Este documento presenta los procedimientos para realizar un urocultivo, incluyendo la inoculación de la orina en medios de cultivo, la identificación macroscópica y microscópica de las bacterias cultivadas, y la interpretación de los resultados de pruebas bioquímicas y un antibiograma para identificar las bacterias. El documento también proporciona los resultados del examen macroscópico de una muestra de orina específica.

1. SEP DGETI SEMS
CENTRO DE BACHILLERATO TECNOLÓGICO Industrial y de servicios N° 107
TUXTEPEC OAXACA.
NOMBRE DEL ALUMNO: AUREA AIDA AGUILAR FELIPE
CATEDRÁTICO: YOLANDA VERGARA CORDERO
SUBMÓDULO PROFESIONAL: APLICAR TÉCNICAS DE VALORACION CLINICA
REPORTE DE LA PRÁCTICA: UROCULTIVO
SEMESTRE: 6° GRUPO: “AL”
FECHA DE ENTREGA: 06 DE JUNIO DEL 2011

2. INOCULACIÓN DE ORINA
o OBJETIVO:
El estudiante identificara cada una de las bacterias, en los medios selectivos.
o MATERIALES:
Mechero Fisher
Asa bacteriológica
Pinza de disección punta roma
Muestra biológica
o METODOLOGÍA:
a) Limpiar con franela húmeda la mesa de trabajo, secar, ahora limpiar con una torunda
humedecida en FENOL al 5% toda la mesa de trabajo (iniciando la limpieza del centro
hacia a afuera por ambos lados).
b) En el cuaderno de trabajo, ya tener los datos de la muestra biológica. (nombre de la
muestra biológica, cantidad, color, aspecto, etc.) el examen que se efectuará.
c) Etiquetar las cajas petri que tienen los medios correspondientes (siglas del medio de
cultivo) deben estar lejos del mechero Fisher. Nombre de la muestra biológica, estudio
que se realizara, fecha, hora, semestre y grupo.
d) Ahora la muestra biológica y la caja petri del medio que se vaya a sembrar cerca del
mechero Fisher, lo más rápido posible: pasar el asa bacteriológica sobre la flama del
mechero para esterilizar (se torna de color rojo), quitarla y agitar cerca de la flama
para enfriar (zona estéril), ya fría, destapar el frasco con la orina cerca de la flama e
introducir el asa bacteriológica tomando una azada, se tapa de inmediato,
rápidamente tomar el medio de cultivo y sembrar en tres cuadrantes (fino, separado, y
aislado), tapar y esterilizar nuevamente el asa bacteriológica antes de hacer cualquier
otra actividad. Al terminar el sembrado invertir la caja petri, con la tapa hacia abajo,
alejarla un poco del mechero y encintarla, masking alrededor de la tapa y la caja,
evitando que se vaya a contaminar.
e) Asi se hará con todas las cajas que se tengan que sembrar, siguiendo el
procedimiento indicado (punto d).
f) Recordemos que lleva una etiqueta donde se escribe la hora en que se sembró y lo
antes mencionado (punto b), a todas las cajas sembradas.
g) Cuando se termine de sembrar, se colocan las cajas petri en pilas de moneda, tapa
hacia abajo, pegar una cinta masking que sujete todas las cajas petri, ahí se escribe:
nombre del estudio, semestre, equipo, semestre y grupo, fecha y hora.
h) Llevarlas a la estufa bacteriológica previamente checado que: este limpia por dentro y
por fuera, que tenga la temperatura de 37°C constante, que las rejillas tengan la
separación suficiente, colocar las pilas de cajas petri encintadas (tapa hacia abajo).
Colocarlas ordenadamente y separadas unas de otras (filas uniformes). Rápidamente
cerrar la puerta de vidrio (evitar tener la puerta abierta mucho tiempo, porque baja o
sube la temperatura, y ésta debe ser constante).
i) Ahí se quedaran las cajas petri sembradas, por 24 hrs, 48 ó 72 hrs. Lo ideal es que a
las 24 hrs se identifique, pero por nuestro horario será cada 48 hrs la revisión e
identificación macroscópicamente, tinción al gram, las resiembras, bioquímicas, etc.
j) La muestra biológica para desechar se le adiciona cloro, o fenol, etc.
k) Lavar el material y entregarlos.

3. Resultados:
Examen macroscópico de la muestra biológica:
Paciente: Donají Francisco Reyes
Edad: 6 años Sexo: F
Fecha: 06 junio 2011 Hora: 9:20am
Muestra: Orina
Cantidad: 10 mls
Color: Amarillo
Aspecto: Turbio
IDENTIFICACION DE LA BACTERIA
o OBJETIVO:
El alumno identifica cultivos, macroscópicamente, microscópicamente las bacterias.
o MATERIAL:
Mechero Fisher
Asa bacteriológica
Pinza de diseccion
Medios de cultivo y reactivos:
 Goteros: Azul de metileno,
Violeta de gentacia o cristal violeta o
Lugol de gram, alcohol cetona, y safranina.
o METODOLOGÍA:
1. Limpiar la mesa de trabajo, esterilizar con fenol al 5%, en el centro de la mesa de
trabajo colocar el mechero Fisher encendido. Colocar las cajas petri que contiene los
cultivos a distancia del mechero Fisher y
2. Cuando tenga que abrir la caja petri para leer macroscópicamente cada colonia. Se
realiza en el área estéril, se lee: Observan todas y se toman como mínimo 4 colonias (en
este caso haremos solo una serie); considerando los siguientes datos:
 Tamaño: son desde fracciones de milímetros de diámetro hasta 5-10 mm.
 Pigmentación
 Forma:

4.  Margen o borde: pueden ser;
Enter Filamentos Ondulado Aserrado Lobulado
o o
 Elevación:
Enumerar marcando la/las colonias que hayas considerado, a estas mismas colonias
hacerles frotis, bioquímicas y antibiograma, tal como se indica.
3. FROTIS, portaobjeto limpio y seco, marcarlo con un lápiz graso (siglas del medio,
número de colonias, y analista (siglas)) en el cual colocará una gota de agua destilada
estéril a cada uno. Esterilizar el asa bacteriológica, enfriarla en la zona estéril, abrir la caja
petri y tocar la colonia seleccionada, cerrar la caja petri y mezcla la colonia en el
portaobjeto, en dado caso que sean más colonias volver a repetir el proceso (todo en área
estéril).
Al terminar, fijar al calor, pasando el frotis sobre la flama y sobre el dorso de la mano, para
probar que no se quemen las colonias, hasta que quede fijado el frotis (no haya humedad).
4. TEÑIR AL GRAM,
a) cubrir el frotis fijado con cristal violeta, dejar actuar 1 minuto, desechar, y lavar con
agua de la llave, escurrir.
b) Cubrir con lugol (mordiente), dejar actuar 1 minuto, desechar, y lavar con agua de la
llave, escurrir.
c) Decolorar con alcohol acetona durante 10 segundos, desechar y escurrir.
d) Cubrir con safranina (contracolor) dejar actuar durante 20 segundos, desecha, lavar
con agua de la llave, escurrir.
e) Dejar inclinada la preparación en caso de realizar otra cosa, si se tiene prisa secar por
debajo de la preparación con un trozo de papel higiénico y secar a contra aire, ya seca,
Ahora si…
5. OBSERVACIÓN MICROSCÓPICAMENTE,
Con objetivo de 10x enfocar y pasar directamente a 100x (sin pasar por 40x) con aceite de
inmersión. (Depositar 1-2 gotitas de aceite de inmersión en el extremo del frotis teñido,
levantar el frotis para que escurra el aceite sobre las colonias teñidas y leer
microscópicamente.
Examen Medio Medio Medio Medio Medio
macroscópico EMB SS ASA SIM ADS
Col. 1
Forma Irregular Irregular Circular (PARA
Tamaño 5mm 2mm 1mm LEVADURAS)
Borde Entero Entero Entero
Elevación Convexa Plana Plana
Pigmento Violeta Rosa Lechoso
Guinda
Examen
microscópico Gram ( ) Gram ( )

5. INTERPRETACION DE BIOQUIMICAS Y ANTIBIOGRAMA
BIOQUIMICAS
o OBJETIVO:
El alumno sabrá diferenciar los colores, formas, reacciones y demás entre
bioquímicas y antibiograma.
o METODOLOGÍA:
Observar las bioquímicas en área estéril y adicionas los reactivos
correspondientes si se requiere al igual que la observación de medios de cultivo.
Bioquímicas:
MIN
Resultados:
 1-Movilidad:
-Resultado positivo: presencia de turbidez o crecimiento más
allá de la línea de siembra.
-Resultado negativo: crecimiento solamente en la línea de
siembra.
2- Reducción de Nitritos a Nitratos:
- Nitratos blancequecino, nitritos rojizo, especies reducidas;
coloración rojiza mas polvo de Zn (nitritos).
- El nitrito reacciona con 2 reactivos: 1) acido sulfanilico y 2)
dimetil naftilamina. La reacción de color se debe a la
formación de un compuesto.
CS
Resultados:
 -Positivo: crecimiento y color azul en el pico, alcalinidad.
 -Negativo: el medio permanece de color verde debido a que no hay desarrollo bacteriano
y no hay cambio de color.
Negativo
Sin inocular
Positivo

6. AU
Resultados:
 El medio lleva como indicador Rojo fenol.
- Se torna amarillo cuando es negativo.
- rosa cuando es positivo.
Agar Urea (-)
Agar Urea (+)
LIA
Resultados:
 1-Decarboxilación de la lisina:
-Prueba Positiva: Pico violeta/fondo violeta.
-Prueba Negativa: Pico violeta/fondo amarillo.
 2-Desaminación de la lisina:
-Pico rojizo/fondo amarillo.
Esto sucede con cepas del género Proteus,
Providencia y alguna cepas de Morganella spp.
 3-Producción de ácido sulfhídrico:
-Prueba positiva: Ennegrecimiento del medio
(especialmente en el límite del pico y fondo)
FA
Resultados:
Reactivo Cloruro Férrico (5 gotas)
 Positivo à
Color Verde
 Negativo à
Color Amarillo
(original).

7. TSI
Resultados:
 Pico alcalino/fondo alcalino: no hay fermentación de azucares. Característica de
bacterias no fermentadoras como Pseudomonas sp.
 · Pico alcalino/fondo ácido: Glucosa fermentada, lactosa ni sacarosa fermentadas.
Shigella spp.
 Pico alcalino/fondo negro: Glucosa fermentada, ni lactosa ni sacarosa fermentada,
producción de ácido sulfhídrico. Salmonella spp.
 Pico ácido/fondo ácido: Glucosa y lactosa y/o sacarosa fermentadas. Puede producirse
SH2 o no. Escherichia coli.
Sin inocular
KIA
Resultados:
 1-Picoalcalino / fondo ácido (pico rojo/fondo amarillo): el microorganismo solamente
fermenta la glucosa.
 2-Pico ácido /fondo ácido (pico amarillo/fondo amarillo):el microorganismo fermenta
glucosa, y lactosa.
 3-Pico alcalino/fondo alcalino (pico rojo/fondo rojo): el microorganismo es no fermentador
de azúcares.
 4-La presencia de burbujas, o ruptura del medio de cultivo, indica que el microorganismo
produce gas.
 5-El ennegrecimiento del medio: indica que el microorganismo produce ácido sulfhídrico.

8. MR-VP
Resultados:
o MR
Rojo de Metilo (Reactivo) [5 gotas]
 -Positivo: si se desarrolla de un color rojo estable.
 -Negativo: si no cambia de color.
o VP
Reactivos A (alfa-naftol) [5 gotas]y
Reactivo B (hidróxido de potasio) [2 gotas]
Positivo se torna rojo
Negativo no cambia.
ANTIBIOGRAMA:
o FUNDAMENTO DE LA PRUEBA:
Se fundamenta en colocar un disco impregnado con determinada cantidad de
antimicrobianos, sobre un medio solido (Hinton mueller) inoculado con bacterias, el
antimicrobiano difundirá hasta el interior de la difusión; el factor crítico será que el disco
contenga la cantidad correcta de cada antimicrobiano.
☆ CADA MULTIDISCO CONTIENE APROX. ☆
→ MULTIDISCOS GRAM POSITIVOS ←
Ampicilina AM 10mcg Eritromicina E 15 mcg
Cefalofina CF 30 mcg Gentamicina GE 10 mcg
Cefotaxina CTX 30 mcg Pefloxacina PEF 5 mcg
Ceftazidina CAZ 30 mcg Penicilina PE 10 U
Cefuroxina CXM 30 mcg Tetraciclina TE 30 mcg
Dicloxaciclina DC 1 mcg Trimetropim SXT
Sulfametoxazol 25 mcg
→ MULTIDISCOS GRAM NEGATIVOS ←
Amikacina AK 30 mcg Cloranfenicol CL 30 mcg
Ampicilina AM 10 mcg Gentamicina GE 10 mcg
Carbenicilina CB 100 mcg Netilmicina NET 30 mcg
Cefalotina CF 30 mcg Nitrofunnanticina NF 300 mcg
Ceftriaxona CRO 30 mcg Trimetroprim SXT
Sulfametoxazol 25 mcg

