Guia de prácticas de laboratorios virtuales_ Curso Bioquímica 2022.pdf

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DEPARTAMENTO
INGENIERÍA TI + CURSOS
BÁSICOS
GUÍA DE PRÁCTICAS DE
LABORATORIOS VIRTUALES
Curso: BIOQUÍMICA
2022

2
NORMAS DE COMPORTAMIENTO PARA EL ESTUDIANTE DURANTE LA CLASE
VIRTUAL DE PRÁCTICA DE LABORATORIO
1. Ingresar puntual alhorario que le corresponda, siempre con cámara activa y audio apagado
hasta que el docente realice alguna indicación distinta, el conectarse puntualmente a las
prácticas es señal de respeto hacia los docentes y compañeros.
2. En cada sesión siempre tener consigo la “Guía de prácticas de laboratorios” y su cuaderno
de anotaciones.
3. Preparar y estudiar previamente el tema de clase. La evaluación es constante, al inicio
de cada sesión de taller y durante el desarrollo de la clase. Finalizada la sesión se realizará
el feedback respectivo.
4. El estudiante puede realizar intervenciones durante la clase levantando la mano
virtualmente, ayudando a mantener los debates en un ambiente sano y educativo.
5. En el caso de los chats virtuales, ser siempre respetuoso y cortés al redactar el mensaje
(evitar escribir todo en mayúsculas porque en el contexto virtual es como gritar y, además,
dificulta la lectura). Utilizar este medio sólo para temas académicos.
6. Utilizar el correo institucional y mensajería del aula virtual para consultas estrictamente
académicas.
7. Cumplir con presentar en las fechas asignadas por el docente las tareas académicas
asignadas (informes y/o infografías). No se aceptarán entrega de tareas fuera de las
fechas establecidas por los docentes. Seguir las instrucciones de la ficha de actividades
evaluadas.
8. No hay recuperación de tareas asignadas si el estudiante no ha asistido a la sesión
de taller práctico de laboratorio correspondiente.
9. Ante cualquier eventualidad: inasistencia, problemas de conexión o fallas en el sistema
durante el proceso de evaluación, es de responsabilidad del estudiante registrarlo y notificarlo
de manera formal y con la evidencia correspondiente por la plataforma virtual de Omnicanal
(SAED, soluciones@cientifica.edu.pe) en el tiempo estipulado (dentro de las 24 horas
posteriores al examen); pasado este tiempo su incidencia quedará sin efecto. Será el área
encargada quien nos brindará la relación de aquellos estudiantes a los cuales se les justificará
su inasistencia y/o se reprogramará de la evaluación no rendida. El docente luego de recibir
esta información programará la recuperación de la evaluación justificada en coordinación con
el estudiante.

3
SISTEMA DE EVALUACIÓN DE PRÁCTICAS DE LABORATORIOS
DETALLE SEMANA PESO TOTAL
Informe de práctica de laboratorio
Instrucciones generales y medidas de
bioseguridad y Espectrofotometría
1
6% 6%
Informe de práctica de laboratorio Técnicas
básicas de identificación de biomoléculas
2
Informe de práctica de laboratorio básicas
de identificación de biomoléculas
3
Determinación de proteínas plasmáticas
4
Determinación sérica de urea
5
Informe de práctica de laboratorio Factores
que afectan la actividad enzimática
6
Desnaturalización de proteínas y SDS-
PAGE
7
Informe de práctica de laboratorio Digestión
enzimática del almidón
8
Informe de práctica de laboratorio Cálculo
del balance energético
9
Informe de práctica de laboratorio Hidrólisis
de lípidos
10
Determinación de triglicéridos y colesterol
en plasma. Perfil lipídico mínimo
11
Informe de práctica de laboratorio Dosaje de
Hormonas
12
Extracción de pigmentos vegetales y aceites
esenciales
13
Informe de práctica de laboratorio Métodos
de Extracción del ADN, PCR y electroforesis
14
Examen escrito de prácticas de
laboratorios 1
5 6% 6%
Examen escrito de prácticas de
laboratorios 2
12 6% 6%
Examen Final de prácticas de
laboratorios
15 10% 10%
TOTAL 28%
Responsable de curso: María del Pilar Navarro
Profesores Responsables de Talleres Prácticos:
 Yojani Salazar García
 Cristina Margot Ventura Valencia
 Ruddy Huaranca Tanta
 Francisco Javier María Ramírez Cruz
 José Noé Sotelo Prado
 Dalia Violeta Churampi Mancilla
 Mercede del Pilar Palomino García

4
0 Autores: Salazar, J.; Salazar, Y.
 Carlos Fernández Miñiope
GUÍA DE PRÁCTICAS DE LABORATORIO
Sr. Lorenzo Wong
Gerente Educativo
Dra. Joyce Del Pino Robles Director
de Cursos Básicos de Ciencias
Autores:
Mg. Juan Salazar Sánchez .Lic,
Yojani Salazar García
Reservados todos los derechos: ningún material de este manual puede ser reproducido sin
autorización expresa por escrita por los autores. La autorización será en hoja aparte y firmada
y adosada a este material. Todo compromiso suscritoaparte, no se refiere a este manual. Queda
exento del compromiso, el fotocopiado interno en una cantidad no mayor de 100, solo para
uso con fines educativos y sin lucro.
© Derechos Reservados 2022

5
© Área de Química
Segunda Edición
Diseño, Diagramación e Impresión
Universidad Científica del Sur
Panamericana Sur Km 19. Lima – Perú
Teléfono: 610 – 6400

6
Tabla de contenido pp
Instrucciones generales y medidas de
bioseguridad y Espectrofotometría
9
Técnicas básicas de identificación de
biomoléculas
20
Efecto del ayuno en el glucógeno hepático 22
Determinación de proteínas plasmáticas 25
Determinación sérica de urea 29
Factores que afectan la actividad enzimática 32
Desnaturalización de proteínas y SDS-PAGE 37
Digestión enzimática del almidón 39
Cálculo del Balance energético 43
Hidrólisis de lípidos 52
Determinación de colesterol y triglicéridos. Perfil
lípidico mínimo
55
Dosaje de hormonas 60
Extracción de pigmentos vegetales y aceites
esenciales
62
Métodos de extracción del ADN, PCR,
electroforesis
64
Anexo 66

7
PRESENTACIÓN
Estimados estudiantes, el presente documento es un instructivo para el desarrollo de
las sesiones de prácticas de laboratorios virtuales que se trabajarán el presente ciclo,
el cual tiene como objetivo complementar lo desarrollado en las sesiones y prácticas
en aula del curso de Bioquímica. Para el desarrollo de cada sesión deberán con
anticipación revisar el material indicado por los docentes (actividad asincrónica), así
como repasar los desarrollado en las sesiones de teoría lo que les posibilitará la
comprensión del tema y su relación con las actividades de las prácticas propuestas,
las cuales están orientadas a la verificación de dichos fundamentos teóricos, así como
estimular su capacidad de análisis y aplicación de estos conceptos teóricos en las
Ciencias de la Salud.
Por otro lado, al finalizar el desarrollo de las prácticas, se debe realizar la entrega de
informes y de infografías de manera grupal con el objetivo de afianzar el aprendizaje
de un determinado tema, alcanzando, la adquisición de los resultados de aprendizaje
planteada para cada sesión.
Además, este diseño refuerza el interés y el espíritu activo en el desarrollo de la
práctica, facilita el aprendizaje y permite lograr finalmente un verdadero trabajo de
equipo con cada producto entregado.
Los autores

