T-1887.pdf

UNIVERSIDAD MAYOR DE SAN ANDRÉS
FACULTAD DE AGRONOMÍA
CARRERA INGENIERÍA AGRONÓMICA
TESIS DE GRADO
PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE ESQUEJES DE QUEÑUA (Polylepis
besseri Hieron) EN BASE A LA APLICACIÓN DE DOS ENRAIZADORES
NATURALES Y TRES TIPOS DE SUSTRATOS EN EL VIVERO DE LA
COMUNIDAD DE HUANCANÉ.
Presentado por:
MARÍA ELISA QUISPE CALLISAYA
La Paz – Bolivia
2013

UNIVERSIDAD MAYOR DE SAN ANDRÉS
FACULTAD DE AGRONOMÍA
CARRERA DE INGENIERÍA AGRONÓMICA
PROPAGACIÓN VEGETATIVA DE ESQUEJES DE QUEÑUA (Polylepis
besseri Hieron) EN BASE A LA APLICACIÓN DE DOS ENRAIZADORES
NATURALES Y TRES TIPOS DE SUSTRATOS EN EL VIVERO DE LA
COMUNIDAD DE HUANCANÉ.
Tesis de Grado presentado como requisito
parcial para optar el Titulo de
Ingeniero Agrónomo.
MARÍA ELISA QUISPE CALLISAYA
Asesores:
Ing. Ramiro Mendoza Nogales ………………………
Ing. Javier Gonzalo Quiroga Aguilar ………………………
Comité Revisor:
Ph.D. Felix Marza Mamani ………………………
Ing. Msc. Hugo Bosque Sanches ..….………………….
Ing. Rafael Murillo Garcia ..................................
APROBADA
Presidente Tribunal Examinador ………………………………………………

DEDICATORIA
Al creador de todas las cosas, el que me ha dado
fortaleza para continuar cuando a punto de caer he
estado; por ello, con toda la humildad que de mi
corazón puede emanar, dedico primeramente mi
trabajo a Dios.
De igual forma, dedico esta tesis a mi familia a
quienes quiero y amo mucho por su apoyo
incondicional y comprensión, a mi papá Javier quien
con su paciencia me comprendió siempre y apoyó en mis
decisiones, a mi mamá Dora quien fue una gran
concejera, guía para mi vida, que ha sabido formarme
con buenos sentimientos, hábitos y valores, lo cual me
ha ayudado a salir adelante en los momentos más
difíciles, y a mi único hermano Rodrigo J. a quien
quiero mucho.

AGRADECIMIENTOS
Mi mayor agradecimiento a Dios por darme la vida y todo lo q tuve y tengo y lo que logro que es gracias a
él.
A toda mi familia mi papa Javier Quispe, mi mamita Dora Callisaya quien con sus palabras supo
levantarme en los momentos más duros y hacer todo el esfuerzo para este logro, a mi hermano Rodrigo
quien de una manera u otra estuvo conmigo siempre, tíos, tías, primos(as) y a mi abuelito Carmelo por
estar siempre ahí apoyándome en todo.
Al Proyecto CBA-Batallas Facultad de Agronomía, a todos los ingenieros que estuvieron a cargo del
proyecto y quienes fueron parte de la presente investigación.
Agradecer también a la Facultad de Agronomía, Carrera Ingeniería Agronómica por haberme acogido en
sus aulas , por todos los conocimientos impartidos durante todo el trayecto de estudio, a los docentes por sus
concejos, enseñanza que nos dieron en cada peldaño que se tuvo que escalar para llegar a esta etapa.
A mis asesores de tesis Ing Ramiro Mendoza Nogales por su enseñanza, guía y correcciones que me dio
para la elaboración y conclusión de la tesis. Al Ing. Javier Quiroga Aguilar por su apoyo, comprensión en
toda la etapa de elaboración y conclusión de la tesis, por sus correcciones y sugerencias.
A mi tribunal revisor: Ing. Ph. D. Felix Marza Mamani, Ing. M.Sc. Hugo Bosque Sánchez, Ing.
Rafael Murillo Garcia, gracias por la revisión, corrección y sugerencia que contribuyeron a mejorar el
presente trabajo de investigación
A mis amigos y compañeros de tesis Bernardo y Roberto quienes de igual manera fueron parte para la
elaboración de esta tesis, con quienes compartimos muy lindos momentos.
A una gran amiga a quien quiero mucho y considero como una hermana Lourdes Ramos por estar
siempre conmigo en cada momento bueno y malo que tuve que pasar y darme su apoyo incondicional, por
cada palabra de aliento que me dio para la conclusión de este trabajo. También agradecer a Patricia
Gómez por su apoyo para la conclusión de este trabajo a quien considero una muy buena amiga.
A todos pero a todos los amig@s que Dios me dio la dicha de conocer Tathiana, Sara, Ysabel, Olga,
Yesmin, María Isabel y todas las Marías, Grover, Gabriel, Edwin, Reynaldo, Zenón, etc. A todos y
cada uno que talvez no nombre pero que están en mi corazón, que los recuerdos no se olvidan de cada
momento feliz y triste que compartí con todos.
A todos mil GRACIAS! 

ÍNDICE GENERAL
INDICE………………………………………………………………………………………….i
INDICE DE CUADROS………………………………………………………………………v
INDICE DE FIGURAS………………………………………………………………..…..…vi
ANEXOS……………………………………………………………………………...……...vii
RESUMEN…………………………………………………………………………………..viii
SUMMARY……………………………………………………………………………….…...x
1. INTRODUCCIÓN..................................................................................................1
1.1 OBJETIVOS ..................................................................................................2
1.1.1 Objetivo General.........................................................................................2
1.1.2 Objetivos Específicos..................................................................................2
2. REVISIÓN DE LITERATURA..............................................................................3
2.1 DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA DEL GÉNERO POLYLEPIS .......................3
2.2 ASPECTOS ECOLÓGICOS ..........................................................................4
2.3 TAXONOMIA DEL GÉNERO POLYLEPIS....................................................5
2.4 CARACTERÍSTICAS GENERALES ..............................................................5
2.4.1 Sistema radicular ........................................................................................5
2.4.2 Tallo............................................................................................................6
2.4.3 Hojas ..........................................................................................................7
2.4.4 Inflorescencias y semillas ...........................................................................8
2.4.5 Fruto ...........................................................................................................8
2.5 USOS Y BENEFICIOS DE LA QUEÑUA.......................................................8
2.5.1 Beneficios directos......................................................................................9
2.5.2 Beneficios indirectos .................................................................................11
2.6 PROPAGACIÓN DEL GENERO POLYLEPIS.............................................11
2.6.1 Propagación sexual ..................................................................................12
2.6.2 Propagación asexual ................................................................................13
2.6.3 Importancia la propagación asexual..........................................................14

2.6.4 Métodos de propagación asexual .............................................................15
2.6.5 Propagación vegetativa por esquejes .......................................................16
2.6.6 Ventajas de la propagación por esquejes .................................................17
2.6.7 Factores que influyen en la propagación por esquejes .............................18
2.6.8 Selección del material vegetativo..............................................................19
2.6.9 Tratamiento de las estacas o esquejes.....................................................22
2.7 CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL ENRAIZAMIENTO ..................23
2.7.1 Relaciones con el agua (Humedad) ..........................................................23
2.7.2 Temperatura .............................................................................................24
2.7.3 Luz............................................................................................................24
2.8 DESARROLLO ANATÓMICO DE LAS RAÍCES EN LAS ESTACAS .........25
2.8.1 Iniciación de los primordios de raíz...........................................................25
2.8.2 Iníciales de raíces preformadas ................................................................26
2.8.3 Callo y emergencia de las nuevas raíces..................................................26
2.9 SUSTRATO .................................................................................................26
2.9.1 Suelo ........................................................................................................26
2.9.2 Sustrato ....................................................................................................27
2.9.3 Propiedades requeridas en los sustratos o mezclas .................................28
2.9.4 Funciones del sustrato..............................................................................29
2.9.5 Medio de enraíce ......................................................................................29
2.9.6 Desinfección del sustrato..........................................................................30
2.10 BASES FISIOLÓGICAS EN LA FORMACIÓN DE RAÍCES........................30
2.10.1 Auxinas..................................................................................................30
2.10.2 Auxinas naturales ..................................................................................31
2.10.3 Mecanismos de acción ..........................................................................31
2.10.4 Transporte.............................................................................................32
2.11 ENRAIZADORES NATURALES..................................................................32
2.12 INVESTIGACIONES EN LA PROPAGACION DE QUEÑUA.......................32
2.13 COSTOS DE PRODUCCIÓN.......................................................................34

2.13.1 Costos ...................................................................................................34
2.13.2 Costos fijos............................................................................................34
2.13.3 Costos variables ....................................................................................34
2.13.4 Depreciación..........................................................................................35
2.13.5 Costo total .............................................................................................35
3. METODOLOGÍA ................................................................................................36
3.1 UBICACIÓN DEL ESTUDIO........................................................................36
3.1.1 Ubicación geográfica ................................................................................36
3.1.2 Características climáticas .........................................................................38
3.2 MATERIALES..............................................................................................38
3.2.1 Material vegetativo....................................................................................38
3.2.2 Herramientas y materiales ........................................................................38
3.2.3 Materiales de gabinete..............................................................................38
3.2.4 Sustrato ....................................................................................................39
3.2.5 Sustancias enraizadoras...........................................................................39
3.3 METODOLOGÍA..........................................................................................39
3.4 DISEÑO EXPERIMENTAL ..........................................................................45
3.4.1 Factores....................................................................................................45
3.4.2 Combinación factorial ...............................................................................45
3.4.3 Modelo lineal estadístico...........................................................................46
3.4.4 Croquis del experimento ...........................................................................47
3.5 VARIABLES DE RESPUESTA....................................................................47
3.5.1 Porcentaje de prendimiento ......................................................................47
3.5.2 Altura de esquejes ....................................................................................48
3.5.3 Número de hojas ......................................................................................48
3.5.4 Número de brotes .....................................................................................48
3.5.5 Longitud de la raíz ....................................................................................48
3.5.6 Determinación de los costos parciales.....................................................48
4. RESULTADOS Y DISCUSIONES ......................................................................50

4.1 Evaluación de los sustratos utilizados en la investigación ....................50
4.2 Porcentaje de prendimiento ......................................................................52
4.3 Altura de planta..........................................................................................57
4.4 Número de hojas........................................................................................60
4.5 Número de brotes ......................................................................................63
4.6 Longitud de Raíz ........................................................................................66
4.7 Análisis general de las variables de estudio............................................70
4.8 Análisis de costos parciales de la producción de plantines de queñua71
5. CONCLUSIONES...............................................................................................74
6. RECOMENDACIONES ......................................................................................77
7. REVISIÓN DE LITERATURA.............................................................................78

ÍNDICE DE CUADROS
Cuadro 1. Distribución de las especies de Polylepis spp. Por países...................... 3
Cuadro 2. Factores de estudio evaluados en la propagación de queñua………….. 45
Cuadro 3. Combinación factorial para cada unidad experimental…………………... 45
Cuadro 4. Resultados de análisis de los sustratos evaluados en la propagación
vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri…………................ 50
Cuadro 5. Análisis de varianza para el porcentaje de prendimiento en la
propagación de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de
enraizadores y sustrato……………………………………………………… 52
Cuadro 6. Análisis de varianza para la variable altura en la propagación de
queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y
sustrato……………………………………………………………………....... 57
Cuadro 7. Análisis de varianza para la variable número de hojas en la
enraizadores y sustrato……………………………………………………… 61
Cuadro 8. Análisis de varianza para la variable número de brotes en la
enraizadores y sustrato…………………...…………………………………. 64
Cuadro 9. Análisis de varianza para la variable longitud de raíz en la propagación
de queñua Polylepis besseri, con la aplicación de enraizadores y
sustratos……………………………………………………………………….. 67
Cuadro 10. Relación entre todas las variable de estudio consideradas en la
propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri…….. 71
Cuadro 11. Costos totales de producción por tratamiento para 150 plantines de
Queñua (Polylepis besseri) expresado en (Bs)…………………………... 72
Cuadro 12. Activos fijos considerados en la propagación de queñua……………….. 85
Cuadro 13. Costos variables para la producción de 500 esquejes de queñua
Polylepis……………………………………………………………………….. 85
Cuadro 14. Costos de producción para el tratamiento a1b1 empleado en la
investigación…………………………………………………………………... 86

investigación…………………………………………………………………... 86
investigación…………………………………………………………………... 87
investigación…………………………………………………………………... 87
investigación…………………………………………………………………... 88
investigación…………………………………………………………………... 88
Cuadro 20. Cálculo de ingresos obtenidos a una proyección de producción de 500
esquejes……………………………………………………………………….. 89
Cuadro 21. Costos fijos y variables de cada tratamiento……………………………… 89

ÍNDICE DE FIGURAS
Figura 1. Aspectos morfológicos de Polylepis besseri subespecie incarum… 6
Figura 2. Morfología de Polylepis besseri subespecie incarum, mostrando,
tallos hojas, foliolos, corteza y medida de los foliolos………………. 8
Figura 3. Ubicación del municipio de Batallas....……………………………….. 36
Figura 4. Ubicación del vivero de la comunidad de Huancané……………….. 37
Figura 5. Componentes dentro la platabanda para la propagación de
esquejes de queñua Polylepis besseri……………………………….. 38
Figura 6. Croquis del experimento……………………………………………….. 47
Figura 7. Comparación de medias para enraizadores en el porcentaje de
prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri…………………. 53
Figura 8. Comparación de medias para sustrato en el porcentaje de
prendimiento de los esquejes de Polylepis besseri…………………. 55
Figura 9. Comparación de medias para enraizadores en el incremento de
altura de los esquejes de Polylepis besseri………………………….. 58
Figura 10. Comparación de medias para sustrato en el incremento de altura
de la propagación de esquejes Polylepis besseri…………………… 59
Figura 11. Comparación de medias para enraizadores en el número de hojas
de los esquejes de Polylepis besseri…………………………………. 62
Figura 12. Comparación de medias para sustrato en el número de hojas en la
propagación de los esquejes de Polylepis besseri………………….. 63
Figura 13. Comparación de medias para enraizadores en el número de brotes
obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri. 65
Figura 14. Comparación de medias para sustrato en el número de brotes
obtenidos en la propagación de esquejes Polylepis besseri……….. 66
Figura 15. Comparación de medias para enraizadores en la longitud de raíz
de los esquejes de Polylepis besseri…………………………………. 68
Figura 16. Comparación de medias para sustrato en la longitud de raíz de la
propagación de esquejes Polylepis besseri………………………….. 70

Figura 17. Comparación de beneficio obtenido respecto a cada tratamiento
en la propagación de queñua (Polylepis besseri)…………………… 73

ANEXOS
Anexo 1. Planillas utilizadas para la toma de datos de la propagación de
queñua (Polylepis besseri)…………………………………………….. 84
Anexo 2 Datos de temperatura registrados dentro del ambiente en la
propagación de queñua (Polylepis besseri)………….………………. 85
Anexo 3. Insumos para la propagación de queñua a una proyección de 500
esquejes……....…………………………………………………………..
85
Anexo 4. Herramientas y materiales utilizados en la propagación vegetativa
de esquejes de queñua Polylepis besseri…………………………….
89
Anexo 5. Selección de arboles madre para el corte de esquejes de queñua
Polylepis besseri………………………..……………………………….. 90
Anexo 6. Tratamiento de estratificación en arena a los esquejes de queñua
Polylepis besseri. ………………………………………………………..
91
Anexo 7. Preparación de sustratos y desinfección de turba y cascarilla de
arroz, para la propagación de esquejes de queñua Polylepis
besseri.……………………………………………………………………
92
Anexo 8. Mezcla de sustratos S1, S2 y S3, para la propagación vegetativa
de esquejes de queñua .………………………………….……………. 93
Anexo 9. Preparación y aplicación de los enraizadores en los esquejes de
queñua para la propagación vegetativa …………………………….. 94
Anexo 10. Transplante esquejes de queñua a los distintos sustratos en base
a cada tratamiento establecido.……………………………………….. 95
Anexo 11. Seguimiento y evaluación del desarrollo de los esquejes de
queñua Polylepis besseri en base a la aplicación de dos
enraizadores naturales y tres tipos de sustratos en el Vivero de la
Comunidad de Huancané……………………………………………….
96
Anexo 12. Evaluación del desarrollo de queñua (Polylepis besseri) a los 15 a
30 días, en base a la aplicación de dos enraizadores y tres tipos
de sustratos en el Vivero de la Comunidad Huancané.…………….. 97

Anexo 13. Seguimiento y evaluación del desarrollo a los 90 días, de los
esquejes de queñua Polylepis besseri en base a la aplicación de
dos enraizadores naturales y tres tipos de sustratos en el Vivero
de la Comunidad de Huancané………………………………………... 98
Anexo 14. Resultados de laboratorio IBTEN de los tres sustratos utilizados
en la propagación vegetativa de queñua Polylepis besseri ……….. 99

RESUMEN
El presente trabajo, se llevó a cabo en el Vivero de la comunidad de Huancané,
Municipio de Batallas provincia Los Andes, del departamento de La Paz, siendo los
objetivos planteados estudiar el efecto de dos enraizadores naturales en la
propagación vegetativa de esquejes de queñua Polylepis besseri, así mismo evaluar
tres sustratos, sobre la propagación de queñua y finalmente determinar los costos de
producción parciales de los plantines de queñua por este método. Para alcanzar los
mencionados se emplearon 900 esquejes de queñua, de los cuales se tomaron 10
muestras por tratamiento. Los enraizadores naturales fueron ES (extracto de sauce)
y AC (agua de coco), los sustratos estuvieron compuestos por S1
(Turba+arena+cascarilla), S2 (turba+arena) y S3 (Turba+cascarilla).
Los resultados del trabajo muestran que los enraizadores al igual que los sustratos
tuvieron un comportamiento independiente y que cada uno tuvo influencia en el
estudio de las variables de respuesta el Extracto de sauce tuvo un alta significancia
al (P<0.05); como también para el sustrato.
Del cual se obtuvo un 52,22% de prendimiento con él “ES” y con el sustrato “S2” de
igual manera se obtuvo un mayor porcentaje de prendimiento de 52,67% en
promedio a la conclusión de la investigación lo cual fue aludido a que el “ES” tiene un
alto contenido de auxinas y el sustrato presenta muy buenas características edáficas.
Respecto a la altura con “ES” se obtuvo un 13,04 cm y con el “AC” un 10,19 cm,
respecto a los sustratos se llego a tener, Para el efecto de los sustratos en el
incremento de la altura se tiene 13,12 cm con el S2 (2turba:2Arena), 11,19 cm con el
S1 (2Turba:1Arena:1Cascarilla) y 10,52 cm con el S3 (2Turba:2Cascarilla).
Respecto al número de hojas mostró una influencia altamente significativa (P<0.05)
de los enraizadores, donde con el extracto de sauce se obtuvo 8,30 hojas y con el
agua de coco 7,86 hojas. En el caso de los sustratos para esta variable se tiene dos
grupos diferenciados estadísticamente significativos, en el primer grupo están los
sustratos S2 y S1 dentro los que no hubo mucha diferencia ya que el promedio
obtenido en ambos fue de 8,39 y 8,31 hojas respectivamente, los cuales resultaron

ser más eficientes con relación al grupo dos que contempla al sustrato S3 con el que
se obtuvo 7,52 hojas en.
Respecto al número de brotes para el enraizador no hubo diferencias significativas
con relación al sustrato si hubo significativamente diferencias (P<0.05), donde se
obtuvieron dos grupos claramente diferenciados; un grupo formado por S2 y S1 que
obtuvieron 2,46 y 2,36 brotes en promedio, no existiendo diferencias
estadísticamente significativas entre si y el otro grupo por el sustrato S3 con 2,11
brotes en promedio.
Para la variable longitud de raíz si se presentaron diferencias altamente significativas
para enraizadores y sustratos, donde la aplicación del extracto de sauce fue más
eficiente para la longitud de la raíz obteniendo un promedio de 10,25 cm a los 90
días, a diferencia de los tratamientos con agua de coco que obtuvieron 7,98 cm de
longitud en promedio. Realizando la prueba de Duncan (P<0.05) se observa que
existen diferencias significativas entre los tres sustratos, y se puede apreciar que el
S2 resulto ser más eficiente al presentar un promedio mayor en la longitud de la raíz
de 10,06 cm a diferencia de los sustratos S1 que obtuvo un promedio de 9,06 cm y
S3 un promedio de 8,22 cm en la longitud de la raíz.
Conforme a los costos de producción, para producir un plantin de queñua utilizando
agua de coco y el sustrato S3 (A.C.+ S3), se obtuvo un costo de 3.17 Bs/plantin,
siendo este el costo más bajo con la aplicación de agua de coco, a diferencia de la
producción con (A.C.+ S2) se tiene un costo de 3.29 Bs/plantin siendo el costo
mayor, y con respecto al uso del extracto de sauce con el (E.S + S3) se obtuvo un
costo de 2.96 Bs/plantin, siendo este el costo de producción más bajo y para el
enraizador (E.S.+S2) se obtuvo un costo de 3.08 Bs/plantin respectivamente.

ABSTRACT
The present work was carried out in the community nursery Huancané Battles
Township Los Andes Province , Department of La Paz , with the objectives to study
the effect of two natural Rooting cuttings vegetative propagation Polylepis besseri
queñua , also evaluate three substrates , on the spread of queñua and finally
determine the partial production costs queñua seedlings by this method. To achieve
these cuttings were used queñua 900 , of which 10 samples were taken for treatment.
The natural Rooting were ES ( willow extract ) and AC ( coconut water ) , the
substrates were composed of S1 ( sand + peat + husk ) , S2 (peat + sand) and S3 (
peat + husk ) .
The results of the study show that the Rooting like substrates independent behaved
each had influence on the study of the response variables willow extract had a highly
significant at ( P <0.05) as well as for substrate.
Of which 52.22 % was obtained engraftment with it " IS" and with the substrate "S2 "
just as there was a higher percentage of seizure of 52.67 % on average at the
conclusion of the investigation which was alluded for the "ES" is high auxin and
substrate has very good soil characteristics .
With respect to the height "ES" 13.04 cm was obtained and the "AC" 10.19 cm with
respect to the substrates came to have , for the effect of the substrates on the
increased height has 13.12 cm with S2 ( 2turba : 2Arena ) , 11.19 cm with the S1 (
2Turba : 1Arena : 1Cascarilla ) and 10.52 cm with the S3 ( 2Turba : 2Cascarilla ) .
Regarding the number of leaves showed a highly significant influence ( P < 0.05 ) of
the Rooting , where with the extract of willow leaves was obtained 8.30 and 7.86
water coconut leaves. In the case of the substrates for this variable is statistically
significant two distinct groups , the first group are the substrates S1 and S2 in which
there was not much difference as the average was obtained in both 8.39 and 8.31
leaves respectively, which were more efficient in relation to group two includes the S3
substrate was obtained with 7.52 leaves .

