El documento describe varios métodos y herramientas para la colecta de organismos acuáticos. Detalla cómo se dividen los organismos marinos en plancton, necton y bentos, y cómo se colectan especímenes de cada grupo. También explica cómo se clasifican y colectan organismos de agua dulce como algas, insectos y bentos. Finalmente, brinda detalles sobre equipos y técnicas para preservar y almacenar muestras de forma adecuada.

2. 
1

3. La mayoría de los siguientes aparatos, que
puede llevar una sola persona, pueden
utilizarse con éxito en cualquier tipo de
hábitat.
 Lupa de bolsillo. Con un aumento de 8 a 10 x.
Reconocimiento e identificación de animales
pequeños o estructuras morfológicas de estos.
 Pipeta con perilla. Con boca estrecha. Para el
trasvase de organismos acuáticos pequeños a
recipientes adecuados.
 Pinzas. Para la captura de organismos de
tamaño mediano y cuerpo duro.

4.  Pincel. Para la captura de organismos
pequeños y cuerpo blando.
 Raspador (o espátula). De uso
universal, empleada para raspar,
arrancar plantas, extraer organismos
adheridos en sustratos duros, excavar,
etc.
 Aspirador. Para recoger y transportar
pequeños insectos y arácnidos. Es de
fácil construcción .

5. Los organismos que viven en las aguas marinas
se dividen de acuerdo a sus hábitos y modos de
vida.
organismos
plancton
necton
bentos
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6. plancton
 Corresponde a la palabra Griega “errante”. Organismos
que viven en la columna de agua y nadan libremente,
sus facultades natatorias no son suficientemente
vigorosas como para superar el efecto de arrastre
ejercido por las corrientes y mareas.
 FITOPLANCTON
 ZOOPLANCTON

8. ¿COMO LOS COLECTAMOS?
 Existen varios métodos dependiendo de su tamaño.
 Clasificación de acuerdo a su tamaño
Femtoplancton 0,02–0,2 micras virus, bacterias
Picoplancton 0,2 – 2 micras Cianobacterias
Nanoplancton 2 – 20 micras Fitoflagelados
Microplancton 20 - 200 micras Diatomeas
Mesoplancton 0,2 – 20 mm Copépodos
Macroplancton 2 – 20 cm Medusas
Megaloplancton 20 – 200 cm 20 – 200 cm

9.  Si los organismos que queremos colectar son muy
pequeños, utilizamos botellas.
 Estas se bajan abiertas desde una embarcación y se
cierran a la profundidad deseada. Existen trenes de
botellas.

10.  Redes de plancton Cuando los organismos son mas
grandes se utilizan redes

11. ¿Cómo se utilizan?

15.  Redes tipo bongo
3

16.  La observación de los organismos se realiza
comúnmente con lupa o microscopio

17. bentos
 Son bentónicas todas las especies que viven en relación
íntima con el fondo, ya sea para fijarse en él, para
excavarlo, para marchar sobre su superficie o para
nadar en sus vecindades sin alejarse de él.

19. ¿Qué grupos lo integran?
 BACTERIAS.- Se encuentran en la capa superficial del
sustrato
 PROTOZOA.- Casi todos foraminifera y radiolarios
 PORIFERA.- Son casi todos bentónicos
 TURBELLARIA.- Dentro de los platelmintos, sistema
litoral
 NEMATODA.- Frecuentes en sistemas litorales y
poarásitos
 MOLLUSCA.- Numerosos representantes en el bentos
 ARTROPODA.- Crustáceos (isópoda, amphipoda,
decápoda)

20.  ¿Cómo realizamos su colecta? La metodología
utilizada si es poca profundidad, la observación directa
es la mas eficaz.

21.  Si la muestra se quiere obtener de un sustrato rocoso,
se puede diseñar un cuadrante, y con una espátula y un
raspador se colectan los organismos.

