DETERMINACIÓN MICROBIOLÓGICA DE ORGANISMOS FERTILIZADORES DEL ESTANQUE PISCÍCOLA DEL ITESCO

INSTITUTO TECNOLÓGICO SUPERIOR DE
COATZACOALCOS
“DETERMINACIÓN MICROBIOLÓGICA DE ORGANISMOS
FERTILIZADORES DEL ESTANQUE PISCÍCOLA DEL ITESCO”
OPCIÓN X – INFORME DE RESIDECIA PROFECIONAL
ASESOR: MC. MARTHA ELENA ORTIZ ROMERO
Que para obtener el título de:
INGENIERO BIOQUÍMICO
P R E S E N T A:
FÉLIX RICARDO GONZÁLEZ GUTIÉRREZ
COATZACOALCOS, VERACRUZ
AGOSTO 2013

Índice
Introducción 5
Justificación 6
Generalidades 9
Objetivos de Proyecto 10
General 10
Específicos 10
Capítulo I
1.1 Descripción de la empresa 12
1.1.1 Antecedentes 12
1.1.2 Ubicación 13
1.1.3 Giro 14
1.1.4 Políticas 14
1.1.5 Misión 14
1.1.6 Visión 14
1.1.7 CE.IN.AC 14
Capítulo II
2.1 Problemas a resolver 16
2.2 Alcances y limitantes 17
2.3 Fundamento Teórico 18
2.3.1 Fitoplancton 18
2.3.2 Algas 20
2

2.3.3 Protozoarios 22
2.3.4 Bacterias 24
2.3.5 Hongos 27
2.3.6 Demanda Biológica de Oxigeno (DBO) 29
2.3.7 Demanda Bentónica de Oxigeno 29
2.3.8 Muestreo del fitoplancton, Equipos y reactivos 30
2.3.9 Conteo de Microorganismos mediante la cámara de Neubauer 34
2.3.10 El nitrógeno de los estanques artificiales 34
2.3.11 Fundamento del Filtro biológico 37
Capítulo III
3 Procedimientos y actividades realizadas 40
3.1 Materiales Utilizados 40
3.2 Procedimiento de muestreo y análisis de muestra 40
3.3 Resultados 42
3.3.1 Desarrollo y aplicación del filtro biológico 56
Conclusiones 60
Recomendaciones 62
Anexos 63
Bibliografía 66
3

Índice de Figuras y gráficas
Figura 1 13
Figura 2 13
Figura 3 46
Figura 4 46
Figura 5 47
Figura 6 47
Figura 7 48
Figura 8 48
Figura 9 49
Figura 10 50
Figura 11 50
Figura 12 51
Figura 13 51
Figura 14 52
Figura 15 52
Figura 16 53
Figura 17 53
Figura 18 54
5

Figura 19 55
Figura 20 62
Figura 21 63
Figura 22 63
Figura 23 63
Figura 24 63
Figura 25 64
Figura 26 64
Figura 27 64
Figura 28 64
Figura 29 64
Gráfica 1 & 2 44
Introducción
En los estanques de agua, que tienen comunicación con el sol, aire y lluvia, tienen
una característica particular, tienen microalgas, estos son pequeños organismos
que habitan a lo largo y ancho de todo el estanque, esto genera que el agua del
estanque se vea de un color verdoso, café, u obscuro, en la generalidad de los
casos, el agua es verde, debido a toda la vida que florece en ella, las microalgas
en el mundo generan el 80% de todo el oxígeno que respiramos, así que no deben
ser tan malas, bueno no todas.
Los peces que habitan un estanque ya sea natural, o artificial, se alimentan de los
pellets que nosotros les suministramos debidamente calculados para un correcto
desarrollo del mismo, pero así como nosotros no podemos vivir en un mundo
6

monótono con una degustación igual todos los días, ellos les gusta variar un poco
comiendo microalgas, estas microalgas tiene vitaminas, minerales, grasas o
lípidos que generan para ellas, pero al ser ingeridas estas pasan al pez y nos
ahorran una gran carga porque nos reducen los costos de alimentación.
Hay algunas algas que son benéficas para los peces, pero pudiese ser el caso que
florecieran algas que los dañen; en este caso, generan grandes cantidades de
toxinas que dañan a los peces, dentro de sí, pudiesen dañar el hígado, dermis, o
la cantidad de oxigeno que entra por sus branquias.
Por ello debemos conocer qué tipo de microalga habitan en nuestro estanque, y en
su debido caso, eliminar aquella que pudiese perjudicar el proceso de engorda,
cría o desarrollo de los peces. El presente trabajo identifico las microalgas dentro
del periodo escolar septiembre diciembre de 2012, e identifico 10 taxas de
microalgas, haciendo un mini compendio de microalgas de la zona sur de Veracruz
en dicha temporada. Confirmado y agregando taxas a trabajos de investigación
antes realizados.
Félix Ricardo González Gutiérrez
JUSTIFICACIÓN
En el Instituto Tecnológico Superior de Coatzacoalcos (ITESCO) uno de sus
objetivos es la de compartir con la sociedad la cultura científica, técnica y
tecnológica y humanística, por lo que se ha dado a la tarea de crear el Centro de
Investigación Acuícola (CE.IN.AC.) el cual se encarga de producir alevines de
tilapia para venta, o para desarrollo, así como la engorda. Una vez desarrollados
los peces se venden a bajo costo; suministrando una ayuda a la población, tanto
económica como proteica.
En el CE.IN.AC. se produce la tilapia roja que por poseer rasgos de interés
comercial tales como: el rápido crecimiento, la resistencia a condiciones adversas
al medio ambiente, y un aceptable rendimiento y calidad de su carne, así como
7

también una gran tolerancia a la salinidad, aunado su coloración roja en amplias
áreas de su cuerpo. Esta tilapia roja es también conocida como Pargo-UNAM.
Este pez corresponde a lo que se llama como una población compuesta, también
conocida como sintética y está conformado por los siguientes grupos genéticos:
Rocky Mountain (25%), Oreochromis niloticus (25%) y Tilapia Roja de Florida
(50%).
Las ventajas que tiene este pez son: un crecimiento parecido a la tilapia del Nilo
gris, y al finalizar el cultivo alcanzan un peso del 40 al 60% mayor que en otras
tilapias rojas y su medio de cultivo puede ser tanto en aguas dulces, salobres
como saladas.
El CE.IN.AC. Cuenta con cinco estanques de 12m de diámetro y con un embalse
de agua proveniente de un manantial que se encuentra dentro del plantel
educativo, los estanques se enfocan en la engorda de los organismos jóvenes
hasta que estos están listos para la venta, así también uno de los cinco estanques
se ocupa como estanque de reproducción, al ser su área mayor se pueden
obtener más alevines en el proceso de reproducción.
En últimas fechas el CE.IN.AC ha reportado un incremento al total de pérdidas de
peces en sus tres estadios, con un factor común: su aparente buen estado de
salud; al ser inspeccionados los restos de los peces, se hacen presente
indicadores de una posible muerte por deficiencia de oxígeno en el agua.
La deficiencia de oxigeno es un factor de muerte muy frecuente en organismos
lacustres, debido a que el oxigeno necesario para que estos puedan vivir es
deficiente, por ello la muerte sobreviene; sin embargo, al detectar esta anomalías
nos indica la presencia de un gran problema; la deficiencia en el suministro de
oxigeno en el CE.IN.AC , o no es suficiente para alimentar las necesidades del
proceso; más al revisar las instalaciones los aireadores, aparentemente si cumplen
con las especificaciones para asegurar la viabilidad del proyecto, entonces surge
la siguiente interrogante: ¿por qué de la muerte progresiva de organismos si los
aireadores son correctos?.
8

Al tratar de dar respuesta al cuestionamiento, nos percatamos que en el estanque
también cohabitan una gran cantidad de microorganismos, estos están por todo el
estanque, denotando su presencia por el color verde en su interior, y en algunas
ocasiones tornando un color verdoso-marrón al agua, cuya capa puede llegar de
los 30 cm hasta los 50cm; por lo que, también, el exceso de estos micro
organismos podrían ser una causal de muerte de los peces.
De acuerdo a lo anterior, los microorganismos que pululan sobre el estanque son
de una gran diversidad, por ello debemos de llevar a cabo la presente
investigación con la actividad microbiana y sus efectos sobre la vida de los
organismos del estanque.
El estanque posee una gran cantidad de agua, y pareciera inalterable, rico de
vida, sin embargo, es un medio muy delicado, si una variable sobre pasa su valor,
no hay forma de manipularla para que descienda o ascienda , debido a que no
existen mecanismos de control para variables específicas.
Si un cúmulo de microorganismos vive en la parte superior del estanque, tendrá un
crecimiento exponencial al dársele todos los factores para que se desarrolle, esto
puede causar que los microorganismos consuman diferentes recursos del
estanque, en especial el oxígeno del mismo.
Pero la existencia de los microorganismos fertilizadores más específicamente el
fitoplancton, no es dañina en su totalidad, de hecho su existencia en el estanque
esta aprobada por que los organismos que están en proceso de engorda también
se alimentan de ellos, generando un crecimiento más rápido y con ello mas
ganancias al tecnológico y a la sociedad, pero un crecimiento masivo de los
microorganismos fertilizadores puede causar un daño mortal a los organismos del
proyecto.
Debido a lo anterior, se debe de llevar a cabo una investigación que permita
realizar las pruebas necesarias para poder determinar e identificar con cierta
9

certitud la causa o causas por la cual se están muriendo de manera constante los
peces que se encuentran el proceso.
Generalidades.
El Instituto Tecnológico Superior de Coatzacoalcos, en su extremo oriente, tiene
anexada un área denominada Centro de investigación acuícola, en el que se
desarrollan proyectos de sustentabilidad, investigación microbiana, y pureza racial
de la especie Pargo UNAM, dentro de esta instalación se llevó a cabo el desarrollo
de este trabajo.
El presente trabajo se llevó a cabo debido a la necesidad de estudiar qué clase de
organismos microscópicos del tipo fitoplancton vive en los estanques del
CE.IN.AC, por ello nos dimos a la tarea de realizar un estudio minucioso de las
posibles taxas, temporada de floración y formas de muestreo y conteo, teniendo
esto, procedimos a la toma de muestra así como a la identificación.
10

