11 analisis clinico i

Thayana Nuñez Quezada, Emerson Maldonado Guerrero
Universidad Técnica de Machala
Análisis Clínico I:
Procesos Prácticos
de Laboratorio

Análisis Clínico I: Procesos Prácticos de Laboratorio

Ing. César Quezada Abad, MBA
Rector
Ing. Amarilis Borja Herrera, Mg. Sc.
Vicerrectora Académica
Soc. Ramiro Ordóñez Morejón, Mg. Sc.
Vicerrector Administrativo
COORDINACIÓN EDITORIAL
VICERRECTORADO ACADÉMICO
Tomás Fontaines-Ruiz, PhD.
Investigador Becario Prometeo-Utmach
Asesor Del Programa De Reingeniería
Ing. Karina Lozano Zambrano
Coordinadora Editorial
Ing. Jorge Maza Córdova, Ms.
Ing. Cyndi Aguilar
Equipo de Publicaciones

Análisis Clínico I: Procesos Prácticos
de Laboratorio
Thayana Núñez Quezada
Emerson Maldonado Guerrero
Universidad Técnica de Machala
2015

Dedicamos esta obra de Análisis Clínico en primer lugar a Dios, quien
a lo largo de este tiempo ha puesto todos los conocimientos necesarios
para el desarrollo de la materia de análisis clínico, a los estudiantes de la
Unidad Académica de Ciencias Químicas y de la Salud de la Universidad
Técnica de Machala y docentes allegados, esperando que sean de gran
utilidad.
Dedicatoria

Agradecimientos por el aporte de la Universidad Técnica de
Machala a través de la implementación del Sistema de Reingeniería
de la Investigación, impulsado por su Vicerrectorado Académico, en
colaboración y asesoría con la Dra. Lenys Fernández de la Universidad
Simón Bolívar Caracas-Venezuela.
Agradecimiento

Primera edición 2015
ISBN: 978-9978-316-45-0
D.R. © 2015, universidad técnica de machala
Ediciones utmach
Km. 5 1/2 Vía Machala Pasaje
www.utmachala.edu.ec
Este texto ha sido sometido a un proceso de evaluación por pares externos
con base en la normativa editorial de la utmach.
Portada:
Samanta Cabezas (est. Comunicación Social)
Fotografía: Dir. de Comunicación UTMACH
Diseño, montaje y producción editorial: UTMACH
Impreso y hecho en Ecuador
Printed and made in Ecuador
Advertencia: “Se prohíbe la reproducción, el
registro o la transmisión parcial o total de esta
obra por cualquier sistema de recuperación
de información, sea mecánico, fotoquímico,
electrónico, magnético, electroóptico, por
fotocopia o cualquier otro, existente o por existir,
sin el permiso previo por escrito del titular de los
derechos correspondientes”.

Índice
Agradecimiento ....................................................................
Dedicatoria ..........................................................................
Prólogo.................................................................................
Introducción .......................................................................
Capítulo I Bioseguridad y usos de la sangre .........................
Normas de Bioseguridad en el Laboratorio ................................
Recolección y procesamiento ................................................
Usos de la sangre. Anticoagulantes.........................................
Capítulo II Hematología ............................................................
Citometria sanguínea ................................................................
Recuento de leucocitos .............................................................
Recuento de Eritrocitos .............................................................
Determinación del valor hematocrito .........................................
Dosificación de Hemoglobina ....................................................
Determinación de los valores corpusculares medios ..................
Técnica Roju .............................................................................
Morfología de Eritrocitos ...........................................................
Recuento de plaquetas en cámara .............................................
Recuento de plaquetas en frotis ................................................
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17
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Capítulo III Hemostasia y coagulación..................................
Determinación del tiempo de sangría o hemorragia .................
Determinación del tiempo de coagulación .................................
Tiempo de protrombina ............................................................
Determinación del tiempo parcial o tromboplastina tisular ........
Dosificación del fibrinógeno .................................................
Retracción del coagulo ........................................................
Capítulo IV Pruebas especiales ............................................
Recuento de reticulocitos ....................................................
Velocidad de eritrosedimentación globular........................
Recuento de Schilling..........................................................
Capítulo V Bioquímica sanguínea.........................................
Técnica colorimétrica de la glucosa ......................................
Técnica colorimétrica del colesterol total ................................
Técnica colorimétrica de los triglicéridos ................................
Técnica colorimétrica del colesterol HDL ................................
Técnica colorimétrica del colesterol LDL ................................
Técnica colorimétrica del colesterol VLDL ..............................
Técnica colorimétrica de la urea ...........................................
Técnica colorimétrica de la creatinina ..................................
Técnica colorimétrica del ácido úrico ....................................
Técnica colorimétrica de la proteína total ...............................
Técnica colorimétrica de la albumina ....................................
Garantía de calidad en hematología ......................................
Atlas de Hematología ...........................................................
Anexos ................................................................................
Glosario ..............................................................................
Bibliografía ..........................................................................
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175
183
106

[13]
Prólogo
El análisis clínico representa un apoyo primordial para el área médica,
ya que a través de los fluidos corporales como sangre, orina, líquido
seminal, líquido cefalorraquídeo, etc., se pueden diagnosticar diferentes
patologías y establecer el tipo de tratamiento que se debe administrar
al paciente. Conscientes de la gran importancia y con la finalidad de
alcanzar un trabajo de calidad, es indispensable contar con un texo
guía de Análisis Clínico I que presente de manera formal y sistemática
desarrollos experimentales en el área de laboratorio de análisis clínico,
especialmente en esta primera de Hematología, Coagulación sanguínea
y Bioquímica Clínica.
Es por ello que se ha elaborado de forma sencilla y práctica para
que su contenido sea de fácil aplicación para los estudiantes de la
Unidad Académica de Ciencias Químicas y de la Salud de la Universidad
Técnica de Machala, en la cual se desarrollan estas actividades
diarias. Esta guía es el resultado de gran esfuerzo y dedicación para
los estudiantes de quinto año de la Unidad Académica de Ciencias
Químicas y de la Salud de la Universidad Técnica de Machala, ubicada
en la Panamericana Kilometro 5 1/2 Vía a Pasaje, la misma que será de
gran utilidad en el Laboratorio de Microbiología y Bioquímica.
El análisis clínico es un campo multidisciplinario cuya finalidad es
la aplicación de la Ciencia Química para contribuir a la resolución de
problemas de salud. La función de las materias de aplicación de Análisis
Clínico es realizar análisis, tanto cualitativos como cuantitativos,
en fluidos corporales como sangre, orina, líquido seminal, líquido
cefalorraquídeo, etc. Para que los resultados de dichos análisis sean
útiles a los médicos en el diagnóstico, tratamiento y seguimiento de

Núñez Thayana / Maldonado Emerson
14
una enfermedad, éstos deberán realizarse bajo un estricto control de
calidad logrando niveles óptimos de precisión y exactitud, caracterís-
ticas deseables en cualquier diagnóstico. El resultado de este manual
es un intento de mejora para el estudio en el área de Hematología,
Coagulación sanguínea y Bioquímica Clínica y que el mismo contendrá
métodos y técnicas que serán una herramienta de gestión en el
desarrollo experimental, de gran utilidad para los estudiantes del área
de salud, en especial para aquellos que cursen esta asignatura.

[15]
Introducción
Los desarrollos experimentales de Análisis Clínicos se ocupan de realizar
estudios microbiológicos, químicos, inmunológicos y hematológicos de
productos, excreciones secreciones, del hombre, para establecer un
mejor diagnóstico y facilitar el tratamiento de las enfermedades.
Estos procesos prácticos de Análisis clínico I son fundamentales, ya
que se realizan las mediciones y reportes de los componentes químicos
disueltos en la sangre, utilizando el suero de la misma ya que está libre
de células y específicamente donde se encuentran los componentes
disueltos, en la cual se analizan diversas cantidades de elementos,
según sea requerido por el médico o el propio paciente.
Los estudios de laboratorio forman parte del proceso de atención a
la salud el cual se apoya en el estudio de distintas muestras biológicas
mediante su análisis y que brinda un resultado objetivo que puede ser
tanto cuantitativo (un número, como en el caso de la cifra de glucosa)
o cualitativo (positivo o negativo).
Los nuevos métodos analíticos se desarrollan con el fin de mejorar
la exactitud y la precisión de los métodos existentes, también tiene el
propósito de permitir el manejo de equipo automatizado, para reducir
los costos de los reactivos o de la mano de obra, o para medir un
compuesto nuevo. En cualquier caso, se debe verificar experimental-
mente el rendimiento analítico en el laboratorio clínico. La extensión
de los experimentos y la interpretación de los datos van a depender del
propósito de la evaluación y de quien la realiza, pero el fundamento
básico y el diseño experimental son similares en todas las evaluaciones.
Los laboratorios usan diferentes valores de referencia o normales
para los resultados de cada prueba es decir cada uno establece los

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valores referencias de acuerdo con las técnicas de los laboratorios
que trabaje para efectuar estos análisis. Los informes de laboratorio
establecen el rango normal e indican cualquier resultado que no se
ajuste al mismo.
El resultado de un análisis clínico se interpreta a la luz de
valores de referencia establecidos para cada análisis y requiere de
una interpretación médica. No deben confundirse ambos conceptos
ya que hablamos de dos cosas diferentes, por un lado está la prueba
diagnóstica realizada y su resultado, y por el otro, la interpretación que
el médico en cuestión dé a esos resultados
El objetivo de este texto guía es proporcionar a los estudiantes,
un manual que brinde de manera accesible, forma sencilla y clara
el desarrollo de procedimientos técnicos que se realizan en Análisis
Clínico, así como también brindar una herramienta que permita
realizar los procedimientos técnicos de laboratorio de análisis clínico,
evitar desviaciones en el desarrollo de cada análisis, facilitar el uso de
cada técnica con el lenguaje apropiado, contribuir al conocimiento de
las patologías que concierne cada análisis.

[17]
Bioseguridad y usos de la sangre
Normas de Bioseguridad en el laboratorio
Introducción
Bioseguridad se refiere a la calidad de ser seguro, libre de riesgo o
peligro. La bioseguridad se define como un conjunto de medidas
encaminadas a proteger a los trabajadores y los pacientes de la
exposición a riesgos biológicos en el laboratorio, así como también la
protección del ambiente. Compromete también a todas aquellas otras
personas que se encuentran en la institución. Pese a considerarse un
tema novedoso, lo que ha ocurrido es un cambio en la visión en torno
a este tema y que ha llevado a preocuparse y buscar metodologías de
implementación en los laboratorios. Es legítimo pensar que el concepto
de bioseguridad da cabida a la protección contra otros elementos que no
son estrictamente de origen biológico pero que son capaces de constituir
riesgo y agresión, por este motivo, deben considerarse medidas de
protección al manipular sustancias como: tóxicos, energizantes,
cancerígenos, hormonas, antibióticos, entre otros. Algunos de los
pilares fundamentales de la bioseguridad que deben considerarse en la
aplicación de los procedimientos asociados a este tema son:
• Universalidad
Las medidas de bioseguridad son aplicables a todo el personal del
laboratorio y durante todos los procesos que en él se desarrollan.
• Uso de barreras
Permite evitar la exposición directa a los fluidos biológicos o
sustancias químicas peligrosas.

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• Manejo y disposición del material contaminado
Objetivo:que el estudiante conozca y aplique en su actividad
estudiantil profesional las normas de seguridad.
Normas de seguridad.
¿Conoce las normas de bioseguridad?
¿Qué significa para usted, el término: Laboratorio Nivel de
Bioseguridad 1 ò Nivel de Bioseguridad 2?
¿Conoce cuáles son los riesgos de una infestación en el Laboratorio?
¿Reconoce Usted el símbolo ubicado en la parte superior derecha?
Las normas de bioseguridad en el laboratorio denominadas también
normas Universales o Estándares se pueden clasificar en:
Normas generales
Normas técnicas
Eliminación de desechos biológicos: tratamiento de los desechos.
Normas generales
Muchos de los accidentes que ocurren en un laboratorio, son
ocasionados principalmente por dos razones: falta de conocimiento
acerca de la labor que se realiza dentro de él y negligencia para seguir
las normas mínimas de seguridad Las normas están designadas a
mantener el factor de controles de riesgos, tanto químicos, físicos,
orgánicos, ambientales, biológicos, ergonómicos y de seguridad, los
cuales atentan contra la salud de las personas que trabajan en el
laboratorio.