Regarding the number of outbreaks for rooting no significant differences relative to
the substrate if there were significant differences ( P < 0.05 ) , which yielded two
distinct groups : one group consisting of S2 and S1 were 2.46 and 2.36 outbreaks on
average, no statistically significant differences between themselves and the other
group for substrate S3 with outbreaks on average 2.11 .
For root length variable if it were significantly different for Rooting and substrates
where the application of willow extract was more efficient for root length obtaining an
average of 10.25 cm at 90 days , in contrast to coconut water treatments that were
7.98 cm in length on average. Performing the Duncan test ( P < 0.05 ) shows that
there are significant differences between the three substrates , and you can see that
the S2 proved to be more efficient in presenting higher average root length of 10.06
cm as opposed the substrates S1 obtained an average of 9.06 cm and an average S3
8.22 cm in length from the root.
Under production costs to produce a seedling queñua using coconut water and
substrate S3 (AC + S3 ) yielded a cost of 3.17 B / seedling , this being the lowest cost
with the application of coconut water , unlike production with (AC + S2 ) has a cost of
3.29 B / seedling being the largest cost , and with respect to the use of the willow
extract (ES + S3 ) was obtained at a cost of 2.96 B / seedling , which is the lowest
production cost and the rooting (ES + S2 ) was obtained at a cost of 3.08 B / seedling
respectively.

María Elisa Quispe Callisaya 1
Propagación vegetativa de queñua (Polylepis besseri)
1. INTRODUCCIÓN
Bolivia cuenta con una diversidad de riqueza florística entre las especies arbóreas
andinas como la queñua y la kiswara que se encuentran distribuidas en diferentes
pisos ecológicos a lo largo de la región alto andina entre las altitudes de 3.800 a
5.200 m.s.n.m. de los departamentos de La Paz, Cochabamba, Chuquisaca, Oruro,
Potosí y Tarija (Cruz, 1999).
En este contexto la Queñua (Polylepis besseri), es una de las especies más
representativas, para la forestación y reforestación del altiplano, por no crear efectos
colaterales como las especies exóticas (introducidas), tanto en el suelo como en los
cultivos, mas a lo contrario ayuda a la recuperación y al mejoramiento de las
condiciones medio ambientales.
La queñua desarrolla un tronco leñoso, el cual sobrevive con estoicismo a la altura,
frió y sequía además se le da usos como ser leña, palos para cercas, vigas, tijerales
y del mismo modo constituyen el hogar de muchas especies, especialmente la
avifauna, y su querencia como cortinas rompe viento e incorporan materia orgánica
evitando la erosión del suelo.
Por estas razones se tiene la necesidad de repoblar la región del altiplano, para
evitar su desaparición, por acción del ser humano, sin embargo presenta varios
factores adversos en la reproducción como lo demuestran varios trabajos realizados
con el género Polylepis; puesto que las semillas presentan un bajo poder germinativo
2-4 % de acuerdo a Guzmán (2006), al respecto Yallico (1992), sostiene como
principal limitante para su producción la escasez de semillas y su baja germinación,
debido a la dicogámia en el género, su polinización anemófila, y por encontrarse en
poblaciones reducidas a pocos árboles/ha; en el corto o mediano plazo pueden llegar
a desaparecer. Se revisó estudios donde se demuestra que la propagación
vegetativa es la más apropiada y generalizada pero no existen métodos y técnicas
específicas en el género Polylepis. En Bolivia no existen muchas investigaciones
respecto a la propagación de queñua excepto algunos como Hoyos, (2004) obtuvo
45% de prendimiento en el departamento de Oruro, a pesar de haber investigaciones

en otros países como Ecuador donde obtuvieron porcentajes de prendimiento del
65% a 90%, y en Perú obtuvieron 50% a 65% y no existiendo así muchas
investigaciones en Bolivia.
Razón por la cual se hace necesaria la búsqueda de soluciones en la reproducción
asexual a partir de esquejes a las que pueden acceder las familias campesinas para
su reproducción.
Por todo lo descrito anteriormente, se ha considerado realizar esta investigación que
permitirá responder con alternativas de propagación y multiplicación vegetativa para
tratar de encontrar el método más apropiado para obtener plantas de calidad en el
menor tiempo posible, utilizando enraizadores naturales que coadyuvaran en el
desarrollo radicular tomando en cuenta enraizadores (hormonas producidas de forma
natural) que ayuden a la proliferación y formación de un buen sistema radicular de
una nueva planta, ya que la formación de raíces es vital para absorber, conducir
agua, minerales disueltos, acumular nutrientes y sujetar la planta al suelo. Asimismo,
proporcionándoles sustratos que puedan responder de manera satisfactoria a la
propagación.
1.1 OBJETIVOS
1.1.1 Objetivo General
 Evaluar la propagación vegetativa en esquejes de queñua (Polylepis besseri
Hieron) con la aplicación de dos enraizadores y tres tipos de sustratos en el
vivero de la comunidad de Huancané.
1.1.2 Objetivos Específicos
 Determinar el efecto de los enraizadores en el prendimiento y desarrollo de los
esquejes de queñua.
 Determinar el sustrato adecuado en el prendimiento y desarrollo de los
esquejes de queñua.
 Calcular los costos parciales de la producción de plantines.

2. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1 DISTRIBUCIÓN GEOGRÁFICA DEL GÉNERO POLYLEPIS
De acuerdo a Kessler, (2000), Polylepis se distribuye a lo largo de la Cordillera de los
Andes desde el norte de Venezuela, pasando por Colombia, Ecuador, Perú, Bolivia,
el norte de Chile y el noroeste de Argentina, y su distribución son en las diferentes
especies que existen como se observa en el cuadro 1.
Los bosques de Polylepis contienen una parte importante de la biodiversidad de
Sudamérica (Yensen y Tarifa 2001).
Cuadro 1. Distribución de las especies de Polylepis spp. Por países
ESPECIE/PAIS ARGENTINA BOLIVIA COLOMBIA CHILE ECUADOR PERÚ VENEZUELA
P. australis
X X
P. besseri
X X
P. hieronymi
X X
P. incana
X X
P. lanuginosa
*
P. multifuga
*
P. pauta
X X
P. pepei
X X
P. quadrijuga
*
P. reticulata
*
P. racemosa
X *
P. serícea
X X X X
P. subsericana
* X
P. tomentella
X X X *
P. tarapacana
X X
P. weberbaueri
X X
TOTAL
3 7 2 2 7 10 1
Fuente: Soto (1995), referidos en Padilla (2005).
Donde X=ocurrencia, * = endemismo
En Bolivia generalmente la especie Polylepis sp se encuentra distribuido en los
departamentos de La Paz, Cochabamba, Oruro y alrededores de Potosí, Sucre y
Tarija.

2.2 ASPECTOS ECOLÓGICOS
El género Polylepis (queñua) de la familia Rosaceae es un árbol leñoso que forma
bosques en las zonas más altas del mundo, crece sin problemas a más de 4 500
m.s.n.m, encontrándose en Bolivia entre los 2 100 m.s.n.m hasta los 5 200 m.s.n.m
de altura (Kessler y Fjeldsa, 2006). Es un árbol típico de los altos Andes, porque ha
desarrollado una serie de adaptaciones que le permiten sobrevivir con éxito en
lugares donde cualquier otro árbol perecería (Hensen, et.al.2000).
Respecto a lo mencionado podemos decir que la queñua no forma ella sola bosques
compactos sino que opta por organizarse en poblaciones de árboles aislados, donde
ocupa entre el 15% y el 40% de la superficie y convive con tholas y con macollos de
diversos pastos denominados genéricamente iruichu o paja brava. Una combinación
en la que las tres especies se asocian para conformar comunidades vegetales.
(Liberman, 1996)
Las condiciones ecológicas de los bosques de Polylepis se pueden caracterizar
principalmente en relación a condiciones de temperatura, humedad y suelos. Debido
a su localización a grandes elevaciones en los Andes, los bosques de Polylepis están
sujetos a amplias fluctuaciones diurnas de temperatura, comúnmente con diferencias
de 20-30°C entre las temperaturas máximas del día y las heladas nocturnas. Estas
fluctuaciones representan un estrés enorme para las plantas. Sobre todo a altitudes
por encima de los 4.000 m.s.n.m., la gran mayoría de las especies muestra
adaptaciones a temperaturas bajas. Estas pueden ser debido a las características
morfológicas como las gruesas cortezas de Polylepis y fisiológicas como la
resistencia al congelamiento que también se observa en Polylepis (Körner, 2005).
De acuerdo a Liberman, (1996): en las laderas donde habita la queñua tiende a
ubicarse en las depresiones que ofrecen mayor humedad y un poco más de calor:
debido a lo que se llama las inversiones térmicas nocturnas, las oscilaciones de la
temperatura son menos que en los valles abiertos.

Sin embargo Huanca, (1993); manifiesta que las funciones biológicas del género
Polylepis no se interrumpen con las temperaturas bajas del suelo y que la
profundidad de los mismos no es determinante para la presencia de bosques de esta
especie, porque la correlación entre la fertilidad del horizonte A y la producción de
biomasa favorecen su crecimiento.
2.3 TAXONOMIA DEL GÉNERO POLYLEPIS
El género botánico Polylepis incluye a aproximadamente 28 especies de pequeños
árboles y arbustos, comúnmente llamados queñua, yagual, kewiña, queñual, queñoa
entre otros (del quechua qiwuña), pertenecientes a la familia Rosaceae y a la tribu
Sanguisorbeae como se muestra en la siguiente clasificación:
2.4 CARACTERÍSTICAS GENERALES
Polylepis besseri subespecie Incarum, es un árbol de 1.60 a 3.60 m de alto, presenta
un fuste torcido; corteza del tronco y ramas mas grandes café rojizo, reduciéndose
en grandes piezas, tiene abundante ritidoma membranoso o piperáceo, exfoliable.
Las flores dependen de racimos de regular longitud, como se tiene en la Figura 1.
2.4.1 Sistema radicular
El sistema radicular consiste en una raíz principal y gran cantidad de ramificaciones
laterales, que penetran la tierra en todas direcciones en busca de agua y ancla el
árbol firmemente al suelo para defenderlo de los vientos que nunca dejan de soplar
(Liberman 1996)
Orden
Género
Especie
Familia
Subfamilia
Subespecie
Rosales
Rosaceae
Rosoideae
Polylepis
Besseri Hieron
Incarum

2.4.2 Tallo
De acuerdo a Huanca (1993); la queñua presenta fuste fuortoso, con corteza de color
rojizo, con desprendimiento de ritidoma (láminas de color marrón – rojizo exfoliables
lustrosos.
Martínez y Villarte (2009) mencionan que Polylepis besseri incarum presenta
generalmente un diámetro del tronco del tallo de plantas adultas de 32 cm y las
plantas jóvenes de 4-12 cm.
La queñua se ha descrito como un árbol de hábito simpódico – tronco ramificado, no
crece de manera erecta, copa abierta desde la base, que puede alcanzar tres a siete
metros de altura, con un tronco corto y con tendencia helicoidal, de 30 a 60
centímetros de diámetro en la base, ramas tortuosas y ramitas pilosas en el extremo
(Collahuasi 2010).
Fuente: Kessler (1995)
Figura1.Aspectos morfológicos de Polylepis besseri subespecie incarum.

2.4.3 Hojas
Las hojas son congestionadas en las puntas de las ramas, imparipinadas con 1 a 2
pares (con 3 foliolos), hojillas, rombas en el contorno, de 1.5 a 4.2 cm. de ancho y 1.9
a 5.2 cm. de largo; caquis densamente blanco panoso, usualmente con tricomas
glandulares mezclados, punto de enlace de la hojilla con un copete de tricomas
blancos lanosos; vainas estipulares truncas en el ápice, superficie externa
densamente cubierta en tricomas blancos o amarillentos lanosos, mezclados con
tricomas glandulares amarillentos, superficie interior y con cima con grandes tricomas
lanosos, lo cual se muestra en la figura 2.
Hojillas obovoides, de elípticas a rombas en el contorno, el primer par de la hojilla
terminal es el más grande, uno de estos pares tiene de 0.4 a 1.0 cm. de ancho y de
1.0 a 2.8 cm. de largo (se muestra en la figura 1), bordes enrollados, dentellados con
4 a 11 dientes; ápice agudo obtuso o muy ligeramente recortado; base
desigualmente atenuadas, rara vez redondeada, hojilla terminal con pecíolo de 3 a 6
mm de largo; superficie superior de lisa a ligeramente rugosa, verde oscuro, de lisa a
lanoso, panosa y/o glandular; superficie inferior con una capa densa igualmente
distribuida de muy corta a moderadamente grande, tricomas panosos blancos o
amarillentos, usualmente con tricomas glandulares amarillentos a lo largo de las
venas, rara vez lisa sobre las venas (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).
Figura. 2 Morfología de Polylepis besseri subespecie incarum, mostrando, tallos
hojas, foliolos, corteza y medida de los foliolos.

2.4.4 Inflorescencias y semillas
La queñua posee flores hermafroditas incompletas; sin corola ni nectario de 0.5 a 1
cm. de diámetro con sépalos de 3 a 4 ovados verdes y la superficie interior con
cantidades variable de tricomas panosos, lanosos y glandulares con estambres de 14
a 20, enteras orbiculares, cubiertas con grandes tricomas blancos (Kessler 1995
citado por Padilla 2005).
Las inflorescencias están dispuestas erectas, no sobresalientes de entre las hojas,
con una a dos flores. miden de 3 a 10.5 cm. de largo, con 6 a 8 flores; brácteas
florales de 3 a 7 mm de largo, ocasionalmente con puntas como hojillas, sobre la
superficie externa el raquis no es ramificado y están cubiertos con tricomas blancos o
amarillentos lanosos y glandulares (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).
La floración se produce en un amplio periodo de tiempo, desde mediados de año
hasta el verano, mientras que la maduración de frutos ocurre entre los meses de abril
y junio, pudiendo adelantarse a febrero según la temporada, (Collahuasi, 2010).
2.4.5 Fruto
El fruto es un aquenio alado seco con cuatro aristas, que mide, generalmente, cinco
milímetros de largo y cuatro milímetros de ancho. En el interior hay una semilla de
uno y medio a dos milímetros, la mayor parte de las veces vana (sin endosperma). El
fruto puede permanecer adherido al árbol durante más de un año, por lo que en la
colecta se mezclan frutos nuevos y antiguos.
Las semillas es espiralada con una cubierta densa de tricomas lanosos y glandulares
con lomas aplanadas de 2 a 5 y espinas de 0.3 a 0.8 cm de ancho incluyendo las
protuberancias de 0.3 a 0.7 cm de largo (Kessler 1995 citado por Padilla 2005).
2.5 USOS Y BENEFICIOS DE LA QUEÑUA
De acuerdo a Liberman (1996) y Rodríguez, (2000), muchos pobladores recurren a
la queñua en busca de leña para la cocina, palos para cercar los canales, vigas y
tijerales para sus viviendas, etc., es un uso del bosque relativamente controlado.

Otra cosa es cuando los vientos impetuosos arrastran hasta los queñuales el fuego
que los campesinos aplican en invierno a los pastos secos para estimular el rebrote,
perecen entonces árboles, plántulas y semillas.
Además por ser uno de los pocos árboles que crece en las zonas altas presentan
grandes perspectivas en su utilización, su importancia radica en los múltiples usos y
aplicaciones que se le da a esta especie.
2.5.1 Beneficios directos
De acuerdo a Martínez y Villarte (2009) esta especie (polylepis besseri incarum) a los
alrededores del lago Titicaca tiene un beneficio directo del 34% para los pobladores
debido especialmente como combustible: leña y carbón de alta calidad y también en
la pequeña industria ya que elaboran algunos muebles con esta madera.
Así mismo es de gran beneficio no solo en este sector sino también en toda
distribución donde se encuentra este género.
a) Combustible
Collahuasi, 2010, menciona que la madera de queñua es utilizada como leña, el cual
es un buen combustible, da menor fuego que el eucalipto, pero arde más tiempo y
proporciona gran calor, lo cual ha ocasionado la tala irracional de la especie.
b) Artesanía
La madera de queñua es de excelente calidad, dura y flexible, razón por la cual es
utilizada para la construcción de vigas, puntales, puertas, así como para la
confección de herramientas agrícolas (arados, yugos, combos, mangos de
herramientas, etc.)
También es utilizada para artesanía fina como telares, enseres domésticos,
juguetería, adornos y muebles, como lo indica, (Collahuasi, 2010).

c) Industria
La especie presenta una coloración rojiza, lo cual indica la presencia de sustancias
tánicas; estas sustancias son utilizadas para el teñido de cueros y tintura de lana.
Para el tejido de lana se utilizan generalmente las ramas apicales, como también la
corteza, la cual en agua desprende un color beige; las hojas y ramas también son
utilizadas para la curtiembre de cueros, puesto que estas desprenden otro tipo de
sustancias tánicas, (Collahuasi, 2010).
d) Medicina
La queñua en medicina, tiene muchos y variados usos; puede tomarse como mate,
ser utilizado en infusiones, cataplasmas y baños (ramas, hojas y corteza.) Puede ser
utilizada en la curación de afecciones respiratorias, males de vejiga, reumatismo y
limpieza de la sangre después del parto.
De acuerdo a Vidaurre, (1993) citado por Rodríguez, (2000); menciona que los tallos
frescos molidos con copal y wairuru, sirven para la preparación de plastos que son
utilizados en casos de fracturas o luxaciones; la corteza en decocción, se utiliza
como baño tonificante para niños raquíticos, esta misma pero molida y macerada en
aguardiente se toma como tónico para superar la anemia; la corteza molida y en
decocción se toma como purgante para combatir el estreñimiento.
e) Otras utilidades
La madera de la especie es dura, resistente a la humedad y por esta razón es
utilizada para la fabricación de postes para cercas, parantes de chozas, y
antiguamente eran utilizadas para confeccionar puntales para las minas. Las ramas y
fustes más rectos se usan para el techado de viviendas rurales; hasta el árbol seco
es utilizado para hacer postes para corrales y chapapas (especie de tendedero para
de desecación o deshidratación de carne). También el ganado aprovecha las hojas
de queñua, las cuales se consumen en la época de escasez de forraje,

especialmente por el ganado camélido; finalmente en casos y fechas especiales la
queñua sigue siendo utilizada como planta ritual.
2.5.2 Beneficios indirectos
Liberman (1996) expresa que existen antecedentes sobre el aporte de abundante
hojarasca al suelo. Lo cual favorece al aumento de materia orgánica al suelo.
Martínez y Villarte (2009) indican que 670 especies de aves se distribuyen en las
regiones altas de los Andes con rodales de Polylepis, de las cuales 51 habitan
típicamente los bosques de Polylepis y 14 son especialistas de estas formaciones
vegetales (Oreomanesfraseri y Leptasthenura yanacensis) (Fjeldsa 2002).
Tres especies (Ochthoecaoe nanthoides, Carduelisatratay Phrygilus unicolor) fueron
registradas en la categoría de afinidad estrecha por los bosques de Polylepis según
Fjeldsa y Kessler (2004).
Estos datos sugieren que los patrones de recambio de la avifauna local están
estrechamente ligados a formaciones vegetales únicas como son los fragmentos de
Polylepis e incluso a distancias relativamente cortas en los Andes.
2.6 PROPAGACIÓN DEL GENERO POLYLEPIS
Martínez y Villarte (2009) indican que (Kessler y Driesch 1993).mencionan que las
especies de Polylepis tiene dos estrategias reproductivas: Por semillas y mediante el
enraizamiento de ramas postradas.
De acuerdo a Miranda, (1994); la queñua se propaga por vía sexual mediante las
semillas y por vía asexual (siendo ésta ultima la más conveniente), mediante
estacas, esquejes y acodos; estos tres últimos son los más utilizados y
recomendados por sus altos índices de prendimiento en relación con el poder
germinativo de la semilla.

2.6.1 Propagación sexual
La propagación sexual se define, como el proceso que consiste en la fusión de dos
gametos haploides de diferente sexo, para dar origen a una nueva célula, llamada
huevo o cigoto, capaz de desarrollarse en una nueva planta". (Rodríguez, 2000)
Conforme a observaciones realizadas en diferentes lugares de recolección se llego a
la conclusión de que la especie en estudio (Polylepis besseri) tiene una fenología
irregular, es decir que no tiene una época de floración bien definida, pues es posible
encontrar árboles de queñua en floración o fructificación casi en cualquier época del
año.
Sumando a lo anterior se tiene otro gran problema dentro de la reproducción sexual
de la especie, la baja viabilidad de la semilla; pues el poder germinativo de la semilla
en la zona de estudio oscila entre el 4% a 6%, además de que esto parece depender
del árbol proveedor.
El rendimiento aproximado de la semilla de queñua es de un kilogramo
(aproximadamente 100.000 semillas) por cada cinco kilogramos de material
recolectado (Hoyos 2004).
Corroborando lo anterior Aguirre, (1988); indica que la semilla de queñua presenta
bajo poder germinativo el mismo que llega algunas veces a 0%, cuando los árboles
se encuentran en bosques pequeños y aislados. Esto ha sido explicado por los
fenómenos propios de la especie como ser la dicogámia y polinización anemófila.
a) Regeneración natural (Brinzales)
Según Soto, (1995) los brinzales son plantas procedentes de semilla, las cuales han
germinado de manera natural al píe o alrededor de la planta, los que posteriormente
son utilizados por el hombre para mejorar la propagación de la especie.
En Ascash (Perú), la regeneración natural es buena, donde se ha tenido éxito con
brinzales de 8 – 10 cm., obteniendo resultados aceptables (Pretell, 1985)
Regeneraciones naturales observadas en Bolivia dieron un resultado regular; aunque

brinzales de 3 – 5cm de alto soportan muy bien el repique, sin embargo el mayor
inconveniente es el crecimiento lento de las plantas por lo cual no se justifica esta
práctica en vivero. (Zacari, 2010).
Por lo general en los rodales de Polylepis la regeneración natural presenta
densidades bajas lo que limita las posibilidades de una mayor propagación en vivero.
No obstante, con la remoción del suelo debajo de los árboles es posible obtener
densidades mayores. Finalmente diremos que la cantidad de brinzales, su
extracción, los cuidados a tener durante el traslado de los mismos hacia el vivero y el
lento crecimiento son los mayores obstáculos para la no-utilización de éste método.
2.6.2 Propagación asexual
Ipizia (2011) menciona que la propagación asexual o propagación vegetativa de los
individuos es a partir de órganos vegetativos; es decir, que cada planta produce otras
nuevas genéticamente idénticas a ella, que se han originado de órganos vegetales
sólo por división celulares o mitosis. Estas divisiones mitósicas de las células
duplican el genotipo de la planta; esta duplicación genética se denomina clonación y
a la descendencia se les llama clones. Entonces, un clon es un grupo de dos a más
individuos genéticamente idénticos que se desarrollaron a partir del mismo progenitor
por medios vegetativo.
Es importante subrayar, que en propagación, un clon siempre implica un grupo y no
un individuo. Un individuo producido por clonación forma parte de un clon. El árbol
seleccionado para obtener material de propagación se llama ortet y cada una de las
secciones vegetativas obtenidas se denomina ramet. Todos los ramet procedentes
de una sola planta madre, conforman un grupo genéticamente idéntico, “fotocopias”
exactas del árbol original. Estos grupos de plantas que tienen un mismo genotipo
conforman un clon.
Esto es posible, porque cada célula de la planta contiene la información genética
necesaria para generar una planta entera. A esta propiedad de las células
vegetativas vivientes de las plantas se le llama totipotencia. Se puede obtener

nuevas plantas a partir de hojas, tallos, raíces o meristemas. Lo que ocurre es que
de estas partes vegetativas (tallos o raíces) o por medio de su unión por injerto,
estacas o acodos, se forman raíces o yemas adventicias. Raíces adventicias son
aquellas que se originan de cualquier otra parte de la planta diferente de las raíces,
del embrión y sus ramas. Yemas y ramas adventicias son las que se originan en
cualquier parte de la planta diferente a la yema terminal, yemas laterales o latentes
de los tallos.
Según Ipizia, (2011), las raíces adventicias son de dos tipos: raíces pre-formadas,
comúnmente llamadas chupones o chichones, como ocurre en la Queñua y el Aliso,
que se desarrollan en los tallos cuando todavía están adheridas a la planta madre,
pero que no emergen hasta después que se corta la porción de tallo.
2.6.3 Importancia la propagación asexual
Para Weaver, (1976); en la propagación asexual las características heredadas del
progenitor pueden ser conservadas. En realidad la nueva planta es la continuación
del crecimiento y desarrollo del progenitor. Esta forma de reproducción tiene la
ventaja de reproducir exactamente el árbol del que tomamos el vástago, además se
obtienen árboles del mismo sexo que tiene la planta madre. (Robinsón, 2001)
De igual forma, con la reproducción asexual es posible evitar los periodos juveniles
largos o prolongados, ya que las plantas que se cultivan a partir de semilla pasan por
un periodo de desarrollo juvenil prolongado en el cual no ocurre floración, en cambio
mediante la propagación vegetativa se retiene la capacidad de floración evitando con
ello la fase juvenil. También se evita en gran medida las características morfológicas
inconvenientes (defectuosas) que posiblemente se tendrían al propagar por semilla.
Finalmente se puede decir que la gran razón para utilizar la reproducción vegetativa
especialmente en el género Polylepis por la baja viabilidad de la semilla y por
consiguiente el bajo porcentaje de geminación de la misma, lo cual determina una
reproducción sexual extremadamente baja (Robinsón 2001 citado por Hoyos 2004).

2.6.4 Métodos de propagación asexual
La forma de reproducción más común para el género Polylepis es por vía vegetativa,
es mediante la recolección de esquejes o estacas, un segundo método es utilizando
estacas convencionales y también es posible reproducirlas exitosamente por acodo,
(Huanca, 1993)
a) Acodo
Según Torrez, (1992); el acodado es un proceso en el cual las ramas, que aun
forman parte de la cepa, son motivadas a enraizar enterrándolas en el sudo una vez
enraizadas son separadas de la cepa y hechos plantones
La propagación por acodos, principalmente aérea es rápida y eficiente utilizando
tierra y estiércol o aserrín como substrato. También se puede emplear acodos
básales tipo aporque. Sin embargo la propagación por acodo es limitada y solo debe
usarse en pequeña escala (Pretell et.al, 1985).
b) Estacas
Se define "como una porción de rama que, separada de la planta madre y plantada
en condiciones adecuadas, emite raíces y brotes, dando lugar a una planta igual a
aquella de la que proviene”. (Rodríguez, 2000) La estaca es un fragmento de rama,
que sacado en el periodo invernal y enterrado parcialmente, es capaz de producir
una planta perfectamente igual a aquella de la cual procede. (Torrez, 1992)
Ipizia (2011) indica que en la propagación por estacas, se corta de la planta madre
una porción de tallo o raíz, después de lo cual esa porción se coloca en ciertas
condiciones ambientales favorables, induciendo a que se formen raíces y tallos,
obteniéndose con ello una planta nueva.
Dentro de las estacas existe una clasificación teniendo: estacas de madera dura,
estacas de madera semidura (siempre verdes) siendo el caso de la queñua, estacas
de hoja, de raíz, etc (Hartmann y Kester, 1999)

Generalmente se utiliza estacas lignificadas de 40 cm, repicadas en bolsas,
platabandas o terreno definitivo. Con un buen manejo este método da buenos
resultados sin embargo este método tiene algunos inconvenientes como: la
utilización de gran cantidad de material vegetal, en detrimento del rodal o árbol
padre, y el lento crecimiento de las plántulas, el cual varía entre 2 – 4 cm por año en
el vivero. (DFPA, 1991)
La propagación por estacas es ventajosa, ya que de unas cuantas plantas madres es
posible iniciar muchas plantas nuevas en un espacio limitado. Este método de
propagación vegetativa es económico, rápido, simple y no requiere técnicas
especiales como los injertos. La planta, por lo general, se reproduce exactamente sin
cambio genético.
Sin embargo, no siempre es recomendable reproducir las plantas totalmente por
estacas aunque sea posible. Siempre es necesario usar un patrón resistente a
alguna condición adversa del suelo, a organismos patógenos que viven en el terreno
(Ipizia 2011).
Se tiene información acerca de estacas convencional de Polylepis plantadas en
campo definitivo, sólo prenden en sitios con buenos suelos y humedad adecuada. El
tamaño recomendable de la estaca es de 30 cm de largo y 1,5 – 2 cm de diámetro
(Pretell, 1985) Se recomienda tomar estacas de ramas leñosas no muy viejas. Hay
poca información sobre el prendimiento.
2.6.5 Propagación vegetativa por esquejes
Torrez, (1992) citado por Hoyos (2004); afirma que bajo adecuadas condiciones
medio ambientales, un fragmento de un órgano vegetativo de la planta desarrollara
nuevas raíces y brotes llegando a constituirse en una nueva planta; estos se
denominan esquejes y es la forma más simple de reproducción.
El empleo de esquejes o ramillas llamadas también estacas apicales, es el método
confiable y recomendable para propagar el género Polylepis, para lograr buenos
resultados el esqueje debe tener por lo menos cinco raíces preformadas (especie de

chichones o protuberancias), las cuales se buscan debajo de la corteza inferior de la
rama, (Mendoza, 2010).
Ipizia (2011) indica que en nuestro medio son conocidas como ramillas terminales o
esquejes. Son obtenidas de especies leñosas siempre verdes. Las cuales deben ser
tomadas en periodo de inicio de lluvias. Su dimensiones varían entre 7 y 15 cm. de
largo, reteniendo las hojas de la parte superior. Si éstas fueran muy grandes deben
reducirse para evitar la pérdida de agua y permitir un menor espaciamiento en la
cama de cultivo. Con frecuencia se usan las puntas de las ramas, pero las partes
basales del tallo también enraízan. El corte basal se hace justamente debajo de un
nudo. Es recomendable obtener el material en las primeras horas de la mañana,
cuando los tallos están turgentes y mantenerlos envueltos en una tela húmeda. Se
deben proteger del sol todo el tiempo.
2.6.6 Ventajas de la propagación por esquejes
Robinson, (2001) citado por Hoyos (2004) coinciden en manifestar que esta forma de
propagación es la más adecuada para el género por las siguientes razones:
 Se obtiene porcentajes altos de prendimiento, cuando la técnica se aplica
correctamente.
 La extracción del material vegetal! (esquejes) no afecta a los árboles
"semilleros" en su normal desarrollo. Asimismo existe un menor riesgo de
entrada (al árbol) de patógenos por heridas de menor tamaño, que cuando se
propaga por estacas.
 La recolección y traslado del material vegetal (esquejes) al vivero no implica
grandes costos.
Hay muchas ventajas en cultivar material a partir de esquejes. En primer lugar, una
mayoría de especies son aptas para reproducirse por este sistema en un periodo de
tiempo razonablemente corto.

En la mayoría de los casos, además, los esquejes enraizados poseen las mismas
características de la planta madre; además, con este método creamos un sistema
radicular fibroso y, como consecuencia de ello, los plantones serán más fáciles de
trasplantar y las raíces más fáciles de podar.
Una de las pocas desventajas de este método es que a menos que se cuente con
esquejes relativamente gruesos, será necesario esperar cierto tiempo para obtener
una planta atractiva, aunque si bien es cierto este tiempo es más corto que al utilizar
semillas.
La propagación por esquejes es aconsejable para especies que normalmente no
producen semillas viables, o cuyas semillas pierden rápidamente su capacidad
germinativa. Una de dichas especies es queñua. (PDA, 1993)
2.6.7 Factores que influyen en la propagación por esquejes
Hoyos (2004) indica que en la propagación por esquejes depende de las
condiciones inherentes de los esquejes y de las condiciones ambientales durante el
periodo de formación de raíces.
Así Torrez, (1992); considera que la propagación por medio de esquejes depende de
la especie a propagar, el estado de diferenciación de tejidos del tallo predestinado a
formar raíces, el estado de nutrición del árbol.
Por otro lado la calidad del substrato, la humedad del mismo y la humedad relativa
del aire son factores claves para el enraizamiento, siendo este último uno de los
factores más decisivos.
a) Época de recolección
La recolección de esquejes se debe realizar poco después de iniciada la época de
lluvias, lo cual probablemente se debe a que la zona generatriz o cambium es más
activo cuando se tiene mayor humedad. (Soto, 1995)

