Hablamos un poco de historia, método y protocolos

1. Estudiante: Israel Brayan Jimbo Muñoz
Docente: Dr. Manuel Quezada
UNIVERSIDAD NACIONAL DE LOJA
FACULTAD AGROPECUARIA Y DE RECURSOS NATURALES RENOVABLES
MEDICINA VETERINARIA Y ZOOTECNIA
Biotecnologías reproductivas

2. Historia
La transferencia comercial de
embriones en Norteamérica se
desarrolló a principios de los
años setenta con la
introducción de razas
continentales.
La historia de la
transferencia de embriones
en el ganado bovino fue
publicada en una
publicación de la FAO en
1991.
En 1890 Heape realizó la primera
transferencia embrionaria en conejo.
Berry y Warwick 1949 transferencia
embrionaria en borregos y cabras.
Kvansnickii 1951 en cerdos. Willet et
al., 1951 primera transferencia en
bovinos.

3. Concepto
Es una técnica que consiste en
recoger los embriones de una
hembra donante y transferirlos
al útero de las hembras
receptoras, en las que se
completará la gestación.
Esta se inicia con la
estimulación hormonal de la
función ovárica de la hembra
donante para provocar una
ovulación múltiple, en lugar de
la ovulación simple.
La hembra es inseminada en el
momento apropiado y luego se
deja a los embriones
desarrollarse en el oviducto y
útero de la hembra donante
hasta que se recogen mediante
lavado uterino a los siete días.

4. Objetivos
• El principal objetivo de esta técnica es la conservación de genes maternos de
animales de gran valor genético. Además de la producción de más de una cría al
año de una sola madre.
• Facilita al mejoramiento genético con el consecuente incremento de la
producción de materias primas como son leche y carne.

5. Requisitos
Para poder efectuar esta técnica es necesario una
organización completa y adecuada, equipo especial.
Para realizar este proceso se debe:
• Realizar el registro de los animales.
• Seleccionar a las hembras donantes, a las
receptoras y al macho reproductor.
• Sincronización de donadoras y receptoras.
• Superovulación de donadoras.
• Detección de celo en donadoras y receptoras
• Monta o inseminación artificial a donadoras
• Lavado embrionario de donadoras
• Transferencia embrionaria a receptoras
• Cuidados postoperatorios
• Diagnóstico de gestación
• Cuidados durante la gestación
• Cuidados durante el parto

6. Ventajas:
• Aumenta la capacidad reproductiva
de hembras de gran valor genético.
• Disminuye el intervalo generacional.
• Recuperación de hembras infértiles
de elevado valor genético.
• Conservación de diversidad genética
de animales en peligro de extinción.
• Intercambio material genético.
• Aumenta eficiencia del semen.
• Se puede utilizar hembras
receptoras de no elevado valor
genético.
Desventajas:
• Inversión en equipos, materiales,
productos veterinarios,
contratación de personal
• Contratación de personal
especializado
• Mayor costo de los productos
(terneros)
• Promedio de aceptación de
embriones por parte de la hembra
receptora 40-50%

7. Equipos necesarios
Para recolectar los embriones se
puede utilizar:
• Sondas de recogida de 2 vías
• Sondas de recogida de 3 vías
• Sondas tipo Foley
• Catéter extensible
• Jeringas para lavado
• Bolsa de lavado o PBS
• Filtro para sonda Foley
• Para la evaluación y preparación de
los embriones:
• Microscopio
• Incubadora para ovocitos y
embriones

8. Selección de vacas donantes
El proceso de selección de donantes es
uno de los procesos más importantes,
porque aunque se pueda tener la vaca
más productora de leche, o la mejor en
un juzgamiento, puede ser que a la hora
del trabajo ella no responda a un proceso
de superovulación hormonal que permita
recolectar la mayor cantidad de óvulos.
Una vez seleccionadas, a las hembras se
les efectúa un chequeo reproductivo,
ginecológico; también ecografía a los
ovarios y del útero para ver si está en
condiciones de ser tratada.
Requisitos:
• No presentar enfermedades
hereditarias
• Tener excelente historial
reproductivo y salud
• Alto valor en el mercado
• Ciclos estrales regulares
• No tener enfermedades
que afecten la fertilidad
• No ser demasiado viejas

9. Protocolos de Superovulación
La superovulación de la vaca permite que esta, en vez de ovular una sola vez y producir un embrión por año,
con la estimulación produzca mayor cantidad de óvulos, que puede así llegar a los 10 ó 12. Posteriormente, se
insemina a las vacas, y 7 a 8 días después, los profesionales encargados del protocolo de trabajo se encargan de
realizar la colecta de embriones

10. Superovulación con FSH
El esquema estándar de las
inyecciones para la SOV en vacas
Holstein es el siguiente: en total 36
mg de FSH, son inyectados en dosis
fraccionadas durante 4 días. La
dosis óptima de FSH para la SOV es
diferente según la raza de la
donadora. El intervalo entre las
inyecciones AM y PM debe ser de 8 a
12 horas.
Superovulación con eCG
La FSH puede ser sustituida por
eCG en el esquema anterior,
aunque los resultados tanto en la
tasa de ovulación como en la calidad
de los embriones son menores que
utilizando FSH. Usualmente 2000 a
4000 UI de eCG son administrados a
la donadora en lo días 9 a 14 del
ciclo estral. El estro es igual al de
FSH.
Dosis excesivas de eCG frecuente
mente produce quistes foliculares.

11. Factores que afectan la respuesta superovulatoria
• La necesidad de detectar un calor para establecer un “estro base”
para el desarrollo del protocolo
• Incapacidad para
comenzar el tratamiento superovulatorio en el tiempo óptimo del
desarrollo de la onda folicular
• Necesidad de un detector de estro para determinar el tiempo de
la inseminación artificial
• Entre el 20-30% de las donadoras no responden al tratamiento
superovulatorio y por ende, no hay producción de embriones.

12. Ejemplo de un protocolo que se basa en la sincronización de ondas
foliculares (SOF)
• Día 0: implante intravaginal de 1,38 g de progesterona (P4; CIDR®),
2 mg de benzoato de estradiol (BE; Gonadiol®) IM; y 100 mg de P4
(Gestavec®) IM.
• Día 4: 40 mg de Folltropin® IM dos veces al día (6 am y 6 pm).
• Día 5: 30 mg de FSH-p (Hormona Folículo Estimulante) IM dos veces
al día (6 am y 6 pm).
• Día 6: 20 mg de FSH-p y 0,5 mg de D-cloprostenol (Estrumate®) IM
dos veces al día (6 am y 6 pm); retirar el IV a las 6 pm.
• Día 7: 10 mg de FSH-p/IM dos veces al día (6 am y 6 pm).
• Día 8: inseminación artificial (IA) a las 6 am y 6 pm, Gonadorelina
(GnRH; Fertagyl®) 500 ug/IM a las 6 am.

13. Manejo de embriones

14. Lavado o colecta de embriones
Para realizar éste procedimiento, se utiliza
una vía que es de circuito cerrado, de la
siguiente forma: Por uno de los catéteres hay
que introducir el medio dentro del útero, y
por el otro se debe extraer el medio que fue
preparado para colectar el líquido, que a su
vez es pasado por un filtro.
Selección o búsqueda de embriones
(Evaluación)
El volumen de solución conteniendo
los embriones (40-50 ml) se vuelca
en 4-5 vidrios de reloj o en 2-3
placas de Petri (de 130mm) con
divisiones.
Para garantizar una completa
observación visual de la superficie
total de la placa, la búsqueda deberá
hacerse en forma de guarda griega.
Preparación de embriones
Los embriones encontrados deberán ser
transportados a una placa de Petri más
pequeña (3 mm) o a una placa de cuatro
celdas Nunc, con medio enriquecido con
suero. Esta operación deberá repetirse a fin
de "lavar" los embriones antes de la
transferencia o de la congelación

15. Estados de desarrollo embrionario
Mórula temprana: Masa de al menos 16 blastómeras
individuales.
Mórula compacta: Blastómeras agrupadas formando una
masa compacta que ocupa el 60 – 70% del espacio.
Blastocisto temprano: Las blastómeras organizadas se
distienden formando un anillo con una cavidad para ocupar
el 60 -70% del espacio perivitelino.
Blastocisto: Dentro de la ZP se observan cambios bien
diferenciados de la capa externa del embrión o Trofoblasto
y la Masa Celular Interna, más oscura y compacta.
Blastocisto tardío o expandido: El diámetro general del
embrión aumenta notoriamente, mientras se aprecia un
gran adelgazamiento de la ZP.
Blastocisto eclosionado: Los embriones en este estado
inician la pérdida de la ZP, la cual se rompe y permite la
extrusión del embrión.

16. Calidad embrionaria
Excelente: Embrión esférico simétrico, con células
de tamaño color y apariencia uniforme, contenido
embrionario fijo y ZP intacta.
Bueno: Presentan pequeñas imperfecciones como
blastómeras extruidas, de menor tamaño, forma
irregular con algunas vesículas.
Regular: Los defectos son más definidos, con
blastómeras extruidas, vesículas y células
degeneradas.
Malo: Las blastómeras extruidas son numerosas así
como las células degeneradas de diferentes
tamaños, vesículas grandes y numerosas, aunque
aparentemente se ve una masa embrionable viable.
Generalmente no son de calidad transferible.

17. Envasado de embriones
El material de las pajuelas debe de ser capaz de transmitir el calor y la transición entre la temperatura a
la que están mantenidos estos embriones y la temperatura del nitrógeno líquido. Este contenedor ha de
estar muy bien cerrado, ya que si parte del nitrógeno líquido entra en contacto con los embriones puede
causar la muerte de estos por daños físicos.
Congelación de embriones
Para la congelación de los embriones antes debemos colocarlos en holding, una vez que ya se
encuentran encapsulados en las respectivas pajuelas, la temperatura se baja lentamente a una velocidad
de 1-2ºC/min hasta alcanzar la temperatura objetivo que ronda los -6ºC.
Una vez que se ha mantenido un tiempo de temperatura adecuado para que haya un intercambio
osmótico entre el embrión y el líquido de congelación, se comienza a descender la temperatura de
nuevo a una velocidad de 0,3 - 0,5ºC/min hasta alcanzar los -35ºC. Una vez aquí la pajuela con el
embrión congelado está lista para ser sumergida en nitrógeno líquido y ser conservada.

18. Conservación y almacenaje
Para minimizar los daños producidos por los embriones
durante el enfriamiento de estos, es importante que no
se formen cristales de hielo, para lo cual deben ser
deshidratados parcialmente.
Estos cristales podrían producir lesiones osmóticas y tóxicas en la
membrana celular, por lo que se ha desarrollado el empleo de los
crioprotectores, sustancias que permiten la deshidratación parcial
de las células durante el proceso de criopreservación sin formación
de cristales y previniendo la degeneración proteica.

19. Aplicación
A la hora de realizar la transferencia a la hembra
receptora es muy importante identificar
detalladamente los ovarios, ya que el embrión será
depositado en el cuerpo ipsilateral al ovario donde
encontramos un cuerpo lúteo. Lavamos la zona
perineal, una vez realizado esto se debe introducir
la vaina de inseminar con la pajuela que contiene
el embrión deseado, y una vez que pase el cérvix
se llevará hasta el cuerno elegido para depositar la
dosis en la curvatura anatómica que este realiza,
asegurando que el orificio de salida no queda
obstruido por la pared del cuerno

20. Selección de Vacas receptoras
son las encargadas de mantener al embrión transferido hasta el nacimiento, por lo
que además de necesitar cuidados nutricionales y ambientales , hemos de asegurar
un estado sanitario adecuado.
La receptora ideal es una vaca joven, libre de enfermedades, de probada fertilidad y
habilidad materna.
Protocolos de sincronización
La sincronización implica la manipulación del ciclo
estral o la inducción del celo, de manera tal de
provocar que un gran número de un grupo de
hembras, entren en celo en un tiempo
predeterminado. Al momento de sincronizar las
vacas receptoras se debe tomar principalmente en
cuenta la sincronización de la vaca Donante si va a
ser T.E. en fresco o cuando los embriones van a ser
congelados.
El protocolo se basa en:
Día cero. Se coloca un implante CDR + una dosis
de 0.44cc. de Benzoato de Estradiol (grafoleon
IM) + 2 cc. Progesterona (Gestavec IM).
Dia 7. Retiramos el implante y administramos
una dosis de 2cc PGF2α (Estrumate IM), + 2cc
eCG (Folligon IM)
48 horas una dosis de 2.5cc GnRH (Fertagyl IM)

21. Gracias