22.  Si la muestra la queremos obtener de un sustrato
blando, podemos utilizar un trineo de arrastre de
fondo.

23.  Si los organismos se encuentran enterrados en un
sustrato blando lo que utilizamos es algún tipo de
instrumento que penetre el mismo

24. 4

26. Necton
 Comprende los seres marinos que nadan, poseen
locomotividad suficiente para vencer el efecto de
arrastre de las corrientes oceánicas.
 CRUSTACEOS MOLUSCOS AVES PECES REPTILES
MAMIFEROS

27.  COLECTA SEGÚN OBJETIVOS INVESTIGACIÓN
 Taxonomía
 Parámetros biológicos
 Parámetros poblacionales
 Parámetros ecológicos
 Área barrida
 Tiempo de captura
 Volumen capturado
 Especie objetivo
 fauna acompañante

28. ARTES DE PESCA
 Se clasifican generalmente en 2 grandes categorías:
activas y pasivas

29. PASIVAS
 Son el tipo más antiguo de artes de pesca. Pesca a
pequeña escala y pesquerías artesanales
 AGALLERAS O DE ENMALLE
 fabricadas de fibras sintéticas, normalmente nylon


30. REDES DE ENMALLE
 Trabajan pasivamente, no necesariamente tienen que
capturar cardúmenes
 Se comenzaron a usar comercialmente a mediados de
los 70
5

31. ESPECIES OBJETO DE PESCA

32. SEDALES Y ANZUELOS
 El principio general es atraer a los peces al anzuelo y
lograr que muerdan y/o se traguen al anzuelo para
capturarlos y retenerlos.

33. PALANGRES

34. Esperan pasivamente los peces con
un cebo

35. PALANGRES
 El anzuelo, es uno de los útiles que desde hace mas
tiempo fabrica el hombre

37. REDES DE CERCO
 Tejido de malla que intercepta el paso de los peces
rodeándolos por los lados y por debajo (son de
superficie) Para peces que forman cardúmenes o
bancos. La red se maniobra desde barco.
ACTIVAS
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41. REDES DE TIRO

42. Parte superior con boyas e inferior
con plomo. Se maniobra jalando de
los extremos.

44. REDES DE ARRASTRE
 Comprenden un cuerpo en forma de cono, cerrado por
un copo que se ensancha en la boca mediante alas.
Pueden ser remolcadas por 1 o 2 embarcaciones. Son
de fondo o media agua.

45. REDES DE ARRASTRE

46. Organismos Acuáticos en aguas
continentales
Pleuston
Perifiton
Metafiton
7

47.  La colecta de insectos acuáticos se lleva a cabo
principalmente en cuerpos de agua dulce,
excepcionalmente en los litorales marinos.
 Puede hacerse de manera directa utilizando redes
acuáticas también llamadas redes de bentos.

48.  Las llamadas algas de agua dulce,
no están restringidas en todas las
situaciones a este medio, sino, que
se presentan en los más variados
ambientes continentales:
superficie de suelos húmedos,
lodo, arena fina de las playas, y
estuarios, sobre la corteza de los
árboles, epifíticas, epizoicas, a
bajas temperaturas como en la
nieve y en las aguas termales
soportando hasta 85°C de 8
temperatura.

49.  El material necesario para la colección de las algas de aguas dulces y continentales
son los siguientes:
 Frascos de vidrio de 50 o 100 cc. ó más grandes, dependiendo de las muestras; de
boca ancha, con tapa de rosca, de bakelita o material inoxidable. Es preferible
emplear corcho.
 Bolsas de polietileno de varios tamaños. En muchos casos pueden reemplazar los
frascos.
 Espátula para el raspado; cucharón, pinzas, una navaja o cuchillo de hoja gruesa y
punta fina.
 Red de fitoplancton N° 20 ó 25
 Fichas de papel resistente al agua, para anotaciones que acompañan a las muestras
en la solución fijadora.
 Libreta de campo para las anotaciones en el mismo lugar de colección.
 Ácido acético glacial
 Glicerina pura.
 Solución de formol al 5% para la preservación en líquido.
 Solución fijadora F. A. A. (Formol, ácido acético y alcohol).
 Formol40%....................................... 10cc.
 Ácido acético glacial………………. . 5cc.
 Alcohol etílico 95%.............................50cc.
 Agua destilada……………………….35cc.
 Termómetro en grados centígrados.
 Kit de medir pH.
 Lupas hasta de 20 aumentos.

