Manual de Laboratorio de Microbiología Industrial

MANUAL DE LABORATORIO DE
MICROBIOLOGÍA INDUSTRIAL
INGENIERÍA QUÍMICA
Recopilado y adaptado por:
Licda. Suzette Boburg Juárez y Licda. Odette Bocaletti
Facultad de Ingeniería UMG
Julio 2018

Indice
No.De
Práctica
Nombre de Práctica Fecha de
Ejecución
1 Bioseguridad
2 Elaboración de Vino
3 Microscopia
4 Preparación de Medios y Siembra
5 Tinciones
6 Pruebas Bioquímicas
7 Estándares de McFarland
8 Hongos Levaduriformes
9 Hongos Saprófitos
10 Análisis de Aguas para Coliformes
11 Elaboración de Cerveza
12 Análisis de Alimentos para Stafilococo
13 Análisis de Leche y Elaboración de Queso
14 Elaboración de Yogur

Ponderación
1. Elaboración de
Vino…………………………….50.0puntos
2. Elaboración de Cerveza
…………………………20.0puntos
3. Presentación de resultados de todo el
Ciclo….…..20.0 puntos
4. Trabajo de
Laboratorio……………………………10.0
puntos
Nota. Las prácticas del vino y la cerveza deben
presentar lo siguiente:
1. Informe donde documente con fotografías cada
etapa. Describirá cada paso, conlos problemas
que hubo y como los resolvió.
2. Además deberá presentar el producto

Introducción
La Microbiología se puede definir, sobre la base de su etimología, como la ciencia que trata
de los seres vivos muy pequeños, concretamente de aquellos cuyo tamaño se encuentra por debajo
del poder resolutivo del ojo humano. Esto hace que el objeto de esta disciplina venga determinado
por la metodología apropiada para poner en evidencia, y poder estudiar, a los microorganismos.
Precisamente, el origen tardío de la Microbiología con relación a otras ciencias biológicas, y el
reconocimiento de las múltiples actividades desplegadas por los microorganismos, hay que
atribuirlos a la carencia, durante mucho tiempo, de los instrumentos y técnicas pertinentes. Con la
invención del microscopio en el siglo XVII comienza el lento despegue de una nueva rama del
conocimiento, inexistente hasta entonces.
El auge de la microbiología desde finales del siglo XIX se plasmó, entre otras cosas, en el
aislamiento de gran variedad de cepas silvestres de microorganismos, lo que suministró un enorme
volumen de nuevo material biológico sobre el que trabajar, aplicándose una serie de enfoques que
eran ya habituales en las ciencias naturales más antiguas; así, había que crear un marco taxonómico
(con sus normas de nomenclatura) para encuadrar a los organismos recién descubiertos, era factible
desarrollar trabajos sobre morfología y fisiología comparadas, sobre variabilidad y herencia,
evolución, ecología, etc. De este modo la joven Microbiología fue objeto, en pocos años, de la
utilización a un ritmo acelerado, de los métodos taxonómicos y experimentales que habían ido
surgiendo y madurando desde el siglo XVIII en los ámbitos de la "Historia Natural" clásica.
La microbiología puede resultaruna disciplina desconcertante para quien comienza su estudio.
El principal objetivo de las prácticas de laboratorio, es que el estudiante salga con las
herramientas necesarias para poner en práctica en su vida laboral.

Práctica No. 1
Normas de bioseguridad en el trabajo con material
bioinfeccioso y uso adecuado del material y equipo de
laboratorio
Prelaboratorio
1. ¿Qué significa CDC?
2. Clasificación de Laboratorios porNiveles de Seguridad
3. Biocontención
4. Ingeniería de Seguridad
I. Introducción:
Bioseguridad es el conjunto de normas o actitudes que tienen como objetivo prevenir los accidentes
en el área de trabajo, es decir, a disminuir el potencial riesgo ocupacional. También se puede definir como el
conjunto de medidas preventivas que debe tomar el personal que trabaja en áreas de la salud para evitar el
contagio de enfermedades de riesgo profesional.
Además se poseen los Factores de Riesgo que son todos los elementos, sustancias, procedimientos y
acciones humanas presentes en el ambiente laboral que de una u otra forma ponen en riesgo al trabajador
teniendo la capacidad de producirle lesión. Estos factores de riesgo pueden encontrarse en la fuente, en el
medio o en las personas mismas. Tienen como característica fundamental que son fácilmente controlables.
Los diferentes factores a los que se está expuesto un trabajador del laboratorio se pueden clasificar en
factores físicos, químicos, microbiológicos, ergonómicos, eléctricos y psicosociales.
Para prevenir y minimizar los factores de riesgo dentro de las instalaciones de laboratorio del
Instituto de Investigaciones Químicas, Biológicas, Biomédicas y Biofísicas, se debe cumplir con el
Reglamento para uso de los Laboratorios del I2QB3 de estudiantes y catedráticos, donde de describen los
lineamientos de ingreso, de trabajo y de seguridad, basados en todas las normas de bioseguridad a seguir
durante el trabajo de laboratorio docente.
Es importante siempre recordar que el comportamiento de un individuo dentro de las instalaciones
del laboratorio tiene incidencia directa, no solamente sobre la disciplina del individuo mismo, sino sobre la
seguridad de todos los demás individuos que participan de la sesión del laboratorio.
II. Objetivos:
Que el estudiante

1. Conozca la responsabilidad que adquiere al trabajar dentro los laboratorios del Instituto de
Investigaciones Químicas, Biológicas, Biomédicas y Biofísicas (I2QB3)
2. Conozca el trabajo que se espera de él o ella antes, durante y después de realizarse un laboratorio de
Microbiología.
3. Comprenda, aplique y cumpla las normas de bioseguridad necesarias para el manejo de material
Bioinfeccioso.
4. Identifique los factores de riesgo a los que va estar expuesto durante cada una de las prácticas de
laboratorio.
5. Conozca el manejo adecuado de todo el material y equipo que utilizara a lo largo de los laboratorios
del Curso de Microbiología I.
III. Alcance:
Que el estudiante:
1. Diferencie entre medidas de bioseguridad y medidas de bioprotección.
2. Conozca la forma de evacuación del laboratorio en caso de emergencia.
3. Conozca la ubicación de los dispositivos de seguridad, tales como duchas, lavaojos y extintores,
para usarse en caso de emergencia.
4. Esté consciente de las normas de bioseguridad a cumplir durante su trabajo en el laboratorio.
5. Uso adecuado de todo el material y equipo que tiene a su disposición durante las prácticas de
Laboratorio del Curso de Microbiología I.
IV. Antecedentes:
1. Bioseguridad:
El objetivo fundamental de cualquier programa de bioseguridad es la contención de cualquier agente
potencialmente dañino. El término “contención” se usa describiendo métodos, instalaciones y equipos
adecuados en el laboratorio donde se manejan agentes potencialmente infecciosos. El propósito de la
contención es la de reducir o eliminar la exposición a agentes infecciosos de quienes trabajan en el
laboratorio, de otras personas y del ambiente exterior.
El elemento más importante de cualquier programa de bioseguridad es el cumplimiento estricto de
las prácticas seguras de laboratorio. Las personas que manejan agentes infecciosos o materiales
potencialmente infecciosos deben estar conscientes del riesgo potencial, y deben ser entrenados y evaluados
en las prácticas necesarias. El instructor o la persona a cargo del laboratorio es responsable tanto de brindar la
capacitación adecuada como de evaluar el trabajo de quienes trabajan dentro del laboratorio.
Antes de definir las necesidades de un laboratorio en cuanto a bioseguridad, es imperante hacer la
distinción entre dos conceptos relacionados: bioseguridad, o bioseguridad biológica, y bioprotección. La
bioseguridad es el término que se utiliza para referirse a los principios, técnicas y prácticas aplicadas con el
objetivo de evitar exposición no intencional a patógenos y toxinas, o su liberación accidental. Por su parte, la
bioprotección se refiere a las medidas de protección de la institución y del personal destinadas a reducir el
riesgo de pérdida, robo, uso incorrecto, desviaciones o liberación intencional de patógenos o de toxinas.
Los errores humanos, las técnicas de laboratorio incorrectas y el mal uso de los equipos, son las
principales causas de accidentes de laboratorio e infecciones relacionadas. Es por ello que es necesario
cumplir con métodos técnicos diseñados para reducir al mínimo los accidentes de laboratorio más comunes.

A. Manipulación de muestras.
La manipulación de muestras dentro del laboratorio es un riesgo de infección para aquellos
que lo realizan. Los recipientes para manejo de muestras deben ser de vidrio o, de preferencia, de
plástico. No debe quedar material alguno en el exterior del recipiente, que debe estar claramente
identificado. En algunos casos se hace advertencia del riesgo bioinfeccioso usando el símbolo
internacional mostrado en la Figura 1.
Figura 1: Símbolo
Internacional para riesgo
Bioinfeccioso
B. Técnicas de protección personal.
Las partículas que se desprenden (aerosoles) durante la manipulación de las muestras se
depositan rápidamente en la superficie de las mesas de trabajo y sobre las manos de operador. Es por
ello que toda persona que trabaja dentro del laboratorio debe llevar Figura 1: Símbolo internacional
para riesgo bioinfeccioso puestos guantes al trabajar materiales potencialmente bioinfeccioso,
evitando a toda costa tocarse la boca, los ojos y el rostro, así como llevarse objetos (bolígrafos,
lápices, goma de mascar) a la boca. Por la misma razón no debe llevarse al laboratorio los objetos
personales que no sean estrictamente necesarios, ni debe aplicarse cosméticos, tomar alimentos ni
hablar por teléfono celular.
C. Otras precauciones.
Los ojos pueden infectarse con bacterias, hongos o virus. Las infecciones de los ojos
pueden ocurrir en distintas partes del ojo y afectar sólo un ojo o ambos. Dos infecciones
comunes del ojo son:
 Conjuntivitis: también conocida como “ojo rojo”. La conjuntivitis suele ser debida a una
infección. Los niños presentan conjuntivitis con frecuencia y es muy contagiosa.
 Orzuelo: un abultamiento en el párpado que ocurre cuando las bacterias de la piel entran
en el folículo piloso de una pestaña.

Es por ello que deben estar protegidos en todo momento, a través del uso de lentes
de protección durante todo el laboratorio que así lo requiera.
Por otro lado, es conveniente bevitar el uso de jeringas lo mas posible, ya que el
número de accidentes causados por pinchadura de agujas es alto. En caso de ser
necesario usar jeringas, éstas nunca deben volverse a tapar. Las jeringas se descartan en
recipiente apropiado para material punzocortante bioinfeccioso, lo que implica el uso de
recipientes plásticos claramente identificados.
Para evitar la dispersión de material infeccioso que accidentalmente pueda caer
sobre el área de trabajo, ésta debe cubrirse con material absorbente desechable (papel
toalla), y desecharse como residuo infeccioso al final de la actividad. La desinfección final
del área de trabajo debe realizarse usando hipoclorito al 5%, alcohol al 70% u otro
desinfectante de alto nivel.
2. Agentes Biológicos:
Son microorganismos, con inclusión de los genéticamente modificados, cultivos
celulares y endoparásitos humanos, susceptibles de originar cualquier tipo de infección,
alergia o toxicidad. Los agentes biológicos incluyen microorganismos como los virus, las
bacterias y los hongos, así como algunos eucariotes unicelulares y multicelulares, los cuales
tienen la habilidad de afectar de manera adversa la salud de los humanos en diversos
modos, incluyendo desde reacciones alérgicas hasta infecciones médicas serias que pueden
llegar a la muerte.
Agentes Biológicos BSL 1: Aquel que resulta poco probable que cause una enfermedad
en el ser humano.
Agentes Biológicos BSL 2: Aquel que puede causar una enfermedad en el ser humano y
puede suponer un peligro para los trabajadores, siendo poco probable que se propague a
la colectividad y existiendo generalmente una profilaxis o tratamiento eficaz.
Agentes Biológicos BSL 3: Aquel que puede causar una enfermedad grave en el ser
humano y presenta un serio peligro para los trabajadores, con riesgo de que se propague a
la colectividad y existiendo generalmente un tratamiento eficaz.
Agentes Biológicos BSL 4: Aquel que causando una enfermedad grave en el ser humano,
supone un serio peligro para los trabajadores, con muchas posibilidades que se propague
a la colectividad y sin que exista un tratamiento eficaz.
V. Procedimientos estándar a cumplir dentro de los laboratorios:
A. Lavado de Manos: su importancia radica en que las manos son el instrumento más
importante que se tiene, sin embargo, puede servir como vehículo para transportar
gérmenes. Es sabido que en las manos existe flora residente y transitoria, tanto
bacterias gram positivas como gram negativas; por ello un simple pero eficaz
lavado de manos (siguiendo la técnica que implica un tiempo mínimo de 30
segundos de restregado, prestando especial atención a las uñas, dedos, espacios
interdigitales, nudillos y palmas, luego encender la llave del agua utilizando el
codo para ello y desaguar las mismas hasta eliminar completamente el jabón),
elimina la mayor parte de bacterias. Se debe llevar a cabo este proceso utilizando
jabón antibacterial.
Cabe mencionar que el lavado de manos indiscriminado, sin un tiempo
adecuado y sin un objetivo claro, resulta inútil y puede causar resequedad de la piel
y/o dermatitis, entre otras.
Las manos deben ser lavadas al inicio y término de la actividad de
laboratorio.

B. Uso de guantes descartables: el uso de guantes es principalmente para reducir
riesgos de colonización transitoria de gérmenes en las manos de la persona que los
utiliza.
Es necesario verificar la calidad de los guantes (integridad, consistencia y
uso individual) para garantizar que no habrá diseminación de gérmenes. El uso de
guantes nunca debe sustituir el lavado de manos, y deben ser utilizados siempre
que se trabaje con Material BIOINFECCIOSO o de alto riesgo químico.
Los guantes deben retirarse siempre antes de salir de laboratorio donde
fueron utilizados y ser descartados en bote ROJO.
Nota: Nunca debe tocar su rostro, la perilla de la puerta, el MICROSCOPIO u otro
objeto que no sea el material de trabajo, mientras tenga los guantes puestos.
C. Uso de Bata: se recomienda utilizar bata como medida de bioseguridad siempre
que se ingrese a un laboratorio donde se manipulen microorganismos o se trabaje
con reactivos químicos.
Como característica se deberá observar que esté limpia, integra, de material
que no genere estática (algodón), que cubra el brazo y el antebrazo y abarque del
cuello a la rodilla. La bata debe colocarse y retirarse con técnica, son olvidar
algunos puntos muy importantes como son: lavarse las manos antes de colocarse la
bata y después de retirarse la misma sin tocar las áreas limpias (se considera área
limpia de la bata cinco centímetros del cuello hacia abajo y la parte interna).
En caso de que se contamine la bata durante el procedimiento de
laboratorio, deberá cambiarse por otra limpia para continuar con el trabajo que se
estaba realizando.
D. Uso de Mascarilla o cubreboca: el uso de este accesorio se recomienda durante
procedimientos que puedan generar salpicaduras. El tipo de mascarilla a utilizar va
depender del riesgo que conlleve el proceso que está realizando y debe ser
descartada en bote ROJO una vez finalizada la práctica de laboratorio.
E. Uso de Lentes de Protección: siempre que el trabajo de laboratorio conlleve riesgo
de salpicaduras se utilizará gafas de seguridad, para evitar riesgo de infección
ocular.
Nota: Si ocurriese una salpicadura en los ojos, por incumplimiento del
procedimiento anterior, debe acudir inmediatamente con el catedrático, auxiliar de
laboratorio o personal del instituto para que estas personas tomen las medidas a
aplicar correspondientes.
F. Decontaminación del área de trabajo: la superficie debe ser decontaminada al
finalizar el trabajo de laboratorio y siempre que haya un derrame.
El proceso de Decontaminación de la superficie de trabajo consiste en:
1. Retirar de la mesa todo el material que se encuentre sobre la misma,
2. Aplicar una solución de CLORO al 0.5% con un algodón limpio sobre el
puesto de trabajo,
3. Una vez finalizado el paso anterior se procede a aplicar con otro
algodón limpio una solución de ALCOHOL al 70%,
4. Una vez terminado este proceso NO DEBE colocarse ningún material
contaminado sobre la mesa de trabajo.

VI. Requisitos para TenerDerecho al Ingreso de Laboratorio:
1. El estudiante debe cumplir con la vestimenta y accesorios de protección establecidos en el
Reglamento para uso de los Laboratorios del I2QB3 para Estudiantes, desde el primer
laboratorio de Microbiología.
2. El estudiante debe llevar a cada uno de los laboratorios, impresas la Práctica que les
corresponden del Manual de Laboratorio de Microbiología Industrial.
VII. Material y Equipo:
a. Consumibles:
 Hisopo estéril (1/A)
 Torunda de algodón (2/A)
 Caja de petri descartable no estéril (1/A)
 Papel limpia lentes (cuadritos de muestra colocados en cajas petri (6))
 Guantes S, M, y L.
b. Reactivos:
 Pizeta con Alcohol al 70% (1/mesa)
 Pizeta con Cloro al 0.5% (1/mesa)
 Vial o Ependorff (1/A)
 Aceite de Inmersión (1/mesa)
c. Equipo:
 Computadoras (1/A)
 Microscopio (1/A)
 Mecheros bunsen (1/A)
 Chisperos (1/mesa)
 Asa en argolla (1/A)
 Asa en punta (1/A)
 Gradilla para tubo de ensayo
 Pinzas metálicas
 Gradillas para tubos Ependorff
d. Cristalería:
 Tubo de ensayo con arena y alcohol (1/A)
 Tubo con agua estéril (1/A)
 Tubo de ensayo de 13x100 (1/A)
e. Lo trae el estudiante:
 Práctica 1 impresa.
 Bata y vestimenta adecuada (según reglamento del laboratorio) y
 Lentes de protección.

VIII. Procedimiento:
1.El Titular de Laboratorio realizara una presentación con
las normas de bioseguridad más importantes a seguir y
cumplir durante el trabajo con microorganismos dentro
de los Laboratorios Docentes del I2QB3.
2.Observación, conocimiento y correcta utilización del
material y equipo de laboratorio que cada uno de los
estudiantes posee en su puesto de trabajo. Por lo que el
estudiante debe:
SEGUIR LAS INSTRUCCIONES QUE LE VA DANDO EL
TITULAR DOCENTE Y EL TITULAR DE LABORATORIO.
Parte I
i. Conectar el mechero a la llave de gas y verificar que
la manguera este bien conectada,
ii. Abrir la llave de gas central que se encuentra en el
puesto pegado a la pared en cada una de las mesas,
iii. Colocar todo su material de trabajo detrás del
mechero,
iv. Encender el mechero, utilizando el chispero,
v. Destapar el hisopo estéril de forma correcta, según
explicación del Titular de Laboratorio, cerca del
mechero,
vi. Rotular de forma correcta en el anverso de la caja de
petri,
vii. Como debe abrirse una caja de petri de la forma
correcta,
viii. Que es un asa en argolla y un asa en punta y qué
función posee cada una de ellas.

ix. Como debe manipularse cada asa,
x. La forma correcta para rotular un tubo de ensayo y
un portaobjetos,
xi. La forma correcta de destapar un tubo de ensayo
con tapa rosca,
xii. La forma correcta de destapar un microtubo,
xiii. Como debe utilizarse una pinza,
xiv. Apagar el mechero, cerrando la llave de gas del
puesto de trabajo,
xv. Cerrar la llave central de paso del gas en cada una
de las mesas.
3.Se hará una demostración de cómo debe desinfectarse la
mesa de trabajo de forma correcta, evitando el acumulo
de microorganismos en algunas regiones de la misma.
Luego cada estudiante debe llevar a cabo este
procedimiento.

Práctica No. 2
Elaboración Artesanal de Vino Tinto
Duración del Proceso; 175 a 190 dias
1. Preparación del Material a Usar
Esterilizar todo el material a usar. Para hacerlo usará Metabisulfito de Sodio (Sulfito), en la
siguiente proporción: 7 gramos/litro de agua. El agua debe agitarse antes y después de
agregarlo.
Limpiar las uvas de hojas , quitar las que están en mal estado ó sin madurar.
No lavarlas ya que desaparecerían las levaduras que están en el hollejo y habría que
agregar levadura de vino al mosto restante. Quitar las partes leñosas.
Calcular que de cada kilo de uvas se obtienen 0.65 mL de Vino.
2. Elaboración
Pisar, triturar o machacar la uva y poner tanto la uva como el hollejo y pepitas en la
cuba de fermentación primaria. Este recipiente, preferible de acero inoxidable, debe
quedar abierto para permitiruna oxigenación rápida del mosto. El recipiente debe
ser suficientemente grande para permitir que el volumen del mostomas la “boina”
que crece encima del mosto, aumenten entre 1/4 y ½ del volumen original. El
recipiente se puede cubrir con un paño para evitar la entrada de polvo e insectos,
pero es necesario una buena aireación.
3. Fermentación Primaria (7 a 10 dias)
Es una fermentación alcohólica producida por levaduras generalmwntw del género
Sacharomyces, ellas son las auténticas obreras del vino. La temperatura ideal es
entre 17° y 24° C para vinos jóvenes y entre 23° y 30° para vinos de crianza. Si
pasa de los 30°C, el vino se avinagra por las bacterias responsables de ello que se
activan.
Dejar fermentar 7 dias, “remontando”el mosto de vez en cuando. Esto se hace,
extrayendo mosto de la parte central del recipiente y vertiéndolo lentamente por la
parte superior. Esto se hace para que todo el color y fermentación sea uniforme. A
los 7 dias si la fermentación ha seguido su curso , el mosto ya se ha convertido en
“vino yema”.

En este punto, sacar del recipiente el vino yema y la madre (la parte líquida de la
boina que está flotando en el mosto). A continuación se estruja ó prensa el hollejo
(la parte sólida de la boina); el mosto-vino obtenido de este prensado se recomienda
agregarlo al vino yema, porque es donde se encuentran los precursores aromáticos.
Del hollejo prensado se obiene “Orujo” por destilación.
Después de sacar elvino. debe medirse el grado de alcohol, sxi el vino llema es pobre, se agrega un
poco de azúcar,tomando en cuenta,de que se necesitan 18 gramos/L para aumenta 1° de alcohol.
En este caso,dejar fermentar unos días mas ya sin hollejo y pepitas. En cualquier caso, hay que
descartar el“poso” ó “borra” y las pepitas que están acumuladas en el fondo del recipiente.
4. Fermentación Maleo Láctica
Es el proceso de fermentación del Acido Málico a Acido Láctico. El Malico tiene un sabor mas
hierbas y amargo, mientras que el Láctico es mas agradable y suave al paladar,a la vez que aporta
un mejor aroma al vino.
Es un proceso largo que requiere trasegar (pasar ellíquido de un recipiente a otro)primero elvino
yema y luego el vino en varias ocasiones. La temperatura ideal para esta operación es de 20°C .
Durante ese tiempo se vá apagando poco a poco la fermentación primaria de la levadura, debido a la
falta de oxigeno y la bacteria Bacillus gracile comienza a convertir el Ac,Málico resultante en la
primera fermentación a Ac. Láctico y CO2.
5. Primer Trasiego del Mosto-Vino (30 dias)
Trasegar elvino-yema de al recipiente donde lo puso a fermentar a recipientes de vidrioó plásticos
previamente desinfectados. Llenar los recipientes dejando solamente unos 3 dedos de distancia
hasta el tapón. Si fuera necesario rellenar los recipientes para que no quede mucha distancia entre
el nivel del líquido y el tapón. Ese rellenado debe complementarse con mosto guardado o comprado
o con un vino ya elaborado de características similares. Agregar sulfito en la proporción antes
dicha.
Debe usarse un tapón tipo Airlock (para permitir el burbujeo). También puede usarse un tapón al
que previamente se le habrá hecho un agujero al que se le añade un tubo flexible por el que saldrá
el CO2 de la fermentación Maleo-láctica. El final del tubo se introduce en un recipiente con agua.
Es importante que no entre Oxigeno , ya que volvería el mosto a la fermentación primaria y
acabaría convirtiéndose en vinagre. Si la fermentación está ocurriendo , saldrán burbujas del tubo.
Dejar el proceso durante 30 dias.
6. Segundo Trasiego (60 dias)
En esta ocasión se trasiega el vino que ya no sabe a mosto. Verificar la graduación con un
Alcoholímetro. Hacer las coreecciones necesarias. Esta vez ,no agregar Sulfito.
Rellenar si fuera necesario siguiendo las indicacione anteriores=, cerrar elrecipiente utilizando el
mismo método para la salida del CO2 y dejar que fermente otros 30 dias.

