El Grupo Bioindicación Sevilla, fundado en 1998, tiene como objetivos la estandarización de los análisis biológicos en los fangos activos, unificando criterios para todos sus componentes, así como la investigación y difusión de este tipo de controles que tanta información aporta para la optimización de los procesos de depuración de aguas residuales. http://www.bibliotecagbs.com/

1. 1
EJERCICIOS INTERLABORATORIOS DE FANGOS ACTIVOS.
E. Reina. GBS
INTRODUCCIÓN
El Grupo Bioindicación Sevilla, fundado en 1998, tiene como objetivos la estandarización de los análisis
biológicos en los fangos activos, unificando criterios para todos sus componentes, así como la
investigación y difusión de este tipo de controles que tanta información aporta para la optimización de
los procesos de depuración de aguas residuales. Los Organismos y Entidades de acreditación y
certificación, tanto en el ámbito nacional como internacional, recomiendan la participación de los
laboratorios en sesiones de ejercicios interlaboratorios, ya que constituyen un medio independiente
por el cual se puede evaluar objetivamente y demostrar la fiabilidad y precisión de los datos obtenidos
(Pullés et al., 2006, ENAC, 2008).
La participación rutinaria en estos ejercicios de intercomparación permite a los participantes obtener
un control de calidad externo, muy valorado por los auditores y reevaluar sus propios métodos. La
posición de valoración para cada participante, en un ejercicio interlaboratorio, genera confianza y
fiabilidad de los resultados frente a clientes internos y externos de la entidad que participa,
constituyendo un importante elemento de ayuda a la mejora de la calidad del participante.
Los ejercicios interlaboratorio de Fangos activos, pueden ser calificados tanto como ensayos de
aptitud (asesoramiento externo de la competencia de la técnica de cada participante, Sagrado, S. et
al., 2005), como ensayos colaborativos (Permiten ajustar un método de referencia en el campo de la
microbiología, Sagrado, S. et al., 2005).
Es por todo esto por lo que GBS organiza anualmente los ejercicios interlaboratorios sobre
microbiología de los fangos activos que se definen como una herramienta básica en este tipo de
ensayos. Entre los objetivos de esto ejercicios podemos destacar la unificación de criterios debido a la
alta densidad de microorganismos por mililitro y a la gran dispersión de valores que pueden ocasionar
pequeñas diferencias en la metodología de análisis de los fangos activos. Así pues, estos ejercicios
ofrecen la oportunidad de comparar los resultados y métodos con los demás laboratorios
participantes, con la intención de detectar errores sistemáticos y eliminar este tipo de desviaciones.
DESCRIPCIÓN DE LA PLANIFICACIÓN DEL TRABAJO.

2. 2
La planificación de los ejercicios interlaboratorios es fundamental para lograr los objetivos
marcados, ya que organiza y jerarquiza qué y cómo se realizarán; por lo tanto involucra al
conjunto de decisiones y acciones que se toman en el transcurso de dicho programa. Así ese
definen las actividades a realizar:
1.- Divulgación del ejercicio
Todas la divulgación y gestión de información sobre los ejercicios interlaboratorios se realiza desde el
departamento de administración de GBS y el personal responsable del correcto desarrollo de los
ejercicios, realizándose todas las comunicaciones a través de su dirección de correo electrónico
interlaboratorios@asociaciongbs.com, desde donde se responden y hacen frente a todas las consultas
y solicitudes de participación recibidas.
Los ejercicios se desarrollan en convocatoria anual, coincidiendo con el año natural. Cada convocatoria
consta de dos rondas, febrero y mayo generalmente. A finales del mes de enero se realiza el envió del
calendario en el que se disponen las fechas relevantes.
Previo a la fecha de cada uno de las rondas se envía una notificación informativa que incluye la
dirección y fecha de recogida de las muestras, material solicitado, persona de contacto y fechas
importantes.
En el mismo momento de envió del calendario anual, cada participante recibe su código numérico que
le identifica aportando la confidencialidad requerida en estas formas de trabajo. En ningún momento
se facilitará información del resto de laboratorios que no sean propios.
A continuación se muestra el calendario de eventos para los ejercicios del próximo año 2013.
LUNES MARTES MIERCOLES JUEVES VIERNES SÁBADO DOMINGO
18 19 20 21 22 23 24
25 26 27 28 1 2 3
4 5 6 7 8 9 10
Fig. 1 Fechas fijadas para el primer ejercicio interlaboratorio de febrero - marzo de 2013

3. 3
LUNES MARTES MIERCOLES JUEVES VIERNES SÁBADO DOMINGO
13 14 15 16 17 18 19
20 21 22 23 24 25 26
27 28 29 30 31 1 2
Fig. 2 Fechas fijadas para el segundo ejercicio interlaboratorio de mayo- junio de 2013
Toma de muestras Envio de muestras a todos los participantes
Realización de los ensayos Fecha límite para entrega de los resultados.
Los participantes pueden realizar los ejercicios interlaboratorios en varias modalidades:
- De forma total, realizando todos y cada unos de los apartados a analizar en cada uno
de los dos ejercicios planificados.
- De forma parcial, realizando solo algunos de los ensayos planificados o solo uno de los
ejercicios programados.
Las distintas modalidades de inscripción en dichos ejercicios atendiendo al siguiente
desglose:
o Características macroscópicas, características microscópicas, contrataste de V30, MLSS
y MLVSS e Índice de fango (IF).
o Determinación de bacterias filamentosas y cuantificación de su abundancia relativa
o Determinación protozoaria: Densidad de organismos, número de especies detectadas,
Índice de Madoni, Índice de Shannon y reparto porcentual de los grupos de protozoos
presentes
o Determinación de bacterias filamentosas en una EDAR Industrial.
o Parámetros físico-químicos de un agua de EDAR tratada (SS, DQO, DBO,NK y PT).
o Interlaboratorio completo (IF, Bacterias filamentosas, Protistas e índices biológicos,
muestra industrial y parámetros físico-químicos del agua tratada) anual para contraste
del análisis biológico de dos muestras de fangos activos.

