Este documento proporciona información sobre técnicas de recolección y transporte de muestras de pacientes para análisis microbiológicos, incluyendo detalles sobre cómo tomar muestras de sangre, líquido cefalorraquídeo, vías respiratorias, orina y heces. También describe métodos de diagnóstico directo e indirecto y diferentes tipos de medios de cultivo utilizados en el laboratorio, como medios selectivos, diferenciales y especializados.

1. UNIVERSIDAD NACIONAL DE ASUNCIÓN
FACULTAD DE CIENCIAS MÉDICAS
DIAGNÓSTICO Y PROFILAXIS DE ENFERMEDADES
INFECCIOSAS
Cynthia Holt
Judith Honig
Micaela Ingolotti
Dra. Ana Cuevas
Integrantes
Cátedra de Microbiología

2. ● Datos del paciente.
● Frascos estériles, sin ninguna clase de fijador, transporte al
laboratorio lo más rápido posible.
● Pueden conservarse entre 4-8 ºC (no debe congelarse)
algunas horas.
● Cuidar la asepsia y evitar contaminaciones con MO de la
flora normal.
● Una vez obtenidas las muestras, deben realizarse
primeramente los cultivos en los distintos medios y
posteriormente los frotis en portaobjetos y una preparación
en fresco, para la observación directa de los MO.
Toma de muestra del paciente

3. Técnicas de recolección de especímenes para análisis
microbiológico
Sangre
● Desinfectar la piel (alcohol 70%, yodado 2%) 2 a 3 min.
● Extraer 2 a 3 muestras en 24 hs (mínimo 30 a 60 min).
● 0 a 20 ml en adultos, 5 a 10 ml en niños y 1 a 2 ml en RN.
● Indicado en cuadros agudos, presumiblemente con sepsis:
endocarditis, tromboflebitis infecciosas, infecciones provocadas
por catéter, shock séptico, cuadros tíficos y cuadros
septicémicos intermitentes.
● Relación sangre/cultivo superior a 1/15 para evitar acción
bacteriostática del suero.
● Las muestras deben ser revisadas un min de 7 días hasta 3
semanas.

4. LCR
● Punción raquídea.
● 37 ºC para el estudio microbiológico y 4 ºC para las determinaciones
citoquimicas.
● Dos muestras de 5 ml en adultos y sembrar como máx 1 h después.
● Centrifugación de la muestra y sembrar el sedimento, hacer examen
en fresco con tinta china, Gram y Ziehl-Neelsen y pruebas para
detectar antígenos bacterianos de Neisseria meningitidis,
Haemophilus influenzae, Streptococcus pneumoniae y Streptococcus
del grupo B.
Líquidos de punción
● Punzar con jeringa para obtener así el espécimen.
● Extraer la mayor cantidad de líquido posible.
● Cuidar de no inyectar burbujas de aire en los viales que podrían
dificultar el crecimiento de anaerobios.
● Ascitico, pleural, sinovial, pericárdico, ganglionar y de abscesos.

5. Vías respiratorias altas
● Hisopos o torundas de dacrón (fosas nasales, faringe o
amígdalas).
● Seudomembranas (Corynebacterium dipteriae), deberá
obtenerse una porción de las mismas.
● Secreciones desprendibles blanquecinas (candidiasis) o
grisáceas (cocos Gram positivos) deben ser extraídas con
minuciosidad y más de una muestra.
● Evitar contaminación del hisopo con saliva del paciente.
● Sinusitis, extracción del material debe ser hecha únicamente
por punción del seno afectado.
● Sembrar placas de Petri con agar-sangre, para evitar la
destrucción de bacterias exigentes.

6. Vías respiratorias bajas
● Las muestras de esputo deben ser tomadas por el mismo paciente.
● Evitar la contaminación con saliva.
● Esputos muy líquidos o espumosos que muestren solamente células
epiteliales no son adecuados para exámenes microbiológicos.
Oído
● En la mayoría de las otitis media, no es recomendable efectuar la
punción de la membrana del tímpano.
● Solo cuando el tratamiento antimicrobiano no haya dado resultados
satisfactorios.
● Otitis externa, el hisopado del conducto auditivo externo permite
obtener fácilmente el material que se necesita.
● Además de la búsqueda de bacterias, debe hacerse una
investigación micológica para detectar aspergilosis y candidiasis.

