1. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
ANEXO 2
PROTOCOLO PARA LA DELIMITACIÓN ESPACIAL DE LA MOSCA DEL
VINAGRE DE ALAS MANCHADAS (Drosophila suzukii Matsumura)
Fecha: Noviembre de 2011

2. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
1.- Antecedentes
La mosca del vinagre de alas manchadas (Drosophila suzukii M.) fue observada por
primera vez en Honshu, Japón en 1916. También se encuentra en algunas partes de
China, India, Tailandia y Corea, y se ha establecido en Hawai desde 1980. Su presencia
ha sido confirmada en Estados Unidos de América en los estados de Oregón, Columbia
Británica, California, Washington (Bolda, 2009), en la Florida se encontró por primera vez
a finales del 2009, después en julio en Carolina del Norte, Carolina del Sur y Virginia y en
Michigan en Septiembre del 2010.
En este país sido reportada afectando frutos de cerezas, frambuesas, zarzamoras,
arándanos y fresa (Bolda, 2009; Dreves et al., 2009). En Japón, se ha reportado en uva,
cereza, manzana, durazno, ciruela, caqui y Rubus spp. En la actualidad, también es una
plaga en arándanos en Japón (Uchino, 2005).
Los daños se producen cuando las hembras adultas, insertan su ovipositor cortando la
piel de sus hospedantes para ovipositar en el fruto; el daño más importante es causado
cuando las larvas emergen del huevo y comienzan a alimentarse de la pulpa del fruto;
aproximadamente a los dos días se colapsa la parte de alrededor del fruto donde la larva
se alimenta tornándose de color café. De la zona blanda (colapsada) sale un exudado,
siendo estas zonas muy susceptibles a ser infectadas por hongos y bacterias que
provocan infecciones secundarias, las cuales pueden contribuir a un daño mayor (Dreves
et al., 2009; Caprile et al., 2010)
En México se cultivan varios hospedantes de esta plaga entre los que destaca la vid para
vino y de mesa con un total de 27,872.36 hectáreas distribuidas en ocho estados
productores. Para el último ciclo agrícola 2009 el valor de la producción de uva (vino y
mesa) alcanzó los 49 mil 143 millones 364 mil 900 pesos y la producción total alcanzó las
274,828.13 toneladas; los tres estados principales con mayor producción son: Sonora,
Zacatecas y Baja California (SIAP, 2011).
La fresa se tiene establecida en una superficie de 6,555.41 hectáreas, en 2010 la
producción alcanzo un total de 226,657.28 toneladas con un valor de 21 millones 26 mil
779.20 de pesos, mientras que las frutillas (zarzamora y frambuesa) se cultivan en una
superficie de 9,404.02 hectáreas, con una producción de 69,376.75 toneladas y un valor
de 20 millones 908 mil 577 pesos (SIAP, 2011).
1.1 Biología e identificación de D. suzukii
En condiciones optimas, en un año pueden ocurrir alrededor de 13 generaciones. El ciclo
de vida puede durar de 8 a 14.5 días, la etapa de adulto dura entre 3 y 9 semanas, cada
hembra puede depositar de 7 a 16 huevos por día y tiene una fecundidad de 384 huevos
durante toda su vida; en cerezas por cada fruto ovipositan 2.7 huevos en promedio, y en
ocasiones se han llegado a contabilizar hasta 65 adultos que emergen de una sola
cereza; el estado de pupa se puede localizar dentro y fuera de las cerezas. Los adultos
son más activos en los meses de abril a noviembre (Kanzawa, 1939; Isaacs et al., 2010).

3. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
La temperatura mínima y máxima letal (LT50) para las hembras es de -1.6 °C y 32.6 °C
mientras que para los machos las temperaturas son -0.1 °C y 32.6 °C, respectivamente.
Las temperaturas óptimas de desarrollo se encuentra entre 16.5 a 25 °C el ciclo de vida
se completa entre 21-25 días a una temperatura constante de 15 °C a 25 °C (Kanzawa,
1939), en California los adultos son más activos cuando las temperaturas son cercanas a
los 20 °C y su actividad se ve reducida cuando las temperaturas llegan a los 32 °C
(Caprile et al., 2010)
Fig. 1. Ciclo de vida de D. suzukii
(Créditos: Bev Gerdeman)
Huevo
Mide 0.6 mm de forma ovalada, recién ovipositados son de color blanco y traslucidos,
luego se tornan café rojizos (Fig. 2), con dos filamentos blancos que corresponden a sus
tubos respiratorios, estos filamentos alcanzan a medir de 0.6 a 0.18 mm de longitud
(Walsh et al., 2011; Shearer y Steenwyk, 2011) y están localizados en el extremo los
cuales sobresalen del epicarpio fuera de los frutos (Ministry of Agriculture, 2009).

4. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
A) B)
Fig. 2. A) Huevo recién ovipositado. B) huevos maduros.
(Créditos: Ministry of Agriculture y B.H. Beers)
Larva
Las larvas son ápodas, típicas de dípteros, de color blanco (Fig. 3) (Ministry of Agriculture,
2009), El primer instar larvario mide aproximadamente 0.07 mm de longitud. El tercer y
último instar llega a medir hasta 6 mm de longitud (Kanzawa, 1939, Walsh et al., 2011).
Fig. 3. Larvas de D. suzukii
(Créditos: Bev Gerdeman y University of California Cooperative Extension)
Pupa
Las pupas son de forma cilíndrica, color café-rojizo y miden de 2 a 3 mm de longitud,
presentan dos pequeñas proyecciones en la parte caudal de las mismas que
corresponden a los espiráculos (Fig. 4) (Kanzawa, 1936).

5. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
Fig. 4. Pupas de D. suzukii
(Créditos: M. Reitmajer)
Adulto
Los adultos miden aproximadamente de 2 a 3 mm de longitud, siendo la hembra un poco
más grande que el macho, ojos de color rojo; el color del cuerpo es amarillo-marrón,
presentan bandas obscuras en el abdomen. Los machos tienen una pequeña mancha
oscura en cada una de las alas localizada entre la primera vena longitudinal y muy cerca
de la segunda sin llegar a tocarla (Fig. 5 y 6), mientras que las hembras carecen de esta
mancha. Los tarsos anteriores de cada pata presentan dos peines sexuales con setas que
corren paralelas a lo largo de la pata. Las hembras presentan un inusual ovipositor
alargado tipo sierra con dientes continuos y altamente melanizados y esclerotizados (Fig.
7) (Kanzawa, 1936).
Fig. 5. Macho adulto de D. suzukii mostrando las manchas sobre la 2da vena longitudinal.
(Créditos: G. Arakelian).

6. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
Fig. 6. Mancha en el margen apical ubicada entre la primer vena longitudinal y muy cerca de la
segunda vena sin llegar a tocarla.
(Créditos: M. Hauser)
a)
b) c)
Fig. 7. Características morfológicas básicas de la hembra de D. suzukii. a) Ala, b) hembra adulta,
c) ovipositor
(Créditos: G. Arakelian y M. Hauser)
2.- Delimitación del área a partir del foco de infestación.
Para delimitar el área de infestación a partir de una captura inicial positiva se debe realizar
la instalación de trampas en el cuadrante central de la detección y cuadrantes
subsecuentes en donde se identifiquen todos aquellos predios u hospedantes de la mosca
del vinagre de las manchadas y se procederá a delimitar la zona con presencia mediante
trampeo, inspección y muestreo.
El trampeo, la exploración y el muestreo para la delimitación de un foco de infestación es
responsabilidad de los productores en coordinación con el Organismo Auxiliar de Sanidad

7. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
Vegetal del Estado a través del Programa de Vigilancia Epidemiológica Fitosanitaria que
opere en el Estado, según el riesgo y en función de los hospedantes cultivados o
silvestres presentes en el Estado.
La Delegación Estatal de la SAGARPA a través de la Jefatura de Programa de Sanidad
Vegetal será la encargada de supervisar que las actividades se realicen conforme a lo
establecido en el presente protocolo y a lo establecido en los lineamientos por los que se
establecen las acciones fitosanitarias para el manejo y control de Drosophila suzukii en
México.
2.1.- Metodología de trampeo inspección y muestreo.
2.1.1. Materiales.
 GPS
 Libreta de campo
 Alcohol al 70 %
 Bolsas de plástico con cierre hermético de más de 3 kg. de capacidad
 Frascos entomológicos
 Trampas amarillas pegajosas
 Alambre galvanizado
 Tijeras de podar
 Azúcar en grano
 Charolas o bandejas de plástico
 Navaja de campo estilo ejército suizo
 Trampas para D. suzukii
 Cámara digital
 Vinagre puro de manzana
 Marcador de tinta permanente
 Lupas de 30X
2.1.2 Metodología de trampeo
La trampa para monitorear a D. suzukii consiste de un contenedor de plástico
transparente con tapa con capacidad de 0.5 a 1 litro. Al frasco se le realizan de 5 a 10
perforaciones de 0.5 a 0.7 cm de diámetro en la parte superior cercanas a la tapa, que es
por donde entran los insectos, es recomendable dejar un espacio libre de agujeros para
facilitar el cambio del vinagre. A la trampa se le adicionan 200 ml vinagre de manzana
como atrayente, de manera adicional se puede colocar una trampa amarilla pegajosa
suspendida sobre el vinagre para asegurar que las moscas no escapen y queden
atrapadas en ella, la trampa se sujetará los hospedantes usando alambre galvanizado
(Fig 8).

8. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
Fig. 8. Trampa para el monitoreo de D. suzukii
(Créditos: García C.)
En áreas establecidas con cultivos comerciales o en áreas urbanas, a partir del punto de
infestación positivo se establecerá el trampeo mediante cuadrantes de 1km2, en una
distancia de 3.5 km del punto de detección. El área comprendida dentro de este radio se
dividirá en cuadrantes de 1 Km2 en el cuadrante central se establecerá una densidad de 2
trampas por cada 5 hectáreas; en el resto de los cuadrantes se colocara 1 trampa por
cada 10 hectáreas, es decir 10 trampas por cuadrante (Fig. 9). Las trampas deberán
ubicarse dentro de los predios seleccionados de manera uniforme a la altura del dosel de
fructificación o a una altura de 1.5 a 2 metros y protegidas de la luz directa del sol. Las
trampas se deberán de revisar cada 3 días durante las primeras 2 semanas,
posteriormente las revisiones se realizarán de manera semanal. El cambio del atrayente
se realizara una vez a la semana. El atrayente utilizado se concentrará en contenedores
cerrados y se deberá desechar fuera de los predios establecidos con trampas, para
desecharlo se debe enterrar a 50 cm de la superficie del suelo.
Cada una de las trampas establecidas deberá estar identificada con una clave y un
número consecutivo como se indica a continuación:
MVC-Tx
Donde:
MVC: Mosca del vinagre de alas manchadas
T: Trampa
x: Número consecutivo para una correcta identificación.
A cada trampa deberá colocarse una etiqueta con los datos correspondientes.

9. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
2
Fig. 9 Radio y cuadrantes (de 1 km ) de delimitación para áreas agrícolas con presencia de D.
suzukii
De manera adicional al trampeo en la zona agrícola se deberán establecer trampas en
empaques y centros de distribución, se colocará una trampa por cada área que haya en el
establecimiento, por ejemplo 1 trampa en el área de recepción, 1 trampa en el área del
empaque, 1 trampa en el área de carga o bien si la instalación es pequeña se establecerá
1 1 2 2 2 2
1 trampa por empaque, bodega o centro de distribución, en estos sitios las trampas deben
0 0
estar colocadas a una altura de 1.5 a 22m. 2
2 2 2 2 2
0
0
Para reforzar las actividades, también se 2 colocaran2 trampas en centros de abasto,
2 2 1 2
distribución y acopio de frutas tales como interior de mercados, fruterías, empaques,
0 0
industrializadoras, etc. 2 2 2 1/5ha 2 2 1
0
2 2 2 2 2 2 2
2 2 2
2 2 2 2 2
2 2 2 2 2 2 2

10. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
2.2 Metodología de inspección y muestreo
En áreas urbanas, silvestres y de cultivos comerciales, la inspección y muestreo se
dirigirá preferentemente a los hospedantes enlistados en el cuadro 1 y de acuerdo al
riesgo de infestación.
Cuadro 1. Hospedantes de D. suzukii y su riesgo de infestación
Riesgo alto Riesgo medio Riesgo bajo (hospederos alternativos)
Fresas Duraznos Sauco (Sambucus spp.)
Frambuesas Manzanas Hierba carmín o granilla (Phytolacca
Cerezas Peras decandra)
Arándanos Ciruelas Bolitas de nieve (Symphoricarpus
Zarzamoras Chabacanos racemosus)
Uvas
(Fuente: C. Garcia 2011)
Por cada cuadrante, en áreas de cultivos comerciales y/o urbanas se deberán
inspeccionar árboles o arbustos, en busca de racimos o frutos con síntomas sospechosos
al ataque de esta plaga. Durante la inspección se buscarán los daños y/o signos
sospechosos a D. suzukii y se colectará de 0.5 a 1 kg de frutos por muestra, las cuales
serán seleccionados al azar. En el cuadrante de la detección deberá colectarse una
muestra por hectárea dependiendo a la existencia de hospederos y en los cuadrantes
subsecuentes deberá colectarse una muestra cada 5 hectáreas.
Para árboles como duraznos, manzanas, peras, chabacanos y ciruelos la muestra será de
1 kg, seleccionando de manera dirigida aquellos que presenten algún tipo de pudrición o
deformación, cada uno de los frutos se diseccionara con ayuda de la navaja para buscar
larvas o pupas sospechosas, las cuales se colocarán en un frasco con alcohol al 70%.
Dentro del radio de acción, se ubicarán centros de abasto, distribución y acopio de frutas
hospederas tales como mercados, fruterías, tiendas, empaques, industrializadoras, etc.,
se dirigirá el muestreo a frutos que presenten pudriciones, hundimientos, orificios
pequeños de oviposición, tomando una muestra de entre 0.5 a 1 kg por cada hospedero
disponible o 5 muestras si se tratase de bodegas o centros grandes de abasto.
En frutos blandos (uva, cereza, fresa, zarzamora, etc.), una vez obtenidas las muestras se
procederá a hacer la prueba de flotación (Fig.10) para la detección de larvas de la mosca,
la cual consiste en sumergir las frutas en una solución azucarada, es un método rápido y
eficiente para detectar larvas de Drosophila en frutas frescas. Permite separar las larvas
de la pulpa por diferencia de peso. La fruta macerada se va al fondo de la bolsa y las
larvas flotan en la superficie o en la parte media de la solución acuosa.

11. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
Procedimiento:
1.- Colocar todos los frutos de una muestra dentro de la bolsa de 3 kg.
2.- Agregar 2 lt de agua o la suficiente para cubrir dos veces los frutos.
3.- Agregar dos cucharadas o ¼ de taza de azúcar y agitar la mezcla.
4.- Macerar todos los frutos completamente dentro de la bolsa, sin aplicar demasiada
fuerza, de lo contrario las larvas se dañaran.
5.- Mezclar mediante agitación y dejar reposar por 5 minutos, Después de este tiempo y si
hay presencia de larvas estas deberán flotar en la superficie de la mezcla.
6.- Para observar la presencia de larvas se debe observar la bolsa a contra luz y para su
identificación se usara la una lupa de 30X.
7.- Separar las larvas sospechosas y colocarlas en frascos entomológicos con alcohol al
70%.
Fig. 10 Método de flotación para la detección de larvas de D. suzukii
(Créditos: A. Dreves)

12. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
Cada punto o predio muestreado debe georreferenciarse con el GPS y se registraran en
una libreta o bitácora de campo los datos de: fecha, coordenadas, estado, municipio,
predio o nombre del productor, hospedante (nombre común y científico), variedad, edad y
área del hospedante, así como un registro fotográfico de las actividades, de los daños y
especímenes sospechosos.
3. Diagnóstico
Todos los especímenes sospechosos deberán ser remitidos al laboratorio de entomología
y acarología del Centro Nacional de Referencia Fitosanitaria anexando él formato de
solicitud de diagnóstico debidamente llenado (Anexo 1) y se deberá de notificar a la
Dirección General de Sanidad Vegetal.
4. Literatura citada
Bolda, M. 2009. Update on the Cherry Vinegar Fly, Drosophila suzukii, Now Known as the
Spotted Wing Drosophila. Agricultural and natural resourses. En línea:
http://ucanr.org/blogs/strawberries_caneberries/index.cfm?tagname=sampling
Fecha de consulta: 17 de marzo.
Caprile, L. M. L. Flint., M. P. Bolda, W. W. Coates, A. A. Grant, F. G. Zalomon, R. Van
Steenwyk. 2010. Spotted Wing Drosophila, Drosophila suzukii: A New Pest in
California. Statewide IPM Program, Agriculture and Natural Resources,
University of California. En línea:
http://www.ipm.ucdavis.edu/EXOTIC/drosophila.html. Fecha de consulta marzo
17 de 2010.
Dreves, A. J., V. Walton, and G. Fisher. 2009. A new pest attacking healthy ripening fruit in
Oregon: Spotted Wing Drosophila, Drosophila suzukii (Matsumura). EM 8991.
Oregon State University, Extension Service.
Isaacs, R., N. Hahn, B. Tritten and C. Garcia. 2010. Spotted Wing Drosophila. A new
invasive pest in Michigan fruit crops. MSU Extension Bulletin E-3140. MSU
Extension Service.
Kanzawa, T. 1936. Studies on Drosophila suzukii Mats (Abstract). Journal of Plant
Protection 23 (1-3).
Kanzawa, T. 1939. Studies on Drosophila suzukii Mats. (Abstract). Studies on Drosophila
suzukii Mats. 49 pp.

13. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
Ministry of Agriculture. 2009. Spotted Wing Drosophila (Fruit fly) pest alert. Brithis
Columbia. En línea: http://www.agf.gov.bc.ca/cropprot/swd.htm fecha de
consulta: marzo 18 de 2010.
Uchino, K. 2005. Distribution and seasonal occurrence of cherry Drosophila, Drosophila
suzukii (Diptera: Drosophilidae), injurious to blueberry in Chiba Prefecture.
(Abstract) Annual report of the Kanto Tosan Plant Protection Society 52: 95-
97.
Shearer, P. and V. Steenwyk B. 2011. Spotted Wing Drosophila (Drosophila suzukii) in
the Southern Interior Valleys of British Columbia. B.C. Ministry of Agriculture
Columbia.
SIAP. 2011. Producción anual por cultivo. Anuarios Estadísticos de la Producción Agrícola
en México. SAGARPA.
Walsh, D.B., P. Bolda M., E. Goodhue R., J. Dreves A., J. Lee J., D. Bruck, M. Walton V.,
D. O'Neal S., Z. Frank G., 2011. Drosophila suzukii (Diptera: Drosophilidae):
Invasive pest of ripening soft fruit expanding its geographic range and damage
potential. Integrated Pest Management 106: 289-295.

14. DIRECCIÓN GENERAL DE SANIDAD VEGETAL
Anexo 1. Formato de solicitud de diagnóstico