4. 4
3.- Selección de la muestra a analizar. Envío de la muestra y documentación.
GBS realiza un estudio previo de las muestras de los reactores biológicos, de varias depuradoras de
aguas residuales urbanas o con poco aporte industrial, seleccionando aquella más estable y con mayor
interés para la intercomparativa. En todo momento se salvaguarda el anonimato del origen de la
muestra.
Cada ronda cuenta con varias muestras para el análisis de determinados parámetros y aspectos a cada
una de ellas tal y como se determina en la tabla adjunta.
Muestra Analítica
Muestra de EDAR Urbana
Fango activo de EDAR Urbana
Análisis microbiológico completo,
determinando Índice de fango, valoración de
filamentos y protistas.
Agua tratada en EDAR Urbana
Determinación físico-química de la calidad del
agua
Muestra de Edar
Industrial
Fango activo de EDAR Industrial
Valoración de bacterias filamentosas y estado
del flóculo
La toma de muestras es realizada por personal de GBS o algunos de sus colaboradores, tomando un
volumen de al menos 50 litros de fango activo del final del proceso biológico, en el momento de
máxima agitación y como paso previo a la decantación en el caso de fango activo de EDAR urbana. El
mismo volumen es tomado de agua tratada y en el caso de muestra de fango activo de Edar de origen
industrial se tomará un volumen tal que permita la distribución de unos 50 ml a cada unos de los
participantes.
Estas muestras son trasladadas a las instalaciones de GBS, donde se llevará a cabo la homogenización
y división de las mismas en alícuotas de los siguientes volúmenes:
Muestra Volumen (ml)
Fango activo de EDAR Urbana 1500
Agua tratada en Edar Urbana 1000
Fango activo de EDAR Industrial 50

5. 5
Figura 3. Muestras preparadas para ser enviadas.
Los participantes envían a las instalaciones de GBS los sistemas de contención de muestras
refrigeradas, incluyendo: frasco de plástico de 2 L de cierre hermético vacío, placas refrigerantes y
material de relleno de la muestra para evitar movimientos bruscos. Dicho envío debe hacerse en la
modalidad de “envío con retorno”, de modo que en el mismo momento en el que la nevera llega a
GBS, es completada con las muestras anteriormente definidas y de nuevo entregada a la misma
mensajería garantizando así la entrega en destino, como muy tarde, al siguiente día de la toma de
muestra, evitando así alteraciones de las misma.
Todas las muestras van contenidas en frascos de plásticos de 2 litros de capacidad y cierre hermético
en el caso de fango activo y agua tratada de la Edar Urbana, y en frascos de iguales características pero
mucho menor volumen para la muestra de fango activo de la Edar industrial. En cualquier caso todas
las muestras ocuparán aproximadamente dos tercios de la capacidad del frasco, de forma que quede
una cámara de aire a fin de evitar la anoxia durante el transporte de las muestras. Igualmente todos
los frascos estarán rotulados con el código de participante, el tipo de muestra y la fecha de envasado
de la misma.
Figura 4. Momento del proceso de distribución de muestras.

6. 6
De forma simultánea a la distribución de las muestras y ya sea aprovechando este mismo envío o bien
por correo electrónico, cada participante recibe la documentación necesaria para el desarrollo de las
analíticas, documentación que está en continua revisión y actualización.
Entre estos documentos destacan:
 Entrega protocolo estandarizado: validado por GBS desde 2004 y actualizado anualmente.
Pilar básico para iniciarse y profundizar en el estudio de análisis de fangos activos
 Formatos de recogida de datos: con cálculos automáticos
Figura 5. Fichas de trabajo para la valoración de protistas.