Como resultado de todo el trabajo, nos dimos cuenta que se podía aplicar un filtro
biológico al proyecto para estabilizar la población algal y mejorar la calidad de vida
de los peces, por ello lo realizamos y obtuvimos los resultados que se describirán
en su debido capítulo.
Objetivos del proyecto:
General:
Determinar los microorganismos fitoplanctónicos presentes en el estanque
piscícola del ITESCO a través de técnicas microbiológicas para establecer su
acción fertilizadora.
Específicos:
1.- Identificar las variables que afectan la vida de los organismos en los
estanques.
2.- Identificar las Técnicas apropiadas para el análisis de pruebas de campo.
11

3.- Identificar los microorganismos presentes en los estanques
4.- Clasificar los organismos encontrados por familias para identificar posibles
toxinas en el medio debido a un proceso metabólico de los microorganismos.
5.- Desarrollar y aplicar un filtro biológico para un correcto control de
microorganismos fitoplanctónicos.
12

CAPÍTULO I
1.1 Descripción de Empresa
1.1.1 Antecedentes de la empresa:
En julio de 1998, el presidente del comité Pro Fundación invita a un grupo de
distinguidas personalidades de la sociedad porteña a integrar dicho comité,
levantándose un acta de integración correspondiente. Una vez integrada la
estructura del comité pro-fundación del Instituto Tecnológico Superior de
Coatzacoalcos, se procedió a la elaboración del estudio de factibilidad, contando
con el apoyo administrativo y técnico del hermano Instituto Tecnológico de
Minatitlán.
13

Posteriormente se realizaron las gestiones ante el gobierno del estado en diversas
dependencias, el día 30 de agosto de 1999, se firma el convenio de coordinación
para la creación, operación y apoyo financiero del ITESCO, celebran la secretaria
de educación Pública y el gobierno del estado libre y soberano de Veracruz-Llave.
El presidente municipal de Coatzacoalcos y el comité pro-fundación del ITESCO
convocan a una reunión el día 6 de septiembre de 1999, en que se tomaron los
acuerdos:
1.-Se selecciona el predio circunscrito entre la margen del rio Calzadas, la
carretera antigua a la Cd. De Minatitlán a la altura del entronque del camino al
centro recreativo denominado Las Barrillas y el límite poniente del Centro de
Rehabilitación Social de Coatzacoalcos CERESO.
2.-El presidente municipal, Autorizó que las instalaciones de la expo-feria
funcionen como espacios educativos y administrativos para el inicio de las
actividades del ITESCO en forma Provisional.
El 29 de octubre de 1999se realiza la inauguración de cursos, con la cual se dan
formalmente inicio a las actividades del ITESCO con las carreras
Lic. En Informática
Ing. Bioquímica.
1.1.2 Ubicación:
Carretera antigua a Minatitlán-Coatzacoalcos Km 16.5 Coatzacoalcos, Veracruz.
14

Figura 1.- vista satelital del I.TE.S.CO. y areas cercanas
Figura 2.- Organigrama ITESCO
1.1.3 Giro:
Servicios de Educativos
1.1.4 Políticas:
Es un compromiso compartido de toda comunidad tecnológica dar cumplimiento a
las acciones planteadas en nuestro modelo académico que incorpora efectiva y
permanentemente los últimos avances de la ciencia, la tecnología,
específicamente la informática y la computación, la docencia, la investigación y la
extensión académica así como los programas empresariales.
15

Elevamos los índices de eficiencia terminal mediante el cumplimiento pertinente y
efectivo de los planes y programas de docencia, investigación y extensión
académica, cuando para su medición y evaluación de criterios e instrumentos
estandarizados nacional y/o internacionalmente.
Somos una institución de educación que satisface los requerimientos de sus
clientes, desarrollando y optimizando sus recursos, vinculando la educación
tecnológica con el entorno social, y aseguramos los planes y programas de
trabajo.
1.1.5 Misión:
Ofrecer Servicios educativos de excelencia académica, vinculando la ciencia con
el humanismo. Para formar profesionales competitivos en cualquier sociedad.
1.1.6 Visión:
Ser una Institución educativa de excelencia universal, que responda plenamente a
las necesidades del entorno con un alto sentido humanista
1.1.7 Centro de Investigación Acuícola (CE.IN.AC)
Organismo dependiente del Instituto Tecnológico Superior de Coatzacoalcos,
dedicado a la Producción de Alevines y engorda de Tilapia Pargo UNAM.
16

CAPÍTULO II
2.1 Problemas a resolver
El CE.IN.AC. En un estudio preliminar desarrollado en meses anteriores para
determinar la eficiencia del proceso, en cuyos análisis muestran alevines
introducidos en un espacio determinado y su tasa de sobrevivencia, se ha aislado
una problemática primordial, un porcentaje grande de la población llega a morir en
su transición de alevín a mojarra adulta; así como la sorpresiva muerte de
organismos en un estado “sano”, esto nos lleva a pensar el por qué de estos
sucesos.
17

El CE.IN.AC. Lleva estrictos órdenes de seguridad sanitaria en el aspecto del
personal, estos pueden ser la desinfección de las manos antes de la limpieza
programada a los alevines, uno o dos operarios para la limpieza de los cuneros,
así como la adición de sustancias orgánicas e inorgánicas para la medicación de
los organismos.
Normalmente después de que los alevines superan esta fase en los cuneros, es
difícil que mueran, pero factores como, concentración de fitoplancton, el oxigeno
disuelto y altas concentraciones de amonio pueden causar la muerte de los
organismos.
El fitoplancton es un conjunto de organismos microscópicos que cohabitan con las
mojarras en el estanque, estos son microorganismos presentan clorofila en su
mayoría, por ello son fotosintéticos, esto hace mención que son autótrofos, y
surgen de forma natural al adicionar agua al estanque, el fitoplancton es una
fuente de alimento alternativo para las mojarras, ya que estas acceden a el
directamente de las paredes y de la superficie del agua, mas sin embargo estos
organismos también pueden afectar a las mojarras debido a que también
consumen oxigeno para su metabolismo, y obstaculizan la oxigenación del agua
por corrientes de aire, esto causa que los estanques de las mojarras no se puedan
oxigenar bien, así como también existen algunas clases de estos organismos que
afectan los embalses con sus toxinas, por ello es necesario su identificación.
En el segundo de los casos los organismos, al tener una alta población respiran
una gran cantidad de oxigeno disuelto en el agua, esto causa una
descompensación en el embalse, los operadores deben oxigenar el estanque con
oxigeno atmosférico (21%O2 del total de flujo másico inducido a presión), esto
causa que el agua vuelva a tener oxigeno disponible para los organismos, pero
necesita un alto flujo y una gran organización de los oxigenadores para restablecer
un estado optimo para la vida del estanque.
18

En el tercer caso como parte del metabolismo del pez, excreta al medio grandes
cantidades de compuestos cuyo ion principal es el amonio, estos en su mayoría
son nitritos; los organismos encerrados en un estanque generan grandes
cantidades de nitritos, estos se van al fondo por su densidad, al pasar el tiempo en
el fondo se sedimenta los nitritos y generan una mezcla coloidal que tiene como
parte química una gran cantidad de nitritos que causan la muerte de los
organismos cuando estos la respiran.
2.2 Alcances y limitaciones
Se alcanzaron todas las expectativas que nos planteamos desde el comienzo del
mismo, todo conforme a la planeación, el CE.IN.AC. Nos abrió sus puertas y las
actividades fueron todas realizadas
Las únicas limitaciones en el trabajo fueron, el hecho de no poseer un microscopio
en el área del CE.IN.AC. Teniendo que movilizarse con las muestras hasta el
laboratorio de Química y Bioquímica, al extremo sudeste del plantel, teniendo que
pedir material cada vez que se requería analizar la muestra.
Se anexa a este proyecto, un manual de uso del filtro biológico; en él se
encuentran delimitados las variables de operación, frecuencia de mantenimiento
así como descripción de proceso y diseño para su posterior uso en otros
estanques. Se recomienda seguir los pasos de mantenimiento para evitar
problemas en su desensamble, y mal funcionamiento del mismo.
2.3 FUNDAMENTO TEÓRICO
2.3.1 Fitoplancton
Fitoplancton es población de microorganismos, que en su mayoría son
fotosintéticos, (Microalgas, cianobacterias, flagelados heterótrofos y otros grupos
sin clorofila) que viven en estado de forma suspendida en la masa de agua. La
composición y abundancia del fitoplancton en lagos y embalses depende de los
siguientes factores. (Vicente. 2005)
19

a) Condiciones Físicas e hidrológicas: Luz, temperatura, turbulencia, estabilidad
del agua, estancamiento de agua y tasa de sedimentación.
b) Composición química del agua: nutrientes y materia orgánica, mineralización y
pH,
c) Factores biológicos:
*Depredación por parte de filtradores planctófagos (Zooplancton y Peces) y
relaciones entre especies (Efectos alelopáticos y toxicidad inducida por algunas
especies).
*Parasitismo Fúngico. Infecciones por parte de hongos y cromistas heterótrofos
flagelados capaces de reducir densas poblaciones fitoplactónicas.
Todos los tipos de organismos fitoplanctónicos pueden aparecen en un grupo, los
talohidrófitos errantes, dentro del fitoplancton existen muchos tamaños de células,
desde pequeñas células procariotas y eucariotas de tamaño de una bacteria hasta
grandes dinoflagelados visibles a simple vista, esto hace que la velocidad de
crecimiento no pueda ser generalizada, por lo que no debería generalizarse su
velocidad de aparición.
“Existen al menos tres clases de algas unicelulares productoras de ficotoxinas: los
dinoflagelados, con unas pocas docenas de especies tóxicas, las diatomeas,
concretamente el género Pseudonitzschia, y las cianobacterias, con especies y
cepas productoras de toxinas casi todos los géneros” las cianobacterias son las
principales especies que debemos identificar para conocer si son las causantes de
la muerte los organismos en los estanques”. (Alfonso. 2005)
Las cianobacterias son bacterias fotosintéticas oxigenadas, estas células
presentan una coloración azul (por eso el término cian, azul) verdosa, por ello
recibieron el nombre algas verde azules, mal nombradas por que son bacterias no
algas, algunas de estas bacterias contienen nodos llamados heteroquistes, estos
20