7. Ojo y conjuntiva ocular
● Conjuntivitis, mediante hisopos o torundas de los fondos de saco
conjuntivales.
● Queratitis, raspado suave con bisturí oftalmológico.
● Infección intraocular, obtener humor vítreo o acuoso para su estudio.
Orina
● Micción directa, sondas vesicales o por punción supra púbica.
● Retención de por lo menos 4 h de la orina en la vejiga.
● Se desecha el primer chorro, recolectando el segundo.
● Para evitar la contaminación con MO de la flora normal de la piel y
vagina, el varón debe retraerse el prepucio y la mujer debe separar
los labios mayores de la vulva, antes de orinar.
● El cateterismo uretral si bien ofrece mayor certeza en los cultivos,
tiene riesgo de introducir una infección urinaria al paciente cuando
se pone la sonda.
● La punción suprapúbica puede usarse en niños o en enfermos con
lesión medular que carecen de reflejo voluntario de la micción.

8. Heces
Recolección de heces frescas
● Se utilizan muestras fecales recientes, emitidas en forma
espontánea.
● 5 a 10 g.
● Se depositan en frascos estériles de boca ancha.
● La muestra debe ser sembrada lo antes posible, para evitar
que MO lábiles como Shigella se deterioren.
● Evitar que la muestra se mezcle con orina.
● En caso de estreñimiento es conveniente usar laxantes
suaves como el sulfato de sodio en pequeñas dosis de 5 a 10
gramos. No deben usarse purgantes aceitosos.
● En caso de dificultad de obtención de la muestra, puede
tomarse una muestra rectal con hisopo, debiendo hacerse
las siembras antes de 1h de la toma del material.

9. Recolección de heces preservadas con líquido fijador
● Detección de parásitos intestinales.
● Su distribución no es uniforme en las heces, se recomienda tomar 4-5
muestras en días alternos, colocando una pequeña porción cada día en
el liquido conservante.
● Conservador: Formaldehído 5% en agua.
● Agregado: NaCl 0,9% mejora la conservación de los elementos
microbianos.
● Frascos de recolección 50 ml de líquido conservador y agregarle 5 a 10
gr de materia fecal.
● Otros conservadores: MIF (mertiolate rojo – yodo – formalina), PAF (fenol
– alcohol – formalina) o el fijador de Shaudim.

10. Relación médico-laboratorio
A partir del momento en que el médico solicita un examen de laboratorio a
un paciente, comienzan una serie de eventos que impactan en el resultado
final con el cual el paciente regresa a la consulta:
● Elección del laboratorio de análisis clínicos: con esta elección queda
determinado el método analítico que será utilizado para realizar el
análisis. Este método queda definido por parámetros de desempeño
como pueden ser precisión y desvío del mismo.
● Elección del momento en que se efectuará el examen: es sabido que
cada analito presenta una variación normal de su concentración que
define una condición homeostática particular, aún dentro del rango de
valores normales tomados como referencia. Por este motivo, el resultado
final se verá afectado por la variación biológica intraindividual.
● Recolección, preparación y conservación de la muestra.

11. ● Proceso analítico propiamente dicho: variación entre lotes
de reactivos.
Estabilidad de: materiales, aparatos de procesamiento,
equipos de lectura.
Variaciones del instrumental accesorio.
Errores casuales de calibración y de la respuesta de la
muestra.
Criterios de cálculo del software utilizado.
● Informe final: actualmente se informa el resultado aleatorio
obtenido junto con un rango de referencia para su
interpretación clínica.

12. Métodos de
diagnóstico directo
1. Macroscópicos (vermes adultos y
artrópodos)
1. Microscópicos (con ayuda del
microscopio)
1. Cultivos (para aumentar el número de
MO cuando sean escasos)
1. Inoculaciones
1. Estudios histopatológicos
1. Xenodiagnóstico (diagnóstico
para la enfermedad de Chagas)

13. El xenodiagnóstico es un procedimiento
que utiliza al propio vector para que en su
interior se produzca la multiplicación.
Consiste en utilizar unos 40 redúvidos
repartidos en dos frascos cubiertos por
una malla de tela que se ponen en
contacto con el antebrazo o piernas del
paciente durante 30 minutos, tiempo
suficiente para que se produzca la ingesta
de sangre por los triatominos.
Posteriormente se mantiene en el
laboratorio durante 30, 60 y 90 días, y se
analizan las heces u orina de los insectos
en busca de las formas de tripanosomas
en movimiento.

