Colecta de microalgas

UNIVERSIDAD NACIONAL FEDERICO
VILLARREAL
FACULTAD DE OCEANOGRAFÍA, PESQUERÍA Y CIENCIAS
ALIMENTARIAS
MONOGRAFÍA
COLECTA DE MICROALGAS
AQUINO MÉNDEZ, EDSON MARTÍN
LIMA – PERÚ
2011

i
ÍNDICE GENERAL
Pág.
LISTA DE FIGURAS.................................................................................................................... vi
LISTA DE TABLAS ..................................................................................................................... ix
LISTA DE ANEXOS...................................................................................................................viii
RESUMEN .................................................................................................................................viiii
ABSTRACT.................................................................................................................................... x
INTRODUCCIÓN.......................................................................................................................... 1
CAPÍTULO I
0. ANTECEDENTES .................................................................................................................... 4
1. MICROALGAS ......................................................................................................................... 5
1.1. FITOPLANCTON .............................................................................................................. 6
1.1.1. CLASIFICACIÓN ....................................................................................................... 7
DIVISIÓN Cyanophyta .......................................................................................... 7
DIVISIÓN Chlorophyta.......................................................................................... 9
DIVISIÓN Chrysophyta ....................................................................................... 10
DIVISIÓN Euglenophyta...................................................................................... 13
DIVISIÓN Pyrrhophyta........................................................................................ 14
DIVISIÓN Cryptophyta........................................................................................ 16
1.2. PERIFITON ...................................................................................................................... 17
1.3. EUTROFIZACIÓN........................................................................................................... 19
1.3.1. CLASIFICACIÓN DEL GRADO DE EUTROFÍA.................................................. 20
1.3.2. VALOR INDICADOR DE FITOPLANCTON......................................................... 21

ii
1.3.2.1. ÍNDICE DE CALIDAD...................................................................................... 22
1.3.2.1.1. ÍNDICE DE ESTADO TRÓFICO Y BIÓTICO.......................................... 22
RIQUEZA DE ESPECIES ...................................................................... 23
ÍNDICE DE THUNMARK Y NYGAARD ............................................ 23
ASOCIACIONES FITOPLANCTÓNICAS............................................ 25
ÍNDICE DE DÉFICIT DE TAXONES DE KOTHÉ .............................. 27
EL MÉTODO DE PANTLE Y BUCK.................................................... 27
ÍNDICE DE POLUCIÓN ORGÁNICA DE PALMER .......................... 29
ÍNDICES BASADOS EN LA ABUNDANCIA ..................................... 30
ÍNDICE DE ESTADO TRÓFICO DE CARLSON ................................ 36
ÍNDICE DEL ESTADO TRÓFICO - TRIX ........................................... 38
1.3.2.1.2. BIOMASA Y PRODUCTIVIDAD FITOPLANCTÓNICA ....................... 39
1.3.2.1.3. COMPOSICIÓN Y ABUNDANCIA .......................................................... 40
1.3.3. VALOR INDICADOR DE MICROALGAS BENTÓNICA .................................... 40
1.3.3.1. ÍNDICE DE CALIDAD...................................................................................... 41
1.3.3.1.1. ÍNDICES DE DIATOMEAS....................................................................... 41
IBD (Índice Biológico Diatómico).......................................................... 42
IDG (Índice Diatómico General)............................................................. 44
1.3.3.1.2. MEDICIONES BASADAS EN OTROS GRUPOS DE ALGAS ............... 45
1.3.3.1.2. MEDICIONES BASADAS EN LA BIOMASA ......................................... 46
CAPÍTULO II
2.1. COLECTA DE MICROALGAS .......................................................................................... 48
2.1.1. ACCESORIOS PARA LA COLECTA DE MICROALGAS ....................................... 48
2.1.1.1. CUBOS Y MALLAS.............................................................................................. 48

iii
2.1.1.2. REDES DE PLANCTON ....................................................................................... 49
2.1.1.3. BOTELLAS OCEANOGRÁFICAS O HIDROGRÁFICAS ................................. 51
2.1.1.4. MANGUERAS ....................................................................................................... 52
2.1.2. MÉTODOS DE COLECTA .......................................................................................... 53
2.1.2.1. MUESTREO DE FITOPLANCTON ..................................................................... 54
2.1.2.1.1. MUESTREO CUALITATIVO ........................................................................ 54
2.1.2.1.2. MUESTREO CUANTITATIVO ..................................................................... 57
2.1.2.2. MUESTREO DE PERIFITON ............................................................................... 59
2.1.2.2.1. MUESTREO CUALITATIVO ........................................................................ 60
2.1.2.2.2. MUESTREO CUANTITATIVO ..................................................................... 61
2.1.3. TIPOS DE MUESTREO................................................................................................ 62
2.1.3.1. MUESTREO ALEATORIO SIMPLE.................................................................... 62
2.1.3.2. MUESTREO ALEATORIO ESTRATIFICADO................................................... 62
2.1.3.3. MUESTREO EN GRUPOS O EN BLOQUES ...................................................... 63
2.1.3.4. MUESTREO SISTEMÁTICO................................................................................ 63
2.1.3.5. MUESTREO SELECTIVO .................................................................................... 64
2.1.4. SELECCIÓN DEL TIPO DE MUESTRA .................................................................... 64
2.1.5. LOCALIZACIÓN DE LOS SITIOS DE MUESTREO................................................. 66
2.1.6. FRECUENCIA DE MUESTREO.................................................................................. 67
2.1.7. PROFUNDIDAD DE MUESTREO.............................................................................. 68
2.1.8. VOLUMEN DE LA MUESTRA................................................................................... 69
2.1.9. FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN................................................................................... 69
2.1.10. ENVASADO Y ETIQUETADO................................................................................. 71
2.2. OBSERVACIONES DE LAS MUESTRAS DE FITOPLANCTON EN EL
LABORATORIO.................................................................................................................. 72

iv
2.2.1. ANÁLISIS CUALITATIVO DE FITOPLANCTON .................................................. 72
2.2.2. ANÁLISIS CUANTITATIVO DE FITOPLANCTON ............................................... 73
CAPÍTULO III
3. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE MICROALGAS......................................................... 85
3.1. PROTOCOLOS DE MUESTREO Y ANÁLISIS DE FITOPLANCTON SEGÚN
UNESCO.......................................................................................................................... 85
3.1.1. PLANEAMIENTO .................................................................................................... 86
3.1.2. MATERIALES Y EQUIPOS .................................................................................... 86
3.1.3. TOMA DE MUESTRA ............................................................................................. 87
3.1.4. REGISTRO DE DATOS ........................................................................................... 87
3.1.5. PROCEDIMIENTO PARA ESTUDIOS CUALITATIVO....................................... 87
3.1.6. PROCEDIMIENTO PARA ESTUDIOS CUANTITATIVO.................................... 89
3.1.7. ANÁLISIS Y PROCESAMIENTO DE DATOS ...................................................... 90
3.1.8. ALMACENAMIENTO DE LOS DATOS Y ANÁLISIS DE RESULTADOS........ 91
3.2. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE FITOPLANCTON SEGÚN LA DIRECTIVA
MARCO DEL AGUA...................................................................................................... 91
3.2.1. MUESTREO DE FITOPLANCTON ........................................................................ 92
3.2.1.1. EQUIPOS Y REACTIVOS................................................................................. 92
3.2.1.2. PROCEDIMIENTOS DE MUESTREO............................................................. 94
3.2.1.3. CONSERVACIÓN Y ETIQUETADO DE LAS MUESTRAS........................ 101
3.2.1.4. DIRECTRICES PARA ASEGURAR LA CALIDAD EN LA TOMA DE
MUESTRAS ..................................................................................................... 102
3.3. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE FITOBENTOS SEGÚN LA DIRECTIVA
MARCO DEL AGUA..................................................................................................... 102
3.3.1. EQUIPOS Y REACTIVOS ..................................................................................... 103

v
3.3.2. PROCEDIMIENTO DE MUESTREO.................................................................... 104
3.3.2.1. SELECCIÓN DEL PUNTO DE MUESTREO................................................. 104
3.3.2.2. SELECCIÓN DE SUSTRATO......................................................................... 104
3.3.2.3. DIRECTRICES PARA LA TOMA DE MUESTRA........................................ 105
3.3.2.4. CONSERVACIÓN Y ETIQUETAJE DE LAS MUESTRAS ......................... 109
3.3.3. DIRECTRICES PARA ASEGURAR LA CALIDAD EN EL MUESTREO ......... 109
CONCLUSIONES ...................................................................................................................... 111
RECOMENDACIONES............................................................................................................. 112
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS........................................................................................ 113
ANEXOS .................................................................................................................................... 119
GLOSARIO ................................................................................................................................ 143

vi
LISTA DE FIGURAS
Figura 1: Clasificación de organismos acuáticos.. ........................................................................ 6
Figura 2: Cianobacterias tóxicas.................................................................................................... 9
Figura 3: El silicoflagelado Distephanus speculum. ................................................................... 11
Figura 4: Ejemplares de diatomeas Centrales y Pennales. .......................................................... 12
Figura 5: Algunas de las estructuras presentes en una Euglena sp. ............................................ 13
Figura 6: Microfotografía de Alexandrium minutum, Ceratium tripo y Dinophysis sp.. ............ 15
Figura 7: Escenario que ilustra cómo las toxinas de los dinoflagelados se acumula en los
mariscos, zooplancton y peces...................................................................................................... 15
Figura 8: Distribución de los grupos taxonómicos en el mar...................................................... 16
Figura 9: Organismos del perifiton.............................................................................................. 18
Figura 10: El proceso de eutrofización costera.. ......................................................................... 20
Figura 11: Redes de captura del plancton con aro de sujeción y colector de PVC; Red
Arrojadiza y Red de Zeppelin....................................................................................................... 50
Figura 12: Botellas oceanográficas e hidrográficas; Sonda CTD, Botella Niskin y Botella
Van Dorn....................................................................................................................................... 52
Figura 13: Manguera de PVC...................................................................................................... 53
Figura 14: Arrastre horizontal con red de plancton..................................................................... 55
Figura 15: Arrastre vertical con red de plancton......................................................................... 55
Figura 16: Muestreo estacionario. ............................................................................................... 56
Figura 17: Técnica de Hidrocala con botellas Nansen. ............................................................... 58
Figura 18: Roseta de botellas Niskin lanzadas desde un barco. .................................................. 59
Figura 19: Muestreo cualitativo de perifiton. .............................................................................. 60
Figura 20: Microscopio binocular compuesto y Microscopio invertido. .................................... 73
Figura 21: Equipo utilizado para filtración con membrana......................................................... 76

vii
Figura 22: Cámaras y embudo para la sedimentación y conteo de muestras de fitoplancton..... 77
Figura 23: Cámara de sedimentación de Utermöhl..................................................................... 79
Figura 24: Conteo parcial mediante el método sistemático......................................................... 80
Figura 25: Conteo parcial mediante el método de campos aleatorios. ........................................ 81
Figura 26: Cuadrantes de la cámara de Neubauer....................................................................... 81
Figura 27: Masas de agua accesibles y no accesibles poco profundas........................................ 95
Figura 28: Muestreo de masas de agua profundas....................................................................... 97
Figura 29: Muestreo de masas de aguas profundas y extensas.................................................... 97
Figura 30: Toma de muestras de diatomeas bentónicas. ........................................................... 110
LISTA DE TABLAS
Tabla 1: Valores límites de la OCDE para un sistema concreto de clasificación trófica. ........... 21
Tabla 2: Asociaciones fitoplanctonicas de Hutchinson (1967). .................................................. 26
Tabla 3: Índice de Polución para Géneros................................................................................... 29
Tabla 4: Índice de Polución para Especies. ................................................................................. 30
Tabla 5: Valores del Índice del Estado Trófico (TRIX) y calidad del agua, de acuerdo a la
legislación italiana en la evaluación del estado del agua de mar.................................................. 38
Tabla 6: Valores del Índice Biológico Diatómico. ...................................................................... 43
Tabla 7: Valores del Índice Diatómico General. ......................................................................... 45
Tabla 8: Tipos de muestra............................................................................................................ 65
Tabla 9: Muestreo de lagos accesibles y no accesibles poco profundos ..................................... 94
Tabla 10: Muestreo de masas de agua profundas – Opción 1. .................................................... 96
Tabla 11: Muestreo de masas de agua profundas – Opción 2. .................................................... 96
Tabla 12: Periodos de muestreo y frecuencia. ............................................................................. 99

viii
LISTA DE ANEXOS
ANEXO I: Técnicas generalmente adecuadas para la preservación de muestras – análisis
biológicos.................................................................................................................................... 120
ANEXO II: Hoja de muestreo de fitoplancton .......................................................................... 121
ANEXO III: Hoja de campo de fitobentos ................................................................................ 122
ANEXO IV: Manual de procedimientos para el muestreo y ensayo semicuantitativo y
cuantitativo del fitoplancton potencialmente tóxico – IMARPE................................................ 123
ANEXO V: Diferencias de las cámaras de recuento.................................................................. 141

ix
RESUMEN
Esta monografía detalla en el primer capítulo la definición y clasificación de las microalgas,
dentro de las cuales los grupos más importantes y abundantes son las diatomeas y
dinoflagelados; también se mencionan los valores indicadores del fitoplancton y perifiton, los
que permitirán determinar el estado trófico y la calidad de los cuerpos de agua.
En el segundo y tercer capítulo se da énfasis al tema principal, que consiste en la colecta de
microalgas, donde se especifican los pasos previos al muestreo de fitoplancton y perifiton;
utilizando como referencia los protocolos estandarizados de la UNESCO y la DMA (Directiva
Marco del Agua), en ambientes marinos y continentales respectivamente. En estos
procedimientos se describe y evalúan los diferentes métodos de colecta, manipulación y
preservación de especies de microalgas, los que después de su acondicionamiento serán
sometidos a posteriores análisis como la determinación taxonómica y el recuento de especies.
El trabajo que se ha preparado, es una guía para saber dónde y cómo colectar los diversos grupos
de microalgas; con qué accesorios se pueden colectar; cómo se deben preservar las especies;
dónde y cómo guardarlos; qué notas y datos valiosos se deben tomar del material colectado. En
todo tipo de estudios, la colecta es un auxiliar del cual no se puede prescindir, y va relacionada
con el análisis de laboratorio.

x
ABSTRACT
This monograph details the first chapter the definition and classification of algae, among which
the most important and abundant are the diatoms and dinoflagellates, also mentioned values of
phytoplankton and periphyton indicators, which will determine the trophic state and the quality
of water bodies.
In the second and third chapter emphasizes the main theme, which is the collection of
microalgae, which specifies the steps prior to sampling of phytoplankton and periphyton, by
reference to the standardized protocols of UNESCO and the WFD (Water Framework Directive),
inland and marine environments respectively. These procedures describe and evaluate different
methods of collection, handling and preservation of species of microalgae, which after
preparation will be subjected to further analysis as the taxonomic identification and counting of
species.
The work has prepared a guide to know where and how to collect the various groups of algae,
with which accessories can be collected, how they should preserve the species, where and how to
store, what notes and valuable data should be taken of collected material. In all studies, the
collection is an aid which can not be avoided, and is related to the laboratory.

1
INTRODUCCIÓN
Los ecosistemas acuáticos mantienen una gran diversidad de organismos, incluso mayor a los
terrestres, por lo que los impactos como la contaminación inducen a cambios en la estructura de
las comunidades, la función biológica de los sistemas acuáticos y al propio organismo, afectando
su ciclo de vida, crecimiento y su condición reproductiva. Por este motivo, algunos organismos
pueden proporcionar información de cambios físicos y químicos en el agua, ya que a lo largo del
tiempo revelan modificaciones en la composición de la comunidad (Laws, 1981; citado por
Herbas et al., 2006).
Al conjunto de organismos más abundantes que habitan en los cuerpos de agua (ríos, lagos,
lagunas, estuarios, océano, etc.), flotando o adheridos al sustrato, que a la vez son los de menor
talla, principales productores de materia orgánica que representan el primer eslabón de la cadena
trófica, se le conoce como fitoplancton. El fitoplancton representa básicamente a los organismos
microscópicos vegetales que habitan en el medio ambiente marino y dulceacuícola, también
conocidos como microalgas; las cuales son capaces de sintetizar la materia nutritiva, a partir de
los nutrientes que obtienen del agua y del bióxido de carbono. Este grupo se encuentra integrado
por diversas clases de algas microscópicas, entre los que destacan por su abundancia las
diatomeas y los dinoflagelados. (Secretaría de salud, 2005).
La colección de microalgas constituye la base de los estudios taxonómicos y son parte
fundamental en investigaciones de floras y en trabajos ecológicos sobre todo para la evaluación
ambiental de poblaciones y de comunidades. En cualquier estudio biológico el primer paso; es
identificar el organismo que se está observando. Para un estudio taxonómico formal, la colecta
de los organismos es indispensable y, por tanto, el conocimiento de las técnicas adecuadas.
La colecta de fitoplancton requiere usar redes especiales de punto fino, que permiten retener gran
cantidad del material biológico que se halla en suspensión en el agua, con ellas se puede
recolectar tanto vertical como horizontalmente, también se utiliza los recipientes captadores que
permite la captura de organismos más pequeños (picoplancton, ultraplancton, nanoplancton y
parte del microplancton). La importancia de dichas colecciones radica en que es una fuente de

2
datos y además cumple con la finalidad de ser una recopilación científica, que permiten su
aprovechamiento en el aspecto educativo y en el conocimiento de la riqueza vegetal.
El seguimiento de los protocolos de trabajo, pueden ayudar a la toma de muestras representativas
y confiables en el trabajo de campo. Existe disponibilidad de protocolos con estándares
internacionales para muestrear tanto, la estructura, como el funcionamiento de las comunidades
fitoplanctónicas. Estos protocolos representan en general a aquellos métodos considerados como
aceptables hoy en día, si bien bajo circunstancias excepcionales y con el desarrollo de nuevos
método o equipos, que pueden quedarse sujetos a modificaciones o reemplazo.
El objetivo de esta monografía es proporcionar la información necesaria que permita establecer
las nociones básicas para el manejo adecuado que se requiere en la colecta de microalgas,
teniendo como fuente los protocolos y normas establecidos por las organizaciones
internacionales, las cuales servirán como herramienta para futuras investigaciones que aportaran
información para este amplio tema. Asimismo, determinar las condiciones y accesorios
apropiados para realizar la colecta cualitativa y cuantitativa de microalgas en aguas continentales
y marinas.

4
0. ANTECEDENTES
Los estudios realizados a los organismos acuáticos se vienen dando desde muchos años atrás, a
lo largo de ese período las técnicas o métodos para capturar plancton se han ido modificando;
tanto así que en la actualidad se han diseñado protocolos estandarizados que sirven como base
fundamental para un muestreo representativo.
Durante la X reunión de la Asamblea de la COI (Comisión Oceanográfica Intergubernamental),
1977 en París, se tomó contacto con la División de Ciencias del Mar de la UNESCO,
solicitándose el envío de un especialista para analizar la posibilidad de crear un centro de
investigaciones planctonológicas en el Perú. En ese mismo año, el Dr. Enrique Boschi, experto
de UNESCO en Biología Marina, realizó un estudio con miembros de IMARPE (Instituto del
Mar del Perú), donde formularon la propuesta de crear un Centro Regional de Estudios del
Plancton. Dicha propuesta fue llevada a cabo, ya que se logró el apoyo para la creación del
Centro o Programa de Investigación. Sin embargo, la mayoría de los estudios realizados por
IMARPE en el monitoreo de fitoplancton estuvieron dirigidos principalmente al seguimiento de
floraciones algales nocivas (UNESCO, 1981).
La metodología utilizada por Noemí Ochoa en 1977 representante de IMARPE; con la ayuda del
Dr. Boschi, plasmada en su investigación “Variación de fitoplancton en el área de Chimbote“,
para la colección y análisis de muestras de fitoplancton; usó diferentes accesorios como las
botellas Nansen, Niskin y Van Dorn, las cuales eran sumergidas a diferentes profundidades (10,
20, 30, 50, 75 y 100); las redes estándar de 75 m para colecciones superficiales y la red
cuantitativa de cierre de 47 m para colección en columnas de agua de diferentes profundidades.
Estas redes eran utilizadas para obtener resultados cualitativos y cuantitativos respectivamente.
Hoy en día la red cuantitativa ya no es de utilidad por lo que ha sido reemplazada por la
manguera (UNESCO, 1981).
En la actualidad IMARPE, realiza investigaciones y monitoreo en toda la costa peruana con el
propósito de presenciar fitoplancton potencialmente tóxico, y así crear una base de datos para el

5
conocimiento público, y comunicar oportunamente a la autoridad de inspección sanitaria sobre la
detección de fitoplancton tóxico y biotoxinas.
1. MICROALGAS
Las microalgas constituyen la fracción vegetal del plancton y son el primer eslabón de la cadena
alimenticia, son los productores primarios en el mar, ríos y lagos, finalizando esta en peces,
crustáceos, moluscos y mamíferos superiores (Riley & Chester, 1969).
Las microalgas son un conjunto heterogéneo de microorganismos fotosintéticos unicelulares,
procariontes y eucariontes, que se localizan en hábitats diversos tales como agua marina, dulces,
salobres residuales o en el suelo, bajo un amplio rango de temperatura, pH y disponibilidad de
nutrientes; se les considera responsables de la producción del 50% del oxigeno y de la fijación
del 50% de carbono en el planeta. Su biodiversidad es enorme, se han identificado alrededor de
40,000 especies aunque se estima que existen más de 100,000 de las cuales con frecuencia se
desconoce su descomposición bioquímica y metabolismo. Las microalgas se clasifican de
acuerdo a varios parámetros tales como tamaño (Picoplancton, Ultraplancton, Nanoplancton y
Microplancton) pigmentación, ciclo de vida, morfología, mecanismos reproductivos,
composición química, hábitat y estructura celular (Arredondo & Vázquez, 1991; Sheehan et al.,
1998; Hu et al., 2008; citados por Garibay et al., 2009).
Las microalgas son típicamente acuáticas y viven fijas a un sustrato (fitobentos) o flotando
libremente (fitoplancton) en el plancton. Las formas que adquieren son variadas; se organizan en
unicelulares o coloniales. Como organismos fotoautótrofos, tienen la capacidad de fijar la
energía de la luz en los enlaces químicos de la molécula orgánica (Uribe, 1992; citado por
Salcedo, 1999).

6
Fig. 1: Clasificación de organismos acuáticos (Marcano, 2009).
1.1. FITOPLANCTON
También denominado plancton autótrofo; son organismos unicelulares que pueden encontrarse
solos o formando agrupaciones coloniales; se caracterizan por poseer un movimiento limitado
incapaz de contrarrestar la velocidad de las corrientes, por lo que forman parte de las partículas
en suspensión que se encuentran en el agua, principalmente en la superficie. Estos organismos
son fotoautótrofos, utilizan la energía solar para realizar fotosíntesis empleando dióxido de
carbono, sales inorgánicas y metales traza que les provee el agua del mar o dulceacuícola.
Pueden ser procarióticas, las cuales carecen de organelos limitadas por una membrana, por lo
tanto no posee un núcleo verdadero, además tienen una tasa de crecimiento muy alta
(Aproximadamente de 1 hora) o bien eucariotas, que tienen un núcleo verdadero y una tasa de
crecimiento relativamente alta (6 – 24 horas) (Curtis, 1984).
El fitoplancton es la fuente principal de alimento de los crustáceos incluyendo peneidos, durante
sus primeros estadios larvarios y los bivalvos; estos requieren de una considerable cantidad de
fitoplancton unicelular durante toda su vida. Es por esto que el fitoplancton es muy importante en

7
la nutrición de larvas o adultos de organismos acuáticos en criaderos comerciales (Pauw &
Persoone, 1988).
El fitoplancton que se utiliza como alimento durante los cultivos de camarón, ostión y almejas
deben cumplir con ciertas características como el de no ser tóxicas, tener un tamaño adecuado
para poder ser ingeridas, una pared celular digerible y contener los constituyentes bioquímicos
para que los organismos crezcan y se reproduzcan satisfactoriamente (Pauw & Persoone, 1988).
Por otra parte, el fitoplancton se encarga de fijar el CO2 atmosférico de manera que el carbono
pasa a ser parte de la cadena alimentaria, y por tanto, fuente de energía. Progresivamente la
cadena trófica va enriqueciéndose, pues el fitoplancton es consumido por el zooplancton que a su
vez puede ser consumido por determinados peces, etc. (Ciencias & Biología Marina, 2010).
1.1.1. CLASIFICACIÓN
Según González (1988), existen seis grupos taxonómicos importantes: “Cianofitas” (verde
azules), “Criptofitas” (verde azules, roja o verde oliva), “Pirrofitas” (dinoflagelados),
“Crisofitas” (algas pardas amarillentas), siendo la de mayor importancia en las aguas
continentales las Crisoficeas, Bacilaroficeas (diatomeas), Xantofíceas, “Euglenofitas” y
finalmente las “Clorofitas” (algas verdes).
REINO PROCARIOTA
A) DIVISIÓN Cyanophyta
Conocida con el nombre de Myxophyta, Schizophyta, Cyanobacteria y, más recientemente,
Nostocophyta. Su nombre común es algas verde azules o azul verdosas. Entre sus pigmentos
posee ficobilinas, clorofila “a” y varios carotenoides. Pueden ser consideradas como poseedoras
de un amplio rango de tolerancia de muchos factores, lo que les permite adaptarse a condiciones
por demás difíciles. Debido a lo anterior, pueden encontrarse distribuidas en todos los biotopos
del ecosistema lacustre (interfase aire – agua, toda la columna de agua, sedimento, etc.), ya que

