tiene un impacto negativo en los peces en cautiverio y se encuentra
intrínsecamente asociado a la acuicultura, ya sea por los procedimientos de manipulación
de los peces o por la necesidad del apartamiento de estos en el agua, los factores de estrés
pueden modificar el crecimiento de los peces, incrementar la susceptibilidad a
enfermedades o aumentar la mortalidad dificultando así el cultivo. (Castro, 2013)
La utilización de tranquilizantes en animales se la realiza con el fin de eliminar el temor y la
ansiedad, facilitar el manejo, controlar el miedo, generalmente todo esto asociado a un alto
nivel de tono del Sistema Nervioso Autónomo. En la piscicultura, los tranquilizantes son
comúnmente utilizados durante el desove, transporte de alevines y reproductores, marcaje
y pesaje de los peces. (Fernández, 2010)

2
1.1. Breve descripción de la propuesta
El presente trabajo de investigación se enfocó en evaluar los efectos de dos tipos de los
tranquilizantes, uno de origen natural (clavo de olor, Syzygium aromaticum)y otro de origen
sintetico (alprazolam, 8-cloro-1-metil-6-fenil-4H) en el transporte de reproductores de carpa
común(Cyprinus carpio), aplicando los fármacos disolviéndolos en el agua de formadirecta,
para minimizarel estrés y lesiones en los reproductores producto del transporte, para poder
evaluar el tiempo de inducción, duración y recuperación de ambos fármacos
(tranquilizantes), como también ver si la utilización de ambos puede generar algún tipo de
efecto nocivo en los reproductores si no se los utiliza de una forma adecuada para de esta
forma también dar a conocer los beneficios que estos tienen al momento de realizar este
tipo de actividad.
1.2. Planteamiento del problema
Uno de los problemas más frecuentes que presentan los piscicultores a la hora de
transportar o manipular reproductores es el estrés,ya que al realizar un manejo inadecuado
durante el transporte, esto genera una serie de factores fisiológicos que perjudican a la
supervivencia de los reproductores, generando que estos pierdan su capacidad de
protegerse de las enfermedades debido a la debilitación de su sistema inmunológico
ocasionando elevadas pérdidas económicas a causa de los daños y pérdidas de los
mismos,evitar el estrés es un trabajo demasiado complicado al realizar el transporte debido
a que una alteración en los parámetros del agua puede provocar un estrés en los peces.
1.3. Justificación
En la piscicultura, el transporte juega un papel fundamental a la hora de adquirir nuevos
reproductores de peces, puesto que de esta actividad dependerá mucho la sobrevivencia
de estos, como también su calidad a la hora de ser utilizados en la reproducción de los
especímenes, por lo que se ha dado una necesidad de evaluar los beneficios y
contradicciones de dos tipos de tranquilizantes utilizados en el transporte de reproductores
de carpa común para poder emplear su utilización confiable y sin riesgos para el piscicultor
garantizando un menor estrés en los reproductores durante todo el transcurso de esta
actividad.

3
1.4. Marco teórico
1.4.1. Especie carpa común (Cyprinus carpio).
Es un pez originario de Eurasia, su distribución natural se localiza en cuencas que fluyen
hacia el Mar Negro, Caspio y Aral. No obstante, ha sido una de las primeras especies
cultivada con fines alimenticios y, en consecuencia, introducida de forma generalizada por
todo el mundo. Se piensa que desde la época romana fue traslocada desde la cuenca del
Danubio a varios ríos europeos. En la cuenca del río Segura existen referencias sobre
repoblaciones y sueltas de carpas destinadas a la pesca deportiva desde la década de los
50 del siglo pasado. Actualmente, las sueltas negligentes o intencionadas en embalses,
estanques y balsas de riego de las áreas agrícolas siguen siendo una práctica habitual.
(Paterna & Pérez, 2009)
1.4.2. Taxonomía.
Tabla 1.
Taxonomía descriptiva de la especie.
Phylum Vertebrata
Subphylum Gnathostomata
Clase Pisces
Sub-clase Teleostomi
Orden Cypriniforme
Sub-orden Cyprinoidea
Familia Cyprinidae
Sub-familia Cyprininae
Género Cyprinus
Especie Cyprinus carpio
Nombre común Carpa común
Fuente:(Linnaeus, 1758)

4
1.4.3. Características.
La carpa es uno de las pocas especies de peces que pueden ser consideradas como
domesticadas, pero existe una considerable diferencia entre la forma domesticada y la
silvestre (de la cual se originó) con respecto a su capacidad reproductiva, crecimiento,
empleo de alimentos, etc. La forma silvestre está cubierta de escamas y crece lentamente,
mientras que la “carpa noble” (tanto la domesticada con escamas o la espejo, con una o
dos líneas de escamas)utilizan el alimento artificial basado en cereales y el alimento natural
muy bien, mostrando un crecimiento rápido. Las cosechas por unidad de área varían
grandemente, dependiendo del medio ambiente y de las metodologías de cultivo utilizadas.
Utilizando el método “extensivo”, se puede esperar obtener cerca de 0,5 Tn/ha aún en
climas templados. En los trópicos, donde la estación de crecimiento es más larga, las
cosechas pueden alcanzar niveles muy altos. La carpa es muy resistente al manoseo
durante las cosechas,las clasificaciones,el transporte, etc., y a los cambios de temperatura
del agua y los niveles de oxígeno. (Horvath & Seagrave, 1992)
1.4.4. Morfología.
La carpa común presenta una boca terminal, los labios finos y pueden proyectarse hacia
fuera, posee cuatro barbillas en el labio superior, dos cortas y dos más largas, tiene un
cuerpo alargado en forma de huso que termina en una cabeza corta y roma. Visto desde
arriba se aprecia claramente el ancho de su cuerpo que junto con la baja altura da lugar a
una forma cilíndrica bien adaptada para el movimiento en las rápidas aguas de los ríos.
Tiene el lomo castaño verdoso o verde grisáceo, los flancos más claros color castaño
oliváceo y el vientre blanco amarillento o blanco crema. (Malý & Hísek, 2009)
1.4.5. Habitad y biología.
La carpa común vive en las corrientes medias y bajas de los ríos, en áreas inundadas y en
aguas confinadas poco profundas, tales como lagos, meandros lacunares y embalses de
agua. Las carpas son principalmente habitantes del fondo, pero buscan alimento en las
capas media y superior del cuerpo de agua. Los típicos 'estanques de carpas' en Europa
son pozas poco profundas, eutróficas con un fondo fangoso y vegetación acuática densa
en los diques. (FAO, 2006)

5
El espectro ecológico de la carpa es amplio. El mejor crecimiento se obtiene cuando la
temperatura del agua está en el intervalo 23 °C y 30 °C. Los peces pueden sobrevivir
períodos de inviernos fríos. Salinidades hasta alrededor de 5%. La gama de pH óptimo es
6,5-9,0. La especie puede sobrevivir bajas concentraciones de oxígeno (0,3-0,5 mg/litro)
así como súper saturación. Las carpas son omnívoras, con una gran tendencia hacia el
consumo de alimento animal, tal como insectos acuáticos, larvas de insectos, gusanos,
moluscos y zooplancton. El consumo de zooplancton es dominante en estanques de peces
donde la densidad de siembra es alta. Adicionalmente, la carpa consume los tallos, hojas y
semillas de plantas acuáticas y terrestres, plantas acuáticas en descomposición, etc. (FAO,
2006)
1.4.6. Alimentación.
1.4.6.1. Alimentación en su ambiente natural. – Es un pez omnívoro; Ingiere
organismos planctónicos, así como pequeños animales que viven cercanos a los taludes y
fondos de los ambientes donde ella vive, en su etapa adulta comeprincipalmente macrófitos
(plantas vasculares sumergidas y flotantes, de muy diferentes especies), en aguas cálidas
es un pez sumamente voraz, puede consumir en un día equivalente al doble de su peso
corporal; los adultos comenmenos que los jóvenes y su capacidad de digerir esta reducida,
debido a que carecen de bacterias que producen las celulasas requeridas para digerir la
cantidad de materia vegetal que tragan. (Colautti & Lenicov, 2001)
1.4.6.2. Alimentación en estanques de producción. – En estanque de producción,
la carpa común consume alimento artificial lo mismo como adulto que como cría, este
alimento artificial debe cumplir con los requerimientos nutricionales para la especie según
la etapa en la que esta se encuentre. (Colautti & Lenicov, 2001)
1.4.7. Ventajas y desventajas de la carpa común.
1.4.7.1. Ventajas. – Tiene un rápido crecimiento, reduce al mínimo la necesidad de
raciones de mantenimiento en cultivo extensivo o semi-intensivo y se producen peces para
la venta antes de alcanzar su madurez sexual. Este rápido crecimiento es el resultado del
excelente uso del alimento natural y artificial por este pez. Tiende a reducir las partes no
comestibles, como la cabeza y el esqueleto, mientras que posee finas y cortas espinas, es

