Este documento describe las características macroscópicas de las colonias bacterianas, incluyendo su tamaño, forma, elevación, bordes, superficie, consistencia, transparencia y coloración. Explica cómo estas características varían entre géneros y especies bacterianas y pueden usarse para diferenciar bacterias. También incluye ejemplos de características macroscópicas de colonias de varias bacterias como Klebsiella, Staphylococcus, Bacillus y Serratia.
2. La evaluación de las características macroscópicas de las colonias
habitualmente se lleva a cabo por medio de observación visual del
crecimiento en la superficie de las placas de agar (claro con la ayuda del
microscopio).
El tamaño, forma y aspecto de las colonias obtenidas por esta técnica
suele ser bastante constante y precisa para cada género y/o especie
bacteriana, hecho que se puede utilizar como característica diferencial.
Para ello debemos considerar los siguientes puntos a la de diferenciar
bacterias: tamaño, forma, superficie, consistencia, transparencia y
coloración.
3. TAMAÑO DE LAS COLONIAS.
Puntiforme: colonias puntiformes con aproximadamente
0,5 mm de diámetro o inferiores.
Pequeña: de 1 mm de diámetro.
Mediana: 2 mm de diámetro.
Grande: de 3 a 6 mm de diámetro.
Muy grande: colonias extendidas en forma de velo
invadiendo toda la superficie del medio de cultivo.
4.
5. FORMA DE LA COLONIA.
Según la forma se divide en puntiforme, circular, rizoide, filamentosa,
irregular y fusiforme.
6. SEGÚN LA ELEVACIÓN
Plana, convexa (semiconvexa), cóncava (semiconcava) umbiculada,
acuminada plano- convexa, papilada, en meseta, semiesférica,
umbeliforme, elevada, etc
7. SEGÚN LOS BORDES:
Entero, lobulado, rizoide, filamentoso, ondulado, aserrado, espiculado,
redondeado, etc
8. SUPERFICIE DE LA COLONIA.
Corresponde al aspecto de la colonia. Estas pueden ser lisas, rugosas,
planas, acuminadas, umbilicadas, mucosas, secas, etc.
9. CONSISTENCIA DE LA COLONIA.
Las colonias pueden ser duras, viscosas, mucosas, secas, muy secas,
cremosas, etc.
10. TRANSPARENCIA Y COLORACIÓN.
El tipo de color en las colonias; es muy diverso y esto se debe a la
elaboración de algún tipo de pigmento, a la formación de alguna
sustancia por parte de la bacteria o por la utilización de algún sustrato
del medio que acidifique o alcalinice a éste de forma que, ante la
presencia de indicadores de pH que están en el medio, cambia de color,
hecho que nos ayuda a conocer la utilización de ese sustrato por parte
de la bacteria (tipificación bioquímica).
11. CARACTERÍSTICAS MACROSCÓPICAS DE COLONIAS BACTERIANAS EN
MEDIO SOLIDO EN CAJA DE PETRI
Medio Mc Conkey Sal manitol Mc Conkey EMB
Forma Fusiforme Fusiforme Circular Circular
Elevación Plana Convexa Convexo Convexo
Bordes Filamentos o Ondulado Ondulado Ondulado
Textura Plana Membranoso Membranoso Membranoso
Color Rosada Morado Rojizo Morado
12. EJEMPLOS
Klebsiella sp, en agar Mac Conkey.
Colonias grandes planoconvexa, mucoides, brillantes, forma irregular, también se
observan redondeadas, bordes ondulados, lactosa positivo(consume el carbohidrato
lactosa lo cual acidifica el medio y el indicador rojo de fenol cambia rojo-rosado, por ello las
colonias se ven de ese color).
13. Colonias rosas, mucoides, bordes irregulares, convexas. Medio de
cultivo Mac Conkey
Colonias de Klebsiella pneumoniae en medio agar Mac Conkey.
15. Bacillus sp.
Colonias medianas, convexas, blanquecinas como cera, forma fusiforme y
circular, bordes redondeados.
Colonias de Bacillus sp
en agar nutritivo.
16. Colonias Grandes, planas, blanquecinas, forma irregular, bordes lobulados,
dan la apariencia de estar secas, también se observa una protuberancia en
el centro de las colonias lo cual les da una apariencia de huevo estrellado.
Colonias de Bacillus sp
en agar nutritivo.
17. Serratia marcensens.
Colonias medianas, brillantes, convexas de color rojo intenso, forma
circular, bordes redondeados o irregulares, acuminada y/o con
protuberancia en el centro.
Cultivo de Serratia
marcescens , se observa el
color rojo obscuro intenso
característico de esta
bacteria. Medio de cultivo
BHI.
18. Proteus mirabilis.
El genero Proteus es bien conocido por su amplia motilidad, esta se puede
evidenciar en medios nutritivos como agar sangre, agar nutritivo, agar BHI.
Colonias medianas, convexas, blanquecinas o translucidas, forma circular,
bordes redondeados hay presencia de swarming.
Proteus mirabilis en agar
BHI con un efecto de
swarming tenue.
