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MANUAL DE
PRÁCTICAS DE
PARASITOLOGÍA
ANIMAL
María Custodio Villanueva
Santos Nélida Murga Gutiérrez

Título: MANUAL DE PRÁCTICAS DE
PARASITOLOGÍA ANIMAL
Autores: María Custodio Villanueva
Editado por: María Custodio Villanueva
Bióloga
Magíster Scientiae en Biotecnología
http//www.parasitologiaanimalz.blogspot.com
Calle Urpi Mz. C. Lt. 21, Urb. Las Margaritas
Huancayo - Perú
Primera edición: octubre 2010
Tiraje: 100
ISBN: 978-612-00-0416-6
Hecho el Depósito Legal en la Biblioteca Nacional del Perú
Nº 2010-14340
Imprenta: Edición Gráfica Industrial EIRL
Jr. Cusco Nº 421, Huancayo - Perú

Introducción
Técnicas de diagnóstico coproparasitológico
Detección de protozoarios parásitos del sistema
digestivo de rumiantes y porcinos
Identificación de Eimeria en rumiantes, porcinos, aves y
conejos
Identificación de Cryptosporidium en rumiantes y
aves
Identificación de Tritrichomonas foetus en bovinos
Identificación de monogeneos en peces de agua
dulce
Identificación de formas evolutivas de Fasciola
hepatica
Recuento de huevos de Fasciola hepatica
Examen de vísceras
Cestodos parásitos de los rumiantes y del hombre
Nematodos parásitos del sistema digestivo de los
porcinos, rumiantes y equinos
Recuento de huevos e identificación de larvas de tercer
estado de nematodos gastrointestinales
Nematodos parásitos del sistema respiratorio de los
rumiantes
Artrópodos parásitos de animales domésticos y del
hombre
Bibliografía
Pág.
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ÍNDICE

PRÓLOGO
El presente Manual de prácticas de parasitología animal
fue concebido, ante la necesidad de los estudiantes de
zootecnia y de especialidades afines de contar con una guía que
oriente sus trabajos prácticos y de investigación en parasitología
animal, los cuales se sumarán a los conocimientos teóricos que
van adquiriendo. Este manual también será fuente importante a
todo profesional e interesado en aplicar algunas de las técnicas
descritas para estudios parasitológicos veterinarios.
Este manual constituye una herramienta y complemento
descriptivo de los procedimientos parasitológicos de uso más
común y confiable para el estudio de los parásitos de animales.
Se espera que los usuarios encuentren en él, respuesta a sus
necesidades de aplicar alguna de las técnicas descritas, para
alcanzar sus objetivos académicos, científicos y técnicos, y que
el mismo trascienda los propósitos que motivaron su
elaboración.
Las diferentes técnicas y procedimientos descritos en este
documento, serán útiles y eficaces a quienes estén motivados a
investigar y reconocer parásitos que afectan a los animales. Las
autoras describen procedimientos parasitológicos simples y
seguros para detectar parásitos, diagnosticar enfermedades
parasitarias y realizar investigaciones específicas. Serán los
usuarios quienes darán permanencia a esta obra, en tanto el
contenido cubra sus necesidades prácticas.

INTRODUCCIÓN
La identificación de parásitos y el diagnóstico de las
enfermedades que ocasionan en el hombre, en los animales y
en los vegetales, se realizan fundamentalmente por estudios
morfológicos de los organismos adultos o de sus formas
evolutivas, estudios inmunológicos y estudios moleculares.
Para ello, es necesaria la aplicación de técnicas que faciliten la
detección y el aislamiento de las formas parasitarias de los
hospedadores o de las muestras en las que se encuentran; así
como, procedimientos que permitan la observación de su
estructura externa e interna. En estudios biológicos de los
parásitos, también es necesario el empleo de procedimientos
que permitan el desarrollo y la conservación de los parásitos.
En el presente manual de prácticas se describen las
principales técnicas utilizadas en estudios taxonómicos y
biológicos de parásitos, así como en el diagnóstico de las
enfermedades que producen. Estas técnicas, estandarizadas
en su mayoría, han sido desarrolladas por investigadores de
diferentes partes del mundo; aunque algunas de ellas han sido
modificadas por las autoras con el propósito de hacerlas más
sencillas y útiles. Se presentan técnicas útiles para obtener
huevos, quistes y larvas a partir de las muestras biológicas, así
como figuras en las que se muestra la morfología de los
parásitos adultos de los principales grupos taxonómicos.
Este manual de prácticas fue elaborado con el objetivo de
brindar una guía útil a los estudiantes de Zootecnia y a los
estudiantes de especialidades afines, así como a profesionales
y técnicos interesados, para cubrir sus necesidades en el
diagnóstico de las enfermedades parasitarias de animales, en
los trabajos prácticos y de investigación en parasitología animal.

PRÁCTICA 01
TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO COPROPARASITOLÓGICO
1. OBJETIVOS
- Conocer las técnicas adecuadas para la toma,
conservación y envío de la muestra.
- Conocer las técnicas de diagnóstico parasitológico e
identificar los métodos directos simples y de
enriquecimiento que permitan detectar los distintos tipos
de parásitos que infectan a los animales domésticos y al
hombre.
2. GENERALIDADES
2.1 OBTENCIÓN, CONSERVACIÓN Y ENVÍO DE MUESTRAS
FECALES
Los parásitos pueden afectar a diversos hospedadores así
como, a diversos órganos y sistemas; es por ello que la
búsqueda de estos organismos puede realizarse a partir de
diversas muestras o materiales biológicos, según sea el caso.
Toma de muestra
En un diagnóstico coproparasitológico, las heces frescas y
muy especialmente aquellas que se obtienen del recto del
animal son las más recomendadas, por no presentar elementos
extraños que dificulten la identificación del parásito y la
interpretación de los resultados. Para obtener la materia fecal
del recto del animal se deben utilizar guantes de látex o bolsas
de polipropileno de pared delgada; las cuales también podrían
servir como medio para envasar el contenido de la muestra,
invirtiendo la bolsa directamente sobre sí misma. Se recomienda
que antes de introducir la mano con la bolsa en el recto (en
hospedadores grandes) o los dedos (en hospedadores
pequeños), se debe humedecer la bolsa o el guante con agua
potable, al igual que la región anal, con la finalidad de no dañar
dicha región.
Las muestras obtenidas deben colocarse en un depósito
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nuevo, o limpio y seco, de material plástico con tapa, se rotularán
con los datos completos (identificación del animal, nombre del
propietario, fecha de obtención de la muestra, etc.), y se remiten
al laboratorio acompañadas de un registro de información en el
que debe constar: código, nombre del propietario,
establecimiento, profesional actuante, lugar, zona, número de
animales afectados, incidencia de morbi mortalidad, especie,
raza, edad, sexo, estado nutricional y de manejo, alimentación,
medio, resumen de la historia clínica, síntomas, diagnóstico
presuntivo, datos previos de laboratorio, desparasitaciones
previas, enfermedades concomitantes, etc.
El volumen de la muestra fecal que se enviará al laboratorio
debe estar en relación con el tamaño del animal motivo de
estudio.Así, de bovinos y equinos son necesarios unos 100 g; de
ovejas, cabras y cerdos serán suficientes unos 50 g. Sin
embargo, para el examen de muestras de conejos se requieren
unos 10 bolos de heces y finalmente de aves se envía una
defecación completa o el intestino completo si se ha realizado
una necropsia.
Si una muestra resulta negativa, se recomienda repetir el
examen unos días después con el fin de descartar una posible
parasitosis una vez transcurrido el periodo prepatente.
Conservación de las muestras
Las muestras que no serán procesadas inmediatamente, se
deben mantener en refrigeración; aunque dependiente de lo que
se investigará, se podría agregar formol al 10% en agua o
solución salina fisiológica. Si se desea investigar la presencia de
larvas en materia fecal mediante la técnica de Baermann, no
debe agregarse preservativo alguno, debido a que esta técnica
se basa en la migración larvaria; por ello, deben permanecer
vivas
Envío de muestras
Las muestras biológicas son potencialmente infecciosas, y se
recomienda que las muestras fecales sean transportadas por
personal capacitado. Si esto no es posible, las muestras se
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enviarán al laboratorio, en refrigeración (conservación ideal),
con hielo natural, hielo seco o gel refrigerante (existen
excepciones). También puede emplearse el hielo seco envuelto
en papel corriente evitando el contacto directo con la muestra.
La totalidad de las muestras deben enviarse en doble caja: la
caja interna, debe ser de un material aislante de temperatura
externa, siendo las más recomendadas las cajas de espumaflex
(tecnopor) por su bajo peso y fácil manipulación. La información
adjunta a las muestras se envía protegida, dentro de un sobre y
en funda plástica, entre las dos cajas. La caja externa se cierra
de tal manera que todas las esquinas y tapas queden selladas
con cinta adhesiva. En lo posible, envolver la caja externa con
papel empaque, sellar con cinta adhesiva y escribir con letra
grande y clara.
2.2 EXAMEN MACROSCÓPICO DE HECES
Luego de obtener las muestras fecales, se deben examinar
macroscópicamente con la finalidad de apreciar la consistencia,
color, olor, etc., así como para detectar la presencia de moco,
sangre o coágulos en las heces, que con frecuencia se
manifiesta en la coccidiosis bovina y aviar. Este examen también
permite encontrar helmintos macroscópicos, tales como
nematodos adultos, larvas y segmentos de cestodos.
2.3 EXAMEN MICROSCÓPICO DE HECES
2.3.1 MÉTODOS CUALITATIVOS
Estos métodos se usan para determinar la presencia de las
diferentes formas evolutivas, como son huevos y larvas de
parásitos en la materia fecal de los hospedadores.
MÉTODOS DIRECTOS SIMPLES
Son procedimientos sencillos y fáciles de realizar, cuyos
resultados positivos son válidos, aunque los negativos no son
concluyentes. Este método permite obtener resultados
únicamente cualitativos y sólo muestra eficacia cuando la
concentración de huevos, quistes, larvas y trofozoítos, es alta.
Entre estos métodos tenemos: método del frotis directo de

