Tesis de pregrado

1. DIAGNÓSTICO MEDIANTE TÉCNICA ELISA DE LOS VIRUS QUE AFECTAN
LOS CULTIVOS DE PLÁTANO Y BANANO (Musa sp.) EN EL EJE CAFETERO.
NATHALI LÓPEZ CARDONA
UNIVERSIDAD DE CALDAS
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
PROGRAMA AGRONOMÍA
MANIZALES
2009

2. DIAGNÓSTICO MEDIANTE TÉCNICA ELISA DE LOS VIRUS QUE AFECTAN
LOS CULTIVOS DE PLÁTANO Y BANANO (Musa sp.) EN EL EJE CAFETERO.
NATHALI LÓPEZ CARDONA
Trabajo de grado como requisito para optar al título de
INGENIERA AGRÓNOMA
PRESIDENTE
BERNARDO VILLEGAS ESTRADA
Ingeniero Agrónomo, M. Sc.
UNIVERSIDAD DE CALDAS
FACULTAD DE CIENCIAS AGROPECUARIAS
PROGRAMA AGRONOMÍA
MANIZALES
2009
2

3. Nota de aceptación:
__________________________________
__________________________________
__________________________________
__________________________________
_________________________________
______________________
__________________________________
Firma del presidente del jurado
__________________________________
Firma del jurado
___________________________________
Firma del jurado
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4. Dedicado a:
A Dios, por las personas que puso
en mí camino…
A mis padres, por su amor y apoyo
incondicional…
“Detrás de cada línea de llegada,
hay una de partida.
Detrás de cada logro, hay otro
desafío.
Si extrañas lo que hacías, vuelve a
hacerlo.
Sigue aunque todos esperen que
abandones.
No dejes que se apague la llama
que hay en ti”
Nathali.
4

5. AGRADECIMIENTOS
La autora expresa su agradecimiento a:
La Universidad de Caldas, Colciencias y a la Facultad de Ciencias Agropecuarias,
por la financiación de esta investigación.
Mi presidente de tesis Dr. Bernardo Villegas Estrada por todo su tiempo,
dedicación, colaboración y enseñanzas, sin los cuales no hubiese sido posible el
desarrollo y finalización de este trabajo.
A la Dra. Gloria Patricia Cañas de la Corporación para Investigaciones Biológicas
de Medellín, por todos sus aportes, colaboración y entrenamiento en pruebas
ELISA.
A la ingeniera agrónoma Carolina Gonzales por su valioso apoyo en la toma de
datos y análisis de la información.
5

6. RESUMEN
Debido a que los cultivos de plátano y banano son importantes socio-
económicamente como productos de exportación, componentes básicos de la
alimentación de los colombianos y como fuente de trabajo, se realizó un estudio
orientado a identificar mediante la técnica ELISA, los virus que actualmente
afectan su producción en el eje cafetero. Se hace un llamado de alerta sobre el
riesgo actual que para los productores de estos cultivos significa la presencia del
virus del mosaico del banano (Cucumber mosaic Cucumovirus, CMV) y el virus
del rayado del banano (Banana streak Badnavirus, BSV). Las pruebas ELISA
confirmaron que la enfermedad del mosaico de las brácteas (Banana bract mosaic
Potyvirus, BBrMV) no se encuentra afectando los cultivos de plátano y banano en
la zona cafetera. Actualmente existe mayor presencia del virus BSV en los
departamentos de Quindío y Caldas. En el departamento de Risaralda se
presentó con mayor frecuencia el virus CMV. El CMV fue altamente perjudicial
para la producción de plátano “Dominico Hartón” induciendo el 62% de
disminución en la producción. Plantas afectadas por el BSV mostraron síntomas
menos severos a los ocasionados por el CMV induciendo una disminución de la
producción de 35%.
Palabras clave: Cucumovirus, Badnavirus, ELISA, incidencia, plátano, banano.
6

7. TABLA DE CONTENIDO
Pág.
INTRODUCCIÓN 11
1. OBJETIVOS 13
1.1 General 13
1.2 Específicos 13
2. REVISIÓN DE LITERATURA 14
2.1 El cultivo de plátano y banano 14
2.2 Enfermedades virales que afectan los cultivos
de plátano y banano 14
2.2.1 Virus del rayado del banano (Banana Streak Badnavirus, BSV) 16
2.2.1.1 Clasificación taxonómica 16
2.2.1.2 Descripción morfológica 16
2.2.1.3 Distribución 17
2.2.1.4 Hospedantes y transmisión 17
2.2.1.5 Síntomas 18
2.2.2 Virus del mosaico del banano (Cucumber Mosaic Cucumovirus, CMV) 18
2.2.2.1 Clasificación taxonómica 18
2.2.2.2 Descripción morfológica 18
2.2.2.3 Distribución 19
2.2.2.4 Hospedantes y transmisión 19
2.2.2.5 Síntomas 20
2.2.3 Virus del mosaico suave del banano
(Banana mild mosaic Foveavirus ?, BanMMV) 20
2.2.3.1 Clasificación taxonómica 20
2.2.3.2 Descripción morfológica 21
2.2.3.3 Distribución 21
2.2.3.4 Hospedantes y transmisión 21
2.2.3.5 Síntomas 21
7

8. 2.2.4 Virus del mosaico de las brácteas del banano
(Banana bract mosaic Potyvirus, BBrMV) 22
2.2.4.1 Clasificación taxonómica 22
2.2.4.2 Descripción morfológica 22
2.2.4.3 Distribución 23
2.2.4.4 Hospedantes y transmisión 23
2.2.4.5 Síntomas 24
2.3 Características de la prueba ELISA 24
3. MATERIALES Y MÉTODOS 26
3.1 Localización 26
3.2 Muestreo 26
3.3 Diagnóstico 27
3.3.1 Elisa de doble Anticuerpo (DAS-ELISA) 27
3.3.1.1 Procedimiento 27
3.3.1.2 Recubrimiento de placas con anticuerpo (I) 28
3.3.1.3 Adición del antígeno (II) 28
3.3.1.4 Adición del conjugado enzimático (III) 28
3.3.1.5 Adición del substrato (IV) 29
3.3.1.6 Lectura de resultados (V) 29
3.3.1.6.1 Colorimétricos 29
3.3.1.6.2 Espectrofotométrico 29
3.3.2 Elisa de Triple Anticuerpo (TAS-ELISA) 30
3.3.2.1 Procedimiento 30
3.3.2.2 Recubrimiento de placas con anticuerpo 30
3.3.2.3 Adición de la solución de bloqueo 30
3.3.2.4 Adición del antígeno 31
3.3.2.5 Adición del anticuerpo monoclonal (MAb) 31
3.3.2.6 Adición del anticuerpo conjugado marcado
con la enzima (RAM-AP) 31
3.3.2.7 Adición del substrato 31
3.3.2.8 Lectura de resultados 32
3.4 Determinación de la importancia de los virus 32
3.4.1 Cálculo de la incidencia 32
3.4.2 Análisis de pérdidas en la producción 33
4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN 34
4.1 Determinación de la incidencia del virus BSV 34
8

9. 4.2 Determinación de la incidencia del virus CMV 37
4.3 Determinación de la incidencia del virus BBrMV 40
4.4 Determinación del complejo BSV – CMV 40
4.6 Consideraciones sobre el manejo del virus BSV 42
4.6 Consideraciones sobre el manejo del virus CMV 44
4.7 Análisis de pérdidas en la producción de plátano 46
5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES 49
6. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS 51
7. ANEXOS 58
9

10. ÍNDICE DE FIGURAS Pág.
Figura 1. Partículas virales del BSV 16
Figura 2. Partículas virales del CMV 19
Figura 3. Partículas virales del BBrMV 22
Figura 4. Diagrama de los pasos de la prueba DAS-ELISA 29
Figura 5. Diagrama de los pasos de la prueba TAS-ELISA 32
Figura 6. Incidencia del virus BSV en las localidades evaluadas 34
Figura 7. Síntomas causados por el BSV 36
Figura 8. Incidencia del virus CMV en las localidades evaluadas 37
Figura 9. Síntomas causados por el CMV 39
Figura 10. Síntomas causados por el complejo BSV y CMV 41
Figura 11. Desinfestación de medialuna con un producto a base de yodo 45
Figura 12. Racimo pequeño en planta sintomática para BSV 48
Figura 13. Peso promedio del racimo en plantas sanas,
plantas con CMV y plantas con BSV 49
10