6
resistente a las enfermedades y otras causas que debilitan a los peces en general, se la
puede utilizar en policultivo junto a otras especies. (Seagrave, 2010)
1.4.7.2. Desventajas. – En general se considera a la carpa común como una
invasora molesta porque invade las aguas templadas a cálidas, turbias y compite por
alimento y espacio con las demás especies indígenas, también produce un importante
impacto medio ambiental, alterando la dinámica ecológica a través de modificaciones en la
estructura trófica de los cuerpos de agua generando la mortandad en otras especies.
(Seagrave, 2010)
1.4.8. Dimorfismo sexual.
Diferencias sexuales entre los sexos de esta especie solo se pueden diferenciar a partir de
los dos años de edad del pez. Con un tamaño mínimo de unos 25 cm, solo en estado adulto
las hembras suelen ser más redondas en la zona ventral, sus aletas pectorales suelen ser
más pequeñas están más redondeadas con un tono colorido más intenso en los machos,
como también los machos suelen ser de menor talla que las hembras. (Zapata, 2010)
1.4.9. Selección de reproductores.
La selección de los reproductores es un punto de suma importancia ya que de él depende
el éxito o el fracaso de la obtención de la reproducción. Así mismo, es en esta fase donde
se define qué características se desean en los reproductores por lo general estas
características son: resistencia a las enfermedades, buena coloración, gran cantidad de
productos sexuales (esperma y óvulos) fértiles, rápido crecimiento, etc. (Contreras & Avila,
1982)
1.4.9.1. Selección de reproductores machos. – A parte de las características
externas que debe tener un buen reproductor, La selección de los machos también debe
basarse en un examen de motilidad. Cuando se aplica una suave presión abdominal a un
individuo macho maduro, fluye el líquido espermático, que se caracteriza por ser
considerablemente viscoso y por su color blanquecino y aspecto lechoso, mediante un

7
examen en laboratorios de debe determinar la motilidad del macho para ver si este es apto
para realizar la reproducción. (Romero, 2007)
1.4.9.2. Selección de reproductores hembras. – La selección de las hembras se
efectúa siguiendo dos métodos principales: por observación de sus características externas
o a través del análisis del estado de los ovocitos, extraídos por canulación o biopsia ovárica.
La observación de las características externas de las hembras se realiza en el vivero. Las
hembras presentan el abdomen abultado y el poro genital dilatado y rojo. (Romero, 2007)
1.4.9.3. Proporción macho y hembra. – Para su reproducción, en cada tanque se
colocan dos machos y una hembra y se procede a la inducción hormonal. Es conveniente
mantenerlos juntos para facilitar la estimulación que ejerce el macho sobre la hembra para
que ésta desove. (Romero, 2007)
1.4.10. Reproducción.
La reproducción de esta especie puede hacerse por medios naturales mediante el
apareamiento directo en su habitad natural y a temperaturas de acuíferos por encima de 20
ºC, La otra forma es a través de métodos artificiales con el objetivo de aumentar la cantidad
y sobre vivencia de alevines (Chávez, 2016)
Se reproducen con relativa facilidad y presenta pocos problemas para obtener los alevines.
La época de reproducción de la carpa común empieza en primavera y acaba a principios
de verano. Para desovar esta especie prefiere aguas poco profundas con una densa
cubierta vegetal. Una vez que los machos fertilizan los huevos estos quedan fijados al
sustrato hasta que eclosionan. Una hembra llega a depositar hasta 300.000 huevos.
(Chávez, 2016)
1.4.11. Órganos reproductores.
Las hembras tienen los ovarios (que producen las ovas), y los machos tienen los testículos
(que producen la lecha o semen), estos órganos poseen una estructura alargada y pares.
Los ovarios están situados detrás de la vejiga natatoria y son de color amarillo rosado con
una textura similar a la de la arena compacta, los testículos mantienen una similar posición

8
y son bastante más pequeños que los ovarios, de color claro y con una textura casi
cremosa. (Sandford, 1999)
1.4.12. Mecanismo de reproducción.
Cuando la hembra esta lista para reproducirse los ovarios se cargan de ovas. Para llegar al
exterior las ovas deben pasar por el oviducto, para realizar este proceso los machos
estimulan a la hembra mediante un comportamiento sexual conocido como el cortejo para
que asíesta expulse o deposite las ovas y el macho pueda fertilizarlas. Esta actividad puede
llevarse a cabo en el tiempo aproximado de un día a día y medio (Sandford, 1999)
1.4.13. Maduración gonadal.
En las especies tropicales los principales los factores proximales que permiten el desarrollo
de las características sexuales para que los peces estén listos en el momento reproductivo
oportuno son la salinidad, temperatura, época de lluvia, etc. (factores ambientales).
(Castaño, 2002)
Figura 1. Proceso de maduración gonadal.
Fuente: (Castaño, 2002)

9
1.4.14. Transporte de peces.
Los peces vivos se transportan en una variedad de sistemas y vehículos que van desde
tanques pequeños hasta contenedores en la parte trasera de un coche. Cualquiera que sea
el sistema utilizado, el tanque debería ser aislado por completo para asegurar en cuanto
sea posible que la temperatura del agua sea la mismaque la que tenía el pez cuando estaba
en su ambiente natural. (Shepherd & Bromage, 1999)
Al extraer del agua grandes reproductores, deben ser objeto de un manejo especialmente
cuidadoso. Con una manga de malla bastante grande se atrapan individualmente y se llevan
a grandes recipientes ya preparados, en los que no se puedan golpear ni comprimir
mutuamente. Se trasladan con agua abundante y se reintegrarán al estanque lo más pronto
posible. (Schipper, 1978)
Las mayores dificultades al momento de trasportar los peces residen principalmente en el
suministro de oxígeno, la remoción de amoniaco y dióxido de carbono y el mantenimiento
de una temperatura aceptable, aunque el oxígeno en el agua puede suministrarse por
bombas o botellas de gas que airean u oxigenan el agua respectivamente. (Shepherd &
Bromage, 1999)
1.4.15. Preparación de peces para su transporte.
La sobrevivencia después del transporte está muy influenciada por la preparación previa de
los peces para el transporte. Esta preparación generalmente involucra procedimientos,
como el ayuno antes de la cosecha y del transporte; el tratamiento de los peces para la
eliminación de parásitos (este paso es importante para el caso de post-larvas y alevinos); y
el mantenimiento de los peces en un ambiente adecuado para finalizar su depuración
(vaciamiento de sus tractos digestivos) antes de su transporte. (Kubitza, 2009)
1.4.15.1. Ayuno antes de la cosecha y transporte. – Los peces que son mantenidos
en ayuno consumen menos oxígeno, excretan menos amoníaco y gas carbónico, toleran
mejor el manejo durante las cosechas, clasificaciones, transferencias y transporte. Los
peces en ayuno defecan menos en el agua de transporte. Por lo tanto, los peces deben
mantenerse en ayuno por 24 a 48 horas antes del transporte. En general, cuanto mayor es