contienen enzimas que fijan el nitrógeno atmosférico en iones amonio para ser
usado en la célula en su crecimiento (Tortora. 2007)
También contienen en el citosol, unas vacuolas con aire, que fungen como
flotadores a las células; estas cianobacterias producen cianotoxinas, estas se
dividen en tres grupos principales de acuerdo a su efecto, irritantes, neurotóxicas y
hepatotoxinas.
Las irritantes son toxinas que pueden ser consideradas como poco dañinas a los
seres humanos, con la excepción de las toxinas generadas por la bacteria
Lyngbya majuscula en aguas tropicales, esta puede generar una dermatitis intensa
y posible generador de tumores.
Las neurotoxinas se componen de un grupo de toxinas con diversa composición
química, pero con una sintomatología similar, todas las neurotoxinas producen un
rápido y letal intoxicación cuando son ingeridas en altas dosis, los animales
pueden morir en minutos. Los efectos bioquímicos y químicos difieren si es una
anatoxina-a o saxitoxina. (Margalef. 2001)
El fitoplancton está conformado por tres tipos de microorganismos, algas,
protozoarios y bacterias. Que serán descritos a continuación.
2.3.2 Algas
Características
Las algas están formadas por células eucariontes fotoautótrofas, cuya complejidad
no es elevada, carecen de tejidos cómo raíces, tallos y hojas; su identificación
requiere observación microscópica, en su mayoría se encuentran en aguas
21

oceánicas, su localización depende de la disponibilidad de los nutrientes para su
desarrollo, longitudes de la onda de luz, y de las superficies sobre las cuales
crecen.
Estructuras vegetativas
El cuerpo de un alga multicelular se denomina tallo, los tallos de las algas
multicelulares más grandes, conocidas como algas marinas, constan de discos de
fijación ramificados, estos se adhieren a superficies como rocas, unta estructura
de apoyo y a menudo estipes huecos y hojas. Las células que recubren el tallo
pueden llevar a cabo la fotosíntesis, el tallo carece de tejido conductivo
característico de las plantas vasculares, las algas absorben nutrientes del agua en
toda su superficie. El estipe no está lignificado ni es leñoso de modo que no ofrece
el apoyo del tallo de una planta, en cambio el agua circundante sostiene el tallo del
alga, algunas algas se mantienen a flote mediante una vesícula llena de gas
denominada, neumoquste.
Movilidad
Pueden tener uno o más flagelos; cuando tienen flagelos pueden ser del mismo o
diferentes tamaños, se localizan en uno de los extremos de la célula. El número, el
tamaño y la localización de los flagelos son características útiles para la
clasificación de las algas.
Otras algas en el género de las multicelulares, no son móviles. Algunas se
encuentran ancladas en el fondo del cuerpo de agua donde habitan, y otras
arrastradas, por olas o corrientes de agua de un lugar a otro.
Ciclo Vital
Las algas se pueden reproducir de forma asexual. Las algas multicelulares con
tallos y formas filamentosas pueden fragmentarse, y de cada fragmento formar un
tallo o filamento nuevo. Las algas monocelulares se reproducen por mitosis,
existen algunos tipos de algas que se reproducen de forma sexual.
22

Nutrición
Casi todos los filos de algas son fotosintéticas, sin embargo los oomicentos, o
algas similares a los hongos, son quimioheterótrofos, las algas fotosintéticas se
encuentran a lo largo de la zona fótica de las masa de agua, la clorofila-a y
pigmentos accesorios que intervienen en la fotosíntesis son los que determinan los
colores distintivos de muchas algas.
Importancia general
Las algas constituyen una parte importante de las cadenas alimentarias acuáticas,
por que fijan dióxido de carbono en moléculas orgánicas que pueden ser ingeridas
por quimioheterótrofos. Mediante la utilización de energía producida por la
fosforilación en las algas convierten el dióxido de carbono en hidrocarbonos, los
primeros metros de aguas superficiales contienen algas planctónicas, como el
75% de la tierra está cubierta por agua, se cree que el plancton produce el 80% de
oxigeno de la tierra.
Cuando las algas mueren, la descomposición celular masiva asociada con la
proliferación de algas disminuye el nivel de oxigeno disuelto en agua. (Tortora.
2007)
Principales especies de algas determinadas en ríos del estado de Tabasco,
Anabaena cf. Subcylindrica, A. cf. Variabilis, Aphanocapsa elchista var. Conferta,
Chroococcus palidus, C. varius, Cylindrospermum catenatum, Gloeocapsa
puntctata, Microcystis aeroginosa, Oscillatoria agadhii, Rhabdoderma lineare y
Spirulina sp. 1.
Se hace referencia que el estudio reconoce la división Cyanophyta como un grupo
integrado a las algas procariontes. (Alvares 2005)
2.3.3 Protozoarios
23

Son animales microscópicos que consisten en células simples eucariotas. Los
protozoos se clasifican en base a su morfología, medios de locomoción, presencia
o ausencia de cloroplastos, presencia o ausencia de cubierta, capacidad de formar
quistes, y capacidad de formar esporas.
Juegan un papel poco relevante en los procesos bioquímicos ambientales, pero
son significativos en el medio ambiente acuático, y edáfico, por las siguientes
razones: son parasitarios para el cuerpo humano, causan enfermedades como la
malaria, la enfermedad del sueño y algunos tipos de disentería. Pueden causar
enfermedades debilitantes e incluso mortales en el ganado y fauna.
Morfología
La membrana celular esta protegida y apoyada por una curícula relativamente
gruesa o una cubierta mineral que puede ser un tipo de exoesqueleto, el alimento
que ingiere atreves de una estructura llamada citosoma, en la que se encuentra la
citofaringe o ranura oral, es digerido por una vacuola enzimática, lo que queda de
los alimentos es expulsada por una citopiga, los elementos que solubles se
extraen de la célula por una vacuola contráctil que expele agua del interior de la
célula. (Manahan. 2007)
Los flagelados son organismos de formas muy variadas, pueden ser ovoides,
redondos o alargados. La característica morfológica común a los flagelados es la
presencia de uno o más flagelos, los cuales son organelos de locomoción, a
manera de hilos, que se originan en el ectoplasma.
Los flagelos producen el movimiento del protozoario por medio de ondulaciones y
si el protozoario posee más de un flagelo, el movimiento es asincrónico, por que
cada uno se origina independientemente en el ectoplasma.
Los flagelados pueden adquirir su alimento de diversas formas. Algunos ingieren
partículas de alimento, como bacterias, a través de un citosoma otros pueden
fagocitar por medio de los pseudópodos, como las amebas; también pueden tomar
sus alimen0tos por pinocitosis y por absorción.
24

Reproducción.
La reproducción es bastante simple en su mayoría se reproducen únicamente del
modo asexual, y ocurre por fisión binaria longitudinal. En este proceso, se divide el
citoplasma a lo largo del eje mayor, el núcleo se divide por mitosis y se originan
dos nuevos individuos.
Varios grupos de protozoarios presentan en su ciclo evolutivo una fase de
resistencia que se llama quiste. Los quistes están rodeados de una membrana
muy fuerte que recibe el nombre de membrana quística, esta membrana es
secretada por el citoplasma y sirve para proteger al organismo de condiciones
adversas, principalmente de la desecación. Esto ayuda al organismos siendo su
medio de defensa y además para propagar la especie.
Condiciones ambientales
Para su desarrollo, cada protozoario requiere ciertas condiciones óptimas, pero
como grupo estos tienen la capacidad de adaptarse a diferentes ambientes y
pueden proliferar en medios que poseen muy diversas condiciones de,
temperatura, pH, presión osmótica y elementos nutritivos.
Algunas especies viven en el agua caliente de manantiales, otras en aguas muy
frías, y aun en la nieve. El pH del medio donde se han encontrado protozoarios
varía entre 3,0 y 9,5. También se han encontrado que pueden proliferar en medios
de diversa salinidad, ya sea diluido en agua dulce o marina.
La necesidad de oxígeno de los protozoarios, se puede decir que la mayoría son
aerobios, pero muchas especies parásitas son anaerobias facultativa y unas pocas
son anaerobias estrictas.
Importancia
Juegan un papel principal en la degradación de aguas negras; en los procesos de
tratamientos de aguas negras los primeros pasos de la degradación son en fases
25

aerobias y anaerobias, en ambos casos los protozoarios existen en abundancia,
degradando la materia orgánica.
Así también en las industrias que desechan cantidades de fosfatos y nitratos se
promueve el crecimiento de los protozoarios, los microorganismos remueven las
sustancias para su propio beneficio, después son retirados de la superficie y son
empleados en la industria agraria como abono.
También los fósiles de los protozoarios, nos ayudan a indicar la edad de las
piedras que se están examinando, al igual que sirven para la identificación de
sitios con posible rastro de petróleo. (García. 2004)
2.3.4 Bacterias
Son microorganismos unicelulares, que pueden tener forma de bacilos, cocos, o
espirilos, las células de las bacterias pueden existir individualmente o en grupos
que van desde dos hasta millones de células, el tamaño medio de las bacterias es
de 0.5 y 3 µm, pero en promedio su tamaño es de 0.3 a 50 µm. (Manhan. 2007)
Morfología
La forma de las células se las proporciona la pared celular que les da rigidez y
elasticidad. Las individualmente las bacterias pueden parecer elementos
elipsoidales, esféricos, alargados o en espiral, cada una de estas formas es propia
de una especie determinada por esto las bacterias se clasifican en Cocos, bacilos,
y espirales.
Cocos
Los cocos son células bacterianas cuya forma habitual es esférica pero,
evidentemente, aparecen formas elipsoidales o las que poseen un extremo afilado
con apariencia de lanza, también se encuentran algunas con formas ligeramente
ovoides, con uno de sus lados cóncavos que las asemeja a un riñón o a un grano
de café, cuando se observan de forma aislada o individual.
26

Por su agregación los cocos se afilian en:
a) Diplococos: Se observan en pares con un solo plano de división.
b) Estreptococos: Agrupación bacteriana que al observarse microscópicamente,
permite detectar una célula detrás de la otra, formando filas o cadenas, semejante
a un rosario y también presentan un solo plano de división, se pueden encontrar
en agrupación de 5, 20, 100 elementos.
c) Tétradas: También se llama tetracocos. Se observan en grupos conformados,
cada uno, por cuatro unidades celulares y presentan dos planos de división
perpendicular.
d) Estafilococos: presenta en forma de masas irregulares que recuerdan a los
racimos de uvas y poseen tres planos del espacio.
f) Sarcinas: Aparecen ocho o más unidades celulares, organizados en forma de
cubos. Los cocos son esta forma de agrupación, muestran divisiones sicasicas en
los tres planos del espacio en forma perpendicular.
Bacilos
Son formas bacterianas alargadas que pueden ser cortadas, rectas o cilíndricas, y
a veces son tan cortas y difíciles de identificar que se denominan cocobacilos, si
se observa detenidamente, se encuentra que los extremos de los bacilos pueden
variar; esto puede ayudar a su identificación. Existen bacilos cuyos extremos
aparasen en forma de ángulo recto, afilada, redondeada y algunos en forma de
mazo.
Los bacilos al contrario de los cocos los bacilos no se agrupan, algunos autores
comentan que son ordenamiento al azar, entre las que figuran las parejas o
diplobacilos, en cadenas ó estreptobacilos, en grupos irregulares que forman tipos
de empalizadas, denominadas ovillos ó rosetas.
Espirales
27

Según la especie presentan una longitud, amplitud de la espira y rigidez de la
pared diferentes. Existen diferentes tipos de espirales como los:
a) Vibrios: Estas bacterias tienen una sola curvatura y toman la forma de una
especie de espiral incompleta, muy similar al símbolo de la coma gramatical.
b) Espirilos: son bacilos incurvados helicoidalmente, móviles, generalmente por
penachos de flagelos polares.
c) Espiroquetas: Son formas alargadas que presentan gran cantidad de curvaturas
muy próximas entre ellas, semejando un tirabuzón. (Montoya. 2008)
Nutrición
Las bacterias necesitan nutrientes para poder desarrollarse, mas depende de la
especie para especificar sus requerimientos, los principales nutrientes que ocupa
una bacteria son: proteínas, grasas y carbohidratos, pero también necesitan
vitaminas para un buen crecimiento.
Condiciones medioambientales.
La temperatura es un factor que afecta de manera más directa al crecimiento y
reproducción de las bacterias, las bacterias sólo se pueden desarrollar en cierto
rango de temperatura, este rango es específico para cada especie de bacteria; el
rango de habitabilidad de las bacterias es el punto de congelación del agua y el
punto en el que se coagula la proteína del protoplasma.
En un punto intermedio de los ya mencionados, existe un punto en donde las
bacterias alcanzan un crecimiento optimo, y además se extienden rápidamente; un
punto debajo del mínimo haría que las bacterias detenga su crecimiento, mas no
les causan la muerte, pueden habitar zonas por debajo de -250 grados
centígrados; pero pueden ser sensibles a procesos que congelen y descongelen
su sustrato donde viven. Si la temperatura esta por arriba del máximo, las
bacterias pueden morir rápidamente, algunas hasta con 70 grados centígrados,
28

pero se necesita vapor a 120 grados centígrados por 30min para asegurar la
destrucción de todas las esporas.
Ciclo vital
Normalmente se reproducen asexualmente, por división, primero aumenta el
tamaño de la célula, posteriormente el material nuclear se reúne en una parte de la
célula para luego dividirse en dos partes idénticas, estas partes se separan y la
pared celular se dobla y crece hacia dentro, cuando las paredes se tocan, se
funden dando como resultado dos organismos que se pueden permanecer juntos o
separarse, dando lugar a unas disposiciones distintas pero características. (López
2003)
2.2.5 Hongos
Los hongos no son parte del fitoplancton pero se deben mencionar debido al
efecto negativo que ocurre para con los peces.
Son organismos eucariotas no fotosintéticos que presentan una estructura
vegetativa típicamente expansiva denominada “micelio”, este es una masa
citoplasmática multinucleada encerrada dentro de un sistema de tubos rígidos y
ramificados de diámetro generalmente uniforme, que surge de una sola célula, que
al germinar da lugar a un largo filamento denominado “hifa”, el micelio puede
crecer indefinidamente alcanzando incluso dimensiones macroscópicas.
Nutrición.
Obtienen su energía por respiración o fermentación a partir de materiales
orgánicos solubles o en suspensión presentes en sus hábitats. Algunos hongos
desarrollan hifas especializadas para atrapar protozoos y pequeños invertebrados
que les sirven de alimento; una vez muerta la presa, las hifas crecen dentro de ella
y absorben los nutrientes contenidos en la presa.
Reproducción
29

La reproducción de los hongos es compleja, alterna una fase de desarrollo de una
célula asexuada o zoospora, la cual crece liberando más zoosporas, con otra fase
de formación de células sexuales diferenciadas que forman un zigoto. Este
desarrolla hifas, que a su vez forman esporas asexuadas cuyo desarrollo daría
lugar a células sexuales diferenciadas.
Hongos de las aguas.
Los hongos acuáticos son los ficomicetos y pueden ser saprófitos, parásitos o
depredadores de protozoos, rotíferos o nematodos. La mayoría de los hongos
acuáticos necesitan nitrógeno libre, pudiendo degradar proteínas, azucares,
almidón, grasas, pectina, celulosas, lignina, etc.
Existen hongos que soportan amplios rangos de pH de 3,2 a 9,6 como es el caso
de la especie Achlya racemosa, mientras que otras requieren un estrecho margen
de pH como es el caso de algunos hongos de lagos volcánicos en Japón.
Los hongos de aguas dulces tanto unicelulares como pluricelulares, corresponden
a tres grupos principales: Mixomicetos que son laberintulados y mixomicetos
parásitos, Hongos Superiores como los ascomicetos, basidiomicetos y
deuteromicetos, y hongos inferiores o ficomicetos.
El hábitat colonizador de los hongos se extiende por sedimentos, seres vivos y
material orgánico detrítico, mientras que sus zoosporas medran libres. Existen
hongos terrestres y acuáticos a la vez. Los estrictamente acuáticos se suelen fijar
en algas planctónicas.
Entre los hongos superiores de las aguas se detectan mayoritariamente
ascomicetos y Deuteromicetos, siendo minoritariamente Basidimecetos. Sólo las
levaduras y los hongos levaduriformes pueden medrar libremente en el agua,
requiriendo los demás fijarse a un sustrato. (Galvín. 2003)
30

Estos son los principales organismos que conforman el fitoplancton, a continuación
estudiaremos la demanda biológica de oxígeno, así como su importancia para el
crecimiento del fitoplancton.
2.3.6 Demanda Biológica de Oxigeno
La demanda biológica de oxigeno es una medida de la cantidad de oxigeno
consumido en la degradación bioquímica de la materia orgánica médiate procesos
biológicos aerobios. Representa, por tanto, una medida indirecta de la
concentración de materia orgánica e inorgánica degradable o transformable
biológicamente. Se utiliza para determinar la contaminación de las aguas. Cuando
los niveles de la DBO son altos, los niveles de oxígeno disueltos serán bajos, ya
que las bacterias están consumiendo ese oxígeno en gran cantidad.
Al haber menos oxígeno disponible el agua, los peces y otros organismos
acuáticos tienen menores posibilidades de sobrevivir.
Así también la DBO es la prueba de laboratorio en la cual una muestra de agua se
alimenta con bacteria y nutrientes y se hace una incubación a una temperatura de
20˚C durante 5 días en la oscuridad. El valor de DBO se determina comprando el
valor de oxígeno disuelto (OD) de una muestra de agua tomada inmediatamente
con el valor de la muestra incubada descrita anteriormente. La diferencia entre los
dos valores de OD representa la cantidad de oxigeno requerido para la
descomposición de material orgánico en la muestra y es la mejor aproximación del
nivel de la DBO. La DBO se mide en ppm o mg/L. (Sánchez. 2007)
2.3.7 Demanda Bentónica de Oxígeno
Es el consumo de oxigeno necesario para estabilizar la materia orgánica contenida
en los sedimentos e involucra procesos aeróbicos y anaeróbicos. Esta
estabilización ocurre casi toda en condiciones anaerobias, por la difícil penetración
de oxígeno al sedimento y por ausencia de productores primarios.
31

En esta zona no hay consumo de oxigeno libre, sino de aquel contenido en los
compuestos presentes como el CO2, El SO4 etc.
Esta respiración anaerobia tiene como subproducto materia orgánica reducida y
algunos minerales que pueden transportarse por difusión hacia la lámina de agua
y causar una demanda adicional de oxígeno.
Sin embargo, en la capa superior del sedimento hay oxigeno libre proveniente de
la interface agua-lodo; en ella, este oxígeno es consumido por microorganismos
como las ferrobacterias, que usan compuestos disponibles en el sedimento como
fuente de energía, y liberan sustancias que, al entrar en contacto con el agua
sobrenadante, reaccionan con el oxígeno presente. Los subproductos parciales de
la descomposición anaerobia se disuelven atraviesan la capa de sedimento y
pasan a la masa líquida, demandando liquido libre, aumentan la DBO en el agua y
ocasionan un consumo de oxígeno adicional. (Roldan 2008)
2.3.8 Muestreo del fitoplancton, Equipos y reactivos
Protección personal
a) Botas de pescador
b) Guantes de látex
Recolección de muestras
a) Botella de vidrio (125 – 150ml). Se recomienda que la botella sea transparente
de color ámbar; así se protege la muestra de la luz y se puede apreciar el color
para controlar la decoloración debida a la sublimación del conservante.
b) Viales de vidrio con tapón hermético.
c) Botellas opacas de plástico y otra botillería en plástico de calidad con cierres
herméticos para las muestras de agua.
d) Botella hidrográfica
32

f) Tubo flexible de plástico lastrado de longitud predeterminada o tubo rígido de
hasta 2 m
g) Red de nytal o nylon de 20µm de luz de poro.
h) Disco de Secchi
Reactivos Fijadores
Solución de Lugol para periodos de conservación cortos.
-Solución ácida de Lugol. Disolver 100g de KI (yoduro potásico) en 1 litro de agua
desmineralizada, añadir 50g de cristales de yodo y agitar hasta que se disuelvan;
añadir 100g de ácido glacial acético; decantar la solución antes de su uso para
eliminar los posibles precipitados.
-Solución Alcalina de Lugol. Se prepara como la anterior, solo que, en lugar de
ácido glacial acético, se añaden 100g de acetato de sodio (CH3COO-Na)
El líquido resultante ha de estar fuertemente coloreado. Conservar en un
recipiente hermético y protegido de la luz para minimizar su sublimación. Añadir de
0.5 a 1ml de Lugol Iodado por cada 100ml de muestra hasta obtener un color miel.
El Lugol se degrada por foto-oxidación, luego las muestras se deben conservar a
oscuras, y hay que controlar periódicamente la pérdida de color de la muestra,
añadiendo más reactivo si se requiere.
-Formaldehido (HCHO) al 2-4% neutralizado y filtrado. Es algo agresivo con
algunas estructuras celulares, no obstante es adecuado para la conservación,
permanente de las muestras. Dada la naturaleza tóxica de esta sustancia, en caso
de utilización se debe tomar precauciones.
Procedimiento de muestreo
Se tomará en cuenta en el muestreo los aspectos tales como morfometria de la
cubeta, profundidad, entrada y salida de flujos, cobertura de vegetación acuática,
33

vertidos puntuales, usos etc. La recogida de muestras de fitoplancton se realizara
preferiblemente en los mismos puntos en los que se tomen muestras
fisicoquímicas y otras muestras biológicas, para tener la máxima información
posible. Dependiendo del tipo de lagos y embalses, y de los recursos disponibles
se pueden plantear diferentes estrategias de muestreo:
a) Muestreo de masas de aguas vadeables y no vadeables poco profundas:
Tomar las muestras discretas de superficie en el propio recipiente, unos 25-30 cm
por debajo de la superficie y 3m de profundidad y añadir una muestra tomada
cerca del fondo.
Numero de muestras: Variables según la superficie y morfología de la masa de
agua, y según los recursos disponibles, en general entre 1-3 en lagos de menores
a 50 ha
b) Muestreo de masas de agua profundas:
Para lagos y embales se seleccionará preferentemente un punto en la zona de
máxima profundidad y se obtendrán varias muestras en el perfil vertical o una
muestra integrada procedente de la capa trofogenica, si la masa de agua esta
estratificada, la obtención de suficientes muestras discretas en el perfil permite
obtener una información más detallada del fitoplancton que por medio de una
muestra integrada.
Actividades a realizar
34

a) Realizar un perfil de temperatura, conductividad, turbidez, pH, potencial redox y
oxígeno disuelto para identificar el patrón de estratificación, medir la profundidad
del disco de Secchi y la penetración de luz.
b) Tomar las muestras de los diferentes niveles con una botella hidrográfica.
c) Alternativamente es recomendable usar un perfil con el fluorimetro.
Directrices para la toma de muestras
Tradicionalmente el fitoplancton se recoge a partir de muestras de agua tomadas
en la superficie y en diferentes profundidades. No obstante en estas muestras no
aparecen suficientemente representadas las algas de mayor tamaño las cuales se
realizan en un muestreo complementario con una red.
Toma de muestras para la identificación y recuento del fitoplancton
Toma de muestras directamente y sin filtrar en una botella trasparente o de color
topacio. No llenar la botella totalmente sino hasta un 90% para permitir la
homogenización posterior de la muestra.
Muestras discretas e integradas. Las muestras de superficie se recogerán con el
propio recipiente a 25 – 30cm por debajo de la superficie. Las muestras de
profundidad se tomaran con una botella hidrográfica, la cual se desciende hasta la
profundidad deseada y se cierra mediante un mensajero.
Las muestras integradas se tomaran mediante un tubo de plástico flexible de
20mm de diámetro lastrado en uno de sus extremos. El tubo se sumerge, se tapa
el extremo superior y se sube; cuando está arriba el extremo inferior se vacía en
un recipiente. Este método presenta algunas dificultades cuando la longitud del
muestreo es variable. De forma alternativa se pueden tomar muestras en
diferentes profundidades con la botella hidrográfica y proceder a mezclar todas
ellas para componer una muestra integrada.
35

Almacenar la muestra a oscuras inmediatamente; mantener en frio si se va a
examinar “in vivo” o bien añadir un conservante si no se va a examinar en poco
tiempo. Si no es posible almacenar las muestras en oscuridad, es preferible usar
una botella de vidrio opaco.
2.3.9 Conteo de microorganismos mediante la cámara de Neubauer
Es una cámara de contaje adaptada al microscopio de campo claro. Se trata de un
porta objetos con una depresión en el centro, en el fondo de la cual se ha marcado
de 3 x 3 mm, con una separación entre dos líneas consecutivas de 0.25mm. Así
pues el área sombreada y marcada corresponde a 1mm cuadrado. La depresión
central del cubreobjetos está hundida 0.1mm respecto a la superficie marcada
0.1milimetro y el volumen comprendido entre la superficie y el cubre objetos es de
0.1mm3
, es decir 0.1 µl.
Si contamos las cuatro áreas sombreadas observando un total de x células entre
las cuatro áreas, la concentración en la suspensión celular será: concentración en
la suspensión (células /ml) = 10000 (x/4)
2.3.10 El nitrógeno en los estanques artificiales
El nitrógeno es un componente fundamental de los seres vivos, en los que
aparece formado sobre todo parte de los grupos amino de las proteínas. El
nitrógeno se mueve en la naturaleza en un ciclo de oxidoreducción en el que la
mayor parte de las reacciones son desarrolladas por microorganismos.
El nitrógeno se desempeña dentro de las diversas moléculas orgánicas. Los
diversos procesos catabólicos dentro de los seres vivos y la descomposición de
biomasa llevada a cabo por diversos microorganismos irán descomponiendo estas
moléculas hasta dejar de nuevo libre el nitrógeno en el medio en forma de
amoníaco. Este proceso se conoce de forma general como amonificación.
Diversas reacciones corporales, mayormente la descomposición de aminoácidos y
de bases nitrogenadas, producen la liberación de moléculas de amoníaco. Éste es
36

un compuesto muy tóxico para la gran mayoría de los organismos, que lo excretan
directamente o lo usan para sintetizar otros compuestos menos tóxicos, urea o
ácido úrico sobre todo, que son los que más tarde serán excretados.
Los peces de agua dulce son hiperosmóticos respecto al medio, de forma que
tienden a ganar agua por ósmosis. Solucionan este problema eliminando de forma
continua gran cantidad de orina. Este flujo de líquidos hacia el exterior les permite
ser sin dificultad amoniotélicos, ya que se pueden librar del amoníaco antes de
que llegue a concentraciones tóxicas. Eliminan además mucho amoníaco por las
branquias, bien por difusión directa en forma gaseosa (NH3) o en forma de ion
amonio (NH4+). El ion amonio es usado en las bombas de captación activa de
Na+; por cada ion de sodio captado se elimina uno de amonio, y de esta forma se
evita el que haya grandes desequilibrios eléctricos en el cuerpo del animal.
El amoníaco libre en el medio puede ser usado por muchos microorganismos y
plantas como fuente de nitrógeno. En medios alcalinos se puede liberar a la
atmósfera en forma de amoníaco gaseoso. Y por último otra gran parte del
amoníaco sufre un proceso de nitrificación. La nitrificación es un proceso en el que
el amoníaco se oxida a iones
Nitrato: NH4 → NO3
-
Es una reacción que tiene lugar en dos pasos. La nitrificación es llevada a cabo
por microorganismos aerobios quimiolitoautótrofos, que usan estos compuestos
como dadores de electrones para a través de un complejo de citocromos bombear
al espacio periplásmico protones, que usarán luego en la síntesis de ATP. La
energía almacenada en ese ATP se utilizará luego para generar compuestos
orgánicos a partir de CO2.
Hay un primer grupo de bacterias que oxidan el amoníaco a nitrito en una reacción
catalizada por la enzima amoníaco monooxigenasa,
NH3 + O2 + 2H+
+ 2e-
→ NH2OH + H2O
37

Posteriormente la hidroxilamina oxidorreductasa oxida la hidroxilamina a nitrito,
NH2OH + H2O → NO2-
+ 5H+
Otro grupo de bacterias se encarga ahora de oxidar los nitritos a nitratos usando el
nitrito oxidorreductasa,
NO2-
+ H2O → NO3-
+ 2H+
La cantidad de energía que obtienen estas bacterias a partir de estos procesos es
bastante baja, de ahí que sean especies con crecimiento lento.
Los nitritos resultan ser tóxicos para los peces. Una concentración de 0,2-0,4 mg/l
mata al 50% de una población de truchas. Se nota una mortandad elevada de
peces a partir de 0,15 mg/l. por ello se necesita eliminar la mayor parte de los
nitritos del estanque, para ello se puede integrar al estanque un filtro biológico
para transformar los nitritos a nitratos que son menos agresivos a los peces.
El amoniaco existe en dos formas: no ionizado y ionizado, la concentración relativa
de estas formas en la columna de agua es principalmente una función del pH,
temperatura y salinidad del agua. La suma de las dos formas se denomina
amoniaco total, o simplemente amoniaco (NAT). Un aumento de pH o la
temperatura aumenta la proporción de largo plazo, las concentraciones
permisibles de NH3 dependen de la especie y de la temperatura de cultivo, pero
como regla general este debe mantenerse por debajo de 0.05mg/l.
El nitrato es el producto final de la nitrificación y es el menos toxico de los
compuestos. En sistemas de recirculación, los niveles de este son corrientemente
controlados por recambios de agua. En sistemas con bajo recambio o altas tasas
de retención hidráulica, la desnitrificación se ha tornado cada vez más en una
medida importante de control.
La capacidad de remoción de amoniaco de los filtros biológicos es ampliamente
dependiente de la superficie total disponible para el desarrollo de las bacterias
38

nitrificantes. Para una eficiencia máxima específica (superficie por volumen de
unidad) con una suficiente fracción de hueco para un adecuado comportamiento
hidráulico, el medio usado en los biofiltros debe ser inerte, no compresible y no
degradable biológicamente, los más utilizados son arena, roca molida, ripio de rio,
algunas formas de material plástico, o cerámico, en forma de pequeños gránulos,
o grandes esferas o anillos (Galli. 2007)
2.3.11 Fundamento filtro biológico
Las principales bacterias implicadas en la nitrificación en medios acuáticos son:
Para la reacción NH3 → NO2-
Nitrosomonas europaea en agua dulce y
Nitrosococcus oceanus en agua salada; y para la reacción NO2- → NO3-
Nitrobacter winogradskyi en agua dulce y Nitrospira oceanus y Nitrobacter agilis en
agua salada. Pertenecen todas a la familia Nitrobacteriaceae, compuesta de
bacilos y cocos gram negativos, aerobios e inmóviles, por lo que se comprendió
que estas bacterias, para ser eficaces, necesitarían de una corriente abundante de
agua que les proporcionase nutrientes y oxígeno y de un medio adecuado para
crecer sobre él.
Los nitratos en los estanques para cría de mojarras son menos dañinos que su
principal antecesor, los nitritos; los nitratos forman parte del sustrato para que los
organismos fertilizadores crezcan, los organismos fertilizadores nos apoyan para
que se pueda reducir la cantidad de alimento que se suministra a los peces, por
ello debemos suministrarle la mayor cantidad de nitratos que se pueda y eliminar
el amonio y los nitritos que existen en el estanque.
La forma de eliminar el amonio y los nitritos del estanque es implementando un
Biorreactor de flujo continuo y empacado para que las bacterias nitrificantes se
adhieran al sustrato y puedan convertir el amonio en nitritos y de nitritos a nitratos;
con esto favorecemos a las mojarras y a los organismos fertilizadores del
estanque, así como la reducción del mantenimiento de los estanques.
39