Bioseguridad y usos de la sangres 19
A continuación se anotan una serie de normas que el estudiante
deberá conocer prolijamente, para aplicarlas en las prácticas de
hematología y en todas aquellas actividades en las que manipule
productos biológicos.
Las principales normas son:
•Se deberá colocar en la puerta de laboratorio la señal internacional
de riesgo biológico.
•El acceso al labortorio estará limitado solo al personal autorizado.
•El área de trabajo debe estar limpia, ventilada e iluminada.
•En el laboratorio se utilizaran batas apropiadas, llamada Bata de
laboratorio o Mandil, la que ser de color blanco, mangas largas y de
longitud hasta la rodilla.
•Esta indumentaria no se debe usar fuera del laboratorio, ejemplo;
oficina, biblioteca, bares. En todo caso si el estudiante va a salir del
laboratorio deberá dejar guardado el mandil en el casillero. Así se evitara
transmitir cualesquier contaminación fuera del laboratorio, es posible
usar una chaqueta blanca para transitar o realizar otra actividad, esta
indumentaria es diferente del mandil antes indicado.
•Se utilizaran guantes en todos los trabajos que entrañen un
contacto directo o indirecto con sangre u otros líquidos biológicos.
Ejemplo; la punción venosa.
•Los guantes reducen la incidencia de contaminación con sangre
durante la extracción de la muestra, pero pero no pueden prevenir
las lecciones penetrantes causadas por agujas u otros instrumentos
filoso. La sangre y fluidos corporales de todos los pacientes deben ser
considerados potencialmente infecciosos para el virus de inmunodefi-
ciencia (vih), Hepatitis B y otros patógenos transmitidos por la sangre.
•Proteja sus ojos y la cara de salpicaduras de sangre o impactos,
utilizando gafas de seguridad y mascarilla de protección. También
puede emplearse escudos protectores que cubren los ojos y la boca, en
general toda la cara, como un aplaca de polietileno transparente fijada
a la cabeza.
•Al inicio y al término de una práctica se debe limpiar la superficie
de trabajo con una solución desinfectante.

20
•Las puertas y ventanas deben permanecer cerradas durante la
sesión de laboratorio para evitar la contaminación de corrientes de aire.
•No está permitido pipetear con la boca, reactivos o líquidos
biológicos inclusive el agua destilada. Utilice dispensadores mecánicos
o semiautomáticos.
•Lávese las manos a la hora de entrada y al término de cada
práctica, secándose con toallas de papel descartable.
•El personal con cabello largo debe recogerlo para trabajar dentro
del laboratorio, utilizando una redecilla, Todos los procedimientos
técnicos se practicaran de manera que reduzca al mínimo la formación
de aerosoles o salpicaduras, así mismo se evitara la producción de
gases o vapores por acción de los componentes biológicos.
•Por lo tanto en los procesos de centrifugación y de manipulación
de líquidos biológicos el recipiente que los contiene deberá tener tapa
hermética
•En la zona de trabajo no está permitidos comer, beber, fumar,
guardar alimentos, ni aplicarse cosméticos. Para las practicas se
deberá mantener las uñas cortadas limpias y sin esmalte. Usar un
calzado adecuado, antideslizante, para las prácticas.
•Todo el personal deberá poner especial cuidado en evitar el contacto
con materiales potencialmente infecciosos, por ejemplo la sangre, sin la
debida protección.
•El transporte de materiales o muestras entre laboratorios se
realizara de manera tal que en caso de caídas no se produzca salpicadura
•Los derrames y accidentes deben reportarse inmediatamente
al docente a cargo de la práctica, para aplicar los procedimientos
apropiados.
•La eliminación de guantes y mascarillas se deberá realizar
apropiadamente después de cada práctica. Las agujas se desecharan
en recipientes apropiados (guardianes), asi como hipodérmica.
•Utilice los equipos de laboratorio según las instrucciones o
procedimientos operativos.
•En la zona de trabajo solo deberá estar el material de ensayo, y su
cuaderno de notas y/o la técnica correspondiente a la práctica.

Normas técnicas
Las normas más importantes que representan las características
físicas de los espacios de trabajo, en los laboratorios como las zonas
de esterilización; El cielo raso, paredes, suelo, deben ser lisos y fáciles
de lavar. El piso debe ser antideslizante. Ambos pintados con pintura
antiabsorvente.
La iluminación deberá ser suficiente, evitando reflejos y brillos
molestos.
El laboratorio deberá contar con un lavabo de grifos (tipo ducha al
revés) para accidentes en el rostro, así como una ducha ubicada estra-
tégicamente en el laboratorio para los casos de accidente con reactivos
agresivos y que comprometa áreas extensas de la persona.
Deberá disponer también de una autoclave para eliminación de
desechos biológicos.
Si el laboratorio utiliza sistema de acondicionar de aire, este no
debe circular el aire.
Se deberá de disponer de equipos contra incendios: Un extintor.
El suministro de gas para los correspondientes equipos debe
ubicarse estratégicamente, de manera que permita un acceso rápido,
en caso de emergencia.
Aunque existen más normas de las antes señaladas, tomase como
una referencia básica de aquellas.
Eliminación de desechos
Dentro de las normas de seguridad, está contemplado lo referente a la
eliminación de desechos biológicos, lo cual constituye un problema de
salud muy importante a considerar, al momento de eliminar los restos
de muestras de sangre, suero, así como los objetos corto punzante:
agujas, bisturís…
a. Las agujas y objetos cortantes contaminados deben colocarse en
recipientes herméticos resistentes a perforaciones, oxidación, deberán
ser impermeables y plenamente identificados con el símbolo de riesgo
biológico. A estos recipientes de los denomina Guardianes y hay de
diferentes tamaños, según la necesidad del laboratorio.

22
b. El guardián deberá tener hipoclorito de sodio al 10 %. Depositar
unos mililitros al empezar el uso y cuando se vaya a desechar previa
esterilización en autoclave. Las agujas nunca deben recubrirse o
doblarse cuando se las introducen en e l guardián.
c. Las superficies contaminadas deben limpiarse inmediatamente
con solución de hipoclorito de sodio al 10%
d. Lo artículos contaminados (papeles, material de vidrio roto,…)
deben desecharse en bolsas rotuladas antes de enviarse para su
eliminación.
Los desechos se identificaran de la siguiente forma:
Para eliminar los materiales contaminados, se seleccionara según el
color de la funda.
1. Funda de color rojo, para desechos infecciosos: Sangre de pacientes,
suero, plasma otros componentes, insumos usados para tomar muestras,
agujas, jeringas, material de vidrio contaminado con sangre sospechosa,
así como desechos especiales. Previamente de deberá auto clavar todo el
material arriba indicado, antes de ponerlo en la funda roja.
2. Funda de color negro, para desechos comunes, y los de uso
doméstico.
3. Funda de color gris,para desechos reciclables: cartones, papeles, y
otros productos.
4. Funda de color amariilo para desechos radioactivos: como los de
radioinmuno ensayo, y la radiología.
Tratamiento de los desechos
Los métodos para eliminar los desechos infecciosos son varios:
1 Incineración a alta temperatura (1.0000 C o más)
2 Autoclave
3 Desinfección química
4 Calor seco
5 Microondas

Se considera la incineración el método de eliminación más efectivo.
Aunque no todos los establecimientos de salud poseen este equipo, en los
laboratorios privados del uso del Autoclave constituye el primer paso de la
eliminación de desechos biológicos.
Los desechos de laboratorios y clínicas privadas, deberán recibir un
tratamiento en autoclave durante 30 minutos como mínimo, a 121oC y
15 libras de presión.
Resumen: La aplicación de las normas de bioseguridad, es
importante para obtener unos resultados óptimos durante esta práctica
y no presentar accidentes inesperados en los procesos analíticos.
Nivel de bioseguridad 1
En este nivel se trabaja con agentes que presentan un mínimo peligro
para el personal de laboratorio y para el ambiente. El acceso al laboratorio
no es restringido y el trabajo se puede realizar por lo regular en mesas
estándar de laboratorio, En este nivel no se requiere equipo espacial ni
tampoco una diseño especifico de las instalaciones.
Es similar al nivel de bioseguridad 1 y en el se manejan agentes de
peligro moderado hacia el personal y al ambiente, pero difiere del nivel
1 en lo siguiente:
El personal de laboratorio tiene entrenamiento específico en el
manejo de agentes contaminantes, ejemplo, sangre, patógenos. El acceso
al laboratorio es restringido cuando se está realizando algún trabajo.
Se toma precauciones extremas con instrumentos punzocortantes
contaminados.
Este nivel en el que se encuentra en los laboratorios clínicos
de diagnóstico, algunos laboratorios universitarios y también de
investigación. Los laboratorios cuentan con un diseño y con caracte-
rísticas especiales y todos los materiales son manipulados utilizando
vestimenta y equipo de protección.
En este nivel es en el que se utiliza para trabajar con agentes
biológicos que representa un alto riesgo individual de contagio y
además son de riesgo para la vida. El personal de este laboratorio
cuenta con entrenamiento específico para trabajo en el ambiente estéril
y controlado de los mismos.

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Como un tema complementario al sistema de bioseguridad, se
deberá considerar los riesgos ocupaciones generales que se señalan a
continuación:
Riesgo de Incendio
Riesgo de Sustancia Química
Riesgo por Electricidad
Desarrollo de un Programa de Seguridad
Riesgo de incendio
Debido a la cantidad de sustancias químicas inflamables y combustibles
utilizadas en el laboratorio de hematología y otros laboratorios, el fuego
implica un riesgo potencial.
Es necesario un plan de seguridad y prevención contra incendios.
Debe incluirse lo siguiente:
A.Prohibido el acto de fumar dentro del laboratorio
B.Instalación de extintores de incendios adecuados para cada
laboratorio
C.Publicar un plan de prevención y respuesta al incendio
D.Un programa de entrenamiento contra incendios
E.Ubicar estratégicamente los reactivos inflamables para un control
eficaz en una emergencia
F.Ubicación de cajas de alarma de incendio manuales en lugares
estratégicos del edificio.
G.Realización de simulacros de incendios para acostumbrarse a
esta situación y no desencadenar una respuesta de pánico.
Riesgos de sustancias químicas
Algunas de las sustancias químicas utilizadas en el laboratorio de
hematología se consideran peligrosas y deben respetarse algunos
principios generales:
•Rotular apropiadamente todas las sustancias: señalando el nombre
y concentración de la presentación, fecha de vencimiento, los riesgos
de la sustancia, conservar el alcohol y otras sustancias inflamables en
armarios con seguridad comprobada y alejada de una fuente de calor.

•Ventilación adecuada
•Utilizar el equipo protector cuando se manipula las sustancias
inflamables
•Disponer de duchas de seguridad y estaciones para el lavado de los ojos
•Para limpiar el microscopio utilizar alcohol en lugar de xilol o xileno.
•No permitir los usos de lentes de contacto cuando se trabaje con solventes.
•Conocer los procedimientos con respuesta para las situaciones de
derramamiento de sustancias químicas.
Riesgos de electricidad
El equipamiento eléctrico y de tomacorrientes constituye otra fuente de
peligro de incendio.
•Los equipos deben tener conexión a tierra
•Debe prohibirse el uso de adaptadores “tramposos”
•Debe prohibirse el sistema de enchufes múltiples
•Cuando se desenchufa los cables, hay que tira el enchufe y no el cable
•Los equipos que causen sensación de hormigueo deben apagarse,
desenchufando y reportarse como defectuosos.
Antes de intentar la reparación o ajuste de algún equipo eléctrico:
desenchufar el equipo, asegurarse de tener las manos secas, quitarse las
jollas (anillos, pulseras).
Programa de seguridad
Debe incluirse los siguientes componentes:
A.Plan de seguridad escrito
B.Programa de capacitación
C.nforme e investigación de todos los “casi” accidentes
D.Simulacro de emergencia y evacuación del personal
E.Establecimiento de un comité de seguridad
F.Evaluación de un programa anual del programa de seguridad.