10
el pez más prolongado deberá ser el ayuno. El tiempo de ayuno debe ser más prolongado
para peces adultos (48 a 72 horas). Los peces carnívoros precisan de un ayuno más
prolongado que los peces omnívoros o herbívoros para un completo vaciamiento del tracto
digestivo. Aplicar un buen ayuno es relativamente fácil cuando se trata de peces carnívoros.
Basta suspender el ofrecimiento de ración en los estanques de cultivo cerca de 48 horas
entes de la cosecha y la carga para el transporte. Esos peces, generalmente no utilizan
alimento natural (plancton u otros organismos), tampoco comen materia orgánica de
desecho (detritos) presentes en los estanques. Por otro lado, para peces como las tilapias
y las carpas (carpa común,cabezona, por ejemplo), que aprovechan los alimentos naturales
disponibles en los estanques de cultivo, con sólo suspender la oferta de ración no se
garantiza un adecuado ayuno. (Kubitza, 2009)
1.4.15.2. Depuración de los peces. – Muchas veces, la depuración es efectuada en
tanques específicamente proyectados para esta operación. Los peces son colocados en
estos tanques a altas densidades y los niveles de oxígeno son mantenidos a través de
aireación o renovación del agua. Durante la depuración, es necesario estar atento a las
concentraciones del oxígeno disuelto en el agua. Lo peces sometidos a bajas
concentraciones de oxígeno durante la depuración, pueden presentar altas mortalidades
después del transporte. La salinización del agua de depuración con 5 8 ppt (5 a 8 kilos de
sal por 1.000 litros de agua) mejora las condiciones de los peces durante la depuración y
los previene de una infección por hongos y bacterias externas (algo que ocurre con
frecuencia después del estrés relacionado a las cosechas o al manejo de clasificación que
precede al transporte). La salinización del agua también evita que los peces pierdan
excesiva cantidad de sal desde la sangre, debido al estrés de confinamiento, sufrido durante
la depuración. La salinización solamente es posible cuando no se renueva el agua de los
tanques de depuración, contando con un sistemade recirculación del agua. (Kubitza, 2009)
1.4.16. Preparación del agua para el transporte.
El agua utilizada en el transporte debe se limpia, libre de material orgánico, arcilla en
suspensión y de plancton. Normalmente, se utiliza agua de pozo, agua de embalse con alta
transparencia, agua de los canales de abastecimiento y, a veces, hasta agua del
abastecimiento municipal, teniendo cuidado de eliminar previamente el cloro de esta última
(Toledo, 1981)

11
1.4.16.1. Acondicionamiento del agua para el transporte. – Existen diversos
productos utilizados para el acondicionamiento del agua. Algunos pueden estar
relacionados a los neutralizadores de cloro (como el tiosulfato de sodio), compuestos
tamponantes (equilibrantes) que evitan la reducción del pH del agua (tampones a base de
fosfatos), mezclas comerciales de sales que auxilian en la reducción de los niveles de gas
carbónico en el agua y el mantenimiento del equilibrio de osmorregulación de los peces;
sustancias parasiticidas, fungicidas y bactericidas (generalmente muy utilizados en el
transporte de peces ornamentales); compuestos anestésicos que sedan o calman a los
peces, entre otros muchos. La sal común (sal marina) es uno de los productos que provee
mayor beneficio para su uso en el agua de transporte y es fundamental para el
mejoramiento de la sobrevivencia de los peces después del transporte. Se deben utilizar
dosis de sal de entre 6 a 8 kilos/ 1.000 litros de agua. La sal estimula la producción de
mucus y reduce las pérdidas de sales desde la sangre hacia el agua, facilitando el ajuste
de la osmorregulación. Además de estos beneficios, reduce el desarrollo de infecciones
fúngicas o bacterianas después del transporte. Además de la sal, el yeso (sulfato de calcio)
y el cloruro de calcio, también son productos que pueden ser usados en el agua de
transporte con la finalidad de aumentar la dureza del agua (tenor en calcio) y así, auxiliar a
los peces en el mantenimiento de su equilibrio osmorregulatorio. se debe adicionar
bicarbonato de sodio en el agua. Esto evitará que el pH del agua al finalizar el transporte,
quede muy bajo, a punto de comprometer la sobrevivencia de los peces. La cantidad de
bicarbonato aplicada debe ser de alrededor de 60 a 100 gramos/ 1.000 litros de agua.
(Toledo, 1981)
1.4.16.2 Control de temperatura del agua. – La reducción de la temperatura del
agua usada en el transporte, es fundamental para la seguridad, la eficiencia y el éxito del
transporte. La baja temperatura reduce el metabolismo de los peces, disminuyendo el
consumo de oxígeno y la excreción de gas carbónico y de amoníaco. Además de esto,
retarda el desarrollo de bacterias en el agua, lo que permite transportar cargas mayores de
peces a distancias más largas. Durante el transporte, la temperatura del agua deberá ser
mantenida entre los 19 y 22 º C para los pees tropicales. Temperaturas más bajas, entre
16 y 18ª C pueden utilizarse para el transporte de especies de peces de clima templado,
como el catfish, carpas, los goldfish, entre otros. Los peces de aguas frías, como las
truchas, por ejemplo, generalmente son transportados a temperaturas entre los 8 y los 15º
C. La disminución de la temperatura: Al cargar los peces, el agua del transporte debe

12
encontrarse preparada, cercade 4-5 grados más fría que el agua en donde están los peces.
Por ejemplo, si el agua del estanque de cultivo se encontraba en 28º C, el agua de la caja
de transporte deberá estar a 23 o 24ºC. Si fuera necesario, la temperatura del agua puede
ser disminuida con el uso de hielo. Conforme la carga va siendo realizada, se deberá
colocar más hielo en la caja de transporte para que la temperatura se mantenga siempre
más fría que el agua del estanque de cultivo. (Toledo, 1981)
1.4.17. Materiales utilizados para el transporte.
1.4.17.1. Hapa. – Son accesorios especiales que evitan el daño de los reproductores
durante el traslado de las pozas hasta los contenedores de transporte, están fabricadas por
dos vástagos unidos a 1 metro de distancia por dos maderos trasversales. En este marco
se sujeta un fuerte saco de pienso que se deja colgar un tanto, antes de su uso se sumerge
en el agua este utensilio para que no se adhieran los peces. El lecho que se forma cubre
comouna loma mojada para que el los reproductores se encuentren tranquilos y no puedan
altar hacia afuera. (Schipper, 1978)
1.4.17.2. Bolsa plástica. – Se usan bolsas plásticas para que el trasporte sea mucho
más fácil, pero esta se ocupa más que todo para el transporte de peces de tamaño pequeño
y mediano, a esta se le debe añadir el oxígeno inmediatamente después de agregar el agua
y los peces. Por lo general, un cuarto del volumen total de la bolsa contiene el agua y los
peces y los tres cuartos restantes son ocupados por el oxígeno. Después de añadir el
oxígeno la bolsa es sellada con bandas de caucho, cuerda u otro material. Como una
precaución contra la fuga o goteo de agua y siempre que sea posible, la primera bolsa
plástica debe ser colocada dentro una segunda bolsa. (Gálvez, 2002)
1.4.17.3. Tanque de oxígeno. – Al momento de transportan los peces, es esencial
mantener una adecuada concentración de oxígeno disuelto en el agua. La técnica
recomendada para la oxigenación del agua durante el transporte de peces se utiliza oxígeno
puro embotellado en cilindros de gas. El oxígeno puede ser burbujeado continuamente al
agua de un tanque o recipiente destapado durante el transporte. (Gálvez, 2002)
1.4.17.4. Contenedor. – Son grandes tanques en los que se colocan las bolsas una
vez ya están selladas, estos contenedores ayudan a que la temperatura de las bolsas no

13
cambie progresivamente. Si se empacan apropiadamente y se aíslan del calor, estos
contenedores pueden transportar peces por 24 a 48 horas sin recambios de agua. Si la
temperatura es demasiado elevada se deberá colocar un poco de hielo al contenedor para
que así el agua de las bolsas se mantenga a una temperatura adecuada para los peces
(Gálvez, 2002)
1.4.17.5. Vehículo de transporte. – El vehículo de transporte ayuda a transportar los
peces con mayor rapidez a largas distancias, este vehículo tiene que estar equipado con
los materiales necesarios para realizar el transporte como ser los tanques de oxígeno y el
contenedor para los peces. (Gálvez, 2002)
Figura 2. Materiales utilizados en el transporte de peces.
Fuente: (Gálvez, 2002)

