2. AUTOMATIZACION
Mecanizar todo o la mayoría de los
pasos manuales en un proceso o en
todo el procedimiento
“Es una solución que combina varios procesos en un solo
sistema eficiente que elimina el riesgo de error asociado a la
operatividad humana. Las tareas intensivas en trabajo :
etiquetado, manejo, preparación y almacenamiento de las
muestras, que se realizan utilizando numeroso personal, cada
uno de los cuales pueden introducir errores u otros
problemas, pueden ser fácilmente automatizables” 1
1 JAMES,David “Selecting appropiate automation for the lab” IDVT Sep. 2007
3. PROCESO
Es un conjunto de actividades
que utiliza recursos para
transformar elementos de
entrada en bienes o servicios
capaces de satisfacer las
expectativas de distintas partes
interesadas: clientes externos,
clientes internos, accionistas,
comunidad, etcétera.
4. PROCESO
PRINCIPALES RECURSOS
MANO DE OBRA: Protagonista de todo
proceso, por lo tanto sus actividades y
aptitudes influyen directamente en los
resultados o salidas del proceso.
MÉTODOS: Políticas, procedimientos,
normas e instrucciones que se emplean para
ejecutar un determinado trabajo.
MAQUINARIA O EQUIPO: Viene a ser el
elemento que complementa el esfuerzo del
personal en la agregación de valor. Su
adecuada calibración, correcto
mantenimiento y oportuno reemplazo
definirán apropiados niveles de precisión y
exactitud.
5. PROCESO
PRINCIPALES RECURSOS
MATERIALES O SUMINISTROS:
Entradas que serán
transformadas por un proceso
(materiales, partes en proceso y
la información).
MEDIO AMBIENTE: Condiciones
en las cuales se desarrolla un
trabajo: espacio, ventilación,
seguridad, iluminación, etcétera.
MEDIOS DE CONTROL:
Instrumentos o recursos utilizados
para evaluar el cumplimiento de
los requisitos establecidos.
7. DIVISIONES DEL PROCESO
DE ANALISIS
TOMA DE
MUESTRA
TRANSPORTE
DE LA
MUESTRA
RECEPCION
POR EL
LABORATORIO
MUESTRA PARA
ANALISIS
MUESTRA PARA
ALMACENAMIENTO
ANALISIS
CONTROL DE
CALIDAD
EMISION
DE RESULTADOS
EVALUACION DE
LOS RESULTADOS
MANTENIMIENTO
Y/O REPARACION
DEL ANALIZADOR
ORDEN DE
ANALISIS
PREPARACION
DE LA
MUESTRA
FASE
PREANALITICA
FASE
ANALITICA
FASE
POSTANALITICA
8. CRITERIOS PARA EVALUAR LA
AUTOMATIZACIÓN
Complejidad del nivel hospitalario
Volumen de trabajo ( Rutina y Especiales )
Visión de futuro ( Perspectivas )
Infraestructura
Recursos Económicos
Soporte Técnico Garantizado
9. ¿PORQUÉ AUTOMATIZAR?
Reducir costos operativos
Obtener mayor eficiencia
Aumentar la productividad
Competir en un ambiente globalizado
Sobrevivir en el mercado
10. ¿QUÉ BUSCAN LOS
LABORATORIOS HOY?
Mejor productividad y mejor calidad
Flujo de muestras mas rápido y eficiente
Reducción de costos
11. AUTOMATIZACIÓN
VENTAJAS
Incremento del número de pruebas realizado por
una persona en un período de tiempo
Minimiza las variaciones en los resultados
Minimiza errores de la parte manual (e.g.
pipeteo)
Usa menos muestra y reactivo por cada prueba
17. DISCRIMINACION DE PULSOS
a = Ruido Eléctrico
b = Discriminador bajo
c = Separación de
células grandes y
pequeñas
a
b
c
Señal células grandes
Señal células
pequeñas
18. 60 70 80 90 100 110 120 fl
Pilas: Células son
agrupadas con similar tamaño
de pulso.
La Pila con el mayor número
de células es el 100% de altura
relativa.
Eje X = tamaño celular
Eje Y= número de células
HISTOGRAMAS
20. DISPERSIÓN ÓPTICA
Desvía la luz
•Cel. en solución corren a través de una
celda de cuarzo
•Enfoque hidrodinámico (líquido
envolvente, “flujo laminar”)
•Enfoque del láser
•Análisis por computadora de los grupos
(citogramas)
31. HISTOGRAMA WBC
Discriminadores
posicionados en el
pico y valle para
separar las células
Células clasificadas
como: Neutrofilos,
Linfocitos y Mixtas
(M, E y B)
Alturarelativa
LD T1 T2 UD
Células mixtas
(Monos, Eos y
Basos)
Células grandes
(neutrófilos)
Células pequeñas
(linfocitos)
32. MEDICIÓN DE LA HEMOGLOBINA
• RBC son lisados (amonio cuaternario, ferricianuro, etc.), permite la
liberación de Hb CianMetHb
• Una parte de la dilución de los WBC pasa a una cubeta
espectrofotométrica para la medición a 540 nm
• Existen otros métodos libres de cianuro, donde ocurre lísis de los
RBCs seguido de la formación de un complejo imidazol-hemoglobina
que posee un pico de absorción a 540 nm.
Fuente luminosa LED
C. de
medición
Filtro
Foto-detector
33. • Aglutininas frías:
• Bajos contajes de RBC y altos MCV pueden ser causados
por las aglutininas de los hematíes. Si están presentes,
también el hematocrito y los MCHCs pueden ser también
incorrectos.
• Pueden presentarse en la mononucleosis infecciosas y en las
infecciones por mycoplasma (neumonía).
• Si se observan RBC aglutinados en el frotis de sangre
periféricas, calentar la muestra a 37°C, mezclarla y analizarla
mientras esté caliente.
FUENTES DE ERROR
34. • RBC fragmentados o microcíticos:
• Pueden causar conteos bajos de RBC y pueden dar
un aviso en el conteo de las plaquetas puesto que se
vuelven muy cercanas al tamaño de las plaquetas y
pueden originar un histograma plaquetario anormal.
35. • Acúmulo de plaquetas y satelitosis:
• Esto causa un conteo falsamente disminuido de las
plaquetas y se puede confirmar revisando el frotis.
Siempre tratar de examinar el borde del frotis cuand
se tienen contajes bajos de plaquetas.
36. • Plaquetas gigantes:
• Se aproximan al tamaño de un hematíe.
Pueden causar que la cola derecha del
histograma permanezca elevada y pueda
verse a la izquierda del histograma de los
RBC.
37. RBC Nucleados:
Estos pueden interferir con los WBC en
algunos instrumentos y ser contados como
leucocitos(linfocitos)
38. • Cualquier elemento que pueda causar turbidez
e interferir con el método espectrofotométrico.
• Como ejemplos: Alto contaje de WBC, lipemia y
hemoglobinas resistentes a la lisis (Hb S y C)
FUENTES DE ERROR EN LA MEDICIÓN DE
LA HEMOGLOBINA
39. • HISTOGRAMA RBC
– Histograma normal de 36- 360 fl
– (24- 36 fl ) Aviso puede deberse:
1- RBC fragmentos
2- WBC fragmentos
3- Plaquetas gigantes
4- Microcitos
– Desviación a la derecha:
- Leucemia
- Anemia Macrocítica
- A. Megaloblastica
– Desviación a la izquierda:
- Anemia microcítica
– Bimodal
- Aglutininas frías
- Anemia Megaloblástica con transfusión.
- A. Sideroblástica.
– Trimodal
- Anemia con transfusión.