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Rúbricas que se usarán para la evaluación de las tareas asignadas en los talleres
prácticos
Aspecto a evaluar
Niveles de desempeño
No logrado En proceso Logrado
Realiza una introducción y objetivo (s)
de la práctica
0 puntos 1-3 puntos 4-5 puntos
Desarrolla materiales y métodos
Realiza el procedimiento experimental
Descripción y análisis de resultados
Realiza conclusiones,
recomendaciones y referencias
0 puntos 1 puntos 2-3 puntos
*Cuestiones éticas de evidenciarse plagio en informe, los estudiantes tendrán automáticamente la nota
de 00 en el concepto de tareas establecidas para la evaluación continua 1 de acuerdo a lo establecido
en sílabo. Además, tal conducta será reportada con el responsable del curso y carrera.

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PRÁCTICA N°1
TÍTULO DE PRÁCTICA DE LABORATORIO:
Instrucciones generales y medidas de bioseguridad y Espectrofotometría
Logro del aprendizaje:
 Identifica los principales niveles de bioseguridad
de un laboratorio.
 Conocimiento el uso y aplicación del
espectrofotómetro.
 Aplicación de la ley de Lambert – Beer en el
empleo del espectrofotómetro.
 Determinación de una curva de calibración con la
solución de azul de metileno.
MATERIALES
Recursos y materiales académicos para actividades sincrónicas
Presentación en formato PPT de la clase
Video conferencia por zoom
Guía de prácticas de laboratorios para la virtualización
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
Actividades sincrónicas:
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre la importancia de la Bioseguridad en el
laboratorio.
2. Definir los principios de la Bioseguridad y su importancia en la salud.
3. Impartir los conocimientos de los diferentes niveles de Bioseguridad en el laboratorio.
4. Uso correcto del manejo de residuos producidos en el laboratorio y en Centros de Salud.
5. Uso de señalética adecuada de seguridad y bioseguridad.
6. Retroalimentación de pregunta-respuesta del tema de bioseguridad en el laboratorio
7. Definir espectrofotometría
8. Funciones de la Espectrofotometría
9. Aplicación de la Ley de Lambert y Beer
10.Curvas de calibración, factor de calibración único y factor de calibración promedio.
11.Resolver dudas de los alumnos sobre el tema presentado en clase.
REFERENCIAS
 Bittencourt J. (2018). The Power of Carbohydrates, Proteins, and Lipids. Disponible en:
https://www.researchgate.net/publication/322473648
 Macías Alvia, A., Hurtado Astudillo, J. R., Cedeño Holguín, D. M., Cedeño Holguín, F. A., Scott ÁLava, M., Vallejo
Valdivieso, P. A., Macías Alvia, M. J., Santana Sornoza, J. W., Espinoza Macías, M. J., Ubillús Saltos, S. P.,
Arteaga Espinoza, S. X., Torres Macías, O. E., Pigüave Reyes, J. M., Pigüave Reyes, Chavarría Cedeño, D. I., &
Intriago Sánchez, K. J. (2018). INTRODUCCIÓN AL ESTUDIO DE LA BIOQUÍMICA (Primera edición) [Libro
electrónico]. Editorial Área de Innovación y Desarrollo,S.L. https://doi.org/10.17993/CcyLl.2018.28
 Nelson, D. L., & Cox, M. M. (2017). Lehninger Pinciples of Biochemistry (SEVENTH EDITION) [Libro electrónico].
W.H Freeman Macmillan Learning.
 Salazar, J, Salazar Y, Sotelo J. Guía de prácticas de laboratorio. Bioquímica. UCSUR. Lima. Edición 2021.

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INSTRUCCIONES GENERALES Y MEDIDAS DE BIOSEGURIDAD
1. LABORATORIO DE QUÍMICA 1, 2, 3 y 4 UCSUR
El Laboratorio es un ambiente físico estratégico donde se
desarrolla diferentes experimentos, con la finalidad que el
alumno complemente conocimientos, genere habilidades y
destrezas en la manipulación de materiales, equipos e
instrumental de laboratorio, incentivando así la adquisición de
los hábitos del método científico- observando los fenómenosque
ocurren en los ensayos respectivos y tomando datos necesarios
para obtener resultados confiables.
2. INSTRUCCIONES PARA EL TRABAJO EN EL LABORATORIO
 Llegar puntual a las prácticas (tolerancia 5 minutos).
 Leer con anticipación la Práctica a realizar.
 Cada sesión de Laboratorio genera un Informe; el que
será entregado en la siguiente práctica en su respectivo
horario. Es la única fecha y la entrega es de carácter
obligatorio. El informe se debe desarrollar de acuerdo a
formato que se encuentra en la Guíade Práctica.
 La inasistencia injustificada a cualquier práctica impide
al alumno la presentación del informe correspondiente
y por lo tanto tendrá la nota mínima de cero.
 El alumno con inasistencia justificada deberá recuperar
la práctica durante la misma semana para lo que
recabará de su profesor de prácticas el formato de
autorización correspondiente.

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3. MEDIDAS DE SEGURIDAD EN EL LABORATORIO
a) Higiene personal
 Queda terminantemente prohibido fumar, comer y/o beber
durante las prácticas en el laboratorio. Así mismo el uso de
celulares y otros equipos electrónicos.
 Se debe lavar las manos al finalizar el trabajo de laboratorio y
cada vez que se sospecha que ha estado en contacto con algún
material contaminado.
 Al entrar en contacto la piel con ácidos o bases fuertes, lavarse
inmediatamente con abundante agua. Para el caso de ácidos
aplicarse una solución saturada de bicarbonato, para las bases
utilice una solución al 5% de ácido acético (vinagre).
 Para quemaduras leves el área afectada se debe aplicar
inmediatamente una crema de picrato de Butesín.
 Mantener limpio el área de trabajo. Al derramar alguna
sustancia limpiar inmediatamente. Al final de la práctica dejar
todo el material limpio y ordenado.
b) Comportamiento de los alumnos durante las prácticas
 Está terminantemente prohibido ingresar a l Laboratorio
mochilas, carteras o bolsos, teléfono celular, animales
domésticos, etc.
 Una vez que el alumno haya ingresado al laboratorio no puede
salir por ningún motivo.
 El trabajo con sustancias volátiles se debe realizar haciendo
uso de la campana extractora.
 Para diluir ácidos, siempre se debe agregar los ácidos al agua,
y no en sentido contrario.
 Cuidar como propio todo bien que encuentre o utilice en el
laboratorio. El alumno es responsable de los materiales
asignados para el desarrollo de la práctica, el deterioro implica
su reposición obligatoria.
 El manejo de materiales, reactivos y el desarrollo de los

