Tesis doctoral nancy soto deza 2014

iii
PRESENTACIÓN
SEÑORES MIEMBROS DEL JURADO:
Cumpliendo con el reglamento de graduación de la Escuela de Post-Grado de la
Universidad Nacional de Trujillo, someto a vuestra consideración la tesis doctoral titulada:
EFECTO DEL Bacillus subtilis Y “Gallinaza” COMO SUPRESORES DE Meloidogyne sp. EN
CULTIVO Capsicum annuum, PIURA, PERÚ 2010 – 2011.
Trujillo, 15 de febrero de 2014
MsC. Nancy Mercedes Soto Deza

iv
Gracias...
A DIOS,
por guiarme en el camino del saber, darme la sabiduría para
culminar este proyecto y poder contribuir a un mundo mejor.
A mi esposo GERARDO EDMUNDO,
por su amor y ser el cómplice incondicional en el logro
de mis metas.
A mi hijo FRANCHESCOLY,
por ser mi fuente de inspiración para avanzar y que un
día quiera seguir mis pasos.

v
Gracias...
A mis Padres ARTEMIO Y PAULINA, por su amor, apoyo y
motivación constante en el logro de cada proyecto soñado.
Gracias por pertenecerles.
A mis Hermanos EDGAR, MARÍA SONIA, JULIA
MARLENY, TERESA ISABEL Y ELOISA ANTONIETA y
Hermanos Políticos RIGOBERTO Y MERY, por brindarme
su cariño y con el compromiso de ser su mano amiga en el
logro de sus metas.
A mis sobrinos, JOUSETH, SEBASTIAN,
ALLMENDRA, FIORELLA, EDGAR MANUEL,
JHAROL y JIMMY, con el deseo me tengan presente
en su superación personal y ser parte de sus éxitos.
A mi sobrino JHOSSER, con cariño en
memoria de su recuerdo.

vi
AGRADECIMIENTOS
Expreso mi especial agradecimiento a:
- Mis asesores, Dr. Segundo Eloy López Medina y Dr. César A. Murguía Reyes,
por sus sabios consejos y orientaciones en el desarrollo del presente trabajo.
- Sr. Guillermo León Arámbulo, Gerente General de ECOSAC, por su apoyo
incondicional en la ejecución del presente trabajo.
- Dra. Milly Otiniano García, por su orientación en el trabajo de laboratorio.
- Dr. Mario Esparza Mantilla, por su apoyo en la identificación molecular de
microorganismos.
- Sr. Luis Bustamante, Gerente Agrícola de la empresa ECOSAC y al equipo
técnico que hizo posible la ejecución del plan de trabajo para el cultivo de ají
pimiento del piquillo:
 Ing. Jorge Espinoza Huancas: Jefe de cultivos de Pimientos
 Ing. Luis Bobadilla: Supervisor del área en estudio.
 Bach. Jessica K. Valdivieso Calle: Área de Investigación y Desarrollo
 Ing. William Saavedra: Coordinador Fertirriego Capsicums
- Instituciones públicas y privadas que de una u otra manera han colaborado en la
presente investigación:
 Empresa Ecoacuicola SAC, Chapairá, Castilla, Piura, Perú.
 Universidad Nacional de Trujillo, Facultad de Ciencias Biológicas, Trujillo, Perú.
 Universidad Nacional de Piura, Laboratorio de Nematología, Piura, Perú.
 Universidad de Antofagasta, Laboratorio de Biominería. Centro de Bioinnovación
y Departamento de Acuicultura, Chile.

vii
“…La causa de tu presente es tu pasado, así como la causa de tu futuro será
tu presente…”
Pablo Neruda

viii
RESUMEN
En Piura, Chapairá, en parcela de cultivo de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”
infestados con nematodos Meloidogyne sp., se evaluó el efecto del Bacillus subtilis y
“gallinaza” como agentes supresores del nematodo del nudo Meloidogyne sp.; se aplicó
diseño de bloques completos al azar. En la parcela se incorporó “gallinaza” al 85 % de
pureza, en dosis 15 y 30 t/ha. Para la siembra directa se inoculó semilla de C. annuum en B.
subtilis, a concentración 1 X106
esp/mL y 2 X 106
esp/mL. A los 45 y 90 días se determinó:
análisis de poblaciones de nematodos, índice de nodulación, altura de planta, número total
de frutos y análisis microbiológico para determinar presencia de B. subtilis en raíz de C.
annuum. Los datos se sometieron a análisis de varianza utilizándose software Statgraphics
Plus 5.0. Las poblaciones iniciales de Meloidogyne sp., antes de aplicación de tratamientos
variaron entre 275 y 27720 nematodos/100 cm3
de suelo; después de aplicar B. subtilis, la
población final registró valores de 13 a 0 nematodos/100 cm3
de suelo, con un índice de
agallamiento entre grado 0 y 2. Los resultados indicaron diferencias significativas (P≤0,05)
entre los tratamientos; concluyendo que la “gallinaza” interactuó con B. subtilis
favoreciendo la acción supresora sobre Meloidogyne sp., en cultivo de C. annuum,
mejorando la productividad del cultivo.
Palabras clave: Bacillus subtilis, Gallinaza, Meloidogyne sp., Capsicum annuum.

ix
ABSTRACT
In Piura, Chapairá in plot cultivated Capsicum annuum "chili pepper piquillo" infested with
nematodes Meloidogyne sp., the effect of Bacillus subtilis and "chicken manure" was
evaluated as suppressing agents knot nematode Meloidogyne sp. Two trials were
established, where it is applied design of complete randomized block design. Driveway
"chicken manure" was incorporated into 85% pure, at doses 15 and 30 t / ha. For direct
sowing seed C. annuum in B. subtilis was inoculated at a concentration of 1X106
spore/mL
and 2 X 106
spore/mL. At 45 and 90 days was determined: analysis of nematode
populations, nodulation index, plant height, total number of fruits and microbiological
analysis to determine the presence of B. subtilis in the wake of C. annuum. The data was
subjected to analysis of variance using the Statgraphics plus 5.0 software. Initially, the study
showed highly infested knot nematode Meloidogyne sp., 275 to 27720 soil nematodes/100
cm3
; after application of B. subtilis, the final population recorded values nematodos/100 13-
0 cm3
soil with degree galling index between 0 and 2. The results indicated significant
differences (P ≤ 0.05) between treatments. Concluding that the "chicken manure"
interacted with B. subtilis favoring suppressive action on Meloidogyne sp. in culture of C.
annuum, improving crop productivity.
.
Key words: Bacillus subtilis, Chicken manure, Meloidogyne sp., Capsicum annuum

x
INDICE
Pág.
AGRADECIMIENTO ......................................................................................... viii
RESUMEN........................................................................................................... viii
ABSTRACT........................................................................................................... ix
LISTA DE TABLAS. ............................................................................................ xi
LISTA DE FIGURAS........................................................................................... xii
I. INTRODUCCIÓN………………………………………………................................ 1
II. MATERIAL Y MÉTODOS ………………………………………………. ............. 8
2.1MATERIAL DE ESTUDIO ............................................................................... 8
2.2ÁREA DE ESTUDIO........................................................................................... 8
2.3LUGAR DE ESTUDIO........................................................................................ 8
2.4 DISEÑO DE EXPERIMENTACIÓN ............................................................... 8
2.5 METODOLOGÍA ............................................................................................... 9
2.5.1 Preparación del terreno ............................................................................. 9
2.5.2 Adquisición del inoculo............................................................................. 10
2.5.4 Estandarización del inóculo ..................................................................... 12
2.5.5 Tratamiento ............................................................................................... 13
2.5.6 Parámetros de medición ........................................................................... 14
2.5.7 Análisis de datos........................................................................................ 15
III. RESULTADOS......................................................................................................... 16
IV. DISCUSIÓN.............................................................................................................. 27
V. CONCLUSIONES...................................................................................................... 31
VI. RECOMENDACIONES .......................................................................................... 32
VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS.................................................................. 33
VIII. ANEXOS ................................................................................................................ 36
iv

xi
LISTA DE TABLAS
Página
Tabla II-1. Aplicación de tratamientos. 9
Tabla III-2.
Efecto de Bacillus subtilis sobre población de Meloidogyne sp. en
cultivo de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo” 17
Tabla III-3. Análisis de varianza (ANVA) del efecto de Bacillus subtilis, y
“Gallinaza” sobre poblaciones del nematodo Meloidogyne sp. en
cultivo de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo” 24