14. Métodos de
diagnóstico indirecto
1. Inespecíficos (análisis clínicos
generales, p. ej., el hemograma y la
eritrosedimentación)
1. Específicos (estudio de las
reacciones celulares y humorales
inmunológicas específicas, p. ej.,
pruebas inmunoalérgicas o reacciones
intradérmicas y pruebas serológicas)

15. 1. Todos los trabajadores sanitarios deben usar de forma
rutinaria elementos barrera cuando es posible anticipar el
contacto de la piel y las membranas mucosas con sangre o
fluidos biológicos de cualquier paciente.
2. Los guantes se deben llevar siempre que se vaya a tocar
sangre u otros fluidos biológicos o superficies contaminadas
por estos, mucosas o piel no intacta de cualquier paciente;
además de cualquier otra práctica asistencial sanitaria.
3. Las mascarillas y gafas deben usarse durante los cuidados
en los que es probable que se generen gotas de sangre y/o
fluidos biológicos para prevenir la exposición de nuestras
mucosas.
Principios de profilaxis general
relacionados con la asistencia sanitaria

16. 1. Se deben vestir batas o delantales durante los
procedimientos en los que es posible que se produzcan
salpicaduras de sangre o de otros fluidos biológicos;
cambiarse la bata manchada tan rápidamente como sea
posible y lavarse las manos para evitar la transferencia de
MO a otros pacientes o al entorno.
2. Las manos y otras superficies de la piel se deben lavar
inmediatamente si se han ensuciado con sangre y/o
fluidos biológicos, con agua y jabón (además se pueden
utilizar soluciones hidroalcohólicas).
Para remover suciedad
y MO transitorios
Para remover o destruir
MO transitorios
Antes de cada
procedimiento quirúrgico

17. Cultivo in vitro
Requiere 12-24 hs para que las colonias de los microorganismos se
vuelvan visibles a simple vista
Las colonias de las distintas especies tienen características particulares
que ayudan a diferenciarlas
Son utilizados principalmente para el diagnóstico de bacterias y
hongos, y para algunos protozoarios

18. Tipos de medios de cultivo
Medios no selectivos enriquecidos
Medios selectivos
Medios diferenciales
Medios especializados

19. Medios de cultivo no selectivos enriquecidos
Están diseñados para permitir el crecimiento de la mayoría de los gérmenes
que no necesitan unas condiciones exigentes
Agar sangre Medio basal (soja tripticasa, infusión de
cerebro-corazón, base de Brusella) + Sangre
(de oveja, caballo, conejo) + Suplementos
Recuperación de bacterias y
hongos
Agar chocolate Medio basal (soja tripticasa, infusión de
cerebro-corazón, base de Brusella)
calentado + Sangre o Hemoglobina
Recuperación de bacterias,
incluidas Haemophilus y Neisseria
gonorrhoeae
Agar Mueller-Hinton Extracto de ternera + Caseína + Sales +
Cationes divalentes + Almidón soluble
Medio para estudio de la
susceptibilidad bacteriana
Caldo Tioglicolato Caseína + Glucosa + Extracto de de levadura
+ Cisteína + Tioglicolato sódico
Caldo enriquecido para las
bacterias anaerobias
Agar Dextrosa de
Sabouraud
Caseína y tejidos animal digeridos + glucosa Recuperación de hongos

20. Agar sangre con tres especies de Streptococcus
spp. S. mitis (α-hemolysis ); S. pyogenes (β-
hemolysis); S. salivarius (γ-hemolysis = no-
hemolitico),
Brucella sp en agar Chocolate Hongo Sporothrix schenckii en agar
Sabouraud.
Caldo tioglicolato. 1. Aerobios estrictos 2.
Anaerobios estrictos 3. Aerobios facultativos 4.
Microaerófilos 5. Aerotolerantes.
Placa de Müeller-Hinton con parches con
antibióticos.