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experimentos sólo se realizan con autorización del profesor.
Los experimentos no autorizados están prohibidos.
 Observar cuidadosamente que los frascos con reactivos estén
etiquetados indicando el contenido y la concentración
respectiva, antes de ser usados.
 Obtener las sustancias químicas de los frascos de reactivos, en
un vaso de precipitados o en un tubo de ensayos limpio,
cuidando de no usar cantidades mayores que las necesarias,
está terminantemente prohibido regresarsustancia alguna no
utilizada al frasco original.
 Al encender el mechero Bunsen, primero encender el fósforo
y luego abrir la llave de gas.
c) Eliminación de residuos
 Los desechos sólidos, líquidos y las sales solubles, deben ser
depositados en los recipientes indicados por el profesor para su
posterior tratamiento.
 Todo desperdicio de papel o residuo sólido debe dirigirse al
respectivo recipiente de basura situados en ambas paredes
laterales de cada Laboratorio
 No se debe arrojar residuos sólidos al
lavadero.
4. ELEMENTOS DE PROTECCIÓN PERSONAL Y DE LOS EQUIPOS
a) Mandil
 Para cada sesión de prácticas el estudiante debe llevar un
mandil (guardapolvo), el cual es de carácter obligatorio.
Cuando el experimento lo amerite, los estudiantes usarán
lentes de seguridad industrial tipo MERCK.
 Los estudiantes vestirán sus mandiles antes de ingresar al
Laboratorio y dejarán de vestirlos a la finalización de las
actividades correspondientes.

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b) Lentes de seguridad y respiradores
 Se debe usar lentes de seguridad cuando sea necesario
proteger la cara de salpicaduras y/o sustancias corrosivas.
Igualmente se utilizará respiradores cuando sea necesario. En
ambos casos el estudiante tiene a su disposición estos
materiales y los solicitará al responsable del laboratorio.
 En la parte lateral central del Laboratorio se encuentra la ducha
española, la que será usada para casos de salpicaduras o
derrames en el cuerpo de la víctima con sustancias ácidas,
básicas o corrosivas. Así mismo a la entrada parte izquierda se
encuentra un kit lavador de ojos que se aplicará directamente
al ojo de la víctima en caso de salpicadura de alguna sustancia
dañina al ojo.
c) Extinguidores contraincendios
 El alumno debe conocer el uso y la ubicación de los extintores
contra incendios que en caso de emergencia se descolgará de
la pared con cuidado. El extintor, en la parte superior tiene una
palanca circular que se saca (se tira) para activar y se presiona
la manija con la mano derecha y con la mano izquierda se coge
la manguera la cual se orientará hacia la fuente de peligro.
 En el caso de incendiarse la ropa de una persona, se deberá
pedir ayuda inmediatamente, se debe estirar en el piso y rodar
sobre sí mismo para apagar las llamas. No se recomienda
utilizar el extintor sobre el cuerpo o rostro de una persona.

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d) Botiquín de primeros auxilios
 Existe un botiquín perfectamente identificado y de fácil acceso
cono los elementos necesarios para prestar primeros auxilios
en el laboratorio.
 Será responsabilidad de todos los usuarios del laboratorio
conocer la ubicación y el uso del botiquín y de los elementos de
protección personal.
5. TOMA DE DATOS
 Manipular con habilidad, criterio y en forma adecuada los
diferentes materiales de laboratorio.
 Desarrollar los experimentos en forma ordenada y con mucha
responsabilidad.
 Observar con mucho cuidado los fenómenos que ocurren durante
el desarrollo de los experimentos.
 Realizar las mediciones con precisión y efectuar las anotaciones
pertinentes, para obtener resultados satisfactorios disminuyendo
el margen de error. “un error mínimo al principio puede ser
máximo al final” (Aristóteles).
 Todo alumno deberá contar con una calculadora personal que
contenga como mínimo funciones de potencia y logaritmo. No se
permitirá usar celulares como calculadora personal.

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ESPECTROFOTOMETRÍA
Entre los diversos métodos de análisis de tipo cuantitativo que se utilizan para la
determinación de moléculas o elementos constitutivos de los organismos se
encuentra la espectrofotometría, que utiliza la medición de la intensidad de la luz
transmitida y/o absorbida, a determinada longitud de onda, por compuestos
químicos en solución.
I. Fundamento teórico
El paso de un haz de luz de una longitud de onda determinada a través
de una solución es reflejado en parte, mientras que la mayor fracción
de esta es absorbida por la sustancia disuelta. La absorción es
proporcional a la concentración del soluto.
La propiedad de una sustancia para absorber radiación de una
determinada longitud de onda es dependiente de su estructura
química. La ley de Lambert y Beer expresa las relaciones antes
mencionadas mediante la siguiente ecuación:
Io Luz incidente
It Luz transmitida
ɛ Coeficiente de extensión
I
Distancia recorrida por la luz a través de
la solución
c Concentración del absorbente
𝐿𝑜𝑔
𝐼𝑜
= 𝜀. 𝐼. 𝑐
𝐼𝑡

16
El log Io/It también se conoce como densidad óptica (D.O.) o
absorbancia de la solución y es directamente proporcional a la
concentración del soluto.
Para determinar la concentración de una determinada sustancia
puede hacerse uso del factor de calibración o de una curva de
calibración.
La preparación de una curva de calibración se realiza utilizando
concentraciones conocidas de la sustancia cuya concentración
deseamos conocer. Luego se determina la absorbancia de cada una
de dichas concentraciones y se procede a preparar un gráfico, donde
en el eje de abscisas se disponen las concentraciones de la sustancia
y en el eje de ordenadas la absorbancia.
 Factor de calibración
Se define como la relación que existe entre la concentración
del estándar y su respectiva absorbancia. Este factor puede
obtenerse de la siguiente manera:
La concentración del estándar puede expresar como: mg/dL,
µg/dL, mEq/L, U/L, etc. Para encontrar la concentración de una
sustancia problema se multiplica el factor de calibración por la
absorbancia del problema, operación que se realiza de acuerdo al
siguiente procedimiento que se aplicará en el desarrollo del
experimento.
𝐹𝑎𝑐𝑡𝑜𝑟 𝑑𝑒 𝑐𝑎𝑙𝑖𝑏𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 =
𝐶𝑜𝑛𝑐𝑒𝑛𝑡𝑟𝑎𝑐𝑖ó𝑛 𝑑𝑒 𝑒𝑠𝑡á𝑛𝑑𝑎𝑟
𝐴𝑏𝑠𝑜𝑟𝑏𝑎𝑛𝑐𝑖𝑎

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II. Parte experimental
 Preparación de una curva de calibración
Para elaborar una curva de absorción se preparará el siguiente
sistema:
Solución de azul de metileno 1mg/dL 1mL
Agua destilada 4mL
Luego se procederá a realizar lecturas en el espectrofotómetro a
las siguientes longitudes de onda: 560, 580, 600, 620, 640, 660,
680 y 700 nm.
Graficar utilizando papel milimetrado las absorbancias en función
de las longitudes de onda y determinar el pico de máxima
absorción de azul de metileno, el cual corresponde al mayor valor
de la absorbancia.