xii
LISTA DE FIGURAS
Página
Fig. 8-1. Fruto de Capsicum annuum. 37
Fig. 8-2. Melidogyne sp. 38
Fig. 8-3. Ciclo de vida de Meloidogyne sp. 39
Fig. 8-4. Bacillus subtilis con tinción de Gram. 40
Fig. 8-5.
Preparación de la parcela, distribución de camas y tendido de mangueras
para sistema de riego tecnificado por goteo. 41
Fig. 8-6. Vista panorámica del fundo Ecoacuícola SAC, Chapairá, Piura. 41
Fig. 2-7. Distribución de tratamientos en la parcela. 13
Fig. 3-8.
Interacción entre agallamiento de la raíz de Capsicum annuum “ají
pimiento piquillo”, “Gallinaza” y concentración de Bacillus subtilis. 18
Fig. 3-9.
Interacción entre agallamiento de raíz de Capsicum annuum “ají pimiento
piquillo”, concentración de Bacillus subtilis y “Gallinaza”. 19
Fig. 3-10.
Interacción entre la altura de planta de Capsicum annuum “ají pimiento
Fig. 3-11.
Interacción entre altura de planta de Capsicum annuum “ají pimiento
piquillo”, “Gallinaza” y concentración de Bacillus subtilis. 21
Fig. 3-12.
Interacción entre tamaño de fruto de Capsicum annuum “ají pimiento
piquillo”, “Gallinaza” y concentración de Bacillus subtilis. 22
Fig. 3-13.
Interacción entre tamaño de fruto de Capsicum annuum “ají pimiento
Fig. 3-14. Colonias de Bacillus subtilis. 25

xiii
Fig. 3-15.
Esporas de Bacillus subtilis en raíz de Capsicum annum a 1000X (coloración
Gram) 25
Fig. 3-16.
Esporas de Bacillus subtilis adheridas a la cutícula de Meloidogyne sp. J2
(3000X). 26
Fig. 8-17.
Observación de clorosis en las hojas de Capsicum annuum en Fundo
Ecoacuicola SAC, Chapairá, Piura, 2010. 42
Fig. 8-18.
Raíz de Capsicum annuum, con presencia de nódulos (Fundo Ecoacuicola
SAC, Chapairá, Piura, 2010.) 42
Fig. 8-19.
Observación de no evidencia de clorosis en las hojas de Capsicum annuum
en Fundo Ecoacuicola SAC, Chapairá, Piura, 2011. 43
Fig. 8-20.
Inoculación de esporas de Bacillus subtilis en semillas de Capsicum
annuum “ají pimiento piquillo”. 47
Fig. 8-21. Siembra directa de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”. 47
Fig. 8-22. Distribución de Bloques I, II y III. 48
Fig. 8-23. Recalce de Capsicum annuum. 48
Fig. 8-24. Raíz de Capsicum annuum sin nódulos 49
Fig. 8-25. Planta y fruto de Capsicum annuum. 49
Fig. 8-26. Cultivo de Capsicum annuum a los 45 días. 50
Fig. 8-27. Altura de planta de Capsicum annuum a los 65 días. 50
Fig. 8-28. Fruto de Capsicum annuum 51
Fig. 8-29. Cosecha de Capsicum annuum a los 90 días 52

1
I. INTRODUCCIÓN
El cultivo de Capsicum annum “ají pimiento piquillo”, está siendo de gran
importancia comercial en la zona de Chapairá, Piura; sin embargo, requiere de un
manejo especial para alcanzar rendimientos altos y de óptima calidad; en el mes de
marzo (2010), una semana después de la siembra de C. annuum, se observaron
nodulaciones en las raíces, se tomaron muestras de bandeja de plantines transportadas
del vivero Génesis y se enviaron al laboratorio de nematología de la Universidad
Nacional de Piura, para determinar la fuente de infectación temprana; el resultado de
estos análisis fueron positivos para Meloidogyne sp. y otros saprófitos, tanto en raíces
como para el suelo.
Con la presencia de Meloidogyne sp. en las plantas de C. annuum, se observó
clorosis en las hojas, nodulaciones en las raíces, ocasionado disminución en la calidad
y producción de la cosecha, incrementando la aplicación de nematicidas, elevando los
costos de producción en un 40% y provocando con el uso elevado de sustancias
químicas la alteración al ambiente.
Meloidogyne sp. son organismos microscópicos que suelen producir bultos en las
raíces de las plantas, llamados "rosarios" o "porrillas"; producen deformaciones,
necrosis y podredumbre en los órganos vegetales especialmente del sistema radical y,
en el caso de ataques graves, la progresiva reducción de los rendimientos, cuyo efecto
generalmente es aducido al agotamiento de nutrientes del suelo y a una mala nutrición
de la planta. Estos daños impiden la absorción por las raíces, traduciéndose en un
menor desarrollo de la planta y la aparición de síntomas de marchitez en verde en las
horas de más calor, clorosis y enanismo. Se distribuyen por rodales o líneas y se
transmiten con facilidad por el agua de riego, con el calzado…, etc. Sólo especies del
género Meloidogyne atacan al pimiento, produciendo marchitez y enanismo en las
plantas (Incagro, 2009).

2
La duración del ciclo de vida de Meloidogyne sp, nematodo nodulador es altamente
influenciada por la temperatura y otros factores edáficos, se inicia con la formación
de un huevo, seguido de cuatro etapas juveniles y la etapa adulta. Las larvas del
segundo estado o etapa infectiva generalmente penetran la raíz justamente en la punta
o caliptra y se mueven entre las células no diferenciadas, alojándose cerca de los
haces vasculares donde completan su ciclo. Con los estiletes perforan las paredes de
las células alimentándose e inyectando secreciones a la planta. El síntoma más
común producido por la hembra del nematodo nodulador es la formación de
engrosamientos radiculares conocidos como nódulos. Una raíz puede presentar
nódulos pequeños causados por una sola hembra incrustada y/o nódulos grandes
como resultado del ataque de varias hembras en su interior. Una vez infectadas las
raíces, se acortan y se deforman, se reduce el número de raíces laterales y el
desarrollo de pelos radiculares, teniendo como consecuencia que se disminuya la
absorción de agua y nutrientes del suelo. Además, se paraliza el crecimiento general
del sistema radicular, y la planta se debilita (Pérez, 2007).
En investigaciones realizadas por Pérez (2007) en Puerto Rico, se determinó que
densidades poblacionales de Meloidogyne incognita mayores a 12,000 huevos/J2, por
tiesto causaron amarillamiento, defoliación y hasta la muerte de la planta de kenaf
(H. cannabinus), malvácea utilizada en la producción de papel y alimento de ganado.
Las plantas infectadas con Meloidogyne incognita mostraron clorosis en hojas.
Poblaciones de 6,000 huevos/J2 estimadas, redujeron significativamente el peso fresco
del follaje.
Según Jiménez, et al. (2009), reporta investigaciones en Venezuela donde se
registraron que el nematodo Meloidogyne sp. es el más ampliamente distribuido en
los cultivos y es el que causa mayor daño.
En la búsqueda de alternativas de solución, se encuentra a nivel internacional
investigaciones realizada por Rodríguez, et al. (2005) quien planteó que las

3
afectaciones fundamentales atribuidas a Meloidogyne sp. están relacionadas con el
acortamiento del período útil de las plantaciones y mermas en los rendimientos.
Pérez (2007) reportó que en el control de nematodos de la platanera, las poblaciones
máximas de nematodos a partir de las cuales se recomienda tratamientos de control es
1.000 Meloidogyne/100 g de raíz. Aún así, para decidir realizar un tratamiento
químico debe efectuarse un examen del conjunto de la plantación y del desarrollo
radicular, ya que una correcta nutrición y riego y raíces bien desarrolladas soportan
niveles superiores sin provocar daños en la producción. Asimismo, aportes de
materia orgánica al suelo manteniendo niveles superiores al 3% estimulan el
desarrollo radicular y ejercen un efecto de control natural sobre los nematodos.
En la segunda convención internacional en sistemas de producción y fitosanidad de
hortalizas, García (2008), reportó que los plaguicidas químicos provocan persistencia
ambiental, generación de organismos resistentes, contaminación de recursos hídricos
con degradación de flora y fauna y crean ambientes inhabitables en el suelo para otro
tipo de microorganismos que actúan de manera benéfica.
Es importante resaltar que Pérez (2007), afirma que las aplicaciones de nematicidas
químicos son muy tóxicos para el suelo y el ambiente por lo que debe efectuarse sólo
en casos absolutamente necesarios; si la decisión es aplicar productos químicos
recomienda tener en cuenta: Alternar familias químicas, el pH del agua, ya que los
nematicidas se inactivan a pH superiores a 7, no dar más de dos tratamiento al año, a
principios de primavera (marzo-abril) y a finales de otoño (septiembre-octubre), el
sistema de riego para establecer dosis correctas y la solubilidad de los nematicidas ya
que influye en la distribución del producto en el suelo.
El desarrollo y aplicación de agentes de control biológico de plagas adquiere una
importancia relevante como una alternativa en el desarrollo de una agricultura
sostenible que preserve los recursos naturales y el ambiente para las futuras

