La técnica de Schiff se utiliza para teñir estructuras que contienen hidratos de carbono como algunas membranas celulares, células caliciformes en la mucosa intestinal y fibras reticulares rodeadas por hidratos de carbono. El ácido peryódico oxida los grupos hidroxilo de los azúcares formando aldehídos que luego se tiñen de rojo con el reactivo de Schiff. Esta tinción permite visualizar componentes celulares ricos en hidratos de carbono y se usa para diagnosticar enfermedades como gluc

1. MIREYLLE CALDERON
CALDERON

2. Técnica de Schiff (PAS)
La técnica de Schiff, es una reacción que se usa comúnmente en Histoquímica. Utiliza
PAS, ácido peryódico de Schiff, o leucofucsina, un colorante incoloro, pero que se torna
rojo estable al contacto con los grupos aldehídos. En esta técnica, el ácido peryódico
oxida a los grupos oxhidrilo (–OH) de dos carbonos cercanos, formando de esta manera
grupos aldehídos compuestos por carbono, oxígeno e hidrógeno.
La técnica de PAS se utiliza en el laboratorio dentro de los preparados para
microscopía óptica, permitiendo la tinción de componentes celulares que contienen
hidratos de carbono, por ejemplo:
 Algunas membranas celulares
 Células caliciformes en la mucosa del intestino
 Fibras reticulares que están rodeados por hidratos de carbono

3. Usos
Esta técnica se usa en la tinción de
estructuras que contengan una alta
proporción de macromoléculas de hidratos
de carbono, glicógeno, glicoproteína,
proteoglicano, típicas por ejemplo del
tejido conjuntivo, moco, glicocálix y
lámina basal.
También puede usarse para ayudar en el
diagnóstico de varias enfermedades:
Glucogenosis, adenocarcinomas, que a
menudo secretan mucinas neutras, entre
otras.

4. Procedimiento de la tinción de Schiff
(PAS)
Partimos de muestras fijadas e incluidas
en parafina. Estas muestras se han
cortado en secciones de unas 8 µm y
adheridas a portaobjetos recubiertos con
gelatina.
1. 2×10 min en xileno para desparafinar
2. 2×10 min en etanol 100º
3. 10 min en etanol 96º
4. 10 min en etanol 80º
5. 10 min en etanol 50º
6. 5 min en H2O destilada
7. Ácido peryódico al 0.5 % durante 5
min. Se oxidan las uniones carbono-
carbono de los azúcares para formar
grupos aldehídos.
8. Varios lavados en H2O destilada
9. Reactivo de Schiff durante 30 min en
oscuridad (el tiempo depende de la
temperatura) Los grupos aldehídos
reaccionan con el reactivo de Schiff (ácido
sulfuroso con fucsina) resultando en un color
rojo fucsia. Las secciones quedan de un color
rosado intenso. 10.- 5 min en agua corriente
11.- Varios lavados en H2O destilada
12.- 5 min en hematoxilina de Mayer
13.- 15 min en agua corriente
14.- 20 s en H2O destilada
15.- 5 min en etanol 80º
16.- 5 min en etanol 96º
17.- 2×10 min en etanol 100º
18.- 2×10 min en xileno
19.- Montado con medio de montaje

5. Glúcidos: rojo intenso a fucsia
Núcleos: azul oscuro (en realidad se tiñe sólo la
cromatina)
Consejos:
El tiempo en reactivo de Schiff depende de la
temperatura. Incluso se puede teñir en microondas
durante menos de un minuto.
El reactivo de Schiff puede reutilizarse pero ha de
conservarse en nevera y llevarlo a la temperatura
deseada antes de su uso.
El reactivo de Schiff debe conservar un color
amarillento y hay que descartarlo si se vuelve de color
rosado. Si aparece precipitado blanco en el fondo del
bote de reactivo se puede disolver de nuevo.
Resultados

6. Esta tinción proviene de la modificación de la
tinción de Ziehl Neelsen, por lo tanto, ambas
técnicas se interpretan de la misma forma y
tienen como base el mismo fundamento, pero se
diferencian en dos aspectos: en el reactivo
principal (debido a que en Kinyoun se utiliza
carbol fucsina tergitol) y en que la técnica de
Kinyoun no utiliza calor.
El objetivo de esta tinción, al igual que la
tinción de Ziehl Neelsen, consiste en diferenciar
a los microorganismos Bacilo Alcohol
Resistentes (BAAR) positivos de los no
positivos. Esta coloración permite una tinción
más rápida que el clásico procedimiento de
Ziehl Neelsen y evita la necesidad de
calentamiento
Tinción de Kinyoun

