El documento describe el diseño de un microcosmos formado por la alga verde Chlorella sorokiniana y el crustáceo Artemia franciscana. Se cultivaron las algas en dos modalidades, dispersas o encapsuladas en perlas de alginato, y se criaron las artemias alimentándolas con las algas. Se desarrolló un microcosmos limitando los nutrientes para lograr una proporción estable entre los productores (algas) y los consumidores (artemias) que mantuviera el ecosistema a lo largo del tiempo.

1.
ÍNDICE:
● Resumen
● Introducción
● Objetivos
● Metodología
> Método empleado para el cultivo de las algas​ (Chlorella sorokiniana​)
> Método empleado para la cría de artemia salina ​(​Artemia franciscana​)
> Método empleado para la fabricación del microcosmos
● Resultados
> Resultado del método empleado para la fabricación de microcosmos
● Conclusiones
● Agradecimientos
● Bibliografía

2. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
ÍNDICE:
● Resumen
● Introducción
● Objetivos
● Metodología
> Método empleado para el cultivo de las algas (Chlorella sorokiniana )
> Método empleado para la cría de artemia salina ( Artemia franciscana )
> Método empleado para la fabricación del microcosmos
● Resultados
> Resultado del método empleado para la fabricación de microcosmos
● Conclusiones
● Agradecimientos
● Bibliografía
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3. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
Resumen
El desarrollo del proyecto consiste en la creación de un microcosmos (Biosfera)
formado por Artemia salina ​(Artemia franciscana) ​y un tipo de alga verde (Chlorella
sorokiniana)​.
El proyecto ha sido realizado en las siguientes etapas: obtención de cultivos de
Chlorella sorokiniana ​con dos modalidades, en la primera las células algales se
encuentran dispersas por el medio y en la segunda están retenidas en perlas de
alginato. Las artemias han sido adquiridas en quistes en un centro comercial y la cría
se ha realizado utilizando chlorella como alimento para las artemias.
En el proyecto se ha elaborado un microcosmos basado en limitar la cantidad de
nutrientes. Para llegar a una proporción correcta entre la biomasa de los productores y
la de los consumidores de tal manera que el ecosistema fuera estable en el tiempo. Se
diseñaron microcosmos con diferentes cantidades de algas verdes manteniendo
siempre constante la población de artemias.
Los resultados obtenidos con este procedimiento nos permitieron calcular la
proporción de ​Chlorella sorokiniana y ​Artemia franciscana que se precisa para crear un
microcosmo duradero en el tiempo.
Abstract
The development of the project consists in the creation of a microcosm (Biosphere)
formed by brine shrimp (​Artemia franciscana​) and a type of green algae (​Chlorella
sorokiniana​). The project has been conducted in the following phases: obtention of
crops of Chlorella sorokiniana in two modalities. In the first, the algae cells are
dispersed in the environment whereas in the second they are encapsulated in alginate
pearls. The artemias have been bought in cysts in a shopping center and the breeding
has been done using chlorella to feed the artemias. A microcosm based on the
limitation of the amount of nutrients has been developed in the project. Microcosms
with different amounts of green algae were designed but always keeping constant the
population of artemias in order to reach a correct proportion between the biomass of
the producers and of the consumers so that the ecosystem was stable over a long time.
The results obtained with this procedure allowed us to calculate the proportion of
Chlorella sorokiniana and ​Artemia franciscana needed to create a lasting microcosm over
time.
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4. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
INTRODUCCIÓN
Un microcosmos (laboratory ecosystems or microcosm) es un pequeño ecosistema
contenido en un recipiente de volumen inferior a 100 litros donde se haya una
comunidad de especies que muestran eficiencia en el ciclo de los elementos químicos
(Figura 1). Los desechos generados por una especie son consumidos por otros
organismos como nutrientes, lo que ofrece la posibilidad de estudiar la dinámica de
los organismos y de los elementos químicos (Beyers et al., 1993).