11. INTRODUCCIÓN
El banano (Musa acuminata Colla) actualmente, es la fruta fresca de mayor
comercialización en el mercado mundial y para la mayoría de los países
productores genera una excelente fuente de empleo y el principal producto de
exportación. El plátano (Musa balbisiana Colla) no sólo representa el principal
alimento de la población, al ser una rica fuente de carbohidratos, sino también
como cultivo de subsistencia de numerosas familias, ya que se constituye en la
base fundamental de su economía.
El plátano es uno de los cultivos más importantes en la Zona Cafetera
Colombiana, muy importante en la seguridad alimentaria de sus habitantes, dónde
se cultivan alrededor de 260.000 ha., de las 400.000 ha que se siembran en
Colombia, aportando el 70% de la producción nacional, cubriendo 86% del
consumo interno y atendiendo el naciente mercado de exportación (Castrillón,
2001., citado por Martínez, 2005). En Colombia, se cultivan aproximadamente
48.000 ha en banano Cavendish para exportación, y es el segundo país
exportador de banano en Sur América, después de Ecuador (Belalcázar et al.,
1998 citado por Alarcón et al., 2005).
Entre los principales causantes de pérdidas importantes en los cultivos de banano
y plátano se encuentran las enfermedades causadas por virus. En el ámbito
mundial se han reportado cuatro virus afectando los cultivos de banano y plátano:
el virus del mosaico del pepino (Cucumber mosaic Cucumovirus, CMV), el virus
del rayado del banano (Banana streak Badnavirus, BSV), el virus del mosaico de
las brácteas (Banana bract mosaic Potyvirus, BBrMV), el virus del arrepollamiento
del cogollo del banano (Banana bunchy top Babuvirus, BBTV, además de la
posible presencia de un Potyvirus asociado al BSV en plantaciones en el Caribe
(Morales y Rivera, 1999).
11

12. Debido a que los virus pueden desarrollar síntomas muy variados en las plantas,
algunas veces estacionales, se han dificultado enormemente las labores de
identificación y eliminación de las plantas en el campo, existen registros en la
literatura en donde se menciona el riesgo y la importancia económica de varios de
los virus que afectan este cultivo (Jones, 2002; Lockhart, 2002; Teycheney et al.,
2002) pero en Colombia y en especial en la zona cafetera, es muy limitada la
información disponible sobre el efecto de las enfermedades causadas por virus
sobre la rentabilidad del cultivo; es así como en el listado de plagas de mayor
importancia económica (Merchán, 2002) no se registra la problemática de los virus
y su relación con el estado fitosanitario de los cultivos de plátano y banano en el
departamento de Caldas. En igual forma, Aranzazu (2002), en su propuesta de
producción de semilla para atender la demanda de semilla de plátano no
menciona la importancia de seleccionar material libre de enfermedades
(certificado) y en especial plantas libres de virus.
Actualmente en Colombia, el movimiento por todo el país de materiales de
propagación de plátano y banano no certificado, está ocasionando
inadvertidamente la diseminación de virus debido a la falta de información sobre
la importancia económica de las enfermedades causadas y de estudios de
muestreo y diagnóstico efectivos.
Es por este motivo que se hace necesario analizar la situación actual de las
enfermedades virales que afectan los cultivos de plátano y banano en el eje
cafetero, ya que esta región se ha convertido en una de las principales regiones
productoras en el país.
12

13. 1. OBJETIVOS
1.1 OBJETIVO GENERAL
• Identificar los virus que están afectando los cultivos de plátano y banano en
el eje cafetero.
1.2 OBJETIVOS ESPECÍFICOS
• Determinar la incidencia de los virus que están afectando los cultivos de
plátano y banano en el eje cafetero.
• Definir la importancia económica de los virus que se reporten.
• Definir aspectos de manejo para los virus que se identifiquen.
13

14. 2. REVISIÓN DE LITERATURA
2.1 El cultivo de plátano y banano
El plátano y el banano son frutas tropicales muy importantes en el ámbito mundial,
ya que son un alimento básico para millones de personas de escasos recursos por
ser una valiosa fuente de carbohidratos; recientemente el plátano se ha convertido
en un producto de exportación a gran escala (Cuello et al., 2004; Swennen et al.,
1995). En el ámbito mundial estos cultivos representan el cuarto producto
alimenticio más importante, y su exportación genera altos ingresos y una buena
fuente de empleos.
En Colombia se siembran aproximadamente 450.000 ha de plátano (Arenas et al.,
2005) que generan una producción de más de 2.5 millones de toneladas anuales,
con una participación en el producto interno bruto agropecuario del orden del 3.4%
y un consumo per capita de 160 Kg/persona/año en las zonas rurales cafeteras y
de 64 y 32 Kg/persona/año en la zonas urbanas nacionales (Cuello et al., 2004).
Actualmente cerca de un 4% de la producción nacional de plátano se destina al
mercado de exportación, el restante se destina para el consumo interno en fresco
y una muy pequeña proporción, menos del 1%, se destina como materia prima
para la agroindustria nacional (Martínez y Peña, 2006).
2.2 Enfermedades virales que afectan los cultivos de
plátano y banano
Los cultivos de plátano y banano, son afectados por numerosas enfermedades
provocadas por hongos, bacterias, virus, y nemátodos, las cuales constituyen el
principal agente limitante para su producción. Los países productores invierten
considerables sumas de dinero en investigación, transferencia tecnológica y
14

15. control de enfermedades, ya que éstas disminuyen el número, peso y calidad de
los frutos, además de constituir fuentes de inóculo para futuras plantaciones.
Las enfermedades causadas por virus son uno de los factores responsables de las
pérdidas en producción y el deterioro de la calidad de estos cultivos en Colombia
(Alarcón et al., 2005; Martínez, 2002 y Martínez; 2005). Su presencia se está
convirtiendo en un serio limitante para el movimiento de materiales de una región
a otra (Lockhart, 2002).
La distribución de estas enfermedades se ha visto favorecida por la falta de control
en las plantas utilizadas para el establecimiento de estos cultivos. Se ha
observado un aumento en la severidad y frecuencia de síntomas asociados a
enfermedades virales en plantas madre, lo que hace indispensable su evaluación
y el inicio de programas para la producción de plantas sanas, para lo cual es
necesario un programa adecuado de indexación (Martínez, 2005).
Las enfermedades virales detectadas en Colombia corresponden a las causadas
por los virus: virus del rayado del banano, Banana Streak Badnavirus (BSV), virus
del mosaico del pepino, Cucumber Mosaic Cucumovirus (CMV), (Alarcón et al.,
2005; Martínez, 2005) y virus del mosaico suave del banano, Banana mild mosaic
Foveavirus (BanMMV) (Reichel et al., 2003.). Observaciones realizadas por
Belalcázar y otros en 1998, indican la posibilidad de aparición del virus del
mosaico de las brácteas del banano (Banana bract Mosaic Potyvirus, BBrMV)
afectando al cultivo de plátano, pero hasta ahora no se ha comprobado su
presencia.
En la zona cafetera se ha registrado la presencia del virus del mosaico del
banano y el virus del rayado del banano (Alarcón et al. 2002; Martínez, 2002
citado por Martínez, 2005).
15

16. 2.2.1 Virus del rayado del banano
(Banana Streak Badnavirus, BSV)
2.2.1.1 Clasificación taxonómica
El BSV es un pararetrovirus, del género Badnavirus, actualmente clasificado en la
familia Caulimoviridae; está serológicamente relacionado con el virus baciliforme
de la caña de azúcar (Sugarcane bacilliform Badnavirus, ScBV).
2.2.1.2 Descripción morfológica
Presenta partículas baciliformes de 130-150 x 30nm conformadas de un genoma
de doble cadena circular de ADN (figura 1.) (Harper y Hull, 1998; Daniells et al.,
2001 citados por Garrido et al., 2005).
Fuente: http://www.agnet.org/images/library/tb143f7.jpg
Figura 1. Partículas virales del BSV.
16

17. 2.2.1.3 Distribución
Se describió por primera vez en África en 1968, donde las pérdidas en producción
fueron de 90% y fue identificado por Lockhart en 1986. Actualmente el virus ésta
diseminado en todo el mundo, ha sido reportado en Australia, Asia, Centro y Sur
América. En Colombia fue detectado por primera vez por Reichel et al. 1996 en la
localidad de Andes (Antioquia) afectando plantas de Dominico-Hartón (Musa AAB
Simmonds).
2.2.1.4 Hospedantes y transmisión
El BSV es transmitido de manera semipersistente (no circulativa) por
pseudocóccidos o escamas: Planococcus citri Russo y Saccharicoccus sacchari
Ckll (Hemiptera: Pseudococcidae) (Van Regenmortel et al., 2000).
Sin embargo, la forma principal de diseminación es por propagación de material
vegetativo infectado, especialmente los hijuelos. El BSV no ha sido transmitido a
plantas del género Musa a través de inoculación mecánica; no obstante, existen
evidencias de su transmisión a través de semilla de Musa AAB.
El BSV puede ser controlado con la eliminación de las plantas infectadas y la
utilización para la siembra de plantas libres del virus. El BSV es llevado en plantas
propagadas in vitro pues no es eliminado con el cultivo de meristemos
(Martínez, 2002).
Uno de los mayores retos del manejo, tiene que ver con que el virus puede
integrarse al genoma de la planta y se pueden recombinar fragmentos de genoma
para producir un virus episomal lo cual impone una seria restricción en cuanto a la
utilización de técnicas serológicas y moleculares para su detección en
germoplasma de Musa. (Lockhart et al., 1993; citado por Figueiredo et al., 2006).
17

