1. ESTEROLES

2. DISTRIBUCION Y ESTADO
NATURAL
 Ampliamente distribuidos en los reinos animal y
vegetal; y se les encuentra en forma libre (También
llamados agliconas esteroides), como ésteres o
como glicósidos. Todos contienen un núcleo
ciclopentanoperhidrofenantreno y presentan un
grupo hidroxilo en el carbono 3. La mayoría de
esteroles naturales poseen una cadena lateral de 8
a 10 átomos decarbono y un enlace doble en el C-5

3.  En los animales superiores (Incluido el hombre) se encuentra
principalmente el colesterol, el cual es un constituyente
importante de membranas y precursor de sustancias
fisiológicamente importantes (Hormonas, Acidos biliares,
Vitamina D, etc.).
 En las plantas superiores se encuentran principalmente los
denominados fitosteroles: b-Sitosterol, Campesterol y
Estigmasterol.
 Un esterol menos común es el Fucosterol, el cual es el
esteroide principal de muchas algas pardas y también se le ha
detectado en el coco (Cocus nucifera L.).
 En los hongos y levaduras se encuentra principalmente el
Ergosterol.
 En cambio, los animales inferiores (Principalmente
invertebrados marinos tales como esponjas, estrellas, corales,
etc.) y ciertas plantas filogenéticamente poco evolucionadas

5. PROPIEDADES FISICAS
 La mayoría de esteroles conocidos son sólidos cristalinos
incoloros, solubles en solventes orgánicos relativamente
apolares (Cloroformo, Benceno, etc.), menos solubles en
alcoholes de bajo peso molecular, y que funden sin
descomponerse (En forma libre o esterificada). Presentan
además actividad óptica debido a los carbonos
asimétricos que poseen.
 Se pueden recristalizar en metanol caliente o en la
mezcla metanol-tetrahidrofurano 10:1, formando cristales
en forma de agujas brillantes incoloras. Los que
presentan dobles enlaces conjugados son de color
amarillento y tienden a descomponerse por acción de la
luz como por ejemplo los esteroles con insaturaciones en
C-5 y C-7, los cuales son susceptibles a la reacción de
oxidación fotoquímica:

6. BIOGENESIS
 Los esteroles se derivan biogenéticamente de la
AcetilCoA (Ruta del Acetato) vía mevalonato y
escualeno.
 Esteroles vegetales tienen como precursor inmediato al
cicloartenol mientras que los animales tienen al
lanosterol. De una forma análoga se originan los
triterpenoides.
 En la biogénesis de los esteroles también están
implicados procesos tales como hidrogenaciones y
deshidrogenaciones C-C, metilaciones (vía
Sadenosilmetionina), hidroxilaciones, etc.
 Tienen sustituyentes alquílicos sobre los carbonos 4 y 24
fundamentalmente, y este hecho es justificado por la
misma biogénesis.
 El conocimiento de la biosíntesis de esteroides ha
contribuido al desarrollo de la Quimotaxonomía vegetal,
particularmente en el caso de las algas, y ha servido

7. HECHOS ESTRUCTURALES
 Los esteroles naturales conocidos presentan las siguientes
características estructurales:
 Los enlaces dobles en el núcleo se presentan principalmente en
C-5, C-7, C-8 y C-9.
 Los enlaces dobles en la cadena lateral se presentan
especialmente en C-22, y con menor frecuencia en C-24 y C-25.
 Además de los grupos metilos , es frecuente encontrar grupos
metilo en C-24, menos frecuente en el C-4.
 La cadena lateral presenta grupos alquilo (metilo, etilo, isopropilo,
propilo, etc.) principalmente en C-24.
 Algunos organismos poco evolucionados (invertebrados marinos,
orquídeas, etc.) presentan esteroles con modificaciones en la
cadena lateral (anillos ciclopropano, dobles enlaces alénicos,
metilaciones en C-26 y C-27, ausencia del C-25, etc.), y con
núcleos modificados.

8. METODOS DE ANALISIS
EXTRACCION
 El método más utilizado para la extracción de esteroles libres y
esterificados es el de Bligh y Dyer. El tejido vegetal seco y
molido se extrae a temperaturas menores de 40°C, con un
volumen suficiente de una mezcla Cloroformo:Metanol 2:1. Toda
esta mezcla se filtra y al filtrado obtenido se le hace partición
con un volumen adecuado de agua. La fase clorofórmica
contiene entonces todos los compuestos liposolubles tales como
esteroides, triglicéridos, otros terpenoides, ácidos grasos, etc.
 Cuando se sabe de antemano que la muestra contiene
glicósidos esteroides, y se desea estudiar sus respectivas
agliconas, entonces el material vegetal se extrae con alcohol o
con una mezcla alcohol:agua, y el extracto obtenido se hidroliza
con HCl 2M.
 Existe un procedimiento a escala industrial para la obtención del
colesterol de médula de bovinos. Así mismo se ha descrito un
proceso de obtención de los fitosteroles a partir de la "cachaza"
de la caña de azúcar.