20. OBJETIVOS
• Conocer los métodos de preparación en fresco y preparaciones fijas
• Preparar frotis fijos y tinciones simples.
• Identificar y describir las características morfológicas y la agrupación de las
bacterias
• Conocer el fundamento, técnica y aplicación de las principales tinciones utilizadas
en microbiología
• Identificar y describir el Gram de las bacterias presentes en muestras naturales
• Identificar y describir endoesporas y cápsulas en cultivos microbianos
21. PREPARACIÓN EN FRESCO O HUMEDAS
PROCEDIMIENTO
• Colocar con ayuda de una pipeta pasteur 1 gota de
muestra sobre un portaobjetos (limpio y
desengrasado)
• Colocar el borde de un cubreobjetos sobre la gota en
un ángulo de 45°
• Dejar caer el cubreobjetos gentilmente sobre la gota
de muestra
• Observar al microscopio a 10x y 45x
• No iluminar en exceso, baja intensidad de luz
• Permite observar movilidad
• Permite observar interacciones entre poblaciones in
vivo
• Puede combinarse con el uso de colorantes vitales
para teñir estructuras específicas
22. USO DE COLORANTES VITALES
COLORANTES VITALES
Colorante Función Observaciones
Azul de metileno
Tiñe granulos
citoplasmáticos y el
núcleo
Indicador redox-azul
reducido/incoloro-oxidado
Rojo Congo
Tiñe todo el
protozoario
Indicador acido-base: acido-azul,
alcalino-rojo
Rojo Neutro Tiñe las vacuolas
Indicador ácido-base: ácido-rojo,
alcalino-amarillo
Verde B de
Janus
Tiñe las
mitocondrias
Indicador redox: rosa-
reducido/azul-oxidado
• Ejercen su acción en las partes
vivas de la célula sin alterar su
metabolismo
PROCEDIMIENTO
• Colocar con ayuda de una pipeta Pasteur 1
gota de muestra sobre un portaobjetos(limpio
y desengrasado), adicionar 1 gota de
colorante
• Colocar el borde de un cubreobjetos sobre la
gota en un ángulo de 45°
• Dejar caer el cubreobjetos gentilmente sobre
la gota de muestra
• Observar al microscopio a 10x y 45x
• No iluminar en exceso, baja intensidad de luz
• Describir morfología y organelos observados
Paramecium sp.
Tinción vital con
rojo neutro
Se usan colorantes
diluidos 1:10 000
Colorantes de baja
Toxicidad
Es una tinción simple (un
colorante) en fresco
23. PREPARACIONES FIJAS:
FROTIS FIJO
Permite aplicar métodos
de tinción.
Hace que las bacterias
queden inactivas y
adheridas al
portaobjetos.
Desnaturaliza las
enzimas bacterianas
presenvando las
estructuras.
Marca el área de frotis en la parte posterior del porta objetos
DE MEDIO LÍQUIDO DE MEDIO SÓLIDO
Colocar 2 asadas de medio de cultivo
Colocar 2 asadas de agua
Transferir una asada del cultivo y mezclar
con el agua sobre el portaobjetos
Distribuir el cultivo en forma
circular
Cubrir el frotis con metanol al
95% por 1 minuto, secar al aire
Pasar el portaobjetos por la flama del
mechero 2-3 veces
Permitir que el frotis seque
24. COMPONENTES DE UNA TINCIÓN
• COLORANTE: Sustancia capaz de dar
color a células, tejidos, fibras, etc
Químicamente esta constituido por:
• Cromóforo: grupo aislado, covalente
e insaturado que tiene una
absorción característica
• Auxócromo: son grupos funcionales
o radicales que constituyen una
molécula y poseen carga parcial
positiva, tienen la función de
intensificar el color.
• AGENTE MORDENTE: Aumenta la
afinidad entre el colorante/intensifican
en color
• AGENTE DECOLORANTE: Disolvente que
se utiliza para eliminar el colorante no
fijado
• Los colorantes usados pueden ser:
• BÁSICOS: Cromóforo con carga positiva
(catiónico). Se une a ácidos nucleicos y
polisacáridos ácidos.
• Clorihidrato de azul de metileno,
safranina, cristal violeta, verde de
malaquita
• ÁCIDOS: Cromóforo con carga negativa.
No tiñen la célula
• Eosina, fucsina ácida
25. CLASIFICACIÓN SEGÚN EL TIPO CELULAR
CLASIFICACIÓN
DE TINCIONES
TINCIONES
VITALES
Se introduce un
colorante a l
circulación de un
organismo vivo
Tinción de
protozoarios
TINCIONES no
vitales
Emplean colorantes
sobre células o tejidos
muertos
Tinción de Gram
TINCIONES
SUPRAVITALES
Emplean
colorante sobre
células o tejidos
vivos aislados
del organismos
26. CLASIFICACIÓN SEGÚN LA COMPLEJIDAD
CLASIFICACIÓN DE
TINCIONES
COLORANTES
USADOS
Simple
Se usa solo 1
colorante
Tinción con
safranina
Compuesta
Se usan 2 o mas
colorantes/
mordentes /
decolorantes
Tinción de Gram
FONDO DE
TINCIÓN
Directa /
Positiva
Se observa la célula
teñida sobre un
fondo claro
Tinción con cristal
violeta
Negativa
El fondo oscuro, se
observan la células
o estructuras
refringentes
Tinción de cápsula
FUNCIÓN
Selectivas/
Específicas
Da color y aísla
partes específicas
Tinción de
endoespora,
Tinción de flagelos
Diferenciales
Reacciona de
manera distinta
con distintos
grupos de
bacterias
Tinción de Gram/
Tinción BAAR
27. TINCIÓN SIMPLE
• Se utiliza solo un colorante
(básico)
• Permite observar morfología y
agrupación.