18. 2.2.1.5 Síntomas
Este Badnavirus causa problemas severos en el cultivo de banano y plátano,
reduciendo los rendimientos, restringiendo el mejoramiento de plantas y el
movimiento de germoplasma (Garrido et al., 2005.) Las plantas afectadas por el
BSV presentan un rayado alternado entre clorótico y necrótico en las hojas,
enanismo y frutos distorsionados, aunque el principal problema es que se ha
observado de forma episomal en la mayoría de los híbridos que llevan el genoma
de Musa balbisiana (Teycheney et al., 2002).
2.2.2 Virus del mosaico del banano
(Cucumber Mosaic Cucumovirus, CMV)
2.2.2.1 Clasificación taxonómica
El virus pertenece al género Cucumovirus, familia: Bromoviridae
(Stover, 1972; citado por Martínez, 2002).
2.2.2.2 Descripción morfológica
El virus tiene una cadena sencilla de ARN en partículas isométricas de 29 nm de
diámetro, de apariencia redondeada y sin un arreglo conspicuo de capsómeros
(figura 2) (Martínez, 2002).
18

19. Fuente: http://www.ncbi.nlm.nih.gov/ICTVdb/WIntkey/Images/cucumsv.jpg
Figura 2. Partículas virales del CMV
2.2.2.3 Distribución
La enfermedad se describió por primera vez en banano en Australia por Magee
en 1950 y en Colombia se reportó por primera vez en 1916 por Dolittle y Jagger
(Belalcázar et al., 1998). La enfermedad está presente en todos los principales
países productores de plátano y banano sin ocasionar graves pérdidas
económicas, pero en Marruecos y China han reportado pérdidas hasta de 100%
en cultivos de plátano afectados por la enfermedad del mosaico del banano
(Belalcázar et al., 1998).
2.2.2.4 Hospedantes y transmisión
El ámbito de hospedantes naturales del CMV incluye cerca de 800 especies de
plantas, entre las cuales se mencionan pepino, tomate de mesa, remolacha,
crucíferas, zanahoria, fríjol, entre otros; Entre las arvenses se han reportado
Quenopodium quinoa, Amaranthus sp. , Capsella bursa – pastoris, Crotalaria sp.,
entre otras (Alarcón, 2004).
19

20. El CMV se transmite mecánicamente y de manera no persistente por varias
especies de áfidos. Los dos más comunes son el pulgón del algodón Aphis
gossypii, y el pulgón del maíz Rhopalosiphum maidis. También se han identificado
como vectores Myzus persicae, Macrosiphum pisi y Rhopalosiphum prunifoliae. El
papel del pulgón del banano Pentalonia nigronervosa, está en controversia.
Algunos investigadores han registrado su transmisión mientras otros presentan
resultados negativos (Magnave y Valmayor, 1995)
2.2.2.5 Síntomas
Sus síntomas se caracterizan por presentar clorosis intervenal muy definida,
enanismo, baja producción y en casos severos, pudrición de la hoja cigarro y del
cilindro central (Lockhart, 2002).
Los daños ocasionados a lo largo del pseudotallo se manifiestan como manchas
oscuras, que se pueden extender al peciolo y a la base de la nervadura central
(Castaño et al., 1995). Internamente hay pudrición acuosa y los racimos afectados
presentan distorsión y manchado de la cáscara, e incluso, pudrición de la pulpa en
casos severos (Castaño et al., 1995).
2.2.3 Virus del mosaico suave del banano
(Banana mild mosaic, BanMMV)
2.2.3.1 Clasificación taxonómica
El virus del mosaico suave es un nuevo virus reconocido de partículas flexuosas,
los estudios sugieren que está filogenéticamente relacionado con Potex- Carla- y
Foveavirus pero es también distinto a todos estos géneros, por lo que actualmente
no se ha clasificado oficialmente (Gambley y Thomas, 2001).
20

21. 2.2.3.2 Descripción morfológica
Las partículas son flexuosas filamentosas de alrededor de 580 x 14 nm
(Gambley y Thomas, 2001).
2.2.3.3 Distribución
Actualmente ha sido detectado en África, América, Sureste de Asia, y Australia
(Lockhart, 1995: Thomas et al., 2000; citado por Hughes y Odu, 2003). Puede
afectar plantaciones de plátano y banano en todo el mundo, produciendo leves o
ningún síntoma visible, no ha sido registrado produciendo pérdidas económicas
(Loebenstein, 2004). En Colombia fue detectado por Reichel (2001) afectando
plátano cv. Dominico Hartón.
2.2.3.4 Hospedantes y transmisión
El virus se ha diseminado mundialmente a través de movimiento internacional de
germoplasma de Musa (Iskra-Caruana, Pietersen, sin publicar; citado por
Pietersen y Thomas, s.f).
2.2.3.5 Síntomas
Los síntomas causados por BanMMV parecen ser variables, en la mayoría de los
casos y cultivares, las infecciones son asintomáticas. En el cv. Ducasse, las hojas
jóvenes muestrasn un suave mosaico clorótico pero las demás hojas son
asintomáticas. Rayas anchas cloróticas o finas plateadas han sido observadas
cuando el BanMMV ataca en complejo con el CMV. (Thomas et al, 2001; citado
por Loebenstein, 2004).
21

22. El virus no ha sido asociado con una enfermedad específica del banano, pero
estudios recientes sugieren, que el virus puede incrementar la severidad de
síntomas del BSV cuando se encuentran asociados (Tushmereirwe et al., 1996;
citado por Pietersen y Thomas, s.f). El impacto económico de la enfermedad
actualmente se desconoce en el mundo.
2.2.4 Virus del mosaico de las brácteas del banano
(Banana bract mosaic Potyvirus, BBrMV)
2.2.4.1 Clasificación taxonómica
El virus pertenece al género Potyvirus, familia: Potyviridade. (ICTVdB, 2006)
2.2.4.2 Descripción morfológica
El virus posee cadena sencilla de ARN con genoma monopartita y en forma de
varilla flexuosa de 750 nm de longitud (Figura 3.) (ICTVdB, 2006)
Fuente: http://image.fs.uidaho.edu/vide/images/a1.jpg
Figura 3. Partículas virales del BBrMV.
22

23. 2.2.4.3 Distribución
La enfermedad del virus del mosaico de las brácteas del banano (fue reportada
por primera vez en Filipinas por Thomas y Magnaye en 1996 y al parecer esta
diseminada actualmente en todas las zonas productoras de banano y plátano de
Centro y Sur América (ICTVdB, 2006); las pérdidas en el rendimiento se alrededor
del 40% en Filipinas, reportadas en las variedades Cardaba y Lakatan (Magnaye,
1994; citado por Pietersen y Thomas, s.f).
Recientemente el virus ha sido detectado en India, Tailandia y Vietnam en algunas
plantas con síntomas similares a los inducidos por el CMV (Rodoni et al., 1999)
A finales de 1997 en Colombia, Belalcázar et al. descubrieron la presencia de
partículas de BSV asociadas a partículas virales alargadas y flexuosas en
muestras provenientes de una planta var. Dominico-Hartón, las cuales sugieren
una posible incidencia del virus del mosaico de las brácteas en plantaciones
colombianas y la cuál no se ha reportado aún en el país (Belalcázar et al., 1998).
2.2.4.4 Hospedantes y transmisión
El virus es transmitido en forma no persistente por diferentes especies de
pulgones, incluidos Rhopalosiphum maidis, Aphis gossypii y Pentalonia
nigronervosa (Magnave y Valmayor, 1995). La transmisión mecánica no se ha
logrado, se transmite por material de siembra vegetativo infectado y por plántulas
micropropagas (Rodoni, 1997).
Las medidas de control son similares a las de otras enfermedades causadas por
virus. Requiere una detección temprana y la erradicación inmediata de las plantas
enfermas. En el establecimiento de nuevas siembras se debe utilizar solo material
libre de virus (Magnave y Valmayor, 1995).
23

24. 2.2.4.5 Síntomas
El nombre de la enfermedad se deriva de la decoloración y rayas cloróticas muy
claras que se desarrollan en las brácteas del botón masculino. Los síntomas
iniciales tienen la apariencia de rayas irregulares de color verdoso a café
esparcidas a lo largo de los pecíolos (Martínez, 2002).
A medida que la enfermedad progresa, se presenta una decoloración similar, que
se hace muy definida en las brácteas de la inflorescencia masculina, el racimo y
aún en los frutos. Un síntoma diagnóstico son las rayas ahusadas que se
encuentran en el pseudotallo después de retirar las hojas secas que lo cubren. El
Mosaico de las brácteas del banano es causado por un virus filamentos que
pertenece al género Potyvirus (Martínez, 2002).
2.3 CARACTERÍSTICAS DE LA PRUEBA ELISA
Son varias las metodologías descritas que han sido utilizadas para el diagnóstico
de virus que afectan los cultivos de plátano y banano, las más comúnmente
usadas han sido las metodologías serológicas como la prueba de ELISA
(Diekmann y Putter, 1996).
ELISA, sigla de "Enzyme-linked immunosorbent assay", que significa “ensayo
inmunoenzimático ligado a enzimas", se basa en el uso de anticuerpos marcados
con una enzima, de forma que los conjugados resultantes tengan actividad tanto
inmunológica como enzimática. Al estar el anticuerpo marcado con una enzima e
insolubilizado sobre un soporte (inmunosorbente), la reacción antígeno-anticuerpo
quedará inmovilizada, y por lo tanto, podrá fácilmente ser revelada mediante la
adición de un substrato específico que al actuar con la enzima producirá un color
observable a simple vista ó cuantificable mediante el uso de un espectrofotómetro
o colorímetro (Salazar, 1995).
24