7. Tercer Trasiego (90 dias)
Medir el grado alcohólico y probar. Si al vino le falta cuerpo y está insípido, agregar ácido y/o
tanino. El acido más usado es el Tartárico, pero además se pueden usar mezclas como por ejemplo:
50% de Ac. Tartárico, 30% de Ac. Málico y 20% de Ac. Cítrico u otras proporciones dependiendo
del gusto en particular.
Esto se hace de forma gradual. Empezar agregando 1/5 de cucharadita de acido por cada 4 litros de
vino y 1/8 de cucharadita de tanino por cada 4 litros de vino. Agitar la mezcla y esperar una hora.
Probar nuevamente y si fuera necesario,se repite la operación una segunda vez. En este trasiego si
hay que agregar sufito. Rellenar si fuera necesario y dejar que finalice la fermentación, otros 30
dias.
8. Primer Período de Reposo (30dias)
Trasegar de nuevo el vino. Verificar el grado de alcohol, el tanino y la acidez, para hacer
correcciones si fuera necesario. Dejar reposar el vino 30 dias en recipientes tapados con un tapón
normal, colocado sin apretarlo demasiado para permitir que salgan los gases si fuera necesario.
9. Segundo Período deReposo (45 a 60 dias)
Volver a trasegar elvino. Hacer la estabilización y la clarificación. Para clarificarlo, trasegarlo a
los 15 dias para quitar los posos y para estabilizarlo, dejarlo en reposo otros 45 dias.
Clarificación: Se hace cuando el vino presenta turbidez. Para elle se utilizan claras de
huevo en la siguiente proporción:
2 claras/H] para un vino muy tinto
1.5 claras/H] para uno moderado
Se baten las claras y se les agrega 1 gramo de sal común por clara. Se baten sin llegar a
punto de nieve, agregándole hasta 3 veces su volumen, el vino qie se vá a clarificar y se
mezclan bien con las claras.
Se pone en movimiento el vino en los recipientes y se va agregando lentamente lamezcla
clarificante. Es preciso esperar 15 dias a que el clarificante arrastre todo. Además de
clarificar, la albúmuna de huevo mejora el aroma y paladar del vino tinto.

Estabilización:
Para estabilizarlo, debe usarse una mezcla de Sorbato de Potasio (1/2 cucharadita por cada
4 litros) y de Sulfito (1/4 de cucharadita por cada 20 litros). Dejarlo reposar 30 dias.
10.Embotellado y Almacenaje
Estelizar las botellas o recipientes siguiendo el método descrito. Si se crre
conveniente, hacer mezclas del vino que hay en los didtintos recipientes donde se
hizo el proceso anterior.
Embotellar y guardar en un lugar fresco un mínimo de 30 dias para evitar la
llamada Enfermedad de la Botella, un vino recién embotellado, sabe flojo y no
suele durar mas de un mes ( a lo sumo dos).
El vino resultante será un VINO JOVEN, es decir que no ha tenido ningún tipo de
“crianza” enmadera o cuya crianza es menor de 2 años, contando el total entre
reposo en madera y el reposo en botella. El consumo ideal es entre 12 -24 meses
después de la vendimia.
Para que el vino sea de crianza, tiene que reposar un mínimo de 6 meses en madera
y hasta 2 años en botella. Crianza será tanto el vino que tiene 1 año en madera y
otro en botella, como el que tiene 18 meses en madera y 6 en botella. Total 24
meses.
En caso de querer hacer una RESERVA, el vino tiene que pasar 1 año en madera y
hasta 3 años en Botella.
Para el GRAN RESERVA , tiene que pasar mínimo de 2 años en madera y 5 años
en botella.

Práctica No. 3
Microscopía
Objetivo: Conocimiento Teórico y Práctico de las partes de un Microscopio. Uso de cada Parte.
I. INTRODUCCION
La microbiología se ocupa generalmente de organismos tan pequeños que no los podemos ver
claramente al ojo humano, es decir a simple vista. Debido a la naturaleza de esta disciplina, el
microscopio tiene una importancia crucial; la mayor parte de conocimientos sobre los
microorganismos se han descubierto con microscopios. Por ello es fundamental comprender como
funciona un microscopio y la forma de preparar las muestras para su visualización en este.
En general, la microscopía se utiliza en microbiología con dos propósitos básicos: la detección
inicial de microorganismos y la identificación preliminar o definitiva de los mismos.El examen
microscópico de muestras clínicas se utiliza para detectar células bacterianas, elementos micóticos,
parásitos (huevos, larvas o formas adultas) e inclusiones víricas presentes en las células infectadas.
II. OBJETIVO
Que el estudiante
1. Conozca las partes del microscopio y se familiarice con este.
2. Conozca el manejo adecuado del microscopio y lo aplique a lo largo de los laboratorios del
Curso de Microbiología I.
3. Conozca cómo realizar las preparaciones en fresco y preparaciones fijas.
4. Conozca cómo enfocar correctamente las diferentes muestras en el microscopio.
5. Aplique y cumpla posteriormente las normas de bioseguridad necesarias para el manejo de
material bioinfeccioso.
III. ALCANCE
Que el estudiante:
1. Aplique las normas de bioseguridad durante su trabajo en el Laboratorio de
Microbiología Industrial.
2. Utilice de manera adecuada el material y el equipo necesario para realizar las prácticas
del Laboratorio de Microbiología Industrial.
3. Enfoque correctamente los frotes en los lentes de seco débil, seco fuerte y de inmersión.
4. Realice frotes fijos y preparaciones en fresco de la forma correcta.

IV. ANTECEDENTES:
Desde el punto de vista
histórico, el microscopio reveló por
primera vez la presencia de
bacterias y más tarde, los secretos
de la estructura Celular. Se cree que
las primeras visualizaciones
microscópicas fueron realizadas en
1625 y 1630 en abejas y gorgojos
por el italiano Francesco Stelutti,
utilizando un microscopio
posiblemente de Galileo. Pero no
fue hasta que un biólogo holandés
Antony van Leeuwenhoek en 1679 que examino una gota de agua y logro observar y describir de
manera científica los microorganismos.
Hoy en día es aún una herramienta poderosa en el estudiode la biología celular. Se utilizan en la
actualidad varios tipos de microscopios ópticos: de campo claro, contraste de fases, campo oscuro y
fluorescencia.
En la valoración de las muestras, es trascendente el poder de resolución del microscopio, el
cual se define como la capacidad que posee un objetivo para distinguir la distancia mínima entre
dos puntos del objeto para que se puedan visualizar como dos puntos separados. El poder de
resolución de un objetivo es el responsable de la calidad, claridad, nitidez y fineza detallada de la
imagen, y depende de la longitud de onda (λ) del haz de luz utilizado y de la apertura numérica del
objetivo empleado. El máximo poder de resolución en un microscopio de luz emitida es de 0.2 μm,
por lo que se requiere de una amplificación entre 1000-1400x, mientras que el poder de resolución
del ojo humano es de aproximadamente 0.2 mm. Para aprovechar esta ventaja de los microscopios,
se han desarrollado técnicas tintoriales que destacan las características morfológicas de los
microorganismos.
A. COMPONENTES BÁSICOS
Los componentes básicos de los microscopios ópticos consisten en una fuente de luz que se
utiliza para iluminar la muestra colocada en un portaobjetos, un condensador que se emplea para
enfocar la luz sobre la muestra y dos sistemas de lentes (lentes del objetivo y lentes oculares) que
se usan para aumentar la imagen.
 OCULAR: Lente situada cerca del ojo del observador (por donde mira). Su misión es
ampliar la imagen del objetivo. Suelen tener dos oculares, por eso se llaman binoculares, si
solo tiene uno se llama monocular.
 TORNILLO MACROMÉTRICO o de grandes movimientos que sirve para realizar un
primer enfoque puede acercar o alejar de la preparación.
 TORNILLO MICROMETRICO permite hacer un movimiento rápido hacia arriba o hacia
abajo del tubo o la platina, y se utiliza para localizar la imagen a observar con un

movimiento más pequeño.
 REVÓLVER: Contiene los sistemas de lentes objetivos. Permite, al girar, cambiar los
objetivos. La esfera se suele llamar CABEZAL y contiene los sistemas de lentes oculares
(monoculares o binoculares (2 lentes)).
 BRAZO o ESTATIVO: Es una pieza metálica de forma curvada que puede girar; sostiene
por su extremo superior al Tubo Óptico y en el inferior lleva varias piezas importantes.
 PLATINA: Lugar donde se deposita la preparación que se quiere observar. Tiene en su
centro una abertura circular por la que pasará la luz del sistema de iluminación.
 OBJETIVO: Lente situada cerca de la preparación. Amplía la imagen de ésta determinando
la cantidad de aumentos con la que queremos observar.
 PINZAS DE SUJECION: Parte mecánica que sirve para sujetar la preparación. La mayoría
de los microscopios modernos tienen las pinzas adosadas a un carro con dos tornillos, que
permiten un avance longitudinal y transversal de la preparación.
 CONDENSADOR: Lente que concentra los rayos luminosos que inciden sobre la
preparación.
 BASE o ESTATIVO: Sujeta todo el microscopio.

B. MANEJO DEL MICROSCOPIO ÓPTICO
1- Debe transportarte firmemente, sujetándolo por el brazo, debe mantenerse en posición recta
con el fin de evitar que se caigan y/o se dañen los oculares.
2- Colocar el objetivo de menor aumento en posición de empleo y bajar la platina
completamente. Si el microscopio se recogió correctamente en el uso anterior, ya debería
estar en esas condiciones.
3- Colocar la preparación sobre la platina sujetándola con las pinzas metálicas.
4- Utilice la luz a un ajuste intermedio de la intensidad, no lo haga con toda la intensidad de la
luz.
5- Comenzar la observación con el objetivo de 10 aumentos (10x) si la preparación es de
bacterias.
6- Para realizar el enfoque:
a. Acercar a ½ cm de la lente del objetivo a la preparación, empleando el tornillo
macrométrico. Esto debe hacerse mirando directamente y no a través del ocular, ya que
se corre el riesgo de incrustar el objetivo en la preparación pudiéndose dañar alguno de
ellos o ambos.
b. Mirando, ahora sí, a través de los oculares, ir separando lentamente el objetivo de la
preparación con el macrométrico y, cuando se observe algo nítida la muestra, girar el
micrométrico hasta obtener un enfoque fino.
c. Ajuste la intensidad de la luz.
7- Pasar al siguiente objetivo. La imagen debería estar ya casi enfocada y suele ser suficiente
con mover un poco el micrométrico para lograr el enfoque fino. Si al cambiar de objetivo se
perdió por completo la imagen, es preferible volver a enfocar con el objetivo anterior y
repetir la operación desde el paso 3.
8- El objetivo de 40x enfoca a muy poca distancia de la preparación y por ello es fácil que
ocurran dos tipos de percances: incrustarlo en la preparación si se descuidan las
precauciones anteriores y mancharlo con aceite de inmersión si se observa una preparación
que ya se enfocó con el objetivo de inmersión.
9- Empleo del objetivo de inmersión:
a. Bajar totalmente la platina.
b. Subir totalmente el condensador para ver claramente el círculo de luz que nos indica la
zona que se va a visualizar y donde habrá que echar el aceite.
c. Girar el revólver hacia el objetivo de inmersión dejándolo a medio camino entre éste y
el de x40.
d. Colocar una gota mínima de aceite de inmersión sobre el círculo de luz.
e. Terminar de girar suavemente el revólver hasta la posición del objetivo de inmersión.
f. Mirando directamente al objetivo, subir la platina lentamente hasta que la lente toca la
gota de aceite. En ese momento se nota como si la gota ascendiera y se adosara a la
lente.
g. Enfocar cuidadosamente con el micrométrico. La distancia de trabajo entre el objetivo
de inmersión y la preparación es mínima, aun menor que con el de 40x por lo que el
riesgo de accidente es muy grande.
h. Una vez se haya puesto aceite de inmersión sobre la preparación, ya no se puede volver
a usar el objetivo 40x sobre esa zona, pues se mancharía de aceite. Por tanto, si desea

enfocar otro campo, hay que bajar la platina y repetir la operación desde el paso 3.
i. Una vez finalizada la observación de la preparación se baja la platina y se coloca el
objetivo de menor aumento girando el revólver. En este momento ya se puede retirar la
preparación de la platina. Nunca se debe retirar con el objetivo de inmersión en
posición de observación.
j. Limpiar el objetivo de inmersión con cuidado empleando un papel especial para óptica.
Comprobar también que el objetivo 40x está perfectamente limpio.
C. MANTENIMIENTO Y PRECAUCIONES
1. Al finalizar el trabajo, hay que dejar puesto el objetivo de menor aumento en posición
de observación, asegurarse de que la parte mecánica de la platina no sobresale del
borde de la misma y dejarlo cubierto con su funda.
2. Cuando no se está utilizando el microscopio, hay que mantenerlo cubierto con su funda
para evitar que se ensucien y dañen las lentes. Si no se va a usar de forma prolongada,
se debe guardar en su caja dentro de un armario para protegerlo del polvo.
3. No deben tocarse los lentes oculares, objetivos ni condensador con los dedos. Las
manchas de grasa y sudor los mancha. Si se ensucian, limpiarlas muy suavemente con
un papel de filtro o, mejor, con un papel de óptica.
4. No dejar el portaobjetos puesto sobre la platina si no se está utilizando el microscopio.
5. Después de utilizar el objetivo de inmersión, hay que limpiar el aceite que queda en el
objetivo con papel limpialentes. En cualquier caso se pasará el papel por la lente en un
solo sentido y con suavidad.
6. No forzar nunca los tornillos giratorios del microscopio (macrométrico,
micrométrico, platina, revólver y condensador).
7. El cambio de objetivo se hace girando el revólver y dirigiendo siempre la mirada a la
preparación para prevenir el roce de la lente con la muestra. No cambiar nunca de
objetivo agarrándolo por el tubo del mismo ni hacerlo mientras se está observando a
través del ocular.
8. Mantener seca y limpia la platina del microscopio. Si se derrama sobre ella algún
líquido, secarlo con un paño. Si se mancha de aceite, limpiarla con un paño
humedecido en xilol.
9. Es conveniente limpiar y revisar siempre los microscopios al finalizar la sesión práctica
y, al acabar el curso, encargar a un técnico un ajuste y revisión general de los mismos.
10. Utilizar el microscopio SIN guantes para evitar que se manchen.
11. Verificar que el microscopio se encuentre en buen estado y con todos los accesorios y
partes que lo conforman.
12. No debe colocarse ni retirarse una preparación estando el objetivo mayor o el objetivo a
inmersión en posición de trabajo, porque pueden rayarse las lentes frontales.
13. Los movimientos de los mandos de enfoque deben ser lentos y suaves. No debe
utilizarse el control macrométrico con inmersión. El control micrométrico debe
mantenerse en posición central y accionarse un poco hacia un lado u otro. Se llega al
extremo de su recorrido y se insiste, se pueden romper sus muestras, lo cual obligarla a
cambiarlo.

14. No deben derramarse líquidos sobre el microscopio, si esto sucediera accidentalmente
debe secarse de inmediato. No debe manejarse el microscopio con las manos sucias y
húmedas.
15. No debe dejarse el microscopio junto a un mechero encendido, por razones obvias.
V. PROCEDIMIENTO
1. Material y Equipo:
a. Torunda de algodón (2/A)
b. Portaobjetos
c. Cubreobjetos
d. Papel limpia lentes (cuadritos de muestra colocados en cajas petri (4))
e. Guantes S, M, y L
f. Papel limpia lentes (1/2 pág/A)
2. Librería:
a. Masking Tape (1 rollo/ Lab)
b. Marcador Indeleble (6/Lab)
3. Reactivos:
a. Pizeta con Alcohol al 70% (1/mesa)
b. Pizeta con Cloro al 0.5% (1/mesa)
c. Gotero de Colorante Azul de Lactofenol
d. Gotero de Cristal Violeta
4. Equipo
a. Computadoras (1/A)
b. Microscopio (1/A)
5. Cristalería:
a. Portaobjetos
b. Cubreobjetos
6. Lo trae el estudiante:
a. Práctica impresa.
b. Bata y vestimenta adecuada (según reglamento del laboratorio) y
c. Lentes de protección.
d. Pelos de gato, perro, conejo, plumas y flores. Traido por el
alumno
Procedimiento I
Procedimiento:
a. Se observará el microscopio asignado, aprendiendo
físicamente donde está cada parte y su uso.

b. Colocar en un portaobjetos, una parte pequenísima de
cada uno de los materiales que usted trajo.
c. Tape con un cubreobjetos
d. Encienda el Microscopio. Use el objetivo 4X para
localizar el material.
e. Encienda la computadora, de tal manera que esté
acoplada al microscopia. Oberve la imagen y mándesela
a su correo.
f. Siga rotando los objetivos, con los que logrará ver mas
detalles de su material. Documente todo.
g. Hágalo con cada uno de los materiales que trajo .
h. Procedimiento II
i. Método Preparación en fresco
j. Coloque una gota de azul de
metileno en el centro de una lámina
k. Agregue una pizca del material .
l. Seguidamente cúbrala con la lámina
cubreobjetos evitando dejar burbujas de aire.
m. Observar con el objetivo primero en seco débil y
luego

Práctica No. 4
Preparación de Medios y siembra de Bacterias en
Medios de Cultivo
I. INTRODUCCION
El cultivo es el proceso de proliferación de microorganismos al proporcionarles un entorno con
condiciones apropiadas. Los microorganismos en proliferación producen réplicas de sí mismos y
necesitan los elementos presentes en su composición química. Los nutrientes deben proporcionar
estos elementos en una forma que sea accesible desde el punto de vista metabólico. Además, los
microorganismos requieren energía metabólica para sintetizar macromoléculas y mantener
gradientes químicos esenciales a través de sus membranas. Los factores que deben controlarse
durante la proliferación incluyen nutrientes, pH, temperatura, aireación, concentración de sales y
fuerza iónica del medio
A lo largo de los últimos 100 años, los microbiólogos han desarrollado incontables medios
auxiliares para el aislamiento e identificación de bacterias y hongos de importancia médica. Sólo
unos cuantos han llegado a utilizarse en forma rutinaria en los laboratorios clínicos principalmente
los que pueden clasificarse como medios nutritivos o enriquecidos, selectivos o indicadores.
II. OBJETIVO
Que el estudiante
1. Conozca los diferentes medios de cultivo utilizados para el crecimiento y selección de las
bacterias.
2. Conozca cómo debe realizarse la preparación de medios siguiendo las instrucciones
recomendadas.
3. Maneje adecuadamente las normas de bioseguridad al preparar los medios en los
laboratorios del Curso de Microbiología Industrial.
III. ALCANCE
Que el estudiante:
1. Aplique los conceptos básicos de bioseguridad en la preparación de los diferentes
medios de cultivo.
2. Reconozca los conceptos básicos de nutrición bacteriana para la clasificación de medios
de cultivo.
3. Enumere las ventajas que aporta el uso de cada uno de ellos y su utilidad diagnóstica.
IV. ANTECEDENTES

A. MEDIOS DE CULTIVO
La nutrición en medios de cultivo debe contener todos los elementos necesarios para la
síntesis biológica de un nuevo microorganismo. Los nutrientes se clasifican con base en los
elementos que proporcionan.
i. Fuentes de carbono
El carbono es un componente esencial y central para
conformar la estructura celular y permitir a la celula realizar todas sus
funciones. Existen dos grupos de microorganismos según la
utilización de carbono: los microorganismos autótrofos y los
heterótrofos.
Los microorganismos autótrofos pueden cultivarse en medios que contengan únicamente
compuestos inorgánicos (utilizan principalmente dióxido de carbono como carbono inorgánico).
Los microorganismos heterótrofos, para su desarrollo requieren carbono orgánico, que debe
encontrarse en una forma que puedan asimilar. Por ejemplo glucosa u otro carbohidrato.
ii. Fuentes de nitrógeno
El nitrógeno es un constituyente importante de las proteínas, ácidos nucleicos y otros
compuestos, y constituye casi 5% del peso seco de una bacteria típica. Algunos utilizan nitrógeno
atmosférico, otros emplean sales de nitrato o de amonio como compuestos inorgánicos, así como,
otros requieren compuestos orgánicos que contengan nitrógeno como los aminoácidos. La
capacidad de asimilar N2 (nitrógeno inorgánico) en forma reducida como NH3, es un proceso
denominado fijación de nitrógeno, es una propiedad singular de las células procariotas y muy
pocas bacterias son capaces de desdoblar el triple enlace entre ambos átomos de nitrógeno El
producto terminal de todas las vías para la asimilación de nitrógeno es la forma más reducida del
elemento, el amoniaco (NH3). Cuando se cuenta con NH3, se difunde hacia el interior de la mayor
parte de las bacterias a través de conductos transmembrana como gas disuelto en lugar de forma de
ion amonio (NH4 +).
iii. Fuentes de azufre
Al igual que el nitrógeno, el azufre es un componente de muchas sustancias orgánicas de
las células. Forma parte de la estructura de varias coenzimas y se encuentra en las cadenas laterales
de cisteinil y metionil de las proteínas. El azufre en su forma elemental no puede utilizarse por
plantas o animales. Sin embargo, algunas bacterias autótrofas pueden oxidarse a su forma de
sulfato (SO42−). La mayor parte de los microorganismos pueden utilizar sulfato como fuente de
azufre, al reducir el sulfato al nivel de ácido sulfhídrico (H2S). Algunos microorganismos pueden
asimilar H2S directamente del medio de cultivo, pero este compuesto puede ser tóxico para muchos
de ellos.
iv. Fuentes de fósforo

El fosfato (PO43−) es necesario como componente del ATP, ácidos nucleicos y coenzimas
como NAD, NADP y flavinas. Además, muchos metabolitos, lípidos (fosfolípidos, lípido A),
componentes de las paredes celulares (ácido teicoico), algunos polisacáridos capsulares y algunas
proteínas sufren fosforilación. El fosfato siempre se asimila en forma de fosfato inorgánico libre
(Pi).
v. Fuentes de minerales
Numerosos minerales son necesarios para la función de las enzimas. Mg2+ y K+ son
esenciales para la función e integridad de los ribosomas. El calcio es necesario como constituyente
de las paredes celulares de bacterias grampositivas, aunque es indispensable para las bacterias
gramnegativas. Durante la elaboración de un medio para el cultivo de la mayor parte de los
microorganismos, es necesario proporcionar fuentes de potasio, magnesio, calcio e hierro, por lo
general en sus formas iónicas (K+, Mg2+, Ca2+ y Fe2+). Son necesarios muchos otros minerales (p.
ej., Mn2+, Mo2+, Co2+, Cu2+ y Zn2+); éstos con frecuencia pueden suministrarse en agua corriente
o como otros ingredientes de los medios de cultivo.
vi. Concentración de iones hidrógeno (pH)
La mayor parte de los microorganismos tienen un pH óptimo muy estrecho. El pH óptimo
debe determinarse empíricamente para cada especie. La mayor parte de los microorganismos
(neutrolófilos) proliferan mejor en un pH de 6.0 a 8.0, aunque algunas formas (microorganismos
acidófilos) encuentran su cifra óptima con pH de 3.0 y otros (alcalófilos) tienen un pH óptimo de
hasta 10.5.
vii. Temperatura
Las diferentes especies microbianas varían ampliamente en cuanto a sus intervalos óptimos de
temperatura para su proliferación. Los psicrófilos se desarrollan mejor en temperaturas bajas (15 a
20°C) los mesófilos a 30 a 37°C y los termófilos a temperaturas de 50 a 60°C. Algunos
microorganismos son hipertermófilos y pueden desarrollarse a temperatura de ebullición, la cual
existe en sitios con alta presión como en las profundidades del océano. La mayor parte de los
microorganismos son mesófilos; 30°C es la temperatura óptima para muchas formas de vida libre.
B. Clasificación de los medios de cultivo
1. Según su consistencia
a) LÍQUIDOS: se denominan caldos y contienen los nutrientes en solución acuosa.
Estos se preparan en tubos o matraces que se cubren con tapones de algodón o
tapones especiales. Para la transferencia del cultivo líquido a otro cultivo puede ser
mediante un asa microbiológica, un hisopo, pipeta o pipeta pasteur. En este tipo de
cultivos los microorganismos presentan un desarrollo particular que se manifiesta
en la superficie o a través de todo el líquido. Una de las ventajas que presenta este

tipo de cultivo se refiere a la posibilidad de agitarlos acelerando la velocidad de
microorganismos anaerobios, por otra parte, en este tipo de cultivos, las
poblaciones se encuentran suspendidas y es fácil homogenizarlas, lo que permite
estandarizar la concentración del inóculo. La desventaja que presentan, es que en
ellos e difícil detectar contaminación a simple vista.
b) SÓLIDOS: se preparan añadiendo un agar a un medio líquido (caldo) a razón de
15g/litro. El agar es una sustancia inerte polisacárida (hidrato de carbono) que se
extrae de las algas. Como esta sustancia no es digerida por las bacterias no
constituye ningún elemento nutritivo. Se preparan en en tubos de ensayo
dependiendo de la cantidad o de las necesidades o en matraces, estos últimos
después de esterilizarlos, se inclinan o vierten en cajas de petri. La siembra se
realiza con el asa, inoculando la superficie del agar con mucha suavidad; en estos
medios, los microorganismos al multiplicarse forman agregados que se hacen
visibles a simple vista; a estos agregados se les denominan colonias, las que
presentan características que varían con el tipo de microorganismo cultivado y el
medio de cultivo empleado. En cualquier medio de cultivo es de primordial
importancia ajustar el pH, ya que aún cuando la mayoría de los microorganismos
crecen mejor en pH neutro. Con este mismo propósito durante la incubación se
deben proporcionar las condiciones adecuadas para el microorganismo en estudio.
La ventaja que presentan es la posibilidad de aislar y diferenciar bacterias,
"procesos que antes no eran posibles en medio líquido".
c) SEMISÓLIDOS: contienen 7,5 g de agar /litro de caldo. Se utilizan para determinar
la movilidad de las especies en estudio. Se preparan en tubos, se inoculan con aguja
de siembra (asa recta) o pipeta pasteur.
2. Según su composición:
Sólo unos cuantos han llegado a utilizarse en forma rutinaria en los laboratorios clínicos; se
pueden clasificar como medios nutritivos o enriquecidos, selectivos, diferenciales o indicadores.
a) Medios nutritivos o enriquecidos. El componente nutritivo
de un medio está diseñado para satisfacer los requisitos de
crecimiento del organismo a fin de permitir su aislamiento
y propagación.
Estos medios se preparan con los productos digeridos
enzimáticos o ácidos de productos animales o vegetales
tales como músculos, leche o soya. El digerido reduce la
proteína original a una mezcla de polipéptidos y
aminoácidos que también incluye metales traza, coenzimas y
diversos factores de crecimiento indefinidos; por ejemplo, un caldo común contiene un
digerido pancreático de caseína (proteína láctea) y un digerido papaico de harina de soya.
A esta base nutritiva se le pueden añadir sales, vitaminas o líquidos corporales como suero

a fin de proporcionarles a los patógenos las condiciones necesarias para su desarrollo
óptimo.Los medios se preparan a partir de productos animales o vegetales.
b) Medios selectivos. Los medios selectivos se utilizan
cuando se buscan organismos patogénicos específicos en
sitios con una flora normal extensa (p. ej., N. gonorrhoeae en
muestras provenientes del cuello uterino o del recto). En
estos casos, las demás bacterias pueden desarrollarse más
que la especie etiológica sospechada en un medio nutritivo
sencillo, ya sea porque el patógeno crece más lentamente o
porque se presenta en cantidades mucho más pequeñas.
Por lo general, los medios selectivos contienen pigmentos,
otros aditivos químicos o antimicrobianos en concentraciones diseñadas parainhibir la flora
contaminante pero no el patógeno sospechado.
Los organismos indeseados se inhiben con químicos o
antimicrobianos.
c) Medios indicadores o diferenciales. Los medios indicadores
contienen sustancias diseñadas para mostrar las características
bioquímicas o únicas de otro tipo de patógenos o grupos de
organismos. A menudo se utiliza la adición de uno o más
carbohidratos y un indicador de pH al medio. Un cambio de
color en la colonia indica la presencia de productos ácidos y, por ende, de fermentación u
oxidación del carbohidrato por parte del organismo. Añadir eritrocitos a las placas permite
que se utilice la hemólisis que producen algunos organismos como característica de
diferenciación. En la práctica, es muy frecuente que se combinen las propiedades nutritivas,
selectivas.
C. Tipos de medios de cultivo:
Hay medios de cultivo generales y medios de cultivo selectivos:
 Medios de cultivo generales. Permiten el crecimiento de una gran variedad de
microorganismos. Pertenecen a esta categoría las infusiones de extractos de carne y
peptona, una mezcla de composición similar a la de los líquidos orgánicos, que se utiliza
para muchas bacterias patógenas (causantes de enfermedades).
 Medios de cultivo selectivos. Favorecen el crecimiento de un género o de una especie
concreta de microorganismos. Son muy útiles para aislar ciertos microorganismos a partir
de una población mixta. Por ejemplo, si a un cultivo se le añade un inhibidor del
crecimiento de bacterias Gram +, como el cristal violeta, nos aseguramos de que en ese
cultivo sólo van a crecer bacterias Gram-.
Pertenecen a esta categoría el caldo lactosa bilis verde brillante, el agar Salmonella-
Shigella y el Agar MacConkey.
Según el procedimiento que se utiliza para favorecer el crecimiento de
microorganismos concretos, podemos distinguir entre medios de cultivo diferenciales y
medios de enriquecimiento.
 Medios de cultivo diferenciales. Utilizan propiedades diferenciales del
crecimiento microbiano. El medio de cultivo con agar sangre diferencia las

bacterias hemolíticas de las no hemolíticas, el medio de cultivo de McConkey
diferencia a las que son lactosa (+) de los lactosa (-).
 Medios de enriquecimiento. Deberían llamarse medios enriquecidos porque lo
que se hace es añadir aditivos, que favorecen el crecimiento de un grupo
determinado de microorganismos, y neutralizantes que inhiben el crecimiento de
otros microorganismos que interferirían con el que estamos buscando. Se puede
adicionar sangre, suero o extractos de tejidos animales o de plantas. Por ejemplo el
caldo selenito cistina o el caldo agar sangre.
Requisitos para Tener Derecho al Ingreso de Laboratorio:
d)
Para su preparación se deben tener en cuenta los siguientes aspectos:
 Prepararlos sólo a partir de materias primas que provengan de fabricantes o proveedores que
suministren productos de alta calidad y confiabilidad.
 Utilizar agua destilada o desmineralizada con una calidad microbiológica y fisicoquímica
adecuada.
 Utilizar cristalería bien lavada y enjuagada con
abundante agua destilada o desmineralizada.
IMPORTANTE: no dejar residuos de jabón en la
cristalería porque interfieren posteriormente en la
producción del medio. Si no es así informar a los
encargados del lavado de las mismas e sugerir un mejor
enjuague.
 La pesa debe estar calibrada.
 Controlar el tiempo y la temperatura recomendada durante su esterilización. NUNCA SE
DEBEN EXCEDER LAS CONDICIONES SEÑALADAS POR EL FABRICANTE (PELIGRO DE
EXPLOSIÓN).
 Seguidamente de su preparación es necesario realizarles el control respectivo.
D. ESTERILIZACIÓN DEL MATERIAL
La esterilización consiste en la destrucción completa de todos los microorganismos, incluidas
las formas resistentes como esporas bacterianas, virus sin envoltura y hongos. Ello puede
conseguirse mediante esterilización física, esterilización gaseosa y esterilización química.
Es esencial la utilización de un autoclave, donde se llevará la esterilización a presión de vapor,
iniciando a 120°C durante un tiempo de 15 minutos y de esta forma se eliminará cualquier
microorganismos contaminante, tanto en el material a utilizar como de los medios de cultivo a
preparar (siempre y cuando sea autoclaveable).
Para evaluar el funcionamiento de esterilización del autoclave,
colocar en una pequeña bolsa una ampolla de sterikon plus
bioindicator® que contienen esporas de la bacteria Bacillus
stearothermophilus suspendidas en un caldo enriquecido, estas tienen la
característica de activarse a una temperatura menor a 120ºC durante
15 min. Haciendo virar al indicador de un color rosado a un color

amarillo, revelando un mal funcionamiento de la autoclave. Si bien, esta ampolla no sufre ningún
viraje de color, indica que se está llevando a cabo una esterilización correcta. Para corroborar que
no hay viraje de la ampolla, se deja incubar a 35ºC durante 24 hrs., si se observa un cambio de
color, exponer inmediatamente a la persona encargada el mal funcionamiento del autoclave y así
evitar contaminación de los medios.
V. PROCEDIMIENTO
1. Requisitos para Tener Derecho al Ingreso de Laboratorio:
Debe presentarse con:
a. Vestimenta adecuada,
b. Zapatos apropiados (según lo exige el reglamento del laboratorio),
c. Bata (según lo exige el reglamento del laboratorio),
d. Lentes de Protección
e. Impresa la práctica en curso.
2. Material y Equipo
A. Librería:
a. Marcador indeleble (1/A)
B. Reactivos:
a. Pizeta con Alcohol al 70% (1/mesa);
b. Pizeta con Cloro al 0.5% (1/mesa);
c. Agar MacConkey
d. Agar XLD
e. Agar Tripticasa Soya
f. Placas de Petri
C. Equipo:
a. Computadoras (1/A);
b. Estufa
c. Balanza calibrada
d. Autoclave
e. Matraces o Erlenmeyer
f. Algodón
g. Papel Kraft
h. Cañamo
i. Cinta testigo

j. Guantes S, M
PROCEDIMIENTO
a. Pesada de los Componentes:
i. Debe ser EXACTA, según lo
indicado por el fabricante. (ver
envase del medio específico)
ii. Verificar si la balanza se encuentra equilibrada.
iii. Encender la balanza.
iv. Tarar una porción de papel no absorbente para
que sirva de soporte para el medio.
v. Agregar lentamente el medio hasta que se
obtenga el peso deseado, cuidando que no se
toque ninguna superficie de la balanza, ni se
caiga medio fuera del papel o recipiente
utilizado como contenedor.
vi. Tomar cuidadosamente el recipiente con el
medio pesado y agregarlo al recipiente utilizado
para la disolución del medio.
vii. El volumen necesario de agua destilada, debe
medirse con probeta, nunca directamente al
recipiente, aunque esta tenga marcas de
medición, ya que no suelen ser exactas.
b. Disolución del Medio:
i. Agregar lentamente el
volumen de agua
necesario en el envase
que contiene el medio en
polvo, haciendo

movimientos de rotación a fin de ir favoreciendo
la disolución, puede ser con una varilla de vidrio
o con una estufa con agitador magnético.
ii. Los recipientes deben ser de vidrio o acero
inoxidable y deben estar perfectamente limpios.
El calor favorece o es imprescindible para la
disolución de algunos productos, pero debe
limitarse al estrictamente necesario, sin llegar a la
ebullición prolongada.
iii. En algunos casos, por definición del fabricante,
no debe calentarse el medio.
iv. Para evitar el desborde por ebullición, los
envases con soluciones que deben ser
esterilizadas en autoclave, sólo deben contener
dos tercios de su volumen total de líquido.
c. Autoclaveado
i. Colocar en el recipiente con el agar un pedazo de
cinta testigo.
Seguidamente colocar dentro de la autoclave y cerrar de
manera adecuada
i. según las instrucciones del catedrático.
ii. Colocar una ampolla que contienen esporas de la
bacteria Bacillus
stearothermophilus
suspendidas en un caldo
enriquecido para confirmar
autoclaveado (si esta disponible).
iii. Esperar a que la temperatura llegue a 121oC y
contar 15 minutos.

iv. Apagar autoclave según instrucciones de la
catedrática.
d. Servido de Medios
i. Extraer de la autoclave los
recipientes con agar
esterilizado.
ii. Colocarlo en baño de maría con agitación, si no
dispone del equipo esperar a que éste se enfríe y
llegue a una temperatura “cachete” (que la
temperatura del recipiente pueda ser aguantada
por piel de la cara o la mano).
iii. Servir cuidadosamente el medio en cajas de
Petri.
iv. Debe cumplir con condiciones de esterilidad;
puede ser dentro de una campana de flujo o con
el mechero.
v. Dejar que se enfríen y colocarlas en refrigeración
de 2 a 8 oC
Procedimiento:
1.Se harán medios de cultivo para el crecimiento de Staphylococcus
aureus , Escherichia coli, Salmonella sp. Y otros
Yse prepararán los siguientes medios de cultivo Agar Nutritivo,
Agar McConkey, Agar SS. Agar Manitol Sal,Agar Mueller Hinton y
caldo Tripticasa Soya y otros

2. Se pesará la cantidad necesaria para hacer100 ml del medio y se
pondrá a esterilizar para poder llenar las cajas en el próximo
laboratorio.
3. Se pondrá a calentar el agar ya esterilizado, para poder colocarlo
en la caja de Petri. Se le pondrá el nombre del agar que corresponde.
A. Siembra de Bacteria
Colóquese guantes descartables;
 Rotule la caja de agar por el borde colocando su
nombre, fecha y nombre de la cepa a sembrar;
 Colóquese mascarilla si su instructor de laboratorio se
lo indica;
 Identifique la caja que posee crecimiento bacteriano;
 Esterilice el asa de nicromo en argolla;
 Enfríe la misma utilizando el tubo que contiene agua
destilada;
 Mientras el asa no esté en uso debe permanecer
colocada de forma vertical (Véase Figura No.1) con el
asa hacia arriba en la gradilla azul donde se
encuentran los tubos de ensayo cerca del mechero,
mas no pegado a él, ya que la gradilla es plástica, y
pudiese derretirse y uno de los tubos contiene alcohol,
el cual es inflamable;
Figura No. 1
 Destape cuidadosamente la caja que posee la colonia
crecida y tome únicamente una colonia aislada con el
asa en argolla como se muestra en la Figura No.2.

 Destape cuidadosamente la caja que posee la colonia
crecida y tome únicamente una colonia aislada con el
asa en argolla como se muestra en la Figura No.2.
Figura No. 2
 Tape la caja que contiene el cultivo y proceda a
realizar la siembra como se indica a continuación
(Figura No. 3):
Colonia Aislada

Figura No. 3
a. Una vez terminado todo el proceso de siembra
bacteriano, tape su caja de petri e incube a 37°C por
24 a 48 hrs.
b. Recuerde que el asa debe quedar estéril, una vez
finalizado este proceso.
c. Además de tomarán muestras de la nariz, labios y
ombligo y se sembrarán.

Práctica No. 5
Tinciones
A. Tinción Simple:
Sólo se utiliza un colorante. Como las bacterias a pH 7 tienen una carga ligeramente
negativa, atraen colorantes básicos (y se pigmentan), mientras que los colorantes ácidos son
repelidos por lo que colorean solo el fondo (por ello son utilizados en tinciones negativas, en las
cuales las bacterias se ven transparentes sobre un fondo coloreado).
Algunos colorantes básicos: violeta de genciana, azul de metileno, fucsina.
Algunos colorantes ácidos: eosina y nigrosina.
Una de las ventajas de la tinción simple es que permite visualizar bien la morfología de las
bacterias, ya que al ser poco agresiva daña menos la forma original bacteriana.
Tinción de Gram
Actualmente se conoce que en cada centímetro cuadrado de la superficie de la piel hay unas
10, 000 bacterias. Al añadir los microorganismos que viven en la boca, la nariz, el tracto
digestivo y los genitales, obtenemos una cifra aún más sorprendente: se estima que el
organismo humano alberga unos 100 billones (millones de millones) de microorganismos.
La microbiología (ciencia que estudia a los microorganismos) no se desarrollo como ciencia
hasta que las mejoras en microscopia permitieron una mejor observación y se idearon técnicas
básicas de laboratorio para el estudio de los microorganismos. El desarrollo de esas técnicas
esenciales de laboratorio se vio favorecido por la investigación llevada a cabo durante el siglo
XIX en torno a dos temas inquietantes, uno de estos la naturaleza de las enfermedades
infecciosas. A menudo, el sitio principal de infección se encuentra en un área que se sabe se
encuentra colonizada con una diversidad de organismos (faringe e intestino grueso, entre
otros).
De las técnicas tintoriales que los científicos desarrollaron que destacan las características
morfológicas de los microorganismos son la Tinción de Gram.
A. Reactivos:
a. Pizeta con Alcohol al 70% (1/mesa);
b. Pizeta con Cloro al 0.5% (1/mesa);
c. Tubo con arena y alcohol (1/A);
d. Tubo con agua destilada estéril (1/A);

e. Gotero con Colorante Cristal Violeta (1/lavadero);
f. Gotero con Colorante de Lugol (1/lavadero);
g. Gotero con Alcohol Acetona (1/lavadero);
h. Gotero con Colorante de Safranina (1/lavadero);
i. Beacker con Cloro al 0.5% para descarte de lámina
A. REALIZACIÓN DEL FROTIS; Se harán frotis de las siembras anteriores
A. Tinción Simple:
Aunque los microorganismos vivos se pueden observar directamente en fresco al
microscopio óptico, la mayoría de las veces es necesario teñirlos para que por medio del uso de
colorantes, sea mucho más fácil su identificación; las tinciones se pueden clasificar como simples
cuando toda la muestra se tiñe del mismo color y se utiliza un sólo colorante (azul de lactofenol o
tinta china); tinción diferencial, cuando se visualiza más de un color porque se utiliza más de un
colorante.
B. Preparación del Frotis:
Todas las técnicas de tinción, salvo pocas excepciones, requieren un tratamiento previo de
preparación denominado FROTIS. La preparación del frotis consta de 4 pasos fundamentales.
1. Preparación del extendido
2. Secado
3. Fijado
4. Coloración propiamente dicha
 Extendido: La finalidad del extendido es obtener una mono-capa de células que se
encuentren lo más separadas posible para poder observar de forma clara a los
microorganismos y a sus agrupaciones. Este paso tiene pequeñas variantes dependiendo de
si la muestra proviene de un medio líquido o de un medio sólido.
 Secado: La finalidad es evaporar el líquido del extendido. El secado se hace al aire (a
temperatura ambiente) si se desean observar estructuras lábiles al calor (que se dañarían
con el calor); si lo que queremos observar son estructuras no hábiles al calor, el secado se
hace por proximidad a una fuente de calor (mechero).
 Fijación: la finalidad de la fijación es conseguir la coagulación de las proteínas en el
portaobjetos para lograr que los microorganismos queden adheridos al vidrio y no se
desprendan cuando realicemos los procedimientos de la tinción. La fijación se puede
conseguir de tres formas:
 Con calor: cortando rápidamente la llama de un mechero 2 ó 3 veces.
 Con sustancias químicas: (formaldehído, glutaraldehído, ácidos o alcoholes)
 Con alcohol/éter en volumen 1/1
El frotis se debe fijar con la menor cantidad posible de calor pues el exceso de calor puede

afectar el resultado de la tinción posterior. Una ayuda práctica en este sentido es posar el reverso
de la lámina sobre el dorso de la mano luego de pasarla por la llama, el calor es aceptable cuando
esto es tolerado por la piel.
 Coloración: esta depende de la técnica elegida (tinción simple, compuesta o específica).
VI. PROCEDIMIENTO
7. Material y Equipo:
g. Torunda de algodón (2/A)
h. Portaobjetos
i. Cubreobjetos
j. Papel limpia lentes (cuadritos de muestra colocados en cajas petri (4))
k. Guantes S, M, y L
l. Papel limpia lentes (1/2 pág/A)
8. Librería:
c. Masking Tape (1 rollo/ Lab)
d. Marcador Indeleble (6/Lab)
9. Reactivos:
e. Pizeta con Alcohol al 70% (1/mesa)
f. Pizeta con Cloro al 0.5% (1/mesa)
g. Aceite de Inmersión (1/mesa)
h. Vial con 1 ml de agua estéril (1/A)
i. Gotero de Colorante Azul de Lactofenol
j. Gotero de Cristal Violeta
k. Suspensión de levaduras en tubo de Tripticasa soya
l. 4 Suspensión en solución en Tripticasa soya con Cepa de Staphylococcus aureus
m. 7 preparaciones de Gram utilizando E.coli
10. Equipo:
c. Computadoras (1/A)
d. Microscopio (1/A)
e. Mecheros bunsen (1/A)
f. Chisperos (1/mesa)
g. Asa en argolla (1/A)
h. Gradilla para tubo de ensayo
11. Cristalería:
c. Tubo de ensayo con arena y alcohol (1/A)
d. Tubo con agua estéril (1/A)
e. Tubo de ensayo de 13x100 (1/A)
12. Lo trae el estudiante:
e. Práctica impresa.
f. Bata y vestimenta adecuada (según reglamento del laboratorio) y
g. Lentes de protección.

Procedimiento I
b. Conectar el mechero a la llave de gas y verificar que
la manguera este bien conectada,
c. Abrir la llave de gas central que se encuentra en el
puesto pegado a la pared en cada una de las mesas,
d. Colocar todo su material de trabajo detrás del
mechero,
e. Encender el mechero, utilizando el chispero,
f. Destapar el hisopo estéril de forma correcta, según
explicación del Titular de Laboratorio, cerca del
mechero,
g. Rotular de forma correcta la lamina
h. Que es un asa en argolla y un asa en punta y qué
función posee cada una de ellas.
i. Como debe manipularse cada asa,
j. La forma correcta para rotular un tubo de ensayo y
un portaobjetos,
k. La forma correcta de destapar un tubo de ensayo
con tapa rosca,
l. La forma correcta de destapar un microtubo,
m. Como debe utilizarse una pinza,
n. Apagar el mechero, cerrando la llave de gas del
puesto de trabajo,
o. Cerrar la llave central de paso del gas en cada una
de las mesas.

1. Método Preparación Fija
a. En una lámina limpia y
desgrasada, debidamente
identificada (con el nombre del
microorganismo que va a ser
utilizado), marque por debajo de la lámina el lugar
donde va realizar su frote.
b. Con el asa estéril (flameada y fría), tome con cuidado
dos gotas de agua destilada estéril de su tubo,
c. Coloque las mismas en el lugar
donde se va realizar el frotis de
la bacteria en su portaobjetos,
d. Introduzca el asa estéril
(flameada y fría), en la caja con
cultivo y póngala en contacto
con el crecimiento bacteriano,
e. Tome una muestra del
microorganismo, retirando una pequeñísima cantidad
del material adherido al alambre del asa en argolla
donde marco el lugar donde se realizara el frote
f. Dispensarla en la lámina extendiéndola haciendo un
ligero movimiento circular, cubriendo
aproximadamente 2/3 de la superficie del
portaobjetos.
a. Observe la preparación, enfocando primero con la
preparación fija hacia arriba en objetivo seco débil

(10x), seguido del objetivo seco fuerte (40x).
b. Por último enfocar con el objetivo de inmersión (100x),
agregando primero la gota de aceite y seguidamente
cambiar al objetivo de inmersión.
c. DEBE TENER PRECAUCIÓN DE NO ROMPER LA
LAMINA PORTAOBJETOS CON EL LENTE DEL
OBJETIVO DE INMERSIÓN.
d. PARA VOLVER A ENFOCAN NO PASE EL LENTE
DE INMERSION A SECO FUERTE.
g. Dejar secar el frote con la preparación de S. aureus a
temperatura ambiente.
h. Esterilice el asa introduciéndolo en el tubo de ensayo
con arena y alcohol (1/A)
i. Seguidamente esterilizar el asa en argolla
j. Fijar la preparación varias veces a la llama al mechero,
para esto debe colocar la parte de la lámina que tienen
el extendido sobre la llama rápidamente.
2. Parte III
a) Coloración del Frote
e. Colocar el frote sobre un soporte,
agregue la coloración de Cristal Violeta durante 1
minuto.
f. Lave con abundante agua y deje secar a temperatura

ambiente
El instructor de laboratorio le enseñará:
a. Uso correcto del Microscopio, y
b. Como debe realizarse una preparación en fresco
c. Como debe realizarse una preparación fija
d. Como debe colocarse el portaobjetos en el
microscopio.
B.
1. Colocar una pequeña gota de agua en el centro de un
portaobjetos limpio. Es necesaria muy poca cantidad de
agua, por lo que se puede usar el asa de siembra, ya que
en el extremo curvo de su filamento queda retenida una
mínima gota de agua, que resulta suficiente.
2. Flamear el asa de siembra, tomar, en condiciones
asépticas, una pequeña cantidad del cultivo bacteriano
en medio sólido y transferirlo a la gota de agua. Remover
la mezcla con el asa de siembra hasta formar una
suspensión homogénea que quede bastante extendida
para facilitar su secado.
3. Esperar hasta que el líquido se evapore o acelerar su
evaporación acercando el portaobjetos a la llama del
mechero. En este caso hay que tener mucha precaución
de no calentar demasiado el portaobjetos pues las células

pueden deformarse o romperse.
C. TINCIÓN DE GRAM
1. El frotis realizado en el
Paso A;
2. Teñir con cristal violeta
1min;
3. Lavar con abundante
agua el exceso de colorante;
4. Cubrir con Lugol 1min;
5. Lavar con agua el exceso de Lugol;
6. Decolorar con alcohol-acetona o simplemente con
alcohol hasta que la preparación deje de perder color
(30seg);
7. Lavar con abundante agua para eliminar el resto de
disolvente;
8. Teñir con safranina 1min;
9. Lavar con agua para eliminar el colorante de
contraste;
10. Dejar secar la preparación al aire libre.
Práctica No. 6
Pruebas Bioquímicas
I. Introducción
La identificación de una bacteria es su asignación a un taxón según una
clasificación dada. Consiste en la determinación de las características fenotípicas y/o
genotípicas y la comparación de estas características con los diferentes taxones de la

clasificación considerada. Las características a determinar y su número depende
principalmente del tipo de bacteria y del fin que se persigue en la identificación. La
identificación de un aislamiento bacteriano puede realizarse utilizando diferentes
combinaciones de características y diferentes criterios en la evaluación de similitudes. Los
ensayos bioquímicos tradicionalmente utilizados, llamadas pruebas bioquímicas que
generalmente, determinan la actividad de una vía metabólica (conjunto de reacciones
químicas) a partir de un sustrato que se incorpora en un medio de cultivo y que la bacteria
al crecer transforma o no. Existen diferentes sistemas que facilitan la realización de tales
ensayos, como la utilización de valores numéricos, reactivos listos. Las pruebas o ensayos
bioquímicos, son pruebas simples, que se han desarrollado para demostrar en forma clara
una determinada característica bioquímica como presencia o ausencia de una determinada
actividad enzimática, grupo de enzimas o determinada vía metabólica, crecimiento a una
determinada temperatura, crecimiento en presencia de inhibidores, etc. Para llevarlas a
cabo, se pueden utilizar diferentes sistemas de trabajo (medio de cultivo, indicador,
revelador, etc.) que puede ser diferente aún para el mismo ensayo si se trata de diferentes
microorganismos.
II. Procedimiento:
Trabaje frente al mechero
1. Rotule cada uno de los tubos (5) con los medios de
cultivo (TSI, LIA, MIO, Citrato y Urea) con su nombre,
nombre del medio y la fecha de inoculación;
2. Coloque la caja con el crecimiento bacteriano, y
seleccione por el anverso SIN destapar la caja, una
colonia bien asilada;
3. Trabajando por detrás de la llama del mechero,
esterilice su asa en punta;
4. Una vez finalizado dicho paso (4), tome con cuidado
la colonia elegida;
5. Proceda a inocular la batería de tubos, para las
pruebas bioquímicas;

6. Destape el tubo de TSI y flamee la boca del tubo;
7. Pinche el medio en el centro y hasta el fondo (sin tocar
el fondo del tubo), retire el asa sin salir del tubo y
luego haga un estriado rápido y parejo en la superficie
inclinada;
8. Sin flamear y con la misma asa, inocule el medio LIA,
pinchando tres veces en diferentes áreas del tubo con
cuidado de no tocar el fondo y las paredes del mismo,
y luego estriar la superficie;
9. Sin flamear y con la misma asa, inocule el medio MIO
con una única pinchadura en el centro del medio y
muy vertical;
10. Por último, siempre sin flamear y con la misma
asa, estríe la superficie del agar Citrato y del Agar
Urea.
11. NO OLVIDE QUE CADA VEZ QUE ABRE UN
TUBO DEBE FLAMEAR LA BOCA DEL MISMO.
12. Afloje un poco las tapas de rosca de los tubos
inoculados y llévelos a la incubadora a 37°C por un
período de tiempo de 24 a 48 horas.
13. Realice las lecturas y compare los resultados con las
tablas correspondientes.

14. Realice la lectura de cada una de las cajas con Agar
Sangre, observe la coloración, el microrganismo
sembrado y el tipo de hemólisis que se le presenta.
15. Realice sus anotaciones en la Hoja de Trabajo
Correspondiente.
Práctica No.7
Estándares de Turbidez de McFarland

En microbiología , los estándares de turbidez de MaFarland se usan como referenciaen
suspensiones bacteriológicaspara saber el número de bacterias por mililitro, o mas bien en
UFC (Unidades Formadoras de Colonias) según una escala que vá de 0.5 a 10. Estos
estaándares son creados almezclar soluciones de BaCl2 y H2SO4 en volúmenes específicos .
Para asegurar la densidad correcta se usan espectrofotómetros.
Los estándares pueden ser visualmente comparados con suspensiones de bacterias en
solución salina estéril ´en caldos. Si la suspensión es demasaiado turbia, puede agregarse
diluyente y si no es lo suficiente turbia, se pueden agregar mas bacterias.
La desventaja del métoso es que no discrimina a las bacterias vovas de las murtas en la
solución, por lo que puede sobrestimar la población bacteriana.
Casos específicos en los que se usa es en antibiogramas, en tanques de fermentación ,
donde es necesario estandarizar el método.
Material:
11 tubos de ensayo grandes, gradilla
Micropipetas, puntas, Pipetas de 10 mL y bulbos
Vortex, balones de 100 y 50 mL
Balanzas, pesa sustancias, espátulas
Beakers de 50 y mL
H2SO4 y BaCl2
Espectrofotómetros
Procedimiento : Se harán standares de 0.5 a 10
1. Preparar 250 ml de H2SO4 0.18 M
2. Preparar 50 ml de BaCl2 al 0.048 M
3. Rotular los tubos: 0.5., 1.0, 2.0, hasta 10
4. Agregar las cantidades correspondientes para tener un
volumen total de 10 ml
5. Medir la absorvancia a 625 nm . La absorvancia deberá
estar entre 0.08 a 0.10

No. BaCl2 0.048 M H2SO4 0.36 M Volumen Final No. De Células
1 0.05 9.95 10.0 1.5 x 108
2 0.10 9.0 10.0 3.0 x 108
3 0.20 9.80 10.0 6.0 x 108
4 0.30 9.70 10.0 9.0 x 108
5 0.40 9.60 10.0 12.0 x 108
6 0.50 9.50 10.0 15.0 x 108
7 0.60 9.40 10.0 18.0 x 108
8 0.70 9.30 10.0 21.0 x 108
9 0.80 9.20 10.0 24.0 x 108
10 0.90 9.10 10.0 27.0 x 108
11 1.00 9.00 10.0 30.0 x 108
La siguiente semana se harán preparaciones bacterianas en solución salina estéril con una colonia,
2, 3, y se encontrá la cantidad bacterias, según según el estándar a que corresponda la turbidez.
Práctica No.8

Identificación de Levaduras
Hongos Levaduriformes
I. INTRODUCCION
Los hongos son microorganismos eucariotas, la mayor parte de los cuales son formas de vida libre,
que actúan como putrefactores en el ciclo energético. Poseen pared celular y esporas de diversos
tipos, son aerobios obligados o facultativos y se reconocen dos grandes grupo: mohos u hongos
filamentosos y hongos levaduriformes.
Muchas especies de hongos son beneficiosas para el género humano, participan en la degradación y
el reciclado de materia orgánica, en la preparación de alimentos y bebidas, como quesos, pan y
cerveza y otros hongos han aportado metabolitos bioactivos secundarios y útiles en la medicina
como los antibióticos (penicilina), y los inmunodepresores (como las ciclosporinas).
Sin embargo, han reportado que de las más de 200 000 especies conocidas, menos de 50 especies
ocasionan más de 90% causan enfermedades en humanos y otros animales. Estas enfermedades,
conocidas como micosis, tienen características clínicas y microbiológicas singulares.
II. ANTECEDENTES
Propiedades Generales y Clasificación
Los hongos al proliferar asumen dos formas básicas como organismos unicelulares como las
levaduras (hongos levaduriformes) y la de multicelulares como los mohos (hongos filamentosos);
sin embargo también existen los hongos dimorficos que pueden crecer como mohos o levaduras.
Los hongos filamentosos ocurren por la producción de colonias filamentosas multicelulares integr
Los hongos filamentosos ocurren por la producción de colonias filamentosas multicelulares
integradas por túbulos cilíndricos ramificados llamados hifas, cuyo diámetro varía de 2 a 10
micrómetros (μm). La masa de hifas entremezcladas recibe el nombre de micelio. La intervención
de estructuras cruzadas que dividen a las hifas que forman células se les llama tabiques o septos.
Estructura. La estructura
química de la pared celular en
los hongos es notablemente
diferente de la observada en
células bacterianas porque no
contiene peptidoglucano,
glicerol, ácido teicoico de
ribitol, o lipopolisacáridos. En
su lugar, los polisacáridos
manano, glucanos y quitina se
encuentran en estrecha asociación unos con otros y con proteínas estructurales. El manano que se

encuentra como polímeros de manosa (manoproteínas) son los que se encuentran en la superficie
de la matriz estructural de la pared celular. La quitina está compuesta de cadenas largas de poli-N-
acetilglucosamina. Es el principal componente de la pared celular de hongos filamentosos. La
quitina y los glucanos proporcionan rigidez a la pared celular.
Hongos Levaduriformes
Una sola célula puede dar la formación de nuevas células, la forma más simple es la formación de
una yema que se originada de un progenitor redondeado u oblongo, que se contrae y forma una
nueva célula, la cual se separa de la célula progenitora. Estas yemas se denominan blastoconidias, y
los hongos que se reproducen de esa forma se conocen como levaduras. Las levaduras producen
blastoconidias por gemación. A pesar que se reproducen por gemación, y algunas especies
producen yemas que de manera característica no se desprenden, y terminan por alargarse
produciendo una cadena de levaduras alargadas llamadas seudohifas.
Las levaduras son células únicas de formas esféricas o
elipsoidales, y diámetro que varía de 3 a 15
micrómetros. En la estructura de la pared, la quitina
parece ser de la mayor importancia en la formación
de tabiques cruzados y conductos a través de los
cuales pasa el núcleo de la célula madre a la célula
hija durante la división celular. Son aerobicas
productoras de CO2, agua y biomasa, sin embargo
hay levaduras anaerobias que fermentan azúcares
produciendo alcohol, CO2 y menos biomasa. La
mayoría son mesófilas (24 a 48 oC), crecen en un
rango amplio de pH 2.5 a 8 y no presentan movimiento
por falta de mecanismos de locomoción, son transportadas por aire, fluidos o insectos.
Diagnóstico por laboratorio
El examen directo es de gran importancia, ya que por su tamaño
se pueden caracterizar morfológicamente visualmente, en
medios de cultivos forma colonias opacas, cremosas o pastosas.
En el examen microscópico directo pueden visualizarse algunas
mediante una coloración con tinción de Gram principalmente
Candida albicans (Gram positivo) o mediante preparaciones
húmedas con un colorante denominado azul de lactofenol.
A. Reactivos:
a. Pizeta con Alcohol al 70% (1/mesa)
a. Pizeta con Cloro al 0.5% (1/mesa)
b. Tubo con 8 ml de agua estéril (1/A)
c. Coloración de Gram

d. Tubo con plasma 2 ml c/u
e. Agar sabouroud
f. Azul de Lactofenol
B. Microorganismos a utilizar:
a. Cultivo de Levaduras
b. Asas bacteriana en L
c. Guantes S,M,L
d. Gradillas
e. Portaobjetos
f. Cubreobjetos
g. Sistema de cámara húmeda
Metodología
1. Observar el aspecto de las colonias
2. Inocular en una misma caja de Agar Sabourad las 2
cepas. Para ello se toma una pequeña colonia aislada y se
realizan estrias en una pequeña porción de la caja
3. Se incuba las cajas durante 3 dias a temperatura
ambiente
4. Colocar una gota de agua en un portaobjeto limpio y con
el asa perfectamente flameada y enfriada, transferir una
pequeña cantidad del cultivo a la gota de agua. Hacer
una suspensión homogénea. Colocar un cubreobjetos.
5. Observar la preparación al microscopio usando el
objetivo x 10
A.TUBOS GERMINALES
a. Flamear el tubo con el plasma
b. Flamear el asa en argolla y dejar enfriar
c. Seguidamente colocar una asada de colonia de
Candida albicans en el tubo con plasma.
d. Homogenizar la preparación e incubar a 35°C
durante 8 horas.
e. Seguidamente sacarlo, colocar una gota en el
portaobjetos y seguidamente colocarle un

cubreobjetos (preparación en fresco).
f. Enfocar la preparación al microscopio en 40x
B. TINCIÓN DE GRAM
A.Realizar el frotis con agua estéril con la levadura.
B. Teñir con cristal violeta 1min;
C. Lavar con abundante agua el exceso de colorante;
D.Cubrir con Lugol 1min;
E. Lavar con agua el exceso de Lugol;
F. Decolorar con alcohol-acetona o simplemente con
alcohol hasta que la
preparación deje de perder
color;
G.Lavar con abundante agua
para eliminar el resto de
disolvente;
H.Teñir con safranina 1min;
I. Lavar con agua para eliminar
el colorante de contraste;
J. Dejar secar la preparación al aire libre.
C. AZUL DE LACTOFENOL
a. Colocar una gota de azul de
lactofenol en un portaobjetos.
b. Seguidamente colocar una
asada de colonia de Candida
albicans en gota de azul de
lactofenol.

c. Homogenizar la preparación y colocarle un
cubreobjetos (preparación en fresco).
d. Enfocar la preparación al microscopio en 40x
Práctica No.9