21. Medios de cultivo selectivos y diferenciales
Los medios de cultivo selectivos se diseñan para poder recuperar gérmenes específicos que pueden estar
presentes en una mezcla de otros gérmenes. Estos medios se hacen diferenciales añadiendo ingredientes
específicos que permiten la identificación del germen en una mezcla
Agar McConkey Peptonas digeridas + Sales biliares + Lactosa + Rojo neutro +
Cristal violeta
Selectivo para las bacterias gramnegativas;
diferencial para las que fermentan la lactosa.
Agar sal manitol Extractos de caseína + Tejidos animales digeridos + Extracto de
ternera + Manitol + Sales + Rojo fenol
Selectivo para los estafilococos; diferencial para
Staphylococcus aureus.
Agar xilosa-lisina-
desoxicolato (XLD)
Extracto de levaduras + Xilosa + Lisina + Lactosa + Sacarosa +
Desoxicolato sódico + Tiosulfato sódico + Citrato amónico
férrico + Rojo fenol
Agar diferencial selectivo para Salmonella y Shigella
en cultivos entéricos.
Medio de Lowenstein-
Jensen (LJ)
Glicerol + Harina de patata + Sales + Huevos coagulados +
Verde malaquita
Selectivo para micobacterias.
Agar Middlebrook Sales + Vitaminas + Ácido oleico + Albúmina + Catalasa +
Glicerol + Glucosa
Selectivo para micobacterias.
CHROMagar Para el género Candida → Cloranfenicol + Sustratos
cromogénicos especiales
Selectivo, diferencial para bacterias seleccionadas y
levaduras.
Agar con inhibidor de
hongos filamentosos
Cloranfenicol Selectivo para hongos filamentosos.

22. Agar McConkey con colonias fermentadoras y no
fermentadoras de lactosa.

24. Medios de cultivo especializados
Sirven para detectar gérmenes específicos, que pueden ser exigentes o que
se presentan mezclados con muchos otros.
Agar extracto de levadura con carbón
vegetal tamponado (BCYE)
Recuperación de Legionella y Nocardia
Agar cistina-telurito Recuperación de Corynebacterium diphtheriae
Caldo de cultivo Lim Recuperación de Streptococcus agalactiae
Agar sorbitol de MacConkey Recuperación de Escherichia coli 0157
Agar Regan Lowe Recuperación de Bordetella pertussis
Agar sacarosa, sales biliares, tiosulfato y
citrato (TCBS)
Recuperación del género Vibrio

25. Agar Regan Lowe con colonias de Bordetella spp. Agar TCBS con colonias amarillas de V. cholerae.

26. Cultivo celular
Algunas bacterias y todos los virus son gérmenes
intracelulares, de forma que solo pueden cultivarse en
células vivas.
En 1949 John Franklin Enders describió una técnica para
cultivar células de mamífero y aislar el virus de la
poliomielitis.
La entrada a las células se suele regular por la
existencia de receptores específicos, de forma que se
emplear la capacidad diferencial de infectar líneas
celulares específicas para predecir la identidad de una
bacteria o virus.

28. Bibliografía
1. Arquímedes Canese. Manual de MICROBIOLOGÍA y PARASITOLOGÍA MÉDICA.
7ma Edición. 2004. 112–120 p.
2. https://www.seqc.es/download/tema/7/3322/64814485/1217704/cms/tema
-7-diagnostico-de-laboratorio-de-la-enfermedad-de-chagas.pdf/
3. https://www.epitelios.mx/estudios-histopatologicos/
4. https://www.who.int/gpsc/5may/tools/ES_PSP_GPSC1_Higiene-de-las-
Manos_Brochure_June-2012.pdf
5. Marcal A. Medios de Cultivo – Microbiología para humanos [Internet].
Microbiología para humanos. 2019 [cited 2022 Mar 7]. Available from:
https://microbiologiaparahumanos.wordpress.com/medios-de-cultivo/
6. Fernández G, Olmos A, García C, Sáez J, Valdezat S. Preparación de Medios
de Cultivo-Medios De Cultivo. Enfermedades Infecciosas y Microbiología
Clínica. 2011;29(8):2–6.