25. El uso de ésta técnica en la detección de virus en plantas, fue descrito por Clark y
Adams (1977) y desde entonces, se ha popularizado como el método de mayor
aplicabilidad y simplicidad para la detección de patógenos virales en plantas.
La técnica DAS-ELISA (Double Antibody Sandwich-Enzyme Linked
Immunosorbent Assay), utiliza doble anticuerpo para reaccionar con el antígeno
(partículas virales en este caso), mientras, La técnica TAS-ELISA (Triple Antibody
Sandwich-Enzyme Linked Immunosorbent Assay) ó Triple anticuerpo tipo
sanduche es más sensible en comparación con la técnica DAS-ELISA, ya que se
emplean tres capas de anticuerpo para reaccionar con el antígeno y requiere más
tiempo que la técnica DAS-ELISA.
25

26. 3. MATERIALES Y MÉTODOS
3.1 Localización
Se realizó un muestreo en las zonas más productoras de plátano y banano de los
tres departamentos del eje cafetero según los diferentes síntomas vistos en campo
para determinar mediante pruebas comerciales de ELISA, los virus que pueden
estar presentes en la zona. Se muestrearon plantas sintomáticas y asintomáticas
de cultivos comerciales de plátano y banano de Caldas, Quindío y Risaralda, para
un total de 10 fincas por departamento y 5 a 7 muestras por finca para un total de
184 muestras. Adicionalmente, se muestreó el 20% de la población de cada uno
de los 6 materiales de plátano y banano utilizados para investigación en la granja
experimental Montelindo de la Universidad de Caldas, municipio de Palestina
(Caldas), vereda Santágueda, latitud 5° 05’ N, long itud 75° 40’ O. La granja se
encuentra a 1010 msnm, con una temperatura promedio de 23° precipitación
C,
anual de 1800 mm y humedad relativa de 76%.
3.2 Muestreo
En ambos casos, los muestreos se realizaron en plantas sintomáticas (mosaicos,
rayados, deformación o enrollamiento de las hojas y/o clorosis, achaparramientos,
descalcetamientos, etc) y en plantas asintomáticas.
El muestreo para recolección de material vegetal de plátano y banano en las
fincas de los departamentos de Quindío, Risaralda y Caldas, se hizo con base en
la información obtenida a través de entidades como Musáceas del Quindío,
UMATA del municipio de La Tebaida-Quindío, ICA regional Risaralda, Secretaria
de Agricultura de Caldas, asistentes técnicos y propietarios de fincas de cultivos
de plátano y banano de la región. Los materiales muestreados fueron: África,
Dominico Hartón, Calcuta 4, FHIA 20, FHIA 21 y Banano Gross Michel.
26

27. Se visitaron 30 fincas cultivadas en plátano o banano, cuya información se
encuentra detallada en el anexo 1.
De las plantas muestreadas, se tomaron porciones al azar de la lámina foliar con o
sin sintomatología y se empacaron en bolsas de papel tamaño oficio, se marcaron
con fecha, lugar de procedencia, nombre de la finca, variedad, lote, número de
muestra y síntomas; fueron enviadas a la Corporación para Investigaciones
Biológicas-CIB en Medellín y allí se almacenaron a -70° hasta la evaluación
C
mediante las técnicas de DAS-ELISA y TAS-ELISA.
3.3 Diagnóstico
En la CIB y en el laboratorio de Fitopatología de la Universidad de Caldas, se
utilizaron 22 placas de microtitulación de 96 pozos cada una para realizar las
pruebas de DAS-ELISA (Agdia-Elkhart, Indiana) y TAS-ELISA (DSMZ, Alemania),
para un total de 2112 pruebas con el fin de detectar la presencia de los virus
CMV, BSV y BBrMV. Estas técnicas no se aplicaron para el virus BanMMV debido
a que no hay una prueba comercial para dicho virus.
3.3.1 Elisa de doble Anticuerpo (DAS-ELISA)
3.3.1.1 Procedimiento
Las pruebas DAS-ELISA se realizaron en placas de microtitulación (microplato),
los cuales se encuentran disponibles comercialmente; se hicieron dos repeticiones
por cada muestra analizada, dos repeticiones para el control positivo y dos para el
control negativo. La prueba se desarrolló para el diagnóstico del CMV y el BBrMV
en cinco pasos:
27

28. 3.3.1.2 Recubrimiento de placas con anticuerpo (I)
El anticuerpo (gama globulina) se diluyó en solución amortiguadora de cubrimiento
y se agregaron 100 µl por pozo del anticuerpo preparado, el microplato se incubó
a temperatura ambiente en cámara húmeda durante 4 horas, luego fue lavado el
contenido con solución amortiguadora de lavado (Phosphate Buffered Saline +
Tween- PBST-Tween) llenando los pozos completamente y dejando actuar por 3
minutos, repitiendo el proceso 2 veces más, con el fin de remover todo el exceso
de anticuerpo que no se adhirió al microplato (figura 4).
3.3.1.3 Adición del antígeno (II)
El tejido de cada muestra se maceró con solución amortiguadora de extracción
(General Extraction Buffer-GEB) a una relación de 1 ml de GEB por 0,1 g de tejido,
para el caso del CMV y 20 ml de GEB por cada gramo de tejido, para el caso de
BBrMV. Se agregaron 100 µl por pozo, incluyendo el control positivo y negativo;
se incubó toda la noche a 4° en refrigerador.
C Al terminar el periodo de
incubación se lavó cada pozo con PBST-Tween hasta eliminar completamente
todo el exceso del macerado. El proceso de lavado se hizo exactamente igual al
paso arriba mencionado (figura 4).
3.3.1.4 Adición del conjugado enzimático (III)
El conjugado, es básicamente el anticuerpo unido a una enzima, generalmente
fosfatasa alcalina. El conjugado se diluyó en solución amortiguadora conjugada
(Enzyme Conjugate Inmunocapture- ECI), siguiendo las recomendaciones del
fabricante. Se agregaron de 100 µl por pozo y se incubó de 3 a 4 horas en cámara
húmeda a temperatura ambiente. Al terminar la incubación se lavó con PBST-
Tween como el primer paso (figura 4).
28

29. 3.3.1.5 Adición del substrato (IV)
Para generar el desarrollo de la reacción, se preparó la solución amortiguadora
substrato (p-Nitrophenil phosphate, disodium- PNP), a la que se le adicionaron las
tabletas substrato PNP a una concentración final de 0,1 g/100 ml; se adicionaron
100 µl por pozo del preparado y se incubó el microplato, protegido de la luz
directa, en cámara húmeda a temperatura ambiente durante 1 hora (figura 4).
Figura 4. Diagrama de los pasos de la prueba DAS-ELISA
3.3.1.6 Lectura de resultados (V)
3.3.1.6.1 Colorimétricos: Las muestras que generaron un color amarillo verdoso
intenso se consideraron positivas, si y sólo sí los controles negativos no emitieron
color con el fin de verificar que la prueba se hizo correctamente.
3.3.1.6.2 Espectrofotométrico: el microplato se analizó en un lector de ELISA
(RAYTO RT-2100C - Universidad de Caldas y BIORAD-CIB) y se leyó a una
absorbancia de 405 nm, sugerida por el fabricante, sin embargo se decidió leer la
absorbancia a 450 nm para aumentar la posibilidad de lectura.
29

30. En todos los casos, se halló el promedió de las 2 repeticiones tanto para muestras,
como para controles positivos y negativos, con el fin de unificar los valores de
interpretación. Se asumió como parámetro de clasificación de muestras positivas,
cuando el valor de la absorbancia fuera dos veces mayor que la media de los
controles negativos.
3.3.2 Elisa de Triple Anticuerpo (TAS-ELISA)
3.3.2.1 Procedimiento
Al igual que para las pruebas DAS-ELISA, se utilizaron platos de poliestireno para
microtitulación y el número de repeticiones para los controles fue el mismo. La
prueba se realizó para el diagnóstico del BSV.
3.3.2.2 Recubrimiento de placas con anticuerpo
El anticuerpo se diluyó en solución amortiguadora de cubrimiento y se agregó
200 µl por pozo del preparado, el microplato se incubó a 37° durante 4 horas,
C
luego fue lavado el contenido con solución amortiguadora de lavado PBST-Tween
llenando los pozos completamente y dejando actuar por 3 minutos, repitiendo el
proceso 2 veces más, con el fin de remover todo el exceso de anticuerpo que no
se adhirió al microplato (Figura 5).
3.3.2.3 Adición de la solución de bloqueo
Se adicionaron 200 µl de leche descremada en polvo al 2% en solución
amortiguadora de lavado PBST-Tween a cada pozo y se incubó a 37° por 30
C
minutos. Terminado el periodo de incubación se lavo el microplato con PBST-
Tween.
30