26
Recolección y procesamiento de muestras
Introducción
Es el fluido más utilizados la sangre. Las venipunciones se deben
estandarizar en términos de la hora de recolección. Se debe definir muy
bien el protocolo de preparación de muestras, la postura durante la
toma de sangre, el tiempo de aplicación del torniquete, la temperatura
de transporte y el almacenamiento. Los datos obtenidos de sangrede
capilares no pueden compararse con los obtenidos de sangrevenosa.
Los valores hematológicos también dependen de la edad, sexo hábito
de fumar, hora de día, posición erecta o supina del paciente durante la
toma, duración de la estasis venosas producida por el torniquete y la
administración de líquidos y drogas.
Los 3 métodos más importantes para obtenerlo son:
1) Punción venosa;
2) Punción capilar
3) Punción arterial.
La sangre oxigenada por el pulmón, es bombeada por el corazón
hacia todos los órganos y tejidos para cubrir las necesidades
metabólicas. La sangre venosa varía según la actividad metabólica
del órgano o tejido por lo que el punto donde se extrae la muestra
puede influir en la composición de la sangre venosa. Esta tiene menos
Oxigeno que la arterial también se diferencia por su concentración en
Dióxido de Carbono, por el pH, y su hematocrito. La sangre arterial
tiene prácticamente una composición uniforme en todo el cuerpo.
La sangre obtenida por la capilaridad, es una mezcla de sangre
procedente de vénulas,arteriolas, y capilares por lo tanto es en parte
arterial, y en parte venosa.
Recolección de una muestra sanguínea:
Punción venosa: sistema de hipodérmica y aguja sistema al vacío.
Objetivo: que el estudiante aprenda una técnica exitosa para extraer
sangre venosa utilizando una aguja hipodérmica y una aguja (jeringuilla).
Sistema de hipodérmica y aguja (Jeringuilla)

t
Fundamento: se basa en la recolección de una muestra de sangre
venosa utilizando una hipodérmica y aguja (jeringuilla).
El sistema consta de una hipodérmica y su aguja, las cuales viene
en una envoltura esterilizada que preserva la idoneidad del conjunto.
Componentes:
1. La hipodérmica: consta de dos partes: un cilindro graduado
con su embolo, esterilizados, para la aspiración mecánica de la sangre
venosa del paciente y una aguja esterilizada que se acopla al cilindro.
El volumen del cilindro varía según la cantidad de sangre requerida,
por ejemplo, 1, 3, 5, 10, 20 ml etc.
2. La aguja consta de tres partes: el cubo de la aguja, la cánula y
el bisel de la aguja.
Las agujas se clasifican según el diámetro internos de la cánula y
la longitud de la misma.
Respeto al diámetro de las agujas se clasifican en 30, 27, 25, 21,
20, 19. Etc. Cuando el número es más alto y más fino que la cánula,
de manera que una aguja # 25 es una aguja fina, no es así un número
19 será una aguja gruesa.
Sobre el cubo de la aguja viene marcado el diámetro antes expuesto
seguido de la letra G, que significa en el idioma ingles: gauche. Ejemplo
25G, 21G, 19G.
El diámetro recomendado para la extracción de la aguja 21, salvo
la calidad de venas del paciente, en cuyo caso puede optarse por una
aguja más fina.
En cuanto a la longitud, las agujas se determinan en pulgadas:
de 1 pulgada, 1 y ½ pulgada etc. También hay pulgadas de 2 y tan

--
pequeñas como de ½ pulgada y de 5/8 de pulgada. Se recomienda un
aguja de una pulgada para la extracción de sangre.
Resumiendo para una extracción de sangre se recomienda
hipodérmica de 3 o 5 ml con aguja 21G x 1.
Materiales y reactivos:
•Jeringuilla de 1ml con aguja 25G 5/8
•Guantes
•Mascarilla
•Gafas de seguridad
•Algodón
•Alcohol (alcohol Pre-Pad)
•Torniquete
•Pinzas
•Recipiente para agujas usadas y jeringuillas (guardián)
•Tubos para recolección de 1ml de sangre que contenga
anticoagulante edta
•Lápiz graso
•Gradilla
Técnica
El profesional en formación debe empezar se lava las manos y se pone
los guantes y mascarilla.
En la recolección se debe cumplir diversos pasos que a continuación
señalemos:
28

a. Preparación del paciente
b. Preparación del material
c. Aplicación del torniquete
d. Selección de la vena
e. Esterilización de la zona
f. Punción de la vena
g. Aspiración de la sangre
h. Eliminación del torniquete, retirar la aguja
i. Identificación de las muestras.
a. Preparación del paciente.
Identificar apropiadamente al paciente. No debe interrogar al paciente
diciendo su nombre que viene escrito en la orden de examen, sino
preguntando cuál es su nombre.
La posición debe ser más cómoda para la extracción de sangre es
la posición sentada. Utilizar una silla con apoya brazos inclinados, que
dará comodidad al paciente y permitirá tener control de la situación de
todo momento, que el área este bien iluminada.
Con unos minutos antes en esa posición, se logra que el paciente se
tranquilice y normalice su presión sanguínea, el hecho de saber que se
le va a practicar una punción, a muchas personas les produce temor y
nerviosismo. Hay que darle seguridad y confianza.
Explicar al paciente sobre el procedimiento que se va a realizar. No
le mienta diciéndole que no le va a doler la punción, por lo contrario
exprésele que la punción la podrá tolerar y sera semejante a la picada
de un mosquito.

30
b. Preparación del material
Todo el material que se va usar en la punción venosa debe estar al
alcance de nuestras manos por ejemplo: Agujas, jeringuillas, tubos,
torniquetes, alcohol, algodón,.. Evitando así enfrentar una emergencia
en el caso de que se llegue a caer de las manos algún elemento o el
algodón. Identificar los nombres con el nombre o código del paciente.
Preparar la hipotérmica y la aguja, verificando que esta se encuentre
bien fija al cilindro y que el embolo se mueva con facilidad. No retirar la
cubierta de la aguja hasta el momento de la punción.
c. Aplicación del torniquete
El propósito del torniquete es mejorar la percepción visual y al tacto
de las venas del paciente. Escoger las venas más gruesa y definida. El
torniquete no debe bloquear a la circulación, ni producir cianosis local.

d. Selección de la vena
Los sitios más frecuentes de punción son:
Las venas del antebrazo, venas del dorso de la mano, de la cara
interna de la muñeca de la mano. Otros sitios: las venas que circundan
el tobillo, la vena femoral.
e. Esterilización del área
Se empleara una toalla de alcohol-pad (algodón con algodón). Se frota
con firmeza en forma circular del centro hacia a fuera del sitio elegido.
Realizando círculos más amplios cada vez, de hasta 2 pulgadas de
diámetro. Desechar la toalla sucia, dejar secar el alcohol espontánea-
mente.
Si este no se evapora en un minuto se deberá limpiar la zona con un
algodón seco, pues el alcohol es de mala calidad. Preparar un algodón
embebido con alcohol para el final de la extracción de la muestra
sanguínea.

32
f. Puntuación de la vena
Elegida la zona de punción identificada la vena, palpe su trayectoria y
grosor.
Tome la hipodérmica con la mano derecha. Con la mano izquierda
hale suavemente la piel del paciente por debajo del sitio elegido, sin
templar excesivamente.
Apoyándose con la otra mano sobre el brazo del paciente y
formando un Angulo de 450, entre la aguja y el brazo puncionar la
vena elegida siguiendo su trayectoria, con presión constante y firmeza
la profundidad es aproximadamente 3 a 5 milímetros.
Retirar la mano izquierda del brazo del paciente, y halar el embolo
de la hipodérmica, manteniendo el Angulo y el apoyo sobre el brazo del
paciente. En ningún momento se deberá presionar la aguja contra el
brazo del paciente, no es técnico ese proceder.
g. Aspiración de la sangre
Aspirar la sangre venosa. Aplicar la aspiración con suavidad pero
manteniendo la hipodérmica en posición. El volumen dependerá de la
cantidad de exámenes que la orden señale. También depende de las
técnicas de ansias que utilicen.

h. eliminación del torniquete
Generalmente se recomienda retirar el torniquete en el momento que
la sangre fluye a la hipodérmica, pero la experiencia demuestra que no
hay que hacerlo hasta que se termine el proceso.
Con la sangre en la jeringuilla, retirar todo el conjunto de aguja e
hipodérmica, en el mismo ángulo que fue introducida. Poner un trozo
de algodón sobre el sitio y presionar por dos minutos, no permitir que
el paciente doble el brazo.
i. Identificación de la muestra
La muestra se trasvasara a los tubos, se retirara cuidadosamente
la aguja de la jeringuilla, usando las pinzas, llenar los tubos por la
paredes sin formar aerosol, empezando con el tubo para hematología,
coagulación, finalmente el de bioquímica. Verificar la rotulación del
tubo con el nombre del paciente o un código de laboratorio que lo
identifique en lo posterior.
Finalmente agradezca al paciente su colaboración.

34
El material utilizado: aguja, jeringuilla, deben ser adecuadamente
desechados, en recipientes para el efecto. Utilizando las pinzas para
retirar la aguja de la jeringuilla, se evita accidentes en la manipulación
de este material.
Fuentes de error
• Mezclar inadecuadamente la sangre
• Relación inadecuada de sangre y anticoagulante
•Torniquete muy apretado al brazo
•Extraccion de la sangre con exseiva presión,
que puede provocar hemolisis
•Rotular inadecuadamente los tubos
Sistema al vacío (vacutainer) de extracción de sangre
Fundamento
Se basa en la extracción de sangre venosa utilizando una aguja de doble
sentido y tubos de ensayo con tapones que en su interior contiene vacío.
El sistema de Vacío o Vacutainer consta de 3 partes:
•Una aguja de doble sentido, con uno de los extremos recubiertos
por un capuchón o caucho retráctil.
•Un adaptador o cilindro colector en el que se fija la aguja
enroscándola firmemente al adaptador, exponiendo un extremo para al
punción y el otro en el interior.

•Una serie de tubos al vacío con tapones de cauchos de diversos
colores que pueden contener o no reactivos dependiendo del tipo de
examen solicitado, y de diferente volumen, desde 0,5 ml, 1,0 ml, 2,5 ml
hasta 15 y 18 ml.
Técnica
El proceso se inicia como se indica en la técnica de punción con
jeringuilla: identificar al paciente, aplicar el torniquete, seleccionar la
venta más prominente, esterilizar el área de punción.
Tomar una aguja y fijarla al adaptado. Poner un tubo al vacío en el
interior del adaptador cuidando de no pinchar el caucho, pues perdería
el vacío.

36
Puncionar la vena siguiendo las recomendaciones establecidas, y
cuando la aguja se encuentre en la luz de la vena, cambiar de mano,
de la derecha que se realizó la punción, a la mano izquierda que pasa a
sostener el equipo en la misma posición y ángulo.
Con la mano derecha usando el pulgar presionar el tubo del caucho
al vacío contra la aguja ubicada en el interior del adaptador y atravesar
el tapón de caucho. El vacío será reemplazado por la sangre del paciente,
en el volumen al que el fabricante lo diseño ej. 5ml o 10 ml, etc.

