Este documento describe los tres mecanismos de transferencia genética en bacterias: conjugación, transformación y transducción. La conjugación involucra la transferencia de ADN de una bacteria donante a una receptora a través de contacto directo. La transformación ocurre cuando una bacteria adquiere ADN libre del medio ambiente. La transducción implica la transferencia de ADN mediada por bacteriófagos. El documento también explica conceptos clave como el factor de fertilidad F, cepas Hfr, y los factores F'.

1. TEMA 11: TRANSFERENCIA DE GENES EN BACTERIAS
OBJETIVOS: Conocer cuáles son los mecanismos de transferencia génica en bacterias, cómo
se produce la recombinación de los genes, cuál es su diferencia con la recombinación en
Eucariotas, cómo se mapean los genes, qué rol juegan los virus.
Temario:
1. TRANSFERENCIA DE GENES EN BACTERIAS
1.1. Trabajando con microorganismos
2. CONJUGACIÓN BACTERIANA
2.1. Descubrimiento de la conjugación
2.2. El factor de fertilidad (F)
2.3. Cepas de alta frecuencia de recombinación (Hfr)
2.4. Factor F′
2.5. Mecanismo de la transferencia
2.6. Mapeo cromosómico a escala fina por frecuencia de recombinantes
3. TRANSFORMACIÓN BACTERIANA
4. TRANSDUCCIÓN BACTERIANA
4.1. Bacteriófagos
4.2. Transducción generalizada
4.3. Transducción especializada
1. TRANSFERENCIA DE GENES EN BACTERIAS
Las bacterias son organismos Procariotas los cuales carecen de membrana nuclear.
Su material genético no está organizado de la misma forma que los Eucariotas. Su
genoma está compuesto por un único cromosoma y además contienen ADN
extracromosomal denominado Plásmido. Las bacterias no sufren meiosis pero pasan
por estadíos análogos a la meiosis.
El material genético de las bacterias puede ser transferido a otra bacteria por tres
mecanismos diferentes: conjugación, transformación y transducción (Fig. 1). En la
conjugación una célula bacteriana transfiere segmentos de ADN a otra célula por
contacto directo célula a célula. El ADN transferido puede ser parte del genoma
bacteriano o puede ser un elemento de ADN extra-genómico llamado Plásmido. Una
célula bacteriana puede adquirir del medio un fragmento de ADN e incorporar dicho
fragmento dentro de su propio cromosoma por un procedimiento llamado
transformación. Además, ciertos virus bacterianos pueden tomar un fragmento de
ADN de una bacteria, inyectarlo en otra para luego incorporarse dentro del cromosoma
por un proceso denominado transducción.

2. Figura 1. Cuatro maneras por la cual el ADN bacteriano puede ser transferido de célula
a célula
1.1. Trabajando con microorganismos
Las bacterias son organismos que se multiplican rápido y ocupan poco espacio, por
lo tanto son organismos modelo para estudios genéticos. Pueden crecer en un medio
líquido o sólido, tal como un gel de agar, sólo con nutrientes básicos. En un medio
líquido, las bacterias se dividen por fisión binaria, multiplicándose geométricamente
hasta que el medio nutritivo se agota o los factores tóxicos se acumulan a niveles que
frenan el crecimiento. Una pequeña cantidad del medio líquido puede ser pipeteado
sobre una caja de petri conteniendo agar y se desparrama sobre la superficie con un
“rastrillo” desparramador estéril, en un proceso llamado plaqueo. Cada célula se
multiplica por fisión, quedando inmovilizadas en el gel, formando una colonia. Cuando
la masa alcanza las 107
células se vuelve visible como una colonia. Si la muestra
plaqueada originalmente contenía muy pocas células, cada una de las colonias se habrá
originado a partir de una célula original. Los miembros de una colonia que comparten
un ancestro genético simple son conocidos como un clon.
Las bacterias silvestres (“wild-type”) son prototróficas, porque pueden crecer en
un medio nutritivo mínimo (sales inorgánicas, fuente de carbón y agua). Los mutantes
auxotróficos o nutricionales son aquellas bacterias incapaces de crecer en un medio de
cultivo mínimo, a menos que en el medio se le suministren uno o más componentes
nutritivos específicos, tales como adenina, treonina o biotina. Otros tipos de mutantes
útiles difieren del silvestre en la capacidad para usar una fuente de energía específica,

3. por ejemplo, el silvestre puede usar lactosa y el mutante no (Fig. 2). En otra categoría
de mutantes, mientras que las silvestres son susceptibles a un inhibidor, como el
antibiótico estreptomicina, los mutantes resistentes pueden dividirse y formar colonias
en presencia del inhibidor. Estos mutantes permiten a los genetistas distinguir diferentes
razas individuales, suministrando marcadores genéticos (alelos marcadores) para
realizar un seguimiento de los genomas y células en un experimento. En la Tabla 1 se
resumen algunos fenotipos mutantes bacterianos y sus símbolos genéticos.
Figura 2. Colonias bacterianas sobre un medio coloreado. Las colonias coloreadas de
rojo contienen bacterias silvestres (wild-type) capaces de usar lactosa como fuente de
energía (lac+
). Las células no coloreadas son mutantes incapaces de utilizar lactosa (lac-
).
Tabla 1. Algunos símbolos genotípicos usados en genética bacteriana
Símbolo Carácter o fenotipo asociado con el símbolo
bio-
Requiere agregar biotina al medio mínimo.
arg-
Requiere agregar arginina al medio mínimo.
met-
Requiere agregar metionina al medio mínimo.
lac-
No puede usar lactosa como fuente de energía.
gal-
No puede usar galactosa como fuente de energía.
strr
Resistente al antibiótico estreptomicina.
strs
Sensible al antibiótico estreptomicina.
Nota: El medio mínimo es el medio sintético básico para crecimiento
bacteriano sin suplemento de nutrientes.
2. CONJUGACIÓN BACTERIANA