7. 7
El personal técnico de GBS, durante el mismo día de distribución de la muestra realiza un estudio de
comprobación de la estabilidad del fango activo enviado; determinando los posibles efectos sobre los
resultados finales. De esta forma se establece una comparativa entre el día del envío y el día del
análisis.
3.- Realización de las determinaciones por parte del participante.
Una vez recibidas las muestras el participante debe realizar la determinación de las mismas y rellenar
las fichas de recogida de datos enviadas para tal fin, y enviarlas a GBS debidamente cumplimentadas
antes de la fecha límite establecida en la programación del ejercicio.
Los requisitos necesarios para la realización de estas analíticas será disponer de un microscopio con
objetivos de 10X, 20X, 40X y 100X, así como del material para su uso (portaobjetos, cubreobjetos).
Además de probetas para el estudio de decantación y reactivos y material necesario para las tinciones
Neisser, Gram, test de azufre y PHB.
Entre las determinaciones que debe realizar:
- Determinación del Índice de fango, para lo cual realizará una valoración de las características
macroscópica y microscópicas del fango activo.
o Valoración macroscópica. Dicha valoración se realiza a través del ensayo de la V30,
que determina la cantidad de fango activado que decanta en una probeta o cono de
imhoff, tras un periodo de 30 minutos. El análisis consiste en dejar que la muestra de
fango activo sedimente los sólidos fácilmente decantables, sin necesidad de adición de
productos químicos, simplemente dejando decantar durante un tiempo determinado.
Se analizarán tanto las propiedades del proceso de decantación como las
características del clarificado. Se valora:
 Turbidez: Que será alta, media y baja, en función de la visibilidad a través de la
probeta.
 Flóculos en suspensión. Alta, media o baja en función de la abundancia,
presencia o ausencia de dichos flóculos.
 Sedimentabilidad: Alta, media o baja, en función de si el fango decanta
mayormente a los 10, 20 o 30 minutos del ensayo de la V30.
 Olor: Calificado como correcto e incorrecto, indicando este último situaciones
como septicidad, presencia de vertidos, etc.

8. 8
o Valoración microscópica. El conjunto de características microscópicas recogidas
durante la observación microscópica se refieren al examen del estado morfológico y
estructural del flóculo de fango activo y al examen del componente biótico del
“ecosistema fango activo”, representado por las poblaciones de bacterias
filamentosas y de protozoos. La evaluación de estas características proporciona
información sobre las propiedades de decantación y compactación del fango activo
durante la fase de clarificación del licor mezcla, así como el nivel y estado de
colonización de la microfauna, aludiendo, indirectamente, al grado de actividad
biológica del proceso. Las características estudiadas son:
 Forma: define la morfología externa del flóculo como regular e irregular.
 Tamaño: define el tamaño flocular como pequeño (menor 150 micras),
mediano (entre 150 y 500 micras) y grande (mayor de 500 micras).
 Estructura: define la compactación del flóculo calificándose como abierto,
medio y compacto.
 Textura: características que valora el grado de cohesión entre las partículas
que forman el flóculo.
 Cobertura: características que valora si la unión de todos los flóculos presentes
en el ocular de 10x cubren menos del 10 % de su superficie, del 10 – 50%o
más del 50 %.
 Filamentos en flóculo: determinando si existen menos de 5, entre 5 y 20, o
más de 20 filamentos por flóculo.
 Filamentos en disolución: características que cuantifica la existencia de
filamentos libres entre los espacios interfloculares del licor mezcla.
 Diversidad de protozoos: determina el número de especies identificadas
siendo menor de 4, entre 4 y 7, o más de 7.
- Valoración de bacterias filamentosas. En esta apartado el participante deberá identificar las
bacterias presentes en la muestra, para lo cual podrá apoyarse en las visualizaciones In vivo y
en tinciones. Igualmente deberá cuantificar los filamentos presentes en la muestra mediantes
dos técnicas distintas, de un lado mediante la abundancia relativa (contando los filamentos
por flóculos) y de otro, según el procedimiento desarrollado por el profesor Humbert Salvadó.
Se realizarán otras valoraciones complementarias tales como el efecto de los filamentos en el
flóculo y la ecología de las especies presentes.

9. 9
- Valoración de la comunidad de protistas. Al igual que en el caso de las bacterias filamentosas
el participante debe identificar las especies protozoarias presentes y establecer una densidad
de protozoos presentes en el ecosistema. Una vez obtenida dicha información, se podrá
definir algunas características que pueden aportar muchos conocimientos sobre ecosistema
en el que trabajamos. (grupo dominante de protistas, reparto porcentual de grupos
funcionales, índice de Shannon, Índice de Madoni,…)
- Valoración general de la calidad del fango. Finalmente y la vista de las observaciones
realizadas en los anteriores apartados se podrá establecer una valoración general de la calidad
del fango.
- Determinación físico – química de la calidad del agua tratada. En este caso se realizarán las
determinaciones de sólidos en suspensión (SS), demanda química de oxígeno (DQO), demanda
bioquímica de oxígeno a los cinto días (DBO5), nitrógeno total (NT) y fosforo total (PT). Cada
participante actuará en base a los métodos establecidos en su laboratorio, si bien es necesario
definir está metodología en los documentos de recogida de información.
- Determinación de la población de bacterias filamentosas identificadas en la muestra de fango
activo. Aquellos participantes con interés en los procesos de depuración de aguas residuales
de origen industrial o aguas residuales urbanas con un alto componente industrial, pueden
profundizar en la identificación de las bacterias filamentosas.
El análisis de las características macroscópicas y microscópicas del fango y el análisis de protozoos,
deberán realizarse inmediatamente a la recepción de la muestra y a lo sumo al siguiente día del
envasado de la misma. El análisis de filamentos debe realizarse también en ese plazo, pero puede
demorarse un par de días siempre que se fijen frotis de forma adecuada. Deberá indicarse la fecha de
análisis de cada bloque. Se recomienda que, una vez recibido el bote con la alícuota de fango activo a
analizar, se destape y someta a agitación suave durante algunos minutos. En cualquier caso, se
destapará el bote y homogeneizará suavemente antes de cada uno de los análisis propuestos,
evitando derrames y agitaciones bruscas que puedan alterar o destruir la representatividad de la
muestra, la estructura y cohesión flocular.

