SimulandoMELiSSA

Bachillerato de Investigación y Excelencia
I.E.S. Félix Rodríguez de la Fuente
2018/2019
SILVIA ANDUEZA ESPINOSA
T U T O R E S
Luis Vidal de Benito Aparicio
José Francisco Díez Pastor (UBU)
Álvar Arnaiz González (UBU)
Juan Carlos Rad (UBU)
con la colaboración de Juan Franco Labarra y Fabián Andrisán,
alumnos del IES Comuneros de Castilla
MEMORIA DEL PROYECTO
SimulandoaMELiSSA:
elusodelainteligencia
artificialeneldesarrollo
deunsoportevitalbásico
Proyectos 2018/2019 – 003

ÍNDICE
1. Resumen.
2. Introducción.
3. Objetivo.
4. Materiales y métodos.
5. Resultados.
6. Conclusiones.
7. Agradecimientos.
8. Bibliografía.
Proyectos 2018/2019 – 004

1. RESUMEN
El proyecto MELiSSA (Micro-ecological life-support system) de la a Agencia
Espacial Europea, pretende comprender cómo funciona el ciclo de la materia en los
ecosistemas acuáticos y terrestres. Estos estudios permitirán el desarrollo de
sistemas regenerativos que podrán ser usados a largo plazo por ejemplo, en la
construcción de una base lunar o en un viaje a Marte. Inspirándonos en este tipo de
proyectos hemos diseñado un mecanismo que permite suministrar oxígeno a una
carpa (Carassius auratus) mediante el control automatizado de un cultivo de algas
(Chlorella orokiniana).
Autores
Silvia Andueza Espinosa, silandes1@gmail.com
IES Félix Rodríguez de la Fuente, C/ Pablo Casals 4, 09007 Burgos (BURGOS)
Juan Franco Labarra, jfranco005@gmail.com
Fabián Andrisán, fabiann4422@gmail.com
IES Comuneros de Castilla, C/ Batalla de Villalar 09006 BURGOS (BURGOS)
Tutores
Luis de Benito Aparicio, lvbenito@educa.jcyl.es
Dpto. de Biología y Geología.
IES Félix Rodríguez de la Fuente, C/ Pablo Casals 4, 09007 BURGOS
José María Peréz Giménez, jmperezgim@educa.jcyl.es
Dpto. de Tecnología.
IES Comuneros de Castilla.
Álvar Arnaiz González, alvarag@ubu.es
Universidad de Burgos, Escuela Politécnica Superior, Área Lenguajes y Sistemas
Informáticos, Dpto. Ingeniería Civil.
José Francisco Díez Pastor, jfdpastor@ubu.es
Universidad de Burgos, Escuela Politécnica Superior, Área Lenguajes y Sistemas
Informáticos, Dpto. Ingeniería Civil.
Carlos Rad, crad@ubu.es
Universidad de Burgos. Facultad de ciencias. Dpto. Química.
Palabras Clave
Melissa, Chorella, Carasius, sistemas regenerativos, oxígeno, sensor de oxígeno (11)
Proyectos 2018/2019 – 005

2. INTRODUCCIÓN
Un objetivo claro en cualquier viaje de exploración del espacio es mantener
con vida la tripulación durante el tiempo que dure la misión. Hay una necesidad
constante de aire, de agua y de alimentos. Los sistemas de soporte vital tienen como
fin la supervivencia de la tripulación. Los sistema de soporte vital pueden ser:
fisicoquímicos F/Q (por ejemplo obtención de oxígeno por electrólisis de agua) o
biológicos (mediante la fotosíntesis); regenerativos cuando presentan capacidad para
cerrar idealmente el bucle sin depender de fuentes externas y no regenerativos. Los
estudios han demostrado que, en términos de masa, los sistemas biológicos
regenerativos se vuelven indispensables para las misiones a largo plazo, pero no son
adecuados para los cortos (Pilo, 2015) (Figura 1).
Figura 1. Masa de lanzamiento acumulada según diferentes sistemas de soporte vital en función de la
duración de la misión (Pilo 2015).
Durante las últimas décadas, varias agencias espaciales, incluidas la NASA, JAXA y
ESA, han estado estudiando sistemas biológicos de soporte vital para mantener la
vida durante un largo período de tiempo en el espacio, sin las molestias (económicas
y tecnológicas) de reabastecer continuamente la misión desde la Tierra como ocurre
hoy en día con la ISS (Estación Espacial Internacional).
En Europa, este esfuerzo se ha realizado principalmente dentro del Proyecto
MELiSSA que es el acrónimo en inglés de Micro-Ecological Life Support System
Alternative. MEliSSA trata de simplificar los elementos de un ecosistema
compartimentándolos y situando en cada compartimento un organismo con un
metabolismo diferente. Por ejemplo en el siguiente gráfico se muestra el ciclo del
Proyectos 2018/2019 – 006

nitrógeno en un ecosistema terrestre y los circuitos que se desean desarrollar en este
proyecto (Figura 2).
Figura 2. En el gráfico se muestra el ciclo del nitrógeno. En flechas rojas aparece representado el bucle
que se quiere recrear en el proyecto MELiSSA. (Tomado de Cicle_del_nitrogen_de.svg:
*Cicle_del_nitrogen_ca.svg: Johann Dréo).
En el proyecto MELiSSA este ciclo estaría dentro de un circuito como se muestra en
la Figura 3. De la misma manera que haríamos con el nitrógeno, MELiSSA sería
capaz de reciclar todos los bioelementos que son necesarios para el mantenimiento
de la vida como son el azufre, el fósforo, el oxígeno y el carbono.
Figura 3. El gráfico de la izquierda muestra el ciclo del nitrógeno en MELiSSA y el de la derecha un
dibujo de un prototipo para cada uno de compartimentos. (Lasseur 2008).
Un ecosistema natural está formado por un elevado número de especies que
interactúan entre ellas. Esta interacción permite la regulación de los elementos
químicos. Dado que MELiSSA es una simplificación de un ecosistema natural
Proyectos 2018/2019 – 007