heces, método de Graham y el de preparado en fresco.
Preparado en fresco
- Colocar en un extremo de la lámina portaobjetos dos gotas de
solución salina fisiológica (SSF) y en el otro, dos de lugol
parasitológico.
- Con la ayuda de un asa de platino o de un mondadiente,
coger una pequeña cantidad de heces y mezclar con cada
solución mediante movimientos circulares hasta conseguir
una suspensión uniforme.
- Colocar una laminilla cubreobjetos y observar en el
microscopio a 100X y 400X.
Las muestras suspendidas en SSF permiten observar
trofozoítos y larvas en movimiento; en lugol se observan mejor
los quistes y los huevos, cuyas estructuras aparecen
coloreadas. En los quistes, el citoplasma se observa de color
pardo amarillento y la cromatina nuclear de un color pardo
oscuro.
MÉTODOS DE CONCENTRACIÓN
Estos métodos son útiles cuando los parásitos en estudio son
escasos en la muestra y no son detectados por el método
directo. Los métodos de concentración más utilizados son: por
flotación y por sedimentación.
POR FLOTACIÓN
Este método se fundamenta en la separación de los
productos parasitarios mediante el empleo de soluciones de
densidad intermedia, que permite la flotación de los huevos y/o
quistes y la sedimentación de los restos fecales. Este método no
es conveniente para la obtención de trofozoítos de protozoarios
y larvas de nematodos, cuyas estructuras se alteran por las
soluciones que emplean.
La obtención de huevos y quistes por flotación se puede
conseguir ejecutando las técnicas siguientes:
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Técnica de Willis
- Desmenuzar 1 ó 2 g de heces en un tubo de ensayo de 2,5cm
de diámetro que contenga 4 ml de solución saturada de
cloruro de sodio, disgregar la materia fecal y adicionar la
misma solución hasta formar un menisco sobre los bordes
del tubo.
- Cubrir el tubo con una laminilla evitando la formación de
burbujas. Dejar reposar por 15 ó 20 minutos para que los
huevos y quistes de los parásitos floten y se adhieran por
viscosidad a la laminilla.
- Depositar una gota de lugol parasitológico en una lámina
portaobjetos y sobre ella colocar la laminilla tomada de la
boca del tubo. Observar a 400X.
Técnica de Parodi yAlcaraz
La solución se prepara disolviendo en un litro de agua
caliente 1 280 g de azúcar blanca, luego se filtra y se agrega 10
ml de fenol licuado.
- Colocar en un mortero una pequeña cantidad de heces y
añadir varias gotas de agua con el objeto de humedecer y
macerar.
- Agregar 15 a 20 ml de solución saturada de azúcar y mezclar
con el pilón hasta lograr una suspensión de las heces.
- Filtrar a través de un embudo con malla metálica y el filtrado
centrifugar por 5 minutos a 1 500 rpm. Eliminar el
sobrenadante y conservar el sedimento.
- Golpear suavemente el fondo del tubo para desprender el
sedimento de las paredes del tubo y agregar la solución
saturada de azúcar. Agitar el tubo vigorosamente. Agregar
más solución hasta formar un menisco convexo. Dejar
reposar durante 20 minutos.
- Tomar una gota de la superficie y colocarla en una lámina
portaobjetos. Cubrir el preparado con una laminilla y observar
a menor y mayor aumento.
POR SEDIMENTACIÓN
Los procedimientos de sedimentación concentran las heces y
huevos en el fondo de un medio líquido, generalmente agua. La

sedimentación detecta la mayoría de huevos de parásitos, pero
no es tan buena como la flotación para suministrar una muestra
adecuada para su examen microscópico. La sedimentación se
utiliza, fundamentalmente, para huevos o quistes que presentan
una densidad demasiada elevada para poder flotar o que se
distorsionan gravemente con las soluciones de flotación.
La sedimentación puede utilizarse para los huevos de
nematelmintos y de platelmintos, –por lo general- existe
demasiado material fecal donde se esconden los huevos y ello
dificulta el proceso. Por este motivo, este procedimiento no se
realiza habitualmente; sólo se emplea ante la sospecha de
infecciones por trematodos. Los huevos de los trematodos son
más densos y, en ocasiones, más grandes que los huevos de los
nematodos.
Técnica de Baermann
- Envolver 4 a 6 g de muestra fecal en una gasa doblada cuatro
veces; atar a los extremos formando un saquito y colocarlo
dentro de una copa o tubo cónico, sujetándolo de la borde
superior con un alambre.
- Llenar la copa con agua a 40°C de tal manera que el saquito
quede semisumergido en el agua y dejar reposar 12 horas.
- Retirar las heces de la copa. Eliminar el sobrenadante. Con
una pipeta colectar una gota de sedimento y colocarla entre
lámina y laminilla, añadir una gota de lugol y examinar al
microcopio. Observar varias láminas.
2.3.2 MÉTODOS CUANTITATIVOS
Estos métodos se utilizan para determinar la cantidad de las
diferentes formas evolutivas, como son huevos o larvas de
parásitos por gramo de materia fecal. Entre los que destacan los
siguientes métodos: de Dennis, McMaster modificado y Stoll
modificado, etc., que se describirán más adelante.
18

PRÁCTICA 02
DETECCIÓN DE PROTOZOARIOS PARÁSITOS DEL
SISTEMA DIGESTIVO DE RUMIANTES Y PORCINOS
1. OBJETIVO
- Ejecutar los métodos directos simple y de concentración por
flotación para detectar protozoarios parásitos del sistema
digestivo de los rumiantes y porcinos.
2. GENERALIDADES
Los organismos que parasitan a los animales silvestres,
domésticos y al ser humano pertenecen a los reinos Animalia y
Protista. Este último reino está formado por organismos
unicelulares, conocidos como protozoos. La mayoría de éstos
viven libremente y algunos de ellos son considerados como
indicadores de contaminación; sin embargo, los protozoos
parásitos pueden ocasionar enfermedades importantes en los
diversos hospedadores. Este reino comprende varios phyla; de
los cuales, Sarcomastigophorea, Sporozoa y Ciliophora,
comprenden especies que pueden producir enfermedad en el
hombre y en los animales.
En el phylum Sarcomastigophorea, orden Amoebida, el
género más importante es Entamoeba, que incluye a dos
especies de gran interés en veterinaria: E. histolytica y E. coli. La
primera es sumamente patógena, sus trofozoitos se eliminan en
las heces diarreicas del animal enfermo; la segunda es inocua,
por lo que, su diferenciación, merece una atención especial. En
el orden Diplomonadida, el género más importante es Giardia,
un protozoo flagelado de la porción alta del intestino delgado del
hombre. La forma vegetativa es piriforme cuando se observa de
frente y lateralmente es semejante a una coma, con una cara
cóncava y otra convexa. Mide entre 10 y 20 µm de largo por 5 a
15 µm de ancho y 2 a 4 µm de espesor. Posee simetría bilateral y
su cuerpo aparece dividido en mitades por el axostilo, que actúa
como esqueleto axial. En su extremo anterior presenta dos
núcleos relativamente grandes y vesiculares. De la superficie
celular emergen cuatro pares de flagelos que le dan movilidad.

La concavidad que forma su cara ventral en sus dos tercios
anteriores, constituye el disco suctorio. Las formas de
resistencia (quistes) son ovaladas y miden de 8 a 12 y de 7 a 10
µm en sus diámetros mayor y menor respectivamente. En
preparados en fresco, se observan como cuerpos muy
refringentes, con una membrana quística de doble pared y, en su
interior presenta cuatro núcleos y una serie de filamentos que
constituyen los restos flagelares y cuerpos parabasales.
En el phylum Ciliophora, orden Trichostomatida, el género
más importante es Balantidium, cuya especie representativa es
B. coli, protozoario causante de balantidiasis en cerdos y
potencialmente patógeno en humanos. El trofozoíto es ovoide o
piriforme, de un tamaño que varía entre 50 y 200 µm de largo por
40 a 70 de ancho; en el extremo estrecho tiene un citostoma y en
el extremo posterior está el citopigio. Presenta un macronúcleo y
un micronúcleo; el primero es de forma arriñonada con
localización lateral y el segundo de forma esferoide y ubicación
central. La superficie está cubierta de por hileras de cilios. El
quiste es redondeado y mide la mitad del tamaño del trofozoíto.
3. MATERIALYMÉTODO
3.1 MATERIAL
- muestra fecal de rumiante y porcino
- solución saturada de cloruro de sodio
- solución salina fisiológica (SSF)
- lugol parasitológico
- tubos de prueba
- láminas portaobjetos y laminillas cubreobjetos
- mondadientes o asa de platino
- microscopio compuesto
3.2 MÉTODO
DIRECTO SIMPLE
Este método permite obtener resultados únicamente cualitativos
y solamente muestra eficacia cuando la concentración de
huevos, quistes, larvas y trofozoítos, es alta.
20

- Colocar en un extremo de la lámina portaobjetos dos gotas de
solución salina fisiológica y en el otro, dos de lugol.
- Con la ayuda de un asa de platino o de un mondadiente,
coger una pequeña cantidad de heces y mezclar con cada
solución mediante movimientos circulares hasta conseguir
una suspensión uniforme.
- Colocar una laminilla cubreobjetos y observar a 100X y luego
a 400X.
DE CONCENTRACIÓN O ENRIQUECIMIENTO
Técnica de Willis
- Desmenuzar uno o dos gramos de heces en un tubo de
ensayo de 2,5 cm de diámetro que contenga 4 ml de solución
saturada de cloruro de sodio.
- Disgregar la materia fecal y adicionar la misma solución hasta
formar un menisco sobre los bordes del tubo.
- Cubrir el borde del tubo con una laminilla evitando la
formación de burbujas.
- Dejar reposar por 15 ó 20 minutos para que los huevos y
quistes de los parásitos floten y se adhieran por viscosidad a
la laminilla.
- Depositar una gota de lugol parasitológico en una lámina
portaobjetos y sobre ella colocar la laminilla tomada de la
boca del tubo.
- Observar con la ayuda del microscopio a 100X y 400X.

PRÁCTICA 03
IDENTIFICACIÓN DE Eimeria EN RUMIANTES, PORCINOS,
AVES Y CONEJOS
1. OBJETIVOS
- Conseguir la esporulación de ooquistes de Eimeria sp.
mediante el coprocultivo e incubación de heces.
- Identificar ooquistes de Eimeria sp. obtenidos mediante el
método de enriquecimiento por flotación en solución
2. GENERALIDADES
Los rumiantes sirven como hospedadores a numerosas
especies del phylum Apicomplexa, destacando entre ellas
Eimeria sp. En muchas ocasiones, resulta difícil identificar la
especie concreta de Eimeria, ya que sus ooquistes tienen
tamaños y formas muy similares. Las dos especies más
frecuentes de coccidios en el ganado bovino son E. bovis y E.
zuernii; pueden diferenciarse realizando la prueba de flotación
fecal (Fig. 1). Los ooquistes de E. bovis son ovales, tiene un
micrópilo y miden de 20 a 28 µm; los ooquistes de E. zuernii son
esféricos, sin micrópilo, y miden 15 a 22 por 13 a 18 µm. Sin
embargo, el método de diagnóstico más adecuado lo constituye
el examen post mortem mediante raspados de la mucosa
intestinal para observar las distintas fases del ciclo del parásito.
a b c
Fig. 1. Microfotografías de especies de eimerias en bovinos.
a) Eimeria ellipsoidalis, b) Eimeria bovis y
c) Eimeria canadensis (Custodio y Chanamé, 2006).
22

En caprinos, ninguna de las manifestaciones clínicas es
patognomónica, de manera que deben valorarse conjuntamente
los resultados de la anamnesia, la clínica, los análisis
coprológicos y la necropsia. En el mismo sentido, ha de
considerarse la situación general del rebaño, más que analizar
al individuo aislado.Asimismo, puede sospecharse la eimeriosis
en ausencia de helmintosis, cuando hay diarrea en corderos de
4 a 6 semanas, o en los de 3 a 5 meses concentrados en
instalaciones de cebo, si van acompañadas de eliminación de
grandes cantidades de ooquistes, generalmente con predominio
de una de las especies patógenas.
En aves, la infección por estos coccidios son muy poco
frecuentes aunque se han descrito casos de infecciones por
Isospora y Eimeria. Las especies de Eimeria capaces de afectar
a las gallinas son las siguientes: Eimeria acervulina, E. brunetti,
E. hagani, E. maxima, E. mitis, E. necatrix, E. praecox, E. tenella
y E. imbatí. Todas estas especies se localizan en determinados
lugares del tracto intestinal, y todas tienen un ciclo evolutivo
similar, pero con diferencias en cuanto al tiempo de duración. La
patogenia es variable y está relacionada con la especie de
Eimeria.
Otros hospedadores que pueden ser afectados por Eimeria
son los conejos. Siendo numerosas las especies de este
parásito que se localizan a nivel del intestino (E. irresidua, E.
magna, E. media y E. perforans), y sólo por una especie, E.
stiedae, a nivel de los conductos biliares intrahepáticos.
Además, E. media también puede afectar el intestino grueso.
3. MATERIALYMÉTODO
3.1 MATERIAL
- materia fecal de rumiantes y porcinos (200 g)
- dicromato de potasio al 2%, alcohol absoluto o metanol,
fucsina fenicada, alcohol ácido, azul de metileno, lugol
parasitológico, aceite de cedro, solución saturada de cloruro
de sodio
- placas de Petri, tubos de prueba, láminas portaobjetos,
laminillas cubreobjetos, mechero, asa de platino y

mondadientes
3.2 MÉTODO
CULTIVO E INCUBACIÓN DE HECES
- Colocar 10 ó 20 g de la muestra fecal en una placa de Petri y
agregar 60 ml de dicromato de potasio al 2%. Mezclar e
incubar a 25ºC durante 3 a 5 días.
- Abrir la placa diariamente y remover el contenido con
suavidad, para que el aire llegue a los ooquistes que están
desarrollándose.
- Transcurridas las 72 horas, se examinará a diario hasta
obtener el desarrollo de los esporozoítos, mediante la técnica
de Willis (Fig. 2).
Dicromato de potasio al 2%
Incubación
Ventilar por 1h Ventilar por 1h e
incubar. Repetir el
paso anterior.
Evaluar la
esporulación por
flotación.
Materia fecal 24ºC X 24h
24ºC X 24h
Fig. 2. Esquema del proceso de obtención de ooquistes esporulados.
Incubación
24