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Preparar el experimento de la siguiente manera:
1 2 3 4 5
mL Azul de metileno 0.5 1 2 3 4
mL Agua destilada 4.5 4 3 2 1
1. Llevar el espectrofotómetro a cero.
2. Luego leer los tubos a una longitud de onda de 660 nm.
3. Graficar en un papel milimetrado los resultados, disponiendo las
concentraciones en el eje de abscisas en el eje de las ordenadas,
luego trazar una recta a través de los puntos obtenidos
experimentalmente.
4. Utilizando la curva de calibración o el factor de calibración
determinará la concentración de la sustancia problema en la presente
práctica.

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ACTIVIDAD AUTONOMA COMPLEMENTARIA EVALUADA DE LA
PRÁCTICA N°1
INDICACIONES PARA EL INFORME DE PRÁCTICA N°1
Tema: Instrucciones generales y medidas de bioseguridad y Espectrofotometría
1. La actividad se desarrollará en grupos que serán conformados el primer día de clases. Cada
grupo elegirá un responsable que será el encargado de subir éste y los futuros informes en
formato PDF a las carpetas asignadas en el aula virtual.
2. Leer la rúbrica correspondiente de la calificación de los informes.
3. Búsqueda de información: Cada grupo deberá buscar fuentes de información válidas y
confiables. Utilizar las Bases de Datos disponibles en la Biblioteca Virtual de la UCSUR (HINARI,
SCOPUS, E-LIBRO, WILEY ONLINE LIBRARY, EBSCOhost, etc.). Link de acceso:
https://biblioteca.cientifica.edu.pe/
4. La fecha y hora de entrega del informe será establecida por el docente a través de una carpeta
virtual correspondiente a la semana de emisión del informe. No se aceptarán entregas de
informes fuera de fecha.
5. El esquema de los informes es el siguiente:
 La primera página corresponde a la carátula (ubicar el archivo en el aula virtual).
 Introducción (Máximo media página).
 Objetivos
 Materiales y métodos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias
6. Cada contenido debe ser citado y la lista de referencias bibliográficas deben ser colocadas
después de las conclusiones y elaboradas de acuerdo con el sistema de Vancouver (mínimo
una referencia por cada integrante del grupo).
7. El tipo y tamaño de letra serán Arial y 12.

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PRÁCTICA N°2
Técnicas Básicas de Identificación de Biomoléculas
Logro del aprendizaje:  Conocer las técnicas básicas de identificación de
biomoléculas
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre las técnicas básicas de identificación de
biomoléculas
2. Definir las técnicas básicas de identificación de biomoléculas
3. Explicar los procedimientos técnicos para la identificación de lípidos, proteínas,
carbohidratos y ácidos nucleicos.
4. Resolver dudas de los alumnos sobre el tema presentado en clase.
REFERENCIAS
 Salazar, J, Salazar Y, Sotelo J. Guía de prácticas de laboratorio. Química Orgánica. UCSUR. Lima. Edición 2021.

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ACTIVIDAD AUTONOMA COMPLEMENTARIA EVALUADA DE LA
PRÁCTICA N°2
Tema: Técnicas Básicas de Identificación de Biomoléculas
confiables. Utilizar las Bases de Datos disponibles en la Biblioteca Virtual de la UCSUR
(HINARI, SCOPUS, E-LIBRO, WILEY ONLINE LIBRARY, EBSCOhost, etc.). Link de acceso:
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias

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PRÁCTICA N°3
Efecto del ayuno sobre el contenido hepático
Logro del aprendizaje:  Identificación del glucógeno en un
hígado en ayunas vs con comida.
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre Efecto del ayuno sobre el contenido hepático
2. Definir el glucógeno
3. Órganos de almacenamiento del glucógeno
4. Funciones del glucógeno hepático
5. Explicar las condiciones de síntesis y de degradación del glucógeno hepático
6. Procedimiento experimental para evaluar el efecto del ayuno sobre el contenido hepático
REFERENCIAS

23
INTRODUCCIÓN
El hígado es el órgano que almacena glucógeno como un elemento de particular
importancia energética, que le permite al organismo mantener la glicemia durante los
periodos en que no se ingiere alimentos. A diferencia del tejido muscular, el hígado puede
degradar el glucógeno y liberar glucosa a la sangre.
I. Parte experimental
Preparación de los animales de experimentación
Se dispondrá de 2 ratas en jaulas diferentes, una de las cualesrecibirá su dieta habitual,
mientras que la otra será sometida a un ayuno de 24 horas. A ambas se les
proporcionará agua “ad libitum”.
Extracción del glucógeno
Se sacrificarán ambos animales previamente anestesiados con cloroformo y se
procederá a extraerles el hígado. Luego, se realizará una observación del tamaño y
color del mencionado órgano.
Se pesará 0.5g de hígado de cada animal y se colocarán en tubos de boca ancha, luego
se les adicionará 1mL de KOH 30%.Se colocará en la boca de cada tubo un embudo
pequeño y se le someterá a la ebullición por 30 minutos.
Después de enfriar, se les adicionará 3mL de agua destilada y 5mL de alcohol etílico.
NOTA: Se formará precipitado en aquel hígado que contenga glucógeno.
1 2 3 4
Disolución de hígado en
ayunas (mL)
1.0 - - -
Disolución de hígado normal
(mL)
- 1.0 - -
Estándar de glucose 5mg/dL
(mL)
- - 1.0 -
Agua destilada (mL) - - - 1.0
glucosa es sangre

24
ACTIVIDAD AUTONOMA COMPLEMENTARIA EVALUADA DE LA PRÁCTICA N°3
Tema: Efecto del ayuno sobre el contenido hepático
1. La actividad se desarrollará en grupos que serán conformados el primer día de clases.
Cada grupo elegirá un responsable que será el encargado de subir éste y los futuros
informes en formato PDF a las carpetas asignadas en el aula virtual.
3. Búsqueda de información: Cada grupo deberá buscar fuentes de información válidas
y confiables. Utilizar las Bases de Datos disponibles en la Biblioteca Virtual de la
UCSUR (HINARI, SCOPUS, E-LIBRO, WILEY ONLINE LIBRARY, EBSCOhost, etc.).
Link de acceso: https://biblioteca.cientifica.edu.pe/
4. La fecha y hora de entrega del informe será establecida por el docente a través de una
carpeta virtual correspondiente a la semana de emisión del informe. No se aceptarán
entregas de informes fuera de fecha.
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias
6. Cada contenido debe ser citado y la lista de referencias bibliográficas deben ser
colocadas después de las conclusiones y elaboradas de acuerdo con el sistema de
Vancouver (mínimo una referencia por cada integrante del grupo).