14
1.4.18. Estrés en los peces.
Los peces frente a un agente estresor responden secretando hormonas tales como cortisol
y catecolaminas en la sangre de forma casi inmediata, en cosa de minutos. Esto trae como
consecuencias secundarias efectos negativos como cambios en actividades metabólicas.
Además, cambios en la tasa de crecimiento o en el comportamiento, se consideran
respuestas de estrés terciarias. El cortisol interviene en la movilización del glucógeno en el
hígado, la liberación de glucosa en el torrente sanguíneo y la preparación de los peces para
la acción.Al igual que en seres humanos, el ácido láctico se hace presente en los músculos
una vez que estos se tensan durante un ejercicio, en este caso la tensión vivida por el pez
durante el estrés provocado por las etapas que constituyen la carga de smolt. Una vez que
el ácido láctico se haya en la 14 sangre, este se disocia en protones y iones de lactato
plasmático, previamente metabolizado en el hígado. (Cáceres, 2012)
Figura 3. Respuestas fisiológicas del estrés en los peces.
Fuente: (Portzet, 2005)

15
1.4.19. Tranquilizantes.
Son fármacos que pertenecen al grupo de los benzodiacepinas, estas actúan interfiriendo
con determinadas sustancias del cerebro que transmiten mensajes a las células cerebrales
(neurotransmisores) reduciendo la excitación de muchas neuronas. Tiene un efecto como
calmante sobre diversas funciones del cerebro (García & Nogueras, 2013)
Se consideran tranquilizantes todas aquellas sustancias que poseen una actividad
terapéutica sobre la ansiedad (Efecto ansiolítico) en particular sobre los Trastornos de
Ansiedad (Neurosis). Son varios los tipos de sustancias que poseen esta acción, y se
pueden clasificar de acuerdo al mecanismode acción y a la estructuraquímica que poseen.
(García, 2010)
1.4.20. Alprazolam.
El alprazolam es un medicamento tranquilizante (ansiolítico), perteneciente al grupo de los
benzodiacepinas. Aunque las benzodiazepinas también tienen propiedades
anestésicas,Este medicamentoestá indicado en el tratamiento de trastornos por ansiedad
generalizada y en el tratamiento de trastornos por angustia con o sin agorafobia (fobia a
espacios abiertos muy llenos de gente). (Maidana & Vega, 2001)
a) Composición y presentación: La forma de presentación del alprazolam es en
comprimido, cada comprimido contiene: Alprazolam 0,50 mg Excipientes: Lactosa
monohidrato, almidón glicolato de sodio, lauril sulfato de sodio, magnesio estearato,
celulosa microcristalina, colorante FDC amarillo N°6 lacado, colorante amarillo FDC N°5
lacado. (QUIMEFA, 2009)
b) Nombre químico: La composición química del alprazolam es (8-cloro-1-metil-6-fenil-
4H). (QUIMEFA, 2009)
c) Forma de aplicación: Este medicamento se lo puede consumir por vía oral ya sea el
comprimido completo o disolviéndolo en una solución oral (QUIMEFA, 2009)

16
1.4.21. Clavo de olor (Syzygium aromaticum).
El clavo de olor es una especia aromática empleada para tratar dolores de muelas y
molestias de encías, también es muy conocido el uso de su aceite o del propio clavo (una
parte de la flor de la planta) como analgésico y anestésico local, especialmente en
problemas bucodentales. El aceite esencial extraído del botón de la flor es el que encierra
todas las propiedades medicinales del clavo de olor. Es un aceite rico en Eugenol, molécula
que posee propiedades analgésicas, anestésicas por uso tópico, antiinflamatorio y
antiséptico. (Oliveira, 2002)
El clavo de olor contiene abundante aceite esencial, rico en eugenol por lo que se lo puede
utilizar como un tranquilizante natural, pero debemos recordar que se trata de una esencia
y, por tanto, tiene una acción irritante sobre las mucosas. También puede ejercer cierta
acción excitante sobre el sistema nervioso central. (Urquiza, 2010)
a) Principio activo: Su principio activo del clavo de olor es el eugenol, presente en
concentraciones que oscilan entre 70 y 95% de la composición total del aceite esencial
de clavo. (Perez & Santos, 2010)
b) Según (Urquiza, 2010). Otros usos medicinales:
 Estimula la regeneración de la mucosa gástrica
 Disminuye la acides gástrica
 Antiséptico y desinfectante
 Analgésico
 Tratamientos dentales
 Elimina parásitos intestinales
1.4.21.1. Forma de preparación. – Para elaborar el aceite de eugenol se debe
pulverizar 20 gr de clavo de olor, luego este de debe adicionar en 350 ml de agua de agua
hervida removiendo continuamente y dejado cocer durante 5 minutos para posteriormente
dejar enfriar durante 20 minutos (Tejerina, 2016)

17
1.4.21.2. Dosificación. – La dosis a utilizar del tranquilizante natural de clavo de olor
es de 40 ml de aceite de eugenol por cada 30 litros de agua (Tejerina, 2016)
1.4.22. Otros fármacos utilizados para el transporte de peces.
Naturales:
1.4.22.1. Toronjil. – (Melissa officinalis), según los naturistas, sirve como remedio
para el estrés, el nerviosismo o la ansiedad, ya que actúa como relajante natural. Al ser un
tranquilizante, relaja los músculos,el uso de esta planta es apropiado también para quienes
padecen insomnio al tener acción narcótica. Entre otras propiedades, favorece la digestión
y es antiespasmódica. (Cáceres M. , 2016)
1.4.22.2. Cedron.– (Aloysia citrodora), muy popular entre los cochabambinos,es muy
útil para controlar los nervios y reducir los niveles de ansiedad, ya que, debido a sus
propiedades ansiolíticas, actúa como sedante. Después de beber una taza de infusión de
esta planta es más fácil conciliar el sueño, sus propiedades más conocidas, sin embargo,
están relacionadas con la digestión ya que es antiespasmódico y carminativo (eliminar
flatulencias). Una ventaja del cedrón es que puede ser cultivado en cualquier jardín ya que
crece fácilmente. (Cáceres M. , 2016)
1.4.22.3. Valeriana. – (Valeriana officinalis) contiene distintos alcaloides y el ácido
gamma-aminobutírico, el cual tiene efectos sobre los neuroreceptores. Se emplea para
tratar problemas de desequilibrio nervioso que provocan trastornos del sueño. Es
recomendada también durante los episodios de menopausia, ya que ayuda a estabilizar los
desórdenes emocionales de esta etapa. Al ser una planta muy potente, los naturistas
recomiendan no prolongar su uso por más de 10 días. En caso de sernecesario, interrumpir
el tratamiento, esperar dos semanas y volver a reanudarlo. (Cáceres M. , 2016)
1.4.22.4. Manzanilla. – (Chamaemelum nobile) Es uno de los usos más conocidos, al
igual que la tila la manzanilla contribuye a reducir la ansiedad. Tomarse una manzanilla es
una forma saludable de calmarse ya que esta bebida aumenta los niveles de serotonina y
melatonina, se le atribuyen diversas propiedades, entre ellas la de ser sedante o
tranquilizante, es decir, colabora a controlar el nerviosismo. Asimismo, se reconoce como