8
poseen adaptación cromática, la cual les permite adoptar un color aproximadamente
complementario al de la luz disponible, lo que conduce a un mejor aprovechamiento de dicha luz
(Roldán, 1992).
Se consideran formas muy primitivas existentes ya en el precámbrico. Se presentan
fundamentalmente cuando las condiciones ambientales se desvían notablemente de las
condiciones habituales y puede considerarse que todo cambio en la relación (nitrógeno – fósforo)
acaba manifestándose en un avance o en un retroceso en el desarrollo de las algas verde azules.
Si la relación se desarrolla a favor del fósforo, se presentarán cianofíceas que incorporarán
nitrógeno al ecosistema. Debido a esta última propiedad, se consideran de gran importancia en la
productividad del ecosistema acuático. El nitrógeno molecular (N2) es fijado generalmente por
células modificadas denominadas heterocistes, presentes principalmente en algas verde azules
del orden Nostocales, aunque también, pueden ser fijado por cianofíceas carentes de heterocistes.
La fijación de N2 requiere de la enzima nitrogenasa, la cual a su vez requiere como cofactor el
cobalto (Roldán, 1992).
Las cianofíceas se desarrollan tanto en agua dulce como en agua marina, aunque están menos
representadas en este último medio. Solo una especie, un alga verde azul filamentosa llamada
Trichodesmium thiebautii, se ha reportado siempre en abundancia en mar adentro, y solo
entonces en aguas tropicales y subtropicales, especialmente durante las mareas rojas (Dawes,
1991).
Las cianofíceas se presentan normalmente en medios alcalinos, aunque algunos géneros pueden
ocurrir en medios ácidos. Se presentan en esta división formas unicelulares y pluricelulares,
predominando en estas últimas las formas filamentosas. Su reproducción es asexual, por
hormogonios, esporas y acinetos. Algunos representantes producen toxinas que causan síntomas
de intoxicación, diarreas en el hombre, muerte de otras algas, invertebrados planctónicos, peces y
aves. Las toxinas son generalmente alcaloides y glicopéptidos. Los primeros producen un
bloqueo neuromuscular y efecto rápido, mientras que los últimos ocasionan daño hepático y son
de acción más lenta. Las principales especies productoras de toxinas son: Microcystis
aeruginosa, Aphanizomenon flosaquae y Anabaena flosaquae. Algunas algas verde azules son

9
usadas como alimento, destacando entre ellas los géneros Spirulina, Nostoc y Chroococcus
(Ramírez, 1987; citado por Roldán, 1992).
Aguas con Planktothrix Aguas con Cianobacterias Detalles de agua con
Cianobacterias
Planktothrix rubescens Aphanizomenon
flosaquae
Microcystis sp. Anabaena sp.
Fig. 2: Cianobacterias tóxicas (Vicente et al., 2005)
REINO EUCARIOTA
B) DIVISIÓN Chlorophyta
Se denominan algas verdes. Poseen principalmente clorofilas “a” y “b” que enmascaran a los
carotenos y xantofilas. Almacenan almidón en pirenoides. Al igual que las cianofitas, se
desarrollan bajo una variada gama de condiciones por lo que muchas de ellas han sido utilizadas
como indicadores de contaminación. Es el grupo más diversificado en las aguas dulces, pero
también con abundante número de representantes tanto en estuarios como en el mar (Dunaliella).
La división constituye un grupo muy amplio y variado de algas tanto unicelulares, como de vida
colonial y filamentosa. La organización colonial varía desde formas que originan asociaciones
suaves como Ankistrodesmus hasta formas fuertemente asociadas a manera de cenobios como

10
ocurre en el género Scenedesmus. En agua dulce son típicas las formas coloniales con células que
yacen dentro de una matriz mucilaginosa (Volvox, Dictosphaerium, Eudorina) (Hutchinson,
1967; citado por Roldán, 1992).
C) DIVISIÓN Chrysophyta
Se denominan también pardo amarillentas o pardo doradas. Contienen clorofila “a” y “c”,
caroteno  y  y algunas xantofilas. Pueden ser células desnudas o con pared celular péctica y a
veces impregnadas de silicatos. Nunca almacenan almidón; en el agua dulce existen tres clases
de las cinco que presenta esta división (Roldán, 1992).
Clase Chrysophyceae: Posee gran variedad de formas flageladas que pueden ser solitarias o
vivir en colonias y muy rara vez son filamentosas. Las formas planctónicas más importantes se
agrupan en los órdenes Ochromonadales (Chrysomonadales) y Chromulinales. Las crisofíceas,
en general, se relacionan con aguas pobres en nutrientes y algunas especies como Dinobryon
crecen aún a concentraciones muy bajas de ortofosfatos (< 20 mg/L). En algunas formas, la
nutrición es holozoica. En su mayor parte viven en aguas puras y oligotróficas. Se reproducen
asexualmente por división longitudinal o por quistes silíceos; sexualmente por isogamia, aunque
esta forma de reproducción es poco frecuente (Roldán, 1992).
La mayoría viven en los lagos y lagunas de aguas dulces limpias y frías, y algunas especies son
marinas (Silicoflagelados). Los silicoflagelados se agrupan en el orden Dictyochales de la clase
Chrysophyceae; se caracterizan por la presencia de un exoesqueleto silíceo interno (tubos huecos
de Sílice) que está cubierto por el protoplasto (véase fig. 3, B) (Dawes, 1991). Se ha señalado en
ocasiones a los silicoflagelados como causantes de mortandad de peces. La fase desnuda de los
silicoflagelados no está considerada como tóxica. Sin embargo, la fase esqueletal de los
silicoflagelados puede causar lesiones de tejidos delicados, tales como el epitelio de las agallas,
de algunos peces. En ciertos casos estas lesiones conducen a un aumento de la producción de
mucílago por las células epiteliales, interfiriendo así con el intercambio gaseoso, y causando la
asfixia del pez por falta de oxígeno. Un efecto similar lo pueden producir las diatomeas que

11
poseen largas espinas o setas. En ninguno de los casos parece haber toxinas implicadas en la
muerte de los peces (Sar et al., 2002).
Fig. 3: El silicoflagelado Distephanus speculum. A) Fase desnuda, que mide 10 – 15 μm de
diámetro; B) Fase con esqueleto, que mide 35 – 55 μm entre las puntas de las dos
espinas más largas (Moestrup & Thomsen, 1990; citados por Sar et al., 2002).
Clase Bacillariophyceae: Se denominan comúnmente diatomeas. Se trata de una clase
ampliamente diversificada tanto en aguas dulces como salobres y marinas. Poseen uno o dos
cloroplastos lobulados o muchos discoides de colores que varían desde el pardo dorado, en las
formas planctónicas, hasta el pardo oscuro en las formas sésiles. Esta coloración se debe al
enmascaramiento de las xantofilas presentes sobre las clorofilas “a” y “b” (Roldán, 1992).
La clase comprende formas unicelulares y coloniales, desprovistas de flagelos. Poseen una pared
celular rígida impregnada de sílice, llamada frústulo, la cual consta de dos partes (valvas) con
una (epiteca) yaciendo sobre la otra (hipoteca) en la región del cíngulo o banda de conexión. El
frústulo posee poros muy finos ordenados en patrones característicos. Cuando la célula se coloca
al microscopio, con el lado valvar hacia arriba, se dice que está en posición valvar. Cuando es el
cíngulo el que está arriba se dice que está en posición cingular o pleural (Roldán, 1992).
Esta clase comprende dos grandes órdenes, uno de ellos de frústulo con forma elíptica
redondeada, con simetría radial en vista valvar y que pueden llegar a formar filamentos. Este es
el orden Biddulphiales o Centrales. Algunos ejemplos son Cyclotella y Melosira. El otro orden
A
B

12
es el de las Bacillariales o Pennales, de forma alargada, con simetría bilateral, o pueden ser
asimétricas con vista valvar (Gomphonema). En las valvas de las diatomeas pertenecientes a este
orden, se presenta una hendidura longitudinal que puede ser recta, sigmoidal u ondulada,
denominada rafe, el cual permite la locomoción ocurre por el sistema de corrientes
citoplasmáticas. Las pennales son más abundantes en el fitoplancton de agua dulce que las
centrales. A este orden pertenecen Nitzschia, Navicula, Fragillaria, Tabellaria, Cymbella,
Asterionella, Synedra, Diatoma, Gomphonema y Gyrosigma, entre muchos otros géneros
(Roldán, 1992).
El desarrollo de las diatomeas elimina la sílice de la zona fótica, el cual se acumula en las capas
más profundas con las diatomeas que se sedimentan. Pueden reproducirse vegetatitavemente o
por división celular, o sexualmente mediante auxosporas. Sus productos de asimilación son
crisosa y lípidos (Roldán, 1992).
Fig. 4: Ejemplares de diatomeas Centrales y Pennales; a) Coscinodiscus sp.; b) Gomphonema sp.
(Sar et al., 2002).
Clase Xantophyceae: Se denomina también heterocontes y se caracterizan por su color verde
amarillento debido a la presencia de carotenoides en mayor proporción que las clorofilas “a” y
“c”. Almacenan lípidos como sustancias de reserva. Su hábito de vida puede ser colonial y
filamentoso. Al igual que las diatomeas, las xantofíceas pueden tener silicatos en la pared
celular. La reproducción de algunas especies es asexual (por zoosporas y aplanosporas) y hábitat
A
B

13
en las aguas dulces y suelos, existiendo algunas especies marinas. El género más representativo
es Tribonema sp. (Roldán, 1992).
D) DIVISIÓN Euglenophyta
Son organismos flagelados, desnudos y grandes. EI número de flagelos puede variar de uno a
tres, siendo generalmente dos, uno mayor y más visible que el otro. Poseen clorofila “a” y “b”,
-carotenos y xantofilas. Predominan generalmente en el agua dulce, aunque pueden ser hallados
también en estuarios. Existen algunas formas incoloras heterótrofas. La sustancia de reserva es el
paramilon, presente en cuerpos separados dentro de la célula (Roldán, 1992).
Las Euglenophyta son muy abundantes en charcas y algunas temporales con abundante
contenido de materia orgánica. Son poco importantes en la mayoría de los lagos, con excepción
de Trachelomonas y Euglena. Su reproducción es asexual y se lleva a cabo por fisión binaria
longitudinal (Roldán, 1992).
Fig. 5: Algunas de las estructuras presentes en una Euglena sp. (Ramírez, 2000).

14
E) DIVISIÓN Pyrrhophyta
En esta división es muy importante la clase Dinophyceae, la cual se encuentra ampliamente
distribuida en aguas dulces, marinas y estuarinas. En general, son unicelulares y autotróficas. Los
pigmentos fotosintéticos son clorofila “a”, “c” y carotenos. El color de los plastidios es pardo o
amarillo y almacenan almidón y grasas. Las células presentan dos flagelos, uno de ellos
longitudinal, colocado en una fisura denominada sulco y orto transversal, yaciendo en un surco
conocido como cíngulo o annulus. Uno de los flagelos impulsa el organismo hacia adelante y el
otro sirve para producir movimiento rotatorio. En muchas especies la pared celular está formada
por un gran número de placas celulósicas, cuyo número y coloración reviste importancia para la
identificación del organismo. La reproducción asexual se lleva a cabo por fisión binaria y
sexualmente por conjugación de aplanogametos o mediante zoogametos (Roldán, 1992).
En contraste con las diatomeas del orden centrales, que son no móviles, una parte importante del
fitoplancton es flagelada, a saber, los dinoflagelados. Son en su mayoría unicelulares aislados;
tienen una forma única, con flagelos transversos y colgantes. Hay formas tanto "acorazadas" (con
paredes celulares compuestas de placas celulósicas) como no "acorazadas" en la comunidad del
fitoplancton. Se piensa que el desarrollo extensivo de las astas epitecal e hipotecal, como se
observa en Ceratium tripos (véase fig. 6, C), así como las diferentes modificaciones de las
placas, como se observa en Dinophysis sp. (véase fig. 6, B), ayudan a la flotación de los
dinoflagelados. Muchos dinoflagelados son heterótrofos (se alimentan del zooplancton), o son
incluso parásitos (Dawes, 1991).
Debido a que algunos dinoflagelados producen toxinas, sus florecimientos (explosiones
demográficas) pueden causar la muerte a gran escala de muchos peces, así como de crustáceos y
moluscos (Schmidt y Loeblich, 1979; citados por Dawes, 1991). Dichos florecimientos se
conocen como mareas rojas debido al color rojizo del agua, en las cuales pueden haber de 5 a 2
millones de dinoflagelados/ litro. Dos dinoflagelados importantes que causan dichas mareas rojas
son Ptychodiscus (Gymnodinium) y Gonyaulax (Dawes, 1991).

15
Fig. 6: Microfotografía de A) Alexandrium minutum, por ser la primera en la que se verificó
producción de PSP; B) Dinophysis sp. y C) Ceratium tripos (Sar et al., 2002).
Fig. 7: Escenario que ilustra cómo las toxinas de los dinoflagelados se acumula en los mariscos,
zooplancton y peces, cuando las algas tóxicas o sus quistes son consumidos y pueden
intoxicar a los seres humanos, aves y ballenas (UNESCO, 1996).
A B
C

16
F) DIVISIÓN Cryptophyta
Son organismos unicelulares con un par de flagelos desiguales. La célula presenta cloroplastos
de colores variados, desde verdes hasta pardos y aun rojos y verde azules. No forman colonias y
tienen una forma comprimida dorsoventralmente. Entre sus pigmentos figuran clorofila “a” y
“c”, carotenos, ficocianina y ficoeritrina. Almacenan principalmente almidón contenido en
pirenoides. Se reproducen sólo asexualmente, por fisión binaria longitudinal. El género más
representativo es Cryptomonas sp. (Roldán, 1992).
Fig. 8: Distribución de los grupos taxonómicos en el mar; siendo la población mayoritaria las
Bacillariofitas (diatomeas), seguida por las Pirrofitas (dinoflagelados), y en grupos más
pequeños a las Cianofitas (cianobacterias), Clorofitas, Euglenofitas, Crisofitas y
Criptofitas. Cabe resaltar que esta representación poblacional fue tomada de las zonas
costeras de Venezuela (Spiniello, 2007).

17
1.2. PERIFITON
Se refiere a todas aquellas comunidades, animales y vegetales (Fitobentos) que viven adheridas a
sustratos vegetales, rocas o cualquier tipo de material natural o artificial sumergido (Roldán,
1992). Según Wetzel (1983; citado por Roldán 1992), lo define como “una comunidad compleja
de microorganismos vivos o muertos (algas, bacterias, hongos, animales, detritos orgánicos e
inorgánico) fijados a un sustrato orgánico o inorgánico”.
Varios autores que han trabajado con comunidades de perifiton han encontrado que estas
desempeñan un papel fundamental en la dinámica de los ecosistemas acuáticos (Chye Ho, 1979;
Wetzel, 1983; Watanabe, 1985; Moreira da Silva, 1979; Moreno, 1980; citados por Roldán,
1992). Dentro de estos se destacan: a) la producción de metabolitos orgánicos para diversos
organismos en la cadena alimenticia; en este sentido contribuyen con cerca de 70 u 80% de la
productividad total; b) presentan una alta tasa de reciclaje de nutrientes, dado que en él muchos
organismos encuentran abrigo y otros alimento, como lo hacen numerosos peces; y c) el perifiton
se ha utilizado recientemente como indicador de calidad del agua (Roldán, 1992).
Hynes (1972; citado por Roldán 1992) presenta una clasificación de las algas de acuerdo con el
tipo de sustrato en el cual viven. Se llama “Epipélicas” a las que viven sobre el fango y están
representadas principalmente por diatomeas, dentro de las cuales los géneros más conocidos son:
Nitzchia, Navicula, Gyrosigma, Fragillaria y Surirella, entre otras. “Epilípticas” son las que
viven sobre piedras u objetos similares; dentro de estas las más representativas son: Anabaena,
Asterionella, Gyrosigma, Oscillatoria y Naviculaceas en general. “Epifíticas” son las que viven
sobre plantas, bien sean adheridas a la superficie mediante sustancias pegajosas o gelatinosas
como Cocconeis, o pegadas mediante tallos como muchas diatomeas de los géneros Cymbella,
Achnanthes y Gomphonema.

18
Fig. 9: Organismos del perifiton: A) Asterionella sp.; B) Coleochaete sp.; C) Gyrosigma sp.;
D) Gomphonema sp. (Moreno, 1989; citado por Roldán, 1992).
El perifiton constituye la base alimenticia de muchas especies acuáticas, especialmente de
algunos peces de importancia económica. Por ejemplo, el “bocachico” (Prochilodus reticulatus
magdalenae) raspa la superficie de las plantas que crecen en las ciénagas, en tanto que el
“coroncoro” (Pseudoancistrus sp., Ancistrus sp. o Laciancistrus sp.) raspa los sustratos rocosos
(Moreno, 1989; citado por Roldán, 1992). Estos sustratos son ricos en proteína, vitaminas y
minerales, por lo que su implementación en sustratos artificiales en medios carentes de sustratos
naturales, como los embalses, podría incrementar la productividad piscícola en estos
ecosistemas. El perifiton también es la base alimenticia para varios grupos de insectos
(Blephariceridae, Ephemeroptera) y algunas larvas de batracios (Roldán, 1992).
A
B
C
D

19
1.3. EUTROFIZACIÓN
El aumento de la concentración de nutrientes en todos los cuerpos de agua se denomina
eutrofización. Los nutrientes son elementos esenciales para el crecimiento de organismos vivos
(C, N, P, K, S, y algunos metales traza). Es un proceso natural y positivo. Sin embargo, la
actividad humana puede aumentar en exceso la presencia de nutrientes dando lugar a una
situación problemática en numerosas áreas. El drenaje de residuos y suelos agrícolas ricos en
fertilizantes, que contienen elevados niveles de N y P, puede originar un aumento en la población
de fitoplancton, el llamado florecimiento de algas. La capa de algas se vuelve tan espesa, que no
puede penetrar la luz, y se produce la muerte de aquellas que se encuentran por debajo de la
superficie. Cuando las algas se descomponen, se emplea una cierta cantidad de oxígeno disuelto,
comenzando a desaparecer y provocando la mortandad entre los peces (Giraldez, 2005).
Actualmente es posible hablar de una “Eutrofización Cultural”, determinada por la intervención
del hombre, el cual debido a su necesidad de extensión transforma su entorno. Las descargas de
aguas servidas por ejemplo, son una de las más antiguas causas de la eutrofización cultural, ya
que estas son ricas en nutrientes contribuyendo al cambio trófico del cuerpo receptor; otro
ejemplo son los excesos de fertilizantes, los cuales son ricos en fósforos, sean estos naturales o
químicos. La deforestación también influye en la carga de nutrientes, ya que los escurrimientos
al pasar por una tierra que no tiene protección, lavan la capa fértil y se llevan consigo los
nutrientes de la misma (Facultad de Tecnología, 2003).

20
Fig. 10: El proceso de eutrofización costera (US-EPA, 2001; adaptado por Aranda, 2004).
1.3.1. CLASIFICACIÓN DEL GRADO DE EUTROFÍA
Luego de un estudio de 5 años que abarcó 200 ambientes en 22 países de Europa occidental,
EEUU, Japón y Australia. El Comité de Eutrofización de la Organización de Cooperación
Económica y Desarrollo (OCDE), propuso una clasificación del grado de eutrofía de lagos y
embalses, de acuerdo a los valores que alcanzan las variables: clorofila “a”, Secchi y fósforo
(Ryding et al., 1992).

21
Tabla 1: Valores límites de la OCDE para un sistema concreto de clasificación trófica.
Categoría Trófica TP
Chl
media
Chl
máxima
Media de
Secchi
Mínimo de
Secchi
Ultraoligotrófico < 4 < 1 < 2,5 > 12 > 6
Oligotrófico < 10 < 2,5 < 8 12 – 6 > 3
Mesotrófico 10 – 35 2,5 – 8 8 – 25 6 - 3 3 – 15
Eutrófico 35 – 100 8 – 25 25 – 75 3 - 1,5 1,5 – 0,7
Hipertrófico > 100 > 25 > 75 < 1,5 < 0,7
Fuente: OCDE, 1982; citado por Ryding et al., 1992.
Donde:
TP: Media anual de la concentración de fósforo total en el lago (µg/l).
Chl media: Media anual de la concentración de clorofila a en las aguas superficiales (μg/l)
Chl máxima: Pico anual de la concentración de clorofila a en las aguas superficiales (μg/l)
Media de Secchi: Media anual de la transparencia de la profundidad de Secchi (m)
Mínimo de Secchi: Mínimo anual de la transparencia de la profundidad de Secchi (m)
1.3.2. VALOR INDICADOR DE FITOPLANCTON
El fitoplancton presenta ciclos cortos de vida (4 – 5 días) y obtiene sus nutrientes necesarios
para su desenvolvimiento directamente en la columna de agua. Siendo el indicador biológico
directo de las alteraciones de la concentración de nutrientes en la columna de agua y se asocia al
proceso de la eutrofización. La comunidad fitoplanctónica presenta una elevada sensibilidad a las
alteraciones de pequeña escala en condiciones ambientales (Hutchinson, 1967; Reynolds, 2006;
citados por INAG I.P., 2009), siendo su biomasa, composición y abundancia reguladas cerca de
los siguientes factores:
 Condiciones físicas e hidrológicas: Luz, temperatura, turbulencia/estabilidad del agua,
tiempo de residencia del agua, profundidad, área de espejo del agua, volumen.
 Composición química del agua: Nutrientes y materia orgánica, pH, alcalinidad, dureza, etc.

22
 Factores biológicos: Filtradores planctófagos (zooplancton y peces) y relaciones entre
especies.
Las definiciones de la normativa de la Directiva Marco del Agua concerniente al elemento del
fitoplancton biológico de la calidad en los lagos, indican que la degradación de la calidad
ecológica está asociada al incremento de la biomasa fitoplanctónica, alteraciones en la
composición taxonómica y la abundancia de los grupo, el aumento de la frecuencia y la
intensidad de floraciones fitoplanctónica. El fitoplancton se ha usado ampliamente como
indicador del estado trófico de las masas de agua (Vicente et al., 2005).
1.3.2.1. ÍNDICE DE CALIDAD
En la actualidad existen diversas medidas e índices para evaluar la calidad de las aguas, basado
en elementos biológicos y permitir que el fitoplancton se relacione con la producción primaria o
asociaciones de algas y cianobacterias con las condiciones ambientales, incluyendo el nivel de
degradación del lago o embalse. Estas herramientas de evaluación de la calidad se basan en datos
de biomasa, composición, abundancia de fitoplancton y biovolumen. (Hörnström, 1981; OCDE,
1982; Sládecek, 1973; Brettum, 1989; Barbe et al., 1990; Tremel, 1996; Reynolds et al., 2002;
Brettum & Andersen, 2005; Carvalho et al., 2007; citados por INAG I.P., 2009)
La importancia de los índices es que proveen información sobre que tan rara o común es una
especie en una comunidad. La posibilidad de cuantificar la diversidad es una importante
herramienta, para entender la estructura de las comunidades naturales (Ramírez, 2000).
1.3.2.1.1. ÍNDICE DE ESTADO TRÓFICO Y BIÓTICO
Este enfoque comprende dos partes: la primera de carácter cualitativa y una segunda de carácter
cuantitativo. En la parte cualitativa se identifican, hasta el mayor nivel taxonómico posible, los
taxones presentes en la muestra. Una vez logrado esto, se procede a cuantificar cuántos de cada
uno de esos taxones están presentes. Es necesario aclarar que no todos los taxones que aparecen
en la parte cualitativa del análisis de una muestra tienen que aparecer en el cuantitativo, debido a

23
problemas de submuestreo, al volumen y número de cámaras examinadas y a la dificultad de la
manipulación de las algas sedimentadas en el fondo de la cámara de conteo. Existen algunos
tipos de índices que sólo requieren la parte cualitativa. Los seis primeros tipos de índices tratados
son de este tipo. Otros índices requieren de ambas partes y de esta índole son los restantes
(Ramírez, 2000).
PRIMERA PARTE
1) RIQUEZA DE ESPECIES
Se considera que existe un mayor número de especies en los ambientes menos eutróficos en
comparación con los más eutroficados. Sin embargo, los resultados dependerán principalmente
del lugar donde se efectúe el muestreo, pues, a distintos sitios de un cuerpo de agua pueden
corresponder diferentes tiempos de residencia y otras variables que inciden en la determinación
de la riqueza de especies: como ejemplo se tiene que los lagos eutróficos con región litoral
amplia y ricas en macrófitas presentan generalmente un número de especies que puede llegar a
ser mayor que el de los lagos oligotróficos (Esteves, 1988; citado por Ramírez, 2000).
Asimismo, el número de especies halladas se verá afectado por el tamaño de la unidad muestral,
ya que generalmente existe una variación lineal entre ambos factores (Ramírez, 2000)
2) ÍNDICE DE THUNMARK Y NYGAARD
Estos índices establecen relaciones entre las especies dominantes y las accidentales, presentes o
no, con el fin de determinar el estado trófico del ecosistema. Thunmark (1945; citado por
Ramírez, 2000) propuso el siguiente índice:
Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐂𝐥𝐨𝐫𝐨𝐟í𝐜𝐞𝐨 =
Número de taxones de 𝐶ℎ𝑙𝑜𝑟𝑜𝑐𝑜𝑐𝑐𝑎𝑙𝑒𝑠
Número de taxones de 𝐷𝑒𝑠𝑚𝑖𝑑𝑖𝑎𝑐𝑒𝑎𝑒

24
Posteriormente Nygaard (1949; citado por Ramírez, 2000) propuso otros índices:
Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐂𝐢𝐚𝐧𝐨𝐟í𝐜𝐞𝐨 =
Número de taxones de 𝐶𝑦𝑎𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑐𝑒𝑎𝑒
Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐝𝐞 𝐃𝐢𝐚𝐭𝐨𝐦𝐞𝐚𝐬 =
Número de taxones de diatomeas centrales
Número de taxones de diatomeas pennales
Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐝𝐞 𝐄𝐮𝐠𝐥𝐞𝐧𝐨𝐟𝐢𝐭𝐚𝐬 =
Número de taxones de 𝐸𝑢𝑔𝑙𝑒𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑡𝑎
Número de taxones de 𝐶𝑦𝑎𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑐𝑒𝑎𝑒 + 𝐶ℎ𝑙𝑜𝑟𝑜𝑝ℎ𝑦𝑐𝑒𝑎𝑒
Í𝐧𝐝𝐢𝐜𝐞 𝐂𝐨𝐦𝐩𝐮𝐞𝐬𝐭𝐨 =
Número de taxones de 𝐶𝑦𝑎𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑐𝑒𝑎𝑒 + 𝐶ℎ𝑙𝑜𝑟𝑜𝑐𝑜𝑐𝑐𝑎𝑙𝑒𝑠 +
diatomeas centrales + 𝐸𝑢𝑔𝑙𝑒𝑛𝑜𝑝ℎ𝑦𝑡𝑎
De los índices propuestos por Thunmark y Nygaard, los más usados son: Clorofíceo, Diatomeas
y el Compuesto (Ramírez, 2000).
 Si el Índice de Clorofíceo da un valor < 1 entonces se trata de un lago oligotrófico, mientras
que si es > 1 el lago es eutrófico.
 En lo referente al Índice de Diatomeas, si el resultado varía de 0 a 1 el lago es oligotrófico,
si va de 1 a 2 es mesotrófico y si es > 2 el lago es eutrófico.
 Para el Índice Compuesto, si el valor es < 1 el lago es oligotrófico, si va de 1 a 2,5 es
mesotrófico y si es > 2,5 el lago es eutrófico.
En síntesis, la utilización de especies fitoplanctónica para caracterizar ecosistemas lacustres debe
hacerse a partir de estudios a largo plazo, pues las evaluaciones hechas con base en muestreo
esporádicos pueden conducir a conclusiones falsas (Roldán, 1992).

