Este documento describe los procedimientos correctos para la toma y transporte de muestras para hemocultivos, urocultivos y cultivos de piel y tejidos blandos. Explica que la calidad de la muestra es fundamental para obtener resultados precisos en el laboratorio de microbiología y proporcionar un diagnóstico clínico útil.

1. La toma de muestra y transporte
constituyen factores fundamentales para
la calidad y confiabilidad de los resultados
en el laboratorio de Microbiología.
Si el laboratorio no recibe una muestra
apropiada no puede proporcionar un
informe de utilidad clínica, lo cual
generaría confusión y un diagnóstico
clínico equívoco.

2. HEMOCULTIVOS
Se obtiene de pacientes en estado febril y
antes de iniciar el tratamiento
antimicrobiano.
En casos de fracaso terapéutico en los
cuales no se ha corroborado el tratamiento
con antimicrobianos este debe suspenderse
por 72 horas bajo supervisión médica.
Material
1. Frascos para hemocultivos
2. Torniquete
3. Agujas y jeringas de punción
4. Gasa estériles
5. Guantes estériles
6. Alcohol etílico o isopropílico
al 70%
7. Yodo povidona al 10%
Procedimiento
Lavarse las manos con agua y jabón.
Colocar torniquete y hacer campo estéril.
Palpar la vena a puncionar.
Realizar antisepsia con alcohol 70% en
una zona de piel de 10 cm. Si comenzará por
el centro y se irán haciendo círculos
concéntricos hacia el exterior.
 Repetir el procedimiento utilizando yodo
povidona al 10%
Dejar actuar 1-2 min. Hasta que se seque.
Mientras actúa el iodóforo, desinfectar con
alcohol al 70% el tapón del frasco para
hemocultivo.
Colocarse los guantes estériles.
Extraer la muestra sin tocar el campo
desinfectado. Si fuera necesario palpar la
vena nuevamente , debe hacerse cambio de
guantes.
Inyectar directamente la sangre en el
frasco.
Mover la sangra para realizar una mezcla
del medio con la sangre.

3. •Extraer la sangre de manera que obtengamos una relación 1/10.
•En adultos 4-5-7 en frascos de 40-50-70 respectivamente.
•E niños 2-2.5 ml de sangre en frascos de 20-25 ml
respectivamente.
•En neonatos 1ml en frascos de 9ml.
•La perdida de relación entre volumen de sangre y el caldo del
cultivo puede hacer que , en caso de sangre sea mayor, la
muestra se coagule y en caso que sea menor , que el SPS y
factores líticos de la misma sangre destruyan las bacterias.
Volumen
•En caso de fiebre tifoidea o salmonelosis invasivas , los índices
de aislamiento son óptimos en la primera y segunda semana.
•Si se trata de endocarditis bacteriana , la toma de tres muestras
separadas el primer día de ingreso detecta el 90% de los agentes
infecciosos.
Número de
muestra
•Deben enviarse al laboratorio de manera inmediata una vez
finalizada la serie. Mientras, mantener a temperatura ambiente.
•NUNCA debe refrigerarse ni congelarse.
Transporte

4. Observaciones
Cuando no hayan venas accesibles puede realizarse de las
arterias la toma de muestra. No son adecuadas las muestras
extraídas a través de catéteres .
En caso de sospecha de determinados microorganismos (
Brucella spp, Leptospira , Micobacterias , Hongos,etc.), ponerse en
contacto con el departamento de Microbiología del CNDR.
En el caso de que el paciente este recibiendo antibióticos
realizar la toma previo a la administración de la dosis del
antimicrobiano.
Si se evita conversar durante la toma de muestra no es necesario
utilizar mascarilla.
En sala de inmunodeprimidos es recomendable el uso de gorro y
mascarilla.

5. Urocultivos
Material
Jabón neutro
Frasco estéril de boca ancha con tapa de
rosca hermética.
Bolsas recolectoras estériles, en caso que
sean niños que no controlan esfínteres.
•Lavar los genitales externos con abundante agua y jabón.
•Secar con toalla limpia de adelante hacia atrás.
•Separar los labios mayores de los menores, y los mantendrá separados en
todo momento hasta que haya obtenido la muestra.
•Tomar la muestra de orina a “medio chorro” , indicar al paciente que orine
aproximadamente la mitad de lo que calcule tener en su vejiga.
•Detener la micción.
•Obtener entre 50-100 ml en un frasco estéril.
•Cerrar el frasco herméticamente.
•Refrigerar las muestra a 4-8 °C hasta el momento de realizar el cultivo.
Técnica
para
mujeres
•Lavar las manos con agua y jabón.
• Retraer completamente el prepucio , que se mantendrá así en todo
momento hasta que se haya obtenido la muestra.
•Limpiar el glande con jabón neutro.
•Eliminar los restos de jabón con agua. Secar con toalla limpia.
•Tomar la muestra de orina a “medio chorro” , indicar al paciente que
orine aproximadamente la mitad de lo que calcule tener en su vejiga.
•Detener la micción.
•Obtener entre 50-100 ml en un frasco estéril.
•Cerrar el frasco herméticamente.
Técnica
para
hombres

6. Pacientes que no
controlan esfínteres.
Material
Gasas
Alcohol etílico o isoproplico al 70%
Yodo povidona al 10%
Jeringas estériles de 10 ml
Bolsas recolectoras estériles
Sondas
Frasco estéril de boca ancha con
tapa de rosca hermética.
Niños que no controlan esfínter
Si es un recién nacido , además de las
instrucciones anteriores, la muestra se
recogerá en bolsa estéril colectora de orina.
Pacientes con sonda vesical
permanente.
Realizar la toma de muestra inmediatamente
luego del recambio de sonda.se recoge
directamente la orina que fluye por el extremo
distal de la sonda en un frasco estéril.
Cateterismo uretral
Se desinfecta la zona perineal , se introduce
la sonda por la uretra y se recoge la porción
media del chorro de orina que sale por la
sonda.
Punción suprapúbica
Se toma en casos especiales,
como neonatos graves,
pacientes cuyo urocultivos
previos presenten resultados
conflictivos.
Volumen: 5-10 ml.
Transporte: La orina debe
llegar al laboratorio en un plazo
de una hora.

7. Piel y tejidos blandos
Lesiones abiertas: se debe remover la flora y
detritus superficiales antes de recolectar la muestra
con aguja y jeringa por punción de los márgenes de
la lesión.
Lesiones secas o costrosas: Los cultivos no están
recomendados salvo que presente exudado.
Abscesos cerrados superficiales: El médico debe
drenar el absceso y eliminar el pus. El pus no es un
material adecuado para el cultivo por contener
células vegetativas, bacterias muertas o
predominantemente semidestruida. La recolección
se realizará con aguja y jeringa de la pared del
mismo, previa antisepsia de la piel.

8. Número de muestras/volumen: Para muestras líquidas
se intentará obtener 5-10 ml . En el resto de ocasiones
se enviará la cantidad posible.
Transporte/conservación: el envío al laboratorio debe
ser inmediato. Se utilizará para el envío tubos estériles
con tapa de rosca.
La jeringa de la extracción será evacuada en el
recipiente que se hará el envío. La practica de colocar
un tapón de goma en la aguja (usando la jeringa como
recipiente de transporte) debe desecharse por el riesgo
para el personal de sufrir un pinchazo con una aguja
contaminada con líquidos orgánicos. No olvidar
identificar loa muestra adecuadamente y si no se puede
procesar antes de 2 horas usar medio de transporte.
Las muestras recibidas en hisopos son de escasa
rentabilidad.

9. Abscesos cerrados
Material
Suero fisiológico
Guantes estériles
Mascarillas
Jeringas y agujas IM estériles
Recipientes estériles con
tapa de rosca
Hisopos con medio de
transporte tipo Stuart-Amies
Gasa estériles
Alcohol etílico o isopropílico
al 70%
Yodo povidona al 10%
Quemaduras
Se realiza un punch de 3 ó 4
mm para realizar cultivos
cuantitativos. Se
transportan en tubos con
tapa de rosca estériles.
Herida Quirúrgica
La toma de muestra se realizará
con técnica aséptica luego de la
limpieza de la zona con suero
fisiológico para eliminar la
contaminación superficial. Se
realizará por punción y se colocará
en un recipiente estéril .
Si la muestra es obtenida con
hisopo realizar primero la limpieza
de la zona y luego embeber en el
pus en el mismo.