25
PRÁCTICA N°4
Determinación de la concentración sérica de proteínas totales y fraccionadas
Logro del aprendizaje:
 Conocer las técnicas para determinar
la concentración sérica de proteínas
totales y albúmina.
 Interpretar los resultados de
acuerdo a los valores de
referencias según la condición
clínica.
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre determinación de la concentración sérica de
proteínas totales y fraccionadas
2. Definir proteínas totales y fraccionadas
3. Explicar los fundamentos teóricos para la determinación de la concentración sérica de
proteínas totales y fraccionadas
4. Realizar los cálculos para hallar la concentración sérica de proteínas totales y fraccionadas
5. Interpretar los resultados obtenidos comparándolos con los intervalos de referencias
6. Procedimiento experimental para determinar de la concentración sérica de proteínas totales
y fraccionadas
REFERENCIAS

26
INTRODUCCIÓN
Las proteínas plasmáticas cumplen diversas funciones que son muy
importantespara un apropiado funcionamiento de los diversos tejidos del
organismo. Puedencumplir cuantitativa es muy útil para el diagnóstico de
algunas patologías como:desnutrición, deshidratación, cirrosis, etc.
 Determinación de proteínas plasmáticas total (Método
deBiuret)
La determinación de las proteínas totales se realiza
utilizando ionescúpricos que en medio alcalino reacciona
con las proteínas formando compuestos de coordinación de
color violeta, cuyo pico de máxima absorción es de 540 nm
y su intensidad es proporcional a la concentración de
proteínas.
Preparar los siguientes medios de reacción:
B x St
Agua destilada (µL) 50 - -
Suero o plasma (µL) - 50 -
Estándar de proteínas (µL) - - 50
Reactivo EDTA/Cu (mL) 3.5 3.5 3.5
Incubar durante 15 minutos a 37°C y leer en el
espectrofotómetroa 540 nm.
VALORES DE REFERENCIA:

27
 Determinación de albúmina
La albúmina reacciona con el bromo cresoldulfonftaleína a pH 3.8
formando un compuesto coloreado que absorbe a 625 nm. Preparar
el siguiente sistema:
B x St
Estándar de albúmina (µL) - - 10
Reactivo BCF (mL) 3.5 3.5 3.5
Colocar los tubos en una gradilla a temperatura ambiente durante
10 minutos y leer en el espectrofotómetro a 625 nm.

28
Tema: Determinación de la concentración sérica de proteínas totales y fraccionadas
confiables. Utilizar las Bases de Datos disponibles en la Biblioteca Virtual de la UCSUR (HINARI,
SCOPUS, E-LIBRO, WILEY ONLINE LIBRARY, EBSCOhost, etc.). Link de acceso:
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias

29
PRÁCTICA N°5
Determinación de la concentración de urea
Resultado de aprendizaje:
 Conocer la técnica de cuantificación
de la concentración de urea en
suero.
 Comprender el fundamente de la
técnica empleada para medir urea.
 Comprender el significado clínico de
los resultados de esta prueba.
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre Determinación de la concentración de urea
2. Explicar los fundamentos teóricos para la determinación de la concentración de urea
Realizar los cálculos para hallar la concentración de urea
3. Interpretar los resultados obtenidos comparándolos con los intervalos de referencias
4. Procedimiento experimental para determinar la concentración de urea
REFERENCIAS

30
INTRODUCCIÓN
La urea es un compuesto nitrogenado que se sintetiza en el hígado a partir del ion
amonio, bicarbonato y ATP. La enzima que cataliza esta primera reacción es la
carbamoil fosfato sintetasa I, cuya actividad es regulada por el N – acetil glutamato. La
excreción de urea por la orina depende fundamentalmente de la ingesta proteica. Un
incremento de urea en sangre puede ocurrir a causa de unaprobable disfunción renal.
La determinación de urea en orina se fundamenta en la acción que ejerce la
enzima ureasa sobre la urea, descomponiéndola en anhídridocarbónico y
amoniaco. Este amoniaco reacciona con hipoclorito y fenolen medio alcalino,
formando un compuesto coloreado denominada azul de indofenol, cuya
intensidad es proporcional a la concentración de urea.
Preparar el siguiente sistema:
B x St
Estándar de urea (µL) - - 20
Suero (µL) - 20 -
Ureasa (gota) 1 1 1
Mezclar mediante agitación e incubar a 37°C por 5 minutos.
B x St
Reactivo 1 (mL) 1 1 1
Reactivo 2 (mL) 1 1 1
Mezclar e incubar 37°C por 5 minutos y leer en el espectrofotómetro a540 nm.

31
Tema: Determinación de la concentración de urea
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias

32
PRÁCTICA N°6
Factores que afectan la actividad enzimática
 Determinar el Km y Vmáx
experimental de la pepsina a partir
de la gráfica de Vo contra [S].
 Determinar el Km y Vmáx
experimental de la pepsina a partir
de la gráfica de dobles recíprocas
1/Vi contra 1/[S].
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre factores que afectan la actividad enzimática
2. Definir enzimas
3. Parámetros que afectan la actividad enzimática
Explicar cómo determinar el km y el vmáx a través del gráfico de Michaelis-Menten y gráfico
de doble recíproco
4. Interpretar los gráficos
5. Procedimiento experimental para determinar los valores de Km y vmáx del enzima pepsina
REFERENCIAS

33
INTRODUCCIÓN
Las enzimas son compuestos de naturaleza proteica que tienen la propiedad de
acelerar las reacciones químicas sin modificar la constante de equilibrio del
sistema. Su actividad es afectada por diversos factores: concentración de
sustrato, pH, concentración de enzima, temperatura, inhibidores, fuerza iónica,
constante dieléctrica, etc.
Los biocatalizadores específicos sintetizados por el organismo,
llamados enzimas, son proteínas que intervienen en las reacciones
biológicas, acelerando la velocidad de reacción hasta alcanzar su
punto de equilibrio. Las enzimas son sumamente específicas en las
reacciones que catalizan y en los compuestos (llamados substratos)
sobre los que actúan.
La cinética enzimática es el estudio del comportamiento de la
velocidad en reacciones catalizadas por enzimas. Las mediciones de
la cinética proporcionan una herramienta bioquímica muy útil para
calcular la concentración de una enzima en una muestra biológica y
comparar su actividad catalítica con la de otras enzimas. Además, las
mediciones cinéticas permiten describir de manera cuantitativa el
efecto de un veneno o medicamento sobre la actividad de una enzima.
La velocidad a la que procede una reacción enzimática está controlada
en parte por las concentraciones de la enzima y el substrato. A medida
que progresa la reacción, aumenta la concentración de los productos
a expensas de la desaparición de los correspondientes substratos, en
tanto que la concentración de la enzima no se altera.
La actividad enzimática puede expresarse:
a) Por la desaparición del Substrato (S)
b) Por la aparición de Productos (P)
c) Por modificación de Cofactores (C)
El mecanismo de reacción enzima-sustrato puede simbolizarse así:
[E] + [S]  [E] + [P]C
C’

