Reproducción de la tilapia

1. Reproducción de
la tilapia

2. Reproducción de la tilapia
Fabián Alexander Angel
Instructor Red Acuícola y de Pesca
Centro Latinoamericano de Especies
Menores – CLEM
Servicio Nacional de Aprendizaje -
SENA

3. Generalidades
• De las más de 100 especies conocidas, 10
son de importancia económica.
• Rápido crecimiento, fácil reproducción y
resistente a enfermedades.
• Enorme capacidad para nutrirse.
• La calidad de su carne es sabrosa, textura
firme, color blanco, sin espinas
intermusculares.

4. Selección de
reproductores
• Poseer un cuerpo proporcionalmente ancho,
comparado con su longitud.
• Tener cabeza pequeña y redonda.
• Contar con buena conformación corporal
(filete, cabeza, longitud y anchura adecuadas,
entre otras).
• Libre de cualquier malformación.
• Ser cabezas de lote y estar sexualmente
maduros.
• Poseer buena coloración y estar libre de
manchas (tilapia roja).

5. Diferenciación
del sexo
REPRODUCTOR MADURO:
Se reconoce como el adulto más adecuado para llevar a cabo
el desove y fecundación en forma natural o controlada.

6. Diferenciación
externa
• El macho bajo su vientre posee
dos orificios: anal y urogenital
• La hembra presenta tres
orificios: anal, genital y urinario
• La madurez sexual se alcanza
entre 50 – 70 gramos

7. Aspectos
reproductivos
• Las tilapias son especies prolíficas
debido a que se pueden reproducir a
edad temprana (3 a 6 meses).
• Una hembra de tilapia nilótica con peso
vivo de 200 gramos puede tener hasta
370 larvas eclosionadas en la boca.
• Para efectos de planificación de la
empresa piscícola se estima que por
hembra de 200 gramos puede producir
0,5 gramos de larvas viables por gramo
de peso de la hembra.

8. Aspectos
reproductivos
• Tanto la tilapia nilótica como la tilapia roja
son especies incubadoras bucales (las
hembras guardan los huevos fertilizados
en la boca), lo que su supervivencia puede
llegar al 85 – 90%.

9. Aspectos
reproductivos
• El tamaño ideal para la reproducción oscila
entre 160 y 300 gramos.
• Pesos mayores a 300 gramos influyen en la
motilidad espermática.
• En las hembras tiende a presentarse
taponamiento del oviducto.
• Reproductores mayores a 400 gramos:
• Tienden a presentar problemas de manejo
y de fisiología reproductiva.
• Son más delicados para las faenas de
traslado, pesaje y muestreos.
• En general, hay mayores inconvenientes
para la producción intensiva de alevinos.

10. Reposición de reproductores
Se debe contar con un plantel de reposición del 25%
de la población total de reproductores.
Ejemplo: En un plantel de 1000 reproductores debe
haber al menos 250 entre machos y hembras de 150
a 200 gramos.
El grupo de reposición debe estar separado por
sexos.
Al llegar a la talla de reproducción de 60 gramos
deben consumir alimentos con mínimo 32% de
proteína a un consumo diario del 2% de la biomasa.

11. Características de la madurez sexual en las
tilapias
Excelentes
características
fenotípicas y
genotípicas.
Edad de madurez
sexual: Machos (4 –
6 meses) Hembras
(3 – 5 meses).
Tamaño óptimo
para reproducción:
160 – 300 gramos.
Temperatura óptima
para el desove: 27 –
30°C.
Fotoperíodo
(cambios que
ocurren en la
duración del día).
Presencia del sexo
opuesto.
Fecundidad
promedio: 200 –
400 huevos por
desove.
Vida útil de los
reproductores: 1 – 2
años.
Proporción de
siembra de los
reproductores: 2 – 3
hembras por macho.
Tiempo de
incubación: 3 – 4
días.

12. Estanques de
reproducción
• Área entre 500 y 1000 m2 para facilitar la recolección de
ovas y larvas y pesca y traslado de reproductores.
Imagen tomada de Ganoza y otros (2021)

13. Estanques de reproducción
• Es importante monitorear con frecuencia parámetros físico-químicos
del agua que aseguren la producción.
Imagen tomada de Ganoza y otros (2021)

14. Estanques de
reproducción
• Es necesario contar con sistemas antipájaros para evitar
presencia de predadores contra los reproductores y los
cardúmenes de crías.
Archivo personal

15. Siembra de
reproductores
No exceder 0,8 kg de biomasa por m2 puesto
que un exceso puede disminuir la postura.
Recomendado: 2 peces/m2.
Para la siembra se recomienda emplear una
proporción de un macho por cada 2 a 3
hembras.
Es necesario tener un plantel de reproductores
de reemplazo quienes producirán mientras los
otros se encuentran en período de descanso.