PRÁCTICA 04
IDENTIFICACIÓN DE Cryptosporidium EN RUMIANTES Y
AVES
1. OBJETIVO
- Identificar ooquistes de Cryptosporidium sp. mediante tinción
por las técnicas de Heine, Zielh – Neelsen modificado y
Kinyoun modificado.
2. GENERALIDADES
Las especies de Cryptosporidium son coccidias que
parasitan el intestino delgado de diversos animales, como
vacas, ovejas, cabras y aves. Los ooquistes esporulados que se
encuentran en las heces son incoloros y transparentes, y miden
de 4,5 a 6 µm.
El diagnóstico se efectúa mediante la prueba estándar de
flotación fecal y por análisis de un frotis de las heces. Dado que
el hombre puede infectarse con Cryptosporidium, las heces
sospechosas de albergar este protozoario deben manipularse
con muchas precauciones. Estos ooquistes pueden aislarse
utilizando la solución azucarada de Sheather. Asimismo, es
frecuente encontrar estos coccidios en pichones y aves de
corral. Se han comunicado casos de Cryptosporidium en
cacatúas. Este pequeño parásito es difícil de visualizar en
muestras de heces y suele diagnosticarse mediante el estudio
histopatológico del intestino delgado.
Actualmente, en base a la especificidad de hospedador,
morfología de los ooquistes y lugar de infección, se considera
seis especies dentro del género: C. nasorum (peces), C.
serpentis (reptiles), C. meleagridis (intestino de aves), C. baileyi
(tráquea, bolsa de Fabrizio y cloaca de aves), C. muris
(estómago de mamíferos) y C. parvum (intestino de mamíferos).
El hospedador se infecta al ingerir ooquistes de
Cryptosporidium. Éstos son liberados y penetran en los
enterocitos de toda la vellosidad. Después de esta invasión el

parásito se instala dentro de una vacuola parasitófora entre la
membrana plasmática y el citoplasma. Esta vacuola, que
engloba al esporozoíto en un nicho protector especial,
intracelular pero extracitoplásmico, presenta una región
electrodensa en la base, denominada organelo de alimentación.
El desarrollo ulterior comprende la transformación del
esporozoíto en trofozoíto y la reproducción de manera asexual,
por merogonia que da lugar a merontes de dos tipos: merontes I
con 8 merozoítos, que invaden otras células, con repetición del
ciclo y formación de merontes I, nuevamente, o merontes II, con
4 merozoítos; un vez liberados, estos aparentemente dan origen
a estadios sexuales y la reproducción sexual ocurre por
gametogonia, con micro y macrogametos, y fertilización de los
últimos. Los cigotos resultantes pasan por una última fase de
desarrollo (esporogonia), que culmina con la producción de
ooquistes infectantes con 4 esporozoítos (sin esporoquistes), de
pared gruesa o delgada.
3. MATERIALYMÉTODO
3.1 MATERIAL
- materia fecal de rumiantes y aves
- colorantes: fucsina básica fenicada y azul de metileno
- alcohol absoluto, metanol y alcohol ácido
- láminas portaobjetos
- asa de platino y mondadientes
- mechero
3.2 MÉTODO
Técnica de Heine
- Realizar una extensión fina de heces en una lámina
portaobjetos.
- Dejar secar y fijar a la llama del mechero durante unos 6
segundos.
- Fijar con alcohol absoluto o metanol durante 5 minutos. Dejar
secar.
- Teñir con fucsina básica fenicada durante 60 segundos.
26

- Luego lavar, secar y observar al microscopio óptico con el
objetivo de inmersión.
Técnica de Zielh-Neelsen modificado
portaobjetos.
segundos.
- Fijar con alcohol absoluto o metanol durante 5 minutos. Dejar
secar.
- Teñir con fucsina básica fenicada durante 10 minutos y luego
lavar.
- Decolorar con alcohol ácido hasta que la parte más fina de la
extensión sea transparente (10 segundos).
- Lavar con agua para arrastrar el exceso de colorante.
- Teñir con una solución de azul de metileno al 5% durante 30
segundos.
- Lavar, dejar secar y observar al microscopio óptico con el
Técnica de Kinyoun modificado
portaobjetos.
segundos.
- Fijar con metanol durante 5 minutos. Dejar secar.
· Teñir con fucsina básica fenicada durante 10 minutos y luego
lavar.
- Decolorar con alcohol clorhídrico hasta que la parte más fina
de la extensión sea transparente (10 segundos).
- Lavar con agua para arrastrar el exceso de colorante.
- Teñir con una solución de verde de malaquita al 5% durante
30 segundos.
- Lavar, dejar secar y observar al microscopio óptico con el

EVALÚE SUS CONOCIMIENTOS
Inferir, identificar y explicar
1. En los vacunos de un hato que habían comenzado con
diarrea hace dos semanas los síntomas que presentaron
fueron dolor abdominal, heces mucosas y, a veces, con
estrías de sangre, número de deposiciones elevado y
deshidratación. En esta fase, los enfermos eliminan
trofozoítos en las heces. Además, cuando estos parásitos
invaden el epitelio se multiplican y forman pequeñas colonias;
después penetran y llegan a la submucosa, produciendo
úlceras.
Los exámenes de laboratorio reportaron: protozoarios
esporulados = negativo; protozoarios con proyecciones
temporales del citoplasma = positivo
a) ¿Aqué parásito corresponde el caso?
_____________________________________________
b) ¿Qué factores contribuyeron para adquirir la enfermedad?
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
c) Si las heces contenían sangre ¿Qué otros parásitos se
deberían considerar?
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
d) ¿Qué método se empleó para el diagnóstico de esta
infección?
_____________________________________________
_____________________________________________
28

Tabla 1. Formas evolutivas parasitarias
PARÁSITO FORMA EVOLUTIVA
3. Identificar las estructuras de los ooquistes esporulados que
se muestran en las microfotografías a y b.
a b
4. Explicar por qué los ooquistes de Cryptosporidium son
difíciles de identificar.
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
2. Identificar los parásitos y sus respectivas formas evolutivas
que se muestran en laTabla 1.

PRÁCTICA 05
IDENTIFICACIÓN DE Tritrichomonas foetus EN BOVINOS
1. OBJETIVOS
- Identificar trofozoítos de Tritrichomonas foetus en preparados
en fresco.
- Ejecutar métodos tintoriales supravitales para la detección de
T. foetus.
2. GENERALIDADES
T. foetus es un protozoo parásito que reside en el tracto
reproductor del ganado. Este protozoo se localiza en el prepucio
de toros infectados y en la vagina, cuello uterino y útero de las
vacas parasitadas.
T. foetus adopta forma de pera y mide aproximadamente de
10 a 25 µm de longitud; posee una membrana ondulante con
aspecto de vela y tres flagelos anteriores (Fig. 3). En muestras
frescas se mueven rápidamente, con movimientos bruscos.
El diagnóstico se efectúa al encontrar estos protozoos en
líquido recientemente recogido del estómago de un feto
abortado, del flujo uterino o de los lavados vaginales o
prepuciales.
Fig. 3. Esquema de Tritrichomonas foetus (Núñez, 1987)
30
Flagelos anteriores
Citostoma
Cuerpo parabasal
Núcleo
Costa
Membrana ondultante
Axostilo
Flagelo
posterior
Vacuola
Capítulo
Blefaroplasto

La transmisión en condiciones naturales es durante el coito,
de toros infectados a hembras sanas o viceversa. La transmisión
mecánica durante la inseminación artificial es rara; aunque
existen casos en los que se ha producido por medio de fomites
durante la exploración vaginal. Hay que tener en cuenta que el
parásito resiste la refrigeración y que según el tipo y
concentración del diluyente, resiste la criopreservación. El
primer aviso de la existencia de la tricomonosis en el rebaño es
el descenso en la fertilidad.
En la realización de la anamnesis habrá que tener en cuenta
la existencia de algunos de los siguientes hechos: disminución
en el número de gestaciones, aumento de vacas repetidoras,
espaciamiento entre partos y prolongación del período entre
partos. La presencia de abortos ocasionales y el desarrollo de
piómetra en algunos animales también son orientativos.
3. MATERIALYMÉTODO
3.1 MATERIAL
- Muestras de secreción vaginal o prepucio-uretral
3.2 MÉTODO
Muestras de secreción vaginal
Con hisopo
- Lavar la vulva con solución salina fisiológica.
- Introducir un hisopo cuyo mango sea de 25 cm de largo por 4
mm de diámetro, en cuyo extremo lleva gasa esterilizada.
- Realizar movimientos de rotación y luego lavar la gasa con 15
ml de solución salina fisiológica.
- Centrifugar durante 10 minutos a 1 500 rpm y examinar el
sedimento a 400X.
Con pipeta con pera de goma
- Lavar y desinfectar la vulva.
- Introducir en la vagina la pipeta con pera de goma

conteniendo 100 ml de solución salina fisiológica estéril.
- Insuflar la solución en la vagina y luego recuperarlo con la
misma perilla.
- Depositar el líquido obtenido en un frasco estéril.
- Tomar mediante una pipeta un determinado volumen del
líquido y transferirlo a un tubo de centrífuga.
sedimento a 400X.
Muestras de secreción prepucio-uretral
Con hisopo
- Lavar y desinfectar el prepucio.
- Introducir el hisopo y realizar movimientos rotatorios.
- Lavar la gasa con 15 ml de solución salina fisiológica.
- Centrifugar y examinar el sedimento a 400X.
Con pipeta con pera de goma
- Lavar y desinfectar el prepucio.
- Introducir la pipeta, cerrar el orificio prepucial con la mano e
insuflar 200 ml de solución salina fisiológica estéril.
- Luego efectuar un ligero masaje vía rectal.
- Recuperar el líquido con la misma perilla y transferirlo a un
frasco.
sedimento a 400X.
COLORACION SUPRAVITALDE Tritrichomonas foetus
Técnica rápido con hematoxilina férrica
- Hacer varias preparaciones en láminas portaobjetos (frotis de
la muestra húmeda). Dejar secar la lámina al ambiente y fijar
con líquido de Schaudinn frío, durante 10 minutos.
- Escurrir el líquido y luego sumergir el preparado en alcohol de
70%, durante 2 minutos.
- Escurrir y sumergir en alcohol de 70% y luego pasar al alcohol
de 50%, durante 2 minutos cada vez. Lavar y pasar a una
solución de alumbre férrico al 2% durante 10 minutos. Lavar y
32

colorear con hematoxilina durante 10 minutos.
- Lavar y luego pasar por los alcoholes de 50%, 70%, 95% y el
absoluto, 2 minutos cada vez.
- Pasar varias veces por xilol para luego realizar el montaje con
bálsamo de Canadá.
Identificar y explicar
1. Observar el esquema e identificar las estructuras que se
indican.
A. _________________
B. _________________
C. _________________
D. _________________
2. Dibujar y explicar el ciclo biológico de Tritrichomonas foetus.
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
3. Explicar las acciones de T. foetus en bovinos infectados.
_______________________________________________
_______________________________________________
4. En relación a la trichomonosis bovina, explicar las medidas
profilácticas que se deberían tomar en cuenta.
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
E. _________________
F. _________________
G. _________________
H. _________________