10. 10
5.- Tratamiento de datos y realización del informe.
Desde la recepción de la muestra, el participante dispone de un periodo de unos 15 días
aproximadamente para el envió de sus resultados a GBS, quien realizará una revisión provisional de los
mismos, solicitando a cada participante los datos y aclaraciones que se estimen oportunas. Con toda
esta información se creará una la tabla provisional de datos similar a la que se muestra a
continuación, y que será enviada a la totalidad de los participantes.
Fig. 5. Tabla de recogida de resultados para un interlaboratorios
Como paso previo al tratamiento estadístico de los datos obtenidos debemos tener en cuenta varias
ideas generales:
A. La incertidumbre de medida es un parámetro asociado a la medición, que caracteriza la dispersión
de los valores que pueden atribuirse razonablemente al mesurando (ENAC, 1998). Para fangos activos,
la dispersión de los datos es muy elevada y el esfuerzo de sistematización y contraste debe ser muy
alto.
B. Se deben definir los mesurandos, entendidos éstos como las magnitudes particulares objeto de una
medición (ENAC, 1988). En el caso particular de los fangos activos, podría estar representado por el IF,
Índice de Madoni, Identificación de filamentos....
Con los resultados remitidos por los laboratorios participantes, se procederá a la conversión
logarítmica (evaluación de la microfauna) y al tratamiento técnico y estadístico de los mismos. En cada
ejercicio y para cada parámetro se calculará la media, desviación típica, coeficiente de variación e
intervalo global de cada uno de los índices de biocalidad implicados. Es conveniente valorar también
MUESTREO 12/11/02
PARTICIPANTE 1 2 3 4 5
MACROSCOPIA 21 25,5 26 26 25,5
MICROSCOPIA 43 43 43 50 43
INDICE DE FILAMENTOS 64 68,5 69 75,5 68,5
CATEGORIA DE FILAMENTOS 4 4,5 4 4 4
FILAMENTO DOMINANTE MICROTHRIX MICROTHRIX MICOTHRIX MICROTHRIX MICROTHRIX/1701
FILAMENTO SECUNDARIO 1701/NOSTOCOIDA 1701/ NOSTOCD LIM II 1701/NOSTOC III 021N NOSTOCOID/HALISCOM
EFECTO FLOCULO DISGREGACION DISGREGACION DISGREGACION
OTROS FILAMENTOS NOCARDIA/HALISCOM HALISCOMENOBC 021N
REL FIL (IRF) 1,32 1,87 1,55 1,68 2
m/ml FILAMENTOS 770,24
DENSIDAD ( org/l) * EXP 6 2,86 4,38 3,23 3,04 4,6
INDICE DE SHANON 2,83 2,79 2,65 2,46 2,56
INDICE DE MADONI 10 10 10 10 8
CLASE MADONI 1 1 1 1 1
NUMERO DE ESPECIES 12 13 12 10 13
GRUPO DOMINANTE SESIL/REPTANTE SESIL/REPTANTE SESIL/REPTANTE SESIL/REPTANTE SESIL/REPTANTE
OBSERVACIONES

11. 11
los porcentajes de la agrupación de los resultados, el valor máximo y mínimo de fluctuación de los
datos y la medida de tendencia central o moda (Pola, 1993).
Los conceptos empleados son:
- Cálculo de la media:
n
xi
X


- Desviación típica:
1
)
( 2




n
x
xi
S
- Coeficiente de variación: CV=
X
S
100
A modo de ejemplo se muestra los datos y gráficos obtenidos para la determinación del Índice de
fango.
Fig. 6. Tratamiento de datos.
IF
1 65,0
2 75,5
3 74,0
4 71,0
7 69,5
8 80,0
9 59,5
10 69,0
11 66,5
12 51,0
13 80,0
14 67,5
15 67,0
17 82,0
18 75,5
19 52,0
20 68,5
21 51,5
22 68,5
23 71,0
24 68,5
25 69,5
26 65,0
27 71,0
MEDIA 68,3
VARIANZA 68,5

12. 12
El índice general del informe consta de los siguientes apartados:
1. Introducción
2. Participantes
3. Resultados
4. Análisis de datos:
a. Caracterización macroscópica y microscópica del fango activado (IF)
b. Identificación y cuantificación de bacterias filamentosas.
c. Caracterización de la microfauna
d. Otros parámetros de interés
5. Conclusiones:
a. Generales
b. Valoración de la muestra
6. Consideraciones para los próximos ejercicios interlaboratorios.
7. Agradecimientos
8. Bibliografía.
Anexo I: Reportaje fotográfico: Macroscopia y Microscopía – Bacterias filamentosas – Protistas
y metazoos.
Anexo II: Estudio respirométrico de la muestra. Ensayos realizados por Surcis S.L.
Anexo III: Viabilidad celular. Fotografías realizadas por el profesor D. José Luís Alonso.
Universidad Politécnica de Valencia.
Anexo IV. Parámetros físico – químicos del agua tratada.
Anexo V: Estudio biológico. Realizado por Dª Lucía Arregui, Dª Raquel Liébana, Dª Blanca
Pérez –Uz y Dª Susana Serrano, de la Universidad Complutense de Madrid.
Anexo VI: Valoración ecológica de la muestra. Realizado por el profesor D. Humbert Salvado.
Universidad de Barcelona