4
generaciones. La aplicación controlada en agro ecosistemas de organismos vivos o
sus metabolitos para el control de plagas y enfermedades, implica el mejoramiento de
los cultivos, al proteger las plantas del deterioro producido por agentes fitopatógenos
(Gómez, et al., 2002).
El control biológico de nematodos es una de las mejores alternativas para incrementar
los rendimientos, sin causar daño al medio ambiente. Se han realizado algunos
estudios utilizando leguminosas supresoras de nematodos, las cuales en las prácticas
agrícolas además se brindan otros beneficios como: Control de la erosión hídrica
cuando se establecen como cobertoras, estimulación de una microfauna benéfica y el
mejoramiento de la fertilidad del suelo. En Perú, según el manual de buenas prácticas
en el manejo orgánico del cultivo de Sacha inchi (Incagro, 2009), se afirma que la
agricultura orgánica es importante porque contribuye a reducir al mínimo la
contaminación del ambiente, evitando los fertilizantes y plaguicidas sintéticos lo que
propicia un ecosistema sostenible, alimentos seguros, buena nutrición, bienestar
animal y desarrollo rural.
García (2008), afirma que la aplicación de un control natural contra las plagas, tiene
ventajas como: son menos tóxicos que los químicos, por lo general son inocuos,
pueden ayudar a disminuir notablemente el uso de químicos, disminuyen la cantidad
de residuos, son efectivos en pequeñas cantidades, frecuentemente se descomponen
rápido y por lo general afectan solo a la plaga objetivo.
López, et al. (2004) recomienda que para combatir los nematodos en ají pimiento se
debe rotar con otros cultivos, desinfectar la tierra mediante la solarización. La
Solarización consiste en elevar la temperatura del suelo mediante la colocación de
una lámina de plástico transparente sobre el suelo regado previamente en abundancia
durante un mínimo de 30 días en verano. Lo que se hace es "cocer" el suelo y matar
muchos parásitos: hongos, nematodos, insectos, malas hierbas, etc.

5
Los agentes biocontroladores como los organismos que interactúan con los
nematodos fitoparásitos en el suelo deben tener algunas características básicas: No
deben ser patógenos de plantas, hombres o animales, capaz de reducir o suprimir
eficientemente las poblaciones de nematodos por debajo del nivel crítico, capacidad
de adaptación a diferentes ambientes del suelo (textura, grado de humedad,
composición química y materia orgánica), buena habilidad competitiva, alto potencial
de reproducción para obtener una población alta, capacidad de sobrevivir en épocas
difíciles (Piedra, 2008).
Gallegos, et al. (2009). Reporta que las bacterias son un grupo abundante de
microorganismos del suelo sobre los cuales se ha realizado pocos esfuerzos para
determinar su potencial de uso y que las bacterias que presenta un potencial
biocontrolador son Pasteuria penetrans, Bacillus cereus y Bacillus subtilis.
El género Bacillus incluye una importante variedad de especies gram positivas, no
patogénicas, con propiedades antagonistas; son buenas secretoras de proteínas y
metabolitos, fáciles de cultivar y altamente eficientes para el control de plagas y
enfermedades. Los mecanismos de acción de Bacillus sp., incluyen competencia por
espacio y nutrientes, antibiosis e inducción de resistencia. Además, tienen
comprobado efecto en la promoción de crecimiento de las plantas. La capacidad de
Bacillus sp. de formar esporas que sobreviven y permanecen metabolitamente activas
bajo condiciones adversas, las hace apropiadas para la formulación de productos
viables y estables para el control biológico (Chaves, 2007). Para considerar que la
bacteria sea un biocontrolador del nematodo, su ciclo de vida debe desarrollarse en
sincronía con el del nematodo.
B. subtilis, microorganismo cuyo hábitat natural es el suelo, se encuentra
ampliamente distribuido en la naturaleza. Entre sus principales características se
encuentra su capacidad para formar esporas en diversas condiciones de estrés, crecer
en un intervalo amplio de temperaturas (desde 15 hasta 55 ºC), presentar motilidad y

6
velocidades de crecimiento altas, sobrevivir en concentraciones salinas (hasta el 7%
de NaCl), producir una amplia variedad de antibióticos y enzimas hidrolíticas
extracelulares (Nakamura et al., 1999).
Estudios realizados en cultivo de garbanzo Siddiqui, et al. (2001), reportan que;
plantas tratadas con B. subtilis redujeron el agallamiento y multiplicación del
nematodo M. incógnita, dando como resultado crecimiento vegetal mejorado. Este
tratamiento también redujo el índice de putrefacción de la raíz en plantas inoculadas
con M. phaseolina. Las mejoras en crecimiento vegetal pueden ser atribuidos a
efectos inhibitorios de agentes patógenos por B. subtilis. Estudios previos indicaron
que el tratamiento con B. subtilis incrementa la producción en varias cosechas.
Además, la bacteria mejora el crecimiento vegetal, por inhibición del parásito
patógeno de la raíz, produciendo substancias biológicamente activas, o por
transformación inexequible de mineral y de componentes orgánicos disponibles para
la planta. Por otra parte el extracto no celular de B. subtilis, se reporta que también
tiene un alto grado de propiedades larvicidas sobre nudos y quistes nematodos.
De Araujo y Poletto (2009), reportaron que las endotoxinas producidas por B.
subtilis, intervienen con el ciclo reproductivo de nematodos, en el estadío de
ovulación y eclosión de juveniles, considerando a B. subtilis, como supresor del
nematodo formador de agallas en cultivo de tomate.
En Perú, no se ha encontrado investigaciones específicas de control de nematodos por
bacterias en solanáceas, pero Nicho (2005), en investigaciones en cultivo de ají
paprika, realizadas en la estación experimental Donoso-Huaral, recomienda para el
control de Meloidogyne aplicar en la siembra guano de vaca 15 toneladas por
hectárea.
La zona de Chapairá, Piura; los suelos deteriorados por el uso ineficiente de
fertilizantes químicos, ha provocado una disminución en el contenido de materia

7
orgánica y nutrición de los cultivos de C. annum. Alcozer et al. (2006), encontró que
el Meloidogyne sp., está muy diseminado en los suelos agrícolas de los valles de
Piura, siendo el uso de nematicidas químicos la principal medida de control;
buscando otras alternativas evaluó efectos de solarización y enmiendas orgánicas
contra el nematodo del nudo M. incognita bajo condiciones de vivero, determinando
que su población en el substrato solarizado y no solarizado disminuyeron con
respecto a las iniciales.
Aldana (2001) manifiesta que el pimiento es muy exigente en fósforo y nitrógeno;
por lo que recomienda adicionar “gallinaza” antes del transplante. Según Macías
(2012), la aplicación de “gallinaza” al suelo representa una excelente alternativa en la
producción, pues incrementa el rendimiento, precocidad y calidad del fruto. Quezada
(1999) en su investigación en banano evidencia que, la severidad del daño de los
nematodos puede reducirse si se crean condiciones que favorezcan el desarrollo de
enemigos naturales que ya están presentes en el suelo. La adición de “gallinaza”
incrementa sustancialmente la actividad microbial de los suelo, por que proveen de
carbono, energía, y nutrientes para favorecer el crecimiento, actividad y número de
microorganismos.
En este contexto, el objetivo del presente trabajo, fue evaluar el efecto del B. subtilis
y “gallinaza” como agentes supresores del nematodo del nudo Meloidogyne sp, en el
cultivo de C. annuum, para promover la utilización de productos biológicos en la
mejora de la productividad del ají pimiento piquillo, disminuir el uso de productos
químicos, reducir los costos de producción y no provocar daño al ambiente.

8
II. MATERIAL Y MÉTODOS
2.1 MATERIAL DE ESTUDIO
Semillas de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo” (Anexo 1) del Fundo
Ecoacuicola SAC, “gallinaza” (85 % de pureza), suelo agrícola infestado por
Meloidogyne sp. (Anexo 2) y cepa nativa Bacillus subtilis (Anexo 3).
2.2. ÁREA DE ESTUDIO
Parcela con siembra directa de C. annuum, en un área total de 0.270 ha, divido en
3 bloques, con microparcelas de 200 m2
, conformado por dos camas de 50 m
lineales, con una distancia de cama-surco-cama de 4 m2
; aplicación de sistema de
riego tecnificado por goteo; en condiciones climáticas de principios de otoño
(marzo), hasta primavera (octubre). (Anexo 4, fig. 5).
2.2. LUGAR DE ESTUDIO
La investigación se realizó en campos de cultivo de la empresa acua-
agroindustrial Ecoacuícola SAC., ubicado en el caserío de Chapairá, distrito de
Castilla, provincia de Piura, departamento de Piura, a una Latitud de -5.1166 y
una longitud de -80.6333, zona privilegiada por su estupendo clima cálido y
tierras fértiles, idóneas para el cultivo durante los 365 días del año; en campos
provenientes de siembras de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo” con
infestación de nematodos. (Anexo 4, fig.6).
2.4 DISEÑO DE EXPERIMENTACIÓN
Se aplicó un arreglo factorial de 2 X 3 en un diseño bloques completos al azar,
DBCA. Como factor 1: sin y con esporas de B. subtillis y el factor 2: sin y con
“gallinaza”. En total se trabajó 9 tratamientos, 3 repeticiones y 27 unidades
muéstrales (Tabla 1).

9
Tabla 1. Aplicación de tratamientos
Factor 1
To = 0 esporas B. subtilis /mL
T1 = 1000000 esporas B. subtilis /mL
Factor 2
Go = 0 t “Gallinaza”/ha
G1 = 15 t “Gallinaza”/ha
2.5 METODOLOGÍA
2.5.1 Preparación del terreno
Según buenas prácticas agrícolas, BPA (sistema EUROGAP).
En la parcela se realizó movimiento de tierra y exposición al sol
(solarización natural).
Luego se incorporó en forma uniforme “gallinaza”, en la dosis de
15 t/ha y 30 t/ha, según distribución de tratamientos (Fig. 7);
inmediatamente se aplicó riego hasta conseguir la humedad de
capacidad de campo.
Tratamiento (T)
“Gallinaza”
0 esporas
B. subtilis/mL
1 000 000 esporas
B. subtilis /mL
2 000 000 esporas
B. subtilis /mL
G To T1 T2
0 t/ha Go To GoT1 GoT2
15 t/ha G1To G1T1 G1T2
30 t/ha G2To G2T1 G2T2
X 2 X3

10
2.5.2 Adquisición del inóculo
2.5.2.1. Aislamiento de Bacillus subtilis
Para el aislamiento de B. subtilis, se seleccionaron raíces de ají
pimiento piquillo con presencia de nódulos y muestra de suelo del
fundo Ecocuicola SAC, infestado con Meloidogyne, siguiendo el
procedimiento siguiente:
1. Lavado y Desinfección:
Las raíces seleccionadas se lavaron con agua corriente hasta
eliminar toda la tierra, luego se desinfectaron con hipoclorito
de sodio al 2%, y se enjuagaron con agua destilada estéril.
2. Extracción de las bacterias.
Las raíces desinfectadas se colocaron en un recipiente estéril
con SSF estéril y con una bagueta estéril fueron trituradas,
luego se dejó sedimentar y se recogió la suspensión en un
recipiente estéril. A partir de este extracto se prepararon
diluciones y se sembró en placas conteniendo Agar Soya
Tripticasa (AST), y se incubó a temperatura ambiental (19 +2
°C) durante 48 horas.
La muestra de suelo fue usada para preparar diluciones
seriadas. Para ello, se pesaron 10 gramos, los que fueron
colocados en una botella con 90 mililitros de agua destilada
estéril (dilución 1/10). La suspensión de suelo fue agitada por
45 minutos. Una vez trascurrido éste tiempo, se prepararon las
diluciones hasta llegar a 1/106
; se sembró en placas
conteniendo Agar Soya Tripticasa (AST), y se incubó a
temperatura ambiental (19 +2 °C) durante 48 horas.

11
Una vez transcurrido el tiempo se contó el número de colonias
y se determinó el número de unidades formadoras de colonias
por gramo de muestra (ufc/g) (Fig. 14).
3. Selección de Cultivos
Después del periodo de incubación, se seleccionaron las
colonias con las características de Bacillus y se colorearon
mediante la técnica de Gram (Fig. 15). Los bacilos esporulados
Gram positivos fueron aislados en tubos con agar nutritivo,
para su identificación.
4. Identificación del cultivo
La identificación molecular de los cultivos se llevó a cabo en el
Centro de Bioinnovación de Antofagasta, Universidad de
Antofagasta, Chile, siguiendo la siguiente metodología: Se
purificó el ADN total del aislado microbiano enviado al CBIA,
para ser usado como molde en la amplificación del gen ARNr
16S mediante PCR, luego se separaron las bandas mediante
electroforesis de gel en gradiente denaturante (DGGE) para
verificar la pureza del cultivo previo a la secuenciación. Se
detectaron fragmentos de ADN (bandas) que demostraron la
presencia de microorganismos del dominio Bacteria.
Posteriormente se realizó la amplificación del gen ARNr 16S
por PCR, con primers para el dominio Bacteria que amplifican
un fragmento de aproximadamente 1500 pb, el que fue
posteriormente purificado y secuenciado. El microorganismo se
identificó mediante análisis computacional usando software
Bioinformáticos en tres bases de datos diferentes y se
seleccionó la predicción con mayor precisión (Anexo 7).

12
2.5.3 Estandarización del inóculo
El cultivo identificado fue sembrado en placas con AST y se
incubó a temperatura ambiental (19 +2 °C) durante 48 horas.
En un tubo con agua destilada estéril, se preparó una suspensión de
B. subtilis, del cual se prepararon diluciones semejante al tubo 1 del
nefelómetro de Mac farland, (3 x 108
cel/mL) y se hicieron
diluciones hasta alcanzar una concentración aproximada de 1X106
esp/mL y 2X106
esp/mL. que constituyen la formulación de las
dosis.
Formulación de las dosis.
1000000 y 2000000 esporas B. subtilis /mL.

13
2.5.4 Tratamiento
En la parcela seleccionada con un área total de 0.270 ha, se estableció 27 camas con una distancia de cama-surco-cama de 4 m2
,
cada microparcela de 50 m lineales y se realizó siembra directa cada 12.5 cm/línea/1 semilla de C. annuum, previa inoculación
de esporas de B. subtilis mediante inmersión, teniendo en cuenta la distribución de los tratamientos planificados (Fig. 7); luego
se realizó el monitoreo correspondiente.
Fig. 7. Distribución de tratamientos en la parcela.
To = 0 esporas B. subtilis /mL
Go = 0 t “Gallinaza”/ha
BLOQUE I BLOQUE II BLOQUE III
0 Días 0 Días 0 Días
Go To GoT2 GoT2
GoT1 Go To GoT1
GoT2 GoT1 Go To
G1T1 G1T2 G1To
G1T2 G1To G1T1
G1To G1T1 GM1T2
G2T1 G2T2 G2To
G2T2 G2To G2T1
G2To G2T1 G2T2
Siembra directa Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”
50 m
4 m2

14
2.5.5 Parámetros de medición
2.5.5.1 Poblaciones del nematodo: En cada uno de los tratamientos se
realizaron análisis de suelo para determinar las poblaciones iniciales
del nematodo antes de la aplicación de la bacteria B. subtilis.
Posteriormente se realizaron análisis de la dinámica de poblaciones
del nematodo, a los 45 y 90 días después de la siembra directa y
trasplante.
Se colectó muestras de suelo por cada bloque experimental tomadas
con un barreno de 2,5 cm de diámetro x 20 cm de profundidad. Las
muestras se mezclaron para obtener muestra final de 100 cm3
para
la extracción de nematodos usándose el método de tamizado de
Cobb, filtrándose luego la solución suelo obtenida, con el método
del embudo de Baermann. La cuantificación de poblaciones se
determino utilizándose un microscopio estereoscópico.
2.5.5.2 Índice de Nodulación: Durante la cosecha se seleccionaron
20 plantas al azar por unidad experimental para determinar el índice
de agallamiento sobre raíces, utilizándose la Escala de Zeck (1971).
:INDICE DE NODULACION
GRADO 0
GRADO 1
Sin nódulos
10 %
20 %,
30 %,
40 %,
50 %,
60 %,
70 %,
80 %,
90 %,
100 % del sistema radical agallado
GRADO 2
GRADO 3
GRADO 4
GRADO 5
GRADO 6
GRADO 7
GRADO 8
GRADO 9
GRADO 10
2.5.5.3Análisis de la producción: Antes de la cosecha se determinó la
altura de planta y el número total de frutos.

15
2.5.5.4 Análisis microbiológico: Presencia de bacteria B. subtilis en raíz de
C. annuum “ají pimiento piquillo”.
2.5.6 Análisis de datos
Los datos poblacionales obtenidos en las mediciones posteriores a la
aplicación de los productos (Pf) se compararon con los obtenidos de muestras
previas (Pi). Se obtuvo la Tasa de Reproducción (TR) que relaciona las
poblaciones finales con las iniciales (Pf/Pi). Los datos de las poblaciones del
nematodo, índices de agallamiento, altura de planta, y número de frutos se
sometieron a un análisis de varianza (ANVA) para un diseño de bloques
completos al azar utilizándose el software Statgraphics Plus 5.0.

16
III. RESULTADOS
A nivel de siembra directa, la poblaciones iniciales de Meloidogyne sp., antes de la
aplicación de los tratamientos variaron entre 342 y 27720 nematodos / 100 cm3
de suelo,
confirmando que los suelos presentaron altos niveles de infestación del nematodo. Después
de la aplicación de la bacteria Bacillus subtilis, la población final registró valores de 13 y 0
nematodos/100 cm3
de suelo; los niveles de población de nematodos disminuyó
considerablemente, con TR de 0.0327 a cero (Tabla 2).
El agallamiento alcanzó valores de 8 a 23 %, con un índice de agallamiento entre el grado 0
y 2, presentando diferencias significativas (P≤0,05) entre los tratamientos (Fig. 8 y 9). La
menor altura de planta registró 20 cm a concentración cero de B. subtilis y “Gallinaza” y
la mayor altura a 32 cm a concentración 2000000 esporas B. subtilis, con 30 t/ha de
“Gallinaza”, la interacción respecto a la concentración de B. subtilis y la dosis de
“Gallinaza” se observa en las figuras 10 y 11. En la interacción concentración de B. subtilis
y “Gallinaza”, el menor tamaño de fruto alcanzó 9 cm a concentración cero de B. subtilis y
“Gallinaza” y el tamaño mayor a 19.5 cm a concentración 1000000 esporas B. subtilis, con
15 t/ha de “Gallinaza”, (Fig. 12 y 13).
El análisis de varianza (P≤0,05) para las poblaciones iniciales y finales de Meloidogyne sp.,
así como para la tasa de reproducción, muestran diferencia significativa entre los
tratamientos aplicados (Tabla 3).

17
Tabla 2. Efecto de Bacillus subtilis sobre Población de Meloidogyne sp. en cultivo de
Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”
N° esporas
Bacillus
subtilis/mL)
“Gallinaza”
(tn/ha) Bloque
Meloidogyne sp/100 cm
3
de
suelo Agallamiento
(%)
Altura planta
(cm)
Tamaño fruto
(cm)Pob. Inicial Pob. Final TR
0 0 1 647 2 0.0031 23 20 10
0 0 2 647 2 0.0031 21 22 9
0 0 3 647 2 0.0031 21 28 12
0 15 1 2410 9 0.0037 14 25 15
0 15 2 7610 0 0 14 26 16.5
0 15 3 5104 3 0.0006 20 25 19
0 30 1 7443 8 0.0011 21 25 16
0 30 2 20570 13 0.0006 19 30 17.5
0 30 3 342 0 0 20 29 19
1000000 0 1 2410a 9ª 0.0037ª 14ª 25ª 15
1000000 0 2 7610ª 0a 0a 14ª 26ª 16.5
1000000 0 3 5104ª 3ª 0.0006ª 20ª 25ª 19
1000000 15 1 9340ª 5ª 0.0005ª 13ª 27ª 16.5
1000000 15 2 12030ª 1ª 0.0001ª 8ª 27ª 14
1000000 15 3 1200ª 1ª 0.0008ª 17ª 27ª 19.5
1000000 30 1 4540ª 4ª 0.0009ª 11ª 27ª 17
1000000 30 2 581ª 0a 0a 12ª 25 17
1000000 30 3 1879ª 0a 0a 13ª 27 17.5
2000000 0 1 7443ª 8ª 0.0011ª 21ª 25 16
2000000 0 2 20570ª 13ª 0.0006ª 19ª 30 17.5
2000000 0 3 342ª 0a 0a 20ª 29 19
2000000 15 1 1555ª 2ª 0.0013ª 17ª 29 15.5
2000000 15 2 13184ª 3ª 0.0002ª 9ª 29 15.5
2000000 15 3 275ª 9ª 0.0327ª 13ª 31 17.5
2000000 30 1 3124ª 2ª 0.0006ª 16ª 27 16
2000000 30 2 27720ª 2ª 0.0001ª 14ª 32 16.5
2000000 30 3 2875ª 2a 0.0007a 11ª 30 18

18
Fig. 8. Interacción entre agallamiento de raíz de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”, “Gallinaza” y concentración de
Bacillus subtilis.

19
.
Fig.9. Interacción entre agallamiento de raíz de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”, concentración de Bacillus subtilis y
“Gallinaza”.

20
Fig. 10. Interacción entre la altura de planta de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”, concentración de Bacillus subtilis y
“Gallinaza”.

21
Fig. 11. Interacción entre altura de planta de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”, “Gallinaza” y concentración de
Bacillus subtilis.

22
Fig. 12. Interacción entre tamaño de fruto de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”, “Gallinaza” y concentración de
Bacillus subtilis.

23
Fig. 13. Interacción entre tamaño de fruto de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”, concentración de Bacillus subtilis y
“Gallinaza”.

24
Tabla 3. Análisis de varianza (ANVA) del efecto Bacillus subtilis, y “Gallinaza” sobre poblaciones del nematodo Meloidogyne sp.
en cultivo de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”.
POBLACIÓN INICIAL POBLACIÓN FINAL
Fuente
Suma de
cuadrados GL
Cuadrado
promedio
Cociente-F P-Valor Fuente
Suma de
cuadrados GL
Cuadrado
promedio
Cociente-F P-Valor
A: N° esporas
Bacillus subtilis /mL)
7.60E+07 2 3.80E+07 0.67 0.5264
A: N° esporas
Bacillus subtilis /mL)
21.6296 2 10.8148 0.64 0.5408
B: “Gallinaza” (t/ha) 3.26E+07 2 1.63E+07 0.29 0.7551 B: “Gallinaza” (t/ha) 3.85185 2 1.92593 0.11 0.8935
INTERACCIONES
Suma de
cuadrados GL
Cuadrado
Medio
Cociente-F P-Valor INTERACCIONES
Suma de
cuadrados GL
Cuadrado
promedio
Cociente-F P-Valor
AB 1.86E+08 4 4.65E+07 0.81 0.533 AB 82.5926 4 20.6481 1.21 0.3391
Totales 1.03E+09 18 5.71E+07 Totales 306 18 17
TR = PF/PI
Fuente Suma de cuadrados GL
Cuadrado
promedio
Cociente-F P-Valor
A: N° esporas Bacillus subtilis /mL) 0.00005563 2 0.00002781 072 0.5020
B: “Gallinaza” (t/ha) 0.00007487 2 0.00003743 096 0.4002
INTERACCIONES
Suma de
cuadrados
GL
Cuadrado
promedio
Cociente-F P-Valor
AB 0.00017422 4 0.00004356 1.12 0.3773
Totales 0.00069912 18 0.00003884

25
Fig. 14. Colonias de Bacillus subtilis.
Fig. 15. Esporas de Bacillus subtilis en raíz de Capsicum annum a 1000X
(coloración Gram).

26
Fig. 16. Esporas de Bacillus subtilis adheridas a la cutícula de Meloidogyne sp. J2 (3000X)
Foto: Murguía, 2011.

27
IV. DISCUSIÓN
En el cultivo de Capsicum annuum, antes a la ejecución de la presente investigación, se
evidenció presencia de clorosis y nodulaciones en las raíces (Anexo 5); una de las causas
que provoca ésta manifestación, es por infestación del nematodo Meloidogyne sp., el cual
es responsable de la formación de nódulos en la raíz e interfiere en la absorción de agua y
nutrientes.
Según Pérez, (2007), las plantas enfermas presentan síntomas típicos tales como: cese del
crecimiento de la planta, proliferación del desarrollo de nódulos en raíces, amarillamiento
en las hojas, defoliación, culminando con la muerte en plantas, etc.
El control (Tabla 2) evidenció una población alta de Meloidogyne sp., luego de un espacio
de seis meses a campo limpio mostró una población baja, posiblemente debido a factores
climáticos de la zona en los meses de octubre a marzo, donde se registraron temperaturas
que oscilaron entre 30 y 48°C a 20 cm de profundidad del suelo, coincidiendo con Alcozer,
et al. (2006), quien reportó en su investigación sobre solarización en suelos agrícolas del
valle de Piura, que en el substrato solarizado las temperaturas promedio a 10 cm de
profundidad superaron los 40 °C y que es posible que el riego aplicado durante el
bioensayo (sin ningún tratamiento) incentivaran la actuación de los antagonistas del nematodo
y que éstos contribuyeran a la reducción de las poblaciones.
La aplicación de esporas de B. subtilis, en la semilla para siembra directa se hizo por
inoculación (Anexo 8), ésta estrategia es una de las más sugeridas para obtener efectividad
en la disminución de poblaciones de Meloidogyne sp., de forma directa; según Gómez, et
al. (2010), indican que éste tipo de estrategia es más eficiente en el control de diversas
poblaciones de Meloidogyne sp., pero requiere de más tiempo para que ocurra la selección
natural, de esta forma las endosporas específicas para una determinada población de
Meloidogyne sp. presente en un área dada, se multiplicaran en su progenie.

28
Después de aplicar la cepa nativa de Bacillus subtilis, se observó ausencia de clorosis,
evidenciando acción supresora en Meloidogyne sp. (Anexo 6).
Los resultados de ésta investigación muestran que el efecto que ejerce la bacteria B. subtilis
sobre la población del nematodo del nudo Meloidogyne sp. (fig. 8, 11 y 12), está
relacionada con la cantidad de esporas inyectadas; esto se hace evidente al aplicar el
tratamiento con 1000000 esporas B. subtilis /mL y “Gallinaza” 30 t/ha y 2000000 esporas
B. subtilis /mL y “Gallinaza” 0 t/ha siendo la efectividad aproximado 99% (Tabla 2).
Según Rojas, et al. (1999), la eficacia de la bacteria depende en gran medida de la cantidad
de esporas existentes en el suelo y de la posibilidad de que éstas se puedan adherir a la
cutícula de los nematodos para poder parasitar generaciones futuras; las esporas se pueden
almacenar en el suelo y raíz seca por periodos largos sin mostrar pérdida aparente de
viabilidad. Solorio (2002) afirma que nematicidas a base de B. subtilis con un mínimo de
esporas de 107
UFC/mL, resulta una buena alternativa para el control de Meloidogyne sp. y
que además fortalece y estimula el crecimiento vegetativo de la planta.
A los 90 días de aplicación de los tratamientos, se estimó la tasa de reproducción,
encontrándose comportamientos similares en los registros de población final del nematodo
Meloidogyne sp., con una tasa de reproducción menor que 1, lo cual indica el control
ejercido por la bacteria B. subtilis; y esto se evidencia en la menor formación de
agallamiento (48% raíces agalladas) (Fig. 8 y 9). Así mismo se encontró que las plantas de
C. annum lograron mayor altura a tratamiento de 2000000 esporas B. subtilis /mL y el
tamaño de fruto tuvo mayor tamaño y uniformidad con los tratamientos de 1000000 y
2000000 esporas B. subtilis /mL (Fig. 10, 11, 12, y 13), (Anexo 8, fig. 27 y 28). Los
resultados obtenidos tienen una similitud con el reporte de Guillén, et al (2006), sobre el
rendimiento de plantas de chile, donde la altura incrementó en un 33% y 24% a los 56 días,
después de inocular cepas de Bacillus sp.; infiere que algunas bacterias de Bacillus, inducen
diferentes mecanismos relacionados con la promoción de crecimiento en las plantas, ya sea
que proporcionen directamente nutrientes, participen en la fijación de nitrógeno, fósforo y
potasio, o bien que las plantas sean capaces de producir hormonas vegetales y sustancias

29
promotoras del crecimiento como el ácido indolacético o por la producción de antibióticos
para la supresión de daños.
La acción de la bacteria también interactúa con algunos factores como tipo de suelo,
temperatura, fertilidad del suelo, edad de la planta, humedad, etc., es decir que la severidad
de los síntomas y el desarrollo de la enfermedad causada por las especies de Meloidogyne
dependen de la respuesta de la planta a la infección, tipo de suelo y condiciones del medio
ambiente. Según Cuervo (2010) la bacteria Bacillus subtilis es un gran controlador
biológico, promueve el desarrollo de las plantas y previene las enfermedades del suelo
causadas por Sclerotium rolfsii, Fusarium sp., Verticillium sp, Sclerotinia sclerotiorum,
Phytophthora capsici, Pythium sp, y el nematodo nodulador de raíces Meloidogyne sp y
Rhizoctonia solani, agente causal de la enfermedad denominada “mal del tallito” del
algodonero.
La “gallinaza” utilizada a 30 t/ha (Tabla 2), (Fig. 9, 10 y 13); ha tenido un efecto positivo al
interactuar con la bacteria B. subtilis, esto se evidenció en los niveles de poblaciones de
Meloidogyne sp en el suelo, los cuales disminuyeron significativamente a los 90 días. Se
conoce que la actividad de las enmiendas orgánicas incorporadas al suelo contra nematodos
parásitos de plantas puede variar con la especie del nematodo, tipo de enmienda y
subproductos, de la época de la aplicación de la enmienda y de las propiedades físicas,
químicas y biológicas del suelo; así el amonio liberado durante la descomposición del
estiércol, tiene acción tóxica contra nematodos parásitos. Según Rodríguez, (1986); Kaplan
y Keen (1993); Esnard et al., (1998), estiércoles de animal (sólidos o líquidos) y mezclas
compostadas de materia animal y vegetal aplicadas en grandes cantidades antes de la
siembra incrementan las poblaciones de microorganismos antagonistas supresores de
nematodos.
La acción de “gallinaza”, ha interactuado en el efecto supresor de B. subtilis contra el
nematodo, favoreciendo el incremento del cultivo de C. annuum, alcanzando una
producción final de 37 t/ha, según Macías (2012), la aplicación de “gallinaza” al suelo
representa una excelente alternativa en la producción, pues incrementa el rendimiento,

30
precocidad y calidad del fruto, y Quezada (1999) en su investigación en banano evidencia
que, la severidad del daño de los nematodos puede reducirse si se crean condiciones que
favorezcan el desarrollo de enemigos naturales que ya están presentes en el suelo y que la
adición de “gallinaza” incrementa sustancialmente la actividad microbial de los suelo, por
que proveen de carbono, energía, y nutrientes para favorecer el crecimiento, actividad y
número de microorganismos.
Llevar a cabo un control biológico de nematodos ha permitido disminuir el uso de
químicos, los cuales no son beneficiosos para el suelo; según el manual de buenas prácticas
en el manejo orgánico del cultivo de Sacha inchik (Incagro, 2009), se afirma que la
agricultura orgánica es importante porque contribuye a reducir al mínimo la contaminación
del ambiente, evitando los fertilizantes y plaguicidas sintéticos lo que propicia un
ecosistema sostenible, alimentos seguros, buena nutrición, bienestar animal y desarrollo
rural. García (2008), afirma que la aplicación de un control natural contra las plagas, tiene
ventajas como: son menos tóxicos que los químicos, por lo general son inocuos, pueden
ayudar a disminuir notablemente el uso de químicos, disminuyen la cantidad de residuos,
son efectivos en pequeñas cantidades, frecuentemente se descomponen rápido y por lo
general afectan solo a la plaga objetivo.
Los resultados observados en el presente estudio (Tabla 2) demuestran que el control por B.
subtilis representa una alternativa natural dentro de un sistema de manejo integrado del
nematodo del nudo Meloidogyne sp., coincidiendo con la investigación de Siddiqui, et al.
(2001) donde se reporta, que; plantas tratadas con B. subtilis redujeron el agallamiento y
multiplicación del nematodo M. incógnita, dando como resultado crecimiento vegetal
mejorado.
La aplicación de varianza para las poblaciones iniciales y finales de Meloidogyne sp., y la
tasa de reproducción, explican la existencia de diferencia significativa (P≤0,05) (Tabla 3);
evidenciando ligeras variaciones, las cuales tendrían relación directa de acuerdo a los
tratamientos aplicados.

31
V. CONCLUSIONES
 La cepa nativa de Bacillus subtilis tiene efecto supresor sobre poblaciones de
Meloidogyne sp. en cultivo de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo” y la
“Gallinaza” al interactuar con la bacteria posiblemente favoreció la supresión del
nematode.
 La acción supresora de Bacillus subtilis en Meloidogyne sp., aportó a un incremento
de la altura de planta de Capsicum annuum entre 20 y 32 cm y tamaño de fruto de
entre 9 a 19.5 cm.

32
VI. RECOMENDACIONES
 Para posteriores investigaciones y realizar un control efectivo, se recomienda la
determinación específica del nematodo, determinar la densidad poblacional y repetir
los bioensayos.
 Se recomienda motivar hacia la aplicación de programas de manejo integrado de
nematodos, para contribuir a la conservación del ambiente.
 Se debe enfatizar en la utilización de bacterias como control biológico de
nematodos, y dejar como última alternativa el control químico.
 Se recomienda para el manejo integrado de nematodos, tomar en cuenta el historial
del campo, calidad del agua, tipo de suelo, nutrición.

33
VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Alcoser. H, Murguía, J. y Murguía, C. (2006). Efectos de solarización y enmiendas
orgánicas contra el nemátodo del nudo Meloidogyne incognita bajo condiciones
de vivero. Facultad de Agronomía, Universidad Nacional de Piura. Piura.
Aldana, A. (2001). Enciclopedia agropecuaria Terranova. Producción Agrícola. Bogotá,
Colombia. 2. 304 - 306.
Barber, V. (2011). Género Meloidogyne. Síntomas y daños de los nematodos. Recuperado
de http://www.plagasyenfermedadesvid.net/2011/10/genero-meloidogyne.html
Chaves, N. (2007). Utilización de bacterias y hongos endofíticos para el control biológico
del nemátodo barrenador Radopholus similis (Cobb) thorn. programa de
educación para el desarrollo y la conservación escuela de posgrado. Turrialba,
Costa Rica. 98.
Cuervo, J. (2010). Aislamiento y caracterización de Bacillus sp como fijadores biológicos
de nitrógeno y solubilizadores de fosfatos en dos muestras de biofertilizantes
comerciales. Trabajo de grado para optar al título de Microbiólogo Agrícola y
Veterinario. Departamento de Biología, Facultad de Ciencias. Universidad
Nacional de Colombia, Sede Bogotá. Colombia.
De Araujo, F. y Poletto, G. (2009). Uso de Bacillus subtilis no controle da Meloidoginose e
na promoção do crescimento do tomateiro. Ciencia Rural 39 (5). Universidade do
Oeste Paulista (UNOESTE), Brasil.
Gallegos, G., Melchor, S., Hernández, F., Acosta, A., Velásquez, R., González, E., y
Sánchez, J. (2009). Microorganismos Benéficos Asociados a Meloidogyne
incognita (Kofoid y White) Chitwood en Guayabo (Psidium guajava L.) de
Calvillo. Rev. Mex. Fitopatol. 27 (2). Aguascalientes, México.
García, R. (2008). Manejo de Enfermedades en Hortalizas con Productos Biorracionales.
Megaconvención Internacional en Sistemas de Producción y Fitosanidad de
Hortalizas. Centro de Investigación en Alimentación y Desarrollo A.C. Unidad
Culiacán. México. (2).
Gómez L., Gandarilla, H. y Rodríguez, M. (2010). Pasteuria penetrans como agente de
control biológico de Meloidogyne sp. Centro Nacional de Sanidad Agropecuaria
(CENSA). Cuidad de La Habana, Cuba. 25 (3), 137-149.
Gómez, E., Álvarez, M., San Juan, A., Zayas, M., Hernández, J., Lemes, T., Croche, G., y
Cruz, X. (2002). Nematicida a partir del hongo Verticillium lecanii. Rev. Terralia
24.
Guillén, R., Hernández, F., Gallegos, G., Rodríguez, R., Aguilar, C., Padrón, E., y Reyes,
M. (2006). Bacillus sp. como biocontrol en el suelo infestado con Fusarium spp.,
Rhizoctonia solani Kühn y Phytophthora capsici Leonian y su efecto en el
desarrollo y rendimiento del cultivo de Chile (Capsicum annuum L.). Universidad
Autónoma del Estado de México. Red de Revistas Científicas de América Latina
y el Caribe, España y Portugal. México. 11.
Incagro. (2009). Manual de Buenas Prácticas Agrícolas en el Manejo Agrícola de Sacha
InchiK. Lima, Perú.

34
Jiménez, M., Ulacio, D., Perdomo, W., y Briceño, E. (2009). Miobiota y nemátodos
asociados con la rizósfera y raíz en el cultivo de ajo (Allium sativum L.). Bioagro.
Venezuela. 21(3), 2009-2016.
Kaplan, D., y Keen, N. (1993). Mechanisms conferring plant incompatibility to nematodes.
Rev. Nematol. 3, 123-134.
León, G. (2008). Ecuacuicola. Trabajando juntos hacia la excelencia. Piura. Recuperado de
http://www.bcrp.gob.pe/docs/Proyeccion-Institucional/Encuentros-
Regionales/2008/Piura/EER-Piura-12Leon.pdf
López, J., Robertson, L., Bello, A., Escuer, M., Díez, M., Piedra, A., Ros, C., y Martínez,
C. (2004). Resistencia en pimiento a nemátodos formadores de nódulos del género
Meloidogyne Göldi, 1892. Dpto. Agroecología, Centro de Ciencias
Medioambientales. Murcia, España.
Nakamura, L., Roberts, M., y Cohan, F. (1999). Relationship of Bacillus subtilis clades
associated with strains 168 and W23: a proposal for Bacillus subtilis subsp.
subtilis subsp. Nov. and Bacillus subtilis subsp. spizizenii subsp. nov. Int. J. Syst.
Bacteriol. 49, 1211-1215.
Nicho, S. (2005). Cultivo de Ají Páprika (Capsicum annuum L.). Especialista en Hortalizas
del Instituto Nacional de Investigación y Extensión Agraria (INIA), Estación
Experimental Donoso-Huaral. Perú.
Perera, S. (2007). Los nematodos de la Platanera, medidas para Su Control. AgroCabildo.
Tenerife. Área de Agricultura, Ganadería, Pesca y Aguas. España. Recuperado de
http://www.agrocabildo.org/publica/Publicaciones
Pérez, W. (2007). Meloidogyne incognita y hongos patógenos del suelo en el cultivo del
Kenaf (Hibiscus cannabinus). Tesis sometida en cumplimiento total de los
requisitos para el grado de Maestro en Ciencias en Protección de Cultivos.
Universidad de Puerto Rico. Puerto Rico.
Piedra, R. (2008). Manejo biológico de nematodos fitoparásitos con hongos y bacterias.
Tecnología en Marcha, 21(1), 123-132.
Puedmag, R., Fernando, J., y Hernández, M. (2007). Eficiencia de nematicidas biológicos
en el control de Meloidogyne incognita en tomate de mesa (Lycopersicon
esculentum mill.) bajo invernadero, en Socapamba Imbabura. Universidad
Técnica Del Norte. Ecuador.
Rodríguez, M., Gómez, L., Cuadra, R., Díaz, L., Fernández, E., Casanova, A., González,
E., Sánchez, L., González, F., Hidalgo, L., Gómez, O., Hernández, J., Depestre, T.,
Hernández, M., Cruz, X., Mirand, Ll., Piñón, M., y Hernández, A. (2006):
Nematodos formadores de agallas en sistemas de cultivos protegidos: Diagnostico
y manejo. Informe Final de Proyecto: Programa ramal de Hortalizas – Ministerio
de Agricultura. Laboratorio de Nematología Censa. Cuba. 171.
Rodriguez, R. (1986). Organic and inorganic nitrogen amendments to soil as nematode
suppressants. J. Nematol. 18,129-135.
Rodríguez, S. (2008). Cómo determinar el tamaño de una muestra aplicada a la
investigación archivística. México.
Macías, R., Grijalva, R., y Contreras, F. (2012). Respuesta de la aplicación de estiércol y
fertilizantes sobre el rendimiento y calidad del chile Jalapeño. Instituto Nacional
de Investigaciones Forestales, Agrícolas y Pecuarias (INIFAP). Sitio Experimental
Caborca. México. 14 (3).

35
Rojas, T., y Mendoza, N. (1999). Pasteuria penetrans: Adherencia y parasitismo en
Meloidogyne incognita y Meloidogyne arabicida. Universidad Autónoma
Chapingo. México.
Rosimar, M. (2006). Manejo de nemátodos fitoparasíticos utilizando productos naturales y
biológicos. Tesis para el grado de Maestro en Ciencias en Protección de Cultivos.
Universidad de Puerto Rico . Puerto Rico.
Siddiqui, Z. et al. (2001). Effects of Pseudomonas fluorescens and fertlizers on the
reproduction of Meloidogyne incognita and growth of tomato. Applied Soil
Ecology. 16, 179-185
Solorio, L., Palmerín, G., y Hernández, H. (2002). Recuperado de
http://www.smbb.com.mx/congresos%20smbb/puertovallarta03/TRABAJOS/ARE
A_V/ORAL/OV-8.pdf
Vásquez, E. (2010) Invertebrados, parte I. Recuperado de
http://www.uco.es/dptos/zoologia/zoolobiolo_archivos/practicas/practica_4
Zeck, M. (1971). A rating scheme for field evaluation of root knot nematode infestations.
Pflanzenschutz-Nachrichten 24,141-144
Quezada, E. (1999). Uso de abonos orgánicos como supresores de fitonemátodos del
cultivo de banano (Musa AAA). Escuela de Agricultura de la Región Tropical
Húmeda. Costa Rica.
--------------------------------------------- -----------------------------------------
Dr. Segundo Eloy López Medina Nancy Mercedes Soto Deza
Código Nº 2193. C.M. Nº 8011009-01
ASESOR

37
Anexo 1
DESCRIPCIÓN DE Capsicum annuum
Reino : Plantae
Filo Magnoliophyta
Clase : Magnoliopsida
Subclase : Asteridae
Orden : Solanales
Familia : Solanaceae
Género: Capsicum
Especie : Capsicum annuum
CARACTERÍSTICAS
Color rojo sangre de toro, sabor dulce, con dos caras planas y otras redondeadas a los lados,
finalizando con una punta tipo pico de loro, la cual da origen a su nombre: pimiento
piquillo.
El origen del pimiento se remonta a tiempos preincaicos y se sitúa en América del Sur. En
su primer viaje, Cristóbal Colón llevó al viejo mundo los pimientos americanos. Con el
pasar de los años se desarrollaron distintas variedades de pimientos en España, uno de ellos
es el piquillo; por lo que solemos atribuir su "nacionalidad" a este país, específicamente a la
ciudad de Lodosa, en donde se cultiva de forma artesanal. Entre 1994 y 1996 se importaron
semillas de dicha hortaliza a nuestro país, que fueron sembradas y cosechadas por
empresarios peruanos. Gracias a la cercanía de nuestro país a la línea ecuatorial, a que en la
costa del Perú no existen extremos de temperatura y a que nos encontramos en la zona
tropical del mundo (entre el Trópico de Cáncer y el de Capricornio), el resultado de la
siembra fue un pimiento piquillo con características tan excepcionales que está desplazando
al pimiento piquillo español en España.
Fuente: http://www.comexperu.org.pe.
Fig. 1. Fruto de Capsicum annuum

38
Anexo 2
DESCRIPCIÓN DEL NEMATODO DEL NUDO Meloidogyne sp.
Reyno: Animal
Phylum: Nematoda
Clase: Secernentea
Orden: Tylenchida
Sub orden: Tylenchina
Super familia: Heteroderoidea
Familia: Meloidogynidae
Sub familia: Meloidogyninae
Género: Meloidogyne
Especie: Meloidogyne sp.
Características:
El ciclo de vida de M. incognita, es similar a la de todas las especies de este género, sin
embargo, la tasa de desarrollo depende de la temperatura y del hospedante.
Los huevos son puestos por la hembra en estado de célula simple; estos se encuentran
embebidos en una masa gelatinosa glicoproteínica (matriz), que los protege de la
deshidratación; son ovalados, algunas veces elipsoidales, levemente cóncavos y pueden
medir de 30 a 52 micras de ancho por 67 a 128 micras de largo, la hembra oviposita un
promedio de 500 a 1000 huevos, que breves horas después comienzan el desarrollo hasta
que se observa una larva completamente formada, siendo este el primer estadío larvario;
poco después ocurre la primera muda y se produce el estado de larva infectivo la cual corta
con su estilete la cáscara del huevo para migrar e invadir las raíces justamente sobre la
caliptra de la raíz.
La larva presenta una segunda muda y da lugar a la tercera etapa larvaria, luego ocurre una
tercera muda y se desarrolla una cuarta etapa larvaria, en la cual es posible distinguirlo ya
como individuo macho o hembra. El macho sufre la cuarta y última muda y emerge de la
raíz como un macho adulto vermiforme, el cual vive libremente en el suelo. La hembra de
la cuarta etapa larvaria continúa aumentando de grosor y un poco más de longitud, sufre la
última muda y se desarrolla en una hembra adulta, la cual continúa hinchándose y,
fecundada o no por el macho, forma huevecillos que deposita en una cubierta protectora
(matriz). El ciclo de vida puede concluir al cabo de 3 o 4 semanas, bajo condiciones
ambientales óptimas.
Fig. 2. Melidogyne sp.
Fuente: http://www.plagasyenfermedadesvid.net/2011/10/genero-meloidogyne.html

39
Esta especie, Esta especie, al igual que todas las especies de nematodos, se reproduce
sexualmente, pero cuando las condiciones no son apropiadas o favorables lo hacen
partenogenéticamente (asexual). Produce muchas generaciones durante el ciclo del cultivo,
incrementando su población al final del mismo...
Funte: Puedmag Ruano, J. F. y col. (2007).
Anexo 3
Fig. 3. Ciclo de vida de Meloidogyne sp.

40
Anexo 3
DESCRIPCIÓN DE LA BACTERIA Bacillus subtilis
Reino : Bacteria
Filo Firmicutes
Clase : Bacilli
Orden : Bacillales
Familia : Bacilliaceae
Género: Bacillus
Especie : Bacillus subtilis
Características:
Es una bacteria Gram positiva, produce endospora las que son termorresistentes y
también resiste factores físicos perjudiciales como la desecación la radiación los
ácidos y los desinfectantes químicos, produce enzimas hidrofilicas extracelulares
que descomponen polisacáridos, ácidos nucleicos permitiendo que el organismo
emplee estos productos como fuente de carbono y electrones, producen
antibióticos como la bacitricina,polimixina,gramicidina y circulina,fermentan la
caseína y el almidón, vive dentro de los limites de 55 a 70ºC. Es un gran
controlador biológico, Bacillus subtilis promueve el desarrollo de las plantas y
previene las enfermedades del suelo causadas por Sclerotium rolfsii, Fusarium
spp., Verticillium spp, Sclerotinia sclerotiorum, Phytophthora capsici, Pythium spp,
y el nematodo nodulador de raíces (Meloidogyne spp) y Rhizoctonia solani, agente
causal de la enfermedad denominada “mal del tallito” del algodonero. (Calderón et
al, .2002).
Fuente: Cuervo Lozada, J. P. (2010).
Fig. 4. Bacillus subtilis con tinción de Gram

41
Anexo 4
ÁREA DE ESTUDIO
UBICACIÓN DEL ESTUDIO
Región, Piura
Valle, medio Piura.
Zona, Santa Ángela
 Fundo acua-agroindustrial Ecoacuícola SAC.
Fig. 6. Vista panorámica del fundo Ecoacuicola SAC, Chapairá, Piura.
Fuente: León, 2008
Fig. 5. Preparación de la parcela, distribución de camas y tendido de
mangueras para sistema de riego tecnificado por goteo.

42
Anexo 5
Fig. 17: Observación de clorosis en las hojas de Capsicum annuum en Fundo Ecoacuicola
SAC – Chapairá – Piura, 2010.
.
Fig. 18. Raíz de Capsicum annuum, con presencia de nódulos
(Fundo Ecoacuicola SAC – Chapairá – Piura, 2010.)

43
Anexo 6
Fig. 19. Observación de no evidencia de clorosis en las hojas de
Capsicum annuum en Fundo Ecoacuicola SAC – Chapairá –
Piura, 2011

47
Anexo 8
Fig. 20. Inoculación de esporas de Bacillus subtilis, en
semillas de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”.
Fig. 21. Siembra directa de Capsicum annuum “ají pimiento piquillo”.

48
Fig. 23. Recalce de Capsicum annuum
Fig. 22. Distribución de Bloques I, II y III.

49
Fig. 24. Raíz de Capsicum annuum sin nódulos.
Fig. 25. Planta y fruto de Capsicum annuum.

50
Fig. 26. Cultivo de Capsicum annuum a los 45 días.
Fig. 27. Altura de planta de Capsicum annuum a los 65 días.

51
Fig. 28. Fruto de Capsicum annuum

52
Fig. 29. Cosecha de Capsicum annuum a los 90 días.

Tesis doctoral nancy soto deza 2014

Recomendados

Recomendados

Más contenido relacionado

Similar a Tesis doctoral nancy soto deza 2014

Similar a Tesis doctoral nancy soto deza 2014 (20)

Más de Nancy Soto

Más de Nancy Soto (14)

Último

Último (20)

Tesis doctoral nancy soto deza 2014