7. Esta indicada para la coloración de:
 Micobacteriun tuberculosis
 Micobacteriun leprae
 Micobacterias atípica
 Nocardias sp
 Criptosporidium parvun
 Criptosporiduim meleagridis
 Criptosporidium felis
 Criptosporidium muris
 Cyclosporas cayetanensis
Usos
Criptosporidium
parvun
Micobacteriun
tuberculosis

8. A continuación se presentan los materiales,
aparatos y equipos, así como reactivos que son
necesarios para la realización de esta técnica
de tinción.
1. Colocar en el portaobjetos una
microgota de agua
2. Realizar una extensión con el material
a estudiar y homogeneizar con ayuda
del asa bacteriológica
3. Fijar el frotis con calor pasando el
portaobjetos de 3 a 4 veces por encima
de la Las tinciones básicas en el
laboratorio de microbiología: un
enfoque gráfico llama del mechero
Bunsen, cuidando que no se exceda la
temperatura de exposición al calor,
empleando como referencia que el
calor del portaobjetos pueda ser
tolerable para la parte interna de la
mano .
4. Agregar carbolfucsina tergitol y dejar
actuar 5 min
Procedimiento de la tinción de Kinyoun

9. 5. Lavar con agua
6. Decolorar con alcohol ácido durante 1
min
7. Lavar con agua
8. Agregar el colorante de contraste, es
decir, azul de metileno, por 30 s y lavar
con agua
9. Observar al microscopio con objetivos de
40X y 100X
RESULTADOS
Al final de la realización de esta técnica, los
microorganismos BAAR positivos se
observarán de color rosa y los BAAR
negativos de color azul.
Además, es importante diferenciar la
morfología y arreglo que muestra cada
microrganismo que se utilizó

10. TINCION DE FIBRAS DE
RETICULINA
Un método de impregnación con plata que tiñe de negro las fibras de reticulina. Es una
tinción muy útil para evidenciar lesiones de la pituitaria y malformaciones vasculares.
La reticulina consiste en una red de fibras finas que dan soporte a los tejidos. La tinción
de reticulina sirve para visualizar su existencia a través de una impregnación con una
sal de plata. El tejido es primero oxidado, sensibilizado con alumbre de hierro, que es
reemplazado por una sal de plata. La plata es posteriormente reducida con una solución
de formol que pone de manifiesto la plata metálica.
Finalmente, una solución de sodio tiosulfato disuelve el exceso de plata no reducido. Si
el proceso se ha realizado correctamente, el fondo de la preparación será casi incoloro y
las fibras de reticulina estarán teñidas de negro-marronoso y el colágeno de amarillo
Fundamento

11. Las fibras de reticulina sustentan al cuerpo y son
comunes en el hígado, el bazo y los riñones. Los
patrones característicos de la reticulina pueden ayudar
a diagnosticar:
 Cirrosis del hígado
 Fibrosis temprana en la médula ósea
 Tumores como hemangiosarcomas (tumores de las
células que recubren los vasos sanguíneos)
 Tumores fibroblásticos y rabdomiosarcomas (tumores
de los músculos adheridos al hueso).
 También pueden ayudar a diagnosticar tumores
epiteliales frente a no epiteliales.
USOS:

12. 1.Poner las preparaciones en agua
2. Oxidar en permanganato potásico 10 min
3. Enjuagar bien con agua corriente 3 mins
4. Ácido oxálico 1 min
5. Enjuagar bien con agua corriente 2 mins
6. Sensibilizar en sulfato de amonio férrico 15 mins
7. Enjuagar con agua destilada 2 mins
8. Impregnar en plata amoniacal 2 mins
9. Enjuagar con agua destilada 1 min
10. Revelar en formalina no tamponada al 20 % 1 min
11. Enjuagar bien con agua corriente 2 mins
12. Matizar en cloruro de oro al 0,1 % 3-5 mins
13. Enjuagar con agua 1 min
14. Tiosulfato sódico al 5 % 1 min
15. Aclarar con agua 1 min
16. Contrastar con rojo nuclear sólido 3-5 mins
17. Enjuagar brevemente en agua 15 sec
18. Deshidratar, aclarar y montar
Procedimiento de la tinción de FIBRAS DE RETICULINA