4. Es el proceso unidireccional de transferencia de información genética a través del
contacto celular directo entre una célula donadora y una célula receptora. El contacto es
seguido por la formación de un puente físico (pili) entre las células. Un segmento del
cromosoma de la célula donadora puede ser transferido dentro de la célula receptora y
éste puede sufrir recombinación genética con segmentos cromosómicos homólogos de
la célula receptora. La célula receptora que ha incorporado un segmento de ADN de la
célula donadora se denomina transconjugante.
2.1. Descubrimiento de la conjugación
Fue descubierto en 1946 por Lederberg y Tatum, los cuales estudiaron dos cepas de
Escherichia coli que diferían en sus requerimientos nutricionales. La cepa A tenía el
genotipo met bio thr+
leu+
thi+
y para crecer requería el suministro de un medio
suplementado con metionina y biotina. La cepa B tenía el genotipo met+
bio+
thr leu
thi y solo puede crecer en un medio suplementado con treonina, leucina y tiamina.
Lederberg y Tatum mezclaron las cepas A y B de E. coli y la plaquearon sobre un
medio de cultivo mínimo (Fig. 3). La mezcla dio origen a algunas colonias prototróficas
(met+
bio+
thr+
leu+
thi+
) con una frecuencia de 1 en 10 millones de células. Como no
apareció ninguna colonia cuando cada cepa fue plaqueada separadamente sobre un
medio mínimo, se dijo que la mutación fue la causa de las colonias prototróficas. La
mezcla fue producto de un cruzamiento genético que produjo recombinantes.
En otro experimento, Bernard Davis colocó las cepas A y B en un medio líquido
sobre cada lado de un tubo en U, separados por un filtro con poros tan pequeños que no
permitían el movimiento bacteriano (Fig. 4). El medio fue movido entre los
compartimentos por succión y presión alternada, y las células fueron plaqueadas sobre
un medio mínimo para chequear la presencia de colonias prototróficas. Ninguna colonia
prototrófica apareció, lo cual significa que se necesita el contacto célula con célula para
que se produzca el intercambio genético.

5. Figura 3. Demostración de Lederberg y Tatum de la recombinación genética entre
células bacterianas. (a) El concepto básico: dos cultivos auxotróficos (A-
y B-
) son
mezclados, produciendo cultivos silvestres prototróficos (WT). (b) Células de tipo A o
B no pueden crecer sobre un medio mínimo no suplementado (MM), debido a que A y
B portan mutaciones que causan incapacidad para sintetizar constituyentes necesarios
para el crecimiento celular. Cuando A y B son mezcladas por unas pocas horas y luego
plaqueadas, aparecen unas pocas colonias sobre el agar. Estas colonias derivan de una
simple célula en la cual ocurrió intercambio de material genético; por lo tanto son
capaces de sintetizar todos los constituyentes necesarios para el metabolismo.

6. Figura 4. El contacto físico entre bacterias es necesario para la recombinación genética.
Cepas bacterianas auxotróficas A y B son puestas a crecer a cada lado de un tubo en
forma de U. El líquido puede pasar entre los brazos del tubo mediante la aplicación de
presión o succión, pero las bacterias no pueden pasar a través del filtro. Después de la
incubación y plaqueo, ninguna colonia recombinante creció en un medio de cultivo
mínimo.
2.2. El factor de fertilidad (F)
En 1953 William Hayes demostró que el intercambio genético en E. coli se produce
en una sola dirección, con una célula actuando como donadora y otra como receptora.
Hayes propuso que la transferencia de material genético se produce por un factor de
fertilidad llamado F que la célula donadora posee (F+
) y no la receptora (F-
). El factor
F es un ADN circular que se autoreplica (plásmido) independiente del cromosoma
bacteriano. El factor F contiene una región de ADN llamada origen (O). Este es el
punto donde comienza la transferencia del ADN a la célula receptora, llevando consigo
un número determinado de genes, entre otros el que permite la unión entre las bacterias
(F-pili) (Fig. 5).
Figura 5. Bacteria puede transmitir un plásmido (ADN circular) a través de la
conjugación. Una célula donadora extiende una o más proyecciones, pili, que se adhiere
a una célula receptora y mantiene a las dos bacterias juntas.