25
3) ASOCIACIONES FITOPLANCTÓNICAS
Hutchinson (1967; citado por Ramírez, 2000) propuso una clasificación provisional de los tipos
de fitoplancton basada principalmente en las asociaciones fitoplanctónicas de acuerdo con la
afinidad taxonómica. El mismo autor señaló que los tipos de plancton no deben ser considerados
necesariamente equivalentes a formaciones en el sentido fitosociológico, aunque es posible que
algunos de ellos puedan registrarse bajo este término. Incluso, pueden mezclarse muchos tipos
(las mezclas más comunes son las del plancton diatomeico con las demás especies). En la tabla 2
se detallan las asociaciones propuestas por este autor (Ramírez, 2000).
Las asociaciones de especies de diatomeas, principalmente las de especies y variedades de
Gomphonema, también han sido utilizadas como indicadores de la presencia de desechos
industriales y de otros tipos. A través del número de especies de diatomeas presentes se puede,
además, tener una idea de la calidad del agua. En ambientes eutróficos, unas pocas especies
conforman la mayoría de la población de diatomeas y su densidad es alta; en ambientes limpios,
en cambio se presentan más especies de diatomeas con densidad baja (Ramírez, 2000).

26
Tabla 2: Asociaciones fitoplanctónicas de Hutchinson (1967).
Tipo fitoplanctónico Características del agua Algas dominantes Algas acompañantes
Oligotrófico desmidiáceo
Aguas pobres en nutrientes, ligeramente ácidas y poco
alcalinas.
Diferentes especies de Staurodesmus y
Staurastrum.
Otras desmidiáceas,
Sphaerocystis, Gloecystis,
Rhizosolenia, Tabellaria.
Oligotrófico diatomeico
Aguas pobres en nutrientes, neutras o ligeramente
alcalinas.
Diferentes especies de Cyclotella y
Tabellaria, no Melosira granulata.
Otras especies de Melosira,
Fragilaria, Synedra,
Dinobryon, Asterionella.
Tipo Botryococcus
Aguas poco mineralizadas y de alcalinidad baja, aunque
sus condiciones exactas no se comprenden bien.
Botryococcus braunii.
Sphaerocystis, Dinobryon,
Peridinium y Staurodesmus.
Tipo Crisofíceo
Neutral o ligeramente alcalina; lagos pobres en
nutrientes o lagos más productivos en la estación de
reducción de nutrientes.
Una o varias especies de Dinobryon y
Mallomonas.
Tabellaria y otras diatomeas,
Synura, Uroglena.
Oligotrófico Chorococcal Lagos improductivos, neutros o ligeramente alcalinos. Diferentes especies de Oocystis. Botryococcus.
Oligotrófico
dinoflagelado
Lagos generalmente pobres en nutrientes, neutros o
ligeramente alcalinos.
Peridinium willei, P. inconspicuum.
Ceratium sp. y Glenodinium
sp.
Mesotrófico o eutrófico
dinoflagelado
Neutral o ligeramente alcalina. Clasificación no
ciertamente distinguible a la anterior.
Peridinium bipes, P. cinctum.
Ceratium sp. y Glenodinium
sp.
Eutrófico diatomeico Lagos altamente productivos.
Asterionella sp., Fragilaria crotonensis,
Synedra sp., Stephanodiscus sp., Melosira
granulata.
-
Eutrófico Chlorococcal Lagos y lagunas poco profundas. Pediatrum o Scenedesmus
Actinastrum,
Ankistrodesmus, Crucigenia,
Dictyosphaerium y
Tetraedron.
Mesotrófico o eutrófico
desmidiáceo
-
Especies euritópicas de Staurastrum y
Cosmarium sp.
-
Cianofítico Lagos altamente fertilizados, tropicales. Microcystis, Aphanizomenon, Anabaena.
Lyngbia, Gloeotricha,
Oscillatoria.
Euglenofítico
Cuerpos de agua muy pequeños y orgánicamente
poluídos con compuestos orgánicos de nitrógeno.
Florecimiento de Euglena sp.,
Trachelomonas volvocina, Lepocinclis
fusiformes.
-
Fuente: Wetzel, 1981; citado por Ramírez, 2000.

27
4) ÍNDICE DE DÉFICIT DE TAXONES DE KOTHÉ
Para trabajar con este método hay que establecer inicialmente una medida de referencia para los
lugares que se van a estudiar. Esta medida da el punto, situado fuera de la influencia de la tensión
ambiental, donde se espera hallar un mayor número de taxones (Ramírez, 2000).
En este índice sólo es importante el número total de taxones, no el tipo de taxones de que se
trata. Si se acepta que cada muestra se estudia de la misma manera, el déficit de especies se
puede calcular de la siguiente forma:
Donde:
Ax: Número de taxones del lugar que se está estudiando.
Ai: Número de taxones en la muestra de referencia.
El valor se presenta en porcentaje y varía de 0 a 100%. Cuando es 0, Ax = Ai, es decir, no hay
déficit de taxones; cuando es el 100%, Ax = 0, es decir, el déficit de taxones es total. Los
valores obtenidos pueden llevarse a un sistema de coordenadas, ubicándose en la abscisa las
estaciones consideradas y en la ordenada los valores del índice. La debilidad relativa del método
radica en el establecimiento de la medida de referencia de taxones (Ramírez, 2000).
5) EL MÉTODO DE PANTLE Y BUCK
Este método se basa en el sistema de los saprobios de Kolkwitz & Marsson (1908; citado por
Ramírez, 2000), consiste en calcular inicialmente la frecuencia (h) de los diversos taxones en el
lugar de la investigación. La frecuencia se expresa en números absolutos o se estima. Según
Pantle & Buck (1955; citado por Ramírez, 2000) utilizan sólo tres grados de frecuencia: 1,
hallazgos casuales; 3, hallazgos frecuentes y 5, hallazgos abundantes. Aunque otros autores usan
un número mayor de los grados de frecuencia, lo cual dificulta y personaliza la interpretación.
𝑭 =
(𝑨 𝒊 − 𝑨 𝒙)
𝑨 𝒊
× 𝟏𝟎𝟎

28
Posteriormente, a cada taxón se le sitúa en el sistema de los saprobios. Se toma su grado
sapróbico (s), es decir, su lugar dentro del sistema (Ramírez, 2000). Cada grado corresponde a un
tipo de organismos indicadores, así:
s = 1, organismos indicadores oligosapróbicos (agua apenas contaminada).
s = 2, organismos indicadores  mesosapróbicos (agua moderadamente contaminada).
s = 3, organismos indicadores  mesosapróbicos (agua muy contaminada).
s = 4, organismos indicadores polisapróbicos (agua fuertemente contaminada).
A partir de esta clasificación se halla el índice de saprobiedad para cada estación de muestreo,
según la fórmula:
La calidad del agua se establece según los siguientes intervalos:
1 < IS < 1,5; contaminación muy débil.
1,5 < IS < 2,5; contaminación moderada.
2,5 < IS < 3,5; contaminación fuerte.
3,5 < IS < 4,0; contaminación muy fuerte.
En el sistema saprobio se utilizan todos los organismos acuáticos, desde los hongos y las algas
hasta los vertebrados, como indicadores de la calidad del agua. Al índice de saprobiedad puede
agregarse un valor indicador (g) característico de cada especie; el valor más bajo es 1; el más
alto es 5 (Ramírez, 2000). La fórmula final seria:
El método de Pantle y Buck se hizo para aguas corrientes, pero puede usarse para aguas lénticas.
Los valores de “g” para organismos fitoplanctónicos podrán tomarse de las tablas 3 y 4 del
Índice de Polución Orgánica de Palmer (Ramírez, 2000).
𝑰𝑺 =
∑(𝒔 × 𝒉)
𝒉
𝑰𝑺 =
∑ 𝒔 × 𝒉 × 𝒈
𝒉 × 𝒈

29
6) ÍNDICE DE POLUCIÓN ORGÁNICA DE PALMER
Respecto a las algas como indicadores de contaminación, Palmer (1969; citado por Ramírez,
2000), después de consultar 269 trabajos de 165 autores, creó un sistema indicador que consta de
una lista de veinte organismos, tanto géneros como especies, en orden decreciente de resistencia
a la contaminación orgánica. Para usar este sistema se requieren las tablas 3 y 4, que muestran el
índice de polución propio de cada organismo. Este valor puede utilizarse como valor indicador
“g” en el índice de saprobiedad de Pantle y Buck (Ramírez, 2000).
Tabla 3: Índice de Polución para géneros.
OPI OPI
Anacystis (Microcystis ) 1 Micractinium 1
Ankistrodesmus 2 Navicula 3
Chlamydomonas 4 Nitzschia 3
Chlorella 3 Oscillatoria 5
Closterium 1 Pandorina 1
Cyclotella 1 Phacus 2
Euglena 5 Phormidium 1
Ghomphonema 1 Scenedesmus 4
Lepocinclis 1 Stigeoclonium 2
Melosira (Aulocoseira) 1 Synedra 2
OPI = Índice de Polución Orgánica.
Fuente: Palmer, 1969; citado por Ramírez, 2000.

30
Tabla 4: Índice de Polución para especies.
OPI OPI
Ankistrodesmus falcatus 3 Nitzschia palea 5
Artthospira jenneri 2 Oscillatoria chlorina 2
Chlorella vulgaris 2 Oscillatoria limosa 4
Cyclotella meneghiniana 2 Oscillatoria princeps 1
Euglena gracilis 1 Oscillatoria putrida 1
Euglena viridis 5 Oscillatoria tenuis 4
Ghomphonema parvulum 1 Pandorina morum 3
Melosira varians 2 Scenedesmus quadricauda 4
Navicula cryptocephala 1 Stigeoclonium tenue 3
Nitzschia acicularis 1 Synedra ulna 3
OPI = Índice de Polución Orgánica.
Fuente: Palmer, 1969; citado por Ramírez, 2000.
En el análisis de una muestra de agua se registran aquellos de los veinte géneros o especies de
algas contenidos en la lista. Para tal efecto, un alga se considera presente si hay 50 o más
individuos de la misma por mililitro. Posteriormente se suman uno a uno los índices de polución
de las algas presentes; si el resultado es mayor o igual a 20 existe alta polución orgánica en la
muestra, mientras que un resultado de 15 a 19 se toma como indicador de polución orgánica
intermedia y, finalmente, un valor menor que 15 corresponderá a una baja polución orgánica, a
una muestra no representativa o que algún factor o sustancia presente en el ambiente está
interfiriendo en el crecimiento del alga (Ramírez, 2000).
SEGUNDA PARTE
7) ÍNDICES BASADOS EN LA ABUNDANCIA PROPORCIONAL DE LOS TAXONES
HALLADOS EN EL CUALITATIVO
Estos índices tienen en cuenta el hecho de que en cualquier colección de individuos, casi sin
excepción, se observan una o dos especies comunes muy abundantes o dominantes, unas pocas

31
de abundancia intermedia y un amplio número de especies raras y poco abundantes.
Normalmente, ninguna comunidad está constituida por especies igualmente abundantes, es decir,
con una diversidad máxima. A estos índices corresponden los de Shannon y Weaver, Brillouin,
Simpson y otros, que buscan reunir los componentes de riqueza y de equidad en uno solo, por lo
que se han denominado índices de heterogeneidad. Los índices de diversidad de Shannon y
Weaver y de Brillouin son los mejor conocidos y más usados (Ramírez, 2000).
La medida de la diversidad no es sencilla, debe tenerse una definición precisa de los organismos
comprendidos en una comunidad (Pielou, 1975; citado por Ramírez, 2000). Por ello es preciso
especificar los límites del tiempo durante el cual se efectúo el estudio, así como las fronteras
espaciales del área que contiene la comunidad y la forma como se llevó a cabo, el muestreo.
Además, como ya se especificó, se requiere una clasificación taxonómica clara del material
involucrado, es decir, un estudio cualitativo previo (Ramírez, 2000).
Normalmente se hace referencia a la diversidad de especies, pero esto no impide el tratamiento
de cualquier rango taxonómico, de componentes estructurales del habitad e incluso de la
diversidad trófica. Como muchos organismos no se distribuyen al azar en el área de muestreo, se
debe seguir una cuidadosa metodología en la que quede bien representada una muestra tomada
en forma verdaderamente aleatoria, y que permita el uso correcto de los procedimientos
estadísticos involucrados (Schemnitz, 1980; citado por Ramírez, 2000).
 ÍNDICE DE DIVERSIDAD DE SHANNON Y WEAVER
Según Pielou (1966; citado por Ramírez, 2000), se debe usar para colecciones infinitamente
amplias, en las que el número de taxones es desconocido y de las cuales debe tomarse una
muestra aleatoria. Su utilización implica que todas las especies de la población original estén
representadas en la muestra y que dicha población sea homogénea. No puede ser usado,
entonces, en cualquier situación, como se ha hecho normalmente, pues presenta un sesgo
definido en muestras pequeñas.

32
El valor máximo de este índice está dado por ln S, donde S es el número de taxones en la
muestra; pero normalmente el rango de valores oscila entre 1,5 y 3,5; sobrepasando raramente un
valor de 4,5 (Magurran, 1988; citado por Ramírez, 2000). Según Margalef (1983; citado por
Ramírez, 2000), en los ecosistemas lacustres continentales el fitoplancton puede llegar a
presentar una diversidad muy por debajo de uno en los ambientes muy eutróficos, y un máximo
de cinco en los oligotróficos y distróficos. En el mar, estos valores suelen estar comprendidos
entre 1,5 y 2,5 en la zona de costa, con una disminución creciente hacia los estuarios y un
aumento a valores entre 3,5 y 4,5 en mar abierto (Margalef, 1974; citado por Ramírez, 2000).
Para el cálculo del índice se utiliza el logaritmo en base dos (Log2), pero puede usarse cualquier
otro tipo de base, como la diez o la “e” del logaritmo natural, que es la más usada actualmente.
El mismo tipo de logaritmo usado para calcular el índice de diversidad debe ser utilizado en el
cálculo de los demás índices relacionados, como el índice de equidad y el de riqueza. De acuerdo
con el tipo de logaritmo, las unidades del índice serán: 1) para Log2, bits por individuo o dígitos
binarios por individuo; 2) para Loge (ln), bel nat por individuo o nat por individuo; 3) para Log10,
bel por individuo, dígito decimal por individuo o decit por individuo (Ramírez, 2000). Su
expresión numérica es:
Donde:
𝒑𝒊 =
𝒏𝒊
𝒏
ni: Número de individuos del taxón i.
n: Número total de individuos en la muestra.
𝒏 = ∑ 𝒏𝒊
Hʼ normalmente toma valores entre 1 y 4,5. Valores encima de 3 son típicamente interpretados
como "diversos". Es un índice que disminuye mucho en aguas muy contaminadas. Por tanto,
𝑯’ = − ∑ 𝒑 𝒊
𝒔
𝒊=𝟎
𝒍𝒐𝒈 𝟐 𝒑 𝒊

33
cuanto mayor valor tome el índice de Shannon y Weaver, mayor calidad tendrá el agua objeto de
estudio (Golicher, 2008).
 ÍNDICE DE DIVERSIDAD DE BRILLOUIN
Este índice se utiliza cuando la aleatoriedad de una muestra no puede ser garantizada; por
ejemplo, cuando se capturan insectos con trampas de luz, los cuales son diferencialmente
atraídos por la misma, cuando se colecta plancton con redes de arrastre, en cuyo caso sólo son
atrapados los individuos de tamaño mayor que el diámetro de la red, o cuando una comunidad es
censada en su totalidad (Ramírez, 2000). El índice, HB, se expresa como:
Donde:
N: Es el número total de individuos en la población.
El índice de Brillouin rara vez excede un valor de 4,5. Algunos autores, argumentan que el índice
de Brillouin se debe usar en todos los casos en que se efectúe una colección a partir de una
muestra no aleatoria, o en que se conozca la composición completa de la comunidad (Pielou
1969; Margalef, 1974; citados por Ramírez, 2000). Esta sugerencia ha sido poco aceptada, ya
que el cálculo del índice de Brillouin requiere mucho tiempo y puede dar valores errados dada su
dependencia del tamaño muestral. La mayoría de los ecólogos familiarizados con la teoría de la
información miden la diversidad preferentemente con el índice de Shannon y Weaver, pues éste
les permite fácilmente computar los datos, entre otras ventajas (Magurran, 1988; citado por
Ramírez, 2000).
 ÍNDICES DE DOMINANCIA
Estos índices constituyen el segundo grupo de los llamados índices de heterogeneidad. Proveen
una medida de la abundancia de las especies más comunes, más que una medida de riqueza de
especies. El más utilizado es el índice de Simpson (1949; citado por Ramírez, 2000), llamado
𝑯𝑩 =
𝒍𝒏( 𝑵!) − ∑ 𝒍𝒏(𝒏𝒊!)
𝑵

34
algunas veces índice de Yule. Éste muestra la probabilidad de que dos individuos extraídos
aleatoriamente de una comunidad infinitamente grande pertenezcan a especies diferentes. Para
calcular la dominancia de una comunidad finita se usa la fórmula:
Para una muestra infinita la fórmula es:
Según lo sugerido por Pielou (1977; citado por Ramírez, 2000), estadísticamente es más correcto
usar la fórmula ajustada para una muestra de tamaño finito.
A medida que el índice de dominancia se incrementa de 0 a 1 (valor máximo del índice), la
diversidad y la equidad disminuyen. Es un índice muy influenciado por las especies más
abundantes en la muestra, pero menos sensible a la riqueza de especies y al tamaño muestral. El
índice es expresado en muchos casos como 1 - Ds, complemento del índice de Simpson o como
1/Ds, inverso del índice de Simpson, los cuales son utilizados como medidas de diversidad
(Ramírez, 2000).
Otro índice de dominancia poco usado, pero fácil de calcular y que presenta la ventaja de
expresar la importancia proporcional de la especie más abundante en la muestra, es el de Berger-
Parker (d). Este índice es independiente del número de taxones en la muestra, aunque está
influenciado por el tamaño de la misma; además, su inverso y su complemento también son
usados como medidas de diversidad (Southwood, 1978; citado por Ramírez, 2000). Fórmula es:
Donde:
ni máx.: Más abundante.
𝑫𝒔 =
∑ 𝒏 𝒊(𝒏 𝒊 − 𝟏)
𝒏(𝒏 − 𝟏)
𝑫𝒔 = ∑ 𝒑 𝒊
𝟐
= ∑ 𝒏 𝒊/𝒏 𝟐
𝒅 =
𝒏 𝒊 𝒎á𝒙
𝒏

35
 ÍNDICE DE RIQUEZA
Estos son una medida del número de especies o taxones por unidad de muestreo. Los índices de
riqueza de Gleason y de Margalef son denominados índices simples de riqueza y sus valores
oscilan entre 0 y 30 (Washington, 1984; citado por Ramírez, 2000), sus fórmulas son:
Donde:
s: Es el número de taxones registrados, también denominados riqueza numérica.
Ambos son sensibles al tamaño muestral, por lo cual es recomendable contar directamente el
número de especies en muestras de igual tamaño. En caso de tamaños muestrales desiguales, que
es probablemente la situación más usual, debe usarse el método denominado rarefacción. Este
método permite comparar el número de especies entre comunidades (Ludwig & Reynolds, l988;
citado por Ramírez, 2000).
 MODELOS DE EQUIDAD O UNIFORMIDAD
Describen la distribución de la abundancia de especies, es decir, la equidad. Existen cuatro de
estos modelos: la serie geométrica, la serie logarítmica, la distribución logarítmica normal y el
modelo de barra rota. Cada uno de ellos se apoya en pruebas estadísticas que permiten observar
el grado de ajuste de los resultados hallados al modelo teórico (Southwood, 1978; Magurran,
1988; citados por Ramírez, 2000).
En general, el valor de la equidad es inverso al valor de la pendiente obtenida en los modelos
citados y el valor de este índice aumenta a partir de la serie geométrica hasta el modelo de barra
𝑹𝒈 =
𝒔
𝐥𝐧 𝒏
𝑹𝒎 =
𝒔 − 𝟏
𝐥𝐧 𝒏

36
rota, en el que la equidad es 1 porque la diversidad alcanza el valor máximo. El índice de
equidad oscila entre el valor 0 como mínima equidad (mayor contaminación, menor diversidad)
y uno, máxima equidad (diversidad máxima, menor contaminación). El más usado es el índice de
equidad de Pielou (1966; citado por Ramírez, 2000), el cual se expresa así:
Donde:
H’: Índice de diversidad de Shannon y Weaver.
H’ máx: Índice de diversidad máxima (=ln s).
8) ÍNDICE DE ESTADO TRÓFICO DE CARLSON (IET)
Este índice no utiliza el criterio de abundancia, sino las características asociadas al estado trófico,
como son la transparencia o profundidad Secchi, la concentración de clorofila y el contenido
total de fósforo y de ortofosfatos. Originalmente fue propuesto para zonas templadas, pero
posteriormente se ha modificado para zonas tropicales con base en investigaciones realizadas en
el embalse Barra Bonita, en Brasil (Ramírez, 2000). Se citan aquí los resultados de tales
investigaciones:
𝑱̕ =
𝑯̕
𝑯̕ 𝒎á𝒙
𝑰𝑬𝑻 ( 𝑷𝑺) = 𝟏𝟎 [𝟔 −
𝟎, 𝟔𝟒 + 𝒍𝒏(𝑷𝑺)
𝒍𝒏𝟐
]
𝑰𝑬𝑻 ( 𝒄𝒍 𝒂) = 𝟏𝟎 [𝟔 −
𝟐, 𝟎𝟒 − 𝟎, 𝟔𝟗𝟓 𝒍𝒏(𝒄𝒍 𝒂)
𝒍𝒏𝟐
]
𝑰𝑬𝑻 ( 𝑷𝑻) = 𝟏𝟎 [𝟔 −
𝒍𝒏(𝟖𝟎, 𝟑𝟐/𝑷𝑻)
𝒍𝒏𝟐
]
𝑰𝑬𝑻 (𝑷. 𝑷𝑶 𝟒
−𝟑
) = 𝟏𝟎 [𝟔
𝒍𝒏(𝟐𝟏, 𝟔𝟕/𝑷. 𝑷𝑶 𝟒
−𝟑
)
𝒍𝒏𝟐
]

37
Donde:
IET: Índice de estado trófico de Carlson.
PS: Profundidad Secchi en metros.
cl a: Clorofila “a” en mg/m3
.
PT: Fósforo total en mg/m3
.
𝑷. 𝑷𝑶 𝟒
−𝟑
: Fósforo como ortofosfatos en mg/m3
.
En criterio de aplicación es:
IET < 44, el medio es oligotrófico.
44 < IET < 54, el medio es mesotrófico.
IET > 54, el medio es eutrófico.
A causa de la alta turbidez abiogénica del embalse Barra Bonita, se consideró que la profundidad
Secchi no era representativa del estado trófico, por lo cual se ponderó el IET de tal forma que se
dio un menor peso a la profundidad Secchi para no tener que eliminarla (Ramírez, 2000).
Donde:
𝑰𝑬𝑻: Índice promedio ponderado del estado trófico de Carlson.
Con respecto al índice de estado trófico de Carlson (1977; citado por Ramírez, 2000), debe
tenerse en cuenta que éste no define por sí mismo el estado trófico, pues es tan sólo un indicador
del mismo. Además, el mejor indicador entre la profundidad Secchi, la clorofila “a”, el fósforo
total y el ortofosfato puede variar de un ecosistema a otro, lo que depende, entre otros factores,
de la estación climática en que se efectúe el muestreo.
También es importante señalar que la transparencia medida con el disco Secchi puede verse
disminuida por la presencia de material particulado diferente a las algas, en cuyo caso el índice
de Carlson dará valores erróneos (Henao, 1987; citado por Ramírez, 2000).
𝑰𝑬𝑻 =
𝑰𝑬𝑻 (𝑷𝑺) + 𝟐[𝑰𝑬𝑻(𝑷. 𝑷𝑶 𝟒
−𝟑
) + 𝑰𝑬𝑻(𝑷𝑻) + 𝑰𝑬𝑻(𝒄𝒍 𝒂)]
𝟕

38
9) ÍNDICE DEL ESTADO TRÓFICO - TRIX
El índice del estado trófico (TRIX), propuesto por Vollenweider et al. (1998; citado por Aranda,
2004), se creó con el objeto de poder comparar información en un amplio intervalo de
situaciones, al conjugar factores que están directamente relacionados con la productividad, la
clorofila “a” y el Oxígeno Disuelto, y con los nutrientes (nitrógeno y fósforo), de acuerdo a la
fórmula siguiente:
Donde:
Chla: Es la concentración de Clorofila a en µg/L.
aD%O: Es el valor absoluto de la desviación del porcentaje de saturación de oxígeno disuelto,
es decir, |100 - %OD|.
NT: Es el nitrógeno total en µg/L.
PT: Es la concentración del fósforo total en µg/L.
Tabla 5: Valores del índice del estado trófico (TRIX) y calidad del agua, de acuerdo a la
legislación italiana, en la evaluación del estado del agua de mar.
TRIX
ESTADO DE LA CALIDAD
DEL AGUA
CARACTERÍSTICA DEL AGUA
2 – 4 Alta
Agua pobremente productiva.
Nivel trófico bajo.
4 – 5 Buena
Agua moderadamente productiva.
Nivel trófico medio.
5 – 6 Mala
Agua entre moderada y altamente
productiva.
Nivel trófico alto.
6 – 8 Pobre
Agua altamente productiva.
Nivel trófico más alto.
Fuente: Penna et al., 2004; citado por Aranda, 2004.

39
1.3.2.1.2. BIOMASA Y PRODUCTIVIDAD FITOPLANCTÓNICA
La biomasa del fitoplancton se determina a partir de los recuentos (células/ml) utilizando el
método Utermöhl, biovolumen (mm3
/L), a partir de la concentración de clorofila. Existen
procedimientos estandarizados para la obtención de estas mediciones; y además se han
desarrollado nuevas técnicas basadas en la fluorocitometría de flujo y nuevas generaciones de
contadores de partículas (contadores laser) que pueden ser de utilidad para el establecimiento del
número y biomasa algal (Vicente et al., 2005).
La medida de la productividad indica la tasa de toma de carbono inorgánico durante la
fotosíntesis por parte del fitoplancton. Dicha medida es útil para determinar los efectos de los
contaminantes y los nutrientes en la comunidad acuática. La productividad puede definirse como
la cantidad de biomasa que se forma en un período de tiempo determinado. Si la biomasa se
genera por fotosíntesis se habla de productividad primaria (Roldán, 1992). La cual puede
dividirse en:
 Productividad Primaria Bruta (PPB): Cantidad de biomasa total ganada que incluye las
pérdidas ocasionadas principalmente por respiración durante un periodo de tiempo
determinado.
 Productividad Primaria Neta (PPN): Biomasa menos la perdida por respiración en un
intervalo de tiempo.
Se han usado varios métodos para medir la productividad primaria de fitoplancton, entre los que
destacan principalmente el método del oxígeno de Gaarder y Gran (1927) y el método de
Carbono 14 de Steeman – Nielsen (1952). Ambos métodos se basan en la medición de la
fotosíntesis en un pequeño volumen (100 a 300 ml) de agua, encerrados en frasco que se
exponen durante un cierto tiempo a la profundidad, de la cual fue extraída la muestra de agua.
Como controles se usan frascos oscuros donde no ocurre la fotosíntesis. Cada uno de ellos tiene
ventajas y limitaciones, por lo cual la selección debe hacerse teniendo en cuenta las condiciones
particulares del caso (González, 1988).

40
1.3.2.1.3. COMPOSICIÓN Y ABUNDANCIA
Para el análisis de la composición y abundancia de la comunidad fitoplanctónica se identifican
los organismos hasta un nivel taxonómico previamente establecido, contando (células/ml) y
calculando el biovolumen (mm3
/L) de cada taxón en la muestra. Los datos obtenidos son
agregados por grupos funcionales y el valor indicado de cada taxón de fitoplancton es
directamente usado en índices basados en abundancias o biovolumen (INAG I.P., 2009).
1.3.3. VALOR INDICADOR DE MICROALGAS BENTÓNICA
El uso de microalgas bentónicas para evaluar la calidad del agua es una práctica habitual en
muchos países europeos, y existe abundante bibliografía sobre su capacidad bioindicadora. No
obstante la inmensa mayoría de los estudios realizados se refieren a diatomeas, y existe mucha
menos información sobre los restantes grupos de microalgas. Asimismo los ríos han sido objeto
preferente de estudio, mientras que en los lagos el uso de las microalgas bentónicas como
bioindicadores es más reciente. En el marco de la aplicación de la Directiva Marco del Agua, las
microalgas se consideran útiles para la detección y seguimiento de las presiones debidas a:
Eutrofización, incrementos de materia orgánica, salinidad y acidificación (Cambra et al., 2005).
La mayoría de las microalgas son productores primarios y como tales responden a las variaciones
de los nutrientes (especialmente del fósforo) en el agua; algunas pueden comportarse como
organismos heterotróficos en aguas con aumentos de materia orgánica. Las comunidades de
microalgas bentónicas responden al aumento de nutrientes (principalmente P y N) en el agua,
mediante cambios en su composición que, en algunos casos, suponen la disminución de la
diversidad, y el aumento de la biomasa; de forma que cuando la masa de agua se eutrofiza los
sustratos aparecen recubiertos de capas verdes o pardas de algas (Cambra et al., 2005).

41
1.3.3.1. ÍNDICE DE CALIDAD
1.3.3.1.1. ÍNDICES DE DIATOMEAS
Las diatomeas son el grupo más diverso de las microalgas bentónicas; suelen constituir el 80 -
90% de la comunidad del perifiton y sirven para el monitoreo de ambientes actuales y fósiles;
además, poseen una capacidad depuradora del medio ambiente (mediante fotosíntesis, incorporan
oxígeno, oxidación de materia orgánica y también aumentan el oxígeno disuelto, utilizado por
otros organismos acuáticos) (Cambra et al., 2005; Aguapedia, 2004). El grupo de las diatomeas
son bioindicadoras de presiones fisicoquímicas debidas a eutrofización y contaminación,
salinidad y acidificación; e integran cambios de calidad del agua a medio plazo
(aproximadamente 2 meses). Su uso como indicadores está generalizado en el estudio de los ríos
y existen procedimientos de muestreo, análisis y mediciones estandarizadas. Diferentes estudios
demuestran que las comunidades de diatomeas integran los cambios de calidad del agua de unos
60 días anteriores, por lo que reflejarían la calidad de los dos meses anteriores a la fecha de
muestreo. Las diatomeas tienen como ventaja su fácil manipulación y conservación de las
muestras, que se debe a su esqueleto de sílice (frústulo) que es muy resistente y tiene
características morfológicas claves para la identificación de las especies (B.G. de Bikuña &
Fraile, 2008).
En numerosos estudios limnológicos, la calidad de las aguas de los ríos se determina mediante
índices bióticos aplicados a las comunidades de organismos Fitobentónicos. Los índices bióticos
se basan en el distinto grado de tolerancia de las especies a las características fisicoquímicas de
las aguas; normalmente tolerancia a diferentes concentraciones de materia orgánica y a
elementos limitantes derivados de su oxido – reducción: déficit oxigeno disuelto, alta
concentración de amoniaco, nitritos, nitratos, etc. (B.G. de Bikuña & Fraile, 2008).
Los índices que se van a mostrar a continuación son los más utilizados, para el estudio de
diatomeas son índices de calidad normalizados por AFNOR, tomados de guías de diversidad
Francesa y son los siguientes: Índice Biológico Diatómico (IBD) – NF. T 90-354 y el Índice
Diatómico General (IDG) (Aguapedia, 2004).

42
A) IBD (Índice Biológico Diatómico)
Es un índice francés, norma AFNOR (NF. T 90-354). El principio de este índice es el mismo que
para los índices bióticos, también influye la cantidad relativa de los taxones. Viene referido para
todos los ecosistemas de agua dulce, porque las diatomeas se caracterizan por estar presentes en
todas partes y, sobre todo, en todo tipo de sustratos. Además posee la ventaja de que la toma de
muestras es un proceso fácil y son muestras pequeñas (no necesitan mucho espacio). Así la
determinación sistemática necesita de una buena experiencia por parte del técnico que lo realice
(Aguapedia, 2004). La determinación de este método presenta una serie de ventajas:
 Las diatomeas son organismos sensibles a la eutrofización, a la contaminación orgánica y
mineral; la estimación del método es fiable para un rango de contaminación bajo, donde otros
métodos son menos fiables. Además, los índices diatómicos están basados en datos
cuantitativos y la estimación es más acertada y más sensible que los métodos estrictamente
cualitativos.
 Las diatomeas reaccionan de manera muy rápida a las modificaciones de la calidad del agua y
pueden detectar las contaminaciones producidas de una manera discontinua. Son indicadores
de calidad a corto plazo porque las poblaciones de diatomeas se reconstituyen rápidamente
después de la desaparición de la contaminación.
Determinación de las diatomeas: Éste método tiene como finalidad la identificación de las
diatomeas a nivel de especie (frente al índice IDG, Índice Diatómico Genérico, que lleva a cabo
la determinación a nivel de género únicamente) (Aguapedia, 2004).
Cálculo del IBD: Para realizar este cálculo, vamos a seguir una serie de pautas:
 Cálculo del porcentaje de la abundancia (representada por “A”) de los taxones que aparecen y
de los taxones asociados.
 Eliminación de los taxones que aparecen pero que presentan “A” menor que los valores que
indica la norma. Todos los taxones que aparecen presentan “A” menor que 7,5% (es decir, tres
diatomeas de 400), todos éstos son eliminados sistemáticamente. Se considera que el efecto

43
producido por más de tres individuos de un taxón asociado es más peligroso que si
considerásemos que fuese en realidad una contaminación de la muestra.
 Cálculo de probabilidad de presencia de un taxón de los que aparece es significativo de la
población. Son los que se estudian para determinar la calidad del agua, utilizando la siguiente
fórmula:
Ax: Es la abundancia del taxón “x” que aparece en porcentaje.
Px (i): Es la probabilidad de presencia del taxón “x” de la clase de calidad “i”.
Vx: Es el valor ecológico del taxón “x”.
“n” es el nombre de los taxones que aparecen.
 Existen siete valores de F (i), porque el IBD define siete clases de calidad de agua.
 Cálculo de “B”, que corresponde al valor del IBD y que constituye un valor intermedio.
 Calculo del IBD sobre 20.
Tabla 6: Valores del Índice Biológico Diatómico.
VALOR SIGNIFICADO
IBD ≥ 17 Calidad excelente
16 > IBD > 13 Calidad buena
12 > IBD > 9 Pasable
8 > IBD > 5 Mediocre
IBD < 4 Mala calidad
Fuente: Aguapedia, 2004.
𝑰𝑩𝑫
𝟐𝟎
= 𝟒. 𝟕𝟓 × 𝑰𝑩𝑫 − 𝟖. 𝟓
𝑭 ( 𝒊) =
∑ 𝑨𝒙 × 𝑷𝒙( 𝒊) × 𝑽𝒙
∑ 𝑨𝒙 × 𝑽𝒙
𝑩 = 𝟏 × 𝑭( 𝟏) + 𝟐 × 𝑭( 𝟐) + 𝟑 × 𝑭( 𝟑) + 𝟒 × 𝑭( 𝟒) + 𝟓 × 𝑭(𝟓) + 𝟔 × 𝑭(𝟔) + 𝟕 × 𝑭(𝟕)

44
B) IDG (Índice Diatómico General)
Este índice viene determinado por tres variables:
 Sensibilidad a la contaminación de cada especie (S), con valores entre 1 (más resistente) y 5
(más sensible).
 Amplitud ecológica (V), que va desde 1 (forma ubicua) hasta 3 (Forma característica).
 Abundancia (A).
El Índice Diatómico General se calcula mediante la siguiente fórmula:
Aj: Abundancia relativa a la especie (%).
Sj: Sensibilidad a la contaminación (1 a 5).
Vj: Valor indicativo de la especie (1 a 3).
Los valores de IDG van en orden decreciente de los niveles de contaminación. Para la creación
de este índice los autores tomaron como referencia un número de 106 taxones. Con esta fórmula
el valor del índice que obtenemos podrá variar entre 1 y 5, rango establecido para la clasificación
de la calidad de las aguas (Aguapedia, 2004).
𝑰𝑫𝑮 =
∑ 𝑨 𝒋 𝑺 𝒋 𝑽 𝒋
𝒋
𝒋=𝟏
∑ 𝑨 𝒋 𝑽 𝒋
𝒏
𝒋=𝟏

45
Tabla 7: Valores del Índice Diatómico General.
VALOR SIGNIFICADO
IDG > 4.5 Calidad biológica óptima
4 < IDG < 4.5
Calidad normal.
Contaminación débil.
3.5 < IDG < 4
Contaminación moderada.
Eutrofización.
3 < IDG < 3.5
Contaminación media.
Eutrofización acentuada.
2 < IDG < 3
Desaparición de especies sensibles.
Contaminación fuerte.
1 < IDG < 2 Contaminación muy fuerte.
IDG = 0
La población es considerada como inexistente
(contaminación tóxica). Por debajo de 10
individuos/mm2
.
Fuente: Aguapedia, 2004.
1.3.3.1.2. MEDICIONES BASADAS EN OTROS GRUPOS DE ALGAS
El carácter indicador de otros grupos de algas no diatomeas se ha puesto de manifiesto en
diversos estudios de investigación. Por esta razón, en diversos países europeos también se
utilizan las microalgas no diatomeas para evaluar la calidad del agua. Así tenemos El Índice de
los Saprobios SLA (Sladecek, 1973), utilizado en la República Checa; El Índice E-P/I
(Dell’Uomo, 1991) en Italia y más recientemente El Índice Trófico TI (Rott, 1999) en Austria,
que se han construido con bases de datos muy potentes de alrededor de 1000 entradas (Cambra et
al., 2005).
Douterelo et al. (2004; citado por Cambra et al., 2005), analizan las variaciones que presentan
las cianobacterias en tramos fluviales sometidos a vertidos de aguas residuales orgánicas, en ríos

46
de la provincia de Madrid; y observan decrementos de la diversidad, cambios de especies y de
sus abundancias.
Los autores del citado estudio señalan que las cianobacterias podrían usarse como indicadores de
calidad en los seguimientos de las redes de control de ríos. No obstante el trabajo debería
ampliarse (a otras cuencas) y proceder a estandarizar su muestreo y análisis, lo cual es una tarea
que podría desarrollarse en un futuro próximo (Cambra et al., 2005)
1.3.3.1.2. MEDICIONES BASADAS EN LA BIOMASA
La concentración de clorofila “a” /m2
puede ser usada como medición del grado de eutrofia
(límite de eutrofia superior a 100 – 150 mg Chl-a/m²) (Dodds et al., 1998; citado por Cambra et
al, 2005). No obstante existen opiniones que cuestionan el uso de medidas cuantitativas de
biomasa (clorofila “a”), en el marco de seguimientos rutinarios de eutrofía. Kelly & Whitton
(1998; citado por Cambra et al., 2005) señalan que los valores de biomasa algal pueden estar
influidos por factores independientes a la carga de nutrientes como son la crecida de la corriente
de los ríos, los cambios estacionales y la alimentación de invertebrados. También existen
dificultades para la estandarización del muestreo. Este indicador podría tener interés en el
seguimiento de la eutrofía en tramos fluviales seleccionados (control operacional) pero no se
considera adecuado para su inclusión en los controles de vigilancia (Cambra et al., 2005).

48
2.1. COLECTA DE MICROALGAS
La colecta consiste en una muestra de uno más taxones tomados de una ubicación específica en
un momento determinado que se conserva con el fin de permitir la validación independiente de la
identidad de los taxones (CEN/TC WI:2003).
El éxito de cualquier investigación que se emprendan sobre el plancton depende de un diseño
adecuado de muestreo, el que debe hacerse conforme al tipo de información que se desea
obtener. Por ejemplo, si se quiere efectuar un estudio taxonómico exhaustivo del plancton de un
lago, es importante incluir en las muestras todas las especies allí presentes, tanto las abundantes
como las escasas. Para ello es preciso seleccionar los accesorios de colecta que permitan la
captura de las variedades más pequeñas. Asimismo deben elegirse el tiempo y el espacio que
garanticen la inclusión de todas las especies. El tiempo debe abarcar las distintas estaciones del
año a fin de colectar los taxones de presencia estacional. El espacio debe incluir el perfil vertical
desde el fondo con miras a colectar las especies migratorias o las que viven a mayor
profundidad. Además, deben tomarse muestras en diferentes lugares de la masa de agua, en
especial cuando se estudian lagos de gran tamaño o de morfometría compleja. (González, 1988)
2.1.1. ACCESORIOS PARA LA COLECTA DE MICROALGAS
Básicamente existen cuatro tipos de accesorios para la toma de muestra: cubos y mallas, redes,
recipientes captadores y manguera, los cuales se pueden usar alternativamente o de manera
combinada.
2.1.1.1. CUBOS Y MALLAS
El muestreo de fitoplancton más sencillo consiste en recoger agua superficial con un cubo u otro
recipiente cerrado desde un muelle o embarcadero. En zonas de aguas poco profundas y bien
mezcladas, este método, tan primitivo en apariencia, puede ser suficiente para la detección
precoz de especies problema si se concentra la muestra (5 – 50 L) a través de mallas con abertura
de 10 – 20 μm. (Sar et al., 2002).

49
2.1.1.2. REDES DE PLANCTON
Son los instrumentos de recolección de plancton más antiguo y de uso más generalizado. En su
versión más simple consiste en una abertura circular rígida a la cual se fija una red de forma
cónica que lleva un recipiente colector en su extremo más delgado. Se les desplaza en una
trayectoria vertical, horizontal u oblicua, mientras el agua se filtra a través de la malla. Los
organismos retenidos por la malla son concentrados en el recipiente terminal. Las redes de mayor
longitud y la de doble cono son las más eficientes (González, 1988).
Red Arrojadiza: Esta red es un tronco de cono fácil de manipular, con un diámetro de
aproximadamente 25 cm y una longitud de 1 m. Como la superficie de filtración de esta red es
pequeña con respecto a los orificios de la misma, se corre el riesgo de que la resistencia a la
filtración sea bastante alta, lo que causa una intensa obturación progresiva (Ramírez, 2000).
Red de Zeppelin: Esta es una red de orificios pequeños pero de una mayor superficie de
filtración que la anterior, por lo cual es muy larga y estrecha. Esta red está conformada en la
parte inferior por un cono que se alarga hacia arriba en forma de cilindro con un diámetro
superior a 15 cm y una longitud de 1m (Ramírez, 2000). Con el fin de calcular el volumen de
agua filtrada a través de una red, se puede utilizar la siguiente fórmula:
𝑽 = ( 𝝅𝒓 𝟐
𝑳) 𝑭
Donde:
V: Volumen de agua filtrada.
r: Radio de la boca de la red.
L: Longitud de Trayecto de desplazamiento de la red.
F: Factor de eficiencia de filtración.
Lo ideal es calcular el factor F de la red; porque a causa de la obstrucción progresiva de que es
objeto la red durante el proceso de filtración, el volumen realmente filtrado siempre será menor
que el teóricamente calculado. Sin embargo, no es posible cuantificar exactamente el efecto de la
obstrucción, ya que este depende de factores como la composición del plancton y la duración del
arrastre. En la extracción de la muestra con red se debe tratar de mantener la continuidad y

50
velocidad del movimiento, ya que cualquier detención, por breve que sea, provoca la devolución
de parte del material ya colectado e induce a un error aún mayor (González, 1988).
La red de plancton, es el accesorio más usado para la colecta de especies fitoplanctónicas, se
utilizan redes muy finas, de 20 μm, o mejor aún de 10 μm, de apertura de malla. La colecta no es
adecuada para análisis cuantitativo, ya que se pierden numerosas células de pequeño tamaño
(picoplancton y ultraplancton), y la eficiencia de filtrado disminuye en proporción inversa a la
concentración de fitoplancton, o se ve alterada por la presencia de mucílagos. Pero la gran
cantidad de agua filtrada mediante un simple arrastre vertical en la zona fótica, podrá permitir la
detección de especies que suelen ser poco abundantes (Dinophysis sp.), o potencialmente tóxicas
(Alexandrium sp.) (Sar et al., 2002).
No se recomienda el uso de soportes o aros metálicos, que acortan la vida de la red por
problemas de corrosión, resultando muy satisfactorios los soportes de PVC y la sujeción con
fuertes hilos de algodón graso o de nylon. El colector puede ser un cilindro de PVC, con fondo
cerrado con una tapa desenroscable o acabada en grifo, que causará menos fricción a las células
que en el caso de colectores con fondo de red sujeta con arandelas metálicas (Sar et al., 2002).
Fig. 11: Redes de captura del plancton con aro de sujeción y colector de PVC; A) Red
Arrojadiza; B) Red de Zeppelin (Ramírez, 2000).
A
B

51
2.1.1.3. BOTELLAS OCEANOGRÁFICAS O HIDROGRÁFICAS
Las botellas oceanográficas o hidrográficas, son de tamaños variables entre 1 y 5 L (véase fig.
12) constituyen el método más fiable para la obtención de muestras destinadas al análisis
cuantitativo del fitoplancton de una determinada profundidad. Se deben tomar muestras a tantas
profundidades como sea necesario según la profundidad y las características de la columna de
agua (aguas mezcladas o estratificadas) en el punto de muestreo. En estaciones someras (hasta 6
- 8 m) y de aguas bien mezcladas, puede ser suficiente con una muestra a 1 - 2 m de la superficie
y otra a 1 - 2 m del fondo. En aguas más profundas y con estratificación termohalina, serán
necesarios muchos más puntos de muestreo, a intervalos de 3 - 5 m, dentro de la zona fótica.
Cuanto más pequeño sean los intervalos, mejor será la imagen que obtengamos de la distribución
de las distintas especies en relación con la distribución de las características físicas (T°,
salinidad, conductividad eléctrica, etc.) químicas (macronutrientes, materia orgánica disuelta,
etc.) y biológicas (pigmentos, organismos acompañantes) en la columna de agua. (Sar et al.,
2002).
La botella Van Dorn es preferido para la toma de muestra realizada a pie en determinaciones
cuantitativas, debido a que su diseño no ofrece ninguna inhibición al libre flujo de agua a través
de la botella. El muestreador de Van Dorn tiene el mismo diseño que el muestreador de Niskin a
excepción de que esta última se puede lanzar en una sola línea de serie simultáneamente en
varias profundidades con el uso de los mensajeros auxiliares. Debido a que el mecanismo de
activación de estas muestras es muy sensible, evitando la manipulación brusca. El muestreador
de Kemmerer y Van Dorn tienen una capacidad de 0,5 L o más; fabricados de polietilenos o
polivinilo de cloruro. Estos dispositivos son preferibles a los muestreadores de metal (Nansen)
debido a que la liberación de iones metálicos pueden contaminar la muestra y pueden conducir a
errores importantes cuando se hacen los ensayos o medición de productividad de microalgas
(APHA, 1999).
Las botellas tienen algunas deficiencias, entre ellas su baja capacidad, lo que da resultados no
muy seguros. Cuando la población es poco densa, el volumen de la muestra debe ser muy
grande. Otra desventaja de la botella oceanográfica o hidrográfica es que, como los organismos

52
que captura son de movimiento rápido, tienden a escapar; por lo que su recolección no es muy
exacta. Para resolver este problema se pueden usar botellas transparentes. (González, 1988).
Fig. 12: Botellas oceanográficas e hidrográficas; A) Sonda CTD (temperatura, salinidad,
conductividad eléctrica, pH, profundidad y oxígeno); B) Botella Niskin de PVC con
capacidad de 5 L y mensajero de bronce; C) Botella Van Dorn (Sar et al., 2002;
INAG I.P., 2009).
2.1.1.4. MANGUERAS
El muestreo con manguera es sencillo y económico. El muestreador se prepara con tramos de
manguera de PVC de jardinería, de 1,5 - 3 cm de diámetro, de largo deseado (1 - 5 m), unidos
con válvulas de acoplamiento y llaves o grifos. El largo total de la manguera no debería superar
los 15 - 20 m. Es preciso colocar un lastre, cerca de la boca inferior del sistema, cuidando que no
obstruya la libre circulación de agua por la manguera, y asegurarse de que ésta se sumerge en el
agua lentamente y en posición vertical. De lo contrario, los tramos de manguera muestreados no
coincidirán con la profundidad esperada. Se hará una marca en la parte de la manguera que debe
coincidir con la superficie del mar al descenderla. Cuando se ha dejado bajar la manguera,
verticalmente, hasta llegar a la marca de la superficie, se cierra el grifo superior, y se sube toda la
manguera a bordo. Se obtiene una muestra integrada de la columna de agua, que permite análisis
B CA

53
cuantitativos de los organismos fitoplanctónicos. Solamente se realiza el muestreo en áreas
cercanas a la costa (zona nerítica) (Sar et al., 2002).
Fig. 13: Manguera de PVC; compuesta por tres tramos acoplados de 5 m cada uno, con llaves de
paso que permiten obtener una muestra integrada (0 – 15 m), o tres muestras integradas
(0 – 5; 5 – 10 y 10 – 15 m) (Lindahl, 1986; citado por Sar et al., 2002).
2.1.2. MÉTODOS DE COLECTA
No hay un método universal que permita la captura de todas las formas del plancton y ello por
tres razones básicas: a) Por la gran diversidad de tamaño entre los diferentes taxones; b) por las
pronunciadas diferencias en la densidad poblacional que obliga en algunos casos a concentrar las
muestras, y c) por la diferente movilidad de las especies. Por lo tanto, en un estudio sobre
diferentes aspectos del fitoplancton es necesario utilizar una combinación de técnicas de
muestreo (González, 1988).

54
Los métodos para la recolección del fitoplancton pueden agruparse en dos categorías: redes
(cualitativo) y recipientes captadores (cuantitativo); y para la recolección de perifiton se utiliza
cuchillo o navaja (cualitativo) (Rossell et al., 1982; González, 1988).
2.1.2.1. MUESTREO DE FITOPLANCTON
El interesado en estudiar el fitoplancton necesita conocer de alguna manera el número de
organismos existentes en su área de trabajo, pues, a veces esa información se requiere para saber
la disposición espacial de las poblaciones, para establecer el estado del ecosistema y para develar
la distribución vertical y horizontal, entre otros aspectos (Ramírez, 2000).
2.1.2.1.1. MUESTREO CUALITATIVO
El muestreo cualitativo se realiza a través de redes, debido a que el tamaño de la malla selecciona
al tipo de fitoplancton colectado. Este método es excelente para concentrar o seleccionar grandes
formas y así efectuar estudios taxonómicos detallados. Las redes no son apropiadas para estudios
de productividad primaria o estimaciones cuantitativas (Dawes, 1991).
 MUESTREO EN AMBIENTES ACUÁTICOS ABIERTOS
Las estaciones de muestreo pueden estar ubicadas tanto en la zona de la orilla, como en aguas
profundas. Los sitios costeros sirven en general para detectar la influencia de los ambientes
terrestres sobre el cuerpo de agua, en tanto que las estaciones ubicadas en aguas profundas
brindan información acerca de la columna de agua, como por ejemplo las condiciones asociadas
a la estratificación (Zaixso, 2002).
Colectas desde muelles, lagos y mar: Se realiza la toma de muestra amarrando la red de
plancton a un extremo del cabo, de 10 m de longitud. A los 3 m del cabo de la red (contados
desde la base de la red), se amarra un palo de aproximadamente 4 m de longitud y por el otro
extremo del cabo, jalar la red a una velocidad de 1 m/seg, otra persona debe tomar el palo para
evitar que la red roce el fondo del lugar (Servicio de Salud de Veracruz, 2002).

55
Colecta desde botes o barcos: El arrastre puede ser horizontal o vertical para lo cual a la red se le
coloca una plomada, ya sea en el aro mayor o en la unión de los cabos, bajándose a una
profundidad generalmente definida por la transparencia del sistema y efectuando un movimiento
diagonal del fondo hacia arriba (Servicio de Salud de Veracruz, 2002).
Fig. 14: Arrastre horizontal con red de plancton (Servicio de Salud de Veracruz, 2002).
Fig. 15: Arrastre vertical con red de plancton (Servicio de Salud de Veracruz, 2002).
V = 1 m/s
50 m
Cuando se colecta
plancton desde una
profundidad de 20 m
y de 50 m.
20 m

56
Para realizar la colecta de fitoplancton con red, hay que evitar los arrastres horizontales u
oblicuos, que muestrean tan sólo ciertas capas de la columna de agua. El arrastre debe ser
vertical, y dejando hundir la red hasta la profundidad donde se puedan encontrar distintos tipos
de organismos fitoplanctónicos. De lo contrario, se podría perder información de la presencia de
especies concretas, en elevadas concentraciones, agregadas en capas finas de la columna de agua
(Sar et al., 2002).
 MUESTREO EN RÍOS O ARROYOS
La mayoría de muestras son tomadas en la superficie o en algún punto del cauce. Las muestras
deben ser colectadas en el medio de la corriente en lugar de la orilla. Las muestras tomadas en el
medio de la corriente reducen la probabilidad de contaminación (Zaixso, 2002).
Cuando los ecosistemas son muy someros entonces se recomienda la utilización de redes cónicas
pequeñas, ya sean para arrastre o de cuchara. La colecta se puede realizar de dos formas: a)
utilizando una cubeta con la cual se vierten arriba de 100 L de agua por la red, y b) con la red de
cuchara se llevan a cabo arrastres en un tiempo aproximado de cinco minutos, puede hacerse una
variante de este método en el cual se hacen arrastres cortos y después se agita la red y se vuelve a
arrastrar, hasta obtener un concentrado más o menos grande de la muestra, este muestreo se
conoce como estacionario (Morelia, 2010).
Fig. 16: Muestreo estacionario (Morelia, 2010).

57
2.1.2.1.2. MUESTREO CUANTITATIVO
En el muestreo cuantitativo se utiliza las botellas oceanográficas o hidrográficas, cubos y
mangueras; debido a que capturan eficientemente las formas más pequeñas del plancton
(picoplancton, ultraplancton, nanoplancton y parte del microplancton) en la columna de agua,
por lo cual son insustituibles en los estudios cuantitativos del fitoplancton (González, 1988).
Colecta en la costa: El muestreo en la zona de la orilla generalmente consiste en muestras de
inmersión tomadas en puntos específicos (frasco de vidrio). Para evitar la contaminación de las
muestras a partir de sedimentos resuspendidos, el colector de la muestra debe tomarla
preferiblemente desde un bote o un muelle, o si esto no fuera posible, atravesando la orilla hasta
el punto donde las olas no remuevan el fondo. En lagos y lagunas este punto se halla cerca de la
orilla, en el mar abierto en cambio, este sitio puede encontrarse lejos (Zaixso, 2002).
Colecta desde botes y barcos: En aguas someras suele utilizarse a pie o a bordo de una pequeña
embarcación muestreadores de tipo Niskin, Van Dorn o Nansen. La botella Van Dorn ha sido
diseñada para muestrear a profundidades de 2 metros o mayores; esta botella se encuentra
disponible tanto en configuración vertical como horizontal. La ventaja de la configuración
vertical es que el agua fluye a través de botella a medida que esta es descendida y de esta manera
se garantiza que el agua obtenida corresponde a la profundidad deseada. La ventaja de la
configuración horizontal es que la muestra corresponde a un rango vertical muy estrecho. Las
botellas verticales son usadas en ambientes marinos, lagos grandes y profundos, en tanto que las
botellas horizontales se usan en lagunas, en muestras que deben ser colectadas por encima o por
debajo de la termoclina o muy cerca del fondo (Zaixso, 2002).
El muestreo de barcos, se parece al muestreo desde botes, y está diseñado específicamente para
la toma de muestras profundas. Es usual en los muestreos desde embarcaciones grandes el
descenso en cada estación de varias botellas simultáneamente para muestrear varias
profundidades al mismo tiempo. Este procedimiento se le denomina perfilado, "lance
oceanográfico" o hidrocala, trata de varias botellas que se unen a un cable delgado a intervalos
predeterminados y se bajan al mar. Cuando las botellas alcanzan la profundidad deseada un peso

58
metálico (mensajero) se deja caer deslizándose por el cable para así accionar el mecanismo que
gira la primera botella desde arriba. El mismo mecanismo libera un mensajero desde esa botella;
ese mensajero viaja hacia abajo a lo largo del cable para accionar la inversión de la segunda
botella, y así sucesivamente, hasta alcanzar la última botella (Tomczak, 2000).
Fig. 17: La técnica de Hidrocala con botellas Nansen. La muestra se hace descender a la
profundidad deseada y se establece un peso (I-l) bajo la línea, desencadenando un
mecanismo de liberación 3) y haciendo que la botella gire (II) sobre su eje inferior 3).
Esto libera al peso inferior 4) permitiendo que se abran las tapas en ambos extremos.
Una vez que la botella de Nansen se ha invertido (III) y haya comenzado su
levantamiento, las dos tapas vuelven a cerrarse, sellando la muestra de agua. Se fija
también un termómetro de inversión 2), y después de invertir la botella (II), se fija la
temperatura de registro (Dawes, 1991).
En el barco también se utiliza los dispositivos de muestreo de agua múltiple que permiten el uso
de las botellas Niskin sobre el cable eléctricamente conductor. En todos los productos las
botellas Niskin se organizan en un marco de forma circular (véase fig. 18), con un CTD montado
generalmente por debajo o en el centro. La ventaja de los dispositivos multimuestras (varias

59
muestras) sobre el uso del cable hidrográfico con mensajeros, es que las botellas de agua se
pueden cerrar remotamente desde la cubierta. Esto significa que las profundidades de muestreo
no tienen que fijarse a priori antes que las botellas sean bajadas. A medida que se baja el sistema
y se reciben los datos desde el CTD, el operador puede buscar capas de interés particular y tomar
muestras de agua en los niveles de profundidad más interesantes (Tomczak, 2000).
Fig. 18: Roseta de botellas Niskin lanzadas desde un barco (Tomczak, 2000).
2.1.2.2. MUESTREO DE PERIFITON
Sustratos naturales: Pueden tomarse muestras cualitativas al raspar piedras, estacas, pilotes y
otros substratos que hayan estado sumergidos en la estación. Se pueden desarrollar muchos
dispositivos para la recolecta de muestras cuantitativas en superficies irregulares, pero no es
representativo (APHA, 1999).
Sustrato artificial: Los substratos artificiales más ampliamente usados son los portaobjetos
estándares (25 x 75 mm), pero también se utilizan otros materiales como placas de acrílico y
asbesto. Sin embargo no es recomendable hacer cambios del tipo de substrato durante un estudio
porque la colonización varía con el substrato. En arroyos pequeños superficiales y lagos de

60
regiones litorales, donde la luz está limitada en el fondo, los bastidores con placas u otros
substratos se sitúan fijos al fondo (APHA, 1999).
Período de exposición: La colonización de portaobjetos limpios procede en un rango
exponencial en la primera o segunda semana, y después decrece lentamente, ya que la exposición
de menos de dos semanas da muestras muy pobres y más de dos semanas puede dar menor
material debido al detritus, el lapso de 2 semana generalmente constituye el intervalo de
muestreo óptimo, al menos durante el verano. Para obtener un crecimiento óptimo durante el
invierno, se usa un período de exposición más largos (APHA, 1999).
2.1.2.2.1. MUESTREO CUALITATIVO
El perifiton usualmente crece sobre el substrato, y es de color café, café verdoso, o verde. En
aguas estancadas y aguas corrientes, el perifiton puede ser recolectado cualitativamente raspando
con alguna navaja o algún otro objeto afilado, en las superficies de rocas y guijarros. Esta
recolecta puede ser usada como un método cuantitativo si se hacen mediciones exactas de las
áreas muestreadas, tomando por ejemplo 100 cm2
. Cuando se utiliza este método, se deben
limitar las recolectas a las áreas litorales, lagos, y áreas de corriente superficial o profunda, que
es donde se encuentra una gran variedad y un gran número de organismos. Para obtener una
muestra suficiente, se combinan los raspados obteniendo un volumen de 5 a 10 ml (Rossell et al.,
1982).
Fig. 19: Muestreo cualitativo de perifiton (Morelia, 2010).

61
2.1.2.2.2. MUESTREO CUANTITATIVO
Si se quiere estudiar esta comunidad cuantitativamente, se tiene que remover del substrato el
perifiton vegetal y animal, sin embargo, esto no es posible. Ponyi (1962; citado por Rossell et al.,
1982), ha demostrado en sus investigaciones que los pequeños crustáceos están muy débilmente
unidos al perifiton, y se caen a la menor agitación; esto no les ocurre a los organismos que se
sujetan fuertemente.
Meschkat (1934; citado por Rossell et al., 1982), ideó un método para obtener resultados sobre el
estudio de la distribución vertical del perifiton en los tallos de las plantas. Se cortan los tallos de
las plantas con una hoz larga, justo al nivel del suelo, sacándolas o se les corta el ápice y se pone
un tubo largo de vidrio antes de sacarlas. Se corta el tallo en trozos de 20 cm de longitud,
numerándolos según su posición, y se transportan en tubos de vidrio de longitud parecida. Los
trozos se deben estudiar por separado, pues se dan diferencias verticales en las plantas y en los
animales que aparecen en ellas. Con este método se pierden casi todos los entomostráceos, pero
es eficiente para lo anteriormente mencionado.
Según Schonborn (1962; citado por Rossell et al., 1982), se capturan los testáceos del perifiton,
raspando los tallos de Typha y Phragmites, en una longitud de 25 cm; posteriormente se pone el
raspado en un recipiente con agua; 25 cm de longitud corresponden a una superficie de 225 cm2
;
también (Schonborn) se pueden aplastar las algas del perifiton distribuyendo regularmente el
detrito en una determinada cantidad de agua. Se hace el recuento de 50 cm3
de esta muestra. Con
este método, tanto la población animal como la vegetal se pueden relacionar con la superficie del
tallo, pero hay que tener en cuenta que existe una superficie mucho mayor de substrato, a
disposición de los organismos del perifiton.
Otra técnica, la de Meschkat es aquella en la que se raspa el perifiton en el laboratorio y se
cuentan los animales y vegetales al microscopio, antes de fijarlos (Rossell et al., 1982).
El agua de los tubos de transporte se fija con formalina, y los organismos que se quedan en las
paredes se quitan con un cepillo. Después de una sedimentación de 25 horas, se saca el depósito

62
de los tubos usados para el transporte y se vierte a una caja de Petri con el fondo cuadriculado, a
continuación se cuentan junto con el agua fijada con formalina. Las algas que no se van a
analizar inmediatamente se deben fijar con una solución de formalina al 2%, que también las
conserva perfectamente. La cantidad de perifiton vegetal de los tallos se puede estimar
cuantitativamente por peso o volumen (Rossell et al., 1982).
2.1.3. TIPOS DE MUESTREO
Muchas estrategias de muestreo proveen la aleatoriedad requerida y ofrecen ventajas en términos
de precisión y esfuerzo. Entre éstas figuran las siguientes (Venrick, 1978).
2.1.3.1. MUESTREO ALEATORIO SIMPLE
En el cual cada unidad de muestreo poblacional tiene la misma probabilidad de ser seleccionada
que otra, independientemente de que se seleccione o no. El método más directo para lograr esto
consiste en determinar mediante una tabla de números aleatorios el número de elementos
deseado, y en enumerar luego cada elemento del universo muestral. Pero, aunque ésta es la
estrategia más usada en la mayoría de los diseños submuestrales, es una de las aproximaciones
menos efectivas en el trabajo de campo (Venrick, 1978).
2.1.3.2. MUESTREO ALEATORIO ESTRATIFICADO
La población es dividida en estratos (subpoblaciones no solapadas cuya suma constituye la
población neta) y una o más muestras son colectadas al azar de cada estrato. Para una máxima
eficiencia, los estratos deben ser internamente homogéneos, pero con la máxima variabilidad
entre ellos. La ventaja del muestreo aleatorio estratificado consiste en que asegura un
cubrimiento completo de la población, sin sacrificar la aleatoriedad. Si no se tiene algún
conocimiento acerca de la población, pueden usarse los gradientes ambientales para definir los
estratos; pues las distancias de la orilla a los puntos donde se hallan los gradientes de temperatura
y salinidad pueden ser útiles en la estratificación horizontal y vertical, mientras que los ciclos

63
estacionales de biomasa o productividad pueden servir para estratificar las poblaciones en el
tiempo (Venrick, 1978).
2.1.3.3. MUESTREO EN GRUPOS O EN BLOQUES
La población es subdividida en unidades, cada una de las cuales es una miniatura de la población
original. La variabilidad entre los grupos debe ser mínima pero dentro de ellos debe ser máxima,
y se seleccionan uno o más grupos aleatoriamente. La principal ventaja de este tipo de muestreo
es el ahorro de tiempo y esfuerzo. En el caso de que se investiguen varios cuerpos de agua, la
población meta los incluye a todos, al tiempo que cada uno, individualmente, representa un
grupo (Venrick, 1978).
2.1.3.4. MUESTREO SISTEMÁTICO
Las muestras son colectadas de la población a intervalos regulares, sin que exista, entonces,
algún elemento de aleatoriedad inherente al muestreo. El éxito de este tipo de muestreo depende
de la disposición espacial de la población que se va a estudia; por ejemplo, cuando este muestreo
es efectuado sobre una disposición espacial aleatoria, el resultado puede ser equivalente al del
muestreo aleatorio simple con otras disposiciones espaciales, el resultado probablemente
presentará sesgos, a menos que la frecuencia de la disposición sea suficientemente conocida para
permitir ajustes especiales del programa de muestreo, lo cual es poco frecuente en la
investigación del fitoplancton. La ventaja primaria del muestreo sistemático radica en la facilidad
que ofrece para localizar los sitios de muestreo y en que permite presentar los datos de una
manera simple (Venrick, 1978).
En conclusión, se considera que el muestreo es afectado básicamente por disposición espacial de
la población, por su variación temporal o estado sucesional, por el observador que cuenta la
muestra y por la técnica de colección. Además, aunque normalmente se enfatiza en el análisis
estadístico riguroso, en realidad las condiciones exigidas por los métodos estadísticos clásicos
son raramente cumplidas por el ambiente planctónico. Las dificultades para imponer una
estrategia de muestreo específica a una población invisible y móvil son enormes, aparte de que

64
raramente puede asegurarse que se está muestreando la misma población en los diferentes
intentos. La incapacidad para muestrear la misma población repetidamente, o para muestrear
simultáneamente en distintas estaciones de colecta, impone a los datos obtenidos un elemento de
interacción espacio – tiempo que es preciso no ignorar (Venrick, 1978).
Se han efectuado varios intentos para ajustar las complejidades de las distribuciones planctónicas
a los métodos estadísticos. Sin embargo, no existe evidencia de que los resultados específicos de
un estudio puedan extenderse a diferentes organismos, por ejemplo del macroplancton al
fitoplancton, a diferentes ambientes (de la zona litoral a la limnética) o a diferentes escalas de
muestreo (de redes de arrastre a botellas muestreadoras). Los estudios previos deben servir
primariamente como modelos para estudios futuros, dirigidos a la población particular de interés
(Venrick, 1978).
2.1.3.5. MUESTREO SELECTIVO
Puede resultar rápido y sencillo si se conocen suficientemente los hábitats y las especies a
muestrear. Las estaciones pueden localizarse deliberadamente alrededor de especies raras o junto
a puntos considerados importantes. Las muestras pueden localizarse en áreas consideradas
subjetivamente homogéneas o representativas. Es eficiente, pero depende mucho del grupo de
expertos. Para poder realizar este tipo de muestreo se precisa un profundo conocimiento del área
de estudio (Ruiz et al., 2007).
2.1.4. SELECCIÓN DEL TIPO DE MUESTRA
Son tres tipos fundamentales de muestras que pueden tomar en lagos, ríos, estuarios y océanos;
son los siguientes:

65
Tabla 8: Tipos de muestra.
MUESTRA DEFINICIÓN CARACTERÍSTICAS USOS
PUNTUAL,
SIMPLE o
INSTANTÁNEA
Muestra discreta tomada
al azar en un cuerpo
receptor y en una hora
determinada (no exceda
de 15 minutos) para el
examen de un parámetro
que normalmente no
puede preservarse.
 Sólo es representativa de ese
momento y ese lugar.
 Estas muestras generalmente
se toman a mano, y el
volumen de muestra depende
del número de análisis que se
van a realizar.
Determinación de
compuestos o
características
susceptibles de variar
durante el muestreo,
conservación y/o
almacenamiento: pH,
T°, etc.
COMPUESTA
Combinación de
muestras puntuales
tomadas en un mismo
punto en distintos
intervalos de tiempo con
el fin de minimizar los
efectos de variabilidad
de la muestra puntual.
 Los Intervalos de muestreo
pueden ser muy variables.
Deben ajustarse al objetivo
final del estudio.
 Una vez finalizado el
muestreo, las muestras
pueden mezclarse en un
mismo recipiente.
Estimación de
concentraciones
medias.
INTEGRADA
Es una mezcla de
muestras individuales o
puntuales recogidas en
diferentes sitios
simultáneamente en una
sección vertical u
horizontal.
 Integradas en profundidad:
Muestras extraídas en
intervalos de profundidad
preestablecidos, desde la
superficie hasta el fondo.
 Integradas en área:
Combinación de series de
muestras extraídas en
localizaciones espacialmente
distribuidas en la columna de
agua a una profundidad
constante o en intervalos de
profundidad
predeterminados.
Recomendable en
aguas típicamente
estratificadas.
Fuente: Ruiz et al., 2007.

66
2.1.5. LOCALIZACIÓN DE LOS SITIOS DE MUESTREO
La naturaleza física del agua influye en gran medida en la selección del sitio de muestreo. En
ecosistemas lóticos no se requiere una planeación exagerada, sólo es necesario localizar las
estaciones de muestreo aguas arriba de una fuente sospechosa de polución y aguas abajo de
donde los efectos de contaminación, son los esperados. Las estaciones deben estar localizadas de
modo que se eviten interferencias tales como la contribución del plancton proveniente de
distintos afluentes o de ríos, lagos y otras áreas. Comúnmente en los lagos, embalses, estuarios se
localizan en transectos longitudinales (Weber, 1973; citado por Ramírez, 2000).
Al escoger la localización de las estaciones de muestreo se deben tener en cuenta las áreas en las
cuales se ha colectado plancton anteriormente, pues los datos actuales sobre el plancton pueden
compararse con datos anteriores, documentándose así los efectos contaminantes a largo plazo. En
programas a largo plazo como los referidos a tendencias ambientales durante un muestreo, éste
debe ser lo suficientemente frecuente y amplio como para que permita definir la naturaleza y
cantidad de plancton en el cuerpo de agua que va a ser estudiado. En cambio, en estudios a corto
término como los que pretenden mostrar los efectos que tienen sobre el plancton algunas fuentes
de polución, la localización de los sitios de muestreo y las profundidades a las que se va a
muestrear resultan más restringidas dadas las limitaciones de tiempo y mano de obra (Weber,
1973; citado por Ramírez, 2000).
También debe tenerse en cuenta la morfología del ecosistema que se va a investigar, sobre todo
en los sistemas lénticos; pues no es lo mismo tomar muestras en un ecosistema dendrítico que en
uno de carácter más uniforme (Ramírez, 2000).
En el río, el perifiton se localizan las estaciones a una corta distancia aguas arriba y aguas abajo
en uno o más puntos de la fuente sospechosa de contaminación o de una destinada área de
estudio o en áreas donde se mezclan los grandes ríos, se muestrean ambos lados de la corriente
en las zonas de flujo principal. Debido a los efectos de los contaminantes que depende de su
capacidad asimilativa de la corriente y de su naturaleza de contaminación, los progresivos
cambios en la calidad de agua puede ser causado en su totalidad por la dilución y enfriamiento

67
como el caso de los nutrientes, desechos industriales tóxicos, y la contaminación térmica o por
mineralización progresiva de compuestos orgánicos degradables. La examinación de compuestos
orgánicos someros en la costa y los crecimientos de perifiton de fondo en sustratos naturales
aguas debajo de un emisario submarino puede indicar las zonas visibles de la respuesta biológica
a la calidad del agua que será útil para determinar los lugares apropiados para las estaciones de
muestreo. Cuando un programa intensivo de muestreo no es posible o factible, se toma como
referencia un mínimo de tres estaciones de muestreo, uno es la zona de aguas arriba de la fuente
de contaminación y los otros es la comunidad de fuentes de aguas abajo, donde se produce la
mescla completa con las aguas receptoras que proporcionara un mínimo de datos sobre la
comunidad de perifiton (APHA, 1999).
En las aguas lénticas (lagos embalses y estanques) y otros cuerpos de agua estancadas, donde se
organizan de manera concéntrica las zonas de contaminación, se localizan las estaciones en
zonas adyacentes a la pérdida de un emisario y en zonas no afectadas (APHA, 1999).
2.1.6. FRECUENCIA DE MUESTREO
La frecuencia con la que es tomada una muestra está determinada por los objetivos y alcance del
estudio así como también por las fluctuaciones estacionales, condiciones meteorológicas, equipo
adecuado y disponibilidad de los recursos humanos. Por ejemplo, si es necesario conocer las
fluctuaciones poblacionales del plancton durante el año, se requiere muestrear semanal o
quincenalmente; a veces se hacen necesarios muestreos más frecuentes y aún diarios. Esta última
consideración debe ser tenida en cuenta principalmente en los trópicos, donde las temperaturas
altas y uniformes tienen gran influencia en la tasa reproductiva de los organismos
fitoplanctónico, por lo cual los intervalos de tiempo entre uno y otro muestreo deben ser
menores. Idealmente, en los ríos, lagos, estuarios y océanos se deben colectar una o dos muestras
superficiales por día en cada estación de muestreo. Adicionales a varias profundidades (Rossell et
al., 1982; Ramírez, 2000).

68
2.1.7. PROFUNDIDAD DE MUESTREO
Las aguas de ríos y corrientes están generalmente bien mezcladas, por lo cual sólo es necesario
realizar allí muestreos superficiales en el canal principal. En cambio, en lagos, embalses, lagunas
y océanos, donde la composición del plancton y la densidad pueden variar con la profundidad, se
deben tomar muestras a varios niveles (Ramírez, 2000).
Pero es la profundidad de la estación y la del termoclina, si lo hay, o algunas veces la de la zona
fótica, lo que determina generalmente las profundidades del muestreo. En áreas poco profundas,
2 a 3 m, una muestra subsuperficial (0,5 – 1 m) puede ser suficiente; en aguas más profundas, se
deben tomar muestras a intervalos regulares. Si sólo se va a examinar fitoplancton, los muestreos
deben realizarse dentro de la zona fótica a diferentes niveles de atenuación de la luz: 10%, 25%,
50%, 100%, por ejemplo; aunque también pueden efectuarse muestreos fuera de esta zona, con el
fin de determinar la distribución del fitoplancton en la columna de agua (Ramírez, 2000).
Además, cuando se toma muestras debe tenerse cuidado con la dirección del viento, pues esta
explica en partes la disposición del plancton de manera no aleatoria, o sea en parches, y la
concentración de nutrientes en la superficie. Se considera que la acción del viento sobre la
superficie del agua no es uniforme y sigue un patrón no aleatorio; por ello, en muestreos de
organismos cerca a la superficie se obtendrá una información más representativa si las colectas
con red se efectúan contra el viento y no en la dirección del mismo (Cole, 1983; citado por
Ramírez, 2000).
En el campo deben tomarse además las siguientes notas: estado del tiempo (en especial dirección
e intensidad del viento), cubrimiento de nubes, intensidad lumínica, condición de la superficie
del agua (si es rizada o por el contrario pareja y si el plancton esta apiñado o no a la superficie),
color del agua o turbiedad, profundidad total de la estación, tipos de muestreo efectuados en la
estación e información descriptiva general (dirección, distancia y descripción de los afluentes).
Las estaciones de muestreo deben ser localizadas en un mapa (Ramírez, 2000).

69
2.1.8. VOLUMEN DE LA MUESTRA
El volumen de la muestra que se tome depende del número y tipo de análisis que se vaya a
efectuar (por ejemplo, conteo de células, concentración de clorofila y peso seco). Cuando la
densidad del fitoplancton es menor de 500 organismos por mililitro se requiere aproximadamente
6 litros de muestra; para aguas más productivas, 1 a 2 litros de muestra son suficientes en la
mayoría de los casos (Ramírez, 2000).
2.1.9. FIJACIÓN Y PRESERVACIÓN
Si las muestras recolectadas se conservan vivos, deben ser almacenados en una hielera o
refrigerador y sólo por unas pocas horas. Para el análisis de largo plazo, el plancton recolectado
debe ser preservado en fijadores y conservantes. Un fijador y preservante ampliamente utilizado,
para una variedad de organismos incluyendo el plancton, es la formalina (Verlecar & Desai,
2004).
La formalina comercial se obtiene del formaldehido al 40% (límite de saturación) disuelto en
agua. La formalina tiene que ser almacenado en vidrio o recipientes de plástico inerte y no en
contenedores de metal; ya que la formalina reacciona con este último. La formalina comercial
también puede contener impurezas disueltas como el hierro y el ácido fórmico que desintegran
los caparazones de algunos organismos planctónicos. El contenido del ácido de formalina
comercial sin embargo, puede ser neutralizado por la adición de un exceso de carbonatos de
calcio. Para la conservación de la muestra de fitoplancton de red y otros, pueden ser utilizados al
2% formaldehído neutralizado (Verlecar & Desai, 2004).
Solución de Lugol Acético: Es un buen conservante especial para el fitoplancton flagelado y
ciliado, para retener los flagelos y cilios. Se compone 10 g de yodo y 20 g de yoduro de potasio
disueltos en 200 ml de agua destilada y 20 g de ácido acético glacial. La solución puede estar
acabada unos días antes y se almacena en una botella oscura para mayor comodidad. La solución
de lugol se añade en una proporción de 1 por 100 partes de la muestra de agua de mar (Véase

70
Anexo I). Alrededor de 250 ml de muestra de agua que contiene nanoplancton, se agrega cinco
gotas de preservante que es más que suficiente (Verlecar & Desai, 2004).
Formalina: Se diluye 5 ml de solución de formaldehído con una concentración del 37% al 40%
en 100 ml de agua destilada. La formalina (que es la solución resultante) puede ocasionar
ruptura, deformación y encogimiento de las algas delicadas (Ramírez, 2000).
Merthiolate: Para preservar la muestras con una solución de merthiolate añadir 36 ml
merthiolate a 1 L de la muestra y almacenar en la oscuridad. Prepare una solución de merthiolate
por disolución con 1 g de merthiolate; 1,5 g de borato de sodio y 1 ml de solución de lugol en 1
L de agua destilada. Las muestras preservadas con merthiolate no son estériles, pero se puede
mantener con eficacia durante 1 año, después de lo cual hay que añadir formol (APHA, 1999).
“M3
” fijador: Se prepara disolviendo 5 g de KI, 10 g de yodo, 50 ml de ácido acético glacial y
250 ml de formalina en agua destilada de 1 litro (disolver el yodo en una cantidad pequeña de
agua para ayudar en la solución de yodo). Agregar 20 ml de fijador a la muestra 1 litro y
almacenar en la oscuridad (APHA, 1999).
Glutaraldehído: Preservar las muestras mediante la adición de glutaraldehído neutralizado para
obtener una concentración final de 1 a 2% (APHA, 1999).
Transeau: Llamado también solución 6:3:1, por constar de seis partes de agua, tres partes de
alcohol etílico al 95 G.L. (Gay Lussac) y una parte de formalina. La fijación y preservación del
material se efectúa adicionando un volumen de solución igual al de la propia muestra, es decir en
proporciones 1:1; lo que constituye su mayor desventaja, puesto que, además del costo, es
impracticable el uso reiterado de la solución de Transeau en el campo o cuando el número de
muestra que se van a colectar es muy amplio (Ramírez, 2000).
Formalina – Alcohol – Ácido acético (FAA): Consta de 65 ml de formalina, 100 ml de alcohol
etílico 95 G.L. al 50% y 30 ml de ácido acético glacial. Éste último puede reemplazarse por

71
ácido propiónico en igual volumen, entonces la solución se denomina FAP (Bicudo, 1990; citado
por Ramírez, 2000).
Para retener el color y preservar el plancton, las muestras deben de almacenarse en la oscuridad o
añadirle 1 ml de solución/L de sulfato de cobre saturado (CuSO4). La mayoría de los
preservantes distorsionan y alteran ciertas células, especialmente las de formas delicadas, tales
como Euglena, Cryptomonas, Synura, Chromulina y Mallamonas. La solución de lugol por lo
general es menos perjudicial para estos fitoflagelados (APHA, 1999).
2.1.10. ENVASADO Y ETIQUETADO
Envasado: En fitoplancton, especialmente las diatomeas son preferibles almacenarlas en botellas
de vidrio. Debido a que la superficie del agua es generalmente saturada en silicato; el
almacenamiento en botellas de vidrio Pyrex de alta calidad no libera tanto silicato como las
botellas de plástico que pueden ocasionar daño a los delicados caparazones o espinas de las
diatomeas. Esto puede suceder en botellas de plástico en uno o unos pocos años.
Un mayor uso de vidrio de muy baja calidad para el almacenamiento de fitoplancton puede
resultar con precipitaciones. Las botellas se cierran con un corcho a prueba fugaz. Tras el análisis
del plancton, el contenido de las botellas para el almacenamiento permanente de plancton, o capa
de cera se da en todo el corcho de la botella después del cierre de este último (véase Anexo I).
Este ayudaría a evitar la pérdida de formalina por evaporación en el largo plazo (Verlecar &
Desai, 2004).
Etiquetado: El etiquetado correcto de la colecta y muestras de plancton embotellado es esencial.
Todo tipo de información sobre el plancton recolectado debe ser escrita en las etiquetas para que,
las muestras de plancton, se puedan identificar con precisión. La etiqueta debe contener
suficiente información sobre la muestra recogida con el fin de asegurar la correcta identificación
de la muestra. La etiqueta debe estar escrita con un marcador de color claro o lápiz de cera
(Verlecar & Desai, 2004).