31. 3.3.2.4 Adición del antígeno
Las muestras objeto de análisis se agregaron a cada celda. El tejido se maceró
con solución amortiguadora de extracción a una relación de 1 ml de GEB por
cada 0,1 g de tejido. Se agregaron de 200 µl por pozo, incluyendo el control
positivo y negativo; se incubó toda la noche a 4° en refrigerador; al terminar el
C
periodo de incubación se lavó cada pozo con PBST-Tween hasta eliminar
completamente todo el exceso del macerado (Figura 5).
3.3.2.5 Adición del anticuerpo monoclonal (Monoclonal Antibody- MAb)
Se adicionaron 200 µl por pozo de MAb, el cual estaba a una concentración de
1:10 y se diluyó en solución amortiguadora conjugada. Se incubó por 2 a 4 horas a
37° Terminado el periodo de incubación se lavo co n PBST-Tween.
C.
3.3.2.6 Adición del anticuerpo conjugado marcado con la enzima
(Rabbit Antimouse Conjugated with Alkaline Phosphatase - RAM-AP)
Se agregaron 200 µl por pozo de RAM-AP (1:1000) diluido en solución
amortiguadora conjugada y se incubó por 2 horas a 37°C. Terminado el período de
incubación se lavó con PBST-Tween.
3.3.2.7 Adición del substrato
Para obtener la reacción de color, se preparó la solución PNP
una concentración final de 0,1 g/100 ml; se adicionaron 200 µl por pozo y se
incubó el microplato, protegido de la luz directa, en cámara húmeda a temperatura
ambiente durante 1 hora.
31

32. 3.3.2.8 Lectura de resultados
La lectura de resultados se hizo exactamente igual que en las pruebas DAS-
ELISA. En todos los casos, se halló el promedió de las 2 repeticiones tanto para
muestras, como para controles positivo y negativo, con el fin de unificar los valores
de interpretación. Se asumió cómo parámetro de clasificación de muestras
positivas, cuando el valor de la absorbancia fuera dos veces mayor que la media
de los controles negativos.
Figura 5. Diagrama de los pasos de la prueba TAS-ELISA
32

33. 3.4 DETERMINACIÓN DE LA IMPORTANCIA DE LOS VIRUS
3.4.1 Cálculo de la incidencia
Para determinar la importancia de los virus, se halló el porcentaje de incidencia
según la sintomatología observada en campo y corroborada en laboratorio. La
incidencia de los virus encontrados se determinó con la siguiente fórmula:
N° de plantas con síntomas de virus
% incidencia = ------------------------------------------------- x 100
N° de plantas evaluadas
Estos resultados permitieron manejar cifras claras sobre la incidencia de virus en
plátano y banano en el eje cafetero para medir su efecto en los rendimientos y
definir las medidas de manejo preventivo. Después de determinar el porcentaje de
incidencia de virus, se plantearon alternativas de manejo.
3.4.2 Análisis de pérdidas en la producción
Para cuantificar las pérdidas en la producción causadas por virus, se estableció
un lote experimental en la granja Montelindo, dónde se estudiaron 470 plantas de
plátano “Dominico-Hartón” desde el momento de la emergencia de la primera hoja
funcional, hasta la cosecha. Se evaluó cada 15 días la aparición de
sintomatología asociada a BSV y CMV de acuerdo con los reportes bibliográficos;
A medida que las plantas presentaban sintomatología, se marcaban y se
fotografiaban. La plantación se manejo convencionalmente, con base en los
criterios establecidos en dicha granja. Se hicieron pruebas ELISA para corroborar
la sintomatología asociada a los dos virus evaluados.
33

34. 4. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
4.1 Determinación de la incidencia del virus BSV
Según los resultados de las pruebas ELISA, los porcentajes más altos de
incidencia se registraron el departamento del Quindío con un 32%, seguido por un
20% para el departamento de Caldas y un 12% en el departamento de Risaralda
(Figura 6 ). El virus afectó plantas de plátano “Dominico Hartón” y banano “Gross
Michel”. En la granja Montelindo se detectaron síntomas virales típicos en
Dominico Hartón y FHIA 21 con un 12% de incidencia (Figura 6). Ver Anexo 2.
Figura 6. Incidencia del virus BSV en las localidades evaluadas
En el caso del plátano, en la región de Andes (Antioquia), Reichel et al., (1996)
detectaron el BSV en el 50% de las plantas sintomáticas analizadas. Estudios
realizados por Torrado, M (2007) en la granja experimental Montelindo, muestran
que plantas plátano en estado de plántula presentaron una incidencia del virus
BSV y CMV menor del 10%, mientras que cuando estaban en estado de
34

35. prefloración alcanzaron un valor máximo de incidencia del 63%.
En general, se encontraron síntomas de rayado típico, con un rayado alternado
entre clorótico y necrótico en las hojas, enanismo, frutos distorsionados, líneas
paralelas a la nervadura central, distorsión en la filotaxia de las hojas mostrando el
síntoma típico de hojas en forma de abanico (Figura 7). Estas resultados fueron
similares a lo reportado por Belalcazar et al., (1996) quién observó
engrosamiento, deformación y descalcetamiento en la base del pseudotallo; sin
embargo, éste síntoma también es producido por deficiencias severas de
magnesio (Martínez, 1997).
Las plantas infectadas por BSV, se caracterizan por tener un crecimiento y vigor
reducido, producir racimos pequeños, frutos deformes, bajo rendimiento y las
plantas severamente afectadas pueden morir, los síntomas pueden confundirse
con los inducidos por el CMV, sin embargo los síntomas del BSV se caracterizan
porque aparecen esporádicamente y pueden pasar meses (9-12) hasta reaparecer
de nuevo (Belalcázar et al., 1996). Estudios realizados Reichel et al. (1996),
sugieren que plantas afectadas con el virus BSV pueden presentar necrosis
interna del pseudotallo.
35

36. A D
B
E
C
Figura 7. Síntomas causados por el BSV.
A. Rayado típico con clorosis
intermitente. B. rayado alternado entre
clorótico y necrótico. C. Distorsión en la
filotaxia, hojas en forma de abanico. D.
Líneas paralelas a la nervadura central y
manchones cloróticos.
E. Descalcetamiento del pseudotallo.
Fotos: Villegas B. 2008.
36

37. Según Lockhart et al. (1998), aislamientos de BSV producen diferentes síntomas
en genotipos de Musa que varían de rayado clorótico inscospícuo a necrosis
sistémica letal, rayado clorótico amarillento o marrón, necrosis de la hoja cigarro y
descalcetamiento de la parte basal del pseudotallo. Los síntomas típicos pueden
variar altamente durante el curso de un año. Una o dos hojas pueden emerger con
síntomas pronunciados, seguidos por una sucesión de hojas asintomáticas o
presentando síntomas leves.
4.2 Determinación de la incidencia del virus CMV
La mayor incidencia se detectó en el departamento de Risaralda con un 14%,
seguido por un 12% en el Quindío y un 12% en Caldas (Figura 8). El virus, al igual
que el BSV, afectó plantas de plátano Dominico Hartón y banano Gross Michel en
los tres departamentos evaluados en este estudio. En la granja Montelindo, se
observaron plantas de la variedad Calcuta 4, Dominico Hartón, y África afectadas
por el virus, representando un 25 % de incidencia en la colección (Figura 8).
Figura 8. Incidencia del virus CMV en las localidades evaluadas
37

38. Se confirman las observaciones realizadas por Belalcázar et al., (1998), dónde las
plantas infectadas con el virus, mostraron síntomas de mosaico típico con clorosis
internerval definida, enanismo, arrepollamiento, detención del crecimiento,
necrosamiento de nervaduras secundarias, necrosamiento de la hoja cigarro,
pérdida de la lámina foliar y necrosamiento del tejido (figura 9).
Cuando los ataques del CMV producen necrosamiento de la hoja cigarro, al
menos uno de los hijos de la planta afectada inicia la formación de hojas
funcionales (Alarcón, 2004). Esta respuesta se debe posiblemente a que
desaparece la dominancia apical de la planta madre sobre los hijos, a causa de la
muerte del punto de crecimiento en la primera (Swennen, 1974; citado por
Alarcón, 2004). Según Belalcázar et al., (1998) el virus CMV, afecta plantas de
plátano y banano, produciendo reducción del número de manos, deformación de
frutos y en casos severos, muerte de la planta.
4.3 Determinación de la incidencia del virus BBrMV
De todas las muestras analizadas, no se encontró ninguna reacción serológica
positiva al virus BBrMV, representado 0% de incidencia en las zonas estudiadas,
Sin embargo, Belalcázar et al. (1998), confirman un resultado serológico positivo
del virus BBrMV en plantas de plátano Dominico-Hartón en Andes-Antioquia, el
cual podría actuar en asocio con el BSV. Un estudio similar realizado por Alarcón
(2005) en la granja experimental Montelindo (Palestina-Caldas), sugieren que el
virus BBrMV puede afectar plantas de plátano África, alcanzando una incidencia
del 5%; sin embargo, en ninguno de los estudios arriba mencionados, se confirma
realmente la presencia del virus en la zonas, indicando la posibilidad de que pueda
existir la enfermedad actualmente en plantaciones colombianas.
38