• Permite observar su tamaño
29. REGISTRO DE OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA
• FECHA: día/mes/año
• MUESTRA:
Clave (ID), procedencia.
• TINCIÓN:
Tipo de tinción/colorante utilizado o
preparación ( preparación en
fresco/impronta, etc)
• AUMENTO:
Objetivo utilizado o aumento total utilizado
• DESCRIPCIÓN:
Morfología, agrupación, color o reacción a
la tinción que se esta utilizando (
31. TINCIÓN DE GRAM
• Desarrollada en 1884 por Hans Christian Gram
• Clasificación bacteriana: Gram(+) y Gram (-)
• Se basa en las características de la pared celular de las bacterias
• Consiste en los siguiente pasos:
1. Tinción primaria. Tinción con cristal violeta por 60 s- (colorante primario).
Toda célula es teñida
2. Agente mordente (lugol/yodo-yoduro) . Se une al cristal violeta en la
celula y forma un complejo de cristal violeta-yoduro (CV-I)-ribonucleato de
magnesio -60 s.
3. Agente decolorante (etanol-acetona) Lava el colorante primario de
aquellas bacterias que son incapaces de retener el colorante primario
disolviendo lípidos de membrana externa. La pared de bacterias Gram (+) se
deshidrata y cierra poros.
4. Tinción secundaria o de contraste con safranina 60 s. Se tiñen las
bacterias decoloradas (Gram negativas (-))
• *Enjuagar con agua en cada paso.
• RESULTADO:
• BACTERIAS MORADAS= GRAM POSITIVAS (+)
• BACTERIAS ROJAS= GRAM NEGATIVAS (-)
35. IMPORTANCIA
• Identificar pureza de un
cultivo microbiano.
• Asignar un tratamiento
adecuado en función del
microorganismo causante
36. TINCIÓN DE ZIEHL-NEELSEN: BACTERIAS ALCOHOL-ACIDO RESISITENTES
• Desarrollada por Franz Ziehl y Karl Adolf Neelsen
para identificación del género Mycobacterium y
Nocardia:
• Consiste en los siguiente pasos:
1. Tinción primaria. Tinción con Fucsina fenicada con
CALENTAMIENTO (colorante primario). Toda célula es
teñida. 5 min.
2. Agente decolorante (HCl-Etanol) Lava el colorante
primario de aquellas bacterias que son incapaces de
retener el colorante primario. 1min.
3. Tinción secundaria o de contraste con azul de
metileno. Se tiñen las bacterias decoloradas. 1min.
• Resultado:
• BACTERIAS FUCSIAS= ALCOHOL-ACIDO
RESISTENTES BAAR+
• BACTERIAS AZULES= NO ALCOHOL-ÁCIDO
RESISTENTES BAAR-
38. IMPORTANCIA
Identificación de patógenos de importancia
clínica:
*Tuberculosis. Mycobacterium tuberculosis
*Lepra. Mycobacterium leprae
*Nocardiosis. Nocardia sp.
40. TINCIÓN DE ESPORAS
• Desarrollada por Schaeffer y Fulton para
observación de esporas.
• Géneros: Clostridium y Bacillus
• Consiste en los siguiente pasos:
1. Tinción primaria. Tinción con verde de
malaquita con calentamiento por emisión de
vapores 5-10 min/ (colorante primario). Se
tiñen células vegetativas y esporas
2. Agente decolorante (Agua) Lava el
colorante primario de las células vegetativas.
3. Tinción secundaria o de contraste con
Safranina. Se tiñen las células vegetativas
• Resultado:
• Células vegetativas= rojas
• Endoesporas/exoesporas= verdes
42. TINCIÓN DE CÁPSULA (NEGATIVA)
• Desarrollada para la detección de
cápsulas
• Géneros: Streptococcus y
Cryptococcus
• Las partículas tinta china/eosina no
entran a la célula (0.2- 1µm)-
cromóforos negativos.
• NO SE FIJA AL CALOR-INTEGRIDAD
cápsula.
Resultado:
Fondo negro, microorganismos
transparente
Colocar 1 gota de tinta china
En un extremo del portaobjetos.
Colocar una asada del cultivo
Microbiano y mezclar
Esparcir la gota con
microorganismos
Y tinta china en la superficie del
portaobjetos
Con ayuda de la orilla de otro
portaobjetos en un ángulo de
45°,distribuir la gota de tinta
con microorganismos
Dejar secar al aire.
