Presencia de micro plásticos en conservas comerciales

1. PRESENCIA DE MICRO
PLÁSTICOS EN
CONSERVAS
COMERCIALES DE
ATÚN
• MILENE F.DIAZ-BASANTES
• DAVID NACIMBA-AGUIRRE
• JUAN A.CONESA
• ANDRESFULLANA
• DEPARTAMENTO DE TECNOLOGÍA DE ALIMENTOS, UNIVERSIDAD
CENTRAL DEL ECUADOR, QUITO, ECUADOR REVISADO EL 14 DE
MARZO DE 2022

2. REFLEJOS
• Se analizó el contenido de microplásticos en el atún enlatado
disponible en los mercados ecuatorianos.
• Se probó y seleccionó un procedimiento para el análisis a realizar.
• Las 32 muestras mostraron la presencia de microplásticos,
especialmente polietileno y tereftalato de polietileno.
• Se compararon muestras de atún cubiertas por salmuera con
muestras en aceite, mostrando diferencias importantes.

3. RESUMEN
• El presente estudio tiene como objetivo determinar la presencia de micropartículas
poliméricas sintéticas (MPs) en muestras de atún enlatado. Se desarrolló y probó un
procedimiento de análisis de estas micropartículas. Se analizaron cuatro marcas de
atún comercializadas en el ecuador en conserva tanto en agua como en aceite. Se
encontró una presencia significativa de MPs: 692 ± 120 MPs/100 g de atún en agua y
442 ± 84 MPs/100 g de atún en aceite. Muestras aleatorias del líquido que cubría el
atún en las latas mostraron 6 MPs/ml en el caso del agua y 5 MPs/ml en el caso de las
muestras que contenían aceite. Un total del 90% de las partículas reportadas
presentaron un rango de tamaño de 1–50 µm. La cantidad de MP presentes en el atún
enlatado sugiere que los ingredientes y los insumos del proceso de enlatado
contribuyen en gran medida a los micropolímeros.

4. INTRODUCCIÓN
• Desde hace varias décadas, el plástico ha sido el material más extendido producido y utilizado para
innumerables artículos y ha penetrado profundamente en la infraestructura de la vida cotidiana. Su uso
de plástico sigue creciendo, generando residuos de difícil disposición; provoca un efecto ambiental
significativo y un impacto global en la economía y la sostenibilidad del medio ambiente marino
productivo
• Muchos estudios han demostrado cómo la biodiversidad marina se ve afectada por la presencia de
macro y microplásticos, camuflados como fito y zooplancton, y cómo ingresan a la cadena alimentaria.
Nuestra comprensión de la presencia de MP en alimentos naturales y procesados ​​como jugos, leche,
miel y cerveza, o vinos y en sal, así como en conservas de pescado. Al no existir una técnica estándar
para la identificación de mps es difícil controlar la contaminación que llega a nuestras mesas.
• Aún no se ha definido claramente el número de mp que podrían causar daño a los humanos, ni se ha
determinado si representan un peligro toxicológico significativo para la salud humana. No obstante, sí
conllevan efectos potencialmente negativos adicionales a los ya analizados para la fauna marina y la
sostenibilidad de la cadena productiva marina. Esto podría extrapolarse a humanos por la presencia de
MP en alimentos de consumo directo como el pescado y sus derivados, incluido el atún en conserva.

5. • ( Schirinzi et al., 2017 ) y ( deng et al., 2017 ) han demostrado en
su estudio que los riesgos para la salud humana de ingerir MP
pueden estar relacionados con la citoxicidad de los químicos
tóxicos agregados, por ejemplo, bisfenol-a (BPA ), un
reconocido disruptor endocrino u otros compuestos que pueden
provocar estrés oxidativo a la célula y que explica la toxicidad de
estos contaminantes emergentes a nivel celular. Deng propone la
translocación de mps con tamaños entre 5 µm y 20 µm, hacia
órganos y tejidos blandos, por el contrario, schirinzi, sostiene que
este fenómeno sería exclusivo de los nanoplásticos, menores a 1
µm.
• El proceso de enlatado de atún comienza con la captura del atún,
que luego es transportado a la planta de procesamiento,
generalmente sobre camas de hielo o cámaras de
refrigeración. En plantas industriales, se descongela, eviscera y
lava para eliminar la primera fuente de contaminación del
hábitat. El proceso continúa con la cocción y limpieza manual,
donde se retira la piel, espinas y grasa, finalizando con un lavado
en abundante agua purificada del suministro municipal. La
siguiente etapa es el enlatado, que incluye la adición de líquido de
remojo. Según el tipo de producto, el líquido de remojo puede ser
salmuera (sal y agua) o aceite.