El filtro biológico se compone principalmente de una entrada que prolongue el flujo
por gravedad hasta el fondo del recipiente, que luego forzara la corriente para que
pase por una fase de empaque la cual sirve de sustrato de adhesión o
inmovilización de las bacterias que habitan el filtro biológico, teniendo un flujo
continuo y oxigeno adecuado para que las bacterias vivan, estas se encargaran de
las rutas metabólicas necesarias para que el reactor funcione y convierta las
sustancias nocivas en otras menos nocivas para los peces.
40

3 Procedimientos y actividades realizas
3.1 Materiales utilizados
a) Protección personal
*Botas de hule
*Bata de laboratorio
b) Recolección de muestras
*Botellas recicladas de 1.5 l
*Tubos de ensaye con tapón
*Tubo de 1m por 2 in de Policloruro de Vinilo
c) Procesamiento de muestras
*Microscopio
*Gotero
*Cámara de Neubauer
*Pipeta Pasteur
3.2 Procedimiento de muestreo y análisis de muestras
Se procedió a delimitar los diámetros de los estanques, para luego
determinar su forma geométrica, y así determinar cuántas muestras
tomar, acordamos tomar 3 muestras por estanque; por medio de una
muestra integrada por punto de extracción escogida.
Para obtener una muestra integrada, se sumergió el tubo de PVC en el
estanque en los puntos escogidos, a continuación se le bloqueo el
extremo sumergido, y se extrajo del estanque; colocando la botella de
42

recolección abajo del tubo, haciendo esto en cada uno de los tres puntos
de muestreo, al final del tercer punto se procedió a homogenizar la
muestra; tomando un concentrado en un tubo de ensaye y rotulando el
nombre del estanque para su posterior análisis.
Haciendo esto en cada uno de los estanques, se colocaron todas las
muestras en una gradilla, y se movilizaron al laboratorio para su estudio;
dentro del laboratorio se ocupó el microscopio digital para su
identificación y cuantificación.
La identificación de los organismos se dio por medio del manual de
campo canadiense “Algal Identification, Field Guide” así como también el
documento “Claves dicotómicas para identificación de algas”, gracias a
estos estudios previos pudimos buscar concordancias con las algas
encontradas.
Pudimos determinar alrededor de 10 especies de algas en todos los
estanques, las muestras fueron observadas con ampliaciones de 10x,
40x, y en algunas ocasiones a 100x.
Para el conteo de organismos en cada muestra se ocupó el método de
conteo en cámara de Neubauer; se tomó la cámara de Neubauer y se
cargó con la muestra por medio de la pipeta Pasteur, y se procedió al
conteo por cuadrantes de la cámara
43

3.3 Resultados
La información expresada en este informe fue recaudada a lo largo de 4 meses de
estudio de los estanques del Centro de investigación acuícola del ITESCO
(CE.IN.AC.); el CE.IN.AC. Cuenta con cuatro estanques de reproducción, dos de
crecimiento y cuatro de engorda, a continuación se muestran los conteos de
microalgas realizados a los estanques por el método de la cámara de Neubauer,
así como las algas identificadas en los estanques.
Conteo de algas expresados en Células / centímetro cúbico. (Cel/cm3
)
ER1= 6 x 10000 /4 = 15,000 Cel/cm3
a 27o
C y a 6.5 pH. 90% Coelastrum
microporum Nägeli 10% Golenkina radiata
El estanque de reproductoras 1 (ER1), después de analizar 10 muestras a lo largo
del mes, tomamos un promedio de los datos recolectados, estos muestran que la
temperatura media del estanque está en un rango normal, así como el pH.
Muestran un desarrollo de microalgas bajo. Esto puede ser por la cantidad de
organismos y su talla en el estanque, aunque el estanque es de reproducción, el
uso del mismo es para crecimiento de juveniles de rango 1.5 a 2.5 in. Las algas no
tienen suficiente nitrógeno para sus requerimientos nutricionales y llegan al
equilibrio de organismos.
ER2= 12 x 10000 /4= 30,000 Cel/cm3
a 28.5o
microporum Nägeli 10% Scenedesmus quadricauda 10% Scenedesmus
ecornis 10% Oocystis sp.
El estanque de reproducción 2 (ER2), tomando el mismo procedimiento que el
estanque 1, encontramos el pH elevado así como el ER1, así como también mayor
temperatura, sin embargo se encuentra dentro de los parámetros permisibles. En
este estanque se encuentran mojarras ya juveniles y de crecimiento así como un
Pejelagarto. Son menos que en el estanque 2, pero por ser organismos más
desarrollados generan más cantidades de desechos, esto ocasiona que tenga más
44

nitrógeno disuelto y que tengan más algas, Este crecimiento también se debe a
que este estanque permaneció por más tiempo sin recambio de agua. Por lo que
refiere a los parámetros son normales, no presenta muerte de peces ni algas.
ER3= 59 x 10000 /4= 147,500 Cel/cm3
a 25o
C y a 6.8 pH. 95% Merismopedia
elegans 5% Scenedesmus quadricauda
El estanque de reproductoras 3 (ER3), Este estanque presento una cantidad de
algas mucho mayor que en los otros estanque, Aun cuando los parámetros de
temperatura y pH son normales, Por lo tanto el crecimiento debería ser similar a
los otros estanques. Este crecimiento se observó debido a la presencia de la
cianobacteria Merismopedia elegans las cuales generan una reducción de
microalgas al generar toxinas que las cuales provocan Inhibición de las proteína-
fosfatasas hepáticas, induciendo la hiperfosforilación de filamentos del
citoesqueleto y daños hepáticos, se procedió a realizar un cambio de agua y se
colocó cloro con una concentración de 100 ppm para disminuir su crecimiento, sin
embargo se siguió detectando la presencia de esta cianobacteria. Para más
referencia ir a la primera identificación Merismopedia elegans.
ER4= 4 x 10000 /4 = 10,000 Cel/cm3
29o
microporum Nägeli 20% Coelstrum Astroideum
Estanque de Reproductoras 4 (ER4) este estanque no tenía muchos peces porque
estaba siendo ocupado para los reproductores, el nitrógeno que estaba en
disolución no era el necesario para soportar a muchas algas por ello se encontró la
baja población de las algas.
EC1= 6 x 10000/4= 15,000 Cel/cm3
26o
C y a 7.0 p.H. 80% Coelastrum
astroideum 10% Coelastrum microporum Nägeli 10% Scenedesmus eccornis
Estanque de crecimiento 1 (EC1). Este estanque cuenta con un diámetro de 12m,
el estanque tiene una población elevada de peces, pero como el área es muy
grande está en un valor normal, el estanque presenta una temperatura y potencial
45

de hidrogeno normal, el crecimiento de las algas está en una base normal, no se
encuentran algas o bacterias patógenas, está en un excelente estado, a este
estanque se le da un mantenimiento semanal y no presenta cantidades grandes
de algas.
EE1= 5 x 10000/4= 12,500 Cel/cm3
a 27o
C y a 7.4 p.H. 60% Coelastrum
astroideum 5% Ankistrodesmus densus Korshikov 25% Oocystis sp. 10%
Oscilatoria corallinae.
El estanque de engorda 1 (EE1). Este estanque al igual que el EC1, tiene 12 m de
diámetro, presenta una formación algal normal, este estanque tiene una población
normal de peces 5 a 10 por m2
según el manual de la FAO “El estado actual de la
agricultura en Brasil y perfiles de nutrición y alimentación”, el CE.IN.AC. Lleva un
preciso esquema de alimentación, que no genera excedentes de nitrógeno, por lo
que no crecen algas en grandes cantidades, la población de peces esta saludable
así como las algas.
EE2= 44 x 10000/4 = 110000 Cel/cm3 a 28oC y a 7.4 p.H. 90% Merismopedia
elegans 10% Scenedesmus acuminatus
Estanque de Engorda 2 (EE2) Este estanque presento una infección por
Merismopedia elegans, se identificó la muestra con la cianobacteria la cual
notificamos al igual que el ER3 para su posterior sanitización, este estanque por
ser más grande era propenso a tener un Bloom mayor, gracias a la adecuada
identificación se pudo rescatar a los peces que seguramente morirían si seguía el
crecimiento exponencial de la cianobacteria.
El conteo de la cianobacteria denominada Merismopedia elegans, se utilizó la
cámara de Neubauer, la morfología de esta colonia de células presenta muchas
algas unidas en cuadrículas, por ellos se tuvo que contar cada una de las algas
para tomar los del conteo.
46

0
20000
40000
60000
80000
100000
120000
140000
160000
Celulas/mL
ER1
ER2
ER3
ER4
EC1
EE1
EE2
0
5000
10000
15000
20000
25000
30000
35000
Estanques
Células/mL
ER1
ER2
ER4
EC1
EE1
Graficas que ejemplifican el conteo de microalgas de los estanques, empezando
por ER1 y acabando en EE2
Gráfica 1.- Población de Microalgas en Cel/ml en el CEINAC
En la gráfica 1 se puede apreciar los estanques los cuales presentan la
cianobacteria Merismopedia elegans los valores son muy elevados, Esto se debe
a que en cada colonia se puede llegar a presentar de 8,9,12 células, esto hace
que el conteo se vea afectado, a continuación se observará la gráfica 2 que
excluirá los resultados para ver mejor la situación algal de los estanques.
Gráfica sin los estanques con Merismopedia elegans
Gráfica 2.- Población de microalga sin la participación de estanques contaminados con
Merismopedia elegans
47

En la gráfica 2 se puede apreciar que los estanques tienen un rango de 10000 a
15000 células, solo el ER2 con una población grande comparado con su diámetro
de 4 m es donde hay un exceso de algas, pero no dañinas, las algas forman parte
del alimento de los peces, así que no causan un daño al medio donde los peces
habitan. En este caso se podría cambiar el agua ¼ para que se frenara un poco el
crecimiento y no tener un exceso. En todo lo que cabe a la investigación los
parámetros son normales así como los números de algas contadas.
Algas identificadas en los estanques del CE.IN.AC.
Algas identificadas por medio de fotocomparación de los manuales “Algal
Identification, Field Guide” así como también el documento “Claves dicotómicas
para identificación de algas”, teniendo como resultado las siguientes algas
1. Merismopedia elegans
a) Clasificación:
Imperio: Prokaryota Reino: Bacteria Subreino: Negibacteria
Phylum: Cyanobacteria Clase: Cyanophyceae
Subclase: Synechococcophycideae Orden: Synechococcales
Familia: Merismopediaceae Subfamilia: Merismopedioideae
Género: Merismopedia
b) Célula: Esféricas a subesféricas
c) Mucilago: Transparente
d) Características morfológicas:
Colonias planas en su mayoría rectangulares, en raras ocasiones pueden formar
ondas, pueden estar agrupados en colonias y en subcolonias, se agrupan en
48

hileras, presentan un mucilago transparente e incoloro, color verde pálido
homogéneo.
e) Toxicidad: el género Merismopedia produce microcistinas LR y lipopolisacáridos
(LPS). Estas toxinas pueden causar problemas en los tejidos blandos de los
peces, haciendo que puedan presentar irritación y en casos extremos, cáncer. Ver
figura 3-4
Figura 3.- Mersmopedia elegans 45X Figura 4.- Mersimopedia 100X
2. Scenedesmus quadricauda
a) Clasificación:
Imperio: Eukaryota Reino: Plantae Subreino: Viridiplantae
Infrareino: "Chlorophyta" Phylum Chlorophyta
Subphylum Tetraphytina Clase Chlorophyceae Orden Sphaeropleales
Familia Scenedesmaceae Subfamilia Scenedesmoidea
Genero Scenedesmus
b) Célula: ovaladas, con extremos espinosos en las superiores.
c) Mucilago: ausente
49