(Figura 4), se hace necesario crear un programa que gestione las interacciones entre
los organismos que presentan diferentes tipos de metabolismo dentro de MELiSSA.
Sin este programa de gestión, los bucles de los elementos químicos que se tienen que
dar entre los diferentes compartimentos no serían armoniosos y MELiSSA dejaría de
funcionar.
Figura 4. Especies de flora y fauna en los ecosistemas de México según el Sistema Nacional de
Información sobre Biodiversidad (Conabio, 1998).
El programa que gestiona MELiSSA armoniza los bucles de los elementos químicos
mediante el control de los factores que influyen directamente en el crecimiento de los
organismos como son temperatura, presión, humedad, luz, etc.
MELiSSA es un proyecto que se inició en 1989 y se estima que tardará unos 20 años
en poder ser utilizado en viajes espaciales. Los principales problemas que se están
detectando en el desarrollo del proyecto son:
(1) la eficiencia del proceso que en el compartimento 1 alcanza el 70%. Esto, que
sería un valor satisfactorio en otro tipo de contextos cuando se trata de hacer un
bucle cerrado es insuficiente (Lasseur, 2008). Es difícil alcanzar una eficiencia del
100% cuando se trabaja con un número limitado de especies. Hay especies que
excretan productos que la especie del compartimiento siguiente no es capaz de
procesar.
(2) No existe un equilibrio entre las necesidades nutritivas y calóricas de los
astronautas y lo que se cultiva para alimentarlos. En el trabajo de Pilo 2015 se
utilizan ratas Wistar (Rattus norvegicus) en sustitución de los astronautas y para
alimentarlas emplea espirulina (Arthrospira platensis) a una concentración del 20%
(p/v) que es a su vez el alga que suministra el oxígeno (Figura 5). Considera que
una dieta balanceada para las ratas seria 14,5% proteínas, 61,5% carbohidratos y
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2,6% grasas sin embargo, la composición de la espirulina es 60-70% proteínas, 5-16%
carbohidratos y 4-14% grasas. Lo cual obliga a transportar otro tipo de alimentos. A
la misma conclusión llega Hudson (2014) que encuentra un desequilibrio entre la
dieta que precisa el astronauta y lo que le pueden suministrar los vegetales que se
cultiven.
3. OBJETIVO
El objetivo de este trabajo es implementar el desarrollo de un ecosistema artificial
donde la eficiencia del ciclo se aproxime al 100% y haya una adecuación entre las
necesidades nutritivas de los organismos que forman el sistema. Para ello se
desarrollará un programa informático que gestione el intercambio de sustancias
entre los compartimentos.
4. MATERIALES Y MÉTODOS
El ecosistema artificial que pretendemos estudiar se basa en un ecosistema acuático
formado por tres integrantes; una carpa (Carassius auratus), un alga (Chlorella
sorokiniana ) y un hongo o una bacteria. Para que este ecosistema funcione como
hemos previsto se tienen que dar de forma armoniosa el ciclo de los elementos. Esto
quiere decir que por ejemplo en el caso de ciclo bioquímico del carbono (Figura 5)
nada de la materia que circula puede terminar como combustibles fósiles ya que esto
alejaría la eficiencia del sistema del 100%. Para realizar el ciclo del nitrógeno, el
azufre y el fósforo es necesario un conjunto de bacterias, por ejemplo en el caso del
nitrógeno tendríamos las bacterias nitrificantes; en el caso del azufre las
sulfobacterias y en el del fósforo microorganismos tales como Bacillus subtilis, Nostoc
sp., Caulobacter crescentus... (Ceron, 2012).
Figura 5. Ciclo energético de los ecosistemas (tomado de
http://www4.tecnun.es/asignaturas/Ecologia/Hipertexto/04Ecosis/100Ecosis.htm). A la derecha el
ciclo del carbono (tomado de
https://www.ecured.cu/Ciclo_del_carbono#/media/File:Ciclocarbono001.jpg).
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Para simplificar el proyecto trabajaremos con dos organismos la carpa dorada
(Carassius auratus) y un alga (Chorella sorokiniana) y nos centraremos sobre el ciclo
bioquímico del carbono.
a) Método empleado para la medición de la producción de oxígeno en el alga
Chlorella.
Las algas pueden ser consideradas como plantas unicelulares. Pueden ser cultivadas
fácilmente, concentradas, y luego , usando técnicas de inmovilización, dividirlas en
cantidades estándar incluidas dentro de perlas de alginato. En este proyecto
utilizamos el alga unicelular Chlorella sorokianina. Antes de su inmovilización en las
esferas de alginato, el alga fue cultivada en medio BG11 (Blue Green Medium), especial
para el crecimiento de algas verdes (Andersen, 2005). Para preparar el medio BG11 se
utilizan 1000 ml de agua milli – Q esterilizada en autoclave (121 ºC, 1.2. atm durante 30
minutos) y enriquecida con los nutrientes detallados en la Tabla 1. Las resiembras se
realizaron siempre en ambiente estéril ultravioleta, usando matraces y botellas
previamente esterilizadas en autoclave.
Solución Vol Final (mL) Sustancia Cantidad (g) Vol Stock (mL)
Solución 1 1000 NaNO3 150 10
Solución 2 1000 K2HPO4 4 10
Solución 3 1000 MgSO4.7H2O 7,5 10
Solución 4 1000 CaCl2.2H2O 3,6 10
Solución 5 1000 Citric Acid 0,6 10
Solución 6 1000 NH4Fe(III)Citrate 0,6 10
Solución 7 1000 EDTA, 2Na salt 0,1 10
Solución 8 1000 Na2CO3 2 10
Solución 9 1000
H3BO4 2,86
1
MnCl2.4H2O 1,81
ZnSO4.7H2O 0,22
NaMoO4.2H2O 0,39
CuSO4.5H2O 0,08
Co(NO3)2.6H2O 0,05
Tabla 1. Concentración de los distintos componentes del medio BG11 (Stainer y col. 1971)
https://www.ccap.ac.uk/media/documents/BG11.pdf
El cultivo fue escalado en laboratorio en ambiente estéril hasta conseguir una
densidad de 7, 6 10*5 celml-1
.
Reactivos:
-Solución concentrada de microalgas.
● Se centrifuga 1000 ml de cultivo de Chlorella sorokiniana en fase de crecimiento
activo en tubos de centrífuga de 250 ml, durante 15 min a 2.000 g de
Proyectos 2018/2019 – 010

velocidad. Se resuspenden los sedimentos en una porción mínima de medio
de cultivo BG11 obteniendo un volumen total de 20 ml de concentrado de
microalgas.
● Concentración final de microalgas obtenida 20,6 g/l de materia seca.
-Solución de alginato sódico al 2,2%.
● Se pesan 11 g de alginato (Cal Sigma-Aldrich) y se disuelven en 480 ml de
medio de cultivo BG11, añadiéndolo muy lentamente y dejándolo con
agitación magnética toda la noche hasta la total disolución de los grumos.
● Añadir la solución concentrada de microalgas manteniendo la agitación hasta
obtener una suspensión homogénea.
-Solución de CaCl2 al 2%. Se pesan 5 g de CaCl2 (Cal. PANREAC) y se disuelven en
500 ml de agua Ultra Pura (UP)
Procedimiento
Se prepara una bomba peristáltica de tres canales que se unen en sus extremos con
adhesivo para la obtención de un tamaño de perla adecuado.
Se introducen los extremos de succión de cada tubo en la suspensión de microalgas
en alginato al 2%, que se mantiene en agitación continua.
Los extremos de salida unidos se sitúan sobre el vaso de precipitados con la solución
de CaCl2 que se mantiene en agitación continua e intensa. Las gotas deben caer en un
lateral de la solución, de forma que se mezclen de forma rápida y no se acumulen en
el vórtice de agitación. La velocidad de la peristáltica se regula de forma que se
produzca 1 gota/seg. Cuando se ha alcanzado una cantidad elevada de perlas, se
separan de la solución mediante una malla metálica de 1 mm de luz de malla. El
proceso se repite hasta agotar la suspensión de microalgas en alginato.
Se consiguen de este modo esferas muy similares con diámetro promedio de 5,3 ±
0,43 mm (Figura 6), y una gran cantidad de esferas en poco tiempo, por lo que este
instrumento permite hacer replicados de manera fácil y rápida.
Figura 6. La fotografía de la izquierda muestra la última fase de la producción de los cultivos de
Chlorella sorokianina. La fotografía de la derecha muestra la manipulación de esferas de alginato que
contienen las algas.
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Para medir la producción de oxígeno que desprendían 56 g de esferas de alginato de
algas se procede de la siguiente manera: las algas se encerraron en un frasco
hermético de un litro; se sometieron a un ciclo de luz/ oscuridad de 16 horas/4
horas; el periodo de experimentación osciló entre 19 horas y 158 horas (Tabla 2); el
frasco que contenía las algas fue introducido en un tanque de 80 L , el cual posee
una fuente externa de calor, de esta manera se mantiene a 21,5±0,5ºC durante el
periodo que dura el experimento.
La variación en la producción de oxígeno es medida con un sensor que mide la
concentración del oxígeno disuelto en agua. (Figura 7). El sensor de oxígeno PASCO
es un electrodo polarográfico de tipo Clark. Un cátodo de platino y un ánodo de
referencia de plata/cloruro de plata en un electrolito de KCl están separados de la
muestra por una membrana plástica permeable al gas. Para que el sensor funcione
correctamente necesita captar los valores de la solución acuosa en movimiento.
Nosotros hemos utilizado un agitador magnético para que así el sensor pudiera
tomar los datos debidamente.
El electrodo de platino tiene aplicado un voltaje fijo. El oxígeno se reduce mientras se
difunde a través de la membrana hacia el cátodo:
½ O2 + H2O + 2e-
→ 2 OH-
Figura 7. Fotografía del electrodo de oxígeno disuelto Pasco.
La oxidación que tiene lugar en el electrodo de referencia (ánodo) es:
Ag + Cl-
→ AgCl + e-
De acuerdo con esto, fluye una corriente que es proporcional a la tasa de difusión del
oxígeno, y por tanto, a la concentración del oxígeno disuelto en la muestra. Esta
corriente se convierte a un voltaje proporcional, que es amplificado y leído por la
interface.
Nuestro sensor estaba conectado al ordenador, donde gracias al programa Data
Studio guardábamos todos los datos. Aparecen datos nuevos cada segundo que
transcurre y podíamos observar en forma de gráfica como el oxígeno iba variando
(figura 8).
Proyectos 2018/2019 – 012

Figura 8. La fotografía muestra la toma datos realizada en el programa DataStudio.
b) Método empleado para la medición del consumo de oxígeno en el pez Carassius
auratus
Se parte de un ejemplar de Carassius auratus de 6 g de peso, mantenido en el laboratorio a
temperatura ambiente (18±1,5ºC) en un tanque de unos 80 L que dispone de sistema de
filtrado y aireación continua del agua. El ejemplar fue obtenido en una tienda de mascotas
próximas al centro. Se suministra diariamente una ración de comida en formato granulado
(marca comercial Kiki, granulado para goldfish) correspondiente al 4% del peso seco total de
los ejemplares (Chapman, 2000), asumiendo un porcentaje de hidratación del 80%. El
alimento se suministra a primera hora de la mañana. Se le mantiene en estas condiciones
durante 7 días antes de comenzar los experimentos que se llevan a cabo las tres semanas
siguientes (Figura 9 ).
Figura 9. Carassius auratus en el acuario antes de realizar los experimentos
Se dispone de otro tanque, de un litro, que cierra herméticamente impidiendo que el
oxígeno que consume el pez sea renovado por el que hay en la atmósfera, simulando
Proyectos 2018/2019 – 013

así la situación en el espacio, donde hay una ausencia de atmósfera. Este tanque en el
momento de la experimentación se introduce en el de 80 litros el cual posee una
fuente externa de calor. De esta manera se mantiene a 21,5±0,5ºC durante el periodo
que dura el experimento. Para la estimación del metabolismo se toman medidas del
consumo de oxígeno de igual manera cada una de las semanas. La concentración de
oxígeno del mismo se determina empleando el sensor de oxígeno PASCO (Figura
10).
Figura 10. La fotografía de la izquierda muestra las algas y el pez en los frascos de cierre hermético
durante el experimento. La fotografía de la derecha muestra la determinación del consumo de
oxígeno por el pez.
5. RESULTADOS
a) Resultado del método empleado para la medición de la producción de oxígeno
en el alga Chlorella.
Para analizar los datos de producción de oxígeno por las algas se tomó el valor
inicial y final de cada experimento (Tabla 2). Estos datos fueron introducidos en una
tabla Excel.
duración del
experimento en horas
concentración inicial de
oxígeno en mg. l-1
concentración final de
oxígeno en mg. l-1
experimento 1 76 1,9 10,1
experimento 3 20,5 5,2 12
experimento 4 44,5 7,1 9,9
Tabla 2. Concentración de oxígeno al inicio y final de los experimentos con el alga Chlorella sorokiniana
en diferentes intervalos de tiempo.
Proyectos 2018/2019 – 014

A partir de estos datos se realizó un ajuste de los puntos mediante una recta de
regresión lineal para cada uno de los experimentos obteniendo los siguientes
resultados (Figura 11)
oxígeno (mg. l-1
)
tiempo (h)
Figura 11. Gráfica donde se muestra las rectas obtenidas por el método de regresión lineal de cada
uno de los experimentos realizados en el programa excel.
Dado que la pendiente de dichas rectas nos informan de la producción de oxígeno en
mg.l-1
.h-1
procedemos a construir una tabla con los distintos valores de los
experimentos a fin de calcular una media aritmética y una varianza. Los resultados
se muestran en la tabla 3.
producción de
oxígeno en mg.l-1
.h-1
experimento 1 0,108
experimento 2 0,061
experimento 3 0,332
experimento 4 0,073
experimento 5 0,1
experimento 6 0,115
experimento 7 0,113
Promedio 0,12
Varianza 0,007
Tabla 3. Producción de oxígeno en Chlorella sorokiniana.
Proyectos 2018/2019 – 015

b) Resultado del método empleado para la medición del consumo de oxígeno
utilizado por el pez Carassius auratus.
Los datos de consumo de oxígeno realizado por el pez fueron tratados de forma
similar a los de la producción de oxígeno por las algas. También en este caso se
tomaro el valor inicial y final de cada experimento (Tabla 4). Estos datos fueron
introducidos en una tabla Excel.
duración del
experimento en horas
concentración inicial de
oxígeno en mg. l-1
concentración final de
oxígeno en mg. l-1
Tabla 4. Concentración de oxígeno al inicio y final de los experimentos con Carassius auratus en
diferentes intervalos de tiempo.
A partir de estos datos se realizó un ajuste de los puntos mediante una recta de
regresión lineal para cada uno de los experimentos obteniendo los siguientes
resultados (Figura 12).
oxígeno (mg. l-1
)
tiempo (h)
Figura 12. Gráfica
donde se muestra las
rectas obtenidas
por el método de regresión lineal de cada uno de los experimentos realizados.
Dado que la pendiente (en este caso es negativa ya que está relacionado con el
consumo de oxígeno) de las rectas nos informan del consumo de oxígeno en mg.l-1
.h-1
procedemos a construir una tabla con los distintos valores de los experimentos a fin
de calcular una media aritmética y una varianza. Los resultados se muestran en la
tabla 5.
Proyectos 2018/2019 – 016

consumo de oxígeno
en mg.l-1
.h-1
experimento 1 0,34
experimento 2 0,426
experimento 3 0,316
experimento 4 0,312
experimento 5 0,283
experimento 6 0,286
experimento 7 0,238
Promedio 0,314
Varianza 0,003
Tabla 5. Tasa de consumo de oxígeno del pez Carassius auratus.
6. CONCLUSIONES
Una vez determinado el consumo de oxígeno por el pez y la producción del
mismo por las algas, procedimos a estimar que cantidad mínima de algas se precisan
para que el pez pueda disponer de dicho gas en cualquier momento, evitando
cualquier episodio de anoxia (falta casi total de oxígeno en un tejido).
Si la utilización de 56 g de algas producen 0,12 mg O2 mg.l-1
.h-1
y el pez consume a
razón de 0,314 mg.l-1
.h-1,
será necesario como mínimo una cantidad de algas
equivalente a 145 g.
Dado que el pez pesa únicamente 6 g podemos ver como los sistemas de soporte
vital biológico suponen la introducción de una masa importante dentro de la nave.
En nuestro caso sería casi 25 veces el peso del astronauta. También hay que tener en
cuenta que el pez, al ser poiquilotermo, requiere un consumo más bajo de oxígeno
que un ser humano (homeotermo). Por último diremos que a lo largo de estos
experimentos nuestro pez utilizó de alimento ocasional las bolas de alginato con
algas. En el cálculo anterior tendríamos que considerar ya no solo la masa mínima de
algas que se precisa para que un pez respire, sino que también se alimente. En un
desarrollo posterior de este trabajo nos gustaría tener en cuenta este factor así como
la flora de bacterias necesarias para completar el ciclo del nitrógeno, el fósforo y el
azufre. Finalmente comentar que una vez obtenidas en el laboratorio las algas que
necesitábamos, diseñamos un acuario donde pondríamos en práctica la segunda fase
del proyecto (figura 13). Esta consiste en desarrollar un sistema de gestión del agua
entre el compartimento dónde viven las algas y el compartimento donde vive el pez.
Proyectos 2018/2019 – 017