72
2.2. OBSERVACIONES DE LAS MUESTRAS DE FITOPLANCTON EN EL
LABORATORIO
De ser posible, las muestras de microalgas deben ser examinadas mientras los organismos estén
vivos; especialmente las formas flageladas, que son muy delicadas. Las algas se pueden
mantener vivas durante algunas horas, sin embargo si se trasladan al laboratorio en frío será
necesario preservarlas cuando se vayan almacenar por largos períodos (Ramírez, 2000).
2.2.1. ANÁLISIS CUALITATIVO DE FITOPLANCTON
El análisis de fitoplancton es importante, ya que por medio de éste se llega a saber qué tipo de
células predominan, junto con los análisis hidrobiológicos y asociaciones fitoplanctonicas se
puede conocer el estado de envejecimiento del cuerpo de agua (Rossell et al., 1982).
El equipo óptico necesario incluye un microscopio binocular compuesto, de buena calidad, con
una plataforma mecánica. Los lentes del ocular deben ser de 8X a 12X. Los 4 objetivos deben
tener aumentos de aproximadamente 10, 20, 40 y 100X. Como el tamaño de los organismos
puede extenderse a varios órdenes en cuanto a amplitud, este aumento no es siempre
satisfactorio; para la identificación. Es necesario efectuar un exámen inicial, ya que la mayor
parte del plancton contendrá una asociación diversa de organismos; es preciso efectuarse
identificación hasta donde sea posible. El examen inicial ayuda a obtener una estimación de la
densidad de la población y puede indicar la necesidad de diluciones o concentraciones
subsecuentes de la muestra para reconocer las características de pequeñas formas, difíciles de
reconocer durante el recuento de rutina, y para decidir si se debe emplear un tipo determinado de
procedimiento de recuento (Rossell et al., 1982).
Si se identifica el fitoplancton de muestras no preservadas, se deben examinar en fresco. La
preservación puede provocar la distorsión de algunas formas, perder flagelos o se eliminen
totalmente. Esto puede determinarse al hacer una comparación entre muestras frescas y las
muestras preservadas. Cuando las muestras de fitoplancton se examinan bajo el microscopio, se
cuentan e identifican bajo las siguientes categorías: cocoides azul verdes, filamentos azul verdes,

73
cocoides verdes, filamentos verdes, flagelados verdes, otros flagelados pigmentados, diatomeas
centrales y diatomeas pennadas (Rossell et al., 1982).
Fig. 20: A) Microscopio binocular compuesto y B) Microscopio invertido (Karlson et al., 2010).
2.2.2. ANÁLISIS CUANTITATIVO DE FITOPLANCTON
Por medio de este análisis se pueden obtener diversos índices como: productividad, biomasa y
diversidad. La mayoría de las aguas naturales rara vez necesita de dilución o concentración, y
puede someterse a recuento directamente. Algunas muestras, donde la concentración de algas es
muy elevada, o donde el cieno o detritus pueden interferir, se diluyen cuidadosamente tomando
una porción de 10 ml de la muestra en 5 a 10 partes de agua destilada. En muestras con
poblaciones muy bajas puede ser necesaria la concentración de organismos para disminuir
estadísticamente errores de recuento. Entre los variados grupos taxonómicos se encuentran
formas de vida que se presentan como células solitarias, componentes de grupos naturales o
agregados (colonias), o ambos; sin embargo, muchas células, ya sean organismos solitarios o en
BA

74
grupo, pueden contarse individualmente; este proceso es difícil y rara vez se justifica. La cuenta
por unidad o grupo es fácil y rápida, y es el sistema que comúnmente se usa. En este
procedimiento los organismos unicelulares y coloniales (pluricelular) se cuentan como unidades
simples y tienen igual peso numérico sobre la clave de identificación (Rossell et al., 1982).
A) CONCENTRACIÓN DE LA MUESTRA
La concentración de la muestra es un paso previo y fundamental para su recuento. Existen
diferentes métodos, unos más precisos que otros, su uso está condicionado por el tipo de trabajo
que se pretende realizar y la tecnología disponible; son comunes las concentraciones por
centrifugación y por sedimentación, y la sedimentación en cámaras excavadas, como las de
Kolkwitz, Sedgwick – Rafter, Palmer – Maloney, Neubauer, cámaras tubulares de Utermöhl y
los embudos de decantación (Ramírez, 2000).
Concentración por centrifugación: Se utiliza una máquina centrifugadora a una velocidad baja,
pues velocidades altas pueden deformar y destruir los organismos. Este método es adecuado
cuando la densidad de la muestra es baja, para poder concentrarla. Se toman generalmente de
100 a 200 ml de muestra y se colocan en la centrifugadora durante un intervalo de tiempo
variable entre 2 y 5 minutos (Ramírez, 2000).
Concentración por sedimentación: Deben usarse embudos de decantación con una capacidad de
500 a 1000 ml (véase fig. 22, F); la muestra a que se va a analizar debe fijarse previamente y
agitarse para que se homogenice, luego se vierte en los embudos y se deja precipitar. El tiempo
de precipitación dependerá de la concentración del fitoplancton de la muestra, y varía entre 24 y
72 horas inclusive. Una vez la sedimentación haya terminado, debe abrirse la llave del embudo,
para dejar caer solamente el precipitado, que después de esto se identifica y se cuenta (Ramírez,
2000).
Sedimentación en cámaras de Utermöhl (1932): Las cámaras tubulares de Utermöhl son
cilindros de diferente volumen y altura pero de igual diámetro de fondo y de fácil fabricación con
plexiglás (material sintético transparente) (véase fig. 22, A). El fondo se tapa con un

75
cubreobjetos y la parte superior con un vidrio circular o cuadrado. En estas cámaras la
sedimentación es mucho más larga; pero la concentración de plancton en el fondo es mayor, lo
cual permite trabajar con muestras pobres en plancton. Se elige el tamaño de las cámaras según
la densidad del plancton: cuanta más rica es la muestra, más pequeña ha de ser la cámara; el
diámetro del fondo es comúnmente de 25 mm y la altura varía de acuerdo con la variación del
volumen de la cámara (Ramírez, 2000).
Por otra parte, la muestra debe agitarse cuidadosamente antes de que se vierta el contenido en la
cámara. Debe procurarse, además, que la muestra esté a la temperatura ambiente y que la cámara
repose hasta que se sedimente todo el plancton. El tiempo de sedimentación varía con la altura
(tres a cuatro horas por centímetro de altura); y las algas sedimentadas sobre el fondo pueden
contarse con la ayuda de un microscopio invertido (Ramírez, 2000).
Sedimentación en cámaras excavadas de Kolkwitz, Sedgwick – Rafter y Palmer – Maloney: Se
usan cámaras con una capacidad entre 0,5 y 1 ml y baja tasa de sedimentación. Se deben usar
cuando no se posee un microscopio invertido y, ante todo, cuando las muestras son ricas en
fitoplancton (Ramírez, 2000).
En las cámaras de Kolkwitz y de Palmer – Maloney la excavación es circular (véase fig. 22; B y
D); mientras que en las de Sedgwick – Rafter es rectangular (véase fig. 22, C), con 20 mm de
ancho, 50 mm de largo y 1 mm de profundidad para un volumen total de 1 ml. En ambos, la gran
desventaja es que, dada su altura, solamente pueden observarse los organismos bajo aumentos
pequeños, 10X a 32X como máximo. La cámara de Palmer – Maloney, aunque es de menor
altura, tiene como desventaja su pequeño volumen de sólo 0,1 ml (Ramírez, 2000).
Sedimentación en cámaras de Neubauer: Es una cámara de conteo especialmente práctico para
las concentraciones extremadamente altas de células de organismos pequeños (< 30 µm) (véase
fig. 22, E). Esta cámara de contaje está adaptada al microscopio de campo claro o al de contraste
de fases. Se trata de un portaobjeto que tiene dos zonas ligeramente deprimidas y que en el fondo
de las cuales se ha marcado con la ayuda de un diamante una cuadrícula de dimensiones
conocidas (véase fig. 26). Para contar las células se observa el retículo al microscopio con el

76
aumento adecuado y se cuentan las células. Las cámaras se pueden obtener de 0,1 mm o 0,2 mm
de profundidad y puede tener diferentes subdivisiones de cuadricula. Las más comunes son de
0,1 mm de profundidad, con mejor resolución (Karlson et al., 2010).
Método de filtración con membranas: Puede usarse para todo tipo de agua, con algunas
limitaciones impuestas por la naturaleza de la muestra, como la presencia, en cantidades
importantes, de detritus y precipitados orgánicos e inorgánicos, entre otros (Ramírez, 2000).
Algunas de las ventajas de este método son la facilidad y nitidez con que pueden observarse las
células, pues éstas permanecen en la superficie y los aumentos que se utilizan para verlas son
grandes; además, el filtro se transparenta al ser sometido al calor y evita obstrucciones en el paso
de la luz desde el condensador. Es el método que menos se usa actualmente (véase fig. 21)
(Ramírez, 2000).
Fig. 21: Equipo utilizado para filtración con membrana (Ramírez, 2000).

77
Fig. 22: Cámaras y embudo para la sedimentación y conteo de muestras de fitoplancton:
A) Cámaras de Utermöhl; B) Cámara de Kolkwitz; C) Cámara de Sedgwick – Rafter;
D) Cámara de Palmer – Maloney; E) Cámara de Neubauer y F) Embudo de
decantación (Karlson et al., 2010).

78
B) RECUENTO DE LA MUESTRA
Determinar la forma de contar las muestras y cuántas se deben contar pueden ser operaciones
largas; por ello, el esfuerzo invertido en obtener cierta precisión para una muestra individual
debe ser relativo a su valor representativo. A menudo es mejor colectar varias muestras de la
misma localidad, con ligeras variaciones en el sitio de muestreo, y contarlas dentro de un nivel
de precisión aceptable, que poner demasiado esfuerzo en la precisión para una única muestra. Si
se requiere una precisión extrema, deben contarse varias muestras en cámaras de diferentes
tamaños; así pueden disminuirse los posibles errores debidos a la baja densidad de ciertas
especies (Vollenweider, 1969; citado por Ramírez, 2000). Utermöhl (1958; citado por Ramírez,
2000), expresó la opinión de que al contar el fitoplancton de lagos eutróficos debe disponerse de
cámaras de al menos tres tamaños diferentes (1, 10 y 50 ml). Además, debe tenerse en cuenta que
un conteo muy cuidadoso puede ser menos preciso que uno menos cuidadoso pero realizado con
réplicas (Wetzel & Likens, 1991; citado por Ramírez, 2000).
Para el recuento se requieren microscopios con altos aumentos. Uno de los más empleados es el
microscopio de Utermöhl, en el cual los objetivos están debajo del fondo de la cámara de
recuento, lo cual permite que se puedan contar los organismos sedimentados previamente. La
elección de los aumentos se hace de acuerdo con el tamaño de los organismos más pequeños que
haya que contar; por ejemplo, para contar el nanoplancton el aumento debe ser 1000X. Antes de
contar las microalgas es necesario calibrar el microscopio para cada juego ocular – objetivo que
se vaya a emplear. La calibración se hace con un micrómetro de platina que posea una escala de
dimensiones conocidas (Ramírez, 2000).
La enumeración o conteo comprende: 1) la observación y determinación de cada individuo, 2) el
examen sistemático de todo el sedimento o de una parte definida del mismo, 3) el registro de las
observaciones, 4) la transformación de las cifras obtenidas, en valores comparables con los de
otras observaciones (Ramírez, 2000).
Previamente al conteo, debe suponerse que los organismos colocados sobre el fondo de la
cámara o sobre el portaobjetos siguen un patrón aleatorio, el cual está caracterizado por la

79
distribución de Poisson. Dicho arreglo se logra agitando unas, cincuenta o cien veces el
recipiente en el cual fue depositada la muestra antes de tomarse la submuestra para verter en la
cámara de conteo. Este proceso se denomina homogenización de la muestra. Pueden contarse
todos los organismos sobre el fondo de la cámara, lo que representa un trabajo exagerado
respecto a la precisión que puede suministrar. En cambio, un cálculo aproximado (extrapolado) a
partir del conteo de una parte delimitada de la cámara, conteo parcial, permite reducir el trabajo
al óptimo útil (Ramírez, 2000).
Fig. 23: A) Cámara de sedimentación de Utermöhl; B) Cámara inferior colocado en el
microscopio listo para el análisis (Karlson et al., 2010).
C) CONTEO PARCIAL
Para el conteo parcial, se proponen varias formas de censo de la cámara.
1. Elección de una región juzgada característica. La cual está sujeta a apreciaciones subjetivas y
no es válido para el conteo de un sedimento mal disperso.
2. Elección de bandas horizontales o verticales de longitud igual al diámetro de la cámara. Tales
bandas deben ser lo suficientemente anchas para que permitan contar un número suficiente de
individuos (lo que se conoce como conteo sistemático). Utermöhl (1958; citado por Ramírez,
2000) propuso escoger cuatro bandas dispuestas en el sentido de las diagonales; pero este
método carece de una varianza estadística válida, pues la mitad de las diagonales se halla en
una zona central que representa solamente un cuarto de la superficie total (véase fig. 24).

80
3. Elección de varias áreas o campos de conteo siguiendo un sistema de muestreo al azar.
Normalmente las áreas corresponden a los campos visuales seleccionados mediante una tabla
de números aleatorios. Éste es, el método más confiable. El número de campos puede
determinarse a partir de la relación entre el número de especies detectadas y el número de
campos contados. Según McAlice (1971; citado por Ramírez, 2000), en veinte campos
contados se presentan aproximadamente 80% de los organismos totales, mientras que treinta
campos dan aproximadamente el 90% de los organismos presentes en la superficie de conteo
(véase fig. 25). Sin embargo, no siempre se debe contar un número fijo de campos, sino
aquellos que garanticen una representatividad y confiabilidad adecuadas, sin tener que realizar
un trabajo excesivo. Por ello, deben determinarse para cada muestra contada (Ramírez, 2000).
Muchas veces, una vez contado, el número de campos escogido, se recorre el fondo de la cámara
(generalmente con aumentos bajos) con el fin de estimar la abundancia de las especies raras, las
cuales influyen en gran medida en la diversidad del sistema. Finalmente, uno de los métodos de
conteo más utilizados en la actualidad consiste en contar el número de campos necesarios hasta
obtener cien individuos del taxón más abundante, al tiempo que se registran las abundancias de
los demás taxones en la muestra. Como en algunos casos se presenta una especie dominante,
rápidamente se completarán los cien individuos de la misma; lo indicado entonces es contar hasta
completar cien individuos del siguiente taxón más abundante. En este caso, no importa la
cantidad de individuos que se cuente del primer taxón más abundante, cuya abundancia solo
dejará de ser registrada cuando se alcance el número de individuos elegido para el otro taxón. Si
se encuentran varias especies dominantes, Se repetirá el proceso (Ramírez, 2000).
Fig. 24: Conteo parcial mediante el método sistemático (Ramírez, 2000).
Banda Horizontal Dos bandas en cruz Cuatro bandas diagonales

81
Fig. 25: Conteo parcial mediante el método de campos aleatorios (Uehlinger, 1964; citado por
Ramírez, 2000).
Fig. 26: Cuadrantes de la cámara de Neubauer (Karlson et al., 2010).

82
D) CÁLCULOS
Los cálculos para obtener el número de células por volumen de agua cuando se cuentan cambios,
pueden hacerse según las siguientes fórmulas:
a. La cámara de Sedgwick – Rafter tiene un volumen de 1 ml, con la base de la célula se divide
en 1000 cuadrados (50 filas por 20 filas), cada uno representando 1/1000 del volumen de la
cámara.
Para obtener un resultado final expresado en las células/L, la siguiente ecuación se utiliza para
calcular el factor de multiplicación (F). F depende del número de cuadrados de la base de la
celda contada durante el análisis (Karlson et al., 2010).
Ejemplos de F para la cámara de Sedgwick – Rafter:
4 líneas (200 cuadrados) están contadas
𝐹 =
1000
200
× 1000 = 5 × 1000 = 5000
50 líneas (1000 cuadrados) o se cuenta todo el portaobjeto.
𝐹 =
1000
1000
× 1000 = 1 × 1000 = 1000
b. Dado que el volumen de una cámara de Palmer – Maloney es de 0,1 ml, se multiplica el
número total por 10 000 para obtener el número de células/L (Karlson et al., 2010).
Por ejemplo: Recuento final en la cámara de Palmer – Maloney es de 200 células.
200 × 10 000 = 2 000 000 cél/L
𝑭 =
𝟏𝟎𝟎𝟎
𝑵ú𝒎𝒆𝒓𝒐 𝒅𝒆 𝒄𝒖𝒂𝒅𝒓𝒂𝒏𝒕𝒆 𝒄𝒐𝒏𝒕𝒂𝒅𝒐
× 𝟏𝟎𝟎𝟎
𝑪é𝒍
𝑳
= 𝑹𝒆𝒄𝒖𝒆𝒏𝒕𝒐 𝒕𝒐𝒕𝒂𝒍 𝒅𝒆 𝒄é𝒍𝒖𝒍𝒂𝒔 × 𝟏𝟎 𝟎𝟎𝟎

83
c. La cámara de Neubauer, el cálculo se realiza del total de las células dividido por el número de
cuadrados grandes contados de 1 mm, para obtener el número promedio de células por
cuadrado. Multiplique este número promedio de células por 10 000 para obtener el número de
células/ml (También puede obtener el número de células por litro, se multiplica el número
promedio de células de los cuadrados grandes por 10 millones) (Karlson et al., 2010).
Por ejemplo: En un total de 200 células en 4 cuadrantes grandes se cuentan:
El número promedio de células contadas = 2000/4 = 50
Cél
ml
= 50 × 10 000 = 500 000
d. La cámara de Utermöhl, los recuentos microscópicos de la concentración o la densidad de
fitoplancton de un volumen de agua deseado (normalmente litros o mililitros) se pueden
lograr utilizando la siguiente ecuación (Karlson et al., 2010).
Donde:
V: Volumen de la cámara de conteo (ml).
At: Área total de la cámara de recuento (mm2
).
Ac: Área contada de la cámara de recuento (mm2
).
N: Número de unidades (células) de determinadas especies contadas.
C: Concentración (densidad) de las especies específicas.
𝑪é𝒍
𝒎𝒍
=
𝑪é𝒍𝒖𝒍𝒂𝒔 𝒄𝒐𝒏𝒕𝒂𝒅𝒂𝒔
𝑪𝒖𝒂𝒅𝒓𝒐𝒔 𝒄𝒐𝒏𝒕𝒂𝒅𝒐𝒔 (𝟏 𝒎𝒎)
× 𝟏𝟎 𝟎𝟎𝟎
𝑪é𝒍
𝑳
= 𝑵 × (
𝑨 𝒕
𝑨 𝒄
) ×
𝟏𝟎𝟎𝟎
𝑽
𝑪é𝒍
𝒎𝒍
= 𝑵 × (
𝑨 𝒕
𝑨 𝒄
) ×
𝟏
𝑽

85
3. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE MICROALGAS
La Organización que describe los procedimientos estandarizados para la recolección de algas del
programa FAN (Floraciones Algales Nocivas), es la UNESCO, que a través de la COI (Comisión
Oceanográfica Intergubernamental), tiene como objetivo promover la investigación científica
marina y los servicios oceánicos pertinentes. El Perú junto con los países del Pacifico Sur
(Ecuador, Colombia y Chile), son miembros de este organismo y comparten información acerca
de los estudios que se realizan en sus respectivos mares (UNESCO, 1996).
Existe una norma del Parlamento Europeo y del Consejo de la Unión Europea denominada
Directiva de Marco del Agua (DMA), por la que se establece un marco de actuación comunitario
en el ámbito de la política de aguas; su objetivo es establecer un marco para la protección de las
aguas continentales, las aguas de transición, las aguas costeras y las aguas subterráneas. La DMA
describe sus protocolos para el muestreo de microalgas (fitoplancton y fitobentos), con el
propósito de prevenir el deterioro adicional, la protección y mejora de los ecosistemas acuáticos,
y la reducción de la contaminación de las aguas subterráneas (Wikipedia/DMA, 2011).
En Perú la institución IMARPE realizó recientemente (septiembre 2010), la actualización del
manual de procedimientos para el muestreo de fitoplancton potencialmente toxico (véase Anexo
IV), con el propósito de mejorar y actualizar las técnicas empleadas en el muestreo y ensayos en
el laboratorio. Para realizarse dicha actualización ha tomado como principales referencia los
manuales e informes realizados por UNESCO, Los métodos estandarizados de la APHA
(American Public Health Association) y los protocolos de la DMA, reemplazando de esta manera
al Manual de Métodos de Ensayo para Mariscos y Aguas – SANIPES (2009).
3.1. PROTOCOLOS DE MUESTREO Y ANÁLISIS DE FITOPLANCTON SEGÚN
UNESCO
La elaboración de este protocolo se ha basado en las investigaciones, experiencias y la
recopilación de datos obtenidos durante la toma de muestra de fitoplancton en el mar, siendo
este, elaborado por personal profesional y técnico de la Comisión Oceanográfica

86
Intergubernamental de la UNESCO; utilizado para determinar la presencia de floraciones de
algas nocivas en el mar.
Este protocolo establece una metodología para el muestreo de fitoplancton en el océano
basándose en el siguiente manual: Manual on harmful marine microalgae. Monographs on
oceanographic methodology – UNESCO, 2003.
3.1.1. PLANEAMIENTO
Según UNESCO (2003), en el programa de monitoreo, el plan de muestreo debe tener en cuenta
lo siguiente:
 No depender de una sola estación.
 Fijar estaciones de muestreo en zonas con variantes marcadas.
 El número de estaciones, en la práctica está supeditado a la capacidad del equipo de
muestreo, al tiempo disponible y a la velocidad con las que puedan ser analizadas las
muestras.
 Establecer el horario de muestreo.
 Para el caso especifico del Programa Nacional de Sanidad de Mariscos, las estaciones están
supeditadas a las consideraciones y particularidades de cada área y/o de zonas de extracción
o producción.
3.1.2. MATERIALES Y EQUIPOS
 Redes estándar de apertura de malla entre 20 y 25 µm.
 Mangueras de 2" de diámetro, transparente y longitud de 30 metros.
 Llaves de compuerta para flujos de agua de doble empate.
 Frascos de 30, 50, 120 y 500 ml de boca ancha, herméticos de plástico.
 Recipientes de plástico de 2 a 5 L.
 Microscopio invertido.
 Columnas y platinas de sedimentación.

87
 Oculares de Whipple.
 Cámaras de Sedgwick – Rafter.
 Formalina o formol neutralizado.
 Lugol acético.
 Lastres de plomo de 5 a 10 Kg.
 Botellas Niskin.
3.1.3. TOMA DE MUESTRA
La frecuencia del monitoreo se establece en el Programa Nacional de Sanidad de Mariscos, con
períodos lo más cortos posibles para una recolecta de información exhaustiva.
3.1.4. REGISTRO DE DATOS
Según UNESCO (2003), las muestras deben estar debidamente etiquetadas y rotuladas para lo
cual se consigna lo siguiente:
 Zona, área, estación y/o punto de muestreo.
 Fecha y hora de colección.
 Profundidad de muestreo.
 Tipo de muestreo (cualitativa o cuantitativa).
 Tipo de muestra (puntual o integrada).
 Nombre de quien toma la muestra.
 Parámetros ambientales.
3.1.5. PROCEDIMIENTO PARA ESTUDIOS CUALITATIVO
3.1.5.1. MUESTRAS COLECTADAS CON RED
La red estándar es la más utilizada para muestreo de plancton cualitativo. Uno de los aspectos
importantes es el tamaño de la malla de la red.

88
3.1.5.2. TOMA DE MUESTRA
Consiste en introducir el muestreador en el agua en forma vertical mantenerla unos segundos y
empezar el izado de la red a cubierta. Utilizando una embarcación, se sitúa en el punto de
muestreo y seguidamente se procede a tomar la muestra; para ello se debe cumplir con lo
siguiente:
 Tener conocimiento de la profundidad del punto de muestreo.
 Verificar las condiciones de la red.
 Contar con un cabo de longitud necesaria para el arriado de la red.
 Considerar que el lastre que va unido a la red debe estar a una altura determinada del fondo,
cuidando de no crear turbulencia y dificulte el muestreo.
 Cerciorarse que el frasco colector este asegurado a la red.
 Bajar el muestreador guardando la verticalidad de este.
 Bajar la red hasta la profundidad convenida y luego izarla efectuándose “el arrastre vertical".
 Ya con la red en cubierta se procede a trasvasar el filtrado obtenido en el frasco o recipiente
colector a otro de igual o mayor capacidad, teniendo en cuenta rotular dicho recipiente con
la información necesaria del punto de muestreo.
 Antes de guardar la red se procede una serie de lavados con agua dulce, para desprender los
organismos que hayan sido atrapados, se pone a secar a la sombra y luego se guarda.
 Hay que evitar que la red este en contacto con grasa y aceite. Los pequeños agujeros pueden
ser reparados temporalmente con cemento líquido, parafina, cera de abeja, etc., y los grandes
deben ser parchados con un pedazo de la misma malla e hilo fino.
3.1.5.3. CONSERVACIÓN
El muestreo con red estándar, proporciona la ventaja de concentrar directamente la muestra, así,
el volumen de muestra estará dado por la capacidad del frasco colector.
Para este caso la muestra obtenida es directamente conservada, siguiendo los mismos pasos
indicados para la muestra cuantitativa.

89
3.1.6. PROCEDIMIENTO PARA ESTUDIOS CUANTITATIVO
3.1.6.1. COLECTA CON MANGUERA
Esta manguera está dividida en secciones de 5 metros, cada sección está dividida con una llave
de compuerta, las cuales se empatan a través de una unión de rosca, siendo cada sección
independiente y desmontable entre sí. En la parte terminal se acopla un lastre para darle
estabilidad y/o verticalidad.
3.1.6.2. TOMA DE MUESTRA
 Se debe tener conocimiento de la profundidad del punto de muestreo.
 Debe establecerse el área libre de muestreo, esto se refiere a la separación entre la superficie
del mar y la altura de la embarcación o punto de ejecución del muestreo.
 Cerciorarse del buen funcionamiento de las llaves del muestreador y el fácil enrosque y
desenrosque de las secciones.
 Bajar el muestreador guardando la verticalidad de este, cerciorarse que las llaves estén
abiertas y a una velocidad tal que el llenado de este sea uniforme y sin turbulencia.
 Llegado a la profundidad requerida para el muestreo se cierra la llave de la superficie, es
decir la llave superior y se procede a izarlo.
 Sucesivamente conforme se va izando el muestreador, también se van cerrando las llaves de
las subsiguientes secciones.
 Ya con el muestreador en cubierta se procede a trasvasar el contenido de cada sección en los
recipientes correspondientes.
 Rotular cada recipiente con la información necesaria del punto de muestreo.
3.1.6.3. CONSERVACIÓN
De cada muestra obtenida, en un frasco de vidrio o plástico de 250 ml, se toma una submuestra y
se procede a fijarla con formol neutralizado o formalina.

90
La fijación con formol se hará agregando un volumen igual al 5 % del volumen total. Un buen
indicador de la presencia en concentración suficiente de formol o formalina es el olor, el cual
delata su presencia a la sola exposición del olfato.
3.1.7. ANÁLISIS Y PROCESAMIENTO DE DATOS
3.1.7.1. ANÁLISIS DE MUESTRAS CUALITATIVAS
 Las muestras obtenidas mediante la red estándar, básicamente no necesitan ser concentradas,
ya que de por sí, la red concentra los organismos al filtrar el agua a través de sí misma.
 De la muestra obtenida se toma 1 ml y se deposita en una cámara Sedgewick – Rafter, se
lleva al microscopio y se procede a su lectura o identificación. La lectura de una muestra
debe ser hasta la identificación total de todas las especies existentes.
 La red de arrastre vertical tiene un gran valor para análisis cualitativos, porque permite
detectar la presencia de especies nocivas a concentraciones muy bajas.
3.1.7.2. ANÁLISIS DE MUESTRAS CUANTITATIVAS
 Las muestras obtenidas, previa homogenización son vertidas en columnas de sedimentación,
luego se tapan en la parte superior y se deja un tiempo determinado según el volumen de la
muestra.
 Seguidamente se sucede al conteo, esta fase se realiza utilizando un microscopio invertido,
para lo cual la muestra obtenida de la sedimentación, se sitúa directamente en el microscopio
y se procede a la lectura.
 De la lectura de la muestra se obtiene la información cuantitativa por especie del
fitoplancton y complementariamente la información cualitativa.
 La importancia fundamental de la aplicación de este protocolo, en especial la parte
correspondiente a la fase de lectura, es que este está dirigido a la determinación y/o
identificación y cuantificación de la presencia de algas potencialmente toxigénicas.

91
3.1.8. ALMACENAMIENTO DE LOS DATOS Y ANÁLISIS DE RESULTADOS
 La identificación se realizará utilizando las claves respectivas.
 A la incertidumbre de identificar una especie, esta será aislada y cultivada para su
identificación y determinar su toxigenicidad.
 Los resultados para el análisis cuantitativo se registrarán en fichas, indicando las especies
toxigénicas presentes y la densidad por especie (células/L).
 Los resultados para el análisis cualitativo se registrará en fichas indicando la presencia de las
especies toxigénicas y su ocurrencia o abundancia.
3.2. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE FITOPLANCTON SEGÚN LA DIRECTIVA
MARCO DEL AGUA
Este protocolo establece una metodología para el muestreo del fitoplancton de lagos y embalses,
dirigida al establecimiento del estado ecológico o potencial ecológico según las directrices de la
Directiva 2000/60/CE.
Su elaboración del procedimiento se ha basado en los contenidos de la reunión de trabajo
efectuada en la Confederación Hidrográfica del Ebro, y en el documento CEN/
TC230/WG2/TG/N83 Water Quality. Standard for the routine analysis of phytoplankton
abundance and composition using inverted microscopy (Utermöhl technique); adaptado por
Vicente et al. (2005).
El protocolo abarca los siguientes temas:
Muestreo del fitoplancton:
 Equipos.
 Técnicas de toma de muestras.
 Conservación /pretratamiento de las muestras.

92
3.2.1. MUESTREO DE FITOPLANCTON
Se presentan las directrices metodológicas para la toma de muestras de fitoplancton, en las aguas
someras y profundas de lagos y embalses.
3.2.1.1. EQUIPOS Y REACTIVOS
 EQUIPOS
Protección personal:
 Botas de pescador.
 Guantes de goma.
 Chaleco salvavidas (muestreo desde embarcación).
Recolección de muestras:
 Botellas de vidrio (125 - 150 ml) (para fitoplancton). Se recomienda que la botella sea
transparente de color ámbar; así se protege la muestra de la luz y se puede apreciar el
color para controlar la decoloración debida a la sublimación del conservante (muestras
con Lugol).
 Frasco de vidrio o plástico (polietileno) con tapón hermético (para fitoplancton de red).
 Botella de plástico de calidad con cierres herméticos para las muestras de agua (análisis
químicos).
 Botella hidrográfica (muestras discretas en profundidad).
 Tubo flexible de plástico lastrado de longitud predeterminada (muestras integradas) o
tubo rígido de hasta 2 m (muestras integradas en aguas someras).
 Red de nylon de 20 μm de apertura de malla (para muestras con red de arrastre
horizontal o vertical); en lagos de aguas ultraoligotróficas pueden requerirse redes de 10
- 15 μm de apertura de malla (y realizarse diversos arrastres preferiblemente verticales)
para obtener unas concentraciones de células adecuadas.
 Disco Secchi.
 Fluorímetro.

93
 Sonda multiparamétrica con sensores de temperatura, turbidez, conductividad, pH y
oxígeno disuelto.
 Aparato de localización geográfica (GPS).
 Neveras, fijadores o conservantes dependiendo del método de extracción a usar.
 Bolígrafo o rotulador permanente (o cualquier otro método para etiquetar las muestras).
Si se usan etiquetas, estas deben ser resistentes a la humedad.
 REACTIVOS FIJADORES
Se usan: Solución de lugol (mezcla de yoduro potásico y yodo) y formaldehído.
 Solución de lugol para periodos de conservación cortos (unos pocos meses, en la oscuridad).
En la norma CEN/TC230/WG2/TG3 adaptado por Vicente et al. (2005) se incluyen dos
formulaciones:
 Solución ácida de Lugol. Disolver 100 g de KI (yoduro potásico) en 1 litro de agua
desmineralizada; añadir 50 g de cristales de yodo y agitar hasta que se disuelvan; añadir
100 g de ácido glacial acético; decantar la solución antes de su uso para eliminar los
posibles precipitados.
 Solución alcalina de Lugol. Se prepara como la anterior, sólo que, en lugar del ácido
glacial acético, se añaden 100 g de acetato de sodio (CH3COO-Na).
 Formaldehído (HCHO) al 2 - 4% (v/v) neutralizado y filtrado. Es algo agresivo con algunas
estructuras celulares, no obstante es adecuado para la conservación permanente de las
muestras. Dada la naturaleza tóxica de esta sustancia, en caso de utilización se deben tomar
precauciones (trabajar en un ambiente bien ventilado, usar guantes y recipientes herméticos).

94
3.2.1.2. PROCEDIMIENTOS DE MUESTREO
 DIRECTRICES PARA LA SELECCIÓN DE ESTACIONES DE MUESTREO Y
PARA LA TOMA DE MUESTRAS
La selección de las estaciones de muestreo tendrá en cuenta aspectos como la morfometría,
profundidad, entrada y salida de flujos, cobertura de vegetación acuática, vertidos puntuales, etc.
La recogida de muestras de fitoplancton se realizará preferiblemente en los mismos puntos en los
que se tomen muestras fisicoquímicas y otras muestras biológicas, para tener la máxima
información posible. En los lagos y embalses profundos es muy importante conocer la estructura
vertical para localizar las discontinuidades e interfases fisicoquímicas y biológicas, y las zonas
de mayor densidad de organismos. Dependiendo del tipo de lagos y/o embalses, y de los recursos
disponibles se pueden plantear diferentes estrategias de muestreo:
a) Muestreo de masas de agua accesibles y no accesibles poco profundas:
En lagos accesibles (< 1,5 m de profundidad) y no accesibles pocos profundos (< 5 m) se
recomienda:
Tabla 9: Muestreo de lagos accesibles y no accesibles poco profundos.
Tipo de lago Número de muestras / tipo Procedimiento
Lagos accesibles y
no accesibles de < 5
m profundidad.
Muestras discretas de
superficie o integradas (si la
profundidad >1 - 2 m), en
varias estaciones de la masa
de agua.
 Tomar las muestras discretas de
superficie en el propio recipiente, unos
25 - 30 cm por debajo de la superficie.
 Tomar la muestra integrada entre la
superficie y 3 m de profundidad (con
un tubo flexible) y añadir una muestra
tomada cerca del fondo (4 - 5 m).
Fuente: Vicente et al., 2005.

95
Número de muestras: Variable según la superficie y morfología de la masa de agua. En general
entre 1 - 3 (lagos pequeños, < 50 ha) y 3 - 5 (lagos grandes, > 50 ha).
Lagos < 50 ha Lagos > 50 ha
XMuestras de superficie o integradas en la
columna de agua.
X Muestras de superficie o integradas en la
columna de agua en algunos puntos.
Fig. 27: Masas de agua accesibles y no accesibles poco profundas (Vicente et al., 2005).
b) Muestreo de masas de aguas profundas:
Para lagos profundos y embalses se seleccionará preferentemente un punto en la zona de máxima
profundidad y se obtendrán varias muestras en el perfil vertical o una muestra integrada
procedentes de la capa trofogénica (y si es posible otros de los niveles metalimnéticos e
hipolimnéticos); si la masa de agua está estratificada, la obtención de suficientes muestras
discretas en el perfil permite obtener una información más detallada del fitoplancton que por
medio de una muestra integrada.

96
Tabla 10: Muestreo de masas de agua profundas – Opción 1.
Lagos de >
5m
profundidad
Embalses.
Opción 1:
Varias muestras discretas distribuidas
en el perfil. En general: Superficie y
Profundidad Disco de Secchi.
Pueden incluirse muestras adicionales
relacionadas con los gradientes
observados en los perfiles realizados
con sonda fluorímétrica o de turbidez
(acumulación de material particulado
o corrientes profundas de densidad).
 Realizar un perfil de temperatura,
conductividad, turbidez, pH, potencial redox
y oxígeno disuelto para identificar el patrón
de estratificación. Medir la profundidad del
Disco de Secchi y la penetración de la luz.
 Tomar las muestras de los diferentes niveles
con botella hidrográfica.
 Alternativamente es recomendable realizar
un perfil con el fluorímetro y planear el
muestreo según las lecturas obtenidas.
Número de muestras /perfil: Mínimo 3 y hasta 5 – 6.
Tabla 11: Muestreo de masas de agua profundas – Opción 2.
Lagos de > 5
m
profundidad
Embalses.
Opción 2:
Muestra integrada entre la superficie y
una profundidad previamente prefijada;
ésta puede ser la correspondiente a la
capa trofogénica (profundidad en la que
se mide el 1% de la luz incidente).
Esta opción solo es aceptable en masas
de agua no muy profundas, y para
perfiles bastante homogéneos; en caso
contrario se pierde detalle en la
información y se dejan sin estudiar las
aguas profundas.
 Realizar un perfil de temperatura,
conductividad, turbidez y oxígeno disuelto
para identificar el patrón de estratificación.
 Medir la profundidad del Disco de Secchi
y realizar perfiles con fluorímetro.
 Tomar la muestra integrada mediante un
tubo de plástico 20 mm de diámetro
convenientemente lastrado, y de longitud
prefijada. Alternativamente, se pueden
mezclar volúmenes iguales de muestras
tomadas con botella hidrográfica en
diferentes niveles.

97
Número de muestras: 1 ó 2 (si se integran las aguas más profundas)
Fig. 28: Muestreo de masas de agua profundas (Vicente et al., 2005).
X Toma de muestras integradas
Fig. 29: Muestreo de masas de aguas profundas y extensas (Vicente et al., 2005).
En lagos profundos de difícil acceso con embarcación, se considera aceptable tomar la muestra
de superficie desde la orilla, utilizando un palo que permita adentrar la botella y recoger plancton
representativo, y no afectado en su composición por las comunidades litorales y/o bentónicas; no
obstante siempre que sea posible es preferible el muestreo desde embarcación neumática.

98
c) Muestreo en masas de aguas profundas y extensas:
En embalses y lagos extensos y con brazos se fijará un punto de muestreo en la zona de la presa
(máxima profundidad) y otros puntos de muestreo repartidos en zonas medias y colas. Esto es
importante en embalses de largo recorrido, o con varios brazos principales, en los que las
características de la masa de agua pueden variar entre la presa y la cola (o colas).
Número de muestras: Entre 3 y 6 por punto de muestreo, o bien 1 – 2 muestras integradas por
punto de muestreo (una de la zona trofogénica y otra de las aguas más profundas).
 PERÍODOS DE MUESTREO Y FRECUENCIA
Según lo acordado en la reunión de expertos, los muestreos se ajustarán a lo indicado en la tabla
12.
Si por razones de limitación de recursos se tiene que realizar un solo muestreo por año los
períodos más significativos son:
 Final del verano para los lagos de zonas altas.
 Primavera - verano para los lagos cársticos y embalses.
 Primavera para los lagos sedimentarios (inicio para los temporales, y final para los
permanentes).

99
Tabla 12: Períodos de muestreo y frecuencia.
Tipos de lagos
Nº muestreos/
año seguimiento
Invierno Primavera Verano Otoño
Aguas ácidas y
aguas alcalinas.
2 – 3
Primavera y verano; muestra adicional otoño.
Cársticos
hipogénicos
pequeños (<50ha) y
grandes (>50ha).
4 – 5
Inicio primavera, primavera-verano y final verano;
adicional otoño (final).
Sedimentarios
permanentes
(profundo no salino,
somero no salino y
profundo salino)
3 – 4
Primavera, verano y otro período escogido a juicio
de experto, según lago.
Sedimentarios
temporales (no
salinos y salinos)
2 – 3
Primavera (inicio) y primavera - verano (antes de
secarse); final invierno al poco tiempo de volver a
llenarse.
Embalses 4 – 5
Fuente: Vicente et al. , 2005.
 DIRECTRICES PARA LA TOMA DE MUESTRAS
Tradicionalmente el fitoplancton se recoge a partir de muestras de agua tomadas en la superficie
y en diferentes profundidades (o bien se compone una muestra integrada). No obstante en estas
muestras no aparecen suficientemente representadas las algas de mayor tamaño (las cuales
suponen una biomasa importante), para las que se realiza un muestreo complementario con red.
Muestreo preferente Muestreo adicional recomendado

100
Muestras para la identificación y recuento de fitoplancton:
 Tomar la muestra directamente y sin filtrar en una botella transparente o color topacio (esto
permite controlar el estado de conservación y la presencia de agregados). No llenar la botella
totalmente sino hasta un 90% para permitir la homogeneización posterior de la muestra.
 Muestras discretas e integradas. Las muestras de superficie se recogerán con el propio
recipiente a 25 – 30 cm por debajo de la superficie. Las muestras de profundidad se tomarán
con una botella hidrográfica (0,5 m de longitud), la cual se desciende hasta la profundidad
deseada y se cierra mediante un mensajero.
Las muestras integradas se tomarán mediante un tubo de plástico flexible de 20 mm de diámetro
lastrado en uno de sus extremos. El tubo se sumerge, se tapa el extremo superior y se sube;
cuando está arriba el extremo inferior se vacía en un recipiente. Este método presenta algunas
dificultades cuando la longitud de muestreo es variable. De forma alternativa se pueden tomar
muestras en diferentes profundidades con la botella hidrográfica y proceder a mezclar todas ellas
para componer una muestra integrada (hay que asegurar que se mezclan volúmenes iguales). En
lagos muy someros se puede tomar la muestra integrada mediante un tubo rígido de metacrilato
de 3 – 5 cm de diámetro y 0,5 – 2 m de longitud (dependiendo de la profundidad del lago).
 Almacenar la muestra a oscuras inmediatamente; mantener en frío si se va a examinar “in
vivo” o bien añadir un conservante si no se va a examinar en poco tiempo. Si no es posible
almacenar las muestras en oscuridad, es preferible usar una botella de vidrio topacio.
Muestras obtenidas con red:
 Se utiliza una red de 20 μm de apertura de malla (aguas ultraoligotróficas, puede requerirse
una malla 10 μm de apertura; de igual modo en aguas muy eutróficas puede utilizarse una
malla de 35 μm), la cual se arrastra en el seno del agua, horizontal o verticalmente
(preferiblemente esta última opción), hasta conseguir un filtrado visible. Estas muestras son
cualitativas y permiten la obtención de un inventario de taxones que complementa el
obtenido en las muestras de botella. No obstante, se puede estandarizar el muestreo de forma
que los resultados sean semicuantitativos (clases de abundancia o porcentaje de abundancia

101
de las diferentes especies). Esto se realiza mediante la estima del caudal filtrado, o bien
realizando recorridos horizontales y /o verticales de longitud prefijada.
 El filtrado se introduce en un recipiente de vidrio o plástico y se mantiene en frío o bien se
añade un conservante.
3.2.1.3. CONSERVACIÓN Y ETIQUETADO DE LAS MUESTRAS
 TÉCNICAS DE CONSERVACIÓN
Las muestras de fitoplancton se deben someter lo antes posible a uno de los siguientes métodos
de conservación.
Muestras en vivo:
Mantener las muestras vivas a oscuras y en nevera, entre 4 y 10ºC. Proceder a enfriarlas
paulatinamente para evitar daños en las células. Si la muestra contiene una elevada densidad de
organismos y/o materia orgánica es conveniente diluir la muestra con agua del propio lugar,
antes de guardarla. El tiempo máximo de conservación es de 12 horas.
Muestras con conservantes:
Los conservantes más utilizados son una solución de Lugol (a razón de 0,5 ml por 100 ml de
muestra) y el formaldehído (2 – 4%). Todas las muestras fijadas se conservarán protegidas de la
luz y en lugar fresco (< 15ºC).
 ETIQUETADO
Todas las muestras y preparaciones deben estar convenientemente etiquetadas de forma que se
identifique un código de la muestra, un código de su procedencia (localización), fecha de
recolección, fijador utilizado y persona o entidad a cargo de la recolección e identificación. El
código de la muestra servirá de enlace en la base de datos. Es importante indicar el tipo de
muestra y el método de recolección (Por ejemplo: Discreta/Botella hidrográfica/10 m de
profundidad; o bien integrada entre 0 y 15 m, tubo; etc.). Se usará un rotulador resistente al agua.

102
3.2.1.4. DIRECTRICES PARA ASEGURAR LA CALIDAD EN LA TOMA DE
MUESTRAS
 Preparar una hoja directriz que resuma de forma clara y didáctica las tareas y procedimientos
a desarrollar en el trabajo de campo.
 Documentar los trabajos y usar hojas de campo previamente preparadas. Indicar la
localización de las estaciones de muestreo (coordenadas GPS y profundidad, tipo de muestra
(discreta o integrada) y demás datos de interés (profundidad del Disco de Secchi, y otros
datos ﬁsicoquímicos que deben ser totalmente ﬁables) (véase Anexo II).
3.3. PROTOCOLOS DE MUESTREO DE FITOBENTOS SEGÚN LA DIRECTIVA
MARCO DEL AGUA
Este procedimiento establece un método para el muestreo de las diatomeas epilíticas y epifíticas
utilizadas para evaluar la calidad del agua de ríos y lagos. Los datos obtenidos mediante este
método son los más apropiados para obtener los índices de calidad del agua basados en la
abundancia relativa de los taxones.
La elaboración del procedimiento se ha basado en los siguientes documentos: Norma CEN /TC
230 EN 13946:2003; Protocolo de la Agencia Catalana del Agua para la evaluación de la calidad
biológica de los ríos mediante diatomeas (2003); Protocolo para la recolección de muestras de
diatomeas bentónicas en humedales continentales (MMA, 2002); adaptados por Cambra et al.
(2005).
El procedimiento incluye directrices metodológicas para:
 Identificar el equipo de muestreo requerido.
 Seleccionar los puntos de muestreo en ríos y lagos.
 Seleccionar el sustrato a muestrear.
 Recoger la muestra en los sustratos.
 Conservar la muestra.

103
3.3.1. EQUIPOS Y REACTIVOS
 EQUIPOS DE MUESTREO
Protección personal:
 Botas de pescador.
 Guantes de goma (especialmente en aguas sospechosas de contaminación).
Recolección de muestras:
 Cepillo de dientes duro (u otro instrumento similar), cuchillo o navaja.
 Raspador con aza de mango largo (muestreo para superficies duras verticales).
 Cuadrante para fijar la superficie de muestreo sobre las piedras.
 Frasco de vidrio o plástico (polietileno) con tapón hermético.
 Bolígrafo o rotulador permanente (o cualquier otro método para etiquetar las
muestras). Si se usan etiquetas, estas deben ser resistentes a la humedad.
 REACTIVOS FIJADORES
Son necesarios para detener la división celular de las diatomeas y la descomposición de la
materia orgánica. No es necesario añadir un conservante si la muestra se procesa pocas horas
después de su recogida, siempre que ésta se conserve a baja temperatura (4 ºC) y a oscuras.
En caso de conservar las muestras se recomienda usar formaldehído tamponado o etanol,
especialmente para períodos largos de conservación de las muestras; las muestras en
formaldehído pueden conservarse durante meses o años, siendo recomendable añadir más
conservante en períodos de conservación superiores a 6 meses – 1 año.
a) Solución tamponada de formaldehído (HCHO) al 4% v/v: Diluir una solución stock de
formaldehído al 4% en una solución tamponada de pH 7 (la solución tampón se requiere para
prevenir la disolución de los frústulos). Entre los tampones más indicados se encuentra
HEPES (N-2- hidroximetilpiperazina-n-2-ácido sulfónico), borato y hexametileno-tetramina.

104
Se recomienda una solución final entre el 1% y el 4% (v/v) (la cantidad necesaria dependerá
de la cantidad de materia orgánica presente en la muestra).
b) Etanol 70% (C2H5OH): Puede utilizarse para este propósito.
3.3.2. PROCEDIMIENTO DE MUESTREO
3.3.2.1. SELECCIÓN DEL PUNTO DE MUESTREO
Debe seleccionarse un segmento del río o del litoral del lago donde puedan encontrarse los
sustratos adecuados para la toma de muestras. Como norma general, debe tener unos 10 m de
largo, aunque longitudes superiores podrían ser apropiadas dependiendo de la uniformidad física
del río y de la disponibilidad de sustrato.
Tiene que hacerse una descripción detallada del lugar de muestreo: localización, anchura,
profundidad, tipo de sustrato, presencia y abundancia de macrófitos, grado de sombra, y otros
datos de interés ecológico. También se recomienda hacer una fotografía. Toda esta información
es valiosa para la interpretación de los resultados y facilita el trabajo de los siguientes muestreos.
3.3.2.2. SELECCIÓN DE SUSTRATO
La selección del sustrato es un paso importante ya que las diatomeas se pueden encontrar en
muchas superficies sumergidas, y la composición de las comunidades halladas puede variar en
función del sustrato escogido. Por esta causa se deben establecer criterios de selección del
sustrato a muestrear. Como criterio general, es recomendable muestrear las comunidades
(superficies parduzcas resbaladizas) que se desarrollen sobre substratos duros estables situados
en zonas sumergidas del lecho fluvial o del litoral de lagos como: rocas, piedras, y cantos
rodados de un tamaño mínimo de 10 x 10 cm. En caso de no encontrarse este tipo de sustrato, se
puede tomar la muestra en estructuras construidas por el hombre como pilares de puentes o
paredes de infraestructuras hidráulicas, siempre y cuando no estén hechos de madera, ya que la
materia orgánica puede descomponerse favoreciendo la presencia de determinadas especies.

105
También puede muestrearse sobre otras superficies artificiales como ladrillos o tejas, si podemos
garantizar su presencia en el agua durante al menos cuatro a ocho semanas; en general, un lapso
de tiempo de dos meses se considera suficiente para que la comunidad de diatomeas sea madura;
no obstante este tiempo puede variar según las condiciones ecológicas.
Si dominan la arena o limos pero existe más de un 10% del total del sustrato que sean rocas o
piedras, se escogerán preferentemente las rocas o piedras como sustrato a muestrear. Si
únicamente existen arenas, limos o plantas acuáticas, se recogerán las muestras de aquellos que
sean característicos del punto de muestreo.
En tramos fluviales profundos y en lagos pueden muestrearse los tallos de los helófitos o bien
substratos rocosos. Para uniformizar el muestreo se recomienda muestrear siempre las mismas
especies o grupos morfológicamente similares; también pueden usarse sustratos artificiales
introducidos en zonas seleccionadas.
3.3.2.3. DIRECTRICES PARA LA TOMA DE MUESTRA
En la toma de muestras tener en cuenta las siguientes indicaciones generales:
Ríos
 Evitar muestrear sustratos procedentes de zonas muy sombreadas, a no ser que esta sea la
característica distintiva del punto a evaluar.
 Evitar tomar sustratos de zonas emergidas o que presumiblemente lo hubieran estado en
algún momento reciente.
 Evitar tomas de sustratos en áreas demasiado cercanas a las orillas, y obtenerlas
principalmente del punto medio del río, en zona de corriente.
 Evitar zonas debajo de puentes o recientemente afectadas por obras de ingeniería o de
alteración de lecho fluvial.
 Evitar las pozas y los tramos de escasa corriente en las que suele haber deposición de limos
y de detritos lo que limita la colonización de las diatomeas epilíticas; tampoco son
recomendables las zonas de excesiva corriente (rápidos).

106
Lagos
 Evitar tomar sustratos en áreas presumiblemente inundadas recientemente (menos de 4 – 6
semanas).
 Evitar tomar sustratos de zonas emergidas o que presumiblemente lo hubieran estado en
algún momento reciente.
3.3.2.3.1. PROCEDIMIENTOS PARA LA TOMA DE MUESTRA EN RÍO
A) SUPERFICIES DURAS NATURALES MÓVILES
Las piedras y cantos rodados son el sustrato más idóneo. Seguir el siguiente procedimiento:
 Seleccionar como mínimo 5 piedras o bien hasta 10 si sólo existen piedras pequeñas o
guijarros. Asegurarse que las piedras se extraen de las zonas adecuadas (inundadas
permanentemente, en zonas soleadas y con aguas corrientes si las hay).
 Para realizar el muestreo, es conveniente situarse en el punto de máxima corriente (si es
posible) e ir recorriendo el río a contra corriente (aguas arriba), para minimizar el efecto de
contaminación de las muestras.
 Eliminar cualquier tipo de contaminación adherida a los sustratos (detritus orgánicos)
limpiando un poco la superficie en la corriente de agua. Si el sustrato está recubierto de
algas filamentosas se intentarán desprender éstas, tanto como sea posible, antes de tomar la
muestra (siempre es preferible evitar los sustratos recubiertos de algas filamentosas).
 Cepillar (o raspar con navaja) la superficie superior de los sustratos, evitando así las
superficies de erosión y sedimentación. Limpiar una zona aproximada de cómo mínimo 10
cm2
por piedra (20 cm2
si se toman 5 piedras). La superficie total de muestreo será de unos
100 cm2
.
 Introducir el cepillo (o la hoja de la navaja) en el frasco de la muestra que previamente se
habrá aclarado y contendrá unos 50 ml de agua (El agua de la muestra puede tomarse del río
o preferiblemente ser agua embotellada). Agitar suavemente para permitir la transferencia de
las diatomeas. El agua de la muestra se tornará turbia y de color marrón.
 Aclarar con abundante agua del río el cepillo o instrumento usado para tomar la muestra.

107
 Proceder a etiquetar y conservar la muestra.
B) SUPERFICIES VERTICALES DE INFRAESTRUCTURAS ARTIFICIALES
En ríos profundos y navegables pueden muestrearse las paredes verticales sumergidas de
infraestructuras hidráulicas. El procedimiento recomendado es:
 Usar un rastrillo con aza de mango largo, lo que permite recoger el material que se
desprende al pasar esta herramienta sobre la superficie a muestrear. Este rastrillo puede
disponer de una red que recoja el raspado; no obstante esta técnica presenta un riesgo
elevado de contaminarse con diatomeas planctónicas.
 Tomar la muestra a 30 cm por debajo del nivel del agua para evitar la zona influida por la
fluctuación del nivel de agua y del oleaje.
 Limpiar, aproximadamente, una superficie de 10 cm2
por zona de la superficie a muestrear.
Proceder a extraer el material retenido en la red e introducir éste en el recipiente de la
muestra. Repetir el procedimiento tres veces como mínimo.
 Etiquetar y conservar la muestra.
C) VEGETACIÓN ACUÁTICA
En tramos leníticos de ríos con abundante crecimiento de vegetación acuática se puede muestrear
la comunidad de diatomeas epifíticas que se encuentra en macrófitos y macroalgas sumergidas
y/o las partes sumergidas de helófitos. No obstante algunos expertos consideran inadecuado este
tipo de sustrato por ser determinante del tipo de comunidad de diatomeas que aparece, siendo
preferible limitar el muestreo del epiliton en substratos duros artificiales o naturales. En todo
caso se indican los procedimientos de muestreo:
Macrófitos y macroalgas sumergidos:
 Recoger la planta entera (si es pequeña) o bien cortar una parte utilizando un cuchillo o
navaja; guardar la planta (o su parte) en una bolsa de plástico. Coger 5 réplicas. Se evitarán
las partes sumergidas de las hojas flotantes por no recibir luz directa.

108
 En el laboratorio remover o agitar las plantas enérgicamente, durante 2 minutos, en un vaso
de precipitados grande que contenga agua destilada (Zimba, 1997; citado por Cambra et al.,
2005) para extraer todas las diatomeas adheridas. Sacar los macrófitos del vaso de
precipitados, y dejar que las diatomeas sedimenten; extraer el sobrenadante y conservar la
muestra de diatomeas según se requiera.
 En el caso de algas filamentosas, es preferible evitar su muestreo ya que las diatomeas
aparecen dominadas por Cocconeis, y su valor indicador se reduce. En todo caso también es
posible escurrir una pequeña cantidad de ellas y recoger la suspensión resultante en el frasco.
Macrófitos emergentes:
Las muestras sólo pueden tomarse sobre macrófitos emergentes que contengan porciones que
permanezcan permanentemente sumergidas, pero que no estén contaminadas por sedimentos del
fondo.
 Cortar los tallos por debajo del nivel del agua. Para ello, cortar el tallo al nivel del agua;
poner una botella de plástico o de vidrio boca abajo en la parte sumergida del tallo. Cortar el
tallo hasta la boca de la botella, después girar la botella con el tallo dentro y cerrar.
 En el laboratorio sacar las diatomeas de los tallos agitándolos con cuidado en la botella.
D) SUSTRATOS ARTIFICIALES
Son preferibles sustratos con superficies heterogéneas (tejas, cuerdas de propileno deshilachadas)
a las superficies lisas (portaobjetos de vidrio). Deben dejarse en el río el tiempo suficiente para
asegurar que la comunidad esté madura. Como mínimo se recomiendan 7 – 8 semanas, pero el
período de exposición depende de las condiciones ambientales, así los períodos de exposición
podrían ser más largos bajo algunas circunstancias (ej. condiciones muy oligotróficas, bajas
temperaturas, mucha sombra). Debe cuidarse que el diseño y la ubicación de los sustratos
introducidos no interfieran con las actividades legítimas de los usuarios del río. Tienen que
colocarse réplicas extras, para compensar las posibles pérdidas por crecidas. Cuando se utilicen
sustratos para realizar estudios en el mismo curso de agua, es importante que todos los sustratos
estén expuestos a las mismas condiciones, así como también es necesario que el período de

109
exposición y la fecha de inicio de la introducción del sustrato sea el mismo. Para el etiquetado y
el transporte al laboratorio.
3.3.2.3.2. PROCEDIMIENTO PARA LA TOMA DE MUESTRAS EN LAGOS Y ZONAS
HÚMEDAS
Se pueden usar los mismos métodos que se describen para los ríos. No obstante en el litoral de
lagos y en zonas húmedas puede existir una cierta dificultad en encontrar rocas o piedras para
muestrear las diatomeas. Por el contrario abundan gravas y limos, y en la mayoría de ellos la
vegetación acuática.
De cara a uniformizar el muestreo se recomienda el muestreo en los tallos de los helófitos
sumergidos. Para ello deben cortarse los tallos de los helófitos que permanecen bajo el nivel del
agua y fragmentarlos en porciones de unos 10 cm de longitud (no deben incluirse en la muestra
fragmentos contaminados por los sedimentos del fondo ni que presumiblemente hubieran estado
emergidos recientemente); estas porciones se introducen en el frasco o botella y se cubren de
agua. Posteriormente se limpian los tallos agitándolos con suavidad.
3.3.2.4. CONSERVACIÓN Y ETIQUETAJE DE LAS MUESTRAS
Una vez tomada cada muestra se procederá a su etiquetado. Se usará un rotulador resistente al
agua, y se indicará un código identificador del muestreo, un código de la estación de muestreo, la
fecha de la recolección, los sustratos de los que procede y el fijador utilizado. Se procederá a
conservar la muestra. Las muestras deben guardarse en un lugar oscuro y fresco durante el
trayecto hasta el laboratorio.
3.3.3. DIRECTRICES PARA ASEGURAR LA CALIDAD EN EL MUESTREO
 Preparación de un plan de muestreo específico para los diferentes tipos de ríos y lagos.
 Elaborar hojas directrices que resuman de forma clara y didáctica las tareas y
procedimientos a desarrollar.

110
 Formar al personal a cargo del muestreo, de forma específica para cada proyecto.
 Documentar los trabajos y usar hojas de campo previamente preparadas. Indicar la
localización de la estación de muestreo (coordenadas GPS y esquema del tramo), el número
de sustratos muestreados y sus características (tipo, tamaño) y demás datos de interés (grado
sombra, velocidad del agua, análisis fisicoquímicos, etc.) (véase Anexo III).
 Aportar documentación fotográfica de las estaciones de muestreo y detalles de los
recubrimientos de microalgas observados. La comparación de fotos realizadas en diferentes
años será de gran ayuda para la identificación de tendencias.
Fig. 30: Toma de muestras de diatomeas bentónicas (Cambra, 2005)
Selección de un tramo bien iluminado y en zona de
corriente
Escoger piedras y cantos rodados
sumergidos
Cepillar la superficie del sustrato;
limpiar el cepillo en el recipiente
con agua

111
CONCLUSIONES
 Se identificaron los distintos accesorios necesarios para realizar el muestreo cualitativo y
cuantitativo de microalgas.
 En la colecta con redes y recipientes captadores, es preferible que el arrastre se realice de
forma vertical en zonas someras y profundas; ya que se obtienen muestras a diferentes
profundidades de la columna de agua. Además, permite detectar la presencia de especies
nocivas a concentraciones muy bajas.
 Se conocieron los protocolos de Organismos Internacionales (UNESCO y DMA), los que
sirvieron como referencia para la actualización del manual de procedimientos de muestreos
establecidos por IMARPE.
 Los protocolos estandarizados son importantes para mejorar la calidad de los resultados al
momento de analizarlos en el laboratorio.
 En el Perú, no se disponen de protocolos completos y específicos con respecto a la toma de
muestra de perifiton (fitobentos).
 Las microalgas citados por la literatura como las más abundantes en el mar, son los
dinoflagelados y diatomeas, y en aguas dulceacuícolas son las diatomeas.

112
RECOMENDACIONES
 Se recomienda, al momento de realizar una colecta de microalgas en el mar, seguir con los
lineamientos establecidos en el manual de IMARPE, con el fin de que los resultados que se
obtengan sean más exactos y puedan compararse con otras investigaciones.
 Se recomienda realizar un protocolo específico para el muestreo de perifiton, en el Perú,
para evaluar la calidad del agua de manera bilógica en ríos, lagos y lagunas.
 Se recomienda que se utilice una combinación de métodos de muestreo (cualitativo y
cuantitativo) para obtener todos los tamaños de microalgas.
 Se recomienda para el muestreo cuantitativo de forma vertical, en zonas someras (15 – 20
m) de mares y lagos, el uso de mangueras, debido que es un método sencillo y económico
y se pueden obtener muestras a diferentes profundidades.
 Se recomienda realizar posteriormente al muestreo un análisis, para determinar la variedad
y cantidad de microalgas presentes en dicho cuerpo de agua.
 Se recomienda utilizar para el análisis cuantitativo y cualitativo, el método de Utermöhl, ya
que es el más completo.

113
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120
ANEXO I: TÉCNICAS GENERALMENTE ADECUADAS PARA LA PRESERVACIÓN DE
MUESTRAS – ANÁLISIS BIOLÓGICOS
Parámetro a
ser
analizado
Tipo de recipiente
P = Plásticos (PVC,
Polietileno, PTFE, PET).
V = Vidrio
VB = Vidrio
Borosilicato.
Técnicas de preservación
Lugar del
análisis
Máximo
tiempo de
preservación
recomendad
o antes del
análisis
Comentarios
Norma
ISO
Perifiton V
Adición de 1parte por volumen de
solución de Lugol por 100 partes por
volumen de muestra (la solución
Lugol: 20 g de yoduro de potasio y 10
g de yodo por litro, almacenado en un
recipiente de vidrio oscuro.
Laboratorio 1 año
Almacenar las
muestras en la
oscuridad.
ISO 7828
ISO 8265
ISO 9391
Fitoplancton V Véase Perifiton Laboratorio 1 año
Almacenar la
muestra en la
oscuridad.
Zooplancton V
Adición de formaldehido al 40% (v/v)
para dar 4% (v/v) de formalina, o
adición de solución de Lugol como
para el Perifiton.
Laboratorio 1 año
Si hay
decoloración puede
ser necesario
agregar más
solución de Lugol.
Masa fresca
y seca
Perifiton
Fitoplancton
Zooplancton
P o V Enfriar entre 2°C y 5°C
En el lugar de
muestreo o el
laboratorio.
24 h
No congelar a -
20°C. el análisis
debe hacerse en
cuanto sea posible
o antes de las 24 h.
FUENTE: NTP-ISO 5667-3:2001

121
ANEXO II: HOJA DE MUESTREO DE FITOPLANCTON
Estación: Localidad: Fecha: Hora:
Código masa de agua: Coordenadas:
X: Y:
Técnico:
Tipo:
Condiciones meteorológicas: Color del agua y aspecto:
Sol Parcial nublado Total nublado Lluvia Viento Dirección
Profundidad D. Secchi: Grosor capa tropogénica: Clorofila (volumen filtrado):
Muestras de fitoplancton / clorofila discretas (indicar profundidad)
1: 2: 3: 4: 5: 6:
Muestras de fitoplancton / clorofila integrada (indicar profundidad inicio y final):
Prof.
(m)
Temp.
°C
Conductividad pH
Turbidez
NTU
Oxigeno dis.
mg/L
Observaciones
0
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
11
12
13
14
15
16
17
18
19
20
21
22
23
24
25
26
27
28

122
ANEXO III: HOJA DE CAMPO DE FITOBENTOS
N° Estación
Código masa de agua
Tipo
UTM
Ancho aprox. (m):
Profundidad aprox. (cm):
Características Hidromorfológicas:
Velocidad de la corriente
Muy rápida
Rápida
Lenta
Agua estancada
Tipo cauce
Recto
Curvado
Sinuoso
Meandriforme
Anastomosado
Otros
Vegetación acuática
Ausente
Presente:
< 10%
10 – 50%
> 50%
Porcentaje de sombra en el cauce
Sombreado con ventanas
Totalmente en sombra
Grandes claros o expuestos
Tipo de sustrato (dominancia de)
Rocas
Rocas con presencia de cantos rodados
Cantos rodados con algunas rocas
Cantos rodados
Cantos rodados y arena gruesa
Cantos rodados pequeños y arena fina
Arena gruesa
Arena fina
Macrófitos o algas filamentosas
Otros
Esquema del tramo
Características Fisicoquímicas:
Transparencia del agua
Fondo visible
Poco visible
Algo turbio
No visible
Temperatura del agua (°C):
pH:
Conductividad (µs/cm):
Oxigeno disuelto:
Uso del entorno:
Agrícola
Ninguno
Ganadero Industrial Recreativo Urbano Servicios
Impactos:
Puente
Áridos
Pantano
Vertidos
Azud
Dragados
Aforo
Otros
Canal Dique
Río
Localidad
Técnico
Fecha
Hora
mg/l
%sat

141
ANEXO V: DIFERENCIAS DE LAS CÁMARAS DE RECUENTO
Cámara de Recuento Sedgewick-Rafter Palmer-Maloney Neubauer
Campo de aplicación
Cultivos y un gran número de
células.
Cultivos y altas densidades de células
como en las condiciones de floración.
Cultivos y concentraciones de células
extremadamente altas.
Rango de Detención 1,000 Cél./L Limite de detención 10,000 Cél./L 10,000,000 Cél./L
Ventajas
Una rápida estimación de las
concentraciones de células.
Una rápida estimación de las altas
concentraciones de células.
Una rápida estimación de las muy
altas concentraciones de células.
Inconvenientes
Resultado preciso sólo cuando la
muestra contiene altas densidades de
células de fitoplancton.
muestra contiene densidades muy
altas de células
muestra contiene densidades
extremadamente altas de células.
Tipo de formación
necesaria
Método fácil de aprender y usar.
Taxonomista altamente capacitado
necesario para la verificación y la
identificación de especies.
Equipo esencial
Microscopio Compuesto,
Cubreobjetos, Pipetas, Portaobjetos
de Sedgewick-Rafter.
Microscopio Compuesto,
Cubreobjetos, Pipetas, Portaobjetos de
Palmer-Maloney.
Microscopio Compuesto, Pipetas,
Portaobjetos con cubierta de vidrio de
Neubauer.
Costo del equipo
Microscopio compuesto: $ 3,250 US
Portaobjetos de Sedgewick-Rafter:
Plexiglás: $ 65 US
Vidrio: $ 213 US
Portaobjetos de Palmer – Maloney:
Cerámica: $ 80 US
Acero inoxidable: $ 230 US
Portaobjeto de Neubauer:
$ 230 US
Costo por muestra $1.3 US $1.3 US $1.3 US
Tiempo de
procesamiento / Muestra
20 min. 5 min 5 min
Tiempo de análisis /
Muestra
Esto depende de la densidad de la
muestra.
Depende de la densidad de la muestra.
10 – 30 min. /muestra.
Depende de la densidad de la muestra.
< 20min /muestra.
Muestra / rendimiento /
persona / día
Esto depende de la densidad de la
muestra.
14 – 20 o dependiendo de la especie,
objetivo y la densidad de la muestra.
< 30 o dependiendo de la especie y el
objetivo.
Fuente: Verlecar and Desai, 2004.

142
MÉTODO UTERMÖHL
Campo de aplicación Costo por muestra
Análisis de fitoplancton cualitativo y cuantitativo. $ 4.00 US
Rango de Detención Tiempo de procesamiento / Muestra
Depende del volumen de la muestra establecida.
Contando todas las células en una cámara de 50 ml
dará un límite de detección de 20 cél. /L.
De la aplicación 10 minutos para el llenado y
montaje de la cámara de sedimentación.
3 – 24 horas tiempo de sedimentación en
función al volumen y tipo de análisis.
Ventajas Tiempo de análisis por muestra
Análisis cualitativo y cuantitativo. Identificación y
cuantificación de especies múltiples o individuales.
Detección de especies dañinas.
2 – 10 horas o dependiendo del tipo de muestra
y análisis.
Inconvenientes Muestra / rendimiento / persona / día
Este es un análisis que requiere de tiempo y personal
capacitado. Tiempo de sedimentación impide el
análisis inmediato de la muestra. El Picoplancton no
se analiza mediante el método Utermöhl.
1 – 4 o dependiendo del tipo de la muestra y
análisis.
Tipo de formación necesaria Número de muestras procesadas en paralelo
Para el análisis se requiere de capacitaciones
continuas durante años y con un conocimiento
profundo de la literatura taxonómica.
Una por análisis.
Equipo esencial Salud y cuestiones de seguridad
Microscopio invertido, cámaras de sedimentación,
cámara de microscopio, literatura taxonómica,
equipo de epifluorescencia y un programa de conteo
(software).
Para el análisis tiene que estar sentado y
mirando por el ocular del microscopio; es
cansador para los ojos, cuello y hombros.
Descanso frecuentes son necesarios.
Si se utiliza como agente de conservación el
formol, se deben tomar las medidas necesarias
de seguridad para proteger su salud.
Costo del equipo
Microscopio invertido: $ 11,000 – 70,000 US
Cámara de sedimentación: $ 200 US
Cámara de microscopio: $ 4,300 – 11,000 US
Equipo epifluorescente: $ 1,400 – 4,300 US
Programa de conteo: $ 700 – 7,000 US
Fuente: Verlecar and Desai, 2004.

143
GLOSARIO
Aguas Abajo: Dirección en el sentido de la corriente del agua. Aguas situadas exactamente más
abajo.
Aguas Arriba: En dirección opuesta a la corriente principal. Posición superior de una masa de
agua con respecto a un punto de una corriente.
Aguas Someras: Agua de tan baja profundidad que la topografía del fondo.
Autótrofo: Organismo capaz de sintetizar sus metabolitos esenciales a partir de sustancias
inorgánicas.
Biomasa: Peso vivo o el peso total de la materia viva en una superficie determinada. Expresada
en peso por unidad de área o de volumen.
Biovolumen: Expresión del volumen total que ocupa la biomasa algal, obteniendo como el
sumatorio de los volúmenes de todas las células que aparecen en el recuento.
Capa Tropogénica: Capa superficial de un cuerpo de agua en la cual la producción orgánica se
realiza a partir de sustancias, minerales, tomando como base la energía luminosa.
Clorofila: Pigmentos fotosintéticos.
Columna de Agua: Es una columna conceptual de agua desde la superficie hasta los sedimentos
del fondo.
CTD: Es un equipo que mide la Temperatura, conductividad, salinidad y densidad en función de
la profundidad
Disposición Espacial: Como se ubican los individuos en el espacio.

144
Distribución de Poisson: Distribución aleatoria de números de partículas en suspensión cuando
una muestra es mezclada perfectamente.
Ecosistema Dendrítico: No tiene una orientación definida es de forma variable y ramificado.
Ecosistemas Lenticos: Es de agua quieta o de escaso caudal como en los lagos, estanques,
pantanos y embalses.
Ecosistemas Loticos: Sistema de agua corriente como en los ríos, arroyos y manantiales.
Embalse: Acumulación de agua (artificialmente) producida por una obstrucción en el lecho de
un río o arroyo que cierra parcial o totalmente su cauce.
Entomostráceo: Crustáceo acuático pequeño, que incluye copépodos, ostrácodos, entre otros.
Eutrófico: Perteneciente o característico de los cuerpos de agua que contienen abundante
materia nutritiva disuelta.
Fitobentos: Organismos autótrofos que viven asociado a cualquier sustrato del fondo del
ecosistema acuático. Incluye cianobacterias, microalgas, macroalgas y macrófitos.
Flagelo: Un flagelo es un apéndice movible con forma de látigo presente en muchos organismos
unicelulares y en algunas células de organismos pluricelulares.
Fluorocitometria: Referido al análisis de pigmentos de las algas, es una técnica que permite su
identificación, a partir de su fluorescencia.
Fotoautótrofos: Organismos que obtienen su energía metabólica de la luz por procesos
fotoquímicos.

145
Helófitos: Plantas anfibias con la parte inferior sumergida en el agua.
Lago Distróficos: Lago donde el agua es acida, café, con vegetación muerta, que no se
descompone pero se sedimenta en el fondo para formar turba.
Macrófitos: Vegetales acuáticos visibles a simple vista, entre las que se encuentran plantas
vasculares, briofitos y macroalgas.
Mesotrófico: Aguas que tienen niveles intermedios de minerales requeridos por las plantas
verdes.
Microplancton: Organismos planctónicos pequeños de 20 y 200 µm. La mayoría de las formas
fitoplanctonicas están incluidas dentro de este grupo, junto con el nanoplancton.
Microscopio Invertido: Microscopio óptico que presenta los objetivos situados bajo la platina, y
la fuente de iluminación en posición superior; se usa para la determinación y recuento de
fitoplancton.
Muestra: Organismo o conjunto de organismos tomados como representantes de una población
o de su ambiente. Las muestras son seleccionadas al azar sin tener en cuenta su calidad.
Muestreo: Acción que consiste en tomar un volumen considerado como representativo de un
cuerpo de agua a fin de examinar diversas características definidas.
Nanoplancton: Plancton de tamaño entre 5 y 20 µm. incluye a muchos dinoflagelados y a las
diatomeas pequeñas.
Oligotrófico: Es un cuerpo de agua con baja productividad primaria, como resultado de
contenidos bajos de nutrientes. Estos lagos tienen baja producción de algas, y consecuentemente,
poseen aguas sumamente claras.

146
Picoplancton: Fracción del fitoplancton constituidos por organismos entre 0,2 y 2 µm. Estos
incluyen picoeucariotos y cianobacterias.
Protocolo: Conjunto de procedimientos específicos establecidos en una metodología.
Taxón: Categoría taxonómica, por ejemplo familia, genero o especie.
Termoclina: Es una capa dentro de un cuerpo de agua o aire donde la temperatura cambia
rápidamente con la profundidad o altura.
Termohalina: Perteneciente tanto a temperatura como a salinidad. Ejemplo, circulación
termohalina.
Transectos: Línea diseñada que contiene varios sitios de muestreo hidrográfico, a lo largo de la
cual se pueden graficar y analizar los datos resultantes en forma individual o conjunta.
Ultraplancton: Células fitoplanctonicas entre 2 y 5 µm. En esta categoría están los flagelados
muy pequeños y las cianobacterias.
Unidad Muestral: Esta definido generalmente de acuerdo con el instrumento disponible a
colectar que puede ser una botella muestreadora o una red de arrastre.
Universo Muestral: Es el conjunto de todas las posibles unidades de muestreo que comprenda la
población que se va a tratar.
Zona Eufótica (Fótica): Capa de agua que recibe luz para la fotosíntesis, generalmente entre
una profundidad de 80 a 200 m a nivel oceánico, dependiendo del ángulo de incidencia de la luz,
nubosidad y materiales en suspensión.

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