7. Cuando cepas F+
y F-
son mezcladas, ellas pueden conjugar (“aparearse”) (Fig. 6a).
Figura 6. Transferencia de material genético durante la conjugación en E. coli. (a)
Transferencia del factor F desde una cepa donadora a una receptora durante el
apareamiento entre F+
F-
. (b) Producción de cepas Hfr por integración del factor F y
transferencia de genes bacterianos desde una célula donadora a una receptora durante el
apareamiento Hfr F-
No puede haber conjugación entre dos cepas del mismo tipo de apareamiento (entre
dos cepas F+
o dos F-
). La transferencia de material genético comienza cuando una

8. cadena del factor F es cortada en el origen y la replicación del ADN continúa desde
dicho punto (Fig. 6a2). Una vez que el ADN de cadena simple del factor F entra a la
receptora F-
, la cadena complementaria es sintetizada (Fig. 6a4). Cuando el factor F
completo ha sido transferido, las cepas F-
se convierten en F+
(Fig. 6a5). En los
cruzamientos F+
F-
no se transfiere el cromosoma bacteriano, sino sólo el Factor F.
2.3. Cepas de alta frecuencia de recombinación (Hfr)
Lucas Cavalli-Sforza descubrió una cepa de E. coli que producía 1000 veces más
recombinantes que la cepa F+
. La denominó cepa de alta frecuencia de recombinación
(Hfr). Estas cepas poseen el factor F integrado al cromosoma bacteriano mediante un
evento de crossing-over (Fig. 6b1-2). Los plásmidos como F que son capaces de
integrarse al cromosoma bacteriano son llamados episomas. Cuando el factor F se
integra no deja replicas independientes, sino que se replica como parte del cromosoma
bacteriano. Durante la conjugación entre Hfr y F-
, parte del cromosoma es transferido
con el factor F. Las rupturas al azar interrumpen la transferencia antes de que el
cromosoma entero sea transferido. Los recombinantes son producidos por doble
crossing-over entre el ADN donador lineal y el cromosoma receptor circular.
En cruzamientos Hfr x F-
la cepa F-
casi nunca adquiere el fenotipo Hfr. Para
convertirse en Hfr, la célula receptora debe recibir una copia completa del factor F.
Solamente partes del factor F es transferido al comienzo de la conjugación, debido a
que el resto del factor F está al final del cromosoma donador. Todo el cromosoma
donador debería haber sido transferido para que un factor F funcional sea encontrado en
el receptor, lo cual debería ocurrir luego de aproximadamente 100 minutos a 37° C.
Esto es un evento extremadamente raro ya que el apareamiento generalmente se
interrumpe antes que la segunda parte del factor F sea transferido.
Aproximadamente 1 en 10.000 cepas F+
se convierten en Hfr por la integración del
factor F en el cromosoma bacteriano. El proceso inverso, la escisión del factor F
también se produce espontáneamente y en muy baja frecuencia, produciendo una cepa
F+
de una Hfr. En la escisión, el factor F forma un bucle hacia afuera del cromosoma
Hfr, y por un simple evento de crossing-over, se generan un cromosoma hospedante
circular y un factor F extracromosomal.
2.4. Factor F′
Se produce cuando el factor F de las células Hfr es escindido del cromosoma. Esto
ocurre con baja frecuencia. Algunas veces la escisión del factor F no es precisa y éste
puede liberarse llevando consigo segmentos del cromosoma hospedante que se
encontraba contiguo al factor F integrado. Como el factor F se integra en diferentes
sitios del cromosoma hospedante, diferentes segmentos cromosómicos pueden ser
tomados de esta manera. Los factores F conteniendo genes bacterianos son llamados F′
y se los nombra de acuerdo a los genes que portan. Ej. F′ (lac).
Si consideramos una raza de E. coli en la cual el factor F se ha integrado próximo a
la región lac+
, un conjunto de genes requeridos para el metabolismo de la lactosa (Fig.

9. 7a). Si el bucle hacia afuera no es preciso, los genes hospedantes adyacentes a lac+
pueden ser incluidos en el lazo (Fig. 7b). Por un simple crossing-over, el ADN plegado
hacia afuera es separado del cromosoma hospedante (Fig. 7c) para producir un factor F
portando los genes lac+
del hospedante. Los factores F conteniendo genes bacterianos
son llamados F′ (prima), y son nombrados de acuerdo a los genes bacterianos que
portan.
Figura 7. Producción de un factor F′. (a) Región del cromosoma bacteriano dentro del
cual el factor F se ha integrado. (b) El factor F forma un bucle hacia afuera en forma
incorrecta de tal forma que incluye una pieza del cromosoma bacteriano, los genes lac.
(c) Escisión en la cual un simple crossing-over entre el segmento de ADN con el bucle
hacia afuera y el resto del cromosoma bacteriano resulta en un factor F′ llamado F′
(lac).
2.5 Mecanismo de la transferencia

10. Al final de la década del 50, François Jacob y Elie Wollman estudiaron la
transferencia de genes cromosomales desde cepas Hfr a cepas F-
que tenían diferencias
alélicas para un número de genes. El experimento consistió en cruzar Hfr x F-
y luego
de comenzada la conjugación, en intervalos de tiempo determinado, interrumpirla
usando un refrigerador de una heladera para separar las bacterias conjugantes, y luego
analizar los transconjugantes de acuerdo a los genes que el donador transfirió al
receptor. Este método es llamado apareamiento interrumpido.
El uso del método del apareamiento interrumpido es usado para mapear genes
bacterianos y está representado en la Fig. 8a.
Donador: HfrH thr+
leu+
aziR
tonR
lac+
gal+
strS
Receptor: F-
thr leu aziS
tonS
lac gal strR
La cepa HfrH es prototrófica y es resistente al químico inhibidor del crecimiento
azida sódica (aziR
), resistente a la infección por el bacteriófago T1 (tonR
), y sensible al
antibiótico estreptomicina (strS
). La cepa F-
es auxotrófica para treonina (thr) y leucina
(leu), sensible al crecimiento del inhibidor químico azida sódica (aziS
), sensible a la
infección por el fago T1 (tonS
), incapaz de fermentar lactosa (lac) o galactosa (gal), y
resistente al antibiótico estreptomicina (strR
).
En el experimento de conjugación, las dos cepas son mezcladas juntas en un medio
líquido a 37° C. La mezcla es removida a varios intervalos de tiempo y son agitadas
para separarlas de la conjugación. A través de un plaqueo en un medio de cultivo con
agar selectivo, se buscan los recombinantes (transconjugantes) y son analizados en
relación al tiempo en el cual el primer gen donador entró en la célula receptora y
produjo los recombinantes.
Para este cruzamiento en particular, el medio de cultivo contiene estreptomicina
para matar a las cepas parentales HfrH, y la falta de treonina y leucina hace que las
cepas parentales F-
no puedan crecer. Los genes treonina (thr+
) y leucina (leu+
) son los
primeros genes del donador que son transferidos a las F-
para producir un merodiploide,
entonces se forman los recombinantes por intercambio de aquellos genes con los genes
thr leu de la cepa receptora F-
creciendo sobre un medio selectivo. Se pueden usar
medios apropiados para testear la aparición de otros genes del donador (aziR
, tonR
, lac+
y gal+
) entre los transconjugantes seleccionados thr+
leu+
strR
. Por ejemplo, un medio
adicionado con azida sódica puede testear para presencia de aziR
del donador.

11. Figura 8. Experimento de apareamiento interrumpido involucrando el cruzamiento
HfrH thr+
leu+
aziR
tonR
lac+
gal+
strS
F-
thr leu aziS
tonS
lac gal strR
. Se ilustra la
transmisión progresiva de los genes donador con el tiempo. Los recombinantes son
generados por un intercambio de un fragmento donador con los fragmentos homólogos
del receptor a partir de doble crossing-over. (a) En varios tiempos después de iniciado el
apareamiento, la conjugación es separada y los transconjugantes son plaqueados sobre
un medio de agar selectivo para determinar cuales genes han sido transferidos de Hfr a
F-
. (b) El gráfico muestra la frecuencia (porcentaje) de marcadores genéticos Hfr entre
los recombinantes thr+
, leu+
y el tiempo de aparición en el receptor. (c) Mapa genético
de los genes. La posición de los marcadores representa el tiempo de entrada de los genes
dentro del receptor durante el experimento.

12. En este experimento, cada gen de la cepa bacteriana Hfr aparece en los
recombinantes en un tiempo diferente pero reproducible después que el apareamiento
comienza. Este intervalo de tiempo puede ser usado para construir un mapa genético
como el de la Fig. 8c, con unidades de mapa en minutos.
La Fig. 8b muestra los resultados. Los genes treonina (thr+
) y leucina (leu+
) son los
primeros en ser transferidos a F-
a los 8 minutos (los dos genes son inseparables en un
experimento de conjugación debido a están físicamente muy cercanos entre sí). El
próximo gen en ser transferido es aziR
, y los recombinantes para este gen son vistos a
los 9 minutos después de iniciada la conjugación, esto es, un minuto después que
entraron los genes thr+
y leu+
. Los recombinantes tonR
son encontrados a los 10
minutos, luego los recombinantes lac+
aproximadamente a los 16 minutos y los
recombinantes gal+
alrededor de los 25 minutos. La máxima frecuencia de
recombinantes se hace más pequeña a medida que más tarde entra el gen al receptor,
debido a que hay más probabilidades que el apareamiento se rompa.
2.6. Mapeo cromosómico a escala fina por frecuencia de recombinantes
Para que una cepa receptora (exconjugante) adquiera en forma permanente genes
donadores, el fragmento donador debe recombinar con el cromosoma receptor. El
mapeo por intervalo de tiempo no está basado en frecuencia de recombinación (FR). Sin
embargo, es posible usar la frecuencia de recombinación para construir un mapa
bacteriano a escala fina.
Primero, necesitamos entender algunas características especiales de los eventos de
recombinación en bacterias. La recombinación no tiene lugar entre dos genomas
completos como en Eucariotas. Por el contrario, ocurre entre un genoma completo, de la
cepa F-
, llamado endogenota, y uno incompleto, derivado de la cepa donadora Hfr,
llamado exogenota. La célula en este estado tiene dos copias de un segmento de ADN,
una copia del exogenota y una copia es parte del endogenota. En este estado la célula es
un diploide parcial llamado merocigota. Un simple crossing-over en un merocigota
rompería el anillo y entonces no se producirían recombinantes viables (Fig. 9).
Para mantener el círculo intacto, debe ocurrir un número par de crossing-over. Un
número par de crossing-over produce un cromosoma circular intacto y un fragmento
(Fig. 9). El fragmento lineal es generalmente perdido en el subsiguiente crecimiento
celular. Sólo uno de los productos de recombinación recíproco sobrevive.