Aguirre (1988) recomienda colectar esquejes para polylepis entre los meses de mayo
y septiembre para la propagación en vivero, mientras que para plantación directa en
el terreno definitivo se prefiere los meses de noviembre a febrero (época de lluvia),
que es cuando las raíces preformadas son más notorias entre los entrenudos. En
algunos lugares donde las condiciones de humedad son mejores es posible
recolectarlas durante todo el año.
Gallego, (2001); considera que el mejor periodo para efectuar la recolección
esquejes va desde la primavera hasta principios de verano Sí se opta por hacerla a
finales de verano u otoño cabe la posibilidad de que el esqueje no emita raíces, y en
algunos casos puede incluso morir la planta.
Para Hartmann y Kester, (1999); "la estación del año en que se recolectan estacas
apicales puede tener enorme influencia sobre los resultados obtenidos y puede ser la
clave para obtener un enraizamiento exitoso".
2.6.8 Selección del material vegetativo
Todos sabemos que para obtener un esqueje basta con sacar una rama de la planta
y plantarla, con este simple sistema algunos esquejes llegarían a enraizar, pero una
mayoría moriría en el intento cuidando algunas variables, el porcentaje de esquejes
enraizados será mucho mayor.
a) Características de las áreas de recolección
Las mejores áreas para la obtención de esquejes son las zonas húmedas como
orillas de los ríos, quebradas, etc., estas zonas por tener una humedad relativa más
alta, facilitan la presencia de raíces preformadas en los esquejes. (DFP A, 1991).
b) Selección de árboles madre
Hartmann y Kester, (1999); manifiestan que para la propagación por esquejes la
fuente u origen del material es de gran importancia y las plantas madres de las
cuales se obtengan dicho material, deben poseer las siguientes características:

o Estar libres de enfermedades y plagas
o Ser fieles al nombre y tipo.
o Mostrar un crecimiento vegetativo activo y una alta capacidad
regenerativa.
Además, se recomienda la recolección de los esquejes de árboles viejos, aislados y
en mayor cantidad de aquellos que estén ubicados en zonas húmedas. También es
necesario que los árboles madre tengan buenas características fenotípicas, fuste
recto, copa bien formada, sano, libre de plagas y enfermedades, etc. ( Soto, 1995).
La nutrición de la planta madre puede ejercer una fuerte influencia en el desarrollo de
las raíces. Factores internos, tales como el contenido de auxina, de co-factores de
enraizamiento y las reservas de carbohidratos pueden desde luego, influir en la
iniciación de las raíces como lo mencionan (Hartmann y Kester, 1999)
c) Presencia de raíces preformadas
Zamudio, (1990): recomienda que para la propagación de esquejes se debe
considerar la presencia de “chichones” que se dan preferentemente en los meses
lluviosos. No obstante en algunos lugares como Puno -- Perú, o Sajama - Bolivia, los
esquejes o ramillas apicales presentan escasas formaciones de chichones y muchas
veces no presentan ninguna. En este caso se recogen ramas con abundantes
ramillas y a partir de éstas se preparan estacas tipo talón que posibilitan éxitos
mayores a 60% de prendimiento.
d) Tipo de madera o rama seleccionada
Se sabe que en la composición bioquímica de un árbol como de una rama, existe
una marcada diferencia desde la base hasta el ápice. Esto explica que cuando se
toma esquejes de diferentes partes de la rama de un árbol, se observa variaciones
en la producción de raíces. (Aguirre1988)

Por esta razón Hoyos, (2004): recomienda que la extracción de esquejes se la realice
preferentemente de las ramas bajas por ser éstas las que tienen !as mayores
posibilidades de presentar raíces adventicias. Por otra parte los esquejes que
emergen de la rama principal se consideran de buena calidad, así también aquellos
que son tomados de la parte apical de las ramas.
Otros autores como Aguirre, (1988) y Zamudio, (1990); dicen que los esquejes están
en cualquier parte de la rama adulta, pero es recomendable recolectar aquellas que
se encuentran en la parte media de la rama y ésta rama a su vez debe encontrarse
en la parte media del árbol, en forma de ramillete con hojas verdes en la punta.
Es mejor recoger el material temprano por la mañana y mantenerlos siempre frescos
y turgentes, envolviéndolos en sobres manila o en bolsas de polietileno; puesto que
la exposición de los esquejes al sol aun por unos cuantos minutos causa serios
daños. Para el traslado de los esquejes, estos deben ser protegidos de los rayos
solares, ya sea sumergiéndolos en agua o embalados en materiales que eviten la
pérdida de humedad.
e) Características de un esqueje
De acuerdo a Hartmann y Kester, (1999); para la obtención de esquejes es de suma
importancia escoger el material adecuado de la planta madre, aunque éste varía
enormemente según la especie que se trate. Por lo tanto es necesario saber
reconocer las ramas adecuadas.
Así se tiene que el mejor material para esquejes tiene cierto grado de flexibilidad,
pero está lo suficientemente maduro para romperse cuando se dobla demasiado, en
cambio aquellas ramas tiernas, suaves, de crecimiento rápido no son convenientes,
ya que es probable que se deterioren antes de enraizar; como tampoco deben
recolectarse aquellos tallos viejos y leñosos, ya que enraízan con dificultad.
Extraídos algunos esquejes se procede a remover el ritidoma que recubre el tallo
para verificar la presencia de los chichones, una vez comprobada su presencia, no
será necesario repetir la operación en los demás esquejes.

e) Longitud y diámetro de Ios esquejes
Según Padilla, (1985) varios casos en propagación vegetativa de especies forestales
y muy poco se sabe del efecto de la longitud de las estacas (esqueje) para el
enraizamiento. No obstante la longitud de los esquejes varia generalmente entre 7 a
12 cm. de Iargo y el corte deberá ser limpio y sin rasgaduras y lo más cerca de la
rama principal (Hartmann y Kester, 1999 y Gallego, 2001).
Olivera, (1992) indica que el grosor del tallo de los esquejes debe ser el de una
lapicera, vale decir aproximadamente 1cm. de diámetro.
2.6.9 Tratamiento de las estacas o esquejes
a) Enraizamiento por remojo en agua
Mamani y Apaza (1993) en el Proyecto Arbolandino utilizaron remojo en agua para la
propagación vegetativa en el prendimiento de brotes de queñua, lo que resulta
accesible para las familias campesinas.
b) Enraizamiento por estratificación en arena
Raña (1994) citado por Condori (2006), indica que para el enraizamiento es mejor el
uso de arena de río, donde las estacas se estratifican húmedas, sueltas o reunidos
en paquetes, sin dejar espacios de aires que podrían ser perjudiciales.
Puede colocarse en posición vertical o ligeramente inclinada o invertida.
CESA (1989) citado por Callisaya (1999) indica que ensayos realizados en Budleja
incana han mostrado mejores prendimientos con estacas estratificadas en arena por
tres días.
Mendoza (2010) señala que para la estratificación en arena de esquejes de polylepis,
estos deben estar de manera inclinada y en estratos a una profundidad del suelo de
80 cm., donde debe estar con una adecuada humedad la arena siendo generalmente
de 40% y no sobrepasando este, además menciona que el tiempo de estratificación

es adecuado por 15 días y deben estar bien protegidos evitando que lleguen los
rayos solares pero con una adecuada temperatura.
Los esquejes a utilizarse deben tener solamente 2 a 3 hojas en la parte superior y
ningún brote para evitar así la deshidratación del mismo.
2.7 CONDICIONES AMBIENTALES PARA EL ENRAIZAMIENTO
Gallego, (2001); menciona que cuando se corta un esqueje y se lo pone a enraizar,
la ramita o esqueje sufre un shock terrible, esto debido a que se le corta el suministro
de agua y de alimentos provenientes de las raíces. Además las células del tallo
deben cambiar completamente su función; mientras el esqueje estaba unido a la
ahora, debe brotar raíces.
Aunque todas las células de la planta están preparadas para realizar cualquier
función, el proceso del cambio es duro y extenuante. Se debe lograr que este cambio
se produzca de la forma menos traumática para la planta de manera que retome su
crecimiento lo antes posible.
Por esta razón Hartmann y Kester (1999), mencionan que para tener éxito en lograr
el enraizamiento de esquejes, las condiciones ambientales requeridas son
temperaturas adecuadas, una atmósfera conducente a bajas pérdidas de agua, luz
amplia pero no excesiva y un medio de enraizamiento limpio, húmedo, aireado y bien
drenado.
2.7.1 Relaciones con el agua (Humedad)
Aunque la presencia de hojas en las estacas (esquejes) constituye un fuerte estímulo
para la iniciación de raíces, la pérdida de agua por las hojas puede reducir el
contenido de agua de las estacas a un nivel tal que ocasione su muerte antes de que
pueda efectuarse la formación de raíces. (Hartmann y Kester, 1999)
En las estacas se ha interrumpido la provisión natural de agua de las raíces a las
hojas; pero estas todavía transpiran; para reducir al mínimo la transpiración de las
hojas, se tiene algunos métodos: enraizar las estacas en un invernadero y mantener

un riego frecuente, esto mantiene una humedad ambiental elevada dentro de la
estructura.
De acuerdo a Gallego, (2001); el principal riesgo para los esquejes en los primeros
días es la deshidratación. No tienen raíces por lo que no pueden absorber agua ni
nutrientes. Para evitar que se deshidraten y mueran hay que situar los esquejes en
un lugar de humedad elevada (más de 90%).
2.7.2 Temperatura
De acuerdo a Hartmann y Kester, (1999); para el enraizamiento de estacas de la
mayoría de las especies son satisfactorias temperaturas diurnas de 21 a 27 ºC, con
temperaturas nocturnas de 15°C.
La temperatura del aire excesiva tiende a estimular el desarrollo de las yemas con
anticipación al desarrollo de las raíces y por lo tanto aumenta la pérdida de agua por
las hojas. Es importante que las raíces se desarrollen antes que el tallo.
La temperatura de los esquejes es otra variable decisiva en los índices de
supervivencia. Cuanto más estable y constante sea (día y noche) mejor. La
temperatura ideal sería 25º a 28°C en las raíces y tres o cuatro grados menos en
torno a las hojas, lo que minimiza la transpiración, y por lo tanto la deshidratación de
los esquejes según, (Gallego, 2001).
2.7.3 Luz
Según Hartmann y Kester. (1999) en todos los tipos de crecimiento y desarrollo de
las plantas, la luz es de importancia primordial como fuente de energía para la
fotosíntesis. En el enraizamiento de estacas (esquejes), los productos de la
fotosíntesis son importantes para la iniciación y crecimiento de las raíces.
También es importante mencionar que durante el proceso de enraizamiento los
esquejes no necesitan mucha luz. Basta con colocarlos en un rincón abrigado para
protegerlo del sol directo. (Gallego, 2001).

2.8 DESARROLLO ANATÓMICO DE LAS RAÍCES EN LAS ESTACAS
Ipizia (2011) señala que las raíces adventicias son aquellas que se originan de
cualquier otra parte de la planta diferente de las raíces, del embrión y sus ramas.
También menciona que las raíces adventicias son de dos tipos: raíces pre-formadas,
comúnmente llamadas chupones o chichones, como ocurre en la Queñua y el Aliso,
que se desarrollan en los tallos cuando todavía están adheridas a la planta madre,
pero que no emergen hasta después que se corta la porción de tallo. Las raíces de
lesiones se desarrollan o emergen sólo luego que se tiene el material de propagación
listo; es una respuesta al efecto de la lesión del corte como ocurre con el sauce, el
sauco, el álamo o el pajuro.
Los cambios que visiblemente se aprecian en el material a propagar son los
siguientes:
 Formación de raíces iníciales en ciertas células cercanas a los haces
vasculares, las que se han vuelto meristemáticas por diferenciación.
 Desarrollo posterior de estas raíces en primordios de raíces organizadas.
 Desarrollo y emergencia de estos primordios radicales y los tejidos conductores
del propio material a propagar.
Para Hartmann y Kester (1999), el proceso de desarrollo de las raíces adventicias
en las estacas de tallo puede dividirse en tres fases, las cuales se detallan más
adelante
2.8.1 Iniciación de los primordios de raíz
En muchas plantas su formación es después que se ha hecho la estaca, la misma
que en plantas herbáceas se inicia afuera y entre los haces vasculares, las que
dividiéndose forman grupos de células para constituir el primordio de raíz que se
conecta con el haz vascular adyacente. Al emerger del tallo, la raíz adventicia

generalmente tiene diferenciada una cofia y los sistemas de tejidos ordinarios de la
raíz, así como una conexión vascular completa.
2.8.2 Iníciales de raíces preformadas
En algunas plantas, las iníciales de raíz adventicias se forman durante el desarrollo
del tallo intacto y están presentes cuando se obtienen las estacas. Estas están
latentes hasta que son colocadas en condiciones ambientales favorables. Las
iníciales de raíz preformadas no es esencial para el enraíce.
2.8.3 Callo y emergencia de las nuevas raíces
En estacas colocadas en condiciones favorables, se forma un callo en su extremo
basal, como una masa irregular de células parenquimatosas en diversos estados de
lignificación que se originan de células de la región del cambium vascular y el floema
adyacente. Con frecuencia, las primeras raíces aparecen a través del callo,
conduciendo esto a la suposición de que la formación de callo es esencial para el
enraizado, sin embargo son independientes. El hecho de que con frecuencia ocurra
de manera simultánea se debe a su dependencia de condiciones internas y
ambientales análogas.
2.9 SUSTRATO
2.9.1 Suelo
La organización para las naciones unidas para la agricultura y alimentación (FAO
1986), considera el suelo como el medio para el crecimiento de las plantas, además
que ofrece soporte mecánico, abastece de agua, oxígeno y proporciona nutrientes.
Hartmann y Kester, (1999); manifiestan que el suelo está formado por materiales en
estado sólido, líquido y gaseoso, y para que las plantas tengan un crecimiento
satisfactorio tales materiales deben encontrarse en proporciones adecuadas.
La parte sólida está compuesta por formas orgánicas e inorgánicas. La parte
inorgánica está constituida por residuos de la roca madre, después de la

descomposición debida de ésta. La porción orgánica está constituida por organismos
vivos y organismos muertos, estos últimos en diferentes estados de descomposición
forman la materia orgánica. La porción líquida del suelo, está formada por agua, la
cual contiene en solución algunos minerales como el oxígeno y el dióxido de
carbono. Finalmente la parte gaseosa del suelo, es de suma importancia para el
crecimiento de las plantas, pues proporciona oxígeno a las raíces y a ciertos
microorganismos deseables.
2.9.2 Sustrato
Goitia (2000) citado por Condori (2006) señala que un sustrato es la mezcla de
distintos materiales utilizados en un vivero entre los que encontramos Tierra vegetal,
tierra negra, arenilla, lama, guano, compost y tierra de lugar y el sustrato que se
quiere utilizar debe contener un mayor número de nutrientes y una textura franco
limosa a franco arcillosa. En este sustrato las plántulas crecen y se desarrollan hasta
su establecimiento en plantación.
Estos difieren poco según cultivo y técnicas empleadas es previsible que se
empiecen a diferenciar diversas tipologías de sustratos para semilleros, para
enraizamiento de esquejes y para forestales. A medida que se desarrolla la planta, la
evapotranspiración aumenta; por ello es necesario que el sustrato proporcione un
suministro continuo de agua y elementos nutritivos, y de aeración suficiente al mismo
tiempo.
Es importante la facilidad del mecanismo del llenado de las bandejas de
multiplicación, además de la necesidad de que requiere un sustrato principalmente
fibroso. Por ello los sustratos para la multiplicación se suelen basar en mezclas de
turba y tierra (Collí 2005).
Chávez y Egoavil (1991) citados por Hoyos, (2004) indican que "el sustrato es la
tierra en la cual se crían o se desarrollan las plantas" y sus componentes pueden ser:

a) Tierra Componente básico que de acuerdo a las características puede
variar en el contenido nutritivo y las condiciones de drenaje cuando se
le agrega otros componentes.
b) Arena Componente que se utiliza para mejorar las condiciones de la
tierra, con la finalidad de tener un mejor enraizamiento, favorecer la
filtración de agua y evitar el endurecimiento del substrato.
c) Abono Sustancia de origen animal o vegetal que puede o no ser
agregado a la tierra o arena (substrato), esto para complementar los
elementos nutritivos necesarios para un buen desarrollo de las plantas.
d) Turba. La turba está formada por restos de vegetación acuática, de
pantanos o maristas, que han sido conservados debajo del agua en
estado de descomposición parcial, mencionado por Hartmann H. y
Kester D. (1999)
e) Cascarilla de Arroz. Mollitor 2004, manifiesta que como materiales
orgánicos se pueden emplear cortezas, chips de madera, compost de
diversos orígenes, fibras de coco y subproductos agroindustriales.
Sobre las características de la cascarilla como materia del sustrato
Calderón 2001, menciona que es un subproducto de la industria
molinera, que se produce ampliamente en las zonas arroceras y que
ofrece buenas propiedades para ser usado como sustrato brindando
características como la de guardar temperatura permitiendo acelerar el
proceso de germinación de semillas.
2.9.3 Propiedades requeridas en los sustratos o mezclas
Castañeda (1984) mencionado por Condori (2006) señala que hay medios y mezclas
que se usan y tienen propiedades en común, las cuales son esenciales para una
planta:
 Medio consistente y denso para que las estacas permanezcan en su lugar
durante el enraizado.

 Retentivo en humedad, que no necesite ser regado con demasiada frecuencia.
 Debe ser poroso, de modo que el exceso de agua se drene, permitiendo una
duración adecuada.
 Libre de hierbas, nematodos y patógenos.
 Debe tener un pH adecuado para que la estaca se pueda propagar.
2.9.4 Funciones del sustrato
Las planitas requieren continuamente agua para su crecimiento y para otros
procesos fisiológicos como la transpiración; dicha agua debe ser suministrado por
medio del sustrato en que se encuentran.
Las raíces de plantas están constituidas por tejidos vivos que necesitan gastar
energía para crecer y para los procesos fisiológicos. La energía par dichas
actividades fisiológicas es generada por la respiración aerobia, lo cual requiere un
suministro continuo de oxígeno. El producto de, esta respiración es CO2, el cual pude
acumularse en niveles tóxicos si no se dispersa en la atmosfera. Por consiguiente el
sustrato debe ser lo suficiente poroso como para proporcionar un cambio eficiente de
oxígeno y dióxido de carbono.
2.9.5 Medio de enraíce
Hartmann H. y Kester D. (1999) mencionan que las estacas de muchas especies de
plantas enraízan con facilidad en una gran diversidad de medios, pero en aquellas
que lo hacen con dificultad puede tener gran influencia el tipo de medio de enraíce
que se use no solamente en el porcentaje de estacas enraizadas sino también en el
sistema radicular formado.
De acuerdo a Hartmann y Kester, (1999); el medio de enraicé tiene tres funciones:
 Mantener a las estacas en su lugar durante el periodo de enraizamiento.
 Proporcionar humedad.

 Permitir la penetración del aire a la base de la estaca.
2.9.6 Desinfección del sustrato
Padilla y Ramos, (1998) mencionado por Hoyos (2004); recomiendan la desinfección
del sustrato, para evitar la proliferación de enfermedades, hongos y microorganismos
que puedan dañar las plántulas. En viveros grandes la desinfección se la realiza
utilizando productos químicos como el Formol al 40%, Bromuro de metilo, etc., pero
el manejo de los mismos requiere de manos expertas; no obstante también es
posible desinfectar con agua hervida, siendo éste un procedimiento menos costoso y
de fácil ejecución.
Arbolandino (1994), citado por Callisaya (1999) denota que para evitar la presencia
de larvas de insectos y hongos que puedan dañar a las plántulas recomienda hacer
una desinfección del sustrato que puede ser:
 Usando agua hirviendo, que se aplica 15 litros para 2 m2
de sustrato con una
regadera de ducha fina, 24 horas antes de la siembra; donde el éxito depende
de una buena distribución del agua en el substrato.
 Utilizando formaldehído (250 cm3 de formol al 10% disuelto en 15 litros de
agua), distribuido en 3 m2
de substrato, para protegerlo se debe usar un
plástico para evitar la evaporación de los gases. Después de 48 horas se
destapa y se comprueba que el olor penetrante del formol haya desaparecido.
2.10 BASES FISIOLÓGICAS EN LA FORMACIÓN DE RAÍCES
2.10.1 Auxinas
Hurtado y merino (1991), mencionan que las auxinas se sintetizan en el ápice de
crecimiento (ápice apical) y tejidos jóvenes (hojas y yemas).
Ipizia (2011) menciona que las auxinas de origen natural, intervienen en el
crecimiento del tallo, formación de raíces, inhibición de yemas laterales, en la caída
de hojas, frutos, y en la activación de las células del cambium. Las auxinas

intervienen en la división y diferenciación celular, y formación de raíces adventicias
que se forman de los tallos. Durante la formación de las raíces adventicias en tallos
tratados con auxinas, las células inicialmente se dividen en forma desorganizada
para dar lugar a una masa de tejido que se asemeja a un tumor y que recibe el
nombre de callo, para posteriormente formar los primordios radiculares.
En cuanto a la acción de las auxinas en la formación y el desarrollo de raíces, ésta
se efectúa en dos períodos básicos:
 Período de iniciación, donde se forman los meristemos.
 Período de elongación y crecimiento de la raíz, donde la punta de la raíz
crece hacia afuera a través de la corteza.
2.10.2 Auxinas naturales
Las auxinas existen en forma natural en las plantas, son productos elaborados en el
metabolismo vegetal. Los principales centros de síntesis de las auxinas son los
tejidos apicales meristemáticos de los órganos aéreos tales como los brotes en
eclosión, hojas jóvenes, pedúnculos en crecimiento, flores e inflorescencias y en
pequeñas cantidades se sintetiza en los meristemos de apicales de raíz (Maldonado,
1990).
2.10.3 Mecanismos de acción
Hartmann y Kester (1998), indican que la auxina inicia un mecanismo de acidificación
(liberación de protones), en la membrana citoplasmática; con la disminución del pH
se activan enzimas estos hidrolizan los componentes de la pared celular y se suelta
la pared; el potencial (debido a la presión) disminuye; entra agua, volumen celular
aumenta; la célula crece; aun no está claro como se inicia la bomba de protones;
también hay un efecto de la auxina sobre el metabolismo de ácidos nucleicos y
proteínas.

2.10.4 Transporte
Según Villarroel (1997), indica que las auxinas se dirigen desde el ápice a la base
pero no en sentido contrario, tanto en la raíz como en el tallo muchas de las
respuestas y correlaciones del crecimiento realizado por la auxina depende
precisamente de este carácter de su desplazamiento. A esto se debe que la auxina
producida por la yema apical de una rama puede desplazarse y afectar el crecimiento
de la misma.
La auxina es transportada por medio de un mecanismo dependiente de energía,
alejándose en forma basipétala desde el punto apical de la planta hacia su base, este
flujo de auxina reprime el desarrollo de brotes axilares laterales a lo largo del tallo,
manteniendo de esa forma la dominancia apical.
2.11 ENRAIZADORES NATURALES
Vilela (1999) citado por Reynel (2002) realizo el estudio del comportamiento de tres
activadores naturales en el prendimiento y enraizamiento de estacas de Algarrobo
Prosopis sp., encontrando máximos porcentajes de enraizamiento con un 54% a los
49 días, bajo un tratamiento con miel de abeja.
Condori (2006) menciona que en la aplicación de enraizadores naturales con extracto
de sauce en la propagación vegetativa de Arce (Acer negundo) dio mejores
resultados. Asimismo con la aplicación de agua de coco obtuvo un porcentaje de
prendimiento de 65%.
2.12 INVESTIGACIONES EN LA PROPAGACION DE QUEÑUA
Uno de los mayores problemas para la propagación de especies forestales nativas
por vía asexual es el poco conocimiento de las técnicas de propagación en vivero.
Respecto a otras investigaciones en la propagación vegetativa de queñua no se tiene
muchos estudios en nuestro país ya que recién en los últimos años se ha ido
tomando importancia a esta especie forestal Polylepis sp, pero se tiene las siguientes
investigaciones en nuestro país.

Hoyos (2004) realizo la propagación vegetativa de Polylepis tarapacana con la
aplicación de diferentes niveles de ANA (acidonaftalacetico) y el uso de tres
sustratos, en Oruro-Bolivia, donde obtuvo como promedio un porcentaje de
prendimiento de 55%.
Soto (1995), realizo la determinación de sustratos para el enraizamiento de esquejes
de queñua (Polylepis incana HBK) de tres procedencias, el cual fue desarrollado en
los viveros de Arbolandino-Perú.
Olivera (1992), investigo la propagación asexual de especies nativas en Polylepis
sp.en el vivero de la Candelaria (Cochabamba-Bolivia) a los cinco meses de la
evaluación obtuvo un 60% de prendimiento.
En donde se llegaron a realizar bastante investigación respecto a la propagación de
Polylepis sp fue en Ecuador, seguido por Perú, de los cuales se cita a algunos, como
ser.
Facundo (2010), realizo el “Enraizamiento de esquejes y estacas de Yagual
(Polylepis Racemosa) sometidos a cinco tipos de sustratos en la zona la Libertad
Provincia del Carchi”, llegando a obtener un 91,5% de promedio en prendimiento a
los 120 días.
León (2008), realizo la “Propagación de dos especies de yagual (Polylepis incana y
Polylepis racemosa), utilizando dos enraizadores orgánicos y dos enraizadores
químicos en el Vivero forestal del Crea en el cantón y provincia del Cañar” Tesis,
Escuela Superior técnica de Chimborazo, Facultad Recursos Naturales, Riobamba-
Ecuador, quien obtuvo un 93,2% y 45,7% de prendimiento a los 120 días del estudio.
Estos son algunas de las investigaciones encontradas en otros países, como se
puede aseverar tienen muy buenos resultados con la propagación vegetativa.

2.13 COSTOS DE PRODUCCIÓN
2.13.1 Costos
Se define costo como la suma de valores de los bienes y servicios insumidos en un
proceso productivo, estos valores se pueden expresar a través de gastos,
amortizaciones e intereses. (Bachtold, 1982). La contabilidad de costos es una fase
de la contabilidad general, por medio de la cual se registran, analizan e interpretan
los detalles de los costos de material, mano de obra y gastos indirectos necesarios
para producir un artículo (Aguilar et al., 1994).
2.13.2 Costos fijos
Es la suma de las erogaciones que se realizan en una empresa en forma constante y
de manera forzosa, independientemente del volumen de producción o de que no se
produzca; como ejemplo se tienen la renta del local, depreciación de la maquinaria,
depreciación del equipo e instalaciones, impuestos y cargas sociales de los
trabajadores y otros gastos. Cuando más se produzca más baja el costo de
producción de cada unidad ya que los costos fijos se repartirán entre mayor número
de unidades. (Bachtold et al., 1987).
2.13.3 Costos variables
Son costos que, si se aumenta la producción aumentan, y si se disminuye la
producción, disminuye; es decir varían según como varia el volumen producido los
costos que varían al variar la producción son: los costos de los insumos,
remuneración del personal eventual contratado (si es para aumentar la producción o
despido si se quiere disminuir la producción), impuestos y cargas sociales de los
trabajadores eventuales contratados o despedidos, costos de algunos servicios como
luz y agua empleados directamente con la producción (Martínez et al., 1986).

2.13.4 Depreciación
Define a la depreciación, como el monto que se deprecia un bien por año, en el que
intervienen los factores como, costo inicial, costo final (10% del costo inicial), vida
útil, seguros intereses, (Martínez et al., 1986).
2.13.5 Costo total
Es la suma de los costos fijos, variables y semi variables, es decir todos los costos
de los insumos para la producción (Bachtold, 1982). Es la suma de los costos fijos
totales más los costos variables totales (Salvatore, 1982).

3. METODOLOGÍA
3.1 UBICACIÓN DEL ESTUDIO
El presente trabajo se realizó en el vivero de la comunidad de Huancané, cantón
Huancané, del municipio de Batallas de la segunda sección de la Provincia Los
Andes del Departamento de La Paz (PDM, 2006).
3.1.1 Ubicación geográfica
Huancané se encuentra ubicado geográficamente entre los paralelos 16° 00’ y 16°
21’57’’ de Latitud Sur y 68° 13’ 15’’ y 68° 4’54’’ de Longitud Oeste y una altitud de
3800 msnm., a 65 km Nor oeste de la ciudad de La Paz y a 6 km de la población de
Batallas.
Fuente: Mapas Bolivia
Figura 3. Ubicación del municipio de Batallas.

Fuente: Mapas Bolivia
Figura 4. Ubicación del vivero de la comunidad de Huancané.

3.1.2 Características climáticas
Las características climáticas de la comunidad de Huancané presenta temperaturas
que oscilan entre - 4,3 a 16,6ºC a lo largo del año, con presencia de heladas, y una
media anual de 8ºC, con una precipitación pluvial de 480 mm con periodo de lluvias
de diciembre a febrero. El viento tiene dirección predominante del Norte a lo largo de
todo el año, las mayores velocidades se verifican en el periodo agosto-enero (8.2
Km./hora).Los mayores valores de humedad se verifican en el periodo de diciembre –
abril (periodo de lluvias con un porcentaje de 72.2%) y los valores de menor
humedad corresponden a los meses de junio y julio (46.4%).
3.2 MATERIALES
3.2.1 Material vegetativo
Para esta investigación se utilizaron 900 esquejes de queñua (Polylepis besseri) los
cuales se recolectaron de la comunidad de Tocopa, Provincia Manco Kapac, del
departamento de La Paz.
3.2.2 Herramientas y materiales
 Picota
 Pala
 Rastrillo
 Tijera de podar
 Carretilla
 Maderas
 Fierro
 Alambres
 Malla milimétrica
 Baldes
 Regla
 Flexo metro
 Nylon negro
 Regadera
 Manguera
 Formol
3.2.3 Materiales de gabinete
 Cámara fotográfica
 Libreta de campo
 Equipo de computación
 Tablero
 Papel
 Planillas para la toma de datos

METODOLOGIA
Preparación del sustrato y
desinfección
Determinación de áreas
de estudio.
ESTABLECIMIENTO DEL
EXPERIMENTO
Tratamiento de
estratificación
PREPARACIÓN DE
SUSTANCIAS ENRAIZADORAS Aplicación de
enraizadores
RECOLECCIÓN Y
SELECCIÓN DE ESQUEJES
Preparación del área de
enraizamiento
Labores culturales
Evaluación del
experimento
TRASPLANTE DE
LOS ESQUEJES
3.2.4 Sustrato
 Turba
 Cascarilla de arroz
 Arena corriente
 Arena
3.2.5 Sustancias enraizadoras
 Extracto de sauce ( 100 % pureza) - Agua (jugo) de coco ( 100 % pureza)
3.3 METODOLOGÍA

Establecimiento Elección del área de estudio del experimento
Para la evaluación del experimento se opto por una carpa de agrofilm de 250 micras,
debido a que se requiere temperaturas por encima de los 20ºC como lo recomienda
León (2008), el cual señala que una propagación de la queñua necesita
temperaturas ambiente de 30°C – 35°C.
Área de enraizamiento
El enraizado se lo realizo en platabandas de (6x1)m2
, donde cada unidad
experimental constaba de un espacio de 1m2
, cubiertas con mallas milimétricas todas
las platabandas, para evitar el exceso de radiación y mejorarla formación de brotes.
Donde se tuvo las siguientes dimensiones del área del experimento.
N° De platabandas : 3
Pasillos : 60 cm.
Largo de platabanda : 6 m.
Ancho de platabanda : 1 m.
Área de cada platabanda : 6 m2
Área total : 18 m2
Mendoza (2010), recomienda que para realizar el enraizamiento antes de la
introducción del sustrato se debe introducir5 cm. de arena corriente mas cascajo
para el drenaje y posteriormente colocarse el sustrato a una altura de 25 cm.
Para las platabandas lo que se llego a realizar primero fue la limpieza de los mismos
a una profundidad de 40 cm.
Sustratos
 Preparación del sustrato y desinfección
Los medios de enraizamiento se han preparado con arena, cascarilla de arroz y
turba, luego se realizó el desmenuzado y tamizado con el propósito de eliminar los
terrones de mayor tamaño y de conseguir una mezcla homogénea.

Posteriormente también se procedió a realizar una desinfección térmica, en el caso
de la cascarilla de arroz, y en la turba se hizo la desinfección con formol (a un 20%
de mezcla con agua) para evitar la contaminación de posibles enfermedades, lo cual
se realizó por recomendaciones de Mendoza, (2010).
Posteriormente se realizó la mezcla de cada sustrato en una relación como se tiene:
Sustrato 1: (2 carretillas de turba, 1 carretilla de arena, 1 carretilla de cascarilla)
Sustrato 2: (2 carretillas de turba, 2 carretillas de arena)
Sustrato 3: (2 carretillas de turba, 2 carretillas de cascarilla)
Luego se hizo la distribución del sustrato en las platabandas, colocando antes grava
y arena a una altura de 10 cm, posteriormente se coloco el sustrato establecido para
cada tratamiento y por último se armo la semi sombra por platabanda teniendo la
siguiente estructura como se tiene en la figura 4.
Figura 5. Componentes dentro la platabanda para la propagación de esquejes de
queñua Polylepis besseri.
Selección, recolección y tratamiento de los esquejes
Los esquejes se recolectaron de la comunidad de Tocopa, del Municipio de
Copacabana, en el cual se seleccionaron arboles madre, los cuales mostraron estar
en buenas condiciones sanitarias, además que reunían las características fenotípicas
Malla
milimétrica
(semi sombra)
10 cm.
25 cm.
Arena y
grava
Sustrato
45 cm.

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