9. METODOS DE SEPARACION Y PURIFICACION
 Para la separación y purificación de esteroles a partir de
extractos ipídicos, se emplean con buenos resultados la
Cromatografía en Columna y la Cromatografía en Capa Fina
(CCF), con sílica gel y eluentes como mezclas de n-hexano-
acetato de etilo, y mezclas de ellos. Una mezcla
recomendable es n-Hexano-Acetato de etilo 4:1. Existen
varias clases de reveladores incluido el de Liebermann-
Burchard, uno con cloruro de berberina y carbazol-ácido
sulfúrico. Sin embargo, no siempre estas técnicas en forma
aislada permiten la obtención de esteroles puros, sobretodo
en el caso de mezclas de esteroles, por lo cual deben
complementarse con otras técnicas de separación y
purificación más eficientes como son: La CCF Argéntica
(placas de sílica gel impregnadas con una solución de nitrato
de plata al 10% en acetonitrilo), la Cromatografía Líquida de
Alta Eficiencia (CLAE o HPLC en inglés) y la Cromatografía de
Gases (CG).
 En la CCF Argéntica, se impregna la sílica con soluciones
concentradas de Nitrato de Plata e agua:alcohol; y como
resultado los esteroles se separan sobre dicha sílica por
retención diferencial de acuerdo al número de enlaces dobles
C=C que contengan en su estructura (P.ej. el ergosterol con 3

10. METODOS DE IDENTIFICACION
ENSAYO DE LIEBERMANN-BURCHARD
 Los esteroles se pueden reconocer fácilmente en los análisis
fitoquímicos preliminares de muestras vegetales y animales
mediante el ensayo de Liebermann-Burchard. En este ensayo, a una
solución clorofórmica de la muestra que se analiza, se le agrega un
volumen igual de anhídrido acético y una gota de ácido sulfúrico
concentrado (98%). Si hay esteroles, se producen coloraciones
verdes, violetas, rojas o azules.
 Aunque no se conoce el mecanismo de esta prueba, es muy
utilizada. Algunos autores aseguran que la dan positiva solamente
los esteroles que tengan en su estructura grupos dieno conjugados
reales o potenciales (por ejemplo en los D5-3- hidroxiesteroides la
deshidratación genera un D3,5 dieno).
 Existen otras pruebas de coloración para el reconocimiento de
esteroides, pero son menos utilizadas debido al gran desarrollo de
las técnicas instrumentales.
 Para estas pruebas puede consultarse el libro de Domínguez.
 CORRELACIONES ENTRE ROTACION OPTICA Y ESTRUCTURA
 DIFRACTOMETRIA DE RAYOS-X
 ESPECTROSCOPIA ULTRAVIOLETA
 ESPECTROMETRIA DE MASAS DE IMPACTO ELECTRONICO
 ESPECTROMETRIA DE RESONANCIA MAGNETICA NUCLEAR

11. DEGRADACION MICROBIOLOGICA DE
ESTEROLES
 Aunque a los esteroles naturales no se les conocen actividades
biológicas específicas fuera de las funciones biológicas citadas
al principio, se ha reportado la acción antipirética en conejos
del 24-Etilcolesta-7,22-dien-3ß-ol (asterosterol) presente en el
ajenjo Artemisia absinthium, Compositae; y se han reportado
esteroles citotóxicos, especialmente esteroles oxigenados en la
cadena lateral como los siguientes aislados de un alga roja,
otros polihidroxiesteroides de corales blandos presentan acción
citotóxica. Menos estudiados son los esteroides diméricos y
oligoméricos, pero algunos son interesantes como las
cefalostatinas, ya que son altamente citotóxicas y por lo tanto
son agentes antitumorales potenciales.
 En el caso de esteroles con el núcleo D5,7-3-
hidroxiandrostadieno como el ergosterol, estos son convertidos
en vitamina D la cual desempeña un papel importante en el
metabolismo de minerales como el calcio y fósforo, y esta
puede ser convertida en otros análogos hidroxilados que son
activos contra la psoriasis y cáncer de tipo epitelial. Algunos
esteroles con grupos funcionales peróxido y epóxido, como
loas aislados del micelio del hongo Cordyceps sinensis,
presentan actividad antitumoral.