13. Figura 9. Crossing-over entre un exogenota y endogenota en un merocigota. Un
simple crossing-over produce un fragmento lineal parcialmente diploide.
Supongamos que nosotros queremos calcular la distancia en un mapa que separa a
tres loci cercanos: met, arg y leu. Se asume que por medio de apareamiento
interrumpido se demostró que el orden es met, arg, leu, con met transferido primero y
leu último. Para examinar los recombinantes para estos tres genes, nosotros sólo
debemos estudiar exconjugantes “trihíbridos” que han recibido los tres marcadores del
donador. En otras palabras nosotros queremos evaluar el merocigoto diagramado a
continuación:
Para hacer esto, primero debemos seleccionar exconjugantes portando el último de
los alelos donador, el cual en este caso es leu+
. ¿Por qué? Porque si nosotros
seleccionamos para el último marcador, entonces conocemos que tales células en algún
estado deben contener también los primeros marcadores, arg+
y met+
.
El objetivo es contar la frecuencia de crossing-over en diferentes lugares. Los
recombinantes leu+
que nosotros seleccionamos pueden o no haber incorporado los

14. otros marcadores donador, dependiendo donde ocurrió el doble crossing-over. El
procedimiento es primero seleccionar exconjugantes leu+
y luego aislar y testear una
muestra grande de estos para ver cuál de los otros marcadores se integraron. Veamos un
ejemplo. En el cruzamiento Hfr met+
arg+
leu+
strS
F-
met-
arg-
leu-
strr
, deberíamos
seleccionar recombinantes leu+
y entonces examinar para los alelos arg+
y met+
,
llamados marcadores no seleccionados. La Fig. 10 muestra los doble crossing-over
esperados. Un crossing-over debe estar del lado izquierdo del marcador leu y el segundo
debe estar del lado derecho. Supongamos que los exconjugantes leu+
son de los
siguientes tipos y frecuencias:
leu+
arg-
met-
4 %
leu+
arg+
met-
9 %
leu+
arg-
met+
87 %
Los doble crossing-over necesarios para producir estos genotipos son mostrados en
la Fig. 10.
Figura 10. Mapeo por recombinación en E. coli. Después del cruzamiento, la selección
se hace para el marcador leu+
que es introducido al final. Los primeros marcadores (arg+
y met+
) pueden o no ser insertados, dependiendo del lugar donde ocurrió la

15. recombinación entre el fragmento Hfr y el cromosoma de F-
. Las frecuencias de eventos
diagramados en (a) y (b) son usados para obtener los tamaños relativos de las regiones
leu-arg y arg-met. Note que en cada caso solo el ADN insertado en el cromosoma F-
sobrevive, los otros fragmentos se pierden.
Las dos primeras clases son clave porque ellos requieren un crossing-over entre leu
y arg en el primer caso, y entre arg y met en el segundo. La frecuencia relativa de estas
dos clases refleja los tamaños de estas dos regiones. Se debería concluir que la región
leu-arg están a 4 unidades de mapa, y arg-met a 9 unidades de mapa.
En un cruzamiento de este tipo, un potencial recombinante de genotipo leu+
arg-
met+
rquiere 4 crossing-over en lugar de dos (Fig. 10d). Estos recombinantes rara vez
son recuperados debido a que su frecuencia es muy baja comparada con las otras clases
de recombinantes.
3. TRANSFORMACIÓN BACTERIANA
Es la transferencia unidireccional de ADN extranuclear dentro de la célula, lo cual
provoca el cambio del fenotipo de la célula receptora. Fue observada por primera vez
por Griffith en 1928 y Avery y colegas en 1944 demostraron que el ADN era el
responsable. La transformación bacteriana es usada para mapear genes de ciertas
especies bacterianas que no pueden ser realizados por conjugación o transducción. En el
mapeo por transformación, el ADN de una célula donadora es extraído, purificado y
roto en pequeños fragmentos para ser agregados a bacterias receptoras con genotipos
diferentes. La recombinación se produce cuando la bacteria receptora toma esos
fragmentos del medio y luego hay recombinación entre los segmentos homólogos. Las
células receptoras que cambian su fenotipo por transformación se denominan
transformantes.
Las bacterias varían en su capacidad para tomar ADN del medio. Para aumentar la
eficiencia de transformación se usan compuestos químicos como el Cloruro de Calcio o
las células son expuestas a campos eléctricos en un proceso denominado
electroporación. Las células preparadas para tomar ADN por transformación se
denominan células competentes.
Hay dos tipos de transformaciones bacterianas: 1) transformación natural, y 2)
transformación dirigida. El Bacillus subtilis es un ejemplo de la primera y E. coli de la
segunda.
En la transformación sólo una pequeña proporción adquiere el ADN. La
transformación se produce en una frecuencia de 1 célula cada 1000. Consideramos un
ejemplo de transformación de B. subtilis (Fig. 11). El fragmento de ADN doble cadena
del donador es silvestre (a+
) para un alelo mutante a en la célula receptora (Fig. 11a).
Durante la incorporación del ADN, una de las dos cadenas de ADN es degradad, con lo
cual una sola cadena de ADN es dejada dentro de la célula (Fig. 11b). Esta cadena de
ADN lineal se aparea con el ADN homólogo del cromosoma circular de la célula
receptora para formar una región de triple cadena (Fig. 11c). La recombinación se
produce por doble crossing-over entre la cadena de ADN lineal del donador y el ADN
doble cadena del receptor (Fig. 11d). El resultado es un cromosoma receptor