Son organismos inmóviles agrupados en colonias, forma parte de la familia de las
algas verdes, las células se encuentran alineadas en una placa plana. Las
colonias se ordenan en dos o cuatro células, pero pueden tener 8, 16 y hasta 32
células. Son ocasionalmente cilíndricas, semilunar, ovoide o fusiforme.
Típicamente las células tienen en los extremos unas espinas de hasta 200 micras
de longitud. Ver fig. 5-6
Figura 5.- Scenedesmus quadricauda 45X Figura 6.- Scenedesmus quadricauda 45X
3. Scenedesmus acuminatus
a) Clasificación:
Genero Scenedesmus
b) células: Células en forma de media luna en su extremo superior y de pica las
centrales.
50

c) mucilago: ausente
d) Características morfológicas: Son organismos inmóviles agrupados en colonias,
forma parte de la familia de las algas verdes, las células se encuentran alineadas
en una placa plana. Las colonias se ordenan en dos o cuatro células, pero pueden
tener 8, 16 y hasta 32 células. Son ocasionalmente cilíndricas, semilunar, ovoide o
fusiforme. Típicamente las células tienen en los extremos unas espinas de hasta
200 micras de longitud. Ver figura 7-8
Figura 7.-Scenedesmus acuminatus 40X Figura 8.-Scenedesmus acuminatus 40X
4. Scenedesmus ecornis
a) Clasificación:
Genero Scenedesmus
b) Célula: Ovaladas agrupadas en línea recta.
51

c) Mucilago: ausente
Son organismos inmóviles agrupados en colonias, forma parte de la familia de las
algas verdes, las células se encuentran alineadas en una placa plana. Las
colonias se ordenan en dos o cuatro células, pero pueden tener 8, 16 y hasta 32
células. Son ocasionalmente cilíndricas, semilunar, ovoide o fusiforme. Ver figura 9
Figura 9.- Scenedesmus ecornis 40X
5. Coelastrum microporum Nägeli
a) Clasificación:
Infrareino:"Chlorophyta" Phylum: Chlorophyta
Subphylum: Tetraphytina Clase: Chlorophyceae Orden: Sphaeropleales
Familia: Scenedesmaceae Subfamilia: Coelastroideae Género: Coelastrum
b) Células: agrupadas en racimos de 8 o más células
c) Mucilago: conectadas entre sí por un mucilago
52

Se pueden agrupar de 8, 16, 32, 64, se agrupan en una formación, esférica
estrella, intensamente verde en primavera que se va dorando hacia el otoño. Cada
uno de sus individuos tiene un cloroplasto en forma de copa con un pequeño
pirenoide. Todos los individuos están unidos por una fina película gelatinosa y se
van volviendo opacos a medida que el tiempo pasa y acumulan en su interior
gránulos de almidón. Ver figura 10-11
Figura 10.- Coelastrum microporum Nägeli 45X Figura 11.- Coelastrum microporum Nägeli 45X
6. Oocystis sp
a) Clasificación:
Infrareino: "Chlorophyta" Phylum: Chlorophyta
Subphylum: Tetraphytina Clase: Trebouxiophyceae Orden: Chlorellales
Familia: Oocystaceae Género: Oocystis
b) Células: ovaladas
c) Mucilago: alrededor de la célula madre y recubre a las células hijas.
53

Colonial de 2-8 células, rodeda por una pared celular generalmente de la célula
madre, a veces unicelulares, con amplio cuerpo elipsoidal, extremos ligeramente
apuntados con una pared celular gruesa, cloroplastos 1-3 parietal en forma de
placa, con un pirenoide único. Ver figura 12-13
Figura 12.- Oocystis sp 45X Figura 13.- Oocystis sp 45X
7. Oscillatoria corallinae
a) Clasificación:
Imperio: Prokaryota Reino: Bacteria Subreino: Negibacteria
Phylum: Cyanobacteria Clase: Cyanophyceae Subclase: Oscillatoriophycideae
Orden: Oscillatoriales Familia: Oscillatoriaceae Genero: Oscillatoria
54

b) Célula: alargada en colonias filamentosas y segmentadas
c) Mucilago: en su extremo superior, abundante
d) Características morfológicas
Es un género de cianobacterias filamentosas no ramificado con envolturas
mucilaginosas. El género lleva el nombre de su movimiento oscilante; los
filamentos pueden deslizarse hacia atrás y hacia adelante con el fin de orientar la
colonia hacia una fuente de luz. Ver figura 14 - 15
Figura 14.- Oscilatoria corallinae 45X Figura 15.- Oscilatoria corallinae 10X
8. Golenkinia radiata
a) Clasificación:
Infrareino: “Chlorophyta" Phylum: Chlorophyta
Subphylum: Tetraphytina Clase: Chlorophyceae Orden: Sphaeropleales
Famila: Neochloridaceae Género: Golenkinia
b) Célula: 9,8-11,2 μm, setas hasta 24 μm de longitud.
55

d) Descripción morfológica:
Células esféricas, rodeadas por una estrecha envoltura mucosa. Pared celular con
setas largas, delgadas y rectas; cloroplasto con un pirenoide reniforme con
envoltura de almidón en 2-3 piezas. Reproducción por 4 hemizoósporas. Ver figura
16-17
Figura 16.- Golenkinia radiata 45X Figura 17.- Golenkinia radiata 45X
9. Ankistrodesmus densus Korshikov
a) Clasificación:
Infrareino: "Chlorophyta" Phylum: Chlorophyta Subphylum: Tetraphytina
Clase: Chlorophyceae Orden: Sphaeropleales
Familia: Selenastraceae Género: Ankistrodesmus
b) Célula: alagadas con el extremo más ancho al nodo colonial y el más delgado al
medio en donde habita.
c) Mucilago: Ausente
d) Descripción morfológica
56

Células aisladas o en pequeñas colonias laxas de 2-4-8 células, donde están
ordenadas en disposición de estrella, en con una forma de haz alargados y unidas
en el centro, células fusiformes, rectas, o levemente arqueadas, en los extremos
progresivamente atenuadas, aguzadas y puntiagudas o a veces un poco
irregularmente onduladas. Ver figura 18
Figura 18.- Ankistrodesmus densus Korshikov 45X
10. Coelastrum astroideum
a) Clasificación:
Imperio Eukaryota Reino Plantae Subreino Viridiplantae
Infrareino "Chlorophyta" Phylum Chlorophyta
Familia Scenedesmaceae Subfamilia Coelastroideae Genero Coelastrum
b) Células: Esféricas pero con una terminación ovalada en un extremo
c) Mucilago: abundante en su perímetro
57

Se pueden agrupar de 8, 16, 32, 64, se agrupan en una formación bolita de
estrella, intensamente verde en primavera que se va dorando hacia el otoño. Cada
uno de sus individuos tiene un cloroplasto en forma de copa con un pequeño
pirenoide. Todos los individuos están unidos por una fina película gelatinosa y se
van volviendo opacos a medida que el tiempo pasa y acumulan en su interior
gránulos de almidón. Ver figura 19
Figura 19.- Coelastrum astroideum 40X
3.3.1 Desarrollo y aplicación de filtro biológico
En los estanques del CE.IN.AC. al realizar nuestra toma de muestra, nos
percatamos que el costo de mantenimiento a los estanques es elevado, debido al
amonio que producen los peces; los peces ingieren un alimento que contiene 35%
de proteína, esta proteína es convertida a amonio al ser desechada por los peces,
luego entonces los peces son intoxicados con sus propias heces y mueren, por
ello el CE.IN.AC se ha visto en la necesidad de implementar cada semana un
recambio de agua total de los estanques, esto causa que muchos litros de agua
sean desechados por sus altas concentraciones de amonio, debido a esta
actividad el CE.IN.AC. Invierte tiempo y personal en el mantenimiento de los
estanques.
El filtro biológico elaborado ayudará a reducir la cantidad de veces que es
desechada el agua; a continuación se describen los cálculos realizados así como
su descripción para la elaboración del filtro biológico.
58

Nitrificación
La nitrificación es el objetivo del filtro biológico, se da cuando en un ambiente con
amonio es oxigenado a tal grado que las bacterias pueden oxidarlo a sustancias
menos agresivas, tal es el caso del nitrato.
NH3 + O2 + 2H+
+ 2e-
→ NH2OH + H2O
NH2OH + H2O → NO2-
+ 5H+
NO2-
+ H2O → NO3-
+ 2H+
Cada kilogramo de alimento suministrado a los peces, con una concentración de
38% de proteína, se convertirá a 0.092g NO-
3N/gN. La regla general de
conversión menciona que cerca del 3% del alimento suministrado no se consume,
y este pasa automáticamente a ser parte del amonio en el agua, entonces
tenemos que 1kg de alimento producirá 0.03kg de ammonio-Nitrogeno.
1g de amonio produce 4.42g de nitrato NO3- +
5.93g de CO2 +
0.17g de Células
Consumirá 4.57g O2
Diseño de Filtro biológico
El material utilizado como soporte para las bacterias autótrofas y heterótrofas que
habitaran en el filtro biológico se denomina “Guata”; es un material textil no
tejido fabricado con filamentos de algodón. Con un diámetro de fibra de 15
micrómetros y un área de 3.8028 *10-6
m2
se estima que cada cm3
contiene cerca
59

de 100 unidades; extrapolando al volumen del filtro biológico se estima que hay
cerca de 0.63m3
de sustrato Por ello podemos decir que por cada m3
de tanque
habrá 380.28m2
de sustrato disponible para la fijación de bacterias
desnitrificadoras. El volumen original del tanque es de 750 l a su totalidad, se
utilizó solo 630 l debido a la morfología del recipiente.
1 fibra = 3.8028*10(-6)
m2
1cm3
de guata tiene cerca de 100 unidades
3.8028*10(-6)
m2
* 100 1/cm3
= 3.8028*10(-4)
m2
/cm3
3.8028*10(-4)
m2
/cm3
* 1,000,000 cm3
(1/m3
) = 380.28m2
/m3
Volumen del filtro biológico = 0.63m3
380.28 m2
/m3
es a 1m3
A .63m3
es a 239.58 m2
/m3
Teniendo en cuenta que nuestro filtro tiene 0.63m3
aplicamos una regla de tres
simple para encontrar nuestra área, y obtuvimos 239.58 m2
/m3
de área para
nuestras bacterias, área denominada “bio-media”
Se estima que el filtro biológico consuma amonio total (TAN) dentro de un rango
de 0.1 – 0.9 g por m2
de superficie por día a 30o
C; si consideramos que el
promedio será 0.5 g de TAN por m2
* día-1
se estima que el filtro de remueva 0.315
g de TAN del agua del estanque.
Promedio de consumo de TAN * m3
del tanque = g de remoción diaria.
(0.5 g de TAN por m2
* día) * (0.63m3
) =0.315 g de TAN
La relación de proteína cruda por kg es =
0.092kg de TAN Por cada 1Kg de Proteína cruda de alimento
60