Retirar el torniquete. Iniciar con el tubo para las pruebas
Bioquímicas y finalizar con el de hematología.
•Una vez lleno el tubo con la muestra retíralo del adaptador, con la
mano derecha.
•Este sistema permite introducir otros tubos de volúmenes diversos
con anticoagulantes o sin él, según el requerimiento de exámenes
solicitados.
•Para finalizar con un algodón embebido en alcohol aplicarlo en el
sitio de punción y retirar del equipo.
•Desechar apropiadamente la aguja y conservar el adaptador para
futuras tomas de muestras

CODIGO de COLOR ADITIVO MUESTRA ANA LISIS
."* Sin Aditivo Suero
Qui mica
Serologla
·~mu•n.arilla Gel/Sin Aditivo Suero
Química
.... Serologla
..........
·c.~. Citrato Plasma Coagulación
uu. EDTA Plasma Hematologla
•--~ Heparina Plasma
Químic
a
Serologia
·-~ Otra to Plasma V.H.S.
[lm Fluoruro Plasma Gluccsa
F.Yw collpllQI
38
Notas
1. El bisel de la aguja es la zona final de la aguja, está cortada en
sesgo, de manera que tiene filo en forma triangular, minimizando ele
efecto traumático al travesar la piel.
2. Aunque hoy en día todas la agujas tienen cubos de plástico y
estos son de varios colores para identificar el diámetro, se observa que
el número de aguja viene impreso en el sobre de embalaje.
3. Cuando el paciente no presenta venas gruesas y visible, hay que
optar por venas finas o delgadas en cuyo caso un aguja 25G 5/8 de
pulgada, permitirá lograr con éxito la extracción, pero en forma lenta.
Casos de punción normal y errónea
Tubos al vacío y color de los tapones

Usos de la sangre. Anticoagulantes
Introducción
La sangre es un líquido rojo, viscoso de sabor salado y olor especial,
compuesto por agua, sustancias disueltas y células sanguíneas. Las
partes que componen a la sangre son: los glóbulos rojos, el plasma, los
glóbulos blancos y plaquetas.
El plasma sanguíneo es la parte líquida, es salado de color amarillento
y en el flotan los demás componentes de la sangre, también lleva los
alimentos y las sustancias de desecho recogidas de las células. El plasma
cuando se coagula la sangre, origina el suero sanguíneo.
Los glóbulos rojos o hematíes tiene forma de discos y son tan pequeños
que en cada milímetro cubico hay de cuatro a cinco millones, miden unas
siete micras de diámetro, no tienen núcleo por eso se consideran células
muertas, tiene un pigmento rojizo llamado hemoglobina que les sirve para
transportar el oxígeno desde los pulmones a las células.
Los glóbulos blancos o leucocitos son mayores pero menos numerosos
(unos siete mil por milímetro cubico), son células vivas que se trasladan,
se salen de los capilares y se dedican a destruir a los microorganismos y
las células muertas que encuentran por el organismo. También producen
antitoxinas que neutralizan los venenos de los microorganismos que
producen enfermedades.
Las plaquetas forman parte de la sangre que ayudan a la coagulación.
Estas son más pequeñas que los glóbulos rojos y los blancos.
La cantidad de plaquetas en la sangre se ve afectado por muchas
enfermedades. El conteo de las plaquetas se puede realizar para controlar
o diagnosticar enfermedades, o para buscar la causa de demasiado
sangrado o coagulación.
Los anticoagulantes, son fármacos que impiden la coagulación de la
sangre, evitando la formación de coágulos o impidiendo su crecimiento y
además favoreciendo su disolución (desaparición) en caso de que ya se
hayan formado.
Objetivo: que el estudiante identifique los constituyentes de la sangre,
los usos más frecuentes y que desarrolle habilidades para el manejo
técnico de este líquido biológico.
• Preparación de una muestra de sangre para análisis
• Anticoagulantes

40
Preparación de una muestra de sangre para análisis
Un ser humano promedio posee 5 y ½ litros de sangre total, de los
cuales las ¾ partes corresponde al plasma y el último cuarto a las
células sanguíneas. En el estudio de la sangre, esta es sometida a
diferentes preparaciones para realizar diversas pruebas, por lo que
recibe diferentes definiciones según el uso que se le dé:
Sangre total: se denomina así a la sangre que se obtiene de una
punción venosa y se le agregado un anticoagulante por ejemplo la edta
(Sal potásica), o sal sódica.
Sangre diluida: es la sangre recién extraída a la que se le agrega
reactivos apropiados para fines específicos (líquido de Gower, líquido
de Turk). Ej. Recuento de hematíes, leucocitos y plaquetas.
Suspensión de células: es una preparación constituida por
glóbulos rojos lavados y suspendidos en solución salina fisiológica. Ej.:
suspensión de hematíes al 5%.
Plasma sanguíneo: Es el líquido amarillento turbio que se obtiene
después de centrifugar la sangre con anticoagulante citrato de sodio. El
plasma ocupa la parte superior de la mezcla centrifugada y en la parte
inferior el paquete globular, además se caracteriza por que contiene los
factores de la coagulación.
Suero: es el líquido amarillo traslucido que se obtiene de centrifugar
la sangre la cual se ha dejado coagular espontáneamente durante una
media hora, y ocupa la parte superior de la mezcla, en l parte inferior
se ubica un coagulo. La característica del suelo es que no contiene los
factores de la coagulación. En el suero se practica aproximadamente el
80% de las pruebas de laboratorio para un paciente.
Frotis sanguíneo: es el extendido de una gota de sangre total sobre
un portaobjetos se utiliza el estudio morfológico y diferencial de la sangre,
así como otras pruebas: plaquetas, parásitos de la sangre (hematozoario).

Anticoagulantes
Son sustancias que evitan la coagulación de la sangre por remoción o
secuestro de uno de los factores de la coagulación. Ej. El factor calcio.
Los principales anticoagulantes de usos en Hematología son:
• e.d.t.a.(etilendiamino tetraacetico). Se utiliza la sal sódica o
potásica, al 10%. Tiene la particularidad de conservar las células y
evita la aglutinación de las plaquetas se recomienda la sal e.d.t.a. k3.
K2o Na2.
• Citrato de sodio: al 3.8%. se utiliza para evaluar los factores de la
coagulación en relación 1:9, y en la determinación de la eritrosedimen-
tacion globular (vsg) en relación 1:4, anticoagulante sangre respectiva-
mente. En una concentración diferente en Banco de sangre.
• e.d.t.a. más floruro: se utiliza exclusivamente para dosificar
glucosa sanguínea.
• Heparina: se emplea investigación en hematología.
• Mezcla de oxalato de amonio y potasio: se utilizaba en el pasado
como anticoagulante en hematología, actualmente tiene poco uso.
Nota: Ver anexo de preparación de anticoagulantes.
Práctica:
Obtener sangre total
Obtener plasma por centrifugación: 5 a 1.500 rpm
Obtención de suero sanguíneo
Realizar un frotis sanguíneo. Técnica

SERIE ROJA CONCEPTO
VALORES
COMENTARIOS
HOMBRE MUJER
Encarg.,dos del
4.5- 6.5 3.8 - 5.8
Er itro<:it:os transporte de O>. m1ll./ mml m1ll./ mml
Proteínaen la que - Para el trtetlon debemos
Hemoglobina
se produce la l'I - 18 12 -16 buscar valoresaltos.
fijaoon de 02 para g/ di g 1 di - Menosde 12 g /di:
su transporte poslble a nemla.
o/o de eritrocitos en - Los triatletas pueden
Hematocrlto
el volumen total de
40 - 50 '*' 35-<!5% tener valores bajos por el
sangre incremento del vol
umen
sancuineo.
Volumen Volumen, tamaño de
corpuscular los hematíe-s.. 80 -98 fL
medio - En anertuas por falte de
Hemoglobina cantidad media de hierro el VCMes bajo.
corpuscular Hb por hemane 27- 32 pgr
media - SI VCM aumenta, la HCM
Concentración Concentraclón de Hb también aumenta. CHCM
deHb por hematíesegún 30-389 /di
permanece normal.
corpuscular su volumen.
media = Hb I Hematocrlto.
[43]
Citometría sanguínea
(Hemograma. Biometria sanguínea) Parámetros prosupuestos
Estudio diferencia de leucocitos
Nombre Porcentaje Vn Absoluta
Meta mielocitos 0 -2 % 0 - 240
Neutrófilos en banda 0 – 6 % 0 – 720
Neutrófilos seg. 55- 75% 2.450 – 9.000
Eusinòfilos 0 – 6 % 0 – 720
Basófilos 0 -2 % 0 – 120
Hematología

44
Linfocitos 25 - 33 % 1.500 – 3.960
Monocitos 1 – 7 % 60 – 840
En niños Porcentaje Absoluta
Meta mielocitos 0 -2 % 0 - 100
Neutrófilos en banda 0 – 4 % 0 - 600
Neutrófilos seg. 20 - 45% 2.750–4.500
Eusinòfilos 1 - 5 % 0 - 400
Basófilos 0 – 1 % 0 - 200
Linfocitos 40 – 60 % 1.250 – 3.300
Monocitos 2 – 8 % 50 – 700
Morfología de los eritrocitos Normocitos Normo crómicos
Recuento de leucocitos
Adultos 4.500 – 12.000/mm3
Recuento de plaquetas
Rango normal: 140.000 – 500.000 plaquetas
Recuento de leucocitos
Recuento de leucocitos. Fundamento, objetivo, materiales, reactivos,
tecnicas, cálculos y resultado. Valores normales. Leucocitosis y
leucopenia.
Introducción
En la sangre se encuentra compuesta por diversos elementos formes entre
ellos están los leucocitos o glóbulos blancos que son las células móviles
del sistema inmunitario. Cada leucocito tiene una morfología y distintas
funciones que la realizan al entrar a los tejidos linfoides o a las zonas
donde hay inflamación intensa. En la sangre se encuentran cinco tipos
de leucocitos como son: linfocitos, monocitos, neutrófilos, basófilos y
eosinófilos. Los leucocitos se estudian en preparaciones coloreadas por dos
razones: a fin de determinar la apariencia normal o anormal de las células
y sus porcentajes relativos en el diagnóstico de ciertas enfermedades. El
recuento tanto de eritrocitos y Leucocitos es uno de los métodos de rutina.

Hematología 45
Para el conteo de leucocitos, se usan métodos sistemáticos que
son más rápidos y precisos, y los métodos manuales, como es en esta
práctica, con la utilización de la cámara de Neubauer y su reactivo
respectivo, que es el de turk. El líquido de Turk es hipotónico de modo
que se destruyen los hematíes y así no entorpecen en el recuento.
El líquido de Turk consta de ácido acético glaciar 30ml, violeta de
genciana disolución de 1% 1ml y agua destilada en cantidad suficiente
para 1000ml. Deberá filtrarse a menudo para evitar levaduras y hongos.
Objetivo:que el estudiante reconozca microscópicamente los
leucocitos en una suspensión en la cámara de Neubauer, que realice el
recuento y los cálculos pertinentes.
Fundamento:Se basa en el recuento de los leucocitos obtenidos en
un volumen apropiado de una muestra convenientemente diluida.
•Muestra de sangre venosa con e.d.t.a. K3
•Tubos de Ependorf de 2ml
•Pipeta semiautomática de 25 y 500 ul., puntas amarillas y azules
•Dispensador de plástico
•Alcohol
•Papel higiénico
•Cámara de Neubauer
•Cubre hematìmetro
•Contador de células
•Microscopio binocular
•Mezclador de tubos
•Gradilla

46
Reactivo de leucocitos: turk
Ácido acético glacial 30 ml
Agua destilada 1.000 ml
Agregar 4 – 6 gotas de violetas genciana al 1 %
Técnica:
1. Preparar una dilución de la sangre total 1:20 con el líquido de
dilución
2. Depositar 25 ul de sangre homogenizada en un tubo de Ependorf
que contenga 475 de ul de reactivo. Tapar y mezclar, ubicar en un
mezclador por 5 minutos (ò 20 ul y 380 ul respectivamente).
3. Preparar la cámarade Neubauer con su respectivo Cubre
hematìmetro con el dispensador de plástico cargado de sangre diluida,
llenar unos de los retículos de la cámara de Neubauer. Ubicar en la
platina del microscopio y dejar en reposo 2 o 3 minutos.
4. Enfocar con objetivo de 10X identificar los 4 cuadrantes corres-
pondientes o los glóbulos blancos. Realizar el recuento de leucocitos en
el primer cuadrante superior izquierdo luego seleccionar los 3 restantes
cuadrantes primarios del retículo marcado con la letra W en la figura
adjunta.
5. Consignar los valores hallados en las 16 cuadriculas secundarias,
incluyendo los meticulositos que se hallan sobre el margen superiorde
la cuadricula primaria y los leucocitos que se encuentren en el margen
lateral derecho. No incluir los leucocitos que se encuentran en las
márgenes opuestas.
6. Los leucocitos se los reconocen por el núcleo teñido de azul
oscuro negro con un halo refringente.
Cálculos
Leucocitos / mm3= N x 10 x 20 /4
Leucocitos / mm3= N X 50
N: Leucocitos hallados en los 4 cuadrantes

Hematología 47
10: Factor de profundidad entre el cubrehematìmetro y la cámara.
20: Factor de dilución de la sangre / reactivo de Turk`s
Valores hallados
Causas de error:
Desintegración de los leucocitos cuando se deja mucho tiempo la
muestra sin procesar.
Pipeta mal calibrada
Dilución incorrecta
Llenado incorrecto de la cámara
Presencia de levadura o suciedad en el líquido de dilución
Calculo erróneo de las células contadas
Usar cámara y cubre hematìmetro sucios y Húmedos
Usar laminilla en lugar de cubre hematìmetro
Puntas defectuosas o reusadas
Cámara sin espejo de fondo
Fórmula para la corrección de leucocitos cuando hay presencia de
glóbulos rojos nucleados en la muestra de sangre.
NL: número total de leucocitos/ mm3
NR: porcentaje de glóbulos rojos nucleados /mm3
Recuento corregido de leucocitos =
W1:
W2:
W3:
W4:
NL X 100
100 + %NR