9. → MULTIDISCOS COMBINADOS ←
Amikacina AK 30 mcg Enoxacina ENX 10 mcg
Ampicilina AM 10 mcg Eritromicina E 15 mcg
Cefalotina CF 30 mcg Gentamicina GE 10 mcg
Celftriaxona CRO 30 mcg Netrilmicina NET 30 mcg
Cloranfenicol CL 30 mcg Penicilina PE 10 U
Dicloxaciclina DC 1 mcg Trimetropim SXT
Sulfametoxazol 25 mcg
o MANEJO DE LA PRUEBA
a) En una caja con Hinton Mueller, con 25 mls del medio solidificado, las placas se guardan
en el refrigerador selladas y con la tapa hacia abajo; (para evitar contaminación) antes
de usarse se sacaran las placas de HM para su ambientación (30 minutos antes) para
eliminar la humedad excesiva.
b) Con el asa bacteriológica estéril y fría, en el área estéril, se toma la colonia patógena de
otra placa inoculada y se estría o se incuba mediante un emparrillado fino en la placa de
HM, la inoculación debe ser homogénea al terminar se esteriliza el asa, se deja y
c) Tomamos una pinza, la introducimos en alcohol y la llevamos a la flama, la llevamos al
área estéril que termine de arder, enfriar, ya estéril fría, tomamos una caja que
contienen los sencidiscos, la destapamos en el área estéril y tomamos con la pinza un
sencidisco, tapamos la caja (área estéril) tomamos con la otra mano la placa del
emparrillado fino y colocamos el sencidisco con las letras hacia el fondo en el centro
del emparrillado (área estéril) con la misma pinza presionamos el sencidisco en
diferentes áreas del mismo para que se adhiera al emparrillado, cerramos la caja,
Se sella la caja, se etiqueta y se lleva a incubar colocándola n la incubadora con la tapa
hacia abajo a 37°C por 24hrs.
Pd. Después de haber pasado las 24 hrs. Se hace la observación; hay que recordar que se
debe limpiar la mesa y encender el mechero Fisher antes de:
a) Quitamos el encintado, abrimos la caja en el área estéril, para visualizar los halos; es decir
la ausencia de bacterias o el desarrollo de ellas.
b) La medición de los halos de inhibición se hace con una regla o plantilla para medir los mm
correspondientes, se requiere una fuente luminosa para visualizar la presencia o ausencia
de los halos. La lectura se efectúa sobre la superficie del agar. (Caja sellada, a través del
fondo se observan los halos, en los cuales se miden con la regla pegados a la caja petri en
el halo correspondiente).
c) El velo o swamin que produce el Proteus spp se descarta. Porque cubren los halos y no
permiten leerlos.
o INTERPRETACIÓN DE
RESULTADOS:
Clasificación:
Resistentes ®
Intermedios (I) o susceptibles (S)
Dependiendo del diámetro del halo de
inhibición (incluyendo los 6mm del disco);
según la tabla de referencia.

10. INTERPRETACION DE RESULTADOS
o OBJETIVO:
El alumno identificara cada una de las características y reacciones macroscópicas
en cada medio y sensibilidad o resistencia en el antibiograma.
o METODOLOGÍA:
a) Limpiar la mesa y esterilizarla
b) Sacar las bioquímicas de la estufa bacteriológica y el antibiograma, limpiarlas
para quitarles la humedad.
c) Y en el área estéril interpretar e identificar las bioquímicas y el antibiograma.
o RESULTADOS:
 BIOQUÍMICAS:
MIN CS AU LIA FA TSI KIA MR-VP
Motilidad Enzima Variable (Fenil- * Gas Klige (-)
SS (-) (--) Ureasa ananina r Rojo de
(-) (-) (+) metilo: (-)
COL Indol Alcalini- SH2 VP:
1 (+) zó: (+) reacivo A
Lactosa [alpha-
Sacaro- naphthol] (-)
sa
Reactivo: Fermen Reactive B
1) acido -tó: [Hidróxido de
sulfanilico Glucosa potasio] (-)
2) dimetil &
Naftilamina
.
Resultados:
 ANTIBIOGRAMA:
Salmonella Shigella Sensibilidad Resistente
(SS)
Gram Negativo
CF Total AM
CRO Total GE
CTX Total
SXT Total
NET Total
PEF Total
NF Total
AK Total
CL Total
CB Total

11. SEP DGETI SEMS
Tuxtepec, OAX.
APLICAR TÉCNICAS BACTERIOLÓGICAS BÁSICAS
PRÁCTICA
UROCULTIVO
NOMBRE DEL PACIENTE: _ Donají Francisco Reyes__
SEXO: F EDAD: 6 AÑOS FECHA: 06/06/11 HORA: 9:40AM
REPORTE
EXAMEN MACROSCÓPICO:
Muestra: Orina
Cantidad: 10 mls
Color: Amarillo
Aspecto: Turbio
Cultivo:
SS: tamaño 2mm; margen Entero; elevación plana; pigmentación
rosa.
EMB: tamaño 4-6mm; borde Entero; elevación convexa;
pigmentación violeta rosácea. Colonia mucoide
Bioquímicas: motilidad (-), Indol (+), carbono (-), Fa (-), TSI
gas/fermentación de glucosa/alcalinización de lactosa y sacarosa/
H2S (+), KIA (+) H2S (+), MR-VP (-)
EXAMEN MICROSCÓPICO:
Bacilos gram (-) (observación en microscopio de luz)
o Bacteria identificada:
 Enterobacter
OBSERVACIONES:
______________________________________________________________________
ANALISTA:
AUREA AIDA AGUILAR FELIPE 6°“AL”

12. FIRMA