16. recombinante: en la región entre los dos crossing-over, una cadena de ADN tiene el
segmento de ADN a+
del donador, y la otra cadena tiene el segmento de ADN a del
receptor. Una región de ADN con información de la secuencias diferentes sobre las dos
cadenas es denominado ADN heteroduplexo. El otro producto del evento de doble
crossing-over es una pieza de ADN de cadena simple portando un segmento de ADN
con el alelo a, el cual es degradado.

17. Figura 12. Transformación en Bacillus subtilis. (a) El fragmento de ADN bacteriano
lineal, doble cadena, portando el alelo a+
, y la bacteria receptora portando el alelo a. (b)
Una cadena del ADN del donador entra al receptor. (c) La cadena de ADN lineal simple
se aparea con la región homóloga del cromosoma del receptor, formando una estructura
de triple cadena. (d) Un doble crossing-over produce un cromosoma receptor
recombinante a+
/a y un fragmento de ADN lineal. El fragmento lineal es degradado y
por replicación, la mitad de la progenie son transformantes a+
y la mitad no-
transformantes a.
Después de la replicación del cromosoma de la célula receptora, el cromosoma de la
progenie tiene la información genética del donador sobre ambas cadenas de ADN y este
es un transformante a+
. El otro cromosoma de la progenie tiene información genética
del receptor sobre ambas cadenas de ADN y es un no-transformante a. Se produce igual
cantidad de transformantes a+
y no-transformantes a.
La transformación puede ser usada para determinar si los genes están ligados, para
determinar el orden génico sobre un mapa y para determinar la distancia entre los genes.
Para determinar si dos genes están ligados se usa el siguiente principio: la
transformación eficiente de ADN involucra a fragmentos con un tamaño suficiente para
incluir unos pocos genes.
Si dos genes, x+
e y+
, están apartados sobre el cromosoma, ellos siempre serán
encontrados en diferentes fragmentos de ADN. Si tenemos una célula donadora x+
y+
y
una receptora x y, la probabilidad de transformación simultánea (co-transformación) de
la receptora es igual al producto de la probabilidad de transformación de cada gen por
separado (103
x 103
= 1 x 106
). Si los dos genes están suficientemente juntos, ellos a
menudo serán portados por el mismo fragmento cromosómico, por lo tanto la frecuencia
de co-transformación será cercana a la frecuencia de transformación de un sólo gen (1 x
103
).
El orden génico puede ser determinado a partir de los datos de co-transformación
(Fig. 13).

18. Figura 13. Demostración de la determinación del orden génico por co-transformación
Por ejemplo, si los genes p y q son a menudo transmitidos juntos a la célula
receptora, entonces estos dos genes deben estar estrechamente ligados. De igual forma,
si los genes q y o son a menudo transmitidos juntos, ellos deben estar muy ligados. Para
determinar el orden génico se necesita información de p y o. Teóricamente hay dos
órdenes posibles: p-o-q y p-q-o. Si el orden es p-o-q, entonces p y o deberían ser co-
transformados; mientras que si el orden es p-q-o, entonces p y o rara vez deberían ser
co-transformados debido a que ellos están separados. Los datos no muestran co-
transformantes para p y o, indicando que el orden génico debe ser p-q-o.
4. TRANSDUCCIÓN BACTERIANA
Es el proceso por el cual un bacteriófago transfiere genes de una bacteria donadora a otra
receptora. Estos bacteriófagos son denominados vectores fágicos. La cantidad de ADN que un
fago puede transferir es limitada (menos del 1% del cromosoma bacteriano). Una vez que el
material genético del donador ha sido introducido dentro del receptor se produce la
recombinación genética con regiones homólogas del cromosoma receptor. Los receptores
recombinantes son denominados transductantes.
4.1. Bacteriófago
Muchas cepas bacterianas pueden ser infectadas por fagos específicos. Un fago tiene una
estructura relativamente simple, consistente de un simple cromosoma de ADN o ARN rodeado
por una cubierta proteica. La variación en el número y organización de las proteínas le otorga
las características de apariencia de los fagos. Escherichia coli puede ser infectada por fagos T2,
T4, T5, T6, T7 y Lambda. Los fagos T2 y T4 son virulentos y siguen el ciclo lítico cuando
infectan a la bacteria (Fig. 14). El fago inyecta su cromosoma dentro de la bacteria y los genes