PRÁCTICA 06
IDENTIFICACIÓN DE MONOGENEOS EN PECES DE AGUA
DULCE
1. OBJETIVO
- Identificar formas evolutivas de monogeneos en branquias de
peces de agua dulce.
2. GENERALIDADES
Los monogeneos son platelmintos parásitos que habitan,
típicamente, branquias, piel y escamas de peces marinos y de
agua dulce. Estos parásitos tienen distribución mundial y son
patógenos muy importantes en los cultivos de dichos peces,
sobre todo para los alevinos, en los que la presencia de
relativamente pocos parásitos puede causar daños graves. Sin
embargo, algunas especies viven como endoparásitos en
anfibios y quelonios, y otras como ectoparásitos en crustáceos y
cefalópodos.
En los peces, están descritas alrededor de 1 500 especies de
monogeneos, la mayoría de las cuales son muy específicas de
hospedador en el medio natural. Según la morfología del
órgano de fijación posterior (opisthaptor), hay dos grupos de
monogeneos. En los monopistocotileos, el opisthaptor es un
órgano sencillo, armado con ganchos de forma y tamaño
variable; en los poliopistocotileos está constituido por una serie
de pequeñas ventosas musculares o pinzas sostenidas por
escleritos cuticulares.
Su ciclo biológico es directo. La larva ciliada (oncomiracidio)
que eclosiona del huevo es libre y constituye la forma infectante.
Cuando el oncomiracidio se ha fijado al hospedador (piel o
branquias), pierde su revestimiento ciliado y crece hasta
desarrollarse en adulto (Fig. 4).
34

Los monogeneos, fuertemente adheridos al hospedador, se
alimentan de células epiteliales de la piel y las branquias. Este
modo de alimentación resulta irritante y causa enrojecimiento y
excesiva producción de mucus, hiperplasia epitelial o
hemorragias en las zonas afectadas. En infecciones intensas se
puede producir la muerte de los peces más pequeños.
3. MATERIALYMÉTODO
3.1. MATERIAL
- material biológico: branquias de peces de agua dulce
- frascos de vidrio de boca ancha
- agua estéril
- alcohol etílico
- copas de sedimentación
- placas de vidrio de 6 cm de diámetro
- goteros
3.2. MÉTODO
- Extraer las branquias de los peces de agua dulce y
depositarlas en frascos de boca ancha que contengan agua
estéril.
- Agitar fuertemente durante unos 10 minutos. Luego dejar
sedimentar espontáneamente durante 60 minutos.
- Eliminar el sobrenadante y al sedimento agregar alcohol
caliente, con la finalidad de fijar a los parásitos.
- Realizar preparados microscópicos en fresco y observar a
100X y 400X.
Fig. 4. Esquema de formas adultas de monogeneos (Custodio et al., 2000)

PRÁCTICA 07
IDENTIFICACIÓN DE FORMAS EVOLUTIVAS DE Fasciola
hepatica
1. OBJETIVOS
- Identificar formas evolutivas de Fasciola hepatica.
- Reconocer la morfología interna de la forma adulta de F.
hepatica.
2. GENERALIDADES
F. hepatica es un trematodo hepático del ganado ovino,
bovino y de otros rumiantes e inclusive el hombre. Es quizá, el
trematodo más importante en medicina veterinaria desde el
punto de vista económico, debido a que produce degeneración
hepática en su fase migrante, observada en el momento del
sacrificio. Los trematodos adultos se encuentran en los
conductos biliares del hígado y vesícula biliar, presentan un
aspecto típico. Son aplanados y en forma de hoja, y miden 30
mm de longitud por 13 mm de ancho (Fig. 5).
Fig. 5. Esquema del estado adulto de Fasciola hepatica.
36

El ciclo evolutivo es indirecto, es decir necesita de un
hospedador intermediario que es un caracol (Lymnaea viatrix y
L. diaphana). F. hepatica produce huevos los cuales son
llevados a través del conducto colédoco al intestino, y de éste
eliminados al exterior junto con las heces, los que en presencia
de temperatura (10 - 26 ºC) y humedad (precipitación fluvial)
adecuadas incuban (3 - 12 semanas), dejando salir a los
embriones ciliados o miracidios (150 µm), los cuales nadan
libremente hasta encontrar al caracol apropiado; si no lo
encuentran entre 8 y 24 horas mueren. En el caracol se
transforman en esporoquistes, los que dan lugar a las redias
madres, redias hijas y éstas a las cercarias, las cuales lo
abandonan y el caracol muere. Por cada miracidio que ingresa
se forman de 500 a 600 cercarias.
Las cercarias (200 - 300 µm) tienen una cola que les permite
nadar, hasta que se fijan en los pastos transformándose en
metacercarias, que son quistes de 0,25 µm, opacos, de color gris
blanquecino, muy resistentes, y constituyen las formas
infectantes, las que al ser ingeridas por los hospedadores
definitivos atraviesan la pared intestinal, caen a la cavidad
peritoneal avanzan hasta la cápsula de Glisson para penetrar en
el hígado. Migran a través del parénquima hepático y se
localizan en los conductos biliares, allí maduran sexualmente y
comienzan la ovipostura (un parásito elimina 20 000 huevos
diarios); los huevos llegan al intestino con la bilis y son
eliminados con las heces.
3. MATERIALYMÉTODO
3.1. MATERIAL
- material coloreado y en montaje
- material conservado en formol
- placas de Petri y pinzas
3.2. MÉTODO
- Examinar macroscópicamente a F. hepatica. Observar la
forma de hoja lanceolada que presenta con un cono cefálico

bien diferenciado y medir el largo y ancho del parásito.
- En la parte anterior del parásito observar una prolongación
cónica en cuyo extremo se puede notar la ventosa oral que es
redondeada, a unos 3 a 5 mm por detrás de ésta se encuentra
la ventosa ventral, de forma triangular de base anterior. El
tubo digestivo se bifurca a poca distancia de la ventosa oral,
formando ramas primarias y secundarias que se extienden
hacia la parte posterior del cuerpo.
- En especímenes coloreados de F. hepatica, observar en el
extremo anterior del cuerpo del parásito la ventosa oral que
se continúa con la faringe y un esófago corto, el que se
bifurca para formar los ciegos intestinales en número de dos
y en forma ramificada.
- F. hepatica es hermafrodita por tanto, observar los aparatos
sexuales masculinos y femeninos; así como el poro genital
común que se encuentra entre ambas ventosas.
- En los dos tercios posteriores del cuerpo, identificar los dos
testículos ramificados, los conductos eferentes, que corren
casi paralelos que, luego se unirán para formar el conducto
deferente que penetra en la bolsa del cirro situado delante de
la ventosa ventral. Dentro de la bolsa del cirro, visualizar un
ensanchamiento que corresponde a la vesícula seminal,
rodeada por la glándula prostática, que termina en el órgano
copulador o cirro el cual desemboca en el poro genital.
- En el tercio anterior, observar las flexuosidades del útero en
forma de roseta y repleto de huevos que le da un color
amarillento. Detrás de las flexuosidades uterinas, observar
una estructura redondeada, que corresponde al ootipo
recubierto por las glándulas de Mehlis.
- En la parte inferior y derecha de las ramas uterinas, localizar
el ovario de forma globulosa y ramificada que se continúa con
el oviducto y éste a su vez con el ootipo, el útero largo y
flexuoso que se dirige hacia delante para terminar en el poro
genital a través de la vagina.
- En las áreas laterales, observar las glándulas vitelógenas y
conductos vitelógenos.
38

PRÁCTICA 08
RECUENTO DE HUEVOS DE Fasciola hepatica
1. OBJETIVO
- Ejecutar el método de Dennis modificado para detectar y
contar el número de huevos de Fasciola hepatica.
2. GENERALIDADES
La detección de huevos de F. hepatica en las heces de los
animales sospechosos es útil para diagnosticar la fasciolosis
crónica, muchas veces sólo caracterizada por una reducida
productividad. Mientras que, en la primera fase de la infección
hepática los análisis coprológicos son negativos; sin embargo, el
hallazgo de 300 a 600 h/g de heces en ovinos y entre 100 y 200
en vacunos, indican enfermedad clínica, que requiere la
aplicación de un fasciolicida.
Se han descrito numerosos técnicas, desde simples
extensiones hasta laboriosas técnicas cuantitativas. El
propósito de estas últimas es concentrar los huevos a partir de
una muestra de heces, mediante técnicas de sedimentación.
Los métodos de sedimentación se basan en la mayor
densidad de los huevos que el detritus que se hallan en las
heces, lo que permite concentrarlos en el sedimento tras
repetidos lavados.
3. MATERIALYMÉTODO
3.1. MATERIAL
- solución de detergente: 1 g de detergente en 1 litro de agua ó
3 3
5 cm de detergente en 995 cm de agua más 8 gotas de
alumbre de hierro.
- embudo metálico de 3,5 pulgadas de diámetro, con filtro
metálico
3
- vaso cónico de precipitación de 100 cm y baguetas de vidrio

3
- tubos graduados para centrifugar de 50 cm
- placas de Petri con fondo rayado de 0,5 cm de distancia
- mortero y gradilla
3.2. MÉTODO
Técnica de Dennis modificado
- De una muestra de 100 g bien mezcladas, tomar en un
mortero 3 g de heces. Homogenizar las heces en 50 cm3 de
solución detergente.
- Tamizar a un tubo de prueba o copa de precipitación. Dejar
sedimentar por 15 minutos y luego eliminar las 2/3 partes del
sobrenadante.
- Resuspender el sedimento con solución de detergente, dejar
sedimentar y eliminar el sobrenadante.
- Agregar al sedimento 2 - 3 gotas de lugol y verterlo en una
placa de Petri y observar a 30X y 100X.
- El resultado se puede expresar en Nº de huevos/g de heces.
Inferir, analizar, identificar y explicar
1. En un centro de producción piscícola, algunos peces
empezaron a presentar intranquilidad y movimientos muy
rápidos, otros un incremento en la producción cuticular,
aletas deshilachadas, quebradizas y, a veces, hemorragias.
Las lesiones en las branquias dieron lugar a zonas de
necrosis focal, lo que facilitó las invasiones secundarias por
bacterias, hongos o ambos.
Los exámenes microscópicos reportaron la forma adulta
siguiente:
40

_____________________________________________
b) ¿Cuál es el ciclo biológico del parásito mostrado?
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
c) ¿Cómo se denomina la parasitosis y qué factores
epidemiológicos contribuyeron para adquirir la
enfermedad?
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
d) ¿Qué técnica empleó para el diagnóstico de esta
parasitosis?.
_____________________________________________
_____________________________________________
2. Cuando el hombre y algunos animales domésticos y salvajes
ingieren cangrejos de río mal cocido o crudo, las
metacercarias se desenquistan en el intestino, con una corta
migración atraviesan la pared intestinal cayendo en la
cavidad peritoneal, después pasan a través del diagrama de
la cavidad pleural, para ir a colocarse en el parénquima
pulmonar donde se desarrollan y alcanzan la madurez
sexual.
Los exámenes de laboratorio del esputo, mostraron huevos
con un opérculo muy visible.
a) ¿Aqué parásito corresponden los huevos encontrados?
_____________________________________________
b) ¿Cuál es el ciclo biológico del parásito?
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
epidemiológicos contribuyeron para adquirir la
enfermedad?
_____________________________________________
_____________________________________________