Figura 1. El dibujo de la izquierda representa un microcosmos automantenido. Modificado de H.T
Odum et al. (2003). La foto de la derecha muestra una exosfera de cinco litros. El subtítulo en la tarjeta
dice “Fecha de sellado: 1968. Recogido en la bahía de Kaneohe, Hawaii. Realizado por el profesor C.
Folsome. Este es el sistema ecológico cerrado más antiguo del profesor Folsome” (Allen, 1992)
La línea de investigación de los microcosmos se inicia a finales de 1950 con los trabajos
de H.T. Odum y R.J. Beyers entre otros autores. Esta línea de investigación se ha
mantenido hasta la actualidad, teniendo su punto álgido en la construcción de los
microcosmos empleados en la lanzadera espacial (Ishikawa et al., 1996) y en la
estación espacial Mir (Poynter et al., 1999).
Figura 2. El dibujo de la izquierda muestra una visión esquemática del ecosistema desarrollado por
Paragon (McCallum et al., 2000). Dos cilindros idénticos unidos constituyen un módulo de vuelo. La
fuente de luz que portan es una lámpara fluorescente externa a los cilindros. Las unidades estaban
encerradas en un recipiente de aluminio mylar que optimizaba el uso de la luz y mantenía constante la
temperatura. Su volumen es de 860 cc. Las fotografías de la derecha muestran la distribución de los
componentes del microcosmos durante el vuelo (derecha) y en tierra (izquierda).
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5. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
Los microcosmos presentan múltiples aplicaciones, como por ejemplo en el desarrollo
de un sistema vital que sirva para mantener vivos a los astronautas alimentándolos y
reciclando sus desechos orgánicos (figura 2). Además con ellos se puede simular el
efecto que producen los pesticidas sobre los ecosistemas o hacer recreaciones del
cambio climático para ver su efecto sobre los componentes del mismo. Por último, los
microcosmos se han usado como materiales docentes y como mascotas (figura 3).
Figura 3. La fotografía muestra un microcosmos usado en decoración, formado por camarones rojos y
comercializado bajo el nombre de Beachworld por la empresa ​TAOS (Italia).
OBJETIVOS
Este proyecto contempla el desarrollo de un microcosmos formado por ​Chlorella
sorokiniana ​y ​Artemia franciscana, donde la capacidad de reproducción de la chlorella se
encuentra limitada por los nutrientes del medio y las artemias no tienen capacidad
reproductora debido a que sólo hay de un sexo. Se pretende conseguir de esta manera
un ecosistema que permanecerá estable durante el periodo de vida de las artemias.
METODOLOGÍA
3.1.- MÉTODO EMPLEADO PARA EL CULTIVO DE CHLORELLAS
Chlorella sorokiniana (nombre común clorela) es un género de algas verdes
unicelulares del filo Chlorophyta. Tiene forma esférica midiendo de 2 a 10 ​µm de
diámetro y no poseen flagelo. Chlorella contiene los pigmentos verdes
fotosintetizadores clorofila-a y -b. a través de la fotosíntesis se multiplica rápidamente,
requiriendo sólo dióxido de carbono, agua, luz solar y pequeñas cantidades de
minerales. Chlorella es un organismo experimental ampliamente utilizado en los
laboratorios. (Hermosilla et al., 2016). En el presente trabajo se ha utilizado una cepa
de ​Chlorella sorokiniana ​colección de la UBU. Este alga se sembró en un medio
denominado BG11 (figura 5). En las ecosferas donde se desarrolló el experimento
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6. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
había una concentración de 20 g/l de sal marina donde también se desarrollaron
perfectamente estas algas.
Figura 5 . Composición del medio BG11 (Globbelaar, J.U. 2013). Este medio es esterilizado en autoclave
antes de su uso.
Las cepas de chlorella se desarrollaron en unos borboteadores con BG11 con aireación
continua lo que facilitaba que las algas se mantuvieran en suspensión, además de
añadir oxígeno para que realizaran la fotosíntesis. Debido al BG11 y a la aireación ,
que aportaban los nutrientes y el oxígeno necesarios para la fotosíntesis y la
reproducción, se obtenían concentraciones bastante elevadas que oscilaban entre 10​5
y 10​7​
células por mililitro (figura 6).
Figura 6. La fotografía de la izquierda muestra tres borboteadores con distinta concentración de algas
empleados en el proyecto. A la derecha las chlorellas vistas al microscopio
La concentración de células algales que se encontraba en nuestro cultivo inicial en los
borboteadores se determinó empleando una cámara Neubauer. Para ello, echamos 10
microlitros de la muestra de chlorella, que tenemos en los borboteadores, en un tubo
Falcon en la cámara Neubauer (figura 7).
Después enfocamos la muestra en el microscopio Leica y una vez localizado el área de
contaje, contamos el número de células en cuatro celdas de los cuadrados 2 y mediante
esta fórmula: ((Total células contadas/número de cuadrados) x 160000) calculamos la
concentración de células por mililitro. Repetimos este proceso con celdas diferentes 3
veces y realizamos la media aritmética para obtener datos más precisos. Con la cámara
Neubauer y la fórmula mencionada determinamos el número de células por mililitro y
a partir de esas concentraciones producíamos la que necesitábamos.
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7. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
Figura 7. .En la fotografía de la izquierda se muestra el microscopio óptico utilizado para la
concentración de las algas. Es un microscopio marca Leica de cuatro objetivos de 10 x 10, 4, 10, 40 y 100
aumentos así como la posibilidad de zoom digital de hasta x3 aumentos. A la derecha se muestra la
cámara Neubauer. . Dependiendo del número de células que se cuenten en cada área, se utiliza un
índice de transformación para calcular la concentración.
Para determinar si aumentaba o disminuía la concentración de algas en las diferentes
ecosferas, durante el experimento utilizamos un espectrofotómetro ( Figura 8), aparato
que determina la cantidad de intensidad de luz absorbida por una muestra en
disolución, para medir los niveles de clorofila a 680 nm.
Figura 8. En la fotografía de la izquierda encontramos el espectrofotómetro donde se miden los niveles
de clorofila a 680 nm. A la derecha se observa la inserción de una muestra con chlorella.
Además de cultivar algas en suspensión, a diferentes concentraciones en medios
salinos, decidimos cultivar algas en bolas o perlas de alginato (Figura 9).
Figura 9. Fotografía con los tanques con algas en suspensión y en bolas de alginato
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8. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
Para elaborar las esferas de alginato seguimos el siguiente procedimiento: se
disolvieron 11g de alginato en 480 ml de BG11 con ayuda de un agitador magnético
hasta que estuviera totalmente disuelto y tuviera una consistencia gelatinosa,
aproximadamente durante 48 horas. (figura 10).
Figura 10. En la fotografía de la izquierda se muestra el pesaje de los 11 gramos de alginato seco
necesarios para la formación de las perlas de alginato. En la fotografía de la derecha se muestran los 11g
de alginato seco junto con los 480ml de BG11 en el agitador magnético.
Una vez disuelto el alginato se tomaron 168.59g de cultivo de algas los centrifugamos
a 2000 G durante 15 minutos a 20ºC. Debido a este proceso se produjo la separación
del líquido y de las algas, las cuales quedaron depositadas en el fondo del recipiente.
A estas algas se las añadió 10 ml de BG11 que posteriormente se añadieron a la
disolución final de alginato, que se unificó con la ayuda de un agitador magnético
(figura 11).
Figura 11. En la fotografía de la izquierda se muestra el alginato disuelto con las algas antes de
unificarlo. En la fotografía de la derecha se muestra el alginato con las algas ya unificado y detrás se
encuentra la máquina peristáltica.