18
relajante muscular en caso de una contracción (antiespasmódico), además, disminuye la
inflamación y se utiliza también como antirreumático. (Abascal, 2017)
Químicos:
1.4.22.5. MS-222. – Son cristales blancos solubles en agua que tienen un efecto
anestésico en los peces. Es un anestésico local sintético tipo éster y se utiliza comúnmente
en la industria pesquera y acuícola para el transporte y manipulación de los peces. (Velarde,
2016)
1.4.22.6. Benzocaina. - es un compuesto cristalino incoloro. Es prácticamente
insoluble en agua y aunque no requiere de buffer para contrarrestar acidez como el caso
de la tricaína, si requiere de etanol o acetona para ser solubilizado en agua, siendo estos
dos últimos compuestos irritantes para los peces. El compuesto en forma de sal tipo
hidrocloruro es mucho más soluble en agua, pero también más costoso (Fernandez, 2011)
1.4.22.7. BZ-20. – Es un producto anestésico y tranquilizante para la inmovilización
temporal de peces, que se expende a una concentración de 20 g de etil-aminobenzoato por
100 ml de producto. Se caracteriza por ser una solución fácil y cómoda de aplicar, soluble
en agua. (Flores, 2014)
1.4.22.8. Quinaldina. – Un líquido incoloro de un olor ligeramente acre, C9H6N.CH3,
obtenido por primera vez como un producto de condensación de aldehído y anilina, y
considerado como un derivado de quinolina, También llamado metil quinolina, es un
anestésico utilizado en el transporte y manipuleo de peces. (Gianeselli, 2003)
1.4.22.9. Lidocaína. – La lidocaína es un anestésico local que actúa a través del
bloqueo de canales de sodio de la membrana celular de neuronas periféricas sensitivas,
impidiendo el movimiento de iones de sodio y potasio a través de los receptores del nervio
y, por lo tanto, la conducción nerviosa. Ésta es la propiedad más conocida; sin embargo, en
los últimos años se han encontrado muchas nuevas propiedades más allá de las
características clásicas descritas como anestésico local. (Aguirre & Ochoa, 2017)

19
1.4.23. Sedación y Anestesia en Peces.
La sedación y anestesia en peces son procedimientos de importancia para favorecer el
transporte, manipulación, muestreo y los procesos quirúrgicos en estas especies. La
sedación corresponde al estado en el cual el paciente no manifiesta actitudes de agitación
y pudiera decirse no demuestra mayor “preocupación” ante su entorno, por estresante que
este pudiera ser, este estado puede minimizar el impacto fisiológico de cambios
ambientales siendo una herramienta importante en el manejo de los peces. Una adecuada
sedación permite llevar a cabo manipulación de animales en rutinas de manejo, muestreos
y transporte de animales entre cortas o grandes distancias. (Fernandez, 2011)
1.4.24. Fases de la sedación en peces.
Tabla 2.
Diferentes faces de la sedacion en peces.
Fases Característica
Sedación leve
Nado voluntario sin ningún problema, comienza a
existir una ligera pérdida de respuestas a estímulos
externos
Sedación profunda
Pérdida parcial del equilibrio, nado errático, pérdida
de respuestas a los estímulos externos,
Anestesia leve Pérdida total del equilibrio, fin de la locomoción
Anestesia profunda Colapso medular
Fuente:(Martínez, 2014)
1.4.25. Importancia del uso de tranquilizantes.
La importancia de utilizar tranquilizantes durante el trasporte de peces es que estos
permiten movilizar a los peces de un lugar a otro sin que estos sufran demasiado estrés o
traumatismos que puedan ser causados debido a los golpes que los peces puedan
generarse al chocarse los unos contra los otros, los medicamentos que se suministran en
el agua y que se emplearan en el transporte deben actuar el mayor tiempo posible para
poder garantizar así el transporte. (Basilio, 2017)

20
1.5. Hipótesis
1.5.1. Hipótesis alterna.
Los fármacos utilizados tendrán efectos visibles sobre los niveles de estrés durante el
transporte de reproductores de carpa común sin generar efectos nocivos
1.5.2. Hipótesis nula.
Los fármacos utilizados no tendrán efectos visibles sobre los niveles de estrés durante el
transporte de reproductores de carpa común generando efectos nocivos
1.6. Cobertura
1.6.1. Aspecto Sociocultural.
Basándose al aspecto sociocultural, el ámbito de la presente investigación, se enfocará en
revalorizar el uso de la medicina natural aplicándola en la piscicultura, aportando con
nuevos conocimientos técnicos y ancestrales a piscicultores, pescadores y familias
comunarias que se dedican a la producción de peces.
1.6.2. Aspecto económico.
En el aspecto económico el presente trabajo de investigación ayudará a las familias y
personas que se dedican a la producción y reproducción de peces con información técnica
útil que pueda ser utilizada al momento de trasladar reproductores de peces, ayudando de
esta forma a bajar los niveles de estrés y evitando las lesiones causadas en los peces
durante el transporte, previniendo así la pérdida o daños causados a los mismos evitando
de esta forma gastos que puedan ser generados por la pérdida de reproductores de peces,
ya que estos normalmente suelen tener un elevado costo, generando así un ahorro
económico a los piscicultores.

21
1.6.3. Aspecto ambiental.
Dentro del aspecto ambiental, el presente trabajo de investigación no realizará ninguna
alteración o impacto que pueda desequilibrar al medio ambiente, debido a que este se
enfocará a evaluar la efectividad de dos fármacos tranquilizantes empleados durante el
transporte de reproductores.

22
II. OBJETIVOS.
2.5. Objetivo general
Evaluar los efectos de dos tipos de tranquilizantes, natural (clavo de olor, Syzygium
aromaticum) y sintetico (alprazolam, 8-cloro-1-metil-6-fenil-4H) en el transporte de
reproductores de carpa común (Cyprinus carpio) para minimizar el estrés y lesiones
producidas durante el traslado
2.6. Objetivos específicos
 Evaluar el tiempo de inducción, duración y recuperación de los tranquilizantes en base
a los reflejos y conducta de los reproductores.
 Observar el comportamiento de los reproductores durante 7 días post transporte para
poder determinar la existencia de efectos nocivos debido al uso de los fármacos.

23
III. METODOLOGIA.
3.1. Localización.
La UNIBOL GUARANI y Pueblos de Tierras Bajas “APIAGUAIKI TÜPA”, el cual seencuentra
asentada sobre territorio guaraní, en la comunidad de Ivo, ocupando una superficie de
71,5405 Has (715,405 m2
) de terreno, correspondiente al municipio de Machareti,
departamento de Chuquisaca, situada a una distancia de 7 km de la carretera Santa Cruz
– Villa Montes con las coordenadas 20º27ʹ05.31ʹʹ S; 63º25ʹ41,37ʹʹ O a una altura de 947
msnm. (Román, 2017)
Figura 4. Micro localización del estudio.
Fuente: (Google Maps, 2019)

24
3.2. Materiales
Tabla 3.
Materiales de escritorio.
Item Detalle Unidad Cantidad Justificación
1 Hoja bon Resma 1
Para la redacción del trabajo de
investigación
2 Lapiceros Pza 3
Para anotar los datos
recolectados
3 Calculadora Pza 1
Para sacar cálculos de peso y
tamaño de los especímenes
4
Computadora
portátil
Pza 1
Para trabajar el trabajo de
investigación
5 Impresora Pza 1
Para imprimir las planillas de
investigación
Fuente:Elaboración propia, 2019
Tabla 4.
Materiales de campo.
Item Detalle Descripción técnica Cantidad Justificación
1 Tachón Tachón con capacidad de
60 litros
2
Para el transporte
de los
reproductores
2 Cronometro Cronometro digital 1
Para controlar el
tiempo de efecto y
duración de los
tranquilizantes
3 Cloruro de sodio Bolsa de sal de 1 kilo 1
Para aplicar al
agua de las
unidades
experimentales
4
Cámara
fotográfica
Cámara fotográfica digital 1 Sacar fotos a la
muestra
5
Planilla de
registro
Planilla de control para los
reproductores
1
Para tomar registro
de todas las
observaciones de
la actividad
6 Balde
Baldes con capacidad de
15 litros
2
Para la realización
de los baños de
inmersión

25
7 Ictiometro
Ictiometro acrílico de 50
cm.
1
Para realizar la
medición de los
reproductores
8 Balanza digital
Balanza digital de bolsillo
modelo STC202
1
Para realizar el
pesaje de los
reproductores
9 Red de arrastre
Red de arrastre de 50
metros de largo
1 Para capturar
reproductores
10 Clavo de olor Bolsa de clavo de olor 200 gr Para anestesiar a
los reproductores
11 Alprazolam Tableta de alprazolam 0,5 mg Para anestesiar a
los reproductores
12 Vehículo
Vehículo con capacidad
para 8 personas
1
Para realizar el
transporte de los
reproductores
13 Kit de reactivos
Kit de reactivos para
control del agua
1
Para controlar los
parámetros físico
químicos del agua
Tabla 5
Material biológico.
Item Detalle
Descripción
técnica
Cantidad Justificación
1
Especímenes
reproductores
Especímenes de
carpa común de
1,5 a 2 kg
6
Reproductores que
serán transportados
3.3. Estrategias de intervención
3.3.1. Organización interna.
En la coordinación interna se contó con el apoyo de la dirección de la carrera ingeniería en
Ecopiscicultura, asesor técnico, tribunales y docentes entendidos en la investigación que
hicieron el seguimiento en conjunto a todo el proceso de redacción y recolección de
información del trabajo de investigación

26
3.3.2. Coordinación Externa.
Se contó con el apoyo de estudiantes y el dueño de la granja piscícola Martin Pescador sr.
Nelson Barrios, quienes ayudaron en el proceso de captura y transporte de los
reproductores de carpa común desde la Estación Piscícola hasta el módulo productivo de
la UNIBOL GUARANÍ
3.3.3. Promoción – Difusión.
Los resultados obtenidos de la investigación fueron un aporte más al material bibliográfico
de la UNIBOL GUARANI, y fué presentado a través de textos impresos con sus respectivos
informes técnicos,para sudebida publicación en la página de la universidad UNIBOL, como
también se realizó una defensa pública oral en idioma originario Mojeño Trinitario y
Castellano.
3.3.4. Muestra y Tamaño de la Muestra.
3.3.4.1. Muestra.
Se consideró como muestra de investigación a especímenes de carpa común con un peso
promedio de 1,14 kg, a los cuales se les aplicó dos tipos de tranquilizantes uno de origen
natural clavo de olor) y otro de origen inorgánico (alprazolam).
3.3.4.2. Tamaño de la muestra.
Para tener los datos sobre el tamaño de la muestrase utilizó la fórmula para calcular la taza
de carga durante el transporte, el cual se basa en relación al peso (6 kg de peces/100 L de
agua) para tener un transporte seguro
𝑇𝐶 =
𝐾𝑔. 𝑟 ∗ 𝐿. 𝑢
𝐿. 𝑟
TC = tasa de carga (kg de peces que se pueden transportar)
Kg.r = Kg recomendados de peces para transportar (6 Kg)

27
L.r = Litros recomendados de agua para el transporte (100 litros)
L.u = La cantidad de agua que estamos utilizando para realizar el transporte (Lts)
𝑇𝐶 =
6 ∗ 120
100
= 7,2 𝐾𝑔
3.3.5. Diseño Experimental.
El diseño experimental completamente aleatorio que responde a la siguiente formula:
𝑦𝑖𝑗 = 𝜇 + 𝜏𝑖 + 𝜀𝑗(𝑖)
i= 1,2, fármacos (tratamientos)
j= 1,2, tachones (unidades experimentales)
𝑦𝑖𝑗= efectividad del i-esimo fármaco natural
𝜇 = media general
𝜏𝑖 = efecto fijo del i-esima fármaco sintético.
𝜀 = efecto aleatorio de la j-esima tachon del iesimo fármaco
3.3.6. Recolección de Información.
La información utilizada para la redacción del presente trabajo se la obtuvo de diferentes
fuentes bibliográficas bajadas del internet revisando y ordenando la información de libros,
revistas, folletos y artículos científicos con el fin de recabar toda la información necesaria y
precisa para poder entender la importancia de los usos de tranquilizantes en el transporte
de reproductores.
3.3.7. Recolección de la Muestra.
3.3.7.1. Recolección de los especímenes. – La captura de los reproductores se la
realizó en la granja piscícola Martin Pescador con la ayuda de una red de arrastre de 50
metros de largo y 2 metros de ancho, posteriormente se seleccionó a 6 especímenes que

28
cumplieron con las características necesarias de los reproductores en cuanto al tamaño,
peso, coloración y aparentemente sanos.
3.3.7.2. Adquisición de los fármacos. – Los dos fármacos se los obtuvo de
diferentes puntos del departamento de la ciudad de Santa Cruz, el clavo de olor se lo
compro de un mercado ubicado en la zona de la Pampa de la Isla, el alprazolam se obtuvo
de un centro médico ubicado en la misma zona bajo prescripción médica debido a que la
venta del mismo es controlada.
3.3.8. Procesamiento de la muestra.
3.3.8.1. Biometría y selección de los reproductores. – La biometría se la realizo
con el fin de obtener reproductores que cumplan con la longitud y peso requeridos para la
realización del trabajo de investigación, la captura se la realizó en horas 9:30 de la mañana
con un climatemplado donde se capturaron 50 ejemplares de diversas tallas y pesos donde
se seleccionaron a los 6 ejemplares más grandes quienes tuvieron pesos casi similares.
3.3.8.2. Ayuno de los reproductores. – Una vez realizada la captura de los
reproductores estos fueron trasladados a un estanque de concreto de 3 mts x 3 mts con
agua limpia y un sistema de recirculación, esto para evitar que los peces se alimenten
durante un periodo de 36 horas con la finalidad que los fármacos tengan un mejor efecto
en los peces y estos no demanden altos niveles de oxígeno durante el transporte.
3.3.8.3. Elaboración del tranquilizante natural. – Se lo elaboró de la siguiente
manera:
 Pulverización:Para este proceso se utilizó un martillo manual con la que se machacó
20 gr de clavo de olor hasta dejarlo bien pulverizado.
 Homogenización: Se hizo hervir en un recipiente de aluminio los 20 gr de clavo de olor
en 350 ml de agua removiendo constantemente durante un tiempo de 5 minutos, luego
se dejó enfriar durante 30 minutos.

29
 Envasado: Pasado los 30 minutos se procedió a envasar 300 ml de solución de clavo
de olor en un recipiente con capacidad de 500 ml herméticamente cerrado.
3.3.8.4. Aplicación de los fármacos tranquilizantes. – Una vez realizado todo el
proceso de captura y ayuno de los reproductores, fueron colocados en dos tachones con
capacidad de 60 litros (3 en cada tachón) en los cuales se les aplicó los tranquilizantes, en
uno se aplicó 300 ml de aceite de clavo de olor para los 60 litros de agua y en el otro se
utilizó una tableta de alprazolam de 0,5 mg diluida en agua
3.3.8.5. Transporte de los reproductores. – Luego de ser aplicado los
tranquilizantes, se procedió a realizar el transporte, durante un tiempo de 10 horas por vía
terrestre, durante el cual se hizo un monitoreo en los cambios de los parámetros del agua
durante lapsos de una hora y veinte minutos, esto para poder tener mejores resultados y
evitar las bajas de los reproductores durante el traslado.
3.3.8.6. Control de calidad del agua. – se realizó con control continuo sobre los
parámetros físico-químicos del agua antes, durante y después del transporte con la ayuda
de un kit de muestreo, esto para tener datos sobre las variantes en los niveles de calidad
del agua durante el transcurso del trabajo de investigación.
3.3.8.7. Control post transporte de los reproductores. – Una vez completado el
transporte de los reproductores, fueron colocados en un estanque perteneciente al módulo
productivo de la carrera ingeniería en Ecopiscicultura, donde se realizó un control continuo
sobre los parámetros de calidad del agua (temperatura, pH, nitritos y oxígeno disuelto)
También se realizó un control sobre el comportamiento que tuvieron los peces en cuanto a
(comportamiento activo, nado errático, pérdida de apetito y estado estático) esto durante 7
días hasta que los fármacos semetabolicen completamentede su organismo para así poder
determinar la existencia de efectos nocivos por el uso de los fármacos.

30
3.3.9. Criterios e Instrumentos de seguimiento.
Los instrumentos que se utilizaron para realizar el seguimiento de los reproductores fueron
planillas de control, en las cuales se anotaron el tiempo que tardaron en hacer efecto los
tranquilizantes, tiempo de duración y el tiempo de recuperación que estos tuvieron en los
reproductores, también se utilizaron otras planillas con las que se realizó el seguimiento a
calidad del agua antes, durante y después de la realización del transporte.

31
IV. RESULTADOS
Una vez culminada la investigación, respondiendo a los objetivos y analizando los datos
de campo se obtuvo los siguientes resultados:
4.1. Biometría de los reproductores
Una vez realizada la respectiva biometría de los reproductores se obtuvieron los siguientes
datos en cuanto a las tallas y pesos de los mismos:
Tabla 6.
Biometría de los reproductores de Carpa común (Cyprinus carpio)
Nª LT (cm)
Peso (kg,
gr)
Sanidad
1 46 1,38 APS
2 43 1,23 APS
3 42,5 1,10 APS
4 42 1,0 APS
5 43 1,25 APS
6 40 0,900 APS
Promedio 43 1
En la tabla 6- se puede apreciar la longitud y peso de los reproductores que fueron sujetos
de investigación, los cuales tenían pesos y tallas similares entre sí, donde el espécimen
más grande presentó una talla de 46 cm con un peso de 1,38 kg y el más pequeño presento
una talla de 40 cm con un peso de 0,900 kg, el resto de los reproductores tuvieron tallas y
pesos que estuvieron entre la talla y peso del más grande y el más pequeño, teniendo un
promedio de longitud de 42,7 cm y un peso de 1,14 kg

32
4.2. Control de calidad de agua antes del transporte
El control de la calidad del agua antes del transporte, se lo realizó con el fin de poder
constatar los parámetros físicos-químicos antes del transporte de peces:
Gráfico 1. Parámetros de calidad del agua antes del transporte
Fuente: Elaboración propia, 2019
En el gráfico 1-. Se refleja los parámetros físico químicos del agua del estanque de
producción “Estación piscícola Martin Pescador” y del estanque de ayuno, donde en el
estanque de producción se registró el pH 7,5, OD 8 ppm, NH3 0,25 ppm y 23 T 0
C. El
estanque de ayuno se registra 7,8 pH, OD 8 ppm, NH3 0,0 ppm y 24 T 0
C, el análisis de
agua se lo realizo en horas 11:00 de mañana con un clima soleado. Se noto una pequeña
diferencia en cuanto a los niveles de NH3 debido a que el estanque de depuración contenía
agua limpia a diferencia del estanque de producción que si tenía una leve carga de NH3
como resultado de la materia en descomposición que se encontraba dentro del mismo.
7.5 7.88 8
0.25 0
23
24
0
5
10
15
20
25
30
Estanque de produccion Estanque de ayuno
pH O.D. Nitrito Temperatura

33
4.3. Aplicación de los fármacos (tranquilizantes)
La aplicación de los tranquilizantes se realizó bajo la técnica de dilución directa en el agua,
donde se obtuvieron los siguientes resultados:
Tabla 7.
Tiempo de inducción, duración y recuperación de los reproductores
Fármaco Tiempo de
inducción (min)
Tiempo de
duración (min)
Tiempo de
recuperación (min)
Clavo de olor
20 240 15
Alprazolam 40 540 30
En la tabla 7- podemos apreciar los diferentes tiempos de efectos de ambos fármacos
(tranquilizantes), donde el clavo de olor poseyó un tiempo de inducción de 20 minutos, un
tiempo de duración de 4 horas y un tiempo de recuperación de 15 minutos y la tableta de
alprazolam poseyó un tiempo de inducción de 40 minutos, un tiempo de duración de 9 horas
y tiempo de recuperación de 30 minutos, donde dichos resultados se dieron debido a la
concentración y composición de cada fármaco, debido que el clavo de olor tiene
compuestos anestesiastenaturales como ser: aldehídos, esteres,acetofenona y acetato de
eugenol, que al haberse utilizado en mayor dosis tuvieron efectos más rápidos, pero al no
tener ningún otro compuesto que prolongue la anestesia estos se disolvieron rápido del
organismo de los peces. Si embargo el alprazolam tiene compuestos que prolongan la
duración del mismo como ser: Glicolato de almidón que le da a la tableta una mayor
resistencia a la digestión en el organismo como también se presenta otro compuesto
llamado Glicolato de sodio que provoca que la tableta tenga una mayor eficiencia en cuanto
a la liberando las sustancias activas contenidas haciendo que la tableta tenga un efecto
más duradero, pero al utilizarla en menor concentración provoco el tiempo de inducción sea
bastante lento

34
Tabla 8.
Faces de la sedación
Fármaco Sedación leve
(min)
Sedación profunda
(min)
Anestesia leve
(min)
Clavo de
olor
5 15 20
Alprazolam 15 30 40
En la tabla 8- se aprecia los tiempos de efecto de las distintas fases de la sedación de
ambos tranquilizantes, donde existe una clara diferencia entre ambos fármacos,
observando que el clavo de olor tuvo tiempos más rápidos de sedación con diferencia del
alprazolam llegando a la sedación leve en 5 minutos luego de la aplicación, alcanzando la
sedación profunda a los 15 minutos después de la aplicación y a la anestesia leve a los 20
minutos. Ese resultado se dio debido a las cantidades y concentración de ambos fármacos
como se lo explica en la tabla anterior
Gráfico 2. Comparación de los diferentes efectos de los dos fármacos tranquilizantes
En el gráfico 2- se puede observar la comparación de los diferentes efectos de ambos tipos
de fármacos,donde el clavo de olor tubo un tiempo de inducción de 20 minutos en diferencia
a la del alprazolam que fué de 40 min. Otra de las diferencias más notorias de la
comparación fué el tiempo de duración del alprazolam alcanzando un tiempo de 9 horas a
diferencia del clavo de olor que duró tan solamente 4 horas.
20
40
4
9
15
30
0
5
10
15
20
25
30
35
40
45
Clavo de olor Alprazolam
Tiempo de efecto (min) Tiempo de duración (Hrs) Tiempo de recuperación (min)

35
4.4. Control de calidad de agua durante el transporte
Gráfico 3. Parámetros de calidad del agua durante el transporte de los reproductores
En el gráfico 3- podemos notar el control constante que se realizó sobre los parámetros
físico químicos del agua durante el transporte, como también se controló la temperatura
ambiente. Estos controles se los realizaron cada 1.20 horas, esto para tener un mayor
control en los cambios de los parámetros ya que si estos cambiaran de una forma drástica,
podrían causar la muerte de los reproductores, donde se comenzóel transporte con 7,5 pH,
O.D 7 ppm, NH3 0,0 ppm, 21 T 0
C y concluyo con 7,8 pH, O.D 2,5 ppm, NH3 0,0 ppm y 18 T
0
C. Durante el traslado se tuvieron algunas etapas criticas como ser la disminución del O.D
hasta llegar a 1 ppm a horas 10:50 como también el descenso de la temperatura a horas
18:50. Estas variantes en los parámetros se dieron como resultado de diversos factores,
esto debido a que una pequeña alteración en uno de los parámetros del agua puede tener
una reacción en cadena sobre los demás, como, por ejemplo, si la temperatura comienza
a elevarse la cantidad de ODcomienza a disminuir, si disminuye el ODcomienzaa elevarse
el pH. El amonio sé forma cuando el valor de pH es inferior a 7, la elevación de los nitritos
se empieza a dar por la contaminación del agua como ser por las heces fecales de los
peces o por el alimento en descomposición dentro del agua
7.5 7
7.7 7.5 7.3 7.5 8 7.8
7
1
6
4
3 3
8
2.5
0 0 0 0 0 0 0 0
21
22
21
20 20 20
21
1818
20
22
19
18
21
15
11
0
5
10
15
20
25
Hora 9:30 Hora 10:50 Hora 12:10 Hora 13:30 Hora 14:50 Hora 16:10 Hora 17:30 Hora 18:50
Ph O.D. Nitrito Tº Agua Tº Ambiente