16. Apareamiento y fecundidad
• Después de 3 a 4 días los reproductores se
acostumbran a los alrededores.
• Los machos eligen los sitios de desove, los delimitan y
defienden de otros machos.
• Construyen el nido en forma de batea sobre el fondo y
defienden el área con movimientos agresivos.
• Los tamaños de los nidos parecen estar diseñados en
función de la talla del pez (20 – 30 cm).
Tomado de Piscicultura Global (2021)
Tomado de Saavedra (2006)

17. Apareamiento y
fecundidad
• Al nadar las hembras cerca del nido estimulan a los
machos; si están maduras entran al nido.
• Después del cortejo con el macho la hembra entra al nido
y deposita los huevos en el piso de este en donde son
fertilizados por el macho al expulsar su semen sobre ellos.
• Una vez fecundados, la hembra toma los huevos en la
boca y se retira del nido. Para completar el cortejo
requieren menos de un día.
• El macho continúa cuidando su nido atrayendo a otras
hembras para aparearse.
Tomado de Saavedra (2006)

18. Incubación
• Con la boca llena de huevos, la hembra busca
aislamiento y evita el contacto con otros peces.
• Antes de la eclosión, los huevos son incubados de 3 a 5
días dentro de la boca de la hembra.
• Las hembras no se alimentan durante el período de
incubación y cuidado de las larvas.
• Las larvas jóvenes con su saco vitelino permanecen con
su madre por un período adicional de 5 a 7 días,
escondiéndose en su boca cuando el peligro acecha.
Tomado de Saavedra (2006)

19. Período post-incubación
• La hembra estará lista para aparearse de nuevo aproximadamente
una semana después de dejar de cuidar a sus crías.
• Los pececillos forman grupos (bancos) que pueden ser capturados
fácilmente con malla de ojo pequeño.
• Bancos grandes de pececillos pueden ser vistos de 13 a 18 días
después de la siembra de los reproductores.

20. Obtención de larvas por recolección en la
orilla
• Se recomienda reunir las larvas luego de 10 a 12 días de la siembra de
los reproductores.
• Las larvas se recolectan en las orillas porque allí se alimentan de fito y
zooplancton.
• El número total de larvas aumenta al incrementar la frecuencia de
recolección.
• Si se siembran 5000 reproductores/Há y se recolecta cada 7 días, la
cosecha será mayor que si se recolecta cada 25 días.
• Se considera que a la talla de 12 mm el pez no ha realizado aún su
diferenciación gonadal, hecho que se aprovecha para la reversión.

21. Obtención de larvas por incubación
• Es el sistema más utilizado en las granjas tecnificadas
de los países americanos (Ecuador, Colombia, Costa
Rica, Honduras).
• Consiste en aprovechar la incubación bucal de las
hembras para simular mediante una incubadora (vasija
cónica en fibra de vidrio) los movimientos de rotación
que la hembra le imprime a los huevos en su boca
(Italcol, 2018).

22. Obtención de larvas por incubación
• Los huevos son recogidos de las bocas de las hembras,
previa organización 10 o 14 días antes en grupos de
tres hembras por un macho.
• Estos huevos obtenidos son clasificados por color, lo
que indica el grado de desarrollo del embrión (Espejo,
2017, en Italcol, 2018):
• Amarillo: Reciente eclosión
• Marrón: Pronto a eclosionar

23. Estado de los huevos
1. Amarillo pálido: 0 a 24 horas de
fertilizados
2. Amarillo oscuro: 24 a 48 horas de
fertilizados
3. Marrón: Más de 48 horas de
fertilizados, próximos a eclosionar o
recién eclosionados

24. Pesca y recolección
de reproductores
• Se recomienda realizarlo en horas de la mañana
• Saber el inventario actual de reproductores para tratar
de revisar el 100% de ellos
• Instalar una malla fina (toldillo) debajo de la red de pesca
para evitar fugas de ovas o larvas (Italcol, 2018)

25. Revisión de la cavidad
bucal de las hembras
• Revisar y enjuagar muy bien las bocas de
todas las hembras para la recolección de
huevos
• Supervisar e identificar posibles anomalías
en los reproductores
• Se deben trasladar constantemente las
ovas recolectadas para evitar su
mortalidad (Italcol, 2018)

26. Lavado y desinfección de los huevos
• Los huevos se llevan con agua fresca, separados por su
estado, al laboratorio y se hace un proceso de limpieza
y retiro de impurezas y luego se desinfectan (formalina,
yodo, sal marina, entre otros).
• La desinfección se debe hacer con un sistema de
aireación moderada que proporcione oxígeno mínimo
en 5 ppm durante el proceso para evitar la muerte del
embrión (Italcol, 2018).