13. Resultados:
RETICULINA: NEGRO
COLAGENO: AMARILLO
Diagnóstico:
Los diagnósticos deberán ser establecidos solamente
por personas autorizadas y cualificadas. Cada
aplicación debería implicar controles adecuados para
descartar resultados erróneos

14. TRICRÓMICO de MASSON
La tincion Tricrómico de Masson está indicado para la tinción de tejido conjuntivo. Colorea
gametos, núcleos, neurofibras, neuroglias, colágeno y queratina.
Las fibras de colágeno son los elementos más frecuentemente hallados en el tejido conjuntivo.
Tienen una función básica de soporte y son sintetizadas por múltiples elementos celulares del
organismo, entre los que destacan los fibroblastos.
Todas las técnicas para tinción de fibras de colágeno que se agrupan clásicamente bajo la
denominación de coloraciones tricrómicas, tiñen el colágeno de tipo I, que forma las gruesas
fibras de colágeno existentes en los espacios extracelulares y estromas orgánicos. Uno de los
factores que más influyen en la tinción es el distinto grado de permeabilidad que ofrecen las
estructuras al paso del colorante.
• Hematoxilina férrica según Weigert para el núcleo.
• Acido Pícrico para los eritrocitos.
• Mezcla de colorantes ácidos para el citoplasma.
• Azul de Anilina para el tejido conjuntivo.
Fundamento

15. Material
 Cubetas de tinción
 Cesta para portas
 Cubreobjetos
Productos
 Xileno
 Etanol de 50º, 70º, 80º, 90º, 96º y 100º
 Hematoxilina férrica de Weigert
 Escarlata de Biebrich
 Fucsina ácida
 Ácido fosfomolíbdico al 5 %
 Verde luz
 H2O destilada
 H2O corriente
 Medio de montaje

16. Procedimiento de la tinción TRICRÓMICO de
MASSON
Partimos de muestras que han sido fijadas en
solución de Bouin e incluidas en parafina. Se han
obtenido secciones de unas 8 µm adheridas a
portaobjetos recubiertos con gelatina.
1. 2x10 min en xileno para desparafinar
2. 2x10 min en etanol 100º
3. 10 min en etanol 96º
4. 10 min en etanol 80º
5. 10 min en etanol 50º
6. 5 min en H2O destilada
7. Si el tejido no se ha fijado con BOUIN es
recomendable sumergir las secciones en
solución de Bouin, el cual actúa como
mordiente, durante 24 h a temperatura
ambiente o 1 h a 56 - 60 ºC.
8. 3x3 min en H2O destilada.
9. 5 min en Hematoxilina férrica de Weigert (10
min si el colorante lleva más de 5 días hecho).
10.5 min en agua corriente para diferenciación.
11. 3 min lavado en H2O destilada.
12. 5 min en fucsina-escarlata.
13. 2 min lavado en H2O destilada.
14 min en ácido fosfomolíbdico al 5% en
agua destilada. Es imprescindible para
que el verde luz tiña correctamente el
tejido.
15. 10 min en verde luz (CI 42095) al 2 %
(puede ser sustituido por azul de anilina).
16. Unos segundos en agua destilada.
17. 3 min de diferenciación con ácido
acético al 1% en H2O destilada.
17. Deshidratado rápido, unos segundos,
en etanol de graduación creciente: 80º, 96º
y 100º
18. 2x10 min en xileno.

17. Resultados
Colágeno: verde azulado.
Músculo: rojo, marrón.
Citoplasma: rosado.
Núcleos: negro.
Consejos
En este protocolo se puede volver hacia atrás sin problemas, pero no más de tres o cuatro
veces puesto que el tejido va perdiendo la capacidad de retener los colorantes.

18. Coloración Ácido Alcohol Resistente (BK,
Baciloscopia)
El análisis microscópico directo o
baciloscopía, es la técnica fundamental en la
investigación de tuberculosis pulmonar en
adultos. La técnica está basada en la
capacidad que poseen casi exclusivamente las
micobacterias, para incorporar el colorante
fucsina fenicada y retenerlo frente a la acción
de una mezcla de decolorantes (ácido y
alcohol), característica denominada ácido-
alcohol resistencia.
Esta propiedad se debe al alto contenido en
lípidos, principalmente ácidos micólicos, que
poseen las micobacterias en la pared celular.