50. MANTENIMIENTO
• Limpieza diaria
• Conteo del lecturas de fondo
• Chequeos electrónicos
• Comparar los modos abierto y cerrado
(usando muestra normal)
• Correr controles (dentro de lo límites
especificados)
51. ASEGURAR FUNCIONAMIENTO
ADECUADO
1. Chequear los contenedores de reactivo:
Verificar cantidad suficiente
Verificar fecha de vencimiento
No deben visualizarse precipitados, ni
turbidez ni mostrar un color inusual
Conecciones adecuadas entre el
instrumento y los contendedores
52. 2. Chequear contenedor de desecho:
Capacidad suficiente
Conecciones adecuadas
3. Realizar inicio diario
4. Verificar que exista una aceptable:
Reproducibilidad
Arrastre
Resultados de control
ASEGURAR FUNCIONAMIENTO
ADECUADO
55. FASES DE LA HEMOSTASIA
• Hemostasia primaria
formación de un trombo plaquetario
• Coagulación o hemostasia secundaria
formación de un trombo de fibrina
• Fibrinólisis
rotura del coagulo de fibrina
56. Factores procoagulantes Factores anticoagulantesFXI
I
FXIIa FXI
FXIa
FIX
FIXa
FIXa
FXa
FVIIIa
FX
FVa
FII TROMBINA
Fibrinógeno Fibrina
FT
FVIIa
AT
PCa
PS
TFPI
Si hay déficit, HEMORRAGIA Si hay déficit, TROMBOSIS
CASCADA DE LA COAGULACIÓN
57. OBTENCIÓN DE LA MUESTRA
Plasma con anticoagulante citrato trisódico
Na3C6H5O7 . 2H20 al 0.109 mol/L (3.2%)
Sangre venosa recolectada en un tubo
con citrato de sodio a una proporción de 1:10
( 1 parte de citrato y 9 partes de sangre).
Tiempo de compresión no mayor a 60 seg. Un
tiempo mayor puede elevar los valores de
fibrinógeno.
58. ALMACENAMIENTO DE LAS
MUESTRAS
Las muestras deben mantenerse a temperatura
ambiente (18 – 25°C). El almacenamiento en hielo
o en la nevera puede provocar la activación de los
factores VII y XII.
Estabilidad de las muestras (18 – 25°C) :
TP : 8 horas
APTT : 4 horas (terapia con heparina 2 horas)
Factores : 4 a 8 horas
59. CONGELAMIENTO DE LAS
MUESTRAS
Los plasmas libres de plaquetas se pueden
alicuotar y congelar.
El congelamiento se debe realizar tan pronto
como sea posible, de preferencia a –80°C;
es suficiente a –20°C si es por un período
corto ( 6 meses PT y APTT; 3 meses TT y
Factores).
Las muestras se deben descongelar a 37° C
por 15 minutos y sólo una vez.
60. PRUEBAS DE LABORATORIO
RUTINA
PT
APTT
T. TROMBINA
FIBRINÓGENO
ESPECIALES
FACTORES
TROMBOSIS
LA – AC. ANTICARDIOLIPINA
PROTEÍNA C
PROTEÍNA S
APC – R
ANTITROMBINA
FIBRINÓLISIS
DÍMERO D
PLASMINÓGENO
TPA (Activ.Plasm.Tisular)
PAI – 1 (Inhib.Act. Plasm.)
67. La detección está basada en el incremento de la viscosidad del
plasma analizado.
El incremento de la viscosidad es medido a través del movimiento
de la billa de metal
68. Cuando se añade el reactivo,
inmediatamente se inicia la detección.
69. El cronómetro inicia la medición cuando la
billa inicia la oscilación de derecha a izquierda.
70. Cuando el coágulo aparece, la viscosidad se incrementa
y la amplitud disminuye.
71. MÉTODO
Coagulométrico: formación de fibrina
Fibrinógeno ----------------> Fibrina
Tiempo de Coagulación : Tiempo empleado
para detectar la formación de fibrina.
TROMBINA
turbidimetría
72. ANÁLISIS CENTRÍFUGO
Pipeteo automático de
muestra + reactivo.
Mezcla por centrifugación
Nefelometría hasta 1200
lecturas por cada
determinación (ej. TP)
76. MÉTODO
• Inmunológico: incremento de la turbidez
Plasma + reactivo de látex--> aglutinación
Reacción del antígeno presente en el plasma
con anticuerpo (unido a las partículas de
látex) específico al analito a estudiar.
turbidimetría
78. Partículas de Latex con
anticuerpo sensible al
Dímero-D
Las partículas de látex se aglutinan, la
suspensión tiene mas absorbancia
INMUNOTURBIDIMETRIA
INMUNOENSAYO TURBIDIMÉTRICO
86. Fluídrica
• Botella de 1 L de solución de
lavado/referencia con sensor nivel y
medición de líquido en tiempo real.
• 2 dilutores de pistón para dispensado
y aspiración de muestras/reactivos.