27. Incubación
• Se deben poner de 500 a 700 ml de huevos por
incubadora de 4 litros y se regula el flujo, de modo que
haya movilidad total de los huevos a un flujo mínimo
posible.
• Se deben monitorear permanentemente los flujos para
evitar estrés mecánico o falta de movimiento.

28. Tipos de sistemas de incubación

29. Incubadoras
cónicas con
flujo
constante

30. Parámetros de calidad
de agua del laboratorio
• Como es de esperarse, la calidad del
agua en el proceso debe ser total
(alcalinidad, pH, amonios, fosfatos,
oxígeno, entre otros), acorde con las
necesidades de los huevos y las larvas
recién eclosionadas.
• El laboratorio de incubación artificial
debe ser un espacio cerrado para evitar
corrientes de aire que afecten la
temperatura del agua y se debe
implementar el sistema RAS, esto
garantiza la calidad exacta del agua
(Italcol, 2018).

31. Manejo de la calidad del agua en el
laboratorio
• En el laboratorio de incubación es crucial que el técnico
conozca las implicaciones de diversas mediciones que
se deben hacer (Italcol, 2018).
• Por ejemplo, las mediciones de alcalinidad no deben
bajar de 120 ppm de CaCO3, lo que garantiza que las
bacterias Nitrobacter y Nitrosomas se mantengan vivas,
de modo que el ion amonio (NH4
+)sea menos tóxico.

32. Parámetros de
calidad físico-
química del agua
Se deben monitorear los parámetros de calidad de agua del
sistema de incubación, máximo 24 horas después de cada
ingreso, para evidenciar el correcto funcionamiento de los
sistemas de recirculación (Italcol, 2018).
PARÁMETRO VALOR OBSERVACIONES FRECUENCIA
Amonio 0 – 0,4 ppm Valor máximo 2 veces/semana
Oxígeno 4 ppm Valor mínimo 2 veces/día
Alcalinidad 120 ppm Valor mínimo 1 vez/semana
Temperatura 27°C – 30°C Rango ideal 2 veces/día
pH 6,5 – 7,5 Rango ideal 1 vez/día

33. Larvas y reversión
sexual
• Cumplido el ciclo, las larvas eclosionan y van siendo
recogidas automáticamente en las bandejas receptoras.
• Al llenarse la bandeja de larvas, se retira y se instala una
nueva receptora de esa incubadora.
• La bandeja retirada pasa a los canales de recambio,
donde las larvas terminarán su proceso de reabsorción
del saco vitelino (Italcol, 2018).

34. Reabsorción del saco vitelino
Las larvas se alimentan del saco vitelino en los primeros días de nacidas (3 – 4 días) (Italcol, 2018).

35. Canibalismo en la etapa larvaria

36. Siembra de larvas
• Se debe verificar que los estanques hayan sido
correctamente preparados (limpieza y desinfección) y
la calidad del agua verificada para la siembra de las
larvas.
• Se debe realizar y registrar un conteo para estimar la
cantidad de larvas que salen del laboratorio.
• Al llevarlas al sitio de siembra se debe hacer un proceso
de aclimatación muy lento para evitar el estrés al
cambiar el medio acuático.

37. Siembra de larvas
• Diligenciar los formatos en donde se consignan el
alimento suministrado, las cantidades y tipo de
alimento por cada lote, marca y descripción del
producto utilizado.
• No sobrealimentar ni usar alimento cuya fecha de
vencimiento haya expirado.
• Todo alimento debe ser guardado bajo las
especificaciones del correcto almacenamiento y
etiquetado.
• El alimento hormonado debe estar aparte en los
contenedores de uso exclusivo para él (Italcol, 2018).