•
48
Valores normales de leucocitos según edades:
Leucopenia:
Es el recuento disminuido de Leucocitos y puede aparecer en diversas
enfermedades:
•Fallo de la medula ósea (por tumores, fibrosis, intoxicación, etc.)
•Enfermedades autoinmunes (Lupus etc.)
•Enfermedades del hígado o riñón
•Exposición a radiaciones
•Presencia de sustancias citotóxicas
Leucocitosis:
Es el recuento aumentado de leucocitos y puede deberse a:
Recién nacido 10 a 30 mil/ml
A los 3 meses 6 a 18 mil/ml
Al año de edad 8 a 16 mil/ml
Entre los 3 y 5 años 10 a 14 mil/ml
De los 5 a los 15 años 5,5 a 12 mil/ml
Hombre adulto 4,5 a 12 mil/ml
Mujer adulta 4,5 a 12 mil/ml

Hematología 49
• Daño de tejidos en quemaduras
• Enfermedades infecciosas
• Enfermedades inflamatorias ( por autoinmunidad-reumáticas o
por alergia)
• Estrés
• Leucemia
Recuento de eritrocitos
Recuento De Eritrocitos. Fundamento, Objetivo, Materiales, Reactivos,
Método Manual: Tecnicas, Cálculos Y Resultado. Cálculos De Errores
Valores Normales. Valores Anormales.
Introducción
EL Recuento de Eritrocitos es un examen de sangre que determina el
número de glóbulos rojos (gr) que tiene una persona. La cantidad de
oxígeno recibida por los tejidos corporales depende de cuántos glóbulos
rojos tenga la persona y de qué tan bien éstos estén funcionando. El
recuento de eritrocitos es expresado en concentración (células por
unidad de volumen de sangre); en este caso que es el método manual
es de millones por mm³.
El Líquido de dilución más empleado es el líquido de Hayem. En
general vale cualquier solución isotónica con un conservante que no
hemolice, aglutine o deforme a los hematíes al menos durante un tiempo
(isotónica misma concentración que el suero sanguíneo al menos en
este caso). Además lleva un fijador que conserva la forma del eritrocito.
Los métodos manuales utilizan pipetas de dilución, con una señal
101 en la pipeta de hematíes
Cámaras de recuento de Neubauer que al ser vista por el microscopio
se observan los 4 cuadrados de las esquinas denominados A, B, C y
D se utilizan para el recuento de leucocitos y estos están a su vez
subdivididos en 16 partes llamados terciarios. El cuadrado central está
dividido en 25 cuadrados terciarios, cada uno de los cuales mide 0’2 X

50
0’2 mm (0’04mm2) y cada uno de estos se dividen en 16 cuadrados más
pequeños es para los hematies.
Objetivo:que el estudiante desarrolle destrezas y habilidades
técnicas para el manejo y recuento de los eritrocitos.
Fundamento:Se basa en el recuento de los eritrocitos contenidos en
un volumen apropiado de una muestra convenientemente diluida.
• Muestra de sangre venosa con E.D.T.A. K3
• Tubos de Ependorf de 2.5 ml
• Pipeta semiautomática de 10 y 100 ul., puntas amarillas y azules
• Dispensador de plástico
• Alcohol
• Papel higiénico
• Cámara de Neubauer
• Microscopio binocular
• Mezclador de tubos
• Gradilla
• Lápiz graso
Líquido de dilución de Eritrocitos (Gower)
• Sulfato sódico cristalizado 62.5 g.
• Agua destilada c.s.p. 1.000 ml
• Ácido acético glacial 167. Ml

Hematología 51
Método manual: técnica
Para el recuento de eritrocitos, puede emplearse sangre total o sangre
capilar.
1. Realizar una dilución de la sangre total con 1.200con al solución
diluyente, como sigue: depositar 10 ul de sangre homogenizada en un
tubo de Ependorf de 2.5 ml, que contenga 1.9 cc de líquido de Gower,
tapar y Homogenizar en un mezclador 5 minutos.
2. La Cámara de Neubauer deberá estar limpia y con el cubre
hematimetro en el centro.
3. Con el dispensador de plástico cargado con sangre diluida
poner el volumen necesario para que se llene e espacio entre el cubre
hematimetro y la cámara, en donde se encuentra grabado un retículo
de 3mm, en cada lado de la cámara. Evítese sobrecargar con la mezcla
o invadir el otro retículo de 3 mm, si así ocurre limpiar la cámara y
volver cargar la misma con la sangre diluida.
4. Poner la cámara en la platina del microscopio y dejar en reposo
de 2-5 minutos. Con el objetivo de 10x, enfocar el retículo central, luego
pasara a45x. localizar el primer cuadrante superior derecho y contar
los eritrocitos, después los restantes 4 cuadrantes primarios, es decir
las 4 esquinas y el del centro.
5. En el proceso de recuento de eritrocitos, se deberá incluir los
glóbulos rojos que se encuentre sobre las 3 líneas de los márgenes:
superior lateral derecho.
6. Exclúyanse aquellos eritrocitos que se encuentren sobre el
margen inferior y lateral izquierdo de cada uno de los 5 cuadrantes.
7. Consignar el valor hallado de cada cuadrante para los cálculos
finales.
Cálculos
Eritrocitos: millones/mm3
=
80
N X 200 X 400 X 10

52
N: Eritrocitos hallados en 80 de los 400 cuadrantes secundarios
10: Factor de espesor entre el cubrehematìmetro y el retículo
(contenido de sangre diluida).
200: Factor de dilución de la sangre/ líquido de Gower.
Causas de error
•Desintegración de los leucocitos cuando se deja mucho tiempo a
la muestra sin procesar.
•Pipeta mal calibrada
•Dilución incorrecta
•Llenado incorrecto de la cámara
•Presencia de levadura o suciedad en el líquido de dilución
•Cálculo erróneo de las células contadas
•Usar cámara y cubre hematimetro sucios y húmedos
•Usar laminilla en lugar de cubre hematimetro
•Puntas defectuosas o reusadas
•Cámara sin espejo de fondo
Valores normales de glóbulos rojos en sangre
Interpretación de resultados
En general se deben interpretar con todo el parámetro de la
criometría sanguínea, pero las principales situaciones que se observan
son:
Valores disminuidos:
•Alteraciones en la dieta
•Anemias de diversas índole
•Cáncer
•Embarazo

Hematología 53
Valores aumentados:
•cardiopatías
•enfermedades pulmonares
•estancias en lugares de gran altitud
•poliglobulia de diferentes causas
Recién nacido 44 a 45 %
A los 3 meses 32 a 44 %
Al año de edad 36 a 41%
Entre los 3 y 5 años 36 a 43 %
De los 5 a los 15 años 37 a 45%
Hombre adulto 40 a 54%
Mujer adulta 36 a 47%
Determinación del valor hematòcrito
Introducción
Mide la fracción que comprende a los glóbulos rojos (masa globular),
respecto al volumen total de la muestra de sangre venosa o capilar. El
hematocrito se expresa de acuerdo con la nomenclatura tradicional como
un porcentaje.
Tras una centrifugación de la sangre total se pueden apreciar dos
niveles, uno con el depósito de los glóbulos rojos, principalmente, y otro
nivel del plasma total. La relación porcentual entre ambos es lo que
describe el hematocrito y describe el porcentaje de células transporta-
doras de oxígeno con respecto al volumen total de sangre.
El análisis del hematocrito se realiza normalmente en un estudio
completo de hematimetría, con el recuento de glóbulos rojos o hematíes.
Tiene 2 ventajas: la primera es que se utiliza poca cantidad de sangre
y la segunda es que se pueden hacer un gran número de pruebas a la vez
y en poco tiempo.
Se usa un tubo de hematocrito capilar de 7cm de longitud con un
orificio uniforme de alrededor de 1mm. Estos tubos pueden estar:
Heparinizados: sirve para tomar sangre capilar directamente.

54
No heparinizados: sirve para tomar sangre venosa anticoagulada
con edta.
Se debe disponer de centrífugas especiales.
Objetivo: Que el estudiante desarrolle destrezas en el manejo de los
capilares y la lectura del hematocrito.
Fundamento: Se basa en la determinación de fracción de glóbulos
rojos/ plasma por centrifugación a 12.000 rpm en un tubo estándar,
expresado el resultado en porcentaje.
•Muestra de sangre venosa con e.d.t.a.
•Tubos de capilares de 7 a 7,5 cm de longitud y 1 de diámetro para
microhematocrito
•Plastilina
•Papel higiénico
•Regla de lectura
•Centrífuga para Microhematocrito con velocidad de 12.000 rpm
Método micro: técnica
Se puede emplear sangre capilar o venosa. Para el primer caso utilizar
capilares heparinizados, y para el segundo caso, capilares sin heparina.
Obtener la muestra de sangre venosa a la que le hemos añadido edta.
Homogenizar la sangre durante 2-3 minutos, llenar el tubo de
micro hematocrito por acción capilar hasta los 2/3 del mismo, sellar
un extremo exento de sangre con plastilina.

....
...
..
-
..
..
...
Hematología 55
Colocar el capilar en la bandeja de la centrifuga, con el sello de la
plastilina hacia el exterior, cerrar la centrifuga y centrifugar a 12.000
rpm (10.000 – 13.000) por 5 minutos.
Leer el resultado en la regla de lectura, haciendo coincidir en
la base de la regla el 0% con el inicio del paquete de glóbulos y por
el extremo con el 100% de la parte superior, con el mecanismo del
plasma. Observar la numeración ascendente, cuanto ocupa el paquete
de glóbulos rojos y reportar en porcentaje que corresponda.
Las decenas están determinadas en números enteros, pero las
unidades por líneas. No incluir un pequeño paquete de células blancas
justo entre las dos zonas, ya que aportaría un error en el valor del
hematocrito informar en números enteros de 100 fracciones.
Fuentes de error:
Presencia de líquido intersticial si se obtiene de una punción capilar
estasis prolongado en la toma de la muestra.
•Exceso de anticoagulante
•Llenado incorrecto del tubo capilar

56
•Mezcla inadecuada de la sangre
•Incluir en la lectura la capa de leucocitos
•Evaporación del plasma durante la centrifugación
•Dejar transcurrir sin hacer la lectura
•Formación de burbujas en el plasma
•Centrifugación inadecuada
•Instrumento de lectura en malas condiciones o deteriorados
Valores del hematocrito por edades:
Recién nacido 44 a 45 %
A los 3 meses 32 a 44 %
Al año de edad 36 a 41%
Entre los 3 y 5 años 36 a 43 %
De los 5 a los 15 años 37 a 45%
Hombre adulto 40 a 54%
Mujer adulta 36 a 47%
Resultados anormales del hematocrito
Un valor disminuido de hematocrito puede deberse a:
Anemia
Fallos en la medula ósea (radiaciones, toxinas, fibrosis, tumores,etc)
Embarazo
Hemorragias
Hipertiroidismo
Un valor elevado de hematocrito puede deberse a:
Cardiopatías
Deshidratación
Exceso de formación de hematíes (eritrocitosis)