_____________________________________________
_____________________________________________
d) ¿Qué técnica se empleó para el diagnóstico de esta
infección.
_____________________________________________
_____________________________________________
3. Analizar la verdad (V) o falsedad (F) de las proposiciones
siguientes:
( ) Fasciola hepatica es un parásito heteroxeno porque afecta
a los rumiante, animales menores y al hombre.
( ) Fasciola hepatica presenta testículos preováricos.
( ) Fasciola hepatica es un parásito aberrante porque su
alimentación es hematófaga y colagofaga.
( ) Fasciola hepatica afecta más a los porcinos que a los
ovinos.
4. Identificar las formas evolutivas de F. hepatica que se
muestran a continuación.
42

5. Explicar las acciones de F. hepatica en sus hospedadores y la
respuesta de éstos.
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________

PRÁCTICA 09
EXAMEN DE VÍSCERAS
1. OBJETIVO
- Investigar y aislar parásitos en hígado y pulmón de ovinos y
bovinos.
2. GENERALIDADES
Dicrocoelium dendriticum se conoce habitualmente como
trematodo en lanceta de ovejas, cabras y vacas. Este parásito
minúsculo, plano y en forma de hoja mide entre 6 y 10 mm de
largo y entre 1,5 y 2,5 mm de ancho. Este parásito se encuentra
en los conductos biliares y puede producir hiperplasia en el
epitelio glandular de estos conductos.
F. hepatica es un parásito del hígado de ovino, bovino y de
otros rumiantes. Es el trematodo más importante en medicina
veterinaria desde el punto de vista económico, debido a que
produce degeneración hepática en su fase migrante, observada
en el momento del sacrificio. Los trematodos adultos se
encuentran en los conductos biliares del hígado y vesícula biliar,
presentan un aspecto típico. Son aplanados y en forma de hoja,
y miden 30 mm de longitud por 13 mm de ancho.
Quiste hidatídico, pueden observarse en el hígado, pulmón,
bazo, corazón y en cualquier otro órgano. Cuando estos quistes
son pequeños, pueden ser detectados por palpación del órgano
y el corte respectivo en las áreas sospechosas. Muchas veces
es necesario conocer si el quiste es fértil o no. Para conocer ello,
se extrae líquido hidatídico o también se realiza un raspado de la
capa germinativa y mediante un preparado en fresco se observa
al microscopio. Un quiste se considera fértil si en él existen
escólices con ventosas y corona de ganchos.
Thysanosoma actiniodes es el cestodo festonado que se
encuentra en el conducto colédoco y erráticamente en el
intestino delgado de los rumiantes. Los cestodos adultos miden
de 15 a 30 cm por 8 mm, los proglótidos son muy cortos; sin
44

embargo, poseen una característica única; unos festones muy
prominentes situados en la parte posterior de cada proglótido.
3. MATERIALYMÉTODO
3.1.MATERIAL
- vísceras: hígado y pulmón
- equipo de disección, fuentes y guantes de látex
3.2.MÉTODO
- Realizar cortes longitudinales de los conductos biliares y
también del conducto colédoco en el caso de Thysanosoma.
- Cortar el hígado en trozos transversales de 5 a 6 mm y
colocarlos en 500 ml de solución salina fisiológica (37 - 38
ºC), para colectar formas juveniles de F. hepatica.

PRÁCTICA 10
CESTODOS PARÁSITOS DE LOS RUMIANTES Y DEL
HOMBRE
1. OBJETIVO
- Identificar cestodos parásitos de los rumiantes y del hombre.
2. GENERALIDADES
Los miembros del phylum Platyhelminthes, clase Cestoda,
suelen denominarse cestodos o gusanos planos.
Generalmente, su cuerpo es largo, segmentado y aplanado, y
tiene forma de cinta.
Las especies de Moniezia están constituidas por cestodos
largos (hasta 6 m) que parasitan el intestino delgado del ganado
bovino, ovino y caprino. Son gusanos planos grandes, que
pueden llegar a medir hasta 1,6 cm de ancho. El escólex de
Moniezia está desprovisto de ganchos y de rostelo armado. Los
diversos proglótidos son muy cortos y anchos. Cada uno de ellos
contiene dos grupos de órganos genitales en la parte lateral con
poros asociados. Estos cestodos producen huevos de forma
cuadrangular o triangular característica. Existen dos especies
M. benedeni y M. expansa. Los huevos de ambas especies
poseen un aparato piriforme y pueden identificarse fácilmente
mediante el método de flotación fecal. Los huevos de M.
expansa tienen forma triangular o piramidal y su diámetro mide
entre 56 y 67 µm. Los huevos de M. benedeni tienen forma
cuadrada o cúbica y miden alrededor de 75 µm de diámetro (Fig.
6).
46

Thysanosoma actiniodes es el cestodo festonado que se
encuentra en el conducto colédoco y erráticamente en el
intestino delgado de los rumiantes. Los cestodos adultos miden
de 15 a 30 cm por 8 mm. Al igual que en la especie Moniezia, los
proglótidos son muy cortos; sin embargo, poseen una
característica única; unos festones muy prominentes situados
en la parte posterior de cada proglótido. Los huevos de este
cestodo se eliminan en paquetes de 6 a 12 huevos, cada uno de
los cuales mide 19 por 27 µm.
Metacestodos
- Cysticercus bovis, es un cisticerco o verme vesiculoso,
estadio larvario de Taenia saginata. En el ganado vacuno,
esta infección se conoce como cisticercosis bovina. Estos
metacestodos infecciosos se localizan en la musculatura
(esquelética y cardiaca) del ganado vacuno.
- Cysticercus cellulosae, fase larvaria de Taenia solium tiene
como hospedadores intermediarios a los cerdos. La infección
se denomina cisticercosis porcina. Estos metacestodos se
localizan en la musculatura esquelética y cardiaca, así como
en el encéfalo.
- El metacestodo de Taenia pisiformis, T. hydatigena y T. ovis
Fig. 6. Proglótidos maduros y huevos de Moniezia.

corresponde a Cysticercus pisiformis, C. tenuicollis y C. ovis,
respectivamente, el cual puede encontrarse en el interior de
los hospedadores intermediarios (conejos y rumiantes).
- Coenurus cerebralis, fase larvaria de Multiceps multiceps,
tiene como hospedadores intermediarios a los ovinos. Está
formado por una gran vesícula única, con diversos escólex
invaginados en su pared interna. Los cenuros se encuentran
en el interior de los tejidos de los hospedadores
intermediarios. Por cada cenuro que ingiere el perro, se
desarrollan diversas tenias adultas; una por cada escólex
invaginado ingerido.
- El quiste hidatídico, forma larvaria de Echinococcus
granulosus, se desarrolla con mayor frecuencia en hígado y
pulmones de los hospedadores intermediarios. Se le conoce
vulgarmente como “bolsa de agua”, “machu tallu”, “sonco
bola”, tallu quipu”, “Q' ochoa” y “cáncer blanco”.
3. MATERIALYMÉTODO
3.1. MATERIAL
- material coloreado y conservado en formol al 10%
- placas de Petri y fuentes
- hilo pabilo, jeringa desechable y aguja Nº 16
3.2. MÉTODO
Echinococcus granulosus
- Observar el escólex globular, provisto de cuatro ventosas
ovoides y un rostro prominente con una doble corona de
ganchos. El cuello es delgado y corto. El estróbilo es
monozoico, está compuesto de tres proglótidos. El primero,
inmaduro, está cerca del cuello; el segundo, maduro, es más
largo que ancho y muestra bien desarrollados los dos
aparatos genitales masculino y femenino y el tercero,
grávido, mide unos 2 mm, es decir, la mitad del largo total del
parásito. El útero repleto de huevos, se enrollan en espiral
con cortas ramificaciones y al distenderse sus paredes puede
48

estallar y dejar escapar los huevos antes o después de
desprenderse el proglótido grávido.
- Para la observación de la arenilla hidatídica, extraer líquido
vesicular con una jeringa desechable y aguja hipodérmica Nº
16, dejar sedimentar y examinar en microscopio a 100X y
400X.
Moniezia expansa
- Colocar proglótidos de este cestodo entre dos láminas,
presionar y observar su tamaño y ancho e identificar algunas
características diferenciales por transparencia. Asimismo, en
espécimenes coloreados observar que el escólex está
provisto de ventosas prominentes, sin ganchos.
- En un proglótido maduro observar los dos grupos de órganos
reproductores; los ovarios y las glándulas vitelógenas forman
un anillo en torno a cada par. Los testículos ocupan los
espacios centrales del proglótido o hacia los lados. El borde
posterior de cada proglótido tiene una serie de glándulas
interproglotidiales formadas por pequeños puntos en forma
continua.
- En un proglótido grávido de M. expansa, observar el útero
sacciforme repleto de huevos. También observar que estos
huevos son de forma triangular en cuyo centro contienen un
aparato piriforme bien desarrollado con una larva hexacanto.
Thysanosoma actiniodes
- Examinar especímenes de T. actinioides fijados en formol, y
observar el grosor de los proglótidos, en los que se aprecia la
apariencia festoneada. En especímenes coloreados
observar que las ventosas son voluminosas, con un reborde
posterior triangular característico.
- En un proglótido maduro observar los dos grupos de órganos
genitales, los ovarios, la vagina, el conducto deferente y el
saco del cirro. El útero se observa como un tubo transversal
en la parte anterior del proglótido y los testículos en la parte
posterior. Carece de glándulas vitelógenas y de ootipo. En el
proglótido grávido el útero forma órganos parauterinos y
ocupa casi toda esta estructura.

Inferir, analizar y explicar
1. Escribir el nombre científico y el tipo de estróbilo de los
parásitos mostrados a continuación.
2. En una explotación ovina, se observa que algunos animales
presentan cisticercos en la lengua y otros en los que se
practicó la inspección post mortem, presentaron a estas
formas larvarias en el diafragma, corazón y en los músculos
del cuello; además de los que se observaron en la lengua. En
tanto que, en otros animales se observaron a estos
metacestodos en localizaciones como el hígado, pulmón,
riñón, esófago, pared abdominal y cerebro.
_____________________________________________
b) ¿Cuál es su ciclo biológico del cestodo? explicar mediante
un esquema.
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
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_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
50

c) ¿Quienes son los hospedadores definitivos e
intermediarios y qué factores epidemiológicos
contribuyeron para adquirir la enfermedad?
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
d) ¿Qué métodos permitirían hacer el diagnóstico de esta
infección?
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_____________________________________________
_____________________________________________
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_____________________________________________
_____________________________________________
3. Analizar la verdad (V) o falsedad (F) de las proposiciones
siguientes:
( ) Thysanosoma actiniodes es un parásito eurixeno porque
afecta a los rumiante, animales menores y al hombre.
( ) Echinococcus granulosus presenta estróbilo monozoico
porque tiene un solo tipo de proglótidos.
( ) Moniezia expansa es un heteroxeno por presentar
alternancia de generaciones.
( ) Cysticercus cellulosae afecta más a los porcinos que a los
ovinos.
4. Explicar el establecimiento en el hospedador del
metacestodo de Echinococcus granulosus.
_______________________________________________
_______________________________________________
_______________________________________________
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_______________________________________________

PRÁCTICA 11
NEMATODOS PARÁSITOS DEL SISTEMA DIGESTIVO DE
LOS PORCINOS, RUMIANTES Y EQUINOS
1. OBJETIVO
- Identificar nematodos parásitos del sistema digestivo de los
porcinos, rumiantes y equinos.
2. GENERALIDADES
Los nematodos que infectan el tracto gastrointestinal de
porcinos y rumiantes pertenecen a varias especies.
Hyostrongylus rubidus, conocido como gusano gástrico
porcino, muestra en la cutícula estrías transversales y
longitudinales, más una dilatación cefálica, seguida de un leve
estrangulamiento. El macho mide 4 – 7 mm por 86 – 100 µm,
tienen un par de papilas prebursales, dos espículas iguales, un
gubernáculo y una membrana bursal accesoria. El lóbulo dorsal
de la bolsa copuladora es poco desarrollado. Las hembras
tienen 5 – 11 mm por 1 mm, con la vulva situada en el último
quinto corporal.
Ascaris suum, es un nematodo de considerable tamaño; los
machos miden 15 – 25 cm x 3 – 4 mm y las hembras 20 – 40 cm x
5 – 6 mm; son de color blancoamarillento a rojo pálido, y se
localizan en el intestino delgado.
Gongylonema pulchrum habita en el esófago de ovejas,
cabras, vacas y, en ocasiones, los cerdos y caballos. Este
parásito se encuentra embebido en la submucosa o en la
mucosa de esófago y posee un aspecto típico, dispuesto en
zigzag. Sus huevos miden 50-70 por 25 a 37 µm.
Los tricostrongílidos comprenden diversos géneros de
nematodos del interior del abomaso y del intestino delgado y
grueso de los rumiantes. Los géneros que pueden clasificarse
como productores de huevos de tipo tricostrongílidos o
estróngilo son las especies: Bunostomum, Chavertia,
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Cooperia, Haemonchus, Oesophagostomum, Ostertagia, y
Trichostrongylus. Estos siete géneros producen huevos
ovalados de cubierta delgada; los cuales contiene una mórula
con 4 células o más, y miden entre 70 y 120 µm de longitud.
Algunos de estos huevos pueden identificarse; sin embargo, la
identificación suele ser difícil, debido a que las infecciones
mixtas son muy frecuentes.
Respecto a la identificación de los huevos característicos,
debe registrarse como huevos tipo tricostrongílidos o estrongilo.
La identificación del género y especie suele realizarse mediante
cultivo e identificación de larvas.
Los huevos de las especies de Nematodirus y Marshallagia
también son tipo estróngilo; sin embargo, los huevos de estos
nematodos son mucho más grandes que los de los géneros
mencionados en el párrafo anterior y son los más grandes de la
superfamilia Trichostrongyloidea. Mediante el método de
flotación fecal, se observa los huevos de la especie
Nematodirus, que miden 150 - 230 por 80 - 100 µm; poseen
extremos afilados y una mórula con 4 a 8 células. Los huevos de
la especie Marshallagia también son grandes; miden 1 560 - 200
por 75 - 100 µm, poseen lados paralelos, un extremo
redondeado y contiene una mórula de 16 a 32 células.
Strongyloides papillosus es el nematodo intestinal del ganado
vacuno. Estos nematodos se caracterizan porque tan sólo una
hembra partenogenética es parásita en el hospedador bovino.
No existen parásitos machos de este nematodo. La hembra
produce huevos larvados, que miden 40-60 por 20 - 25 µm.
Estos huevos suelen obtenerse mediante el método de flotación
de heces recientes.
Trichuris ovis suele denominarse verme látigo, infecta el
ciego y el colon de los rumiantes. Los huevos de este parásito se
describen como trichineloides o trichuroideos y poseen una
gruesa cubierta simétrica de color marrón amarillento, con
tapones en ambos extremos. Los huevos liberados no están
embrionados y miden 50 - 60 por 21 - 25 µm.

3. MATERIALYMÉTODO
3.1 MATERIAL
- material coloreado y conservado en formol al 10%
- placas de Petri y láminas portaobjetos
3.2 MÉTODO
Ascaris suum
- Observar que la cubierta externa es quitinosa y resistente,
con estrías transversales y dos bandas laterales en toda su
longitud.
- Los adultos presentan en la parte anterior una abertura bucal
rodeada por tres labios grandes; dos ventrolaterales y un
dorsal, provistos de papilas y bordes denticulados.
- La extremidad caudal del macho está incurvada y posee dos
espículas fuertes de 2 mm de largo y varias papilas pre y
postcloacales. La hembra termina en forma recta y cónica. La
abertura vulvar se encuentra en el tercio anterior y medio del
cuerpo.
- Observar que la cloaca es subterminal, de donde emergen
dos espículas.
Toxocara canis
- Reconocer los adultos macho y hembra por examen
macroscópico de la extremidad posterior de especímenes
fijados. El macho termina incurvado sin bolsa copulatriz con
apéndice digitiforme y con dos espículas ligeramente iguales
y aladas.
- Al examen microscópico de la extremidad anterior, observar
la boca poco desarrollada con 3 labios, y a los lados, 2
dilataciones cuticulares a manera de aletas.
Chabertia ovina
- Examinar especímenes machos y hembras de C. ovina
determinar las dimensiones y observe que la extremidad
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anterior está ligeramente incurvada.
- Al examen microscópico, observar que la curvatura de la
extremidad anterior es ventral. Así como, la cápsula bucal
que es grande y globosa, estando la abertura rodeada de
doble fila de finos elementos.
- En el tercio anterior de la región esofágica, observar la
presencia de un surco cervical ventral, delante del cual se
logra observar una dilatación cuticular que presenta la
vesícula cefálica
Oesophagostomum columbianum
- Examinar especímenes fijados en alcohol glicerinado y
observar que el macho mide 12 a 16 mm. y la hembra 15 a 21
mm.
- Al examen microscópico, observar la presencia de una
cápsula bucal corta, cilíndrica o anular, con dos coronas
foliáceas; la externa con menor número de elementos que la
interna. Así como, la presencia de un surco cervical delante
del cual se encuentra la vesícula cefálica poco desarrollada y
detrás se nota grandes aletas cervicales que están
perforadas por dos papilas cervicales situadas detrás del
surco cervical. En la extremidad posterior de la hembra
observar que la vulva desemboca en una protuberancia
arriñonada.
Oesophagostomum venulosum
- Esta especie posee dimensiones parecidas a O.
columbianum, de modo que su diferenciación morfológica se
hará microscópicamente.
A._______________ B._______________

Bunostomum trigonocephalum
- Observar especímenes fijados y notar que el macho mide 12
a 17 mm y la hembra 19 a 26 mm de longitud.
- Microscópicamente, observar que la cápsula bucal se abre
anterodorsalmente, presentando en su extremidad anterior
dos láminas quitinosas y en su base, un diente dorsal grande
y dos lancetas subventrales pequeñas.
- En la extremidad posterior del macho, observar la presencia
de una bolsa copulatriz asimétrica debido a la posición del
lóbulo dorsal y sus costillas. Las espículas son delgadas y
aladas.
Haemonchus
- Examinar especímenes de Haemonchus y determinar las
dimensiones de cada sexo.
- Al examen microscópico, observar la presencia de una
cavidad bucal pequeña con un diente inclinado y dos papilas
cervicales grandes.
- En la extremidad posterior del macho, observar que la bolsa
copulatriz es bien desarrollada, con dos grandes lóbulos
laterales y un pequeño lóbulo dorsal asimétrico con espículas
en forma de “Y”. Gubernáculo presente.
- En la hembra, observar que la vulva se encuentra situada en
la parte posterior del cuerpo y recubierta de un apéndice o
reborde vulvar característico.
- En la extremidad anterior observar la vesícula cefálica
dilatada, no tiene aletas cervicales y las papilas cervicales se
encuentran situadas detrás de la terminación del esófago.
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Nematodirus
- Examinar especímenes machos y hembras de Nematodirus y
trate de determinar las dimensiones de cada uno según el
sexo.
- En los especímenes hembras, observar que la parte anterior
es más delgada que la posterior.
- En el microcopio, observar que en la extremidad anterior
existe una dilatación cuticular que forma una especie de
vesícula cefálica con estriaciones transversales; a lo largo de
todo el cuerpo posee líneas longitudinales y carece de papilas
cervicales. La extremidad posterior del macho presenta la
bolsa copulatriz amplia con dos grandes lóbulos laterales y un
lóbulo dorsal dividido en dos ramas cada una de las cuales se
adhiere a un lóbulo lateral. Las espículas son largas,
filiformes y unidas en su extremidad distal por una membrana
de diferente forma de acuerdo a la especie. Carecen de
gubernáculo. La extremidad posterior de la hembra suele
terminar en forma de cono truncado con una espina. La vulva
se ubica en el tercio posterior.
Trichuris
- Examinar especímenes machos y hembras de Trichuris y
determinar la longitud de cada uno. Observar que la porción
anterior es más delgada y larga que la porción posterior.
- Al examen microscópico, notar que la porción delgada está
ocupada por la región esofágica, formada por una sola hilera
de células y la porción posterior gruesa, contiene los órganos
reproductores y el intestino. Observar que la vulva se
encuentra a la altura del límite entre el esófago y el intestino.
- En el macho, observar que el extremo posterior es incurvado.
No tiene bolsa copulatriz. Posee una sola espícula larga
cubierta por una vaina espinosa susceptible de evaginarse.
En la hembra, la vulva se encuentra donde inicia el
ensanchamiento del cuerpo.
Oxyuris equi
- El macho mide de 9 a 12 mm y la hembra de 4 a 15 cm; el
cuerpo es más ancho en los dos tercios anteriores.

- A la observación microscópica, la extremidad anterior
presenta tres labios grandes que rodean la boca. El esófago
es musculoso con un estrechamiento medio y un bulbo
posterior bien pronunciado. La extremidad posterior del
macho es truncada, teniendo dos aletas caudales, sostenidas
pos las papilas subventrales, y una aleta dorsal situada detrás
del cono genital sostenida por las papilas dorsales. Posee
una sola espícula delgada.
- En la hembra, la vulva está situada en el cuarto anterior del
cuerpo. En las hembras grávidas la extremidad caudal es
extremadamente larga y delgada, y podría ser 5 veces más
larga que en la parte anterior voluminosa.
Strongylus equinus
- Examinar especímenes de S. equinus fijados en alcohol
glicerinado y observar que el macho mide de 25 a 35 mm. y la
hembra de 38 a 47 mm. Se localizan en el intestino grueso de
equinos.
- A la observación microscópica presenta una gran cápsula
bucal, es más estrecha que el resto del cuerpo, rodeada
anteriormente por coronas foliáceas de elementos. En la
base de esta cápsula notar la presencia de tres dientes, uno
dorsal bífido de bordes agudos y dos pequeños de posición
subventral. La extremidad posterior del macho tiene dos
espículas delgadas y simétricas.
Strongylus edentatus
- A la observación macroscópica, es muy parecido al S.
equinus, diferenciándose por la cápsula bucal que es más
ancha que el resto del cuerpo.
- Al examen microscópico, carece de dientes en la base de la
cápsula bucal.
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1. Observar y escribir el nombre científico (N. C) y las estructuras
que indican las flechas.
N. C: _____________
__________________
2. En las explotaciones bovinas bajo condiciones de pastoreo,
las infecciones usualmente observadas son las producidas
por los nematodos, dando lugar a consecuencias como:
- Disminución del apetito: las causas de éste efecto varían
entre dolor local, reducción del tránsito digestivo y niveles
aumentados de hormonas digestivas como gastrina y
colecistoquinina.
- Alteración de la digestibilidad del alimento: las profundas
modificaciones producidas a nivel estructural y funcional
del aparato digestivo, afectan la digestibilidad de los
alimentos y el metabolismo del calcio, fósforo, agua y
balance electrolito.
a) ¿Aqué parásitos corresponde el párrafo?
_____________________________________________
b) ¿Cuál es su ciclo biológico del nematodo que se localiza
habitualmente en el abomaso?
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
N C:______________
__________________

epidemiológicos contribuyen para la presentación de la
enfermedad?
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
d) ¿Qué medidas profilácticas recomendaría?
_____________________________________________
_____________________________________________
3. Escribir el nombre científico del nematodo que tiene como
una de sus formas evolutivas, al huevo que se muestra en la
siguiente microfotografía.
4. Identificar los nematodos causantes de neumonías
verminosas en bovinos y ovinos, respectivamente:
a) Haemonchus contortus b) Metastrongylus apri
c) Dictyocaulus filaria d) Dictyocaulus viviparus
e) Chavertia ovina
6. Identificar los parásitos causantes de triquinosis en porcinos
y bronquitis verminosa en caprinos, respectivamente:
a) Dictyocaulus filaria b) Necator americanus
c) Trichinella spiralis d) Dictyocaulus viviparus
e) Metastrongylus apri
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N. C: _____________

PRÁCTICA 12
RECUENTO DE HUEVOS E IDENTIFICACION DE LARVAS
DE TERCER ESTADIO DE NEMATODOS
GASTROINTESTINALES
1. OBJETIVO
- Calcular el número de huevos por gramo de heces mediante
el método de McMaster modificado.
- Identificar nematodos gastrointestinales mediante el método
de Corticelli y Lai.
2. GENERALIDADES
El método de McMaster permite conocer el número de
huevos de nematodos gastrointestinales eliminados con las
heces de los animales. Si bien, mediante especulaciones
teóricas, se podría conocer la carga de parásitos que presenta
un animal, en la práctica no existe una correlación entre los
vermes presentes en el hospedador y el nivel de oviposición.
Varios son los factores que determinan que los recuentos se
interpreten con precaución, sobre todo cuando se utiliza este
método como herramienta de diagnóstico, ya que los mismos
influyen directa e indirectamente sobre el resultado final del
recuento.
Actualmente, se dispone de técnicas de diagnóstico que
pueden utilizarse en animales vivos o que condicionan su
sacrificio.
A)Técnicas que condicionan el sacrificio de los animales
- Conteo de parásitos en el tubo digestivo y pulmón
- Recuperación de formas inmaduras de parásitos.
B)Técnicas que no condicionan el sacrificio de los animales
- Conteo de huevos por gramo de materia fecal (hpg)
- Coprocultivo para la determinación de los géneros actuantes
- Estimulación de la infectividad de la pastura
- Medición de las diferencias de engorde.

3. MATERIALYMÉTODO
3.1 MATERIAL
- materia fecal de ovinos
- solución saturada de cloruro de sodio o solución saturada de
azúcar
- mortero, colador, probeta y vaso de precipitación
- matraz y gotero
- cámara de McMaster
- placas de Petri de 10 y 15 cm de diámetro
3.2 MÉTODO
Técnica de McMaster. Este método se utiliza para conocer la
cantidad de huevos presentes en un gramo de materia fecal.
- Colocar en un tubo 2 g de heces y agregar 28 ml de solución
- Colocar en el mortero y triturar bien, si las heces tienen
formas de “pellets” y requieren desmenuzarse. Si las heces
son pastosas, será suficiente cualquier recipiente y una
bagueta para desmenuzarlas.
- Filtrar la suspensión y recoger en el mismo tubo.
- Homogenizar muy bien y retirar con el gotero del medio del
tubo para cargar la primera celda de la cámara de Mc Master
(Fig. 7).
- Homogenizar nuevamente y cargar la segunda celda.
- Dejar reposar la cámara de 2 a 3 minutos para que los huevos
y/o quistes floten y se ubiquen en la cara inferior de la lámina
superior de la cámara.
- Observar a menor aumento y contar los huevos y/o quistes,
ubicados dentro del recuadro de lectura, presentes en cada
celda.
62

Interpretación
Si en 30 ml había 2 g de heces, entonces en 15 ml habrá 1 g.
Si de los 15 ml se usa solamente 0,15 ml, que es el volumen de
cada área de lectura de la cámara de McMaster; se estará
utilizando la centésima parte de 15 ml; luego el factor de
multiplicación será 100.
Cálculo
NºdehuevosenC1+NºdehuevosenC2
Nºdehuevos/gdeheces= x100
2
Donde: C1 = celda 1; C2 = celda 2
Cultivo de larvas
El coprocultivo se fundamenta en permitir el desarrollo de los
huevos hasta larvas de tercer estadio las cuales poseen
características morfológicas que sirven para identificar a los
distintos géneros actuantes e inclusive a las especies, en
algunos casos. Esto es de gran valor teniendo en cuenta la
diferente patogenicidad de los diversos géneros y su desigual
sensibilidad frente a la acción de los distintos antihelmínticos.
Técnica de Corticelli y Lai
- Colocar la materia fecal dentro de la placa de Petri pequeña y
luego colocar ésta en la placa grande.
- En la placa de 15 cm, agregar agua hasta una altura de 1 cm
aproximadamente.
- Dejar la placa chica destapada y tapar la placa grande (Fig.
8).
Fig. 7. Esquema de la cámara de McMaster (Gordon y Whitlock, 1939).

- Incubar la muestra fecal en una placa de Petri, en cámara
oscura a 25 ºC durante 8 días, o a 15 ºC durante 12 días.
- Destapar el cultivo durante 1 a 2 horas diariamente para
airearlo.
- Invertir la caja chica (con el cultivo) dentro del agua de la
caja grande.
- Dejar en esta posición de 12 a 24 horas para que las larvas
migren al agua.
- Recuperar el agua con las larvas y concentrar el material
por decantación y/o centrifugación, obteniendo un
sedimento no mayor de 2 ml.
- Homogenizar el producto del cultivo mediante una pipeta o
gotero.
- Obtener una muestra del mismo, agregar una pequeña
gota de lugol parasitológico y observar a menor y mayor
aumento.
Identificación de las larvas de tercer estadio (L-3)
- Evaluar el material obtenido y añadir una gota de lugol
para inmovilizar a las L-3.
- Observar sus características morfológicas para
diferenciarlas de L-1 y L-2 y de los nematodos de vida libre.
- Diferenciar entre ellas las L-3 desarrolladas; para lo cual
se tiene en cuenta la estructura del extremo anterior, el
número de células intestinales, la forma del extremo
posterior de la larva propiamente dicha (cola larval) y la
distancia entre el ano y la punta de la vaina larval (cola de
la vaina larval) (Fig. 9).
Fig. 8. Esquema del coprocultivo para la obtención de larvas de tercer
estadio de nematodos gastrointestinales (Custodio, 2000).
64

- Contar el total de larvas, si el cultivo fuese pobre, ó 200 si
es abundante.
- Establecer el porcentaje para cada género o especie
hallados (Fig. 10) y el mismo se relaciona con la cantidad
total de huevos obtenidos en el recuento (excluyendo los
de Nematodirus, Strongyloides papillosus y Trichuris).
Fig. 9. Esquema de larvas de primer, segundo y tercer estadio de
nematodos gastrointestinales (Nuñez, 1987).
Fig. 10. Esquema de larvas de tercer estadio de nematodos
gastrointestinales (Nuñez, 1987).

1. Terneros de 2 meses que habían comenzado con intensa
diarrea a fines de invierno y comienzos de primavera,
presentaron enflaquecimiento progresivo y mal aspecto
general, con el pelo opaco. Las heces eran líquidas,
verdosas, luego oscuras, fétidas e irritantes. Los terneros
caminaban con el dorso encorvado y sus mucosas aparecían
pálidas, debido a la anemia intensa.
El diagnóstico de laboratorio informó:
- Recuento de huevos, según el método de McMaster
modificado: 2 000 huevos por gramo de heces; tal como se
muestra en la microfotografía. De los cuales, 320
correspondieron a Nematodirus (60), Strongyloides
papillosus (230) y Trichuris (30).
- Cultivo de larvas, según el método de Corticelli y Lai
(porcentaje de cada género): Haemonchus (60%),
Cooperia (5%), Trichostrongylus (10%), Ostertagia (10%)
y Oesophagostomum (15%).
a) ¿Calcular el número de huevos no identificables?
_____________________________________________
66

b) ¿Calcular el número de huevos eliminados por cada
especie de nematodo encontrado?
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________
c) ¿Por qué es necesario conocer el número y tipo de
nematodos? ¿Qué parámetros debe tenerse en cuenta
para hacer la interpretación de los resultados?
_____________________________________________
_____________________________________________
_____________________________________________

PRÁCTICA 13
NEMATODOS PARÁSITOS DEL SISTEMA RESPIRATORIO
DE LOS RUMIANTES
1. OBJETIVOS
- Identificar nematodos que parasitan el sistema respiratorio
de los rumiantes.
- Ejecutar el método de Baermann para aislar larvas de primer
estadio.
2. GENERALIDADES
En los rumiantes, la dicticulosis está ocasionada por
diferentes especies del género Dictyocaulus. Las especies de
este género son vermes pulmonares que afectan al ganado
vacuno (D. viviparus), ovino y caprino (D. filaria). Los parásitos
adultos se encuentran en los bronquios de los hospedadores
infectados. El período prepatente varía según la especie,
aunque, por lo general es de 28 días. Habitualmente, los huevos
son expulsados con la tos, se degluten y eclosionan en el
intestino y producen larvas que pueden obtenerse a partir de las
heces.
Las larvas de D. filaria poseen gránulos alimentarios
marrones en sus células intestinales, presentan una cola roma y
una prominencia cuticular anterior. Estas larvas miden entre 550
y 580 µm de longitud. Las larvas de D. viviparus también poseen
gránulos alimentarios marrones en sus células intestinales, pero
su cola es recta. Su longitud es de 300 a 360 µm, pero no poseen
prominencia cuticular anterior.
Existen otras especies de menor importancia que pertenecen
a la subfamilia Protostrongylinae denominadas lombrices
pulmonares pequeñas que ataca a ovejas y cabras.
68

3. MATERIALYMÉTODO
3.1. MATERIAL
- materia fecal de rumiantes
- colorante azul de metileno, lugol parasitológico
- placa de Petri, aparato de Baermann
- gasa, hilo pabilo y microscopio compuesto
3.2. METODO
Dictyocaulus filaria
- Examine especimenes fijados en alcohol glicerinado y note
que el macho mide 3 a 8 cm y la hembra 5 a 11 cm, siendo
relativamente delgados.
- Al examen microscópico, en la extremidad anterior observe la
boca rodeada de cuatro pequeños labios, la cápsula bucal es
muy pequeña. En la extremidad posterior del macho observe
la bolsa copulatriz y las dos espículas gruesas de color
marrón oscuro, dando el aspecto de calcetín (Fig. 11).
- Observe huevos de D. filaria y note que son grandes y
contienen una larva completamente formada.
Técnica de Baermann
- Preparar el sistema de Baerman. El embudo se llena con
agua templada y sobre ésta se deposita la muestra (sobre
gasa y tamiz) de manera que se produzca un contacto suave
Fig. 11. Esquema del extremo posterior de un nematodo del
Orden Strongylida.

entre las heces y el agua. Las larvas son muy activas y
penetran por hidrotropismo positivo, migrando de las heces y
sedimentándose en el fondo del tubo de goma conectado al
embudo.
- Obtener el sedimento luego de 3 a 6 horas (tiempo máximo
necesario de 24 horas) y depositar sobre un vidrio de reloj.
Examinar al estereomicroscopio.
- Recoger algunas larvas con una pipeta y depositarlas entre
porta y cubreobjetos, y examinar al microscopio.
- Añadir una o dos gotas de lugol a la muestra, para hacer más
fácil su identificación.
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PRÁCTICA 14
ARTROPODOS PARÁSITOS DE ANIMALES DOMÉSTICOS
Y DEL HOMBRE
1. OBJETIVOS
- Identificar artrópodos que infectan e infestan a los animales
domésticos.
- Diagnosticar mediante técnicas parasitológicos la sarna
sarcóptica y psoróptica.
2. GENERALIDADES
Los artrópodos del phylum Arthropoda, son importantes en
parasitología animal, por varias razones: 1. Constituyen agentes
causales de enfermedades en los animales domésticos y
salvajes. 2. Sirven como hospedadores intermediarios de
helmintos, nematodos y protozoos que infectan a los animales
domésticos o salvajes. 3. Podrían ser vectores de bacterias,
virus, espriroquetas, clamidias y otros patógenos que producen
enfermedades en animales domésticos y salvajes, y en el
hombre. 4. Producen venenos y sustancias de otra naturaleza
que pueden ser tóxicas para los anteriores.
CLASE INSECTA
El orden Diptera de los insectos es muy extenso y complejo.
En su calidad de ectoparásitos, los dípteros provocan dos
tipos de patología. Las formas adultas se alimentan
intermitentemente de sangre, saliva, lágrimas y moco de
animales vertebrados; las larvas pueden desarrollarse en el
tejido subcutáneo u órganos internos del hospedador.
Cuando el adulto visita de forma frecuente al hospedador
vertebrado y se alimenta intermitentemente de su sangre, se
denomina parásito periódico. Cuando la forma larvaria se
desarrolla en los tejidos u órganos de vertebrados, provoca una
enfermedad denominada miasis.

Parásitos periódicos con hembras adultas hematófagas de
vertebrados
Chrysops (mosca del ciervo) y Tabanus (mosca del caballo),
son especies grandes (de hasta 3,5 cm de longitud), de cuerpo
robusto y ancho, alas potentes y ojos grandes. Las moscas de
estos géneros son las más grandes de los dípteros y solamente
las hembras son hematófagas. Las moscas del caballo son
mucho más grandes que la del ciervo.
Parásitos periódicos con hembra y macho hematófagos de
vertebrados
Stomoxys calcitrans (mosca del establo), también
denominada, frecuentemente, mosca doméstica picadora.
Tiene el tamaño aproximado de la mosca doméstica, pero en
lugar de presentar un aparato bucal espongiforme, presenta una
proboscis que se eleva hacia delante desde la cabeza.
Generalmente ataca las patas y la zona ventral del abdomen,
pero también puede atacar las orejas. Le gusta alimentarse de
las puntas de las orejas de animales con orejas puntiagudas,
como el pastor alemán.
S. calcitrans también ataca al caballo, el hospedador
preferido, y al ganado vacuno. La mosca se posa sobre el
hospedador con la cabeza levantada, e introduce su probóscide,
que atraviesa la piel y provoca sangrado.
La mosca del establo permanece en el hospedador durante
períodos cortos, durante los cuales obtiene su alimento. Se trata
de una mosca que se encuentra al aire libre, pero a finales de
otoño y durante épocas lluviosas puede entrar en los establos u
otros espacios cerrados. La mosca del establo es un vector
mecánico del ántrax en el ganado y de la anemia equina
infecciosa.
Haematobia irritans (mosca de los cuernos), es una mosca de
color oscuro, de aproximadamente 3 a 6 mm de longitud (la
mitad que S. calcitrans). También presenta una probóscide en
forma de bayoneta, que se eleva hacia delante desde la cabeza.
72

Cuando la temperatura es inferior a 20 ºC, esta mosca se agrupa
alrededor de la base de los cuernos; de aquí su nombre. En los
días soleados y calurosos, las moscas se agrupan en la zona
ventral del abdomen del animal. La identificación se basa en el
color oscuro y su tamaño.
Melophagus ovinus es un díptero carente de alas. Su
apariencia es extraña; es peluda, con aspecto de piel curtida, y
mide de 4 a 7 mm de longitud. La cabeza es corta y ancha. El
tórax es de color marrón y el abdomen es ancho y de color gris
pardo. Las patas son fuertes y están equipadas con ganchos
fuertes. La inspección cuidadosa del pelaje y la piel subyacente
muestra la infestación por estos dípteros sin alas. La lana
infestada presenta un color marrón oscuro, producido por las
heces del insecto.
Parásitos periódicos que se alimentan de moco, lágrimas y
saliva
Musca autumnalis (mosca de la cara), se denomina así
porque pulula alrededor de los ojos y del hocico del ganado.
También puede encontrarse en la cruz, el cuello, la falda y los
flancos. Se alimenta fundamentalmente de saliva, lágrimas y
moco. En el microscopio, la cara de esta mosca es
morfológicamente similar a la de la mosca doméstica. Estas dos
especies pueden distinguirse únicamente por pequeñas
diferencias en la posición de los ojos y el color del abdomen.
Moscas causantes de miasis
Las larvas de los dípteros pueden desempeñar el papel de
ectoparásitos, ya que pueden desarrollarse en el tejido
subcutáneo de la piel de muchos animales domésticos. Cuando
las larvas de los dípteros se desarrollan en los tejidos u órganos
de hospedadores vertebrados producen una patología conocida
como miasis. Según el grado de dependencia del hospedador,
se diferencian dos tipos de miasis:
Miasis facultativa, en la que la larva de la mosca es
independiente, y miasis obligatoria. En la primera, las larvas que
son normalmente independientes se adaptan, en calidad de

parásitos, a un hospedador. En la miasis obligatoria, las larvas
de la mosca son completamente parásitos, es decir, dependen
del hospedador durante el desarrollo del ciclo vital. Dicho de otra
forma, sin el hospedador, el parásito obligatorio no puede
sobrevivir.
Larvas de dípteros que infestan la piel
Miasis facultativas
Las larvas de dípteros capaces de producir una miasis
facultativa en la piel son: Musca domestica, las especies
Calliphora, Phaenicia, Lucilia y Phormia, las moscas botella, y la
especie Sarcophaga o mosca de la carne. Los estadios larvarios
de estas moscas se asocian, generalmente, con heridas
cutáneas contaminadas con bacterias o con pelaje rizado
contaminado por heces.
El diagnóstico específico se realiza examinando la placa
espiraliforme en el extremo posterior de la larva. Cada especie
de larva presenta una placa diferente, como si se tratara de una
huella digital. Cuando se ha llegado al diagnóstico de miasis
facultativa, se debe descartar la posibilidad de una miasis
obligatoria producida por Cochliomyia hominivorax.
Miasis obligatorias
Estas miasis son producidas por las larvas del díptero C.
hominivorax y especies de los géneros Cuterebra e Hypoderma.
En la miasis obligatoria, la larva del díptero lleva una existencia
parasitaria.
C. hominivorax, es la mosca que invade heridas cutáneas
recientes, no contaminadas, en los animales domésticos. La
hembra puede poner varios miles de huevos durante su etapa
adulta. Los huevos son de color crema y de aspecto elongado.
Eclosionan en 24 horas. Las larvas entran en la herida, donde se
alimentan 4 - 7 días antes de alcanzar la tercera etapa. Pueden
tener una longitud de hasta 1,5 cm; en esta fase parece un
barrenador, de ahí el nombre de “gusano barrenador”. La larva
desarrollada cae al suelo, donde se convierte en la mosca
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adulta.
Las moscas adultas son brillantes, de color verdoso-azul y
con una cabeza rojo-naranja; miden 8 - 15 mm de longitud. Las
larvas se identifican, frecuentemente, por su forma de
barrenador y por poseer dos tubos traqueales intensamente
pigmentados en el borde dorsal del extremo caudal, en la tercera
etapa larvaria.
Cuterebra (reznos, cucas). La larva de este género infesta la
piel de conejos, ardillas, ratones y, ocasionalmente, perro y
gatos. En la segunda etapa, son como gusanos, de 5 - 10 mm de
longitud, de color crema a gris; en esta fase las larvas a menudo
están cubiertas por finas espinas de color negro. En la tercera
etapa, son grandes, robustas y de color negro intenso, con gran
cantidad de espinas; miden hasta 3 cm de longitud. Las fases
larvarias, generalmente, se encuentran localizadas en zonas
subcutáneas edematosas y presentan una fístula que se
comunica con el medio exterior. La larva respira por este poro.
Las larvas se descubren en la piel durante la exploración física.
Por lo general, se extirpan quirúrgicamente aumentado de
tamaño el poro cutáneo y sacando la larva con una pinza. Debe
tenerse cuidado de no aplastar la larva durante la extracción
porque puede provocar una anafilaxia.
Hypoderma (cuca del ganado). Existen dos especies de
moscas Hypoderma cuyas larvas infestan el ganado vacuno. H.
lineatum y H. bovis. La especie adulta de Hypoderma es similar a
una abeja y está cubierta por pelos de color amarillo naranja. Las
larvas maduras tienen una longitud de 25 - 30 mm, son de color
crema a marrón oscuro y están cubiertas por espinas pequeñas.
Las lesiones que producen son grandes quistes en el dorso, con
un poro central para respirar.
Larvas de dípteros que infectan el tracto respiratorio
Oestrus ovis (rezno nasal). Produce una miasis respiratoria
en la oveja. Las formas adultas son moscas molestas, similares
a las abejas y, como las especies de Hypoderma, bastante
molestas para las ovejas. La hembra adulta penetra por los
orificios nasales, donde deposita una larva pequeña en primera

etapa. Esta larva asciende hacia adentro, hasta llegar a las
cavidades nasales y a los senos nasales de la oveja, lo que
provoca frecuentemente una rinitis o sinusitis. La larva crece
rápidamente y se transforma en un ejemplar de 3 cm, de color
marrón oscuro, con grandes ganchos orales negros. Cuando se
ha desarrollado completamente, sale por el orificio nasal y
adquiere la forma de pupa en el suelo; el adulto emerge de la
pupa.
Mallophaga yAnoplura
Los piojos son los parásitos más prolíficos de los animales
domésticos y los salvajes. Se dividen en dos órdenes:
Mallophaga (piojos masticadores o mordedores) y Anoplura
(piojos chupadores). Se trata de insectos aplanados
dorsoventralmente, sin alas. Como todos los insectos, el cuerpo
se divide en tres partes: 1. La cabeza con el aparato bucal y las
antenas. 2. El tórax con tres pares de patas y la ausencia de alas.
3. El abdomen, donde se encuentran los órganos reproductores.
En el diagnóstico, las diferentes partes corporales de los
insectos y sus interrelaciones son importantes.
Los miembros del orden Mallophaga son, generalmente, más
pequeños que los del orden Anoplura. Estos artrópodos
normalmente son de color amarillo y presentan una cabeza
grande y redonda. El aparato bucal está compuesto por
mandíbulas adaptadas para masticar o morder. De forma
característica, la cabeza es más ancha que el tórax. En el tórax
existen tres pares de patas, que pueden adaptarse para
agarrarse o moverse con rapidez entre plumas y pelo. Pueden
infestarse aves, perros, gatos, ganado vacuno, ovino, cabras
(Damalinia bovis, Goniocotes gallinae y Menacanthus
stramineus, piojos masticadores del ganado vacuno y las aves).
Los miembros del orden Anoplura son más grandes que los
anteriores. Su color varía entre el rojo y el gris; ello depende,
generalmente, de la cantidad de sangre del hospedador que ha
ingerido. A diferencia de la macrocefalia del orden Mallophaga
su cabeza es más estrecha que la zona más ancha del tórax. El
aparato bucal es tipo cortante y está adaptado para chupar. Las
patas tienen forma de garra o tenaza y están adaptadas para
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