38. Siembra de larvas
• El personal responsable debe verificar
el estado de los estanques de siembra.
• Verificar la postura de filtros de salida
para evitar escapes y certificar el nivel
de agua adecuado para la siembra.
• Instalar las japas ya limpias y
desinfectadas, así como verificar su
buen estado.
• Ajustar las mallas antipájaros de cada
japa o estanque de reversión (Italcol,
2018).

39. Adecuación de
estanques de siembra
De ser necesario, se deben reparar las
mallas de ingreso del agua para evitar la
entrada de depredadores y otros animales
a los estanques.

40. Reversión sexual
• El éxito de la reversión sexual empieza con la clasificación
de las larvas:
• Longitud inferior a 12 mm.
• Estricta selección con malla de ojo 3,2 mm o ⅛”.
• La larva aún no alcanza diferenciación gonadal.
• Si la reversión se lleva cabo en estanques de tierra los
alevinos alcanzan tallas hasta de 1 gramo por productividad
primaria.
• Si es en japas o albercas la talla final será de 0,6 - 0,7
gramos.

41. Medios acuáticos de
reversión sexual
1. Albercas
2. Japas
3. Estanques en tierra
1 2
3

42. Alimento para reversión sexual
• La hormona utilizada para producir machos es 17-alfa-metil-
testosterona.
• La hormona se incorpora en un alimento concentrado
pulverizado de alto valor proteico (45%).
• La hormona se disuelve en etanol al 95% y se mezcla en una
proporción de 1 litro de solución por cada kg de
concentrado.
• La mezcla de hormona-etanol-concentrado se seca en un
horno a 60°C durante una hora o se seca a la sombra.
• El alimento se suministra por lo menos 10 veces al día sobre
la base del 15 – 25% de la biomasa (Espejo y Torres, 2017).
• El tratamiento debe durar por lo menos 21 días y máximo 28
días.

43. Recomendaciones de
uso del alimento
• Cantidad de oxígeno para el adecuado consumo del alimento:
Mínimo 5 mg/l en las horas de la mañana.
• Densidad de siembra recomendada es 1000 – 2000 larvas/m2
que garantice un aprendizaje rápido de captura del alimento y
que todas consuman el alimento.
• Suministrar el alimento al menos 28 – 30 días, siendo los
primeros 12 días como el período más crítico.
• Evitar que el alimento se someta a altas temperaturas y la luz
directa en el almacenamiento.
• Almacenar el alimento bajo refrigeración o dentro de un
contenedor o un tanque de icopor.

44. Precauciones
• Durante este proceso es frecuente la
presentación de afectaciones por el
protozoario Trichodina, que produce no
sólo epizootias en los peces de agua dulce
sino también en los de aguas marinas
(Italcol, 2018).
• También están presentes las libélulas cuya
fase de ninfa afectan seriamente las
poblaciones de larvas, poslarvas y alevinos.

45. Impacto de las ninfas de
odonatos en los peces
En caso de observar la presencia de insectos,
debe aplicarse un insecticida tres días antes de la
siembra.

46. Procedimientos
recomendados
• Realizar todos los manejos de los animales vivos
en horas de la mañana o en la tarde, cuando el
sol no esté afectando.
• Limpieza, lavado y desinfección de todos los
equipos de incubación, así como los elementos
de trabajo (nasas, baldes, japas, etc.) y las áreas
en general.
• Los recipientes de traslado deben tener agua
limpia, sistema de aireación y productos como
sal marina para hacer procedimientos de
profilaxis a los peces.

47. Procedimientos recomendados
• Las cantidades por trasladar deben ser
aquellas que no pongan en peligro la
supervivencia de los peces.
• Se debe registrar diariamente la
mortalidad y consumo de alimento de
los peces y hacer las respectivas
observaciones.
• Se deben monitorear y registrar
diariamente los parámetros físico-
químicos básicos para la especie
(oxígeno disuelto, pH, amonios, etc.).

48. Bibliografía
• Espejo, C.; Torres E. 2017. Cultivo de las tilapias roja (Oreochromis
spp.) y plateada (Oreochromis niloticus). Cap. 13. 17 p.
• Piscicultura Global, 2021.
https://www.facebook.com/pisciculturaglobal/photos/a.4640059304
36251/1786900388146792/?type=3&locale=ms_MY
• Saavedra M., María A. 2006. Manejo del cultivo de tilapia. Managua.
USAID - Coastal Resources Center - University of Hawaii - CIDEA. 24 p.
En: https://www.crc.uri.edu/download/MANEJO-DEL-CULTIVO-DE-
TILAPIA-CIDEA.pdf