Toma de muestra y envió para análisis en laboratorio
1. UNIVERSIDAD TÉCNICA DE AMBATO
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
CARRERA DE MEDICINA VETERINARIA
TEMA
TOMA Y ENVIÓ DE MUESTRAS PARA
ANÁLISIS EN LABORATORIO
Nombre: Maldonado Krupskaya
DOCENTE: Dr. Marco Rosero
2. El éxito en los diagnósticos de laboratorio depende de la rigurosidad en la toma y envió de
muestras de tal manera que para obtener resultados certeros las muestras deben ser aptas para
el fin que persiguen y adecuadas en número y cantidad.
Las muestras deben ser colectadas evitando lesiones y estrés para el animal, además su
recolección se realiza de manera aséptica evitando contaminación cruzada, es sumamente
importante que cada muestra tenga su respectiva identificación y para ello se utilizan
materiales que no se borren con el agua como marcadores permanentes o etiquetas.
Las muestras se acompañan de datos de identificación (propietario, médico responsable,
animal al que pertenece, dirección y número de teléfono) adicionalmente el médico
responsable requiere adjuntar la anamnesis del paciente así como si existe sospecha de
enfermedades zoonóticas, de esta manera se establece un vínculo profesional clínico-
laboratorio. Es preciso mencionar la hora de toma de la muestra y colocar las muestras en
recipientes que mantengan las condiciones especialmente de temperatura puesto que sufren
cambios fisicoquímicos con el paso de las horas.
INTRODUCCIÓN
3. DESARROLLO
MUESTRAS DE SANGRE
Se puede extraer muestras de sangre con jeringa y aguja y transferirse a recipientes o con
ayuda de tubos de vacío que garantizan la esterilidad de la muestra. Previo a la obtención de
la muestra es importante variables que interfieran con la exactitud de los resultados como:
uso de medicamentos y modificaciones en la dieta y sobre todo la hemolisis.
Normas a seguir
• Usar agujas, jeringas, recipientes; bien limpios y secos.
• Métodos de sujeción apropiados según la especie.
• No producir estasis prolongado en la vena.
• Absorber la sangre lentamente, dejando que se deslice suavemente.
• No sacudir bruscamente la sangre una vez extraída.
• Mantenerla en refrigeración.
5. Métodos de extracción
• Jeringa
o Utilizar un calibre de aguja adecuado a la especie, talla y vaso a puncionar.
o Se inicia colocando la aguja en la jeringa y sacando el aire de la misma. Antes de la punción se
desinfecta el lugar elegido pasando un algodón con alcohol en la dirección del pelo.
o Para la punción se debe realizar un torniquete, introducir la aguja en la vena con el bisel hacia arriba
y tirar lentamente del embolo de la jeringa, una vez extraída la sangre se suelta el torniquete y se
separa la aguja de la jeringa.
o Al transferir la sangre a un tubo de ensayo se debe dejar fluir la sangre lentamente por la pared del
tubo, de esta manera se evita la hemolisis.
6. o Enroscar la aguja en el adaptador, desinfectar el área, realizar un torniquete y proceder a
la punción con el bisel de la aguja hacia arriba en un ángulo de 30 grados.
o Introducir el tubo en el adaptador, es importante mantener el tubo hasta que el vacío
termine de esta manera se asegura la proporción sangre-anticoagulante.
o Soltar el torniquete y proceder a retirar el tubo y posteriormente la aguja.
• Sistema de vacío (Vacutainer)
7. Practicas para prevención de hemólisis
• Dejar secar el alcohol utilizado en la desinfección.
• Mantener un ángulo de mínimo 30 grados de esta manera se evita un choque directo
de la sangre con la pared del tubo y el reflujo del tubo a la vena.
• En la extracción con jeringa verificar que la guja este ajustada para evitar la
formación de espuma, no se debe transferir la sangre al tubo clavando la aguja al
tapón puesto que se produce una presión positiva que provoca hemolisis.
• No exponer la muestra a temperaturas elevadas o la luz directa.
• La muestra con anticoagulante debo ser homogenizada invirtiéndola de 5 a 10 veces
sin agitar el tubo
• Se debe mantener refrigerada mas no congelada, no ponerla en contacto directo con
el hielo.
Una muestra que sufra hemolisis puede causar falsos incrementos en valores séricos de bilirrubina,
potasio, fósforo y proteínas totales.
8. Muestras para hematología
• Hemograma
o La muestra de 2 a 3 ml es suficiente para este análisis y debe ser obtenida en un tubo con
anticoagulante EDTA en proporción 10-20mg ya que este preserva en mejor estado las
células sanguíneas, una vez extraída la sangre se invierte el tubo 10 veces para homogenizar
la sangre con el anticoagulante, dentro de la primera hora de toma de la muestra se realizan
tres frotis sanguíneos que se fijan al aire.
o Se conserva la muestra a temperatura ambiente pero en caso de que tarde mas de dos horas en
llegar al laboratorio debe ser conservada en refrigeración después haber pasado 15 minutos a
temperatura ambiente.
o Los frotis se conservan secos y fresco, una ves pasadas 24 horas sufren cambios
significativos.
9. Muestras para bioquímica clínica
• Para este análisis se utiliza suero, para ello se extrae sangre en tubos sin anticoagulante se
mantiene la muestra a temperatura ambiente durante 15 a 30 min y en caso de rumiantes
alrededor de 2 horas, transcurrido este tiempo se forma un coagulo posteriormente se
centrifuga a 3000 rpm por 10 min, una vez obtenido el suero se transfiere a un nuevo
recipiente, si no va a ser analizado inmediatamente se conserva en refrigeración (0-4°C) en
caso de no ser urgente se envía congelado ente -8 y -20°C.
• Pruebas de coagulación
o La muestra se preserva con citrato de sodio, al igual que la prueba anterior se homogeniza
la sangre con el citrato, al laboratorio se puede enviar la muestra de sangre entera o
solamente el plasma, para enviar solamente el plasma se centrifuga a 3000 rpm por 10
min y se colecta el plasma en tubos para mantener en congelación.
10. Transporte de muestras
• Los envases son enviados con etiquetas que proporcionen datos de información.
• Mantenidos en refrigeración entre 2-8°C
• Muestras de suero pueden ser enviadas congeladas pero deben mantenerse
congelada hasta su llegada al laboratorio
• Su tiempo de llegada al laboratorio es de hasta 48 horas.
11. MUESTRAS DE ORINA
Las muestras de orina nos permiten analizar alteraciones orgánicas antes de su manifestación en la
sangre.
Debe ser recogida asépticamente en recipientes estériles, la mejor muestra es la primera de la mañana
puesto que contiene máxima concentración de todos los contribuyentes.
Técnicas de recolección
Micción espontanea
• Con agua y jabón se higieniza la región de la vulva o prepucio y se seca con papel absorbente
• Se desecha la primera fracción ya que contiene material contaminante presente en la uretra y se
recoge el chorro medio en un colector universal estéril
12. Cateterización directa
• Rasurar el pelaje alrededor de la vulva o prepucio, limpiar el área manteniendo la mayor asepsia
posible.
• Con el fin de evitar el traumatismo y malestar del paciente se coloca en la sonda anestésico
local, se debe estimar la longitud necesaria de la sonda parra alcanzar el cuello de la vejiga para
evitar una introducción excesiva.
• Los primeros mililitros de orina serán desechados por posible contaminación y se procede a la
recolección e recipientes estériles
Diámetro de sonda
Caninos Macho: 2, 2,6 y 33 mm Hembra: 2 mm
Felinos Macho: 1 -1,3 mm Hembra: 1 mm
Bovinos Macho: 2 mm Hembra: 2 mm
13. Cistocentesis
• Técnica utilizada en animales de talla pequeña
• Es posible realizarlo en decúbito lateral o dorsal
• Palpación de la vejiga o ubicación de ella con ayuda de ecógrafo y desinfectar el área de
punción, posteriormente con ayuda de la mano se comprime el abdomen craneal de tal
manera que se pueda estabilizar y colocar la vejiga lo mas cerca de la pared abdominal
• Se inserta la aguja en dirección cráneo-caudal en un ángulo de 45 grados y se prosigue con
la extracción de la orina
14. Envió de la muestra
• Los recipientes deben estar cerrados herméticamente para que no existan derrames.
• Para exámenes de pigmentos hemáticos, la muestra no debe tener contacto con la luz
por lo que es preferible su recolección en frascos ámbar.
• Para examen microscópico o análisis de sedimento la muestra debe llegar al laboratorio
antes de transcurridas 4 horas de su obtención, de no ser posible se debe mantener
conservada en refrigeración por hasta 24 horas.
• La muestra es identificada de manera legible y colocada en una bolsa plástica cerrada
herméticamente.
15. MUESTRAS DE HECES
• Para la realización de examen directo es necesario la obtención de una muestra fresca
libre de cualquier contaminante por lo que se extrae directamente del recto para
mantener su asepsia.
• Solo en caso de no poder recolectar del recto se toma del suelo siempre y cuando sean
frescas y estén lo mas libre de contaminantes que sea posible.
• En especies mayores se extrae del recto con la ayuda de guantes y se coloca en un
colector universal, la cantidad recomendada de la muestra es de 20 gr.
• En especies menores la extracción se puede realizar con ayuda de termómetro rectal,
cucharilla rectal o hisopos largos, se recomienda la obtención de 2 a 5 gr.
16. Envió de la muestra
• Lo mas conveniente es la examinación de las muestras frescas puesto que algunos parásitos
como protozoos mueren al alterar la temperatura, sin embargo es posible mantener las
muestras en refrigeración por ciertos periodos en dependencia de los parásitos a examinar.
• Muestras refrigeradas a 10°C pueden examinarse de 24 a 48 horas después de obtenidas, pero
de ser heces diarreicas deben ser examinadas en máximo una hora.
• El envió de muestras con medios químicos ayuda a la conservación por periodos mas largos
evitando la deformación o destrucción de paritos, una forma de conservarlas es mediante
formalina al 10% colocando 1 parte de heces por cada 9 de formalina.
17. MUESTRAS DE LÍQUIDO SINOVIAL
En la recolección de muestras a partir de articulaciones es recomendable la aplicación de
anestesia general, sin embargo es posible realizarla con el animal en plena conciencia.
Zona de recolección
• Articulaciones afectadas
• Escapulo humeral
• Coxofemoral
• Articulaciones del carpo y
tarso
18. Método de recolección
• Una vez sedado el animal se desinfecta el área de punción.
• La recolección dependiendo el tamaño del paciente se realiza con agujas
hipodérmicas de calibre 18 a 22 de 1 a 2 pulgadas.
• Luego de la recolección se puede dividir la muestra en un tubo con
anticoagulante para examen citológico y un tubo sin anticoagulante para la
identificación directa, es especies mayores la cantidad mínima de extracción es
de 1,5 ml.
• La toma de la muestra puede ser por goteo o por presión negativa con jeringa
evitando provocar un vacío brusco.
Envió de la muestra
• Los recipientes deben ser limpios y estériles.
• Para el transporte se necesita una refrigeración de 2 a 8°C, con un tiempo de llegada de hasta 48
horas.
• De no ser refrigerada la muestra debe procesarse dentro de una hora después de la obtención.
19. DISCUSIÓN
Pallarés (2016) menciona que en la obtención de sangre en especies mayores la mejor
forma de realizarlo al ser la mas adecuada es mediante el sistema de vacío.
En la investigación se presenta otro sistema de recolección como es el uso de
jeringas pero se concuerda con que el método mas adecuado es el sistema de vacío,
sin embargo para el uso de este sistema se requiere practica para garantizar un
manejo eficiente puesto que de no manejar adecuadamente este método la muestra
puede sufrir hemolisis al existir un golpe de la sangre contra el fondo del tubo.
20. CONCLUSIONES
• La toma de muestras así como su envió es de mucha importancia a la hora de
obtener resultados puesto que al no seguir los protocolos para cada muestras estas
pueden sufrir cambios que provoquen una alteración en los resultados de
laboratorio.
• La forma de obtención de las muestras así como la forma en que sean
conservadas esta relacionada con el tipo de examen que se quiere realizar.
• Del tipo de muestras mencionadas las que necesitan mayores precauciones son las
muestras de sangre ya que una mala toma puede provocar hemolisis al igual que
los errores en su conservación.
21. REFERENCIA BIBLIOGRÁFICA
• Figueiredo Marques, G; Augusto Pompei, J. C. Martini, M. 2017. Manual Veterinario de
Toma y Envío de Muestras. Brasil, s.e. 112 p.
• Gallo, C. 2014. Manual de diagnóstico con énfasis en laboratorio clínico veterinario. s.l.,
Universidad Nacional Agraria. 212 p.
• Núñez, L; Bouda, J. 2007. Patología clínica v e t e r i n a r i a. seguunda. México, s.e. 334
p.
• Organización mundial de sanidad animal. 2004. Manual de las pruebas de diagnóstico y de
las vacunas para los animales terrestres (en línea). Quinta. París , office international des
epizooties, vol.I. 661 p.
• Pallarés, R. 2016. Toma de muestras para diagnóstico. Anaporc :22-26.