39. A C
B D
Figura 9. Síntomas causados por el CMV. A. Mosaico típico. B. Necrosamiento de nervaduras
secundarías con clorosis internerval definida. C. Necrosamiento de la hoja cigarro. D. Pérdida
de la lámina foliar y necrosamiento de tejido.
Fotos: Villegas B. 2008.
39

40. A B
C
C D
Figura 10. Síntomas causados por el complejo BSV y CMV en plátano “Dominico Hartón”. A. Aspecto de la
planta con marcada pérdida de vigor y clorosis generalizada en hojas. B. Detalle de la hoja mostrando rayado
clorótico discontínuo. C. Detalle de a hoja cigarro mostrando necrosamiento. D. Detalle de la hoja mostrando
mosaico localizado, necrosamiento y resquebrajamientos.
Fotos: Cañas G. 2008

41. Los datos obtenidos en esta investigación, indican el BBrMV, no se encuentra en
las zonas estudiadas, por lo tanto, se deben tomar medidas estrictas de
fitosanidad para evitar su introducción y diseminación en las plantaciones.
4.4 DETERMINACIÓN DEL COMPLEJO BSV – CMV
El virus BSV, se encontró asociado al CMV en plátano Dominico-Hartón en
Risaralda y Caldas; se observó una marcada pérdida de vigor en la planta, rayado
clorótico alternado con mosaico y necrosamiento de la hoja bandera (Figura 10).
Martínez (1998), reporta que el complejo BSV y CMV conduce al degeneramiento
severo de la plantación, induciendo clorosis generalizada, asociada a la presencia
de bandas cloróticas, rotura de la lámina foliar y rayas necróticas paralelas a las
nervaduras secundarias.
La incidencia del complejo BSV-CMV encontrada fue menor al 1%; resultados
similares fueron obtenidos por (Belalcázar et al., 1998) en Quindío donde se
observaron plantas del clon Dominico-Hartón con síntomas de mosaico similares a
los inducidos por la enfermedad del mosaico de banano.
Estudios realizados por Reichel et al. (1996) en plátano “Dominico-Hartón” en el
Quindío revelan un 60% de incidencia de infección simultanea del BSV y CMV.
Alarcón (2004) encontró combinaciones de CMV y BSV en plátano Hondureño
enano con incidencia menor al 5% y en Dominico hartón al 5%.
4.5 Consideraciones sobre el manejo del virus BSV
El control de la enfermedad se basa en la obtención de material de siembra libre
del virus, sin embargo, ésta afirmación es complicada por el hecho de que puede

42. ser difícil detectar el virus en el material de siembra e incluso en las plantas
madres (Lockhart, 2002).
Uno de los problemas más determinantes para el manejo de la enfermedad es el
hecho de que nuevas infecciones pueden aparecer a partir de secuencias virales
integradas a al genoma del género Musa; el fenómeno ocurre sólo en híbridos
intraespecíficos del cruce entre M. acuminata X M. balbisiana, con mayor
problema para triploides (AAB) y tetraploides (AAAB) (Lockhart, 2002).
La técnica de propagación in vitro no es útil al momento de seleccionar material
vegetal libre de éste patógeno; se han reportado esporádicos e impredecibles
síntomas foliares a bajas concentraciones del virus después de haberse aplicado
la técnica.
Este acontecimiento, se afirma en estudios realizados por Lockhart (1998, 2002),
los cuales sugieren que bajo ciertas condiciones, de estrés ambiental o por cultivo
de tejidos, las secuencias integradas del BSV al genoma de las plantas del género
Musa pueden resultar en secuencias patogénicas del BSV (Harper et al., 1999).
Interesantemente, la mayoría de cultivares mejorados de Musa, producidos por
varios de los programas de mejoramiento alrededor del mundo, exhiben la
tendencia de producir propágulos infectivos del BSV cuando las plantas madres
han sido cultivadas in vitro como estrategia para la eliminación de virus;
Afortunadamente, las secuencias activables del BSV no están presentes en M.
acuminata, y el fenómeno no parece ocurrir en banano AAA destinado a
exportación (Lockhart, 1998); Se cree que la infección se produzca por activación
de secuencias integradas del virus en el genoma B del huésped (Harper et al.,
1999).
42

43. Actualmente, los mejoramientos en la detección del BSV están basados en
inmunoensayos enzimáticos y protocolos PCR los cuales han sido descritos
recientemente, sin embargo, éstas técnicas están sujetas a modificación por la alta
variabilidad natural y genética del virus (Lockhart, 2002).
El BSV se ha convertido en un serio obstáculo en el movimiento de germoplasma
de Musa, así como en los programas de mejoramiento (Dieckmann y Putter,1996;
citado por Higginson, 2007). Muchos híbridos resistentes a la Sigatoka negra y a
enfermedades producidas por nematodos no se han podido incorporar a la
producción porque frecuentemente están infectados por este virus (Geering et al.,
2001).
Esta virosis, además, ha sido causa del fortalecimiento de las restricciones
cuarentenarias para la diseminación de variedades, lo que ha producido grandes
pérdidas económicas, sobre todo en países y organizaciones involucradas en el
comercio y producción de vitro-plantas de plátano y banano (Lockhart y Jones,
1999).
Según Gowen (1995), las infecciones son menos frecuentes en cultivos de banano
rodeados por cultivos de banano o de arroz, que en aquellos rodeados de cultivos
de hortalizas. Otro factor determinante en el manejo de la enfermedad va
encaminado a reducir altas poblaciones de cochinillas harinosas y eliminación de
plantas sintomáticas.
4.6 Consideraciones sobre el manejo del virus CMV
Aunque los vectores potenciales de virus sean Aphis gossypii, Rhopalosiphum
maidis, Rhopalosiphum prunifoliae y Myzus persicae, existe muy poca probabilidad
de transmisión, pues ninguna de éstas especies se alimenta en forma habitual del
plátano y banano; lo que sí es posible, es encontrarlas en las malezas presentes
en las plantaciones; tal es el caso de Commelina spp., Physalis spp., Ricinus
43

44. communis, Hipomoea spp., Desmodium spp., Momordica spp., Crotalaria spp,
Pueraria spp. (Romero, 1987).
Con base en los aspectos arriba mencionados, se indica que para que ocurra
infección en plantas de plátano ó banano, debe haber un cambio en el hábito de
alimentación de los insectos vectores, de tal forma que se alimenten de malezas
portadoras del virus y luego se alimenten en plantas de sanas susceptibles de
plátano.
Lo anterior, de acuerdo con Romero (1987) se puede presentar con mayor
probabilidad cuando se hacen siembras nuevas sobre terrenos donde existían o
permanecen abundantes malezas portadoras del virus, principalmente durante los
primeros estados de desarrollo del cultivo y en época seca.
Por esta razón, al establecer nuevas plantaciones, aparte de utilizar semilla sana
libre del virus, debe realizarse y mantenerse un adecuado control de arvenses,
principalmente de hoja ancha, tanto dentro del cultivo, cómo en los límites del lote
y una adecuada desinfestación de herramientas con yodo o calor (figura 11).
Figura 11. Desinfestación de medialuna con un producto a base de yodo
Villegas B. 2008
44

45. La eliminación de plantas enfermas debe hacerse siempre que presente
sintomatología asociada a la enfermedad; ésta medida se realiza inyectando el
herbicida glifosato en solución al 20%, a razón de 20-30 centímetros cúbicos (cc)
por planta adulta y de 5-10 cc por hijo. La inyección debe hacerse a diferentes
alturas del pseudotallo, siguiendo un patrón helicoidal (Romero, 1987).
Se puede realizar resiembra posterior a la eliminación con semilla procedente de
lotes sanos, para la rehabilitación de áreas afectadas, al igual que inspecciones
sanitarias periódicas para detectar plantas enfermas o con síntomas aparentes
(Rosero y Jurado, 1987).
Estudios realizados en la Universidad de Gembloux sugieren que el virus CMV no
se puede eliminar efectivamente por cultivo de meristemos. En cuanto a la
termoterapia se ha obtenido una eliminación del 35% del virus en plantas in vivo y
un 70% en plantas in vitro (INIBAB, 2003).
4.7 Análisis de pérdidas en la producción de plátano
Los resultados obtenidos en el lote experimental de la granja Montelindo
mostraron que para el caso del virus CMV, se presentaron síntomas de mosaico
típico, enanismo, arrepollamiento, detención del crecimiento, necrosamiento de
tejidos, produciendo reducción del número de manos, y deformación de frutos;
estos registros fueron muy similares a los hallados en Caldas, Quindío, Risaralda y
los otros materiales de dicha granja.
Se detectaron 43 plantas con síntomas típicos a los inducidos por el CMV, cuya
incidencia en el lote fue del 9%. De las plantas evaluadas el 93% no produjeron
racimo. El 3% de las plantas produjo racimo con un peso promedio de 6 kg
(gráfico 3). Las plantas sanas obtuvieron un peso promedio por racimo de 15 kg;
45