12.  Es interesante también anotar que el lanosterol
presente en la lana de ovejas puede ser
convertido en 14a-metilprogesterona.
 La conversión de la funcionalidad 5-en-3-ol tan
característica de esteroles con el núcleo tipo
colesterol, en la funcionalidad 5-en-3-ona puede
hacerse mediante la denominada reacción de
Oxidación de Oppenauer, o en algunos casos por
oxidación con KMnO4 y CuSO4 , obteniéndose
además esteroides bioactivos 6- hidroxilados.

13. SAPONINAS ESTEROIDES

14. DEFINICIÓN
 Las saponinas esteroides son glicósidos esteroides
con un núcleo espirostano que tienen la propiedad
de hemolizar los glóbulos rojos y forman espuma
abundante y estable al agitar sus soluciones cuosas.

15. BIOGENESIS
 La porción esteroide de las saponinas esteroides
(también denominada sapogenina o aglicona
esteroide) se origina por la ruta de la acetilCoenzima
vía ácido mevalónico y escualeno. Una vez formado
un precursor esteroide con 27 átomos de carbono
(p.ej. colesterol), este es deshidrogenado para
originar 3-colestanona. La colestanona es hidroxilada
en los carbonos 16, 22 y 27. Este intermedio
altamente hidroxilado en la cadena lateral puede
sufrir una deshidratación entre los hidroxilos 16 y 22,
lo que origina 3-furostanona; o puede sufrir además
otra deshidratación entre los idroxilos 22 y 27
restantes, lo que da lugar al anillo espirostano
propiamente dicho. La 3- espirostanona puede ser
reducida a 3-espirostanol, el cual puede sufrir
procesos enzimáticos de glicosilación para originar
las saponinas esteroides.

16. HIDROLISIS
 Como O-glicósidos, las saponinas esteroides se
hidrolizan fácilmente en medio ácido o
enzimáticamente. Ambos procesos liberan una o
varias unidades de carbohidratos ligados, y la
denominada SAPOGENINA ESTEROIDE. Las
saponinas y sapogeninas presentan propiedades
físicas, químicas y biológicas diferentes.
 Para la hidrólisis ácida a 20 mg de saponina se
adiciona HCl 2N metanólico. Se refluja al menos
durante una hora. Se neutraliza con NaHCO3 y
se extrae la sapogenina mediante partición con
cloroformo.

18. ENSAYOS DE
RECONOCIMIENTO
 Las saponinas esteroides se pueden reconocer
fácilmente en los análisis fitoquímicos preliminares
mediante los ensayos de la espuma, hemólisis de
glóbulos rojos, Liebermann-Burchard y ensayos para
carbohidratos.
Ensayo de la Espuma
 Al agitar una solución acuosa de una muestra que
sea o contenga saponinas, se forma una espuma
estable como la obtenida al agitar la solución acuosa
de un jabón. Puesto que existen otras sustancias que
pueden formar también espuma, se debe asumir este
ensayo como una prueba presuntiva de la presencia
de saponinas esteroides.

19. Ensayo de Hemólisis
 Este ensayo es más confiable que el de la espuma. A
una suspensión de glóbulos rojos en solución salina
diluida, se añade una solución de la muestra que se
presume que es o que contiene saponinas. Si los
glóbulos rojos se rompen (lisan o hemolizan), se asume
que la prueba es positiva. Este ensayo puede realizarse
en tubo de ensayo, en cajas de Petri con agar-sangre o
en cajas de Petri con gelatina-sangre. Cuando la
muestra contiene taninos, deben eliminarse antes de
realizar la prueba ya que la interfieren. Esto se logra por
tratamiento repetido de la muestra con óxido de
magnesio, el cual forma complejos insolubles con los
taninos, por lo cual es fácil eliminarlos por filtración.
 Este ensayo, junto con el de la espuma, cuando ambos
resultan positivos en una muestra vegetal (extracto,
fracción ó sustancia pura) permiten establecer que la
muestra es ó contiene saponinas. La sola prueba de
espuma positiva no es concluyente para determinar la
presencia de saponinas. Además hay sustancias que
interfieren estas dos pruebas como son los taninos. Si la

20. Ensayo de Liebermann-Burchard
 Por la porción esteroide que poseen las saponinas
esteroides, este ensayo puede confirmar su
presencia por ejemplo en muestras y extractos
vegetales, tal como se indicó anteriormente para los
esteroles, pero debe tenerse en cuenta que al igual
que en el caso de los esteroles y los esteroides en
general- solamente dan un resultado positivo los que
tengan grupos dienos conjugados reales o
potenciales. Sin embargo otras saponinas como las
triterpenoides también dan positiva la prueba.