Figura 13. Las fotografías muestran el diseño del acuario realizado en este proyecto. Como vemos
existen dos compartimentos el inferior donde habita el pez y el superior donde se encuentran las
algas. Ambos compartimentos se encuentran interconectados. Una bomba manda el agua desde el
compartimento inferior al superior y un tubo o sumidero retorna el agua desde el superior al inferior.
El funcionamiento de la bomba se activa y desactiva con una raspberry y un relé. Estos a su vez
trabaja en función de un programa que predice cuando el pez se va a quedar sin oxígeno.
7. AGRADECIMIENTOS
En primer lugar, queremos agradecer a la Universidad de Burgos, en especial
al departamento de Edafología y al departamento de Ingeniería Civil por dejarnos
vivir esta experiencia en sus instalaciones, así como a nuestros institutos IES Félix
Rodríguez de la Fuente y el IES Comuneros de Castilla por ofrecernos la oportunidad de
realizar esta modalidad de bachillerato. A nuestros tutores, Carlos Rad, José
Francisco Díez y Álvar Arnaiz de la Universidad de Burgos así como a nuestros
tutores en el instituto, Luis V. de Benito y José María Peréz por su dedicación,
implicación y tiempo.
Por último agradecer a todos nuestros compañeros, por apoyarnos unos a otro y a
nuestras familias por darnos la oportunidad de haber realizado este bachillerato
dedicado a la investigación.
Proyectos 2018/2019 – 018

8. BIBLIOGRAFÍA
- Alexandrov, Svetoslav (2016) “Algal research in space: History, Current
Status and future prospects” Innovare Journal of life sciences. Vol.4.
- Cerón Rincón, L. E. ; Aristizábal Gutiérrez, F. A. (2012) “Dinámica del ciclo
del nitrógeno y fósforo en suelos” Rev. Colomb. Biotecnol. Vol. XIV No. 1 pág.
285-295.
- Conabio (1998). “La diversidad biológica de México: Estudio de País, 1998”.
Comisión Nacional para el Conocimiento y Uso de la Biodiversidad. México.
- Hudson Vergara, Tomás (2014) “MELiSSA ¿El futuro de la exploración
espacial?” IES Montserrat. Trabajo de investigación.
- Lasseur, Christophe (2008) “MeliSSA: The European project of a closed life
support system” Gravitational and Space Biology 23 (2).
- Penghan, Liu-Yi (2014) “Effect of temperature and dissolved oxygen on
swimming performance in crucian carp” Aquatic Biology 21:57-65
- Pérez Iglesias, Juan Ignacio (2015) “ Efecto de la temperatura y la ración de
alimento sobre el metabolismo de la carpa dorada (Carassius auratus)” Trabajo Fin
de Grado. Universidad del País Vasco.
- Pilo Teniente, Sergio (2015) “Simulation of the gas phase integration between
compartments CIVa and CV of MeliSSA Pilot Plant” Universitat Politécnica de
Catalunya. Master in Aerospace Science & Technology”
- Stanier R. Y, Kunisawa R, Mandel M & Cohen-Bazire G (1971) Purification
and properties of unicellular blue-green algae (Order Chroococcales).
Bacteriol. Rev. 35, pag. 171-205.
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