36
4.5. Control de calidad de agua post transporte
El control en la calidad del agua finalizado el transporte se lo realizó con el fin de poder ver
si el estado del estanque en el que fueron colocados los reproductores era el adecuado,
una vez terminada la semana de muestreos se lograron los siguientes datos:
Gráfico 4. Control de calidad del agua post transporte
En el gráfico 5- se aprecia el control continuo que se realizó sobre los parámetros físico
quimos del agua una vez concluido el transporte, donde se comenzó el primer día con 9,0
pH, O.D 6 ppm, NH3 0,0 ppm, 17 T 0
C y concluyo con 8 ,0 pH, O.D 7 ppm, NH3 0,0 ppm y
20 T 0
C. Durante estos controles se tuvieron algunas variantes como ser el incremento del
pH hasta llegar 9 ppm en el primer día de control, como también el descenso y censo de la
temperatura del agua, manteniéndose en el segundo y tercer día en 16 T 0
C, ascendiendo
el quinto día llegando a alcanzar hasta los 22 T 0
C, también se presentaron algunas
variantes en el O.D ascendiendo a 8 ppm el tercer día descendiendo a 6 ppm entre el quinto
y sexto día, se dieron estos resultados el pH debido a que el estanque se lo había
desinfectado con cal viva y esta es bastante alcalina, por tal motivo el agua se mantuvo
alcalina los primeros días luego comenzóa reglarse, el OD también tuvo un descensoentre
el quinto y sexto día debido a que la temperatura del agua comenzó a ascender.
9
8 8 7.5 7.8 8 8
6
7
8
7
6 6
7
0 0 0 0 0 0 0
17
16 16
17
19
22
20
0
5
10
15
20
25
6/17/2019 6/18/2019 6/19/2019 6/20/2019 6/21/2019 6/22/2019 6/23/2019

37
4.6. Comparación de los parámetros de campo con los rangos óptimos
Se realizó una comparación de todos los datos tomados en el trabajo de campo con los
parámetros óptimos para la sobrevivencia de la carpa, para poder observar si los
parámetros se mantuvieron dentro de los ideales para la especie, los resultados obtenidos
se reflejan a continuación:
Gráfico 5. Comparación de los parámetros del agua antes, durante y después del trasporte con
los rangos óptimos para sobrevivencia de carpa común según (Carrascal, 2011).
En el grafico 5- se refleja una comparación promedio de los parámetros físico químicos del
agua obtenidos en campo antes, durante y después del transporte de los reproductores,
comparando con los rangos óptimos para la sobrevivencia de la carpa común, Según
(Carrascal, 2011), podemos apreciar que los rangos promedios de los muestreos están
cerca de los rangos óptimos para la sobrevivencia de los reproductores con unas cuantas
variantes en los niveles de OD y T 0
C del agua.
7.6 7.5 8
77.5
4.3
6.7
4
0.125 0 0 0.1
23.5
20.4
18.1
27.5
0
5
10
15
20
25
30
Rango promedio Pre
trasporte
Rango promedio durante
el transporte
Rango promedio post
transporte
Rangos Optimos
(Carrascal, 2011)
Ph O.D. Nitrito Temperatura

38
4.7. Control sobre el comportamiento de los reproductores
Terminado el transporte se realizó un control continuo durante 7 días a los reproductores
donde se obtuvieron los siguientes datos:
Tabla 9.
Control del comportamiento de los reproductores post transporte
Dia Fecha Observación
Lunes 17/06/2019
Mañana: Comportamiento tímido, permanencia de los
reproductores en el fondo del estanque, poca alimentación
Tarde: Permanecía en el fondo del estanque, poco
movimiento, alimentación escasa
Martes 18/06/2019
Mañana: Movimiento más dinámico, comportamiento
gregario, aumento en la alimentación
Tarde:Alimentación casi normal, empezaron a salir más a
la superficie con diferencia del día anterior
Miércoles 19/06/2019
Mañana: Alimentación normal, movimiento dinámico,
comportamiento normal
Tarde:Alimentación normal, salida a la superficie en busca
de alimento
Jueves 20/06/2019
Mañana: Alimentación regular, movimiento no tan dinámico
con diferencia a los días anteriores
Tarde: Alimentación regular, movimiento dinámico,
Viernes 21/06/2019
Mañana: Alimentación regular, salían constantemente a la
superficie en busca de alimento comportamiento normal
Tarde:Alimentación escasa con relación a la de la mañana,
Sábado 22/06/2019
Mañana: Alimentación escasa debido a la presencia de
alimento natural, comportamiento normal
Tarde:Alimentación escasa, comportamiento normal
Domingo 23/06/2019
Mañana: Alimentación escasa con referencia a los
anteriores días, comportamiento normal
Tarde:Alimentación escasa, comportamiento normal

39
En la tabla 9- podemos notar el control de comportamiento que presento los reproductores
de carpa común durante un tiempo de 7 días, Se puede observar que el primer día después
del trasporte, los reproductores se mostraron tímidos alimentándose muy poco, sin
embargo, entre el segundo y cuarto día la alimentación y comportamiento fueron bastantes
normales, entre el quinto y séptimo día, la alimentación con alimento balanceado fue
bastante irregular, debido a que el aumento de la temperatura incrementó haciendo que los
reproductores requieran pocas cantidades de alimento balanceado. Culminado los siete
días de control, se pudo afirmar que la utilización de ambos fármacos no tiene efectos
colaterales en los reproductores si se los utiliza de forma adecuada.

40
V. CONCLUSIÓN
Culminada la investigación y analizando todos los datos se concluye que:
 Al momento de realizar transportes de peces vivos se debe tener un control riguroso
sobre los parámetros físico-quimos del agua debido a que una pequeña variación puede
causar una reacción en cadena
 Los tiempos de inducción, duración y recuperación del alprazolam son más prolongados
que los del clavo de olor debido a la composición y concentración de cada uno de los
fármacos.
 Los dos tipos de fármacos no generan efectos nocivos en los peces si se los utiliza de
forma correcta

41
VI. RECOMENDACION
 Realizar la prueba con más especímenes para tener un resultado más confiable tomando
en cuenta otras variables.
 Utilizar el clavo de olor en transportes a cortas distancias ya que su tiempo de efecto
sobre los peces es corto durando hasta 4 horas.
 Utilizar el clavo de olor en una dosis de 300 ml/60 litros de agua para lograr la inducción
a la anestesia en reproductores
 Realizar el transporte de reproductores en climas templados de entre 23 a 27 grados
debido a que las bajas y altas temperaturas cambian drásticamente los parámetros del
agua

42
VII. BIBLIOGRAFÍA
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46
VIII. ANEXOS
Planilla de biometría de los reproductores
Espécimen LT (cm) Peso Kg Color de
marca
Observación
1
2
3
4
5
6
Planilla de Control de Calidad de Agua
Sitio
Parámetro

47
Planilla de seguimiento de efectos de tranquilizantes
Fármaco Dosis
Tiempo de
efecto
Tiempo de
duración
Tiempo de
recuperación
Clavo de olor
Alprazolam
Planilla de seguimiento del comportamiento de los reproductores
Dia Fecha Observación
Lunes 17/06/2019
Mañana:
Tarde:
Martes 18/06/2019
Mañana:
Tarde:
Miércoles 19/06/2019
Mañana:
Tarde:
Jueves 20/06/2019
Mañana:
Tarde:
Viernes 21/06/2019
Mañana:
Tarde:
Sábado 22/06/2019
Mañana:
Tarde:
Domingo 23/06/2019
Mañana:
Tarde:

48
MEMORIA FOTOGRAFICA
Imagen 1. Desinfección del estanque Imagen 2. Llenado del estanque
Imagen 3. Malleo del estanque Imagen 4. Captura de los reproductores
Imagen 5. Selección de los reproductores Imagen 6. Pesaje de los reproductores

49
Imagen 6. Materiales de control del agua Imagen 7. Muestreo de agua
Imagen 8. Elaboracion del fármaco Imagen 9. Fármaco envasado
Imagen 9. Cálculo de dosis (Clavo de olor) Imagen 9. Disolucion del alprazolam

50
Imagen 10. Vehículo de transporte Imagen 11. Reproductores en el vehículo
Imagen 12. Reproductores anestesiados
Imagen 13. Siembra de los reproductores al estanque de la UNIBOL GUARANÍ

51
Imagen 14. Aplicación de cloruro de sodio Imagen 15. Alimentación de reproductores

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