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1. DIAGNÓSTICO
BACTERIOLÓGICO DE
TUBERCULOSIS:
BACILOSCOPÍAS
Blga. Mblga. Clara Mendocilla Pineda
Laboratorio Hospital César Vallejo Mendoza

2. LA BACILOSCOPIA
 La baciloscopia es la técnica de
elección para el diagnóstico rápido
y el control de tratamiento de la
tuberculosis pulmonar.
 Es simple, económica y eficiente
para detectar los casos infecciosos.
 Es la herramienta fundamental de
una estrategia para el control de la
tuberculosis.

3. El envase más adecuado debe tener las siguientes características:
 Boca ancha: de no menos de 50 mm de diámetro,
 Capacidad entre 30 ml y 50 ml,
 Cierre hermético.
 Material plástico transparente, resistente a roturas
MUESTRA DE ESPUTO

4. NÚMERO DE MUESTRAS Y EL MOMENTO DE LA RECOLECCIÓN
 Para diagnóstico:
 Es conveniente analizar más de una muestra de cada
SR.
 Los organismos internacionales recomiendan la
obtención de dos muestras por SR
 La primera muestra debe ser tomada siempre en el
momento de la consulta (muestra inmediata).
 La segunda la debe recolectar el paciente en su casa
por la mañana al despertar (muestra matinal).

5.  La muestra debe ser mucopurulenta.
 La cantidad de la muestra debe ser aprox. 3 a 5 ml.
 Tomar en cuenta la presencia de leucocitos o la presencia de macrófagos
indican buena calidad de esputo.
CALIDAD DE LA MUESTRA

6. RECEPCIÓN DE MUESTRA
 La recepción debe ser organizada, en un lugar ventilado.
 Debe ser ágil (paciente no espere).
 Envases estén bien identificados y cerrados herméticamente.
 Verificar que estén con el formulario de solicitud bacteriológica.
 Observar la calidad de la muestra a través de las paredes.
 Ubicar los envases dentro de cajas transportadoras.

7.  Proteger la muestra del calor y de la luz
solar.
 Las muestras deben ser conservadas en
refrigeración (2 -8 °C).
CONSERVACIÓN DE LA MUESTRA

8. • Lavarse las manos y colocarse el EPP.
• Ordenar las muestras con el código correspondiente a la solicitud
del examen.
• Numerar una lámina portaobjeto, el mismo número asignado en la
solicitud del examen.
• Colocar las muestras a la izquierda o derecha del analista en
orden creciente de numeración, ubicar cada lámina delante de la
muestra.
• Tomar la primera muestra y la lámina correspondiente y colocar
detrás del mechero de manera que la llama quede entre el
operador y el frasco (esta posición protegerá al operador de
posibles formaciones de aerosoles al abrir el envase y realizar el
extendido).
PREPARACIÓN DE LOS EXTENDIDOS

9. • Destapar cuidadosamente el envase, para evitar la
formación de aerosoles.
• Tomar el palillo entre el pulgar y el índice de la mano, para
luego seleccionar la partícula más densa o purulenta de la
muestra de esputo y enrollarla en el aplicador.
• Colocar en el portaobjeto, homogenizar y extender,
haciendo movimientos de vaivén, en el centro de la lámina
sin llegar al borde, dando la forma oval o rectangular
hasta lograr un extendido homogéneo (ni muy fino, ni muy
grueso) de tamaño de 3 cm largo x 1.5 cm ancho.
• Por ningún motivo debe calentarse la lámina mientras se
haga el extendido, debido a que por el calor puede
generar aerosoles y podría alterar la estructura de los
bacilos cuando la lámina se recalienta.
REALIZACIÓN DE LOS EXTENDIDOS
Homogéneo
No Homogéneo

10. • Colocar los extendidos en un soporte y dejar secar a temperatura
ambiente.
• Desechar el aplicador en un recipiente descartable (lejía al 1%).
• Cerrar el envase de la muestra colocar en el lado opuesto.
• Continuar el proceso de cada una de las muestras de la misma
manera.
• Conservar las muestras hasta terminar las lecturas de las
baciloscopias.
• Limpiar la superficie de la mesa de trabajo con una toalla de papel
o algodón embebido en una solución desinfectante.
REALIZACIÓN DE LOS EXTENDIDOS

11. • Esperar que los extendidos se hayan secado a
temperatura de ambiente.
• Tomar con una pinza cada lámina manteniendo la
cara que contiene la muestra hacia arriba y pasar
sobre la llama de un mechero de dos o tres pasajes
rápidos, cuidando que no se caliente demasiado.
FIJACIÓN DE LOS EXTENDIDOS

12. PRIMER PASO:
• Colocar sobre el soporte de coloración (varillas de vidrio) la
serie de láminas fijadas con el extendido hacia arriba,
separadas una de la otra con el número hacia el operador.
• Cubrir la totalidad de la superficie del extendido con colorante
fucsina básica fenicada, previamente filtrada. No use colorante
sin filtrar.
• Calentar suavemente con la llama de un mechero, por debajo
de los extendidos, hasta la emisión de vapores, repetir el
proceso por tres veces, no debe hervir el colorante.
• Si el volumen del colorante disminuye por evaporación, agregar
hasta cubrir totalmente el extendido y dejar enfriar.
• El tiempo mínimo de coloración con fucsina básica es de 5
minutos, luego lavar.
COLORACIÓN - Técnica de Ziehl Neelsen

13. SEGUNDO PASO: DECOLORACIÓN
• Cubrir la totalidad de la superficie del extendido con la
solución de alcohol ácido durante dos minutos.
• Enjuagar con agua a baja presión, cuidando de no
desprender la película que formada en el extendido.
• Se considera decolorado el extendido, cuando se
observa coloración rosa pálido. Si se observa coloración
rosado intenso o cúmulos rojos volver a decolorar
nuevamente, efectuando movimientos en vaivén de la
lámina.
• Eliminar el exceso de agua inclinando la lámina.
COLORACIÓN - Técnica de Ziehl Neelsen

14. TERCER PASO:
• Cubrir la superficie del extendido con el colorante
azul de metileno, previamente filtrado, durante 30
segundos a un minuto.
• Eliminar el azul de metileno y lavar cada lámina
con agua a baja presión, por ambos lados (el que
tiene el extendido, como el otro lado), y limpiar la
parte inferior con algodón.
• Colocar las láminas coloreadas en orden numérico
sobre el soporte y dejar secar al medio ambiente.
• Verificar la numeración de la lámina y si es
necesario volver a numerar antes de la
observación al microscopio.
COLORACIÓN - Técnica de Ziehl Neelsen

15. Bueno Grueso Fino

16. Mal decolorado No homogéneo Escaso material

17. Bueno, Homogéneo

18. Escaso material, Fino

19. Grueso, no homogéneo

20. • La observación microscópica tiene dos objetivos
importantes:
a. Determinar si en el extendido hay bacilos ácido
alcohol resistentes (BAAR).
b. Establecer el número aproximado de bacilos en los
campos observados.
• Características morfológicas del bacilo de la Tuberculosis
Los BAAR se observan como bastoncitos delgados,
ligeramente curvos, teñidos de rojo, generalmente con
gránulos más coloreados en su interior, aislados, en
parejas o en grupos sobre un fondo azul, miden entre 1 y
10μm de largo.
OBSERVACIÓN MICROSCÓPICA Y LECTURA

21. OBSERVACION MICROSCOPICA Y LECTURA
 Examinar sistemáticamente 100 campos
útiles. (un analista capacitado hace
aproximadamente en 5 minutos).
 Campo útil es aquel en el que se observan
elementos celulares de origen bronquial
(leucocitos, fibras mucosas, células ciliadas).
 Los campos sin estas características no
deberán ser contabilizados.

22. ___________________________________________________________
(- ) No se encuentran BAAR * en 100 campos microscópicos observados.
(1-9) Se observan de 1 a 9 BAAR en 100 campos observados. (PAUCIBACILAR)
(+ ) Se observan de 10-99 BAAR en 100 campos observados.
(++) Se observan de 1 a 10 BAAR por campo, en 50 campos observados.
(+++) Se observan más de 10 BAAR por campo en 20 campos observados.
______________________________________________________________
* BAAR: Bacilos Acido Alcohol Resistentes
 Se recomienda la siguiente escala semicuantitativa:
INFORME DE RESULTADOS

23. ¿Que hacer si es Paucibacilar?
 Leer 100 campos útiles mas.
 Si persiste el resultado, realizar otro extendido de una porción
más representativa.
 Si persiste, reportar el resultado indicando el número de
BAAR y enviar la muestra a cultivo.
 Solicitar nueva muestra.