Hematología 57
Dosificación de hemoglobina
Dosificación de hemoglobina. Técnica linear
Introducción
La hemoglobina es una proteína conjugada presente en la sangre, sirve
de vehículo para el transporte de O2 y CO2 y constituye el componente
principal de los hematíes con un 95% del peso total. Se encuentra
conformada por dos partes fundamentales que son; una parte prostética
llamada grupo hemo y otra proteica denominada globina.
El grupo hemo consiste en un anillo de protoporfirina IX hecha de cuatro
grupos pirrólicos) que se une a un átomo de hierro (ion ferroso), mientras que
la globina se encuentra constituida por cuatro cadenas polipéptidas.
La hemoglobina es un factor determinante para medir la capacidad
transportadora de gases, tanto para oxigeno como para anhídrido
carbónico por parte de los hematíes.Las enfermedades relacionadas con
los hematíes están definidas por el índice de la hemoglobina, Debido
a que la concentración de hemoglobina y hematocrito representan en
forma directa el número de hematíes.
La determinación de la hemoglobina por métodos electrónicos, se
obtiene por el método de la cianometahemoglobina. Este método fue
recomendado por el Comité Internacional para la Estandarización de
Hematología (icsh) en 1966, modificado en 1977 y sigue siendo hasta
hoy el más recomendado.
Objetivo:Desarrollar que el estudiante la habilidad y destreza en el
manejo del espectrofotómetro, el uso de las cubetas y los cálculos para
obtener resultados confiables.
Fundamento:El Fe (II) de todas las formas de hemoglobina, con
excepción de la sulfohemoglobina, es oxidado por el ferrocianuro a
Fe(III) convirtiéndolas en metahemoglobina que, a la vez, reacciona con
cianuro ionizado (CN-) formándose cianmetahemoglobina, un derivado
muy estable que absorbe a 540nm. La intensidad del color formado es
proporcional a la concentración de hemoglobina total en la muestra.
pH7,2
HbFe(II) + Fe(III)(CN)6
3-
HbFe(III) + CN-
HbFe(III) + Fe(III)(CN)6
4-
HbFe(III)CN

58
Muestra de sangre venosa con e.d.t.a.
Papel higiénico
Reactivo Drabkin (50x)
Patrón de Hemoglobina
Fotómetro o colorímetro para mediciones a 540 ± 20 nm
Técnica
1. Pipetear en tubos rotulados:
Tubos Blanco Muestra CAL.Patrón
Reactivo de trabajo
Muestra
CAL.Patrón
2,5 mL 2,5 mL
10 uL
2,5 mL
10 uL
2. Mezclar y reposar los tubos 3 minutos a temperatura ambiente.
3. Leer la absorbancia (A) de la muestra y el patrón a 540nm frente
al blanco de reactivo. El color es estable varias horas. Para períodos
superiores a las 6 horas mantener los tubos refrigerados a 2-8ºC
Cálculos
Fuentes de error:
•Toma inadecuada de muestra
•Estasis prolongada dejar el torniquete muy apretado al brazo.
•Presencia de líquido intersticial que disminuye la muestra de sangre
•Mesclar incorrectamente la sangre.
•Errores de pipeteo o dilución
A Muestra
A Patrón
x C patrón = g/dL hemoglobina total
Con Factor: A Muestra x 36,8 = C Muestra (g/dL hemoglobina total)

Hematología 59
•Coagulación de la sangre
•Número elevado de glóbulos blanco por mm3
•Calibración incorrecta.
Valores de hemoglobina según las edades
Hombres 13,5 - 18,0 g/dL (8,4 - 11,2 mmol/L)
Mujeres 11,5 - 16,5 g/dL (7,1 - 10,2 mmol/L)
Recien nacidos 13,6 - 19,6 g/dL (8,4 - 12,2 mmol/L)
Niños, 6 meses 12,8 - 16,0 g/dL (8,0 - 10,0 mmol/L)
Niños, 1 año 11,0 - 13,0 g/dL (6,8 - 8,1 mmol/L)
Jóvenes, 14 años 11,5 - 14,8 g/dL (7,1 - 9,2 mmol/L)
Significado clínico
La determinación de la concentración de hemoglobina total es indicativa
de la capacidad de transporte de oxígeno y anhídrido carbónico de la
sangre entre los pulmones y otros tejidos, siendo también importante
como paso inicial en la detección de la anemia y la eritrocitosis.
La tasa de hemoglobina puede hallarse disminuida como
consecuencia de una hemorragia, hemólisis o como resultado de un
daño en la médula ósea que afecte la formación de hematíes.
Por el contrario, la concentración de hemoglobina en sangre puede
verse aumentada cuando el intercambio de gases a través de los
pulmones se halla alterada, así como en otros diversos trastornos, como
cardiopatías, deshidratación, enfermedades pulmonares crónicas,
estancias en lugares de mucha altitud
Determinación de los valores corpusculares medios
Introducción
Los valores corpusculares son los parámetros que relacionan el índice
hematocrito, la hemoglobina y el número de hematíes o glóbulos rojos.
Una vez obtenidos los valoreses posible calcular el volumen promedio
de un eritrocito, además de su concentración en hemoglobina. Estos
valores son de importancia particular para precisar el tipo morfológico
de la anemia y también de ayuda para decidir el tratamiento.

DITRIBUCION DE LOS HEMATIES POR SU
ANCHURA coeficiente de vonocion del
volumen de los GR
CONCENTRACION DE HB CORPUESCULAR MEDIA
mece lo connoco de HB
t•E'.•OGLOBINA CORPJSCIJLAR MEDIA "e: cO o
~cir '1duel de· mo o el(: "1b o,.e 1 er er' ro G~
VOLUMEN CORPUSCULAR MEDIO (VCM) Indico
el tornono de ros GR
60
Los valores corpusculares abarcan; el volumen corpuscular medio
que es el tamaño promedio hematíes, no es uniforme el vcm es un índice
sanguíneo que permite medir el tamaño promedio de los hematíes.
La hemoglobina corpuscular media es el contenido corpuscular
medio de Hemoglobina (hcm) indica la cantidad promedio de hemoglobina
contenida por hematíe.
La concentración de hemoglobina corpuscular media indica la
cantidad de hemoglobina relativa al tamaño de la célula contenida en
100 ml de hematíes.
Los índices de hematíes son parte del conteo sanguíneo completo
(csc) y se utilizan para ayudar a diagnosticar la causa de anemia, una
afección en la cual hay muy pocos hematíes.
Objetivo:Calcular los valores medios los valores corpusculares son:
vcm:Volumen Corpuscular Medio
hbcm:Hemoglobina Corpuscular Media
chbcm: Concentración de Hb Corpuscular Media
Para obtener los parámetros se requiere disponer de los siguientes
valores del paciente:
•Recuento de hematíes
•Concentración de Hb en g/dl
•El valor Hematocrito en %

Hematología 61
Volumen corpuscular medio
Hemoglobina corpuscular media
hematiesenmillones
Unidades: pico gramos
HbCM =
Hb. g
dl
X 10
(Hto%X10)/
(hematies en millones)
Unidades: micras cubicas
VCM =
Hematocrito%
Unidades: g/dl
CHbCM =
Hb. g
dl
X 100
IDH =
SD-GR
VCM
X 100
Valor normal: 27 – 31 pg.
Concentración de Hb corpuscular media
Valor normal: 30 -36 g/dl
Nuevos índices eritrocitarios
• Índice de distribución de los hematíes: idh también se conoce en
inglés como: rdw (Anchura de la distribución de los eritrocitos).
• Rango de la distribución de la hemoglobina: ADhb. Se conoce en
inglés como: hdw
Indices de distribucion de los hematies (idh)
Es el coeficiente de variación de los volúmenes de los glóbulos rojos.
Se calcula a partir de la desviación estándar (sd) y de la media de los
valores obtenidos. Para su cálculo en porcentaje se emplea la siguiente
formula:
Valor normal: igual o inferior al 15%
Valor normal: 81-100 u3

Basólilo
Neutr6ftl0
Eosinólilo
Neutróllo
Linlocito Monocito
Glóbulos blancos o leucocitos
ELEMENTOS DELA SANGRE
.,
Eritroc~o o
hematíe
Globulos rojos
62
Rango de la distribución de la hemoglobina. Dh (hdw)
Es la desviación estándar de las concentraciones de a hemoglobina de
los hematíes
Características morfológicas de Leucocitos normales de la
sangre
Neutrófilos en banda o encayado
Tamaño: 10 – 16 micras
Núcleo: en forma de una banda delgada, uniforme en forma de S o C.
Cromatina: Granular, con filamentos gruesos
Color cromatina: púrpura-azulada intenso
Citoplasma: ausentes
Color: Rosado violáceo (neutrófilo)
Gránulos: específicos, finos, desimanados

Hematología 63
Neutrófilo segmentado
Tamaño:10 – 16 micras
Núcleo:en forma lobular. 2-5 lóbulos, unidos por filamentos
Cromatina:compactada y gruesa con bandas entrelazadas
Color cromatina:P úrpura-azulada intenso
Nucléolos: ausentes
Citoplasma:abundante
Gránulos:específicos, uniformemente finos, diseminados
Color:rosado-violaceo
Eosinófilo
Núcleo:lobular. 2-3 lóbulos, unidos por filamentos
Cromatina:granular y gruesa
Color cromatina:púrpura-azulada intenso

64
Citoplasma:moderado
Color: azul pálido
Gránulos:específicos,uniformementegruesosquellenanelcitoplasma.
Color: rojo anaranjado o amarillo
Basófilo
Núcleo: lobular. 2-3 lóbulos irregulares unidos por filamentos
Cromatina: granular y gruesa
Color cromatina: púrpura. Azulada intenso
Citoplasma: moderado
Color: azul pálido
Gránulos: específicos, irregulares y abundantes que cubren la célula
incluido el núcleo
Color: azul negruzco.
Linfocito
Tamaño: 1-18 micras. La mayoría son de 9 a 12 micras
Núcleo: lobular. , un solo lóbulo, redondo, ovalado o doblado
Cromatina: gruesa y compactada
Color cromatina: Azul púrpura intenso

Hematología 65
Citoplasma: escaso
Color: de azul cielo celeste
Gránulos: muy escasos irregulares
Color: Rojo-violeta
Monocito
Tamaño: 12 - 20 micras
Núcleo: lobular, arriñonado con aspecto espumoso.
Cromatina: filamentosa, reticular aislada y entrecruzada
Color cromatina: Azul púrpura intenso
Citoplasma: abundantes con vacuolas y seudópodos
Color: de azul grisáceo como el vidrio pulido
Gránulos: numerosos finos, dispersos
Color: púrpura-rojizo

66
Resultados anormales de los leucocitos
Neutrofilia (Aumento del número de neutrófilos) Neutropenia (Disminución de los neutrófilos)
Estrés Anemia aplasia
Infecciones bacterianas Alteraciones en al alimentación
Enfermedades inflamatorias crónicas, reumatismo Infecciones virales
Leucemia Medicamentos
Traumatismos Radio y quimioterapia
Linfocitosis (Aumento del número de linfocitos) Linfopenia (Disminución de los linfocitos)
Infecciones bacterianas crónicas Infecciones avanzadas de VIH
Infecciones virales Inmunodeficiencias
Leucemias Leucemias
Mononucleosis infecciosa Lupus eritematosos diseminado
hepatitis Radioterapia
Monocitosis (Aumento del número de monocitos) Monnocitopenia (Disminución de los monocitos)
Enfermedades inflamatorias crónicas
Infecciones virales cortisona
Tuberculosis medicamentos
Mononucleosis infecciosa
Malaria
Basofila (Aumento de basófilos) Basopenia ( disminución de basófilos)
Anafilaxia
Leucemia Estrés
Policitemia vera Hipertiroidismo
Eosinofilia (Aumento de eosinofilos)
• Enfermedades alérgicas y autoinmunes
• Asma bronquial
• Urticaria
• Rinitis extrínseca
• Infecciones y parasitosis
• Endocrinopatías
• Dermatitis herpetiforme
• Anemias perniciosas
• Picadura de insectos y serpientes

Hematología 67
• Medicamentos
Eosinopenia
• Corticoides endógenos o exógenos
• Intoxicación por alcohol
• Medicamento
Técnica roju para la estandarización de un frotis sanguíneo
y el estudio diferencial de leucocitos expresado en porcentaje
(edl)
Introducción
La sangre está compuesta por una parte liquida denominada plasma o
suero y una parte sólida que engloba a los elementos formes que son las
células sanguíneascomo eritrocitos, leucocitos y trombocitos.
Se debe tomar en cuenta que el extendido no debe ser ni muy grueso ni
muy delgado para su correcta visualización microscópica.
Para la evaluación de la morfología celular es esencial realizar la
preparación correcta del frotis de sangre. Hay varios métodos disponibles
para preparar y teñir los frotis; entre los cuales la técnica en cuña o roju es
una de las variables más idóneas y en muchos lugares se sigue utilizando
la preparación manual del frotis.
La preparación en cuña es una técnica conveniente y de uso común
para realizar los frotis de sangre periférica. Esta técnica requiere al menos
el uso de dos portaobjetos limpios de alta calidad con bordes biselados;
uno como soporte del frotis de sangre y el otro como portaobjetos extensor.
Objetivo:Que el estudiante desarrolle una técnica para realizar un
frotis sanguíneo con estilo y características particulares, y aprenda un
procedimiento estándar para el estudio diferencial de leucocitos (edl).
Fundamento: Se basa en la construcción de un frotis sanguíneo
según modelo adjunto, empelando sangre fresca recién extraida o con
anticoagulante edta k3, sobre un portaobjeto limpio y seco. Teñir con
reactivo de wright. Y realizar el estudio diferencial en forma vertical,
siguiendo la línea de corte del frotis realizada para este fin.

68
• Sangre venosa recién extraída con anticoagulante edta k3
• Dos placas portaobjetos limpias y secas
• Guantes de látex
• Lápiz graso
• Reactivo de wright, Buffer
Técnica
Realizar un extendido de sangre fina sobre un porta objeto. Previamente
se deberá homogenizar la sangre por lo menos 3 minutos en un
homogenizador mecánico.
El frotis deberá ser corto, que ocupe hasta la mitad del portaobjeto,
además que tenga un acabado fino homogéneo recto en lo posible.
Depositar una gota de sangre pequeña (5-10 micro litros) en un
extremo del portaobjetos Se puede utilizar pipeta semiautomática para
poner la gota o de un capilar, llenado previamente para el efecto.

Hematología 69
Sostener el portaobjetos entre los dedos con la mano izquierda,
tomar el otro portaobjeto con la mano derecha deslizarlos sobre el
primero, realizar movimientos suaves sobre el portaobjetos de abajo
hacia arriba sin tocar la gota de sangre.
Las dos placas deben formar un ángulo de 30-45 grados de
inclinación. Deslizar hacia arriba la placa con la mano derecha, tocar
la sangre, permitir que por capilaridad se extienda a lo largo del filo
del portaobjeto formando un ángulo de 30-45 de grados de inclinación
deslizar suavemente el portaobjeto hacia abajo arrastrando la sangre, a
una velocidad constante sin levantar el portaobjetos, hasta tomar tocar
el dedo pulgar.

70
El frotis de be tener de longitud hasta la mitad de los portaobjetos
y de ser posible el borde final recto. Por lo general siempre se obtiene
una pequeña curvatura en la parte terminal
La lectura del estudio diferencial leucocitos o hemograma de
Schilling o fórmula leucocitaria relativa propuesta se realizará en forma
vertical desde el borde longitudinal superior atravesando la preparación
en línea recta, hasta el otro borde.
Tomar como línea de lectura el corte por el lado interno hacia la
zona más gruesa del frotis.
Enfocar con el objetivo de 10x, para localizar la zona de la lectura
y ubicarse en el borde longitudinal superior y avanzar 2-3 campos,
porque generalmente las células en los bordes están semi destruidas
y mal teñidas. Cambiar a 100X, para realizar el estudio diferencial de
leucocitos. (No olvidar poner aceite de inmersión).
Dejar secar al aire el frotis. Fijar con metanol absoluto.
Dejar secar y teñir con reactivo wright.
Dejar secar la preparación con 2 placas de vidrio realizar un corte
de la película de sangre justo por debajo de los extremos que forman la
parte de la película, arcoíris

Hematología 71
Ubicado a dos campos del borde, empezar la lectura en línea recta,
guíese por la línea de corte. Identifique los leucocitos y consígnelos en
un contador mecánico de células hasta totalizar 100 células.
Si no se ha contabilizado hasta las 100 células, y llegamos al
borde longitudinal inferior del frotis, (evitar llegar al filo pues las
células estarían deformes o mutiladas). En ese caso avanzar en forma
longitudinal hacia la zona más gruesa dos campos y hallemos, hasta
lograr el contaje requerido. Esto puede acontecer cuando el paciente
tiene un recuento de leucocitos inferior a las 4.500 células por mm3.
Estudio diferencial de leucocitos: relativo
Valores normales:
Meta mielocitos neutrófilos 0 -2 %
Neutrófilos en Banda 0 – 6%
Neutrófilos segmentados 40 – 75%
Eosinofilos 0 – 6 %
Linfocitos 20 – 45 %
Basófilos 0 – 2%
monocitos 1-7%
Estandarización de la técnica y el procedimiento del Estudio
diferencial de leucocitos (edl).
Argumentación: el estudio diferencial de leucocitos o fórmula
leucocitaria o relativa se viene realizando en la zona más fina; algunas
profesionales lo realizan en sentido vertical, e inclusive en forma circular
si el borde de la película de sangre es semejante a una “bala”. En todo
caso no hay una norma clara y precisa donde realizar el estudio. Aun
en internet solo se indica en la zona fina y en forma vertical señalando
que hay una zona de monocitos, linfocitos, eosinofilos, neutrófilos, lo
que complica el escogimiento de la zona de estudio. De manera que
el profesional que realice un edl, obtendrá resultados muy diferentes
conjuntados con otro profesional que realice el edl con el mismo frotis.
Puede deberse a que cada quien tiene una definición de la zona de
lectura según como lo aprendió o como cree que debe ser.

72
Propuesta: recomendamos un protocolo de lectura estándar: técnica
roju para el frotis y lectura del edl”.
De forma que cualesquiera que realice el ed, siempre tendrá resultado
semejante a reconocer los leucocitos, siguiendo el corte de la película de
sangre teñida, en línea recta. Las posibles variaciones serian a determinar
desde que el lugar que empezó la lectura, pero el resultado será muy
semejante entere uno y otro profesional.
Por otro lado esta propuesta de estandarización se sustenta en el estilo
de frotis el cual deberá ser hasta la mitad del portaobjeto con un acabado
fino y homogéneo sin proyecciones o picos, pues producirán irregularidad
en la distribución de las células. Además técnicamente la zona de lectura
estaría ubicada en el centro de la platina del microscopio.
Cortando físicamente la partícula de sangre, se fija el camino por
donde transitar en el reconocimiento de los leucocitos. Consecuentemente
los resultados serán reproducibles y confiables.
Morfología De Los Eritrocitos
Introducción.
La morfología de los eritrocitos es una parte muy importante en la
evaluación del extendido de sangre, la morfología de los eritrocitos
nos permite mediante un frotis la observación directa al microscopio y
determinar la forma que tienen cada uno para ello se utiliza el reactivo
de Wright.- Los laboratorios usan una terminología para informar la
morfología anormal como: ligera, moderada o marcada. Debemos tener
presente que los eritrocitos son los elementos maduros de le eritropoyesis
ya que tienen la capacidad de transportar el oxígeno y llevarlo a los tejidos.
Forma de los Eritrocitos: normocitos, microcitos, macrocitos,
arisocitosis, pioquilocitos.
Las anormalidades de los eritrocitos pueden ser en su tamaño( puede
aumentar o disminuir), forma( presentan progresiones a manera de
bombas) o en su citoplasma(su estructura citoplasmática es diferente a
la normal)
Objetivo: realizar el estudio morfológico de los glóbulos rojos en un
frotis sanguíneo, a partir de una gota de sangre recién extraído y coloreado
con el reactivo de Wright. Observando a través de un microscopio con un
objetivo de 100x.

Hematología 73
Fundamento: Se basa en la construcción de un frotis sanguíneo
según modelo adjunto, empelando sangre fresca recién extraída o con
anticoagulante edta, sobre un portaobjeto limpio y seco. Teñir con
reactivo de Wright. Y realizar el estudio morfológico donde se realizan
dos etapas:
1. estudio de la forma de lo eritrocitos
2. estudio del contenido de hemoglobina por el color que adquieren
los hematíes con el reactivo de Wright
• Sangre venosa recién extraída con anticoagulante edta
• Aceite de inmersión
• Microscopio
• Dos placas portaobjetos limpias y secas
• Guantes de látex
• Lápiz graso
• Reactivo de wright,
Técnica
Obtener de muestra de sangre venosa con anticoagulante edta.
• Realizar un frotis fino con acabado y sin irregularidades, después
teñir con el reactivo de Wright.
• En el tercio final del frotis, poner una gota de aceite de inmersión.
• Ubicar el frotis en la platina de un microscopio y con un objetivo
de 10X enfocar y con objetivo de 100x.
• Realizar el estudio correspondiente en la zona fina del frotis
(siguiendo el protocolo de la técnica roju).

74
Estudio de la forma de lo eritrocitos
Normocitos: forma normal (6-8 micras de diámetro).
Microcitos: Menor a lo norma (3-5 micras)
Macrocitos: Mayor a lo normal (mayor a 9 micras).
Anisocitosis: forma normal pero de distinto tamaño
Poiquilocitos: sin forma definida
Se reportara por separado las anormalidades: ovocitos, acantocitos,
elipsoides, estamatocitos, esferocitos, Forma de lagrima, etc. Que
presenta la muestra.
Para calificar la morfología de los eritrocitos proceder así:
Contará en 10 campos microscópicos consecutivos, el número de
eritrocitos anormales, dividir el valor para 10 para obtener un promedio.
Este se comparara con la tabla siguiente para interpretación.
Promedio Interpretación
0 – 5 Promedio normal
6 – 15 Discreta
16 – 30 Moderada
Mayor de 30 marcada
La Poiquilocitosis se obtiene de la suma de los promedios de las
anormalidades halladas cuyas sumatoria se compara con el cuadro
siguiente:
Normal Discreta Moderada Marcada
0 - 1 1 -5 6 - 15 Más de 15
Estudio del contenido de hemoglobina: por el color de los
eritrocitos
Concentración de hb. Interpretación
Eritrocito con halo normal: Normocromicos
Eritrocitos con halo central grande: Hipocròmicos
La hipercromía se considera solo teórica.

Hematología 75
Para lograr una calificación de la intensidad o deficiencia del color
del eritrocito se observara en 10 campos microscópicos consecutivos
(zona final del frotis) y se determinara el promedio.
Promedio Interpretación
0 – 5 Normocromicos
6 – 15 Hipocromia discreta
16 – 30 Hipocromia moderada
Más de 30 Hipocromia marcada
Ejemplos de anormalidades
Anillo de Cabot Estomatocitos

76
Recuento de plaquetas en cámara
Método de rees-ecker
Introducción.
Este examen nos permite medir la cantidad de plaquetas que hay en la
sangre ya que estas intervienen en la coagulación sanguínea para esto
debemos tener un volumen adecuado de sangre y debemos contar con
la cámara de Neubauer porque con ella se deberá hacer la observación
al microscopio y por consiguiente el conteo de plaquetas, este conteo
nos sirve para diagnosticar enfermedades o para la determinación del
sangrado por presencia de una hemorragia debemos tener presente
los valores normales en el conteo de plaquetas los valores referenciales
son de 150.00 a 400.000 plaquetas por microlitro cuando estos valores
se ven alterados quiere decir que hay un problema en el organismo o
existe la presencia de anemia. se trabajara con una muestra sanguínea
diluyendo esta muestra con el reactivo homogenizar y cargar la cámara
de Nuebauer.
Objetivo: Desarrollar las destrezas para reconocer las plaquetas en
la cámara de Neubauer y cuantificarlas apropiadamente.
Fundamento: Se basa en el recuento de plaquetas contenidas en un
volumen apropiado de una muestra convenientemente diluida.
Materiales y reactivos.Sangre venosa con edta.
• Cámara de Neubauer
• Tubos de ensayo 75x13
• Tapón de caucho
• Pipeta semiautomática de 10 y 200 landas
• Caja Petri
• Dispensador de Plástico descartable
• Papel filtro
• Microscopio
Reactivo:líquido de dilución de rees-ecker
• Azul brillante de Cresilo 0.1g
• Citrato de sodio 3.0g

Hematología 77
• Formol neutro al 40% 0.2mL
• Agua destilada c.s.p. 100 mL
Refrigerar el reactivo y filtrar antes de usar.
Técnica
Realizar una dilución 1:200 de la sangre con el reactivo. Agitar por 3
minutos. Preparar la cámara de Neubauer y cargar la cámara con la
mezcla. Poner ésta bajo una caja de Petri por 15-20 minutos. Junto a la
cámara ubicar un pequeño trozo de papel embebido con agua.
Con el objetivo de 10X enfocar la cuadrícula correspondiente
a los glóbulos rojos y con el objetivo de 45X contar las plaquetas en
5 cuadrantes correspondientes al de hematíes. Las plaquetas se las
reconoce como cuerpos redondeados o alargados refringentes de color
azul-negruzco de 3 micras de diámetro.