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9. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
Por último, se introdujo un tubo en el recipiente donde se encuentra la mezcla de
alginato con algas. Este tubo pasa por la máquina peristáltica que es la que va
absorbiendo esta mezcla y regula la cantidad que debe pasar. Este tubo desemboca en
la disolución de CaCl​2 ​al 2% donde van cayendo gotas de esta mezcla y se van
solidificando. Para que no se depositen en el fondo de la disolución, esta se encuentra
sobre un agitador magnético lo que produce que las perlas según van cayendo no se
depositen. Tras unos tres minutos en esta disolución las perlas ya están
completamente formadas y se procede a su lavado para luego ponerlas en el recipiente
con el medio adecuado.
Figura 12. En la fotografía de la izquierda se muestra un recipiente con la mezcla de alginato con algas,
la máquina peristáltica por la que pasa el tubo, que conecta la mezcla con la disolución, y la disolución
de CaCl​2 con las perlas que se van formando. En la imagen de la derecha se muestran las esferas de
alginato ya formadas.
Tras el paso de unas semanas estas bolas de alginato con algas fueron tomando un
color verde más intenso debido a que su población fue aumentando dentro de estas
perlas. Debido a que las algas realizan la fotosíntesis, en el interior de las perlas se
observaban pequeñas esferas de aire, posiblemente de oxígeno, lo que propiciaba al
ascenso a las superficie de estas perlas.
Figura 13. En la fotografía de la izquierda encontramos las perlas de alginato tras el paso de unas
semanas desde su formación. En la fotografía de la derecha se aprecian las perlas de alginato flotando
con burbujas de aire en su interior.
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10. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
3.2.- MÉTODO EMPLEADO PARA LA CRIA DE ARTEMIAS.
Figura 14. El dibujo de la izquierda muestra la morfología general de la Artemia sp. (Tomado de
Alonso M., 1996).. La fotografía de la derecha muestra el dimorfismo sexual que presentan: A, hembras
y B, machos (gobiernodecanarias.org)
Artemia franciscana ​conocido comúnmente como camarón de la salmuera (figura 14), es
un crustáceo braquiópodo, que se caracteriza porque los apéndices posteriores a la
cabeza tienen forma de lámina. Habitan aguas salobres, filtrando con los toracópodos
los alimentos disueltos como algas unicelulares, rotíferos y detritos (figura 11).
Todas las poblaciones de Artemias conocidas combinan modalidades reproductivas
ovovivípara y ovípara en una proporción diversa. El punto de vista más generalizado
entre los especialistas es que el cambio del ovoviviparismo al oviparismo se encuentra
bajo control ambiental. Producido por una disminución en la disponibilidad en el
alimento, una disminución en el contenido de oxígeno, un incremento en la salinidad,
etc. Inversamente, en un ambiente adecuado recientemente colonizado, la proporción
de ovoviviparismo, sería mayor para asegurar un rápido aumento del número de
individuos. La reproducción es generalmente bisexual (figura 14), aunque en Artemia
puede presentarse también partenogénesis; en este último caso ambas modalidades
son excluyentes (Pastorino, 2003).
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11. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
Figura 15. Ciclo reproductivo de la artemia (tomado de
https://www.aquariavirtual.com/blog/ciclo-de-vida-de-la-artemia​ )
Artemia franciscana es uno de los organismos vivos más utilizados para la
alimentación de especies de piscicultura y acuariofilia, debido a que presentan varias
proteínas y ácidos grasos insaturados que juegan un rol fundamental en diversas
funciones metabólicas de las especies cultivadas (Moraga et al., 2015). Además la
Artemia franciscana se ha vendido como mascotas para niños bajo el nombre
comercial de monos de mar.
Para la obtención de las artemias se compraron quistes de la marca Artemio Pur JBL y
se pusieron a eclosionar según las instrucciones del fabricante. Tomamos un tanque
donde introducimos 5 litros de agua destilada con sal marina a una concentración de
20 g/l . Este tanque tenía aireación continua y fuerte durante las primeras 24 horas
para que se produjera la eclosión. Tras la eclosión la aireación se redujo y se les
trasladó a tres tanques diferentes para ver en cual sobrevivían mejor.
Figura 16. Tres tanques donde se fueron desarrollando las
artemias hasta su etapa adulta. En el de la izquierda se
encuentran las algas en suspensión, en el del centro están las
bolas de alginato y en el de la derecha hay comida de artemias
disuelta. En los tres tanques hay una concentración de sal
marina de 20 g/l.
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12. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
Figura 17. La fotografía de la izquierda muestra quistes de artemia salina vistos a la lupa. En la
fotografía de la derecha se puede ver el tanque utilizado para la eclosión de los quistes con un aireador.
La temperatura del agua permaneció entre 20ºC y 25ºC por lo que la eclosión se
produjo antes de las 24 horas (figura 17). Se pudo observar que la tasa de eclosión no
fue del 100% debido a que había quistes sin eclosionar. Tras la eclosión estos
crustáceos se llaman nauplios, los cuales tienen una reserva nutricional en su
abdomen, por lo que durante las primeras 24-48 horas no necesitan alimentarse (figura
18).
Figura 18. La fotografía de la izquierda muestra el proceso de eclosión de un quiste. La fotografía de la
derecha se ve un nauplio en sus primeros días de desarrollo con grandes antenas.
Al cabo de unas 48 horas su aparato digestivo se desarrolla y solo tiene un ojo en esta
etapa, también tiene unas antenas que las utiliza para nadar y empujar la comida hacia
la boca. El nauplio continúa su desarrollo con el crecimiento de un largo tronco y la
aparición de toracópodos. En la fase juvenil, las antenas se reducen y no tienen una
función tan importante como en la fase naupliar comenzando también la
diferenciación sexual (figura 19). Las hembras desarrollan una protuberancia bajo sus
12

13. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
extremidades que se convertirá en su saco de cría. En los machos, el segundo par de
antenas comienza a desarrollarse en forma de pinzas que les servirá para anclarse a la
hembra durante el apareamiento. En la fase adulta, las hembras son ligeramente más
grandes que los machos y pueden vivir durante 4 meses ( aquariavirtual.com).
Figura 19. La fotografía de la izquierda muestra una artemia en su etapa juvenil. En la fotografía de la
derecha muestra una hembra de artemia franciscana en su fase adulta con quistes en su saco
embrionario.
3.3.- MÉTODO EMPLEADO PARA LA FABRICACIÓN DEL MICROCOSMOS.
Como hemos mencionado en la introducción, un microcosmos, a diferencia de lo que
ocurre en un artemiero, no necesita que se le suministre alimento y ni que se retire las
sustancias de desecho a los animales. Un microcosmos se gestiona de forma autónoma
y solo requiere de la luz que precisan las algas.
A la hora de construir nuestro microcosmo hemos consultado patentes de fabricación
de otros (US. Pat. No. 4,122,800 to Mangarell 1978; 4,958,593 to Hurlburt et al. 1990
; 5,328,049 to Ritzow1994; 5,183,004 to Trent et al. 1993; 5,054,424 to Sy 1991;
5,135,400 to Ramey 1992, and 4,117,805 to Ward 1978). En especial llamó nuestra
atención el de Poynter (1999) porque se ajustaba al diseño que queríamos hacer
nosotros. El resto de las patentes no dejaban de ser modificaciones sobre un vivario,
en nuestro caso artemiero.
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14. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
Figura 20. Modelo de un ecosistema complejo sellado y reproducible de Poynter at al. (1999). El sistema
ecológico sellado contiene una o más poblaciones de plantas, animales y hongos en equilibrio dinámico.
La patente de Poynter (figura 20) daba algunas pistas de cómo construir un ecosistema
sellado que fuese estable en el tiempo. Por ejemplo propone mantener las poblaciones
de plantas y animales restringiendo uno o más macronutrientes. De esta manera el
crecimiento de las plantas depende de los detritos que liberen los animales y estos a su
vez depende de la disponibilidad de plantas para comer. Se trata pues de mantener las
poblaciones estables de plantas y animales limitando su crecimiento. El problema se
inicia cuando nos dice las especificaciones de cada uno de los macronutrientes que
pretende limitar, por ejemplo dice que la cantidad de carbono orgánico en el agua no
debe ser superior a 100mg/Kg; la cantidad de nitrógeno no debe ser superior a 20
ppm en total de nitrito, nitrato y amonio; la cantidad de fósforo no debe ser superior a
4 ppm. Como podemos comprender, transformar organismos que forman el
ecosistema en cantidades de macronutrientes que lo forman es muy complejo por lo
que tenemos que desarrollar un método alternativo.
Este método consiste en crear una serie de réplicas de microcosmos con diez artemias
a distintas concentraciones de algas (figura 23). A continuación se hacía un
seguimiento de la viabilidad de las artemias (si seguían vivas o morían) y de la
concentración de algas. Para esto último utilizamos un espectrofotómetro que tomaba
valores a 680 nm. Este valor corresponde a la longitud de onda que absorbe la
clorofila, valores más altos del que registramos al iniciar el experimento implica un
incremento en la población de chlorelas, valores más bajos en descenso en la población
(figura 23)
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15. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
ecosfera /dia Días transcurridos
Días transcurridos
Días transcurridos
ecosfera 1
concentración de
algas =
Fecha de inicio del
experimento
nº de artemias:
absorción a 680
nm:
Fecha
nº de artemias:
absorción a 680
nm:
Fecha
nº de artemias:
absorción a 680
nm:
Figura 21. Tabla donde se muestras las concentraciones iniciales de algas y artemias al inicio del
experimento. Observar que se utiliza dos presentaciones de algas en las ecosferas bien disueltas en el
medio acuoso, bien atrapadas en bolas de alginato.
Una vez que averiguamos a qué concentración de algas la ecosfera muestra síntomas
de ser más estable se procedió a mantener constante durante los experimentos el nivel
de clorofila registrada a 680 nm jugando con el número de artemias en función de
cómo varían estos valores. Si la población de chlorela aumentaba, incrementamos el
número de artemias y si disminuye, disminuimos el número de artemias. La idea era
conseguir una población estable en ambos organismos (figura 22)
ecosfera Días transcurridos Días transcurridos
Días transcurridos
ecosfera 1
concentración de
algas =
Fecha inicio del
experimento
nº de artemias:
absorción a 680
nm:
Fecha
nº de artemias:
absorción a 680
nm:
Fecha
nº de artemias:
absorción a 680
nm:
Figura 22. ​Tabla donde se muestras las concentraciones iniciales de algas y artemias al inicio del
experimento.
15

16. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
RESULTADOS
Hicimos dos cultivos de artemia en tanques separados pero con la misma aireación
temperatura y salinidad y tras el desarrollo de las artemias en lo tanques durante 15
días observamos que ya habían alcanzado su fase adulta pero comprobamos que
todos eran hembras y la mayoría tenían huevos en su saco reproductor. Cuando ya
eran adultos comenzamos a hacer los experimentos con ellas introduciéndolas en las
distintas ecosferas.
Figura 23. Gráfica donde se muestra la evolución del número de artemias a lo largo del tiempo en
diferentes ecosferas en las ecosferas 1, 2, 3, 4 y 5. Observar que se utiliza dos presentaciones de algas en
las ecosferas bien disueltas en el medio acuoso, bien atrapadas en bolas de alginato (ver la tabla en los
anexos).
La primera etapa de los experimentos (Figura 23) trató de determinar qué
concentración de algas era la más adecuada para construir las ecosferas y si las bolas
de alginato liberarían al medio las algas suficientes como para alimentar a las artemias
o si estas podrían alimentarse de las bolas de alginato. Como podemos ver en la
gráfica (Figura 23), las concentraciones requeridas para que un volumen de 600​cm​3
de
algas mantuvieran una concentración de 10 artemias vivas no podía ser menor de 10*6
de células de chlorella por mililitro. También se puede comprobar que las bolas de
alginato con chlorellas no podían alimentar a las artemias ni directamente ni a través
de las algas que pudieran liberar.
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17. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
Figura 24. Gráfica donde se muestra la evolución del número de artemias en las ecosferas 6 y 7 donde
las algas se encuentran en suspensión.
En la segunda fase de experimentación (figura 24) queríamos averiguar si el número
de artemias afectaba a la estabilidad de los microcosmos. Para ello, decidimos realizar
dos microcosmos en los que había una concentración algal de 10​6
algas por mililitro
pero en el microcosmos eis había una población de diez artemias, en cambio en el
microcosmos siete había quince artemias. Como se muestra en la gráfica (figura 22) el
microcosmos que tenía diez artemias duró setenta y dos días en cambio el que tenía
quince artemias tan solo duró cincuenta y siete días. Con esto demostramos que
cuanto menor sea el número de artemias los microcosmos son más estables.
Figura 25. La gráfica de la izquierda muestra la evolución de las algas, a través de la medida de los
niveles de clorofila con el espectrofotómetro, La de la derecha la evolución de las artemias
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18. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
La tercera fase consistió en investigar la evolución de la concentración algal dentro de
los microcosmos. Para ello dispusimos una ecosfera control sin artemias para ver
cómo evolucionaba la población de algas y tres ecosferas con tres artemias en cada
una que funcionaban como réplicas al tener la misma concentración de chlorella y
para los resultamos realizamos una media aritmética entre los tres microcosmos ya
que eran muy similares. Trabajábamos bajo las hipótesis de que en la ecosfera control
la población algal iba a aumentar debido a que no había ningún depredador, en
cambio en los otros tres microcosmos se podían producir tres casos:
-Que la concentración algal disminuyera lo que significaría que el en microcosmos
había una población de artemias demasiado elevada.
-Que la concentración se mantuviera estable lo que nos indicaría que la población de
artemias era la adecuada.
-Que la concentración algal aumentara lo que nos demostraría que el microcosmos
podía albergar a un número mayor de artemias.
De las tres opciones obtuvimos la tercera de ellas por lo que el microcosmos podría
albergar más de tres artemias pero estas se morían y en un principio dedujimos que
era por la edad de las artemias por lo que replicamos el experimento con artemias
jóvenes obteniendo los mismos resultados. Intuimos que el problema residía en la
floculación de las algas, que consiste en que las algas debido a la acción de un hongo
son incapaces de mantenerse en dispersión y se van depositando en el fondo, las
artemias eran incapaces de alimentarse de las algas floculadas y morían por falta de
alimento ya que la cantidad de algas en dispersión era muy baja como podemos
observar en la gráfica (figura 25).
Figura 26. Ecosferas con un volumen de 600 cm3 con algas en suspensión y tres artemias en cada una
menos la 4, que es la control.
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19. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
CONCLUSIONES
Para el desarrollo de una ecosfera las algas debían encontrarse en disolución ya que
las perlas de alginato no liberaban al medio una cantidad suficiente de algas como
para que las artemias pudieran alimentarse de ellas. Además las artemias no eran
capaces de alimentarse directamente de las perlas de alginato por lo que en la ecosfera
su única utilidad sería decorativa.
Durante el primer experimento observamos que la ecosfera no funcionaba
correctamente si la concentración de algas era inferior a 10​6​
algas por mililitro.