50.  Para la obtención de una muestra de fondo de un ambiente de aguas
tranquilas, no muy profundas, donde habitan numerosas especies
microscópicas, debe usarse un cucharón común que introducido se saca
con cuidado, a fin de lograr la mayor cantidad de material. Muchas algas
acuáticas desarrollan sobre diferentes sustratos sumergidos: trozos de
madera, roca, valvas de moluscos, ramas y raíces viejas de plantas, etc.,
sobre las cuales forman una capa de color y apariencia características; en
estos casos, es conveniente extraer estos sustratos y efectuar un rápido
examen de las partes más notorias y usando la espátula se realiza un
raspado de las partes más interesantes. Igual procedimiento se efectúa
en las caídas de agua, donde las algas forman costras relativamente
duras, a veces presentando un aspecto mucilaginoso calcáreo.
 Cuando las algas se presentan en la superficie de los suelos húmedos,
lodo o en playas de arena fina cerca de las zonas de mareas, formando
generalmente una película fina, se toma la capa superficial con parte del
sustrato, estas porciones colocadas en los frascos son lavadas con agua,
obteniéndose una concentración de algas, a veces, casi pura o una
mezcla de algas y animales microscópicos.
 Los especimenes acuáticos, grandes, generalmente filamentosos como
9 Cladophora o subaéreos como Trentepohlia deben colectarse en bolsas
de polietileno, así se conservan mejor por más de 24 horas.

51.  La fijación del material se realiza con una solución de formol al 5%, o con una
solución F.A.A. (formol, ácido acético y alcohol), siendo recomendable agregar
5cc. de glicerina a cada 100 cc. de la solución fijadora para evitar la evaporación
frecuente aún cuando los frascos se encuentren cerrados. Concluida la fijación
los frascos se conservan convenientemente numerados, con el número de la
colección general o el número particular del colector. En estas condiciones se
conservan por bastante tiempo aptas para ser estudiadas en cualquier
oportunidad.
 Las algas conservadas en líquidos, forman parte de un herbario y en la casilla de
los sobres que contiene la colección general cada género o especies está
representada por una cartulina que contiene el número del colector.
 Algunos autores recomiendan para las colecciones de algas azul-verdes, no
dejarlas en ninguna solución, sino secarlas bien al aire libre, colocarlas en
sobres de papel, los que se pegan en hojas de montaje y se guardan en el
herbario. Tal procedimiento facilita el estudio posterior en vivo, porque se ha
comprobado que muchas especies reviven fácilmente aún después de 15 o más
años de conservación.
 Si los especimenes microscópicos son interesantes y muy escasos, resulta mejor
preparar montajes permanentes en solución de gelatina glicerinada:

52.  Gelatina granulada……………. 5 gr.
 Fenol de cristales……………… 5 gr.
 Glicerina pura………………... 35 cc.
 Agua destilada……………….. 30 cc.
 o jarabe Syrup (karo).
 El espécimen elegido debe ser fijado indistintamente
en las soluciones indicadas, luego lavado en agua
destilada y finalmente incluido en una mezcla de
gelatina glicerinada previamente licuada. Después de
la semisolidificación de la gelatina que incluye el
espécimen sobre el portaobjetos, se limpia el exceso
con una cuchilla, cubriendo el borde de la laminilla
con una capa de esmalte de uñas incoloro, esto evita
el ataque posterior de hongos en los ambientes
húmedos. Los preparados definitivos y numerados
adecuadamente se disponen en una caja
portaláminas. La duración de estas muestras está en
relación con el cuidado y el trato que se les prodiga.

53. 10

54.  http://www.lasallever.edu.mx/archivos/documentos/c
olecta_insectos.PDF
 http://www.museo.fcnym.unlp.edu.ar/uploads/docs/d
ivulgacion_4.pdf
 http://www.inbio.ac.cr/web_herbarios/web/pdf/proto
colo-macroalgas.pdf
 http://www.chminosil.es/chms/noticias/protocolo_m
uestreo_actualizado_chms_100611.pdf
 http://introbiolii.fcien.edu.uy/CClase%20metodos%20
de%20colecta20111004.pdf