46. se concluye que el virus CMV puede reducir la producción de plátano
“Dominico-Hartón” en un 62%. Lo cual corrobora los estudios realizados por
Belalcázar et al. (1996) en el Valle del Cauca, en donde sugieren que las pérdidas
ocasionadas por el virus están alrededor del 50% ó más en el peso de los racimos
producidos, con un porcentaje incidencia del 24%.
Actualmente en Colombia, se ha observado que la enfermedad del mosaico del
banano está causando severos daños en plantaciones de plátano y banano de la
zona central cafetera y las pérdidas pueden llegar al 100%
(Belalcázar et al., 1998).
En el caso del BSV, las plantas presentaron síntomas de rayado típico, con
rayado alternado entre clorótico y necrótico en hojas, enanismo, líneas paralelas a
la nervadura central, distorsión en la filotaxia de las hojas mostrando el síntoma
típico de hojas en forma de abanico, disminución en tamaño del racimo (figura 12).
Estas observaciones también fueron identificadas en las localidades evaluadas.
Figura 12. Racimo pequeño en planta sintomática para BSV
46

47. Se identificaron 121 plantas con los síntomas típicos de BSV arriba mencionados,
cuya incidencia representó un 26%. De las plantas evaluadas que presentaron
sintomatología típica del virus, el 23% produjo racimo con un peso promedio de
10 kg (Figura 13) en comparación con las plantas sanas, cuyo peso promedio por
racimo alcanzó los 15 kg. El 77% de las plantas, no produjo racimo.
Se concluyó que el virus BSV puede reducir la producción de plátano “Dominico-
Hartón” en un 35%.
En África, dónde la enfermedad se detectó por primera vez en 1974 en Costa de
Marfil, se han detectado pérdidas del 90% de la producción causadas por este
virus (Lassoudiére, 1974).
Figura 13. Peso promedio del racimo en plantas sanas, plantas con CMV y plantas con BSV
47

48. 5. CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES
• En la zona de estudio se encontraron las enfermedades del rayado del
banano y el mosaico del banano afectando plátano “Dominico-Hartón” y
banano “Gross Michel”.
• Las pruebas ELISA corroboraron que la enfermedad del mosaico de las
brácteas, no se encuentra en los cultivos de plátano y banano en la zona
cafetera.
• De la colección de materiales evaluados en la granja Montelindo, Calcuta 4,
África, FHIA 21 y Dominico-Hartón, resultaron susceptibles a los virus CMV
y BSV.
• Actualmente en la zona cafetera de Colombia existe mayor presencia del
virus BSV, en los departamentos de Quindío y Caldas; en Risaralda se
presentó con mayor frecuencia el virus CMV.
• El virus CMV es altamente perjudicial y presenta un mayor riesgo para la
producción de plátano y banano, induciendo pérdidas en producción del
62%. Por su lado, el virus BSV es más tolerable en la planta, produciendo
síntomas menos severos y promoviendo pérdidas del 35% de la
producción.
• Las enfermedades causadas por virus en plátano y banano empiezan a ser
uno de los factores responsables de la falta de desarrollo y calidad de frutos
en la zona cafetera colombiana.
• La incidencia de las enfermedades virales y la severidad de síntomas que
se determinaron en este estudio, sugieren la necesidad de iniciar
programas de producción de material vegetal libre de estos patógenos.
48

49. • Se requiere la implementación de medidas legales que permitan controlar el
movimiento de material vegetal en la zona cafetera de Colombia.
• Es necesario crear un manejo integrado de enfermedades virales en los
cultivos de plátano y banano, con el fin de capacitar a los productores en el
reconocimiento de síntomas, manejo de arvenses hospedantes, de insectos
vectores, desinfestación de herramientas y medidas de orden legal.
6. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
Alarcón, J.J. 2004. Reconocimiento fitosanitario y curvas de desarrollo de las
enfermedades limitantes de la producción de plátano ( Musa spp.) en los
municipios de Manizales, Chinchiná y Palestina del departamento de Caldas.
Tesis de maestría. Universidad de Caldas.
Alarcón, J.J., Betancourt, M., Castaño, J. y Aristizábal, M. 2005. Reconocimiento
de enfermedades virales en plátano y banano en la granja Montelindo, municipio
de Palestina (Caldas). En: Memorias II Seminario Internacional Sobre Producción,
Comercialización e Industrialización de Plátano. Manizales, Colombia, Agosto 28 a
Septiembre 2 de 2005. pg. 238-241.
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56

57. ANEXOS
Anexo 1
Fincas del departamento del Quindío
ALTITUD
N° FINCA MUNICIPIO VEREDA CULTIVO / VARIEDAD
(m.s.n.m)
Plátano (Dominico
1 Bella Nubia Calarcá La Bella
Hartón)
Santo Plátano (Dominico
2 Guamal Calarcá 1536
Domingo Hartón)
Santo Plátano (Dominico
3 El porvenir Calarcá 1536
Domingo Hartón)
Santo Plátano (Dominico
4 Lusitania Calarcá 1536
Domingo Hartón)
La Plátano (Dominico
5 La Tebaida La popa 1187
Esperanza Hartón)
Plátano (Dominico
6 La Fortuna La Tebaida 1187
Hartón)
Plátano (Dominico
7 Andalucía La Tebaida 1187
Hartón)
8 Maracaibo Montenegro Pueblo 1292 Plátano (Dominico
Tapao Hartón)
9 Kirika Quimbaya Palermo 1216 Plátano (Dominico
Hartón)
10 El Paraíso Quimbaya Las Brisas 1381 Banano Gross Michel
Fincas del Departamento de Risaralda
ALTITUD
N° FINCA MUNICIPIO VEREDA CULTIVO / VARIEDAD
(m.s.n.m)
Plátano
1 Candilejas Pereira Combia 1350
(Dominico Hartón)
2 Barrancas Pereira Combia 1300 Baby banana
Plátano
La Zulia Pereira San Vicente 1450 (Dominico Hartón) y
3
Banano Gross Michel
Plátano
4 Nogales Pereira La Nubia
(Dominico Hartón)
Plátano (Dominico
5 La Linda Pereira El Retiro 1324
Hartón y Comino)
6 La Cabañita Pereira La Cristalina 1250 Baby banana
Plátano
7 Calamar Pereira Palmilla 1158
(Dominico Hartón)
Belén de Plátano
8 Guayacanes La Planta 1370
Umbría (Dominico Hartón)
Universidad Laboratorio
Plátano
Tecnológica Pereira Biotecnología
9 (Dominico Hartón)
de Pereira Vegetal
Plátano
10 La Granja Pereira La Carmelita 1340
(Dominico Hartón)
57

58. Fincas del Departamento de Caldas
A.S.N.M. VARIEDAD /
N° FINCA MUNICIPIO VEREDA
(m.s.n.m) CULTIVO
Plátano comino y
1 El Placer Belalcázar 1500
Baby banana
Plátano
2 Cascabel Risaralda La cumbre 1360
(Dominico Hartón)
Plátano
3 La Piñera Risaralda Cambía
(Dominico Hartón)
Plátano
4 La Esperanza Chinchiná El trébol 1400
(Dominico Hartón)
Plátano
5 El Prado Chinchiná El trébol 1400
(Dominico Hartón)
Plátano
6 La Mina Chinchiná El trébol 1400
(Dominico Hartón)
Plátano
La
7 La Bretaña Palestina 1350 (Dominico Hartón
Inquisición
y Dominico)
Campo Plátano
8 El Jardín Anserma 1430
alegre (Dominico Hartón)
Campo Plátano
9 La Moralba Anserma 1450
alegre (Dominico Hartón)
Plátano
10 La Linda Anserma La Linda 1730
(Dominico Hartón)
58

59. Anexo 2.
Prueba DAS-ELISA para CMV en las fincas del Departamento del Quindío
Controles Doble del control
FINCA PLANTA CMV 450 nm C+ C- negativo
1 - 0,110 1,754 0,104 0,208
2 - 0,127 1,754 0,104 0,208
Bella Nubia 3 - 0,116 1,754 0,104 0,208
4 - 0,099 1,754 0,104 0,208
5 - 0,109 1,754 0,104 0,208
1 - 0,191 1,754 0,104 0,208
2 - 0,115 1,754 0,104 0,208
3 - 0,100 1,754 0,104 0,208
4 - 0,125 1,754 0,104 0,208
Guamal
5 - 0,096 1,754 0,104 0,208
6 - 0,093 1,754 0,104 0,208
7 - 0,098 1,754 0,104 0,208
8 X 1,591 1,754 0,104 0,208
1 - 0,104 1,754 0,104 0,208
2 - 0,135 1,754 0,104 0,208
3 X 1,424 1,754 0,104 0,208
El porvenir
4 - 0,112 1,754 0,104 0,208
5 - 0,123 1,754 0,104 0,208
6 - 0,118 1,754 0,104 0,208
1 - 0,114 1,754 0,104 0,208
2 - 0,099 1,754 0,104 0,208
Lusitania 3 - 0,152 1,754 0,104 0,208
4 - 0,160 1,754 0,104 0,208
5 - 0,111 1,754 0,104 0,208
1 - 0,079 0,477 0,090 0,180
2 - 0,073 0,477 0,090 0,180
3 - 0,063 0,477 0,090 0,180
La Esperanza
4 - 0,066 0,477 0,090 0,180
5 - 0,068 0,477 0,090 0,180
6 - 0,067 0,477 0,090 0,180
1 - 0,109 0,477 0,090 0,180
2 - 0,090 0,477 0,090 0,180
La Fortuna 3 - 0,078 0,477 0,090 0,180
4 - 0,067 0,477 0,090 0,180
5 - 0,073 0,477 0,090 0,180
59

60. Continuación tabla…
1 - 0,077 0,477 0,090 0,180
2 - 0,073 0,477 0,090 0,180
Maracaibo 3 - 0,086 0,477 0,090 0,180
4 - 0,083 0,477 0,090 0,180
5 - 0,091 0,477 0,090 0,180
1 - 0,105 0,477 0,090 0,180
2 - 0,098 0,477 0,090 0,180
3 - 0,101 0,477 0,090 0,180
Andalucía
4 X 0,379 0,477 0,090 0,180
5 - 0,105 0,477 0,090 0,180
6 - 0,095 0,477 0,090 0,180
1 - 0,064 1,189 0,114 0,228
2 - 0,102 1,189 0,114 0,228
3 - 0,059 1,189 0,114 0,228
Kirika
4 X 1,855 1,198 0,114 0,228
5 X 1,368 1,198 0,114 0,228
6 X 0,915 1,198 0,114 0,228
1 - 0,079 1,189 0,114 0,228
2 - 0,066 1,189 0,114 0,228
3 - 0,060 1,189 0,114 0,228
El Paraíso 4 - 0,059 1,189 0,114 0,228
5 - 0,060 1,189 0,114 0,228
6 - 0,071 1,189 0,114 0,228
7 X 1,452 1,198 0,114 0,228
Sumatoria muestras + 59 7
Incidencia (%) 11,86
60

61. Prueba DAS-ELISA para CMV en las fincas del Departamento de Risaralda
Doble del
Controles
control negativo
FINCA PLANTA CMV 450 nm C+ C-
1 - 0,079 0,657 0,077 0,154
2 - 0,075 0,657 0,077 0,154
3 - 0,070 0,657 0,077 0,154
Candilejas
4 - 0,071 0,657 0,077 0,154
5 - 0,080 0,657 0,077 0,154
6 - 0,077 0,657 0,077 0,154
1 - 0,070 0,657 0,077 0,154
2 - 0,074 0,657 0,077 0,154
3 - 0,072 0,657 0,077 0,154
Barrancas
4 - 0,071 0,657 0,077 0,154
5 - 0,081 0,657 0,077 0,154
6 - 0,077 0,657 0,077 0,154
1 X 0,871 0,657 0,077 0,154
2 - 0,073 0,657 0,077 0,154
La Zulia 3 X 0,731 0,657 0,077 0,154
4 - 0,074 0,657 0,077 0,154
5 - 0,077 0,657 0,077 0,154
1 - 0,076 0,657 0,077 0,154
2 - 0,080 0,657 0,077 0,154
3 - 0,082 0,657 0,077 0,154
Nogales
4 - 0,085 0,657 0,077 0,154
5 - 0,071 0,657 0,077 0,154
6 - 0,081 0,657 0,077 0,154
1 - 0,079 1,190 0,093 0,185
2 - 0,051 1,190 0,093 0,185
3 - 0,053 1,190 0,093 0,185
4 - 0,052 1,190 0,093 0,185
La Linda
5 - 0,056 1,190 0,093 0,185
6 - 0,059 1,190 0,093 0,185
7 - 0,053 1,190 0,093 0,185
8 - 0,057 1,190 0,093 0,185
61

62. Continuación tabla…
1 - 0,147 1,189 0,114 0,228
2 - 0,145 1,189 0,114 0,228
La Cabañita 3 X 1,572 1,189 0,114 0,228
4 - 0,151 1,189 0,114 0,228
5 - 0,147 1,189 0,114 0,228
1 - 0,113 1,189 0,114 0,228
2 - 0,108 1,189 0,114 0,228
3 X 1,984 1,189 0,114 0,228
Calamar 4 - 0,118 1,189 0,114 0,228
5 X 0,343 1,189 0,114 0,228
6 X 1,369 1,189 0,114 0,228
7 X 1,275 1,189 0,114 0,228
1 X 0,364 0,263 0,102 0,203
2 - 0,080 0,263 0,102 0,203
Guayacanes 3 - 0,093 0,263 0,102 0,203
4 - 0,104 0,263 0,102 0,203
5 - 0,128 0,263 0,102 0,203
1 - 0,057 1,190 0,093 0,185
2 - 0,088 1,190 0,093 0,185
Universidad Tecnológica
3 - 0,091 1,190 0,093 0,185
de Pereira
4 - 0,059 1,189 0,114 0,228
5 - 0,094 1,189 0,114 0,228
1 - 0,055 1,217 0,063 0,126
2 - 0,0605 1,217 0,063 0,126
La Granja 3 - 0,059 1,217 0,063 0,126
4 - 0,062 1,217 0,063 0,126
5 - 0,064 1,217 0,063 0,126
Sumatoria muestras + 58 8
Incidencia (%) 13,79
62

63. Prueba DAS-ELISA para CMV en las fincas del Departamento de Caldas
Doble del
Controles
control negativo
FINCA PLANTA CMV 450 nm C+ C-
1 - 0,098 0,263 0,102 0,203
2 - 0,078 0,263 0,102 0,203
La Piñera 3 - 0,089 0,263 0,102 0,203
4 - 0,072 0,263 0,102 0,203
5 - 0,048 0,263 0,102 0,203
1 - 0,053 1,190 0,093 0,185
2 - 0,057 1,190 0,093 0,185
3 - 0,064 1,190 0,093 0,185
El Placer
4 - 0,061 1,190 0,093 0,185
5 - 0,068 1,190 0,093 0,185
6 - 0,061 1,190 0,093 0,185
1 - 0,153 1,194 0,114 0,228
2 - 0,162 1,194 0,114 0,228
Cascabel 3 - 0,152 1,194 0,114 0,228
4 X 1,306 1,194 0,114 0,228
5 - 0,221 1,194 0,114 0,228
1 - 0,060 1,217 0,063 0,126
2 - 0,065 1,217 0,063 0,126
La Esperanza 3 - 0,067 1,217 0,063 0,126
4 - 0,061 1,217 0,063 0,126
5 - 0,065 1,217 0,063 0,126
1 - 0,070 1,217 0,063 0,126
2 - 0,061 1,217 0,063 0,126
El Prado 3 - 0,070 1,217 0,063 0,126
4 - 0,069 1,217 0,063 0,126
5 - 0,066 1,217 0,063 0,126
1 - 0,073 1,217 0,063 0,126
2 - 0,121 1,217 0,063 0,126
3 - 0,075 1,217 0,063 0,126
La Mina
4 - 0,071 1,217 0,063 0,126
5 X 0,957 1,217 0,063 0,126
6 - 0,067 1,217 0,063 0,126
63

64. Continuación tabla…
1 X 0,821 0,778 0,117 0,234
2 - 0,103 0,778 0,117 0,234
3 X 0,956 0,778 0,117 0,234
La Bretaña
4 - 0,158 0,778 0,117 0,234
5 X 0,741 0,778 0,117 0,234
6 X 1,403 0,778 0,117 0,234
1 - 0,106 0,778 0,117 0,234
2 - 0,107 0,778 0,117 0,234
La Moralba
3 - 0,109 0,778 0,117 0,234
4 - 0,111 0,778 0,117 0,234
1 - 0,123 0,778 0,117 0,234
2 - 0,124 0,778 0,117 0,234
El Jardín 3 - 0,116 0,778 0,117 0,234
4 - 0,117 0,778 0,117 0,234
5 - 0,092 0,778 0,117 0,234
1 - 0,107 0,778 0,117 0,234
2 - 0,118 0,778 0,117 0,234
La Linda
3 - 0,116 0,778 0,117 0,234
4 - 0,103 0,778 0,117 0,234
Sumatoria muestras
51 6
+
Incidencia (%) 11,76
64

65. Prueba DAS-ELISA para CMV en la granja Montelindo
Doble del
Controles control
negativo
MATERIAL PLANTA CMV 450 nm C+ C-
África 1 X 1,527 1,194 0,114 0,228
FHIA 21 2 - 0,201 1,194 0,114 0,228
FHIA 20 3 X 0,228 1,194 0,114 0,228
4 - 0,059 0,263 0,102 0,203
Calcuta
5 X 0,298 0,263 0,102 0,203
6 - 0,062 0,263 0,102 0,203
Bananito
7 - 0,066 0,263 0,102 0,203
8 - 0,078 0,263 0,102 0,203
9 - 0,078 0,263 0,102 0,203
10 - 0,072 0,263 0,102 0,203
11 X 0,223 0,263 0,102 0,203
Dominico Hartón 12 - 0,075 0,263 0,102 0,203
13 - 0,187 0,263 0,102 0,203
14 - 0,062 0,263 0,102 0,203
15 - 0,072 0,263 0,102 0,203
16 - 0,075 0,263 0,102 0,203
Sumatoria muestras + 16 4
Incidencia (%) 25
65