A pesar de tener la concentración algal apropiada se producía la muerte prematura de
las artemias que no se justificaba por el factor de la edad, debido a que utilizamos
individuos jóvenes. Esta muerte podría ser justificada por la presencia de un hongo en
el medio que produciría la floculación de las algas y de esta manera las artemias no
podrían filtrarlas y morirían por falta de alimento.
Aunque se producía la floculación de las algas estas seguían produciendo el oxígeno
necesario para las artemias y debido al movimiento de las artemias el oxígeno se
distribuía de forma uniforme por toda la ecosfera (Rachel at al., 1999).
Se consiguió mantener el microcosmos estable durante 72 días lo que es un dato
similar a otros experimentos realizados con microcosmos con artemias como el de
Rachel at al. (1999) que se mantuvo estable 82 días.
AGRADECIMIENTOS
Este proyecto no podría haberse llevado a cabo sin la colaboración de Luis V. de
Benito Aparicio, nuestro tutor del IES Félix Rodríguez de la Fuente, quien nos
proporcionó además de la información bibliográfica su ayuda y tiempo, y de Juan
Carlos Rad Moradillo, nuestro tutor de la UBU, quién nos prestó su laboratorio y su
colaboración.
También cabe mencionar a los profesores del instituto María de la Zarza Álvarez
Domínguez y Jesús Pavón Laserna, por la corrección de este trabajo.
Y tanto al IES Félix Rodríguez de la Fuente como a la Universidad de Burgos por
darnos la oportunidad de realizar este proyecto, apoyarnos durante el transcurso del
mismo y permitirnos realizar esta modalidad de bachillerato.
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20. DISEÑO DE UN MICROCOSMOS DE ​Artemia franciscana
BIBLIOGRAFÍA
-Allen, J., Biosphere 2: The Human Experiment. New York: Penguin Books, 1991, p. 13
-Alonso, M. 1996. “Crustacea, Branquiopoda” Fauna Ibérica, vol 7. Museo Nacional de
Ciencias Naturales. CSIC. Madrid..
-Beyers, R.J. and H.T. Odum (1993) “​Ecological Microcoms” ​Springer Advanced Texts in
Life Sciences, ed. D.E. Reichle. New York: Springer- Verlag.
- Grobbelaar J.U (2013) “Handbook of Microalgal Culture: Applied Phycology and
Biotechnology” Second Edition. Edited by Amos Richmond and Qiang Hu.C2013 John
Wiley & Sons, Ltd. Published 2013 by Blackwell Publishing Ltd.
-Hermosilla, A. y Makroudi, H. (2016) “Estudio de los factores que afectan a la
cinemática de crecimiento de la microalga ​Chlorella sp.​” Proyecto de inicio a la
investigación BIE. Universidad de Burgos.
- Intriago, p., and D. A. Jones. (1989). “Bacteria as food for ​Artemia​”. Acuaculture 113:
115-127
-Ishikawa, N.; Sakai, Y.; Yamamoto, R. (2011) “Closed-type ornamental aquarium”
United States.Patent Application Publication. Pubs. No.: US2011/0088632 A1.
-Odum, H.T.; Odum, B. (2003) ​“Concepts and methods of ecological engineering”
Ecological Engineering, 20, 339-361.
-Poynter, J.; Anderson, G.A.; MacCallum, T. (1999) ​“Stable and reproducible sealed
complex ecosystems” ​United States Patent. Patent number: 5,865,141.
-Young, Rachel L.; Gouthro, Mark A,: and Rodowski, James R.(1999) ​“The Brine Shrimp
Artemia franciscana in Closed Microalgal-Based Microcosms (Biospheres)” ​transactoions of
the Nebrasca Academy of Sciences and Afffiliated Societies. Paper 66.
-Yensen, N. P. (1988) ​“Ecosystem in glass” ​Carolina Tips, vol. 51 No. 4
Páginas web:
https://www.sea-monkeys.com/
https://www.aquariavirtual.com/blog/ciclo-de-vida-de-la-artemia
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