78
Cálculos
Plaquetas/mm3=Nx200x10x400/80
N: número de plaquetas en los 5 cuadrantes.
Plaquetas/mm3= N x10.000

Valor normal:140.000 a 500.000 plaquetas/mm3
Fuentes de error
1. Desintegración de las plaquetas cuando se deja mucho tiempo la
muestra sin procesar
2. Tomar la muestra en área cianótica
3. Dilución incorrecta
4. Presencia de bacterias en el líquido de dilución
5. Cámara y cubre hematímetro sucios y húmedos
6. Uso de una laminilla en lugar del cubre hematímetro
7. Mal almacenamiento del líquido de dilución
8.Reposo de la cámara de Neubauer en ambiente no húmedo
Resultados anormales de plaquetas
Trombocitopenia: Cuando existe una trombocitopenia aislada, la causa
más común es la destrucción inmune, pero existen trombocitopenias
asociadas a un gran número de enfermedades como son:
• Coagulación intravascular diseminada
• Anemia hemolítica microangiopática
• Hiperesplenismo (exceso de función del brazo)
• Quimioterapia por cáncer
• Púrpura trombocitopenia idiopática
• Leucemia
• Transfusión de sangre
• Choque anafiláctico
C1:
C2:
C3:
C4:
C5:
N=sumatoria

Trombocitosis: Es el aumento de las plaquetas y puede ser
secundario. Las infecciones suelen ser la causa más frecuente
(virales, bacterianas o por micoplasma), pero existen muchas otras
enfermedades que se asocian a trombocitosis como son:
• Anemia por déficit de hierro
• Síndrome nefrótico
• Síndrome post-esplenectomía (tras extraer el bazo)
• Traumatismos.
Recuento de plaquetas en frotis
Introducción
Elrecuentodeplaquetasconsisteendeterminarelnúmerodetrombocitos
en un volumen de sangre. En donde se cuenta los trombocitos presentes
en varios campos en un frotis sanguíneo observado al microscopio,
además también nos permite hacer el estudio de la morfología de los
trombocitos generalmente se utiliza el reactivo de Wright para teñir el
frotis sanguíneo, a las plaquetas se las reconoce por su forma ovalada
ya que se tiñe de color violeta-rojizo se debe hacer la observación en 10
campos y hacer una suma total del número de claquetas encontradas
en casa campo los valores normales de plaquetas son de 140.000 a
500.000 plaquetas por mm3 cuando existe un aumento o disminución
se determina la presencia de cualquier enfermedad que está alterando
los valores normales de plaquetas.
Objetivo: Que el estudiante reconozca las plaquetas en un frotis de
sangre teñido y realice un recuento cuantitativo para la evaluación de
las plaquetas.
Fundamento: Se basa en que las plaquetas que observamos en un
frotis sanguíneo se pueden estimar por comparación con el contaje de
plaquetas en cámara. Para tal efecto se considera que por cada plaqueta
que observemos en el frotis de sangre teñida, ésta equivaldrá a 20.000
en el contaje en cámara. (1:20.000). El recuento sería como un contaje
cualitativo y se reportara en palabras:
Hematología 79

80
1. Normal
2. Disminuidas
3. incrementadas
El resultado puede variar en intensidad: Ligeramente
Ej: Ligeramente incrementadas o disminuidas.
Técnica.
Muestra de sangre venosa con anticoagulante edta
Se realiza un frotis de sangre con la última gota de una punción
venosa o capilar. Se tiñe con reactivo de Wright.Con el objetivo de
inversión (100x) se observan 10 campos microscópicos sucesivos,
desde el borde longitudinal superior hacia el borde longitudinal inferior.
Consignado el número de plaquetas que se encuentren.

Las plaquetas se las reconoce por corpúsculos esféricos u ovalados
de 3 micras de diámetro, que tienen una zona central granulosa y que
se tiñe de color violeta-rojizo con el colorante de Wright y una zona
periférica hialina y filamentosa.
C1= C6=
C2= C7=
C3= C8=
C4= C9=
C5= C10=
Sumar las plaquetas halladas en los 10 campos.
Obtener el promedio por campo y este valor se compara con el
cuadro siguiente para emitir el estimado de plaquetas en frotis.
Reporte del recuento de plaquetas
Normal: 7-24 Plaquetas de promedio
Disminuida: Inferior a 4 plaquetas de promedio
Incremetada: Superior a 30 plaquetas de promedio
Ligeramente disminuida: 5 – 6 de promedio
Ligeramente incrementada: 25-29 de promedio
Reporte: ejemplo 20 plaquetas / campo
Recuento de plaquetas en frotis: Normal
Fuentes de error
1. Hacer el conteo en los márgenes del frotis
2. Aceite de inmersión de mala calidad o contaminado
3. No comparar el número de plaquetas en cámara con el recuento
en frotis (debe guardar relación)
Hematología 81

[83]
Hemostasia y coagulación
Principales parámetros de hemostasia y coagulación
Valores normales
1. Tiempo de sangría o hemorragia
Valor Normal: 1 – 4 minutos
2. Tiempo de coagulación
Valor Normal: 4 – 8 minutos
3. Tiempo de protrombina
Valor Normal: 11- 14 segundos
4. Tiempo parcial de tromboplastina
Valor Normal: 25- 40 segundos
5. Dosificación del fibrinógeno
Valor Normal: 200- 400 mg/dL
6. Recuento de plaquetas en cámara de neubauer
Valor Normal: 140.000 – 500.000/mm3
7. Retracción del coágulo
Retracción: Parcial a las 2 horas
Consistencia: Firme

84
Determinación del tiempo de sangría o hemorragia
Determinación del tiempo de sangría: método de duke
Introducción
Cuando ocurre una lesión vascular, por espasmo muscular del vaso y
reflejo nervioso, sobreviene una contracción del vaso lesionado, dicho
fenómeno dura unos pocos segundos y su principal finalidad es lograr
la estasis de la circulación y favorecer que las plaquetas actúen de
manera normal agrupándose y formando una especie de tapón.
En las lesiones capilares esta vasoconstricción, es suficiente para
permitir la adhesión plaquetaria, y la detención de la hemorragia
producida.
El tapón hemostático plaquetario primario es una masa de
plaquetas que se acumula en el punto lesionado de la pared vascular.
Un tiempo de sangrado normal indica una retracción normal de los
capilares y la existencia de un número suficiente de plaquetas y a su
vez con estas con actividad normal.
En la clínica, el tiempo de sangría o hemorragia es un examen
sencillo y de bajo costo que sirve para evaluar la hemostasia primaria;
esto se debe gracias a su baja especificidad y sensibilidad, no se utiliza
como examen de diagnóstico, pero si como una buena herramienta de
orientación para brindar un diagnóstico.
Objetivo: Que el estudiante desarrolle destrezas en la técnica de la
punción capilar.
Fundamento: Se basa en la determinación del tiempo requerido para
detener in vivo, una pequeña hemorragia provocada.
• Papel filtro
• Reloj cronómetro

Hemostasia y coagulación 85
• Equipo semiautomático para punción capilar (con lanceta
desechable)
• Algodón
• Alcohol
Técnica
Para llevar a cabo esta prueba se elegirá el dedo medio de la mano
derecha del paciente. Desinfectar la yema del dedo con el algodón
humedecido en alcohol, dejar secar.
Tomar con la mano izquierda el dedo del paciente, por el doblez
inmediato a la yema del dedo.
Con el equipo de punción ejecutar la punción capilar sobre el borde
de la yema del dedo (no realizarla en el centro). Inmediatamente activar
el reloj cronómetro. A los 30 segundos limpiar la hemorragia inducida,
con el papel filtro en forma de barrida, una sola vez. Cada 30 segundos
realizar la limpieza con una parte limpia del papel filtro, hasta que éste
no se manche de sangre. El resultado se lee en el papel filtro y no en el
dedo. Detener inmediatamente el cronómetro y registrar el tiempo en
minutos y segundos
Valor normal: 1-4 minutos
Fuentes de error

1. Punción inadecuada
2. Punción con el dedo húmedo
3. Presionar el dedo para que fluya la sangre
4. No marcar el tiempo en el momento de la punción

86
Determinación del tiempo de coagulación
Se basa en el tiempo que se requiere para coagularse una gota de
sangre recién extraída sobre un portaobjetos (formación de fibrina).
Introducción
Cuando ocurre una hemorragia, mediante el sistema de coagulación
se evita la perdida en exceso de sangre tras una lesión, y a su vez el
sistema de coagulación se encarga de reparar dicha lesión.
Para poder estudiar el sistema de coagulación se ha dividido en
dos sistemas: hemostasia y fibrinólisis; por lo cual se cabe mencionar
que dichos sistemas dependen de la función del vaso sanguíneo, de las
células hemáticas, de las proteínas de la fase fluida, y de los reguladores
de sistema. El sistema se encuentra normalmente en reposo y este es
activado al presentarse una lesión vascular.
Tras presentarse una lesión, se activa el sistema de hemostasia
para detener la hemorragia; se forma un coagulo plaquetario primario,
el cual requiere una malla de fibrina para adquirir firmeza para así
formar un coagulo secundario de calidad para detener la hemorragia.
Objetivo: Desarrolle las habilidades y destrezas en el manejo de la
técnica de punción capilar y la observación de la fibrina.
Materiales y reactivos
• Algodón
• Alcohol
• Portaobjetos
• Papel filtro
• Equipo semiautomático de punción capilar
• Lanceta descartable

Hemostasia y coagulación 87
Técnica
Se realiza una punción capilar. Depositar sobre un portaobjetos limpio
y seco, 3 gotas de sangre en forma separada. Poner en marcha el
cronómetro, cuando la primera gota este en la placa.
A los 4 minutos con la punta de la lanceta limpia, se incursiona en
la primera gota de sangre. Si se adhiere a ésta un filamento blanquecino
de fibrina detener el reloj y determinar el tiempo en minutos y segundos
Caso contrario, cada 30 segundos investigar en la siguiente gota y
si a pesar de ello no se observa la formación de la fibrina, tratar sobre
el otro lado de la primera gota, hasta observar desprenderse a una red
de fibrina.
Si la ausencia de la fibrina persiste, realizar el procedimiento en
otro dedo y empezar la lectura no a los 4 minutos sino a los 7 u 8
minutos, ya que estaríamos ante un caso de valores anormales.
Valor normal: 4 – 8 minutos
Fuente de error
• No tomar el tiempo en el momento de depositar la primera gota
de sangre
• Incursionar en la gota de la sangre en forma brusca impidiendo
ver la fibrina.
• Usar placas sucia o con grasa
• Uso inapropiado del equipo semiautomático (graduación pequeña
de la profundidad de la punción).
• No presionar adecuadamente el equipo al realizar la punción

88
Tiempo de protrombina
Determinación del tiempo de protrombina: método de quick
Introducción
Los exámenes de coagulación, a su vez estos conocidos como Pruebas de
Coagulación contemplan una serie de análisis destinados a proporcionar
información acerca del proceso de la coagulación sanguínea en el ser
humano. Estos resultados proporcionados son útiles para cualquier
área de la medicina, ya que le brindan una visión al médico acerca del
estado del paciente con respecto a estos procesos, fundamentales al
momento de programar por ejemplo una cirugía, o un parto normal.
Además, estos exámenes le permiten al clínico realizar un seguimiento
de los tratamientos aplicados.
Al aparecer una hemorragia, se evita la perdida en exceso de sangre
tras una lesión mediante el sistema de coagulación, y a su vez el sistema
de coagulación se encarga de reparar dicha lesión.
Para determinar el tiempo de protrombina, se toma el tiempo
transcurrido en segundos necesario para la formación del coágulo
después de la adición de calcio y tromboplastina al plasma. Este es el
examen más frecuente que se realiza en estudios de coagulación.
Objetivo: Desarrollar la habilidad de observar apropiadamente la
formación del coágulo, en el preciso momento que se forma.
Fundamento: Se basa en la determinación del tiempo que se requiere
para la formación del coágulo, al mezclar el plasma citrato del paciente
con una fuente de tromboplastina extrínseca y calcio.
Materiales y reactivos
Citrado del paciente:
• Tubos de 100x13
• Pipetas de 0.1 mL 0.2 mL
• Baño de María a 37°C
• Tapón de plástico
• Anticoagulante citrato de sodio 0.136 M o 3.8%

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