21. Ensayos para carbohidratos
 La presencia de carbohidratos ligados puede
reconocerse fácilmente mediante ensayos como el
de Molisch, el de la Antrona, etc., o mediante
análisis por cromatografía en papel, utilizando
carbohidratos de referencia.

22. EXTRACCION Y AISLAMIENTO
 Las saponinas esteroides por su carácter glicosídico, son
insolubles en solventes apolares. Para obtenerlas de las
plantas o animales, el material seco y molido se
desengrasa previamente con un solvente apolar
(generalmente éter de petróleo o n-hexano).
 El marco se extrae con etanol, metanol, n-butanol, ó
mezclas de diferentes proporciones de estos alcoholes y
agua. El extracto acuoso (libre de alcohol) se liofiliza o se
concentra en rotavapor, y se hace pasar por resinas de
intercambio iónico a fin de eliminar sustancias iónicas. El
eluato acuoso se pasa luego a través de materiales
como el Sephadex LH-20 para separar las saponinas de
otras moléculas como péptidos y macromoléculas que
dificultan su purificación cromatográfica. Una vez
obtenidas las saponinas crudas, se pueden purificar por
cromatografía en columna o líquida de alta eficiencia. En
el caso de la cromatografía en columna, se puede utilizar

23.  Para el análisis por cromatografía en capa fina
pueden utilizarse condiciones como las reportadas
para el análisis de saponinas en frutas. Para el
análisis y fraccionamiento por HPLC pueden
utilizarse condiciones similares a las reportadas para
saponinas triterpenoides, gimsenósidos8 y
saponinas de la soya.
 La determinación de los carbohidratos ligados se
hace mediante la hidrólisis ácida.
 Los carbohidratos liberados se identifican por
cromatografía en papel frente a muestras auténticas
o por cromatografía de gases de derivados estables
(p. ej. trimetilsililéteres, metiléteres, etc.). Ciertos
derivados como los éteres TMS-(+)- butilglicósidos
permiten además identificar los isómeros D y L10.

24. DISTRIBUCION NATURAL
 Las saponinas esteroides se encuentran
principalmente en varias familias de la clase
monocotiledónea, como son: Liliaceae,
Dioscoreaceae y Amaryllidaceae (Agavaceae).
En las dicotiledóneas, se las ha encontrado en
las familias Solanaceae y Scrofulariaceae. En el
reino animal, las estrellas de mar constituyen el
único ejemplo de animales con saponinas
esteroides.

25. IMPORTANCIA FARMACEUTICA
DE SAPONINAS ESTEROIDES
 Aunque algunas saponinas esteroides han mostrado
diversas actividades biológicas (antimicrobiana,
citotóxica, antitumoral, citotóxica, molusquicida,
insecticida, antihelmíntica, expectorante, diurética,
cardiovascular, antiinflamatoria, anti-úlcera,
espermicida, analgésica, antipirética, sedante,
antifertilidad, antihepatotóxica, hemolítica,
antimicótica, etc.) fundamentalmente se han
constituido desde hace bastante tiempo, como
precursores únicos de muchos medicamentos
esteroides tales como hormonas sexuales,
corticoides, contraceptivos orales y diuréticos. La
producción industrial de estas sustancias requiere
una serie de procesos microbiológicos de
fermentación y una serie de conversiones químicas
relativamente complejas33 y en su gran mayoría
patentadas por los grandes laboratorios

26.  La producción de hormonas esteroides a partir de la
diosgenina obtenida de los rizomas de Dioscorea
sp, producción de medicamentos corticoides a partir de la
hecogenina acetilada, producción de hidrocortisona a partir
del estigmasterol presente en la semilla de soya ( Glycine max
o Glycine soja) o del haba de calabar (Physostigma
venenosum), producción de medicamentos esteroides a partir
de colesterol (obtenido de la lana de oveja, de la médula
espinal y cerebro de ganado vacuno) o sitosterol(obtenido de
la soya o del aceite se semilla de algodón), obtención de
medicamentos esteroides a partir del denominado "compuesto
s" que es el intermedio clave para varias clases de
medicamentos esteroides, cómo la progesterona puede ser
convertida por fermentación con hongos en varios productos
esteroides. La conversión de sapogeninas 3-hidroxiladas en
derivados 3-oxa-4-eno (una funcionalidad presente en
muchos esteroides bioactivos) se puede realizar a través de
microorganismos como Mycobacterium sp.
 En nuestro país existen varias especies de ñames silvestres
como Dioscorea coriacea, propia de los sitios altos, Dioscorea
polygonoides, Dioscorea santanderensis,
 El fique, el cual es usado por los campesinos para elaborar
canastas y productos artesanales, se obtiene de las hojas de

27. GRACIAS