0.315kg de TAN del Filtro = 3.42 kg de proteína consumida
Se contempla que el alimento contiene cerca de 38% de proteína cruda (PC),
podemos encontrar que:
0.38 kg de PC por cada kg de alimento
3.42kg a = 9 kg de alimento
Entonces los kilogramos de alimento que se le puede suministrar al día y que el
filtro biológico puede eliminar satisfactoriamente es de 9 kg/día, pero el índice de
alimentación es del 5% por lo general de peso total de los organismos para que
estos puedan mantener su biomasa y no bajen de peso, por ello el filtro puede
mantener en el estanque:
5% - 3.42 kg de PC
100% - 146.2 kg de carga de organismos
Este Valor de 146.2 kg de organismos es sólo un cálculo algebraico de la
eficiencia del filtro, pero puede verse afectada por diferentes factores, tales como:
a) relación de biomasa, si el estanque recibe más del 5% de masa por peso de
organismos en él, puede reducir su eficiencia, pero si se aumenta, el filtro podrá
aceptar más organismos.
b) Temperatura: si la temperatura se encuentra arriba de 30o
C el filtro biológico
podrá incrementar su eficiencia y la remoción del amonio será superior.
c) Cambio de porcentaje de proteínas, el filtro biológico aumentara su eficiencia si
la proteína en el alimento se reduce.
El filtro biológico no debe ser desconectado de la toma de corriente dado a que la
bomba se detendría y podrían morir las bacterias en él.
61

Cuando el filtro de la bomba se tape se recomienda limpiar la pichancha de
entrada, para restablecer el caudal al proceso.
El suministro de oxígeno al filtro biológico se debe mantener siempre, debido a
que las bacterias que cohabitan en el son aerobias. Un cierre a la válvula del filtro
biológico daría muerte a las bacterias si es por un lapso muy grande.
Conclusiones
Al término del estudio se determinaron los microorganismos fitoplanctónicos
presentes, en el periodo de los meses de agosto a diciembre, en los estanques
piscícola del ITESCO mediante técnicas de observaciones microbianas y
comparativas visuales, generando una base de datos de microalgas que apoyan a
la producción de mojarras pargo UNAM debido a su acción fertilizadora en los
estanques.
Así como se pudo identificar las variables químicas y físicas que afectan a la vida
de los peces y algas del estanque, estos fueron, el pH, la temperatura, la
concentración de amonio libre en el agua, en iones, saturados y oxígeno disuelto
en agua; teniendo estas variables plenamente controladas, se puede tener una
producción de organismos plena y avanzada.
Se identificaron técnicas de toma de muestras, conservación, movilidad y análisis,
encontradas en bibliografías europeas, así como también en manuales de campo
canadienses.
El presente estudio determinó 10 taxas de microalgas en los estanques, de las
cuales 8 son de la familia Chlorophyta (Scenedesmus quadricauda ,
Scenedesmus acuminatus, Scenedesmus ecornis, Coelastrum microporum Nägeli,
Oocystis sp, Golenkinia radiata) y las 2 restantes son de la familia Cyanobacteria
(Merismopedia elegans y Oscillatoria corallinae).
62

Se encontró una especie de bacterias que componen el microsistema del
estanque que presenta según estudios de esta, toxinas dañinas al sistema
nervioso, problemas cutáneos y en su exceso cáncer en los peces, se recomienda
ampliamente que si se detecta la cianobacteria Merismopedia elegans dar aviso al
encargado y referirse al apartado de resultados en el capítulo tres, así como a las
recomendaciones donde se recomienda lavar a conciencia.
El presente estudio podrá fungir como apoyo a futuras investigaciones en otras
temporadas del año, debido a que las microalgas aquí mencionadas fueron
determinadas en el periodo septiembre a diciembre en el año 2012, se tiene
conocimiento que la micro alga puede cambiar en diferentes temporadas del año.
Se propondrá al encargado del CE.IN.AC, darle mantenimiento al filtro biológico
cada 5 meses para su correcto mantenimiento, así como también la reducción de
mantenimiento de los estanques, dado a su gran cantidad de agua desperdiciada;
se sugiere sólo eliminar el agua del fondo por el desagüe y luego hacer solo un
relleno.
El filtro biológico fungirá como base para la formación de microalga así como
también para su control químico, el filtro biológico no permitirá que haya un
florecimiento masivo de alguna clase de microalga, pero si habrá presencia de
ellas en los estanques. Esto eliminara la continuidad de los recambios de agua
haciendo una reducción de carga de trabajo para los operarios de los estanques y
limpieza, se sugiere aplicar un filtro biológico a cada uno de los estanques para
ampliar lo antes mencionado a todo el CE.IN.AC.
63

Recomendaciones
El uso del presente trabajo queda determinado por el encargado del CE.IN.AC,
más se espera que la información aquí presente funja como apoyo a la
identificación de micro alga en futuras ocasiones, así como a la aplicación de filtros
biológicos a cada uno de los estanques, con su debida escala.
Se sugiere al Encargado que se estudie la microalga del CE.IN.AC cada cuatro
meses para determinar su microbiología a lo largo de un año, y así establecer un
compendio de algas. En algunos casos se encontró la cianobacteria Merismopedia
elegans esta bacteria, puede causar problemas a los organismos que habitan en el
estanque, esta bacteria genera unas sustancias toxicas que pueden causar la
muerte de los peces así como malformaciones y cáncer. Se recomienda en cada
recambio de agua después de 3 días determinar la microalga, si se diese el caso
de encontrarse con esta microalga, se sugiere desechar el agua y lavar
exhaustivamente el estanque y rellenar, para evitar futuras muertes de peces.
64

Anexos
Partes del Filtro biológico:
Figura 20.- estructura y partes del filtro biológico (Se elimina el sustrato por limitar visión del proceso)
Se distingue en la figura 19 la entrada de agua al filtro se da en un tubo de PVC de
4 pulgadas de diámetro, al llegar al final del tanque el agua con amonio pasa a
través del sustrato de filtro, saliendo por un tubo de tres pulgadas al estanque. La
entrada de aire del filtro es paralela a la de agua, pero esta llega al fondo y el
oxígeno atmosférico se difunde por todo el sustrato por unas aberturas que se le
65

perforaron a la C que se encuentra en el fondo, haciendo un ambiente oxigenado
apropiado para las bacterias.
Proceso de conteo e identificación
Figura 21.- Preparación de la muestra Figura 22.- Conteo en microscopio binocular
Figura 23.- Identificación con el microscopio digital
66

Figura 24.- Ejemplo de Alga en el campo del ocular del microscopio.
Implementación del Filtro biológico.
Figura 25.- Elección del recipiente para el filtro biológico Figura 26.- Implementación de oxigenación
Figura 27.- Sustrato de Guata Figura 28.- Colocación del sustrato
Figura 29.- Filtro biológico Terminado Figura 30.- Purga y puesta en marcha.
BIBLIOGRAFÍA
Afonso, C. (2005) Desarrollo de métodos para el aislamiento y la detección de
toxinas marinas en productos de la pesca y la acuacultura PP 3
67

Álvarez F. Bueno J. et Santiago S. (2005) Biodiversidad del estado de Tabasco pp
36
Galli, Oscar & Muguel Facundo (2007) Sistemas de recirculación y tratamiento de
agua pp 19-21
Galvín R. (2003) Fisicoquímica y microbiología de los medios acuáticos,
Tratamiento y control de calidad en aguas pp 82 – 84
García V. (2004) Introducción a la microbiología pp 141-151
Gerard J. Tortora; Berdell R. Funcke; Chistine L. Case (2007) Introducción a la
microbiología PP 327-329 / 357-358
López A. Et Gcosta (2003) Manual de industrias lácteas 48-50
Manahan S. (2007) Introducción a la Química Ambiental pp 104
Margalef R. (2001) Limnetica Asociacion Española de Linmología pp 47
Montoya H.(2008) Microbilogía básica para el área de la salud y afines pp 22-27
Roldán Pérez (2008) Fundamentos de limnología neotropical. Pp 195
Sánchez Oscar. (2007) Perspectivas sobre conservación de ecosistemas
acuáticos en México. pp 124
Vicente,E., Hoyos, C., Sanchez. P., & Cambra, J. (2005) Metodología para
el establecimiento el Estado Ecologico según la Directiva Marco del Agua:
Protocolos de muestreo y análisis para Fitoplancton. pp 11
68

DETERMINACIÓN MICROBIOLÓGICA DE ORGANISMOS FERTILIZADORES DEL ESTANQUE PISCÍCOLA DEL ITESCO

Recomendados

Recomendados

Más contenido relacionado

La actualidad más candente

La actualidad más candente (20)

Similar a DETERMINACIÓN MICROBIOLÓGICA DE ORGANISMOS FERTILIZADORES DEL ESTANQUE PISCÍCOLA DEL ITESCO

Similar a DETERMINACIÓN MICROBIOLÓGICA DE ORGANISMOS FERTILIZADORES DEL ESTANQUE PISCÍCOLA DEL ITESCO (20)

Último

Último (17)

DETERMINACIÓN MICROBIOLÓGICA DE ORGANISMOS FERTILIZADORES DEL ESTANQUE PISCÍCOLA DEL ITESCO