13. 13
Además de realizar el tratamiento estadístico de los datos, que se incluyen en el capítulo nº 4 del
informe, este consta, como ya se ha detallado, de bastante más documentación recogida en los
anexos, tales como reportaje fotográfico y estudio respirométrico de la muestra de fango activo, lo
que permite establecer una valoración global del sistema, y establecer diversas observaciones para el
control y mantenimiento del proceso de depuración.
Una vez concluido la realización de ambos informes anuales, GBS convoca y organiza una reunión final,
en las que se ofrece un interesante foro de encuentro de profesionales del sector, donde se debaten
las particularidades de las muestras y las incidencias del análisis. Generalmente, se propone la
sistemática abierta a comentarios y posibles modificaciones que puedan proponer los participantes.
Dado el avance de las tecnologías que posibilitan de una forma más dinámicas las comunicaciones,
GBS ha decidido como novedad establecer un foro de debate de forma telemática, estableciendo un
dialogo entre los participantes que aportan sus experiencias e inquietudes. Es aquí donde se plantean
las dificultades encontradas en la identificación y recuento de organismos y en general, de cada
bloque analítico. Se aclaran dudas, se pueden proponer alternativas complementarias a técnicas
usadas, se estudian las observaciones planteadas por los participantes (anónimos) en cada análisis,
etc. En definitiva, se gesta la unificación de criterios de los profesionales del análisis aplicado en este
tipo de muestras.
Al concluir el circuito interlaboratorio, cada participante recibirá un certificado que acredite su
participación en el circuito. No es competencia del organismo organizador del ejercicio de
intercomparación, el estudio individual de cada participante y mucho menos entrar en valoraciones
concretas y recomendaciones. La participación en este tipo de ejercicios debe implicar una
autoevaluación crítica y personal de cada laboratorio.
BENEFICIOS DE LA PARTICIPACIÓN EN LOS EJERCICIOS INTERLABORATORIOS.
La participación en los ejercicios interlaboratorio, tal y como hemos dicho anteriormente, nos permite
asegurar la calidad en la analíticas de fangos activos, la determinación de errores sistemáticos y la
optimización de los procedimientos y herramientas de trabajo.
Si partimos de la propuesta establecida por Hawesh (1963) en el que consideraba la posibilidad de ver
las plantas de aguas residuales con tratamiento biológico como un modelo experimental de

14. 14
ecosistema artificial en condiciones extremas, entonces podemos afrontar el estudio ecológico de un
fango activado como el de cualquier ecosistema: Definiendo sus componentes, flujos de energía y
ciclado de nutrientes.
Cada estación depuradora, y en ella el reactor biológico presenta unas características distintas a nivel
del biotopo (características ambientales, entradas y salidas de nutrientes y contaminantes, niveles de
oxigenación...) que generan una biodiversidad, donde se establecen comunidades primarias y
secundarias que interrelacionan entre si.
La descripción cuantitativa y cualitativa de la comunidad presente, así como sus variaciones
temporales, descubrirán la diversidad del sistema y la sucesión que se pueda establecer. Conocer el
entramado ecológico generado, así como los procesos de ciclado de nutrientes favorecerán la toma de
decisiones respecto al proceso depurador. Por último habría que estudiar que información podría
aportar al explotador el conocimiento de las ecuaciones ecológicas establecidas (biodiversidad,
distribución de frecuencias, pirámides de abundancia, ....) y los tipos de respuesta que predecirían.
En este sentido los ejercicios interlaboratorios de fangos activos potencian la seguridad analítica y la
comprensión ecológica del sistema a estudio.
A modo de ejemplo se presentan algunas situaciones observadas en los ejercicios interlaboratorios de
ediciones anteriores, en las que se establece una clara relación entre la observación y la casuística de
la depuradora objeto de estudio.
A. En este caso la Estación Depuradora analizada sufre una situación de alta carga másica con
altos valores de oxígeno disuelto y discontinuidad o alternancia en la carga de entrada
influente al tratamiento biológico.
Características macroscópicas:
La presencia de microflóculos en suspensión y espumas en superficie de origen biológico, sin
duda, es causa de empeoramiento de la calidad del efluente final.
La valoración de la turbidez del clarificado está relacionada con la presencia de organismos
filamentosos en disolución identificándose Nocardiformes como principal filamento en
disolución.

15. 15
En cuanto a la sedimentabilidad se cataloga en este caso como media-baja, consecuencia del
estado de mala formación flocular. En caso de sobrecarga hidráulica, se producirá una salida
masiva de SS en el efluente.
El olor se define como correcto, con matices tales como “olor picante, indicativo de
depuración insuficiente, quizás ante una sobrecarga orgánica que el sistema no ha sido capaz
de asimilar"
En líneas generales, nos encontramos ante un fango joven, poco mineralizado, en estado de
formación y mal estructurado. El color del fango también confirma el carácter de fango joven
Características microscópicas:
El general nos encontramos ante un fango con deficiente estructuración flocular, debida al
desarrollo filamentoso de organismos con efecto disgregador del mismo.
Las características microscópicas del fango se definen como: forma irregular, tamaño medio,
estructura media-abierta, textura fuerte, cobertura de entre el 10 y el 50%, cuantificación de
filamentos entre 5 -20 por flóculo, abundantes filamentos en disolución y diversidad de
protistas media-alta.
Se trata de un fango con tendencia al empeoramiento por una mala estructuración del
flóculo, situación que queda reflejada en el resto de componentes de la microfauna.
Evaluación del desarrollo de bacterias filamentosas en un fango activo:
En las situaciones como la que nos ocupa, tal como ya se ha comentado, se establece como
filamento dominante los Nocardiformes, con capacidad de formar espumas, ya que tienen la
propiedad de producir sustancias extracelulares que actúan como biosurfactantes. En el
proceso de formación de espumas biológicas intervienen procesos bioquímicos y físico-
químicos en el que aire-agua-célula bacteriana quedan unidos tal y como se observa al
visualizar las burbujas de aire en el seno de las espumas, de consistencia grasienta.
Igualmente es destacable la presencia de Nostocoida limícola, asociada a situaciones de bajas
cargas másicas, bajos valores de oxígeno disuelto y un importante componente industrial de
las aguas residuales o material rápidamente degradable.

16. 16
Existe un proceso de competencia entre los Nocardiformes y Nostocoida limicola debido a un
proceso de disminución de los niveles de oxígeno que permitiría a N. limicola reemplazar el
nicho de los Nocardiformes. El metabolismo fermentativo de N. limicola la hace más
competitiva en sistemas dotados de selectores anóxicos, viéndose poco afectada ante
variaciones en la concentración de oxígeno disuelto. Tradicionalmente se ha asociado a N.
limicola a vertidos industriales, sin embargo, hay indicios suficientes en esta muestra para
pensar que no es éste el caso. Sí es posible que entre en planta material rápidamente
degradable que favorezca el crecimiento de ésta (almidón, pulpa, papel, ácidos orgánicos de
reboses, etc.)
Otros filamentos identificados a baja concentración han sido: Tipo 021N, Thiothrix II y Tipo
1701.
Evaluación de la microfauna presente en el fango activo
En este análisis se ha valorado de forma negativa la reducida densidad de protistas, en la que
nos encontramos como grupo dominante a las "Vorticellas pequeñas" (el peristoma de menor
diámetro que la anchura del cuerpo: Complejo Vorticella microstoma, Complejo V. infusionum,
Complejo V. aquadulcis, V. octava). Esta proliferación indica la presencia abundante de
bacterias en disolución y una DBO5 elevada. De hecho, nos encontramos ante una población
de vorticelas muy diversa debido a la falta de presión competitiva por una concentración de
DBO5 en exceso en el medio y de bacterias en disolución. En menor proporción, las "Vorticellas
grandes" (con el diámetro igual o mayor que la anchura del cuerpo: Complejo Vorticella
convallaria y V. campanula), también pudieron ser observadas.
Condiciones de transitoriedad en las instalaciones pueden dar lugar a incrementos en la
densidad de población de los ciliados del grupo Vorticella de peristoma estrecho. Tales
condiciones son: rápido aumento de la carga másica debido a pérdidas o extracciones de
fangos, carga orgánica introducida de modo discontinuo, etc. (Madoni, 1994).
Esta situación de "transición hacia el empeoramiento" ha quedado también reflejada en el
resto de componentes de la microfauna. Así, han sido observados tanto organismos
específicos de buenas calidades: Vorticella convallaria, Euplotes sp., Oxytricha sp., Carchesium
sp., Aspidisca cicada, etc., como organismos propios del estado "tendente" del fango, es decir,
organismos habituales en las primeras fases de colonización, consumidores de bacterias libres,

17. 17
o de un fango desestructurado: Paramecium sp., ciliados nadadores sin identificar o Uronema
sp.
B. Sistema que trabaja a baja carga másica con deficiencias de aireación y nutricionales y alta
edad de fango, con sistemas de nitrificación/desnitrificación secuenciales en el tiempo.
Entre las características de este sistema encontramos:
Parámetro (valor medio) Modo/Valor
Tipo de proceso Canal de oxidación (trabaja en tiempos on-off)
Nitrificación/desnitrificación SI/SI
Temperatura actual media en el biológico 15º C
MLSS/MLVSS (mg/l) 3300/1800 (54 %)
F/M: Carga másica 0.02
IVF (mg/l) media 100
Oxígeno disuelto 2 mg/l
Tipo de aireación Difusores de Burbuja fina
C/N/P en proceso biológico 6/2/1
Nitrógeno (mg/l) total medio en influente 26+4
Fósforo total (mg/l) soluble en influente 12+1
Nitrógeno total (mg/l) medio en efluente 12+51
Fósforo total (mg/l) soluble en efluente 6+3
Características macroscópicas:
Las características macroscópicas típicas de este sistema definen una turbidez baja, con buena
sedimentabilidad. A la hora de valorar la sedimentabilidad de la muestra con en el ensayo de
V30 se pueden apreciar la formación de canales de decantación a lo largo de toda la probeta.
Es necesario valorar en este tipo de procesos el levantamiento del fango pasado un tiempo
debido a la desnitrificación del mismo.
Características microscópicas:
El fango presenta forma irregular, tamaño medio, estructura media, textura fuerte, cobertura
de entre el 10 y el 50 %, de 5 a 20 filamentos por flóculo, baja presencia de filamentos en
disolución y diversidad de protozoos entre media y alta.

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El flóculo dispone de núcleos densos, que propician una muy buena decantación, dicha
estructura es compatible con procesos de eliminación de nitrógeno simultáneos.
En esta situación es muy frecuente encontrar cierta deficiencia nutricional, como
consecuencia de la alta edad de fango del sistema, que puede provocar la liberación de
material extracelular.
Tras la valoración microscópica podemos decir que se detecta una leve interferencia flocular
que sin llegar a ser preocupante, es indicadora de algún tipo de inestabilidad en el sistema.
Podemos valorar el fango como un licor mezcla adecuado con tendencia a la desfloculación.
La estructura flocular con zonas nucleares más densas, parece permitir procesos de
nitrificación que se ven potenciados con los ciclos on/off, sin embargo la escasa carga orgánica
puede crear problemas de desnitrificación que se traslade al decantador secundario.
Evaluación del desarrollo de bacterias filamentosas en un fango activo:
Respecto a los morfotipos filamentosos, se sitúan principalmente extendiéndose desde el
flóculo, con una categoría numérica de 3-4 (50 m/mL de filamentos), calificándose como
moderada proliferación.
El efecto producido sobre el flóculo es tanto la disgregación, como la formación de puentes
interfloculares, con un peso especifico sobre los flóculos bastante leve.
La codominancia entre los morfotipos T0041/T0675 y T1701, debido a su longitud propician la
formación de puentes interfloculares. Por el contrario los filamentos calificados como
secundarios T0092 y Nostocoida limicola asociados al interior del flóculo provocan rotura del
mismo.
La alta diversidad de filamentos, pone de manifiesto la inestabilidad del proceso. Las
variaciones de oxígeno programadas para conseguir nitrificar-desnitrificar en un mismo
ambiente, pueden ser una de las causas de esta variabilidad.
La combinación de filamentos dominantes y secundarios se asocia a baja carga másica,
deficiencia nutricional, alta edad de fango, que concuerda con la alta mineralización del
sistema y la deficiencia de oxígeno.
La presencia de azufre, asociada a Thiothrix pone de manifiesto la posible presencia de
septicidad por reboses y/o alternancias de oxígenos significativas.

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Evaluación de la microfauna presente en el fango activo
El ecosistema presente en este tipo de situaciones puede definirse como diverso y de alta
densidad, si bien es cierto que existen muchas especies presentes en densidades de población
bastante bajas, lo que puede definirse como un ambiente totalmente sectorizado y con
problemas de disminución de la actividad tal y como muestran los restos de testas y lorigas
visualizados en el fango.
La inestabilidad queda confirmada tras este análisis de la biota, en el que si bien los grupos de
protistas son bastante diversos se encuentran sectorizadas hacia los bacterívoros sésiles.
C. Fango activo de EDAR en la que parte del influente tratado se corresponde con un efluente
de origen industrial y elevada carga orgánica.
Nos encontramos ante un sistema en el que los rendimientos depuradores no deben ser
buenos, en el que el estado de sobrecarga ha de ser una situación habitual, siendo además el
principal factor causante de esta falta de calidad del efluente.
La proporción de sólidos en suspensión volátiles del licor mixto, con un valor medio del 87 %,
es indicativa de un fango activo de mineralización baja por tanto de una edad de fangos
moderada – baja.
Características Macroscópicas:
Las características macroscópicas del fango activo de este sistema son una elevada-media
turbidez, de forma tal que se dificulta la valoración de la presencia de flóculos en el clarificado.
Esta turbidez es atribuida a la elevada presencia de microorganismos no filamentosos en
disolución (Bacillus sp., Streptococcus sp., agrupaciones de posibles bacterias poli P,…)
Debido a la influencia de los vertidos es también destacable la coloración tanto del fango
como del clarificado del mismo.
El olor queda definido como picante e incluso puede dirigirse esta característica a la presencia
de vertidos industriales.
Características Microscópicas:
En cuanto a las características microestructurales del fango quizás lo más destacable es la
configuración del flóculo que se presenta alargado con aspecto fibroso y estrellado y bordes
poco definidos por la escasa mineralización en la periferia del flóculo frente a un núcleo mejor