19. del fago toman el control de las funciones celulares, conduciendo a la producción de progenie
del fago que son liberados de la bacteria cuando la célula se rompe (lisa). La suspensión de
progenie fágica liberada es llamada lisado fágico.
Figura 14. El ciclo de vida lítico de un fago virulento como T2
El ciclo de vida de es más complejo que el del fago T2 (Fig. 15). Cuando el ADN
del fago es inyectado dentro de E.coli, el fago sigue una de las dos vías alternativas.
Una es el ciclo lítico, igual que el fago T2. La otra es la vía lisogénica (o ciclo
lisogénico). En la vía lisogénica, el cromosoma de no se replica, en su lugar, se inserta
(integra) físicamente dentro de una región específica del cromosoma de la célula
hospedante, como la integración del factor F. En este estado integrado, el cromosoma
del fago es llamado profago. Cada vez que el cromosoma de la célula hospedante se
replica, el cromosoma del fago integrado se replica como parte de este. Una bacteria
que contiene un fago en el estado de profago se dice que es lisogénica para dicho fago.
Al fenómeno de la inserción de un cromosoma de un fago dentro del cromosoma de la
bacteria se denomina lisogenia. Los fagos que pueden elegir entre el ciclo lítico y el
lisogénico se deneominan fagos moderados.
El estado de profago es mantenido por la acción de un producto génico específico
del fago (una proteína represora) que previene la expresión de los genes de esenciales
para el ciclo lítico. Cuando el represor es destruido, por ejemplo por factores
ambientales tales como la luz ultravioleta, se induce el ciclo lítico. Luego de la

20. inducción, el cromosoma de integrado es escindido del cromosoma bacteriano y el
ciclo lítico comienza, generando la producción y liberación de progenie .
Figura 15. Ciclo de vida del fago moderado. Cuando un fago moderado infecta una
célula, el fago puede entrar en el ciclo lítico o lisogénico.
4.2. Transducción generalizada
Es el mecanismo de transducción mediante el cual cualquier gen puede ser
transferido de una bacteria a otra. Fue descubierto por Lederberg y Zinder en 1952
cuando analizaban si la conjugación se producía en Salmonella typhimurium. El proceso
se produce porque el fago moderado entra en el ciclo lisogénico cuando infecta a E.
coli. Si se rompe el ciclo lisogénico, el fago entra en el ciclo lítico produciendo
progenies del fago. Durante el ciclo lítico el ADN bacteriano es degradado y en una
forma poco frecuente un segmento del ADN bacteriano es empaquetado dentro de la
cabeza del fago. Estos fagos son llamados fagos transducientes. La bacteria
transducida se llama bacteria transductante.

21. La transducción generalizada puede ser utilizada para determinar el ligamiento
génico, el orden de los genes sobre un mapa y la distancia entre ellos. El procedimiento
es idéntico al empleado en la transformación bacteriana. En la cabeza de un fago cabe
solamente el 1,5% del ADN cromosómico bacteriano. Solamente si dos genes están
muy juntos sobre el cromosoma serán encontrados juntos en el mismo fago
transduciente. Se utiliza la frecuencia de co-transducción como indicación que dos
genes están muy ligados.
Figura 16: Transducción generalizada entre razas de E. coli. (1) Una célula donadora
wild-type de E. coli infectada con el fago P1. (2) El ADN de la célula hospedante es
roto durante el ciclo lítico. (3) Durante el ensamblaje de las progenies del fago,
algunas piezas del cromosoma bacteriano son incorporados dentro de algunas
progenies del fago para producir fagos transducientes. (4) Después de la lísis celular,
una baja frecuencia de fagos transducientes es encontrado en el lisado fágico. (5) Los
fagos transducientes infectan una bacteria receptora auxotrófica. (6) Por un doble
crossing-over se produce el intercambio del gen donador a+
con el gen mutante
receptor a. (7) El resultado es un transductante a+
con todos los descendientes de
dicha célula con el mismo genotipo.
En el proceso de transducción generalizada está representado en la Fig. 16.
Normalmente el fago P1 entra al estado lisogénico cuando infecta E. coli (Fig. 16, parte

22. 1). Si el estado lisogénico no es mantenido, el fago pasa al cíclo lítico y produce
progenies del fago (Fig. 16, parte 2). Durante el ciclo lítico, el ADN bacteriano es
degradado y, a veces, un fragmento del ADN bacteriano es empaquetado dentro de la
cabeza del fago en lugar del ADN del fago (Fig. 16, parte 3). Estos fagos son llamados
fagos transducientes, porque ellos son el vehículo por el cual el material genético puede
ser transportado entre bacterias. En el ejemplo mostrado en la figura, los fagos
transducientes son aquellos portando los genes de la bacteria donadora a+
, b+
o c+
. La
población de fagos en el lisado fágico (Fig. 16, parte 4) consiste principalmente de
fagos normales, pero con la presencia de fagos transducientes en una frecuencia de
alrededor de 1 cada 105
progenies, los cuales pueden ser usados para infectar una nueva
población de bacterias (Fig. 16, parte 5). La bacteria receptora son de genotipo a. Si un
fago transduciente portando el gen a+
infecta a una bacteria receptora portando el gen a
se puede producir el intercambio entre dichos genes por el mecanismo de doble
crossing-over (Fig. 16, parte 6). El resultado es una bacteria transducida estable
llamada transductante (Fig. 16, parte 7).
4.3. Transducción especializada
Algunos fagos moderados pueden transducir solo ciertas secciones específicas del
ADN bacteriano. Un ejemplo de fagos de transducción especializada es Lambda (λ) que
infecta a E. coli.
En la célula bacteriana, el genoma de λ se integra dentro del cromosoma bacteriano
en un sitio específico entre la región gal y la región bio, produciendo un lisógeno (Fig.
17a). Este sitio sobre el cromosoma de E. coli es llamado att λ (sitio de adhesión para λ)
y es homólogo con un sitio llamado att en el ADN de λ. Por medio de un simple
crossing-over, el cromosoma de λ se integra. En el estado integrado, el fago, ahora
llamado profago, es mantenido por la acción de una proteína represora codificada por el
fago.
La raza particular de E. coli que es lisogenizada por λ es E. coli K12, y cuando esta
contiene el profago λ es llamada E. coli K12 (λ). Cuando el ciclo lítico es iniciado, el
cromosoma del fago se pliega hacia fuera generando un cromosoma λ circular separado
por un simple crossing-over en el sitio att λ / att (Fig. 17b). En muchos casos, la
escisión del cromosoma del fago es precisa y se genera el cromosoma completo del fago
λ (Fig. 17b1). En raras ocasiones, el crossing-over ocurre en otro sitio diferente al sitio
de reconocimiento homólogo, originando un ADN circular anormal (Fig. 17b2). En el
diagrama de la Fig. 17, una pieza del cromosoma de λ ha sido dejada en el cromosoma
bacteriano, y una pieza del cromosoma bacteriano, incluyendo el gen gal+
ha sido
agregada al resto del cromosoma de λ. Debido a que un gen bacteriano (o genes) es
incluido en una progenie del fago, tenemos un fago transduciente, en este caso
denominado λd gal+
. La letra d es por defectivo, debido a que no todos los genes del
fago están presentes, y gal indica que el gen gal de la célula bacteriana hospedante ha
sido adquirido. Esto es similar a la producción de cepas F’ por escisión defectiva del
factor F. El fago λd gal+
puede replicar y lisar a las células hospedantes en el cual este

23. se produce, sin embargo, debido a que todos los genes de λ aún están presentes: algunos
sobre el cromosoma del fago y otros están en el cromosoma bacteriano.
Figura 17. Transducción especializada por el bacteriófago λ. (a) Producción de una
bacteria lisogénica por crossing-over en una región de homología entre el cromosoma
bacteriano circular (attλ) y el cromosoma del fago circularizado (att). (b) Producción de
un lisado transduciente inicial de baja frecuencia (LFT): La inducción de la bacteria
lisogénica causa un bucle hacia fuera. Bucle hacia fuera normal (1) produce fagos λ
normales, y bucles hacia fuera anormales raros (2) produce fagos transducientes λd gal+
.
(c) Transducción de bacterias gal por el lisado inicial producido tanto por (1)
trasductantes inestables por la integración de λ y λd gal+
(resultando en un doble
lisógeno) o (2) transductantes estables (lisógenos simples) por crossing-over alrededor
de la región gal. La inducción del lisógeno doble inestable produce aproximadamente

24. igual número de fagos λd gal+
y fagos λ normales, resultando en un lisado de alta
frecuencia de transducción (HFT).
El fenómeno del bucle hacia fuera anormal es un evento raro de tal manera que los
lisados fágicos producidos por la infección inicial contienen principalmente fagos
normales y unos pocos fagos transducientes gal+
(1/105
). Debido a esa pequeña
proporción de fagos transducientes, el lisado es llamado un lisado transduciente de
baja frecuencia (LFT). La infección de bacterias gal con el lisado LFT produce 2 tipos
de transductantes (Fig. 17c). En un tipo, el fago λ normal (wild-type) integrado a su
sitio normal att λ se le integra el fago λd gal+
por crossing-over dentro de la secuencia
común a λ para producir un doble lisógeno (Fig. 17c1). En este caso, ambos tipos de
fagos están integrados dentro del cromosoma bacteriano y la bacteria es heterocigoto
gal+
/gal y por lo tanto puede fermentar la galactosa. Este tipo de transductante es
inestable porque el ciclo lítico puede iniciarse por inducción. El fago λ normal tiene un
conjunto de genes completo para replicación del virus, de tal manera que controla la
formación del bucle hacia fuera y la replicación tanto de sí mismo como de λd gal+
. En
este caso, el fago λ normal actúa como fago ayudante (helper). De esta manera más de
la mitad de la progenie del fago puede ser λd gal+
por lo tanto es llamado lisado
transduciente de alta frecuencia (HFT).
El segundo tipo de transductantes producido por el lisado inicial es estable: Este se
produce solamente cuando un fago λd gal+
infecta una célula (Fig, 17c2). El gen gal+
portado por el fago puede ser intercambiado por el gen gal bacteriano por un doble
crossing-over. Tales transductantes son estables debido que el cromosoma bacteriano
contiene un solo tipo de gen gal y ninguno de los genes del fago están integrados.
Por este mecanismo, la transducción especializada sólo puede transducir pequeños
segmentos del cromosoma bacteriano que están a un lado u otro del profago. Este
mecanismo es usado para mover genes entre bacterias, por ejemplo, para la construcción
de razas con genotipos particulares.