6. • Innumerables investigaciones que ( giani et al., 2019 , forrest and hindell, 2018 ) han identificado
microplásticos en el sistema digestivo de peces pequeños y medianos, ( zitouni et al., 2020 ) en
bivalvos y moluscos , y muchos estudios referenciados por ( triebskorn et al., 2019 ) han demostrado
que la translocación de microplásticos de menos de 1 µm podría convertir la cadena marina en una
ruta para que los MP lleguen a las cocinas de los consumidores.
• Muy pocos estudios han determinado la presencia de mps en músculo de pescado, probablemente
debido al complejo tratamiento de la composición proteica de la muestra, característico de la fauna
marina. ( Karami et al., 2018 ) reportaron la presencia de MP en conservas de pescado, sardinas y
espadines, sin haber concluido aún su fuente original.
• La presencia de materia orgánica en las muestras analizadas genera generalmente dificultades en
cuanto a la extracción y procesamiento para su identificación mediante espectrofotómetros FTIR u
otros instrumentos analíticos. Además, la disponibilidad de este equipo es limitada. Estos últimos
factores requieren propuestas de nuevas metodologías para el análisis composicional. En este sentido,
experiencias previas han confirmado la efectividad del uso de fluorescencia para detectar
micropolímeros. Sin embargo, todavía se considera necesario definir una metodología que reduzca las
inconsistencias de la tinción de lípidos con rojo nilo , que dificulta la observación de micropartículas de
plástico bajo un microscopio fluorescente.

7. OBJETIVO
• Esta investigación tiene como objetivo determinar la presencia de mps en conservas
comerciales de atún, considerando el aporte de contaminación por proceso, para
proponer una metodología de extracción química de microplásticos y la aplicación de
tinción diferenciada apoyada en espectroscopia de fluorescencia como opción de
detección. De microplásticos, pero no de identificación de composición química. Los
resultados obtenidos al aplicar la técnica de detección propuesta fueron verificados
por espectrofotometría FTIR, que sí permite la determinación de la composición
química.

8. MATERIALES Y MÉTODOS
• Las muestras del estudio fueron
seleccionadas entre las marcas de consumo
más comunes que se venden en los
supermercados de la ciudad de quito a
través de un muestreo no probabilístico
(ecuador). Se incluyeron cuatro marcas de
atún enlatado de cuatro lotes diferentes, en
dos líquidos diferentes: agua con sal y
aceite.

9. PREPARACIÓN DE MUESTRAS PARA LA
DETECCIÓN DE MPS
Proceso de extracción de las MP presentes en los lomos de atún propuesto en el presente estudio.
• El atún enlatado en una presentación de 80 g remojada en agua se escurrió en un tamiz de 250 µm (gilson company
inc., Lewis center, OH, EE. Uu.) Y se ultracongeló a -80 °C durante 24 h con un congelador marca telstar. A
continuación, se liofilizó durante 72 h en un liofilizador marca telstar, obteniendo una media de 12,5 g de atún liofilizado
por cada lata de atún. El material obtenido se pulverizó mediante mortero en una cabina de flujo laminar de labconco y
se tomó la muestra de estudio. Se siguió un procedimiento similar para el atún en aceite, incluyendo una etapa de
prensado para eliminar el exceso de aceite antes de la liofilización.
• Una muestra de 5 g de atún liofilizado con una humedad obtenida del 1%, equivalente a 20 g de atún enlatado
escurrido, se suspendió en 100 ml de agua destilada. Para la degradación de proteínas , 10 ml de H 2 O 2 al 30 % (50
% en peso de H 2 O 2solución N.º CAS: 7722–84-1 marca sigma aldrich diluida) y se dejó reaccionar durante 3 días. A
continuación, la muestra se filtró a través de un tamiz de 250 µm. El filtrado se recogió en un matraz de boca ancha de
500 ml y se sonicó durante 15 min para facilitar la liberación de micropartículas posiblemente adheridas a los
contenedores. Posteriormente, se añadieron 3 ml de KOH al 10 % (cas-no.: 1310–58-3) de la marca sigma
aldrich. También se recogió el residuo de la filtración, se adicionó 200 ml de agua destilada y 10 ml de KOH al 10% y se
expuso a ultrasonido. Después de 4 h, las dos fases independientes se calentaron a 60 °C durante 15 min. Una vez
terminado el proceso de degradación, las dos porciones de la solución de atún degradado se filtraron juntas a través
del tamiz de 250 µm y luego a través de un filtro de membrana de PTFE de 1 µm.. El filtro se mantuvo en una caja de
petri cerrada a temperatura ambiente para su secado, posterior detección y cuantificación de micropartículas. La
detección se realizó con la ayuda de un microscopio trinocular invertido de la marca amscope 10X, que midió su
tamaño y los clasificó en fragmentos y fibras.
• En cuanto a los líquidos de remojo de atún enlatado, se mezclaron y homogeneizaron todas las muestras de todas las

10. CONTROL DE CALIDAD
• Para eliminar los riesgos de contaminación externa, todos los ambientes de trabajo se
limpiaban periódicamente con una aspiradora rainbow, los analistas usaban delantales
de algodón y nitrilo, además de guantes. Las muestras se transfirieron directamente de
la lata a los envases de vidrio y se cubrieron con papel de aluminio asegurado con hilo
de celulosa. Todos los procesos de adición o separación se realizaron en una cabina de
flujo laminar. Además, todos los reactivos fueron filtrados en filtros de PTFE de 1 µm y
almacenados en recipientes de vidrio previamente lavados con agua destilada tipo 1, la
cual también fue previamente filtrada y almacenada en recipientes de vidrio. Después
de extraer las MP de las muestras, los filtros obtenidos se almacenaron en cajas petri
secas, previamente lavadas con agua destilada y mantenidas en el horno sin
recirculación o durante todos los procesos de tinción y detección.

11. ESPECTROSCOPIA DE FLUORESCENCIA
La combinación de tinción dual permitió la detección de partículas orgánicas no sintéticas, utilizando rosa de bengala, que solo
tiñe partículas naturales y no partículas sintéticas como se indica (torres, 2017). El rojo nilo, por otro lado, utilizado por varios
investigadores, tiñe con éxito las partículas de plástico, como lo ha demostrado ( erni-cassola et al., 2017 , hengstmann y fischer,
2019 , prata et al., 2020 ). esta tinción ofrece una respuesta fluorescente que permite la detección de mps y una aproximación al
tipo de polímero utilizando luz led de diferentes colores u ondas de emisión: luz azul (450-510 nm), luz verde (460-525 nm) y luz
uv .
Procedimiento de tinción con rosa de bengala.
• Se preparó una solución de 200 mg/l de a17053 rosa de bengala de la marca alfa aesar utilizando agua destilada. Los filtros
evaluados se colocaron en un filtro buchner, se adicionaron 5 ml del colorante y se dejaron 5 min de reacción. Los residuos se
eliminaron con 10 ml de agua destilada y se observaron a través de un microscopio óptico. Las partículas teñidas de rosa
fueron declaradas partículas no sintéticas.
Procedimiento de tinción con rojo nilo.
• Se preparó una solución de 4 µg/ml de rojo nilo marca sigma aldrich, cas no. 7385–67-3 en metanol de grado analítico y se
mantuvo en la oscuridad debido a su fotosensibilidad . las partículas se tiñeron agregando de 2 a 3 gotas de la solución en los
filtros y se mantuvieron cubiertas con papel de aluminio durante 24 h para que se desarrollara la reacción de tinción. Luego se
observó con un microscopio de fluorescencia 10x en una habitación oscura usando luz LED verde (460–525 nm), luz LED azul
(450–515 nm) y luz ultravioleta.

12. ESPECTROFOTOMETRÍA MICROFTIR
• La identificación de la composición de mps se realizó utilizando un FT-IR 4700 acoplado
a un microscopio jasco IRT5200. Las partículas teñidas con rojo nilo se separaron
individualmente del filtro y se colocaron en una placa de metal para su análisis. Debido
al número y dimensión de las partículas extraídas, se eligió aleatoriamente el 10% de
las partículas presentes en cada filtro. El análisis comparativo de los espectros
obtenidos con los patrones de los diferentes polímeros nos permite identificar su
composición.

13. RESULTADOS Y DISCUSIÓN
Metodología de extracción
• Para seleccionar la técnica de extracción de PM en lomos de atún, se aplicaron siete combinaciones de
degradación de materia orgánica, procesos de degradación química por oxidación , degradación
alcalina y degradación enzimática a muestras de atún inoculadas con partículas poliméricas estándar
de PE, PET , PP, PVC y poliamida . estas pruebas permitieron seleccionar la mejor técnica en función
del rendimiento y menor agresión química a los MP. La opción más adecuada fue una combinación de
las metodologías propuestas por ( dehaut et al., 2016 , karami et al., 2017 , liebezeit and liebezeit,
2014) aplicando H2O2 al 30%, KOH al 10% aplicado en el tiempo y concentraciones descritas en la
metodología. Esta técnica permitió recuperar el 90% de las partículas sintéticas inoculadas en los
lomos de atún evaluados.
• El uso de la degradación por oxidación con h2o2 seguida de una degradación alcalina en etapas
consecutivas permitió la degradación satisfactoria de las sustancias que componen los lomos de atún,
en su mayoría proteínas. El uso de la liofilización como paso previo para reducir la cantidad de material
tratado y la menor cantidad de líquido de remojo redujo el tiempo de degradación y la cantidad de
reactivos. Sin embargo, su aplicación incrementó el costo de la técnica propuesta.

14. DETECCIÓN DEL POLÍMERO
• La combinación de tinción dual permitió la detección y exclusión de partículas orgánicas no
sintéticas usando rosa de bengala.
• Para aplicar el análisis de microscopía de fluorescencia , primero se obtuvo un patrón de
respuesta fluorescente de estándares plásticos en una habitación oscura con un microscopio
de fluorescencia marca leica acoplado a diodos emisores de luz (led). La respuesta obtenida
se muestra en la tabla SM1 del material complementario . en esta prueba, ninguno de los
estándares analizados mostró fluorescencia con luz roja, corroborando lo señalado por ( erni-
cassola et al., 2017 ) quien también señaló que algunos contaminantes naturalesse puede
iluminar con longitudes de onda de luz roja. Por lo tanto, se descartó su uso. Este análisis
permitió comparar los patrones de fluorescencia obtenidos con los resultados presentados por
los MP recuperados en el análisis de las muestras de túnidos analizadas.
• El análisis con microscopía de fluorescencia reveló que todas las muestras analizadas
presentaban al menos un tipo de micropolímero sintético y se identificó en su mayoría como
poliestireno o nylon poliamida. Sin embargo, esta prueba no es 100 % específica ya que otros
polímeros emiten fluorescencia con luz verde, como el tereftalato de polietileno (PET) o
el policarbonato . el análisis que permitió definir la composición concluyente fue la evaluación
micro-ftir. Este último identificó la mayoría de las micropartículas seleccionadas al azar como
PET, poliestireno y nailon.

15. Las figuras 3 y 4 muestran evidencias de la respuesta fluorescente de las
MP a la luz roja y verde, lo que permitió identificar la composición de los
polímeros encontrados.
• Resultados del análisis de mps mediante espectrometría
de fluorescencia y micro FTIR.
• Análisis de microscopía de fluorescencia de MP. (A) y (b):
visualización y dimensionamiento con un microscopio amscope. (C)
corresponde a la respuesta fluorescente de la fibra de nailon y (d)
se supone que es materia orgánica, no materia sintética.

16. CANTIDAD Y TAMAÑO DE MICROPARTÍCULAS
• Considerando las 32 latas analizadas como un universo, 16 en salmuera y 16 en aceite, se encontró que el
100 % de las muestras contenía MP. Se observó una presencia significativamente mayor en los atunes
remojados en agua respecto a los atunes remojados en aceite (p = 1,85 × 10 −14 ; p < 0,01). El MP medio
recuperado fue de 442 ± 84 MP/g para el atún liofilizado empapado en aceite y de 692 ± 120 MP/g para el
atún liofilizado empapado en agua. La tabla SM2 del material suplementario muestra el detalle de los
resultados obtenidos, y la fig. 5 muestra la variabilidad del número de mps presentes en las latas analizadas
en relación a 100 g de atún enlatado escurrido .

17. Había dos fuentes posibles para la presencia de
MP en el presente trabajo: micropartículas
ingeridas por los peces e insumos de la
fabricación industrial.
En cuanto a la forma de las partículas, el número
de fragmentos fue más de 200 veces mayor que
el número de fibras registradas en la fig. 6 . el
tamaño de partícula osciló entre 5 y 248 µm para
los fragmentos y entre 43 y 4659 µm para las
fibras, intervalo que cumple con los criterios de
dimensión para ser considerados microplásticos,
que incluye micropartículas solo entre 1 y 1000
µm, según el criterio propuesto por ( hartmann et
al., 2019 ). esta distribución de tamaño es
resultado de los elementos de separación
utilizados. Las partículas más pequeñas pueden
estar presentes y deben analizarse como
nanoplásticos; los tamaños superiores a 250 µm,
detectables por simple inspección, no son
evidentes.
RELACIÓN DE FRAGMENTOS Y FIBRAS

18. CONCLUSIONES
• Los resultados obtenidos muestran que el atún enlatado puede proporcionar un
promedio de 692 ± 120 mps/100 g en atún en salmuera y 442 ± 84 mps/100 g en atún
en aceite, valores que superan significativamente los reportados en investigaciones
sobre conservas de pescado. Aunque las MP pueden formar parte de la ingesta de
pescados grandes, el proceso industrial, que también incluye insumos contaminados,
difunde más MP que las presentes en el atún y se originan principalmente en el agua y
la sal marina, elementos que varios estudios han encontrado que están contaminados. .
• El agua como medio de remojo provoca una mayor diseminación de sus partículas
contaminantes, favorecida por la temperatura del proceso de inactivación microbiana.
• Hasta el momento, ni el agua del grifo ni ingredientes como el aceite vegetal están
regulados en relación con la presencia de mp. Por lo tanto, son necesarios más
estudios para que las autoridades establezcan normas al respecto.

19. GRACIAS