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estructurado. El crecimiento filamentoso asociado al flóculo no es el causante de problemas
operacionales por la moderada disgregación que asocia sobre la estructura.
Predominan los agregados bacterianos de formas cocales y bacilares próximos a los contornos
floculares. Entre el abundante crecimiento disperso se incluyen formas típicas PAO y GAO, así
como bacterias helicoidales en disolución, principalmente espiroquetas.
La respuesta positiva del fango al test de viscosidad, pone de manifiesto la presencia de
grandes cantidades de material exocelular en el fango activo. Normalmente, el bulking viscoso
ocurre cuando las aguas residuales son ricas en compuestos orgánicos fácilmente degradables
y son tratadas bajo condiciones de deficiencia nutricional. Este fenómeno también ha estado
asociado a episodios de toxicidad.
Evaluación del desarrollo de bacterias filamentosas en un fango activo:
Se trata de una población de bacterias filamentosas diversa y compleja con una población de
bacterias filamentosas moderada, pero muy repartida entre distintos morfotipos.
El sistema presenta una dominancia de Haliscomenobacter hydrossis y Microthrix parvicella,
identificándose como secundarios los morfotipos T0581 y T1863.
La ecología de todas estas bacterias está definida por aireación intermitente con bajos niveles
de oxígeno disuelto.
Una buena aproximación a la fisiología de los filamentos observados en la muestra podría
hacerse mediante la generalización:
 “Bacterias filamentosas Gram-negativas en plantas sometidas a cargas altas”. En este caso,
filamentos como Sphaerotilus sp. (no observado en la muestra), Haliscomenobacter hydrossis,
Tipo 021N (observado de forma incidental), Tipo 1701 y Tipo 1863, son habituales (Tandoi et
al., 2006). En base a nuestra experiencia, a esta lista añadiríamos también el filamento Tipo
1702, sobre cuya fisiología poco se sabe, pero al que habitualmente se asocian las mismas
características fisiológicas que al Tipo 1701. Todos estos organismos son seleccionados por
condiciones de deficiencia nutricional, debidas a altas concentraciones de sustratos
carbonados y/o limitaciones en cuanto a N y P o una escasa oxigenación. En este tipo de
sistemas, mediante la introducción de un gradiente de sustrato (flujo pistón), el crecimiento
filamentoso puede ser frenado. Una zona de premezcla a alta carga bajo condiciones aerobias
(selector aerobio) previene el bulking causado por estos microorganismos.

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 “Bacterias filamentosas Gram-positivas en plantas sometidas a bajas cargas orgánicas”. En
este caso, los representantes serían morfotipos como M. parvicella, GALO, Tipo 0041/0675,
Nostocoida limicola y Tipo 1851. Algunos de los cuales, como ya se expuso anteriormente, han
sido recogidos en los partes de resultados de los participantes a baja densidad y podrían
deberse a restos de estos microorganismos en estadios anteriores de operación.
Evaluación de la microfauna presente en el fango activo:
La densidad de la microfauna observada es alta y está representada casi en un 80% por
bacterívoros sésiles, siendo el de mayor importancia el complejo Vorticella convallaria,
seguido de Epistylis sp, y Opercularia sp, en densidades similares.
En un fango activo como el que nos ocupa en el que la población de ciliados sésiles peritricos
coloniza casi en exclusividad el fango, con una limitada presencia de ciliados reptantes y
prácticamente inexistencia de ciliados nadadores, la actividad biológica está en descenso y las
causas posiblemente asociadas, entre otras son los fenómenos transitorios operacionales.
La presencia de Opercularia sp., podría indicar la presencia de tóxicos en planta.
Atendiendo a la elevada concentración de bacterias en disolución y a la prácticamente
inexistente población de nadadores, representada escasamente por grandes ciliados
nadadores y ciliados carnívoros, es entendible una fuerte presión selectiva sobre la actividad
depredadora y sobre los grupos protistas que la ejercen. Entre las bacterias en disolución
encontramos abundancia de espiroquetas, escasamente consumidas por los protozoos. Sobre
el resto de bacterias en disolución, suponemos que el tamaño predominante debió situarse
en un estrecho rango, con preponderancia del tamaño pequeño, el cual favoreció la
abundante presencia de especies del género Vorticella tanto de peristoma amplio como de
peristoma constreñido, caracterizadas todas ellas por el consumo de bacterias de este
tamaño.
Es entendible que el estado de sobrecarga orgánica interpretado a partir de todas las
circunstancias comentadas no debe ser una circunstancia transitoria sino permanente de la
planta. La presencia de pequeños flagelados, característicos de bajas edades de fango,
sobrecarga y oxigenación escasa así lo confirman.
CONCLUSIONES.
Los ejercicios intercomparación entre laboratorios son una herramienta básica, sobre todo en análisis
de tipo microbiológico, para unificar criterios debido a la alta densidad de microrganismos por mililitro

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y a la gran dispersión de valores que pueden ocasionar pequeñas diferencias en la metodología de
análisis de los fangos activos y rectificar errores sistemáticos de procedimiento. Así pues estos
ejercicios ofrecen la oportunidad de comparar los resultados y métodos con los demás laboratorios
participantes.
Por otra parte, ofrecen la oportunidad de afrontar un “problema real” (muestra) con un protocolo
validado y comparar los resultados obtenidos con la valoración efectuada, sobre esa misma muestra,
por otros profesionales. El histórico de resultados obtenidos por GBS de estas intercomparaciones,
pone de manifiesto la posibilidad de obtener datos biológicos repetitivos para la misma muestra, con
distintos operadores.
Las sesiones interlaboratorio, ayudan a formar con ojo crítico y evaluador a los profesionales que
participan en ellos, lo que les permitirá optimizar los procesos depuradores en sus EDAR. Todos los
participantes, adquieren una herramienta de trabajo que les va a permitir obtener información
adicional del sistema depurador, a la vez que van adquiriendo soltura en estos análisis adquiriendo
una herramienta clave de competencia frente a clientes externos.
AGRADECIMIENTO:
Queremos dejar constancia de nuestro agradecimiento a cada una de las empresas y centros que
apoyan y respaldan nuestro trabajo, especialmente a EMASESA por su constante apoyo.
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