Hongos Saprófitos
I. INTRODUCCION
Los hongos son células eucariotas de mayor complejidad por su nivel biológico que las bacterias.
Son de mayor tamaño que las bacterias, son inmóviles, carecen de pigmentos fotosintéticos y
presentan nutición heterótrofa (quimiorganótrofos) como fuente exógena de carbono, dependen de
nutrientes orgánicos que son solubilizados por sistemas enzimáticos y absorbidos a través de la
pared y membranas celulares. Pueden ser unicelulares (levaduras) o sufrir diferenciación y ser
multicelulares mediante la reproducción sexual y asexual desarrollando filamentos ramificados.
Estos últimos son llamados hongos filamentosos (hongos saprofíticos) están distribuidos en la
naturaleza, en la materia orgánica inerte o en el ambiente, se ven frecuentemente sobre pan viejo,
queso o frutas. La mayoría no son patógenos sin embargo, muy pocos son los que causan
patologías, especialmente en pacientes inmunosupresos. Dentro de los hongos filamentosos de
mayor importancia en medicina son los cigomicetos que produce hifas que rara vez están tabicadas
II. ANTECEDENTES
La micología es la ciencia dedicada al estudio de los hongos y cuenta con varios términos para
describir los componentes morfológicos que constituyen estas estructuras.
Los hongos filamentosos crecen mediante un
mecanismos de extensión celular y desarrollan
filamentos ramificados llamados hifas, las cuales
pueden ser extensiones tubulares de la célula con
paredes gruesas y paralelas que al extenderse y
entrelazarse forma una masa llamada micelio. La
intervención de estructuras cruzadas que dividen a
las hifas que forman células se les llama tabiques o
septos. Las hifas subterráneas penetran en el medio
de sustento y absorben nutrientes son las vegetativas
o de sustrato. A diferencia de ello, las hifas aéreas
sobresalen de la superficie del micelio hacia la
superficie donde forma esporas o conidios
(estructuras reproductivas del moho).
Los conidios son esporas asexuales a
menudo muy pigmentadas y resistenten
a la desecación, mejorando su
supervivencia. Pueden ser dispersadas
fácilmente y germinan cuando surgen
circunstancias adecuadas para la

proliferación del hongo.
Los hongos de importancia médica generan dos grandes tipos de esporas asexuales o conidios y, en
el casode los cigomicetos, las esporangiosporas.
En una situación de proliferación estandarizada en el laboratorio, los mohos producen colonias con
características propias como la rapidez de proliferación, textura y pigmentación. Es posible conocer
el género (y tal vez la especie) de muchos mohos (hongos filamentosos) que afectan humanos, por
el examen microscópico mediante las características propias de las esporas y su morfología
(tamaño, contorno, textura, color, y carácter unicelular o multicelular).
Clasificación
Los hongos se clasifican en cuatro filos: Chytridiomycota, Zygomycota, Ascomycota y
Basidiomycota. El filo (filum) más numeroso es el de Ascomycota (o ascomicetos) que incluyen más
del 60% de los hongos conocidos y, en promedio, 85% de los patógenos para humanos. Se
caracterizan por la formación de las ascas, una estructura formada durante la fase sexual de su ciclo
de vida. La fase asexual de los ascomycetes se llama anamórfica y es la fase más comúnmente
encontrada. Dentro de este grupo se encuentran: Neurospora, Saccharomyces, Morchella, etc. Son
hongos septados, habitan en suelo, materia vegetal en descomposición. Algunos de los ascomycetes
como Aspergillus y Penicillium que habitan en el suelo, pertenecen a los plectomycetes, ascomycetes
que forman un asca en un cuerpo fructífero cleistotecal. Probablemente, el grupo más grande de
hongos encontrados en el suelo son los pyrenomycetes anamorfos.
Los demás hongos patógenos son los cigomicetos o
basidiomicetos. El filo de Zygomycota consideran como
hongos de azúcar por su preferencia por carbohidratos simples
y por su crecimiento vigoroso en un cultivo axénico, tiene los
siguientes representantes típicos de los géneros Absidia,
Cunninghamella, Gongronella, Mucor, Mortierella o Rhizopus
(deterioro de alimento) son los llamados hongos del pan,
viven suelo, material vegetal en descomposición. Raramente
implicados enfermedades parasitarias.
Sporangia columella and
sporangiospores of Mucor sp.
El filo de los Basidiomicetos se caracteriza por el basidium, un meiosporangio en el que
generalmente se forman cuatro esporas sexuales y en la mayoría de los casos por la formación de

un cuerpo fructífero. El micelio vegetativo se desarrolla, por lo general, en el suelo y en restos de
plantas. Muchos de ellos forman ectomicorrizas en asociación con el sistema de raíces de árboles
forestales. La evaluación de la diversidad de estos hongos y el monitoreo de su impacto en la
comunidad requieren de técnicas específicas. Los representantes más comunes son Amanita
(venenosa) y Agaricus (comestible) viven suelo, material vegetal en descomposición. Los patógenos
de plantas importantes en el suelo son especies de Rhizoctonia y Sclerotium.
El único grupo dentro del reino de los hongos que forma esporas flageladas es el filum
Chytridiomycota; algunos de estos hongos habitan en el suelo, pero normalmente son acuáticos y
viven como saprófitos o parásitos de otros organismos como nematodos, insectos, plantas u otros
hongos. Varias de estas especies se conocen como trasmisores de virus patógenos de plantas.
La asignación de una especie de hongo a un filo, y también a una clase, orden y familia apropiados
se basa en su mecanismo de reproducción sexual, propiedades fenotípicas (morfología y
funcionamiento o aspectos fisiológicos) y relaciones filogenéticas; estos últimos métodos se utilizan
para clasificar las especies anamórficas o asexuales. De manera típica, la reproducción sexual surge
cuando cepas compatibles (para la unión o cruzamiento) de una especie.
Algunos Hongos Saprofíticos
Alternaria sp. es una colonia de crecimiento rápido (40 mm de diámetro en cuatro días) el cultivo
presenta unas colonias de colores obscuros, grises, oliváceos, marrones o
negros. Su micelio se desarrolla cerca de la superficie de agar, algodonoso,
liso, blanco que pronto se torna blanco mate gris y finalmente se cubre de
micelio negro con periferia grisácea por la esporulación.
Sus conidióforos son simples o ramificados, de color marrón claro a
obscur, se producen los conidios muriformes muy característicos por su
tabicación longitudinal, transversal u oblicua, son del tipo dictiospóreo y
presentan forma ovoide u obclavada, con superficie lisa o rugosa y de
coloración marrón claro a obscuro, cual célula del conidio puede podrucir
un tubo germinal. Cada conidio, producido por gemación del
inmediatamente inferior, es oval con pico largo (generalmente) y posee
una mancha oscura.
Al los conidios de Alternaria pueden aparecer solitarios o encadenados y son fácilmente
reconocibles debido a su tamaño (30-50 x 10-14 micras), color y forma característicos.

Penicillium sp. son colonias que generalmente tienen un rápido
crecimiento (50 mm de diámetro en 8 días), al inicio es un cultivo
blanco pero toma un color en tonos verdes, verde azulado. Su
aspecto es muy polvoriento en su mayoría consistente de una
producción densa de conidióforos con conidias (esporas) a partir del
micelio aéreo. Se observa microscópicamente como cadenas de
conidios unicelulares (ameroconidia) que se producen en sucesión
basípeta de una célula especializada llamada un phialide). En
Penicillium, el phialide se puede producir individualmente o en
grupos ramificado en forma de pirames, llamadas métulas (metulae)
que nacen de las ramas del conidióforo, dando un aspecto de cepillo.
Penicillium sp. puede contener ramas (conjunto de phialides) y
metulas. Todas las células entre el metulas y los estipes de los conidióforos se denominan ramas. El
patrón de ramificación puede ser simples (no ramificadas o monovertical), una.fase ramificada
(bivertical simétrico), dos etapas ramificación (bivertical asimétrico) o etapas tres a más ramificado.
Conidióforos de P.
verrucosum var. cyclopium
mostrando ramificación de
dos etapas.
Conidióforo simple de P. cheresanum que muestra las
cadenas largas de phialoconidia unicelulares.
Cultivo de Penicillium sp.
Estructuras morfológicas y tipos
de conidióforo ramificación de
Penicillium:
a. simple;
b. una etapa ramificadas;
c. dos etapas ramificados;

d. etapa de tres ramas
Aspergillus sp. son colonias que
generalmente poseen un crecimiento
rápido, su cultivo varía desde un
color blanco, amarillo, amarillo-
marrón, marrón a negro o tonos de
verde, el reverso es negro o marfil.
Su aspecto es aterciopelado, afelpada
o granular por su consistente
producción de conidióforos erectos.
Microscopicamente se observan los
conidióforos con una vesicula terminal recubierta de una sola capa de empalizada de phialides
(uniseriados) o una capa de abrazadas las células (metulas) que llevan pequeñas cadenas de
phialides (la llamada estructura biseriada). Los conidios son unicelulares, paredes lisas o rugosas,
hialinos o pigmentadas y forma cadenas de tiempo secas que pueden ser divergentes (irradia) o
agregadas en columnas compactas (columnares). La vesícula, fialide, metula y conidios forman la
cabeza conidial. Mayoría de las especies esporulan dentro de 7 días.
Para la identificación de especies depende de las diferencias en sus cabezas coidiales, así como la
morfología y disposición de las conidias. Se han identificado alrededor de 200 especies y son el tipo
más común de los hongos en el medio ambiente. Alrededor de 16 especies de Aspergillus sp. son
conocidas por ser peligroso para los seres humanos, causando enfermedades e infecciones. Algunas
especies:
 Aspergillus flavus
 Aspergillus fumigatus
 Aspergillus nidulans
 Aspergillus niger
 Aspergillus terreus
Culture of Aspergillus flavus.
Cabeza de conidios de A. flavus. Nota:
cabezas conidiales con radios uniseriado y
biseriado arreglo de fialides pueden estar
presentes.

Culture of Aspergillus fumigatus
Cabeza de conidios de A. fumigatus (Nota: fila uniseriado de fiales de los dos tercios superiores
de la vesícula)
Cultivo de Aspergillus terreus.
Cabeza de conidios de A. terreus. (Nota: cabezas conidiales son biseriadas).
Culture of Aspergillus nidulans
Cabeza de conidios de A. nidulans. Nota: cabezas
conidiales son corto, cilíndrico y biseriados.
Conidióforos son generalmente corto, marrón y
paredes lisas. Conidios son globosas y de paredes
rugosas.
Culture of Aspergillus niger.
Cabeza de conidios de A. niger. Nota: cabezas
conidiales son biseriado, grandes, globoso, marrón oscuro, convirtiéndose radial con la fialide
que tienen metula.
PROLIFERACIÓN Y AISLAMIENTO DE HONGOS

Muchos hongos viven en la naturaleza y proliferan fácilmente si tienen una fuente sencilla de
nitrógeno y carbohidratos. El medio tradicional en micología, el agar de Sabouraud, que contiene
glucosa y peptona modificada (pH 7.0), se ha usado porque no permite la proliferación de bacterias.
Las características morfológicas de los hongos que se usan para identificarlos, se describieron a
partir de su proliferación en agar de Sabouraud. Sin embargo, otros medios como el agar inhibidor
(para hongos) han facilitado la proliferación de hongos y su detección en muestras de seres
humanos. Para cultivar hongos importantes en medicina, a partir de muestras no estériles, se
agregan a los medios antibióticos antibacterianos Micosel principalmente (como la gentamicina y el
cloranfenicol) y la cicloheximida, para inhibir bacterias y mohos saprófitos, respectivamente.
Para la identificación, son aislados generalmente inoculados en tres puntos sobre agar sabouroud y
papa dextrosa agar y se incuba a 25oC. Mayoría de las especies esporulan dentro de 7 días. Los
montajes microscópicos se realizan mejor con un pedazo de type o deslice preparaciones cultivo
con azul de lactofenol.
III. PROCEDIMIENTO
a. Alcohol al 70% (1/mesa)
b. Pizeta con Cloro al 0.5% (1/mesa)
c. Erlenmeyer con Cloro 0.5R para descarte
d. Azul de Lactofenol
A.Microorganismos a utilizar:
6. Cultivo de Hongos saprofitos. El alumno pondrá a
enmohecer un alimento durante 2 a 3 semana.
7. Deberá traerlo al laboratorio. Anotar aspecto y color
8. Hará un frote en freso y uno con tinción
9. Sembrará en medio Saboraud durante 1 semana, al final
de la cual, hará nuevamente un frote en fresco y otro con
tinción

Práctica No. 10
Análisis Microbiológico de Agua o Hielo
Determinación de bacterias Coliformes, Coliformes Fecales y
Escherichia coli por la técnica del Número mas Probable
Objetivos:
1. Evaluar la calidad sanitaria de Muestras de Hielo para Granizadas
2. Diferenciar los organismos Coliformes Totales de los Coliformes Fecales
Materiales y Reactivos
Frascos de boca ancha de 100ml Agar Cromocult (polvo)
Puntas Azules y Amarilla Agar PCA en polvo
Erlenmeyers de 125 ml Caldo LMX
Pipetas estériles de 10, 5 y 1 ml Tiosulfato de Sodio al 10 %
Estufas Solución Salina Estéril 0.9%
Mecheros
Chispero
Asas
Micropipeta de 10 a 100 y de 100 a 1000 microlitros
Papel Kraft
Procedimiento
I. Preparación de los medios de Cultivo y del Diluyente
II. Preparación de los Frascos
1. Lavar perfectamente elfrasco , eliminando todo resto de jabón o detergente
2. Agregar 0.1 ml de Tiosulfato de Sodio al 10%

Manual de Laboratorio de Microbiología Industrial

Manual de Laboratorio de Microbiología Industrial

Recomendados

Recomendados

Más contenido relacionado

La actualidad más candente

La actualidad más candente (20)

Similar a Manual de Laboratorio de Microbiología Industrial

Similar a Manual de Laboratorio de Microbiología Industrial (20)

Último

Último (20)

Manual de Laboratorio de Microbiología Industrial