34
Diversos factores modifican la actividad enzimática, tales como:
1) Concentración de Substrato [S]
2) Concentración de la Enzima [E]
3) pH del medio
4) Influencia de la temperatura
5) Efecto de inhibidores y activadores
En las siguientes prácticas estudiaremos el efecto de estos factores
sobre la actividad enzimática de la pepsina en presencia de albúmina.
La pepsina es un enzima proteolítico (proteasa ácida) segregada por
las células principales de las glándulas gástricas, tiene un peso
molecular de 34 644 Da. Hidroliza los enlaces peptídicos,
descomponiendo así las proteínas en aminoácidos. La pepsina solo
realiza la proteólisis en medio ácido, actúa a un pH bajo, por lo que es
precisa la presencia de ácido clorhídrico para la realización de la
digestión gástrica de las proteínas. Las células de las glándulas
gástricas no producen directamente pepsina, sino que su producto es
el pepsinógeno, sustancia precursora sin capacidad digestiva que se
convierte en pepsina en la luz de la glándula, al entrar en contacto con
el ácido clorhídrico y con la pepsina ya producida.
 La actividad enzimática se medirá por la desaparición del
substrato (disminución de la turbidez en los tubos que contiene
albúmina), la cual se determinará en el Espectrofotómetro a 450
nm.
1 2 3 4 5 6 7 8 9
Agua
destilada
(mL)
4 3.5 3 2.5 2 1.5 1 0.5 -
HCl 1N
(mL)
0.2 0.2 0.2 0.2 0.2 0.2 0.2 0.2 -
Albúmina
5% (MmL) 0.5 1 1.5 2 2.5 3 3.5 4 -
Pepsina
2% P/V
(mL)
- - - - - - - - 4
 Leer los tubos 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7 y 8 en el espectrofotómetro.
Considerar las Absorbancias comoLectura Inicial.
 Luego, Incubar los nueve tubos a 37ºC por 5

35
min.
 Añadir 0.5 ml de pepsina a cada tubo (del tubo
9 a los tubos 1, 2,3, 4, 5, 6, 7 y 8). Incubar a
37ºC por 5 min o hasta que el tubo 1 este claro.
 Detener la reacción colocando los tubos en un
baño dehielo.
 Leer los tubos 1, 2, 3, 4, 5, 6, 7 y 8 en el
espectrofotómetro. Considerar las
Absorbancias comoLectura Final.
 Hacer la diferencia:
Actividad Enzimática = Lectura Inicial - Lectura Final
El resultado de ésta diferencia se considerará como Actividad
Enzimática.
 Graficar en papel milimetrado:
Actividad Enzimática en el eje Y versus [S] en el eje X.
1/Actividad Enzimática en el eje Y versus 1/[S] en el eje X.
 Calcular el Km y Vmáx de la pepsina en cada una
de lasgráficas

36
Tema: Factores que afectan la actividad enzimática
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias

37
PRÁCTICA N°7
Desnaturalización de proteínas y SDS-PAGE
 Conocer la desnaturalización de
proteínas por electroforesis en gel de
Poliacrilamida con dodecilsulfato
sódico
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre la desnaturalización de proteínas por
electroforesis en gel de Poliacrilamida con dodecilsulfato sódico
2. Definir desnaturalización de proteínas
3. Explicar los métodos de electroforesis
4. Conocer los materiales y equipos necesarios para la realización de una electroforesis bajo
condiciones desnaturalizantes de proteínas
5. Conocer el procedimiento técnico para llevar a cabo la electroforesis SDS-PAGE
REFERENCIAS

38
Tema: Desnaturalización de proteínas y SDS-PAGE
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias

39
PRÁCTICA N°8
Digestión enzimática del almidón
 Conocer la actividad de la amilasa
salival.
 Medir experimentalmente la
degradación del almidón por la
amilasa salival
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre la digestión enzimática del almidón
2. Definir almidón y su estructura
3. Describir la digestión del almidón
4. Explicar el procedimiento de la digestión del almidón por la amilasa salival
5. Conocer los materiales y equipos necesarios para la hidrólisis del almidón por la amilasa
salival
6. Interpretar los resultados de la digestión del almidón por la amilasa salival
REFERENCIAS

40
INTRODUCCIÓN
El almidón constituye un importante componente de la dieta de los seres
humanos. El proceso de digestión de este nutriente se inicia en la cavidad
oral, lugar en que actúa la α – amilasa salivar, enzima que tiene la
propiedad de hidrolizar los enlaces α 1.4 del almidón y forma
polisacáridos de menor peso molecular.
I. Objetivos
 Hidrolizar el almidón por efecto de la amilasa salival
 Hidrólisis del almidón por efecto de la amilasa salival
Para realizar el experimento se prepararán los siguientes
mediosde reacción:
1 2 3
Tampón fosfato 0.1M pH 6.5 (mL) 1.0 1.0 1.0
Almidón 1% (mL) 2.0 2.0 2.0
Cloruro de sodio 0.5N (mL) - - 1.5
Agua destilada (mL) 2.0 1.5 -
Colocar los tubos de ensayo en el baño maría a 37°C
durante 2minutos, luego adicionar:
1 2 3
Solución de saliva (mL) - 0.2 0.2
Colocar nuevamente los tubos en baño maría y sacar alícuotas
de 0.5mL de cada uno de los tubos a los 5, 10, 15 y 20 minutos,
y adicionarlos a los tubos previamente preparados que
contienen 2.0mL de ácido clorhídrico 0.5N, de acuerdo al
siguiente esquema.

41
1 2 3
Cloruro de sodio 0.5N (mL) 2.0 2.0 2.0
Luego adicionar a cada tubo:
 Dejar en reposo durante 1 minuto y observar el color
formado,
 Durante el desarrollo del experimento se observarán
modificaciones del color inicial de los tubos como
consecuencias de la acción de la α – amilasa salival.
 El experimento concluye cuando uno de los tubos
muestre un color pardo claro.
1 2 3
Solución de Lugol (gota) 1 1 1

42
Tema: Digestión enzimática del almidón
(HINARI, SCOPUS, E-LIBRO, WILEY ONLINE LIBRARY, EBSCOhost, etc.). Link de
acceso: https://biblioteca.cientifica.edu.pe/
4. La fecha y hora de entrega del informe será establecida por el docente a través de una
carpeta virtual correspondiente a la semana de emisión del informe. No se aceptarán
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias

43
PRÁCTICA N°9
Cálculo del balance energético
 Calcular las necesidades energéticas
(gasto energético) propias del
alumno.
 Calcular la ingesta energética del
alumno.
 Determinar el balance energético del
alumno.
 Determinar el % de adecuación de la
dieta del alumno
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
8. Breve conversatorio con los estudiantes sobre cálculo del balance energético
9. Definir Balance energético
10. Describir los componentes que forman parte del cálculo para determinar el balance
energético
11. Calcular la ingesta energética mediante recordatorio de 24 horas
12. Calcular el gasto energético
13. Interpretar los valores obtenidos del balance energético
REFERENCIAS

44
INTRODUCCIÓN
Los lípidos de la dieta son hidrolizados a nivel del yeyuno por acción de la lipasa
pancreática. En este proceso juegan un papel muy importante las sales biliares,
compuestos que tienen la propiedad de emulsionar los lípidos para una eficiente
acción de la lipasa pancreática.
El Balance Energético es el equilibrio que debe existir entre el gasto energético
y diario de un individuo, de acuerdo a su metabolismo basal, edad, sexo,actividad
física y la ingesta energética diaria a través de los macronutrientes de los
alimentos consumidos.
Si predomina el gasto energético sobre la ingesta energética, en un tiempo
prolongado, el individuo tiende a perder sus reservas, y como consecuencia se
adelgaza. Por otro lado, si predomina la ingesta, el exceso de energía se
acumulará en el cuerpo, en forma de triglicéridos, en el tejido adiposo,
observándose un aumento de peso.
Para realizar este balance, es necesario, calcular, en forma independiente, el
gasto energético en las 24 horas de cualquier día rutinario, de acuerdo a la tasa
metabólica basal (TMB) y la actividad física realizada, luego compararlo con la
ingesta energética que proporcionaron los alimentos consumidos el mismo día,
utilizando la Tabla de composición química de los alimentos peruanos y Tabla
auxiliar de alimentos peruanos.
 Calcular la ingesta energética, utilizando:
- Tabla de trabajo
- Listado de alimentos consumidos en 24 horas
- Tabla de composición química de alimentos peruana
- Tabla auxiliar de alimentos peruana
DISPONIBLE EN:
-Tablas Auxiliares para la Formulación y Evaluación de Regímenes Alimentarios (CENAN)
http://www.ins.gob.pe/repositorioaps/0/5/jer/doc_tec_norm/TAFERA_1_compressed.
pdf
- Tablas Peruanas de Composición de Alimentos (CENAN)
http://www.ins.gob.pe/insvirtual/images/otrpubs/pdf/Tabla%20de%20Alimentos.pdf

45
“CÁLCULO DE LA INGESTA ENERGÉTICA”
a) En la lista de consumo de alimentos, desglosar las preparaciones de
todo el día en cada uno de sus constituyentes. En columnas ordenadas
calcular mediante regla de tres el contenido de proteínas, grasas y
carbohidratos de cada alimento respectivamente, según la cantidad que
se haya consumido.
Ejemplo 1:
 Ingesta de leche fluida de vaca = 250 mL
 Leche fluida de vaca en 100 mL contiene 3.1gr de proteínas
Para calcular la cantidad de proteína que existe en 250 mL de leche
fluida de vaca:
Ejemplo 2:
 Ingesta de pulpa de carne vacuno = 90gr
 Pulpa de carne vacuno en 100gr contiene 21.3gr de proteínas
 Para calcular la cantidad de proteína que existe en 90gr de pulpa
de carne de vacuno:
3.1gr de proteínas
Leche fluida de vaca en 100 mL
“x”
Leche fluida de vaca en 250 mL
21.3gr de proteínas
Pulpa de carne de vacuno en 100gr
“x”
Pulpa de carne de vacuno en 90gr
X = 7.75gr de proteínas
X = 19.17gr de proteínas
La tabla de Composición química de los alimentos indica
los valores en 100 g de porción comestible
cruda (a menos que indique los valores en cocido).

46
b) Totalizar luego de cada una de las tres columnas, y el valor obtenido
en gramos de cada macronutriente se multiplica por el factor
respectivo.
Proteína x 4.0 Kcal
Grasa x 9.0 Kcal
Carbohidratos x 4.0 Kcal
c) Sumar los totales, y el resultado obtenido corresponde a la cantidad de
energía (Kilocalorías) que aportan los alimentos consumidos ese día.
TABLA DE TRABAJO
ALIMENTO
Cantidad
en medida
casera
Cantidad
(gr)
Energía
(Kcal)
Proteína
(gr)
Grasa
(gr)
CHO
(gr)
Desayuno
SUB – TOTAL
ALMUERZO
SUB – TOTAL
CENA
SUB – TOTAL
MERIENDAS
SUB – TOTAL
FACTOR x 4 x 9 x 4
TOTAL (Kcal)
Ingesta Energética = Ʃ (kcal)/d

47
 Calcular el gasto energético, utilizando:
- Ecuaciones para calcular la tasa metabólica basal (TMB)
- Tabla de categorías y factores de la actividad física
“CÁLCULO DEL GASTO ENERGÉTICO”
a) Se calcula la tasa metabólica basal (TMB) o gasto en reposo, aplicando
la fórmula de la siguiente tabla:
Ecuaciones para calcular la tasa metabólica basal (TMB) a partir del
peso corporal (P).
RANGO DE EDAD (años) Kcal/día
HOMBRES
0 – 3 60.9 (P) – 54
3 – 10 22.7 (P) + 495
10 – 18 17.5 (P) + 651
18 – 30 15.3 (P) + 679
30 – 60 11.6 (P) + 879
> 60 13.5 (P) + 487
MUJERES
0 – 3 61.0 (P) – 51
3 – 10 22.5 (P) + 499
10 – 18 12.2 (P) + 746
18 – 30 14.7 (P) + 496
30 – 60 8.7 (P) + 829
> 60 10.5 (P) + 596
Fuente: Organización Mundial de la Salud (OMS). 1985.
G.E. = TMB x FACTOR DE ACTIVIDAD

48
Ejemplo 1:
La TMB para una estudiante de 19 años de edad, con 55 kg. de peso,
será:
TMB = 14.7 (P) + 496
TMB = 14.7 (55) + 496
TMB = 1305 Kcal/d
b) Con la lista de actividades, se agrupan éstas por categorías, tomando
en cuenta el tiempo empleado (en minutos) y multiplicándolas por el
múltiplo de la TMB o factor de actividad (o gasto de energía promedio
por actividad). Las categorías de actividad física son las siguientes:
ACTIVIDAD FÍSICA CATEGORÍA MÚLTIPLO DE LA TMB o
FACTOR DE ACTIVIDAD
Dormir, descansar Reposo 1.0
Manejando automóvil,
escribiendo a máquina,
atendiendo a clase, trabajando
en laboratorio, viendo TV,
cocinando, planchando, jugando
cartas, tocando un instrumento
musical
Muy ligera 1.5
Caminando a 4 – 5km/h,
atendiendo al público, limpieza
de la casa, cuidando niños,
trabajo de carpintería y
electricidad, jugar tenis de mesa
Ligera 2.5
Caminando a 5.5 – 6.5km/h,
manejando bicicleta, bailando,
trabajando en jardinería,
cargando bultos pesados
Moderada 5.0
Jugando fútbol, vóley, básquet,
caminando con carga pesada
cuesta arriba, cortando árboles,
trabajo de excavación manual
Pesada 7.0
* Asignar 1/3 de hora para el mantenimiento cardiovascular ymuscular.
Recomendación FAO/OMS 1985.

49
1) Ordenar las actividades de acuerdo al tiempo empleado:
HORA ACTIVIDAD TIEMPO
6:00 – 6:15 a.m. Aseo personal 15´
6:15 – 6:45 a.m. Tomar desayuno 30´
6:45 – 7:00 a.m.
Caminar para tomar el
bus
15´
7:00 – 8:00 a.m. Viajar en bus 60´
8:00 – 10:00 a.m. Asistir a clase 120´
etc. (Debe completar 1440 minutos).
2) Agrupar por categoría de actividad:
CATEGORÍA
DE ACTIVIDAD
TIEMPO
EMPLEADO
(HORA)
MÚLTIPLO DE
LA TMB O
FACTOR DE
ACTIVIDAD
FACTOR DE
TMB
PONDERADO
En reposo
Muy ligera
Ligera
8
14
2
1.0
1.5
2.5
8.0
21.0
5.0
TOTAL 34.0
Promedio / hora
(Factor TMB/24h) 1.417
Gasto energético
(1.417 x TMB) 1850.0
 Calcular el balance energético:
Obtener la respuesta respetando el signo (+) (exceso) ó (-)
(déficit)
EQUILIBRIO Ingesta energética = Gasto energético
BALANCE (+) Ingesta energética > Gasto energético
BALANCE (-) Ingesta energética < Gasto energético
Gasto Energético = 1850 Kcal/d
Balance Energético = Ingesta Energética – Gasto Energético

50
 Calcular el porcentaje de adecuación de la dieta
Energía ingerida = Ingesta de alimentos
Energía requerida = Gasto energético
Analizar el % de adecuación de la dieta obtenido, según los
siguientes parámetros:
VALORES NORMALES 90 – 110%
DÉFICIT < 90%
EXCESO > 110%
% 𝑑𝑒 𝑎𝑑𝑒𝑐𝑢𝑎𝑐𝑖ó𝑛 =
𝐸𝑛𝑒𝑟𝑔í𝑎 𝑖𝑛𝑔𝑒𝑟𝑖𝑑𝑎
𝐸𝑛𝑒𝑟𝑔í𝑎 𝑟𝑒𝑞𝑢𝑒𝑟𝑖𝑑𝑎
𝑥 100

51
Tema: Cálculo del balance energético
1. La actividad se desarrollará en grupos que serán conformados el primer día de
clases. Cada grupo elegirá un responsable que será el encargado de subir éste y los futuros
informes en formato PDF a las carpetas asignadas en el aula virtual.
3. Búsqueda de información: Cada grupo deberá buscar fuentes de información válidas
y confiables. Utilizar las Bases de Datos disponibles en la Biblioteca Virtual de la UCSUR
(HINARI, SCOPUS, E-LIBRO, WILEY ONLINE LIBRARY, EBSCOhost, etc.). Link de
acceso: https://biblioteca.cientifica.edu.pe/
4. La fecha y hora de entrega del informe será establecida por el docente a través de
una carpeta virtual correspondiente a la semana de emisión del informe. No se aceptarán
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias
colocadas después de las conclusiones y elaboradas de acuerdo con el sistema de
Vancouver (mínimo una referencia por cada integrante del grupo).

52
PRÁCTICA N°10
Hidrólisis de lípidos
 Conocer la función de la lipasa
pancreática.
 Conocer una técnica para hidrolizar a
los lípidos utilizando la lipasa
pancreática.
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre Hidrólisis de lípidos
2. Generalidades de los lípidos
3. Funciones de los lípidos
4. Proceso de digestión de los lípidos
5. Procedimiento experimental para la hidrólisis de lípido (aceite vegetal)
6. Interpretar los resultados cualitativos de esta hidrólisis
REFERENCIAS

53
INTRODUCCIÓN
Los lípidos de la dieta son hidrolizados a nivel del yeyuno por acción de la lipasa
pancreática. En este proceso juegan un papel muy importante las sales biliares,
compuestos que tienen la propiedad de emulsionar los lípidos para una eficiente acción
de la lipasa pancreática.
Para la demostración experimental de la acción hidrolítica de esta enzima, se prepararán
los siguientes medios de reacción;
B 1 2 3
Tampón fosfato 0.1M (mL) 2.0 2.0 2.0 -
Aceite (mL) 1.0 1.0 1.0 1.0
Sales biliares 1% (mL) 2.0 2.0 - 2.0
Agua destilada (mL) 5.0 - 2.0 2.0
Añadir 2 gotas de fenolftaleína a cada uno de los tubos, luego adicionar gota a gota una
solución de NaOH 0.05N hasta que aparezca una coloración débilmente grosella estable,
luego adicionar:
B 1 2 3
Pancreatina 1% (mL) - 5.0 5.0 5.0
Volver a incubar los tubos a la misma temperatura durante 1 hora, agitándolos cada 5
minutos.
Al finalizar el tiempo de incubación, adicionar nuevamente a cada tubo 2 gotas de
fenolftaleína y proceder a titular, utilizando una bureta, con una solución de NaOH 0.05N
hasta que aparezca nuevamente la coloración ligeramente grosella.
Los resultados se expresarán como miliequivalentes de ácido esteárico liberado por
acción de la lipasa pancreática.

54
Tema: Hidrólisis de lípidos
clases. Cada grupo elegirá un responsable que será el encargado de subir éste y
los futuros informes en formato PDF a las carpetas asignadas en el aula virtual.
3. Búsqueda de información: Cada grupo deberá buscar fuentes de información
válidas y confiables. Utilizar las Bases de Datos disponibles en la Biblioteca Virtual
de la UCSUR (HINARI, SCOPUS, E-LIBRO, WILEY ONLINE LIBRARY,
EBSCOhost, etc.). Link de acceso: https://biblioteca.cientifica.edu.pe/
4. La fecha y hora de entrega del informe será establecida por el docente a través
de una carpeta virtual correspondiente a la semana de emisión del informe. No se
aceptarán entregas de informes fuera de fecha.
 La primera página corresponde a la carátula (ubicar el archivo en el aula
virtual).
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias
colocadas después de las conclusiones y elaboradas de acuerdo con el sistema
de Vancouver (mínimo una referencia por cada integrante del grupo).

55
PRÁCTICA N°11
Determinación de triglicéridos y colesterol en plasma. Perfil lipídico mínimo
 Determinación el nivel de triglicéridos y
colesterol en el suero sanguíneo.
 Determinación el nivel de HDL, LDL y
VLDL en el suero sanguíneo. Conocer
las técnicas para determinar la
concentración sérica del perfil lipídico.
 Conocer los fundamentos de dichas
técnicas y su significado en diagnóstico.
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre la determinación de triglicéridos y colesterol
en plasma. Perfil lipídico mínimo
2. Generalidades de colesterol, triglicéridos y lipoproteínas (VLDLc, LDLc, HDLc)
3. Importancia de la determinación de los parámetros del perfil lípidico en la salud
4. Procedimiento experimental para determinar los parámetros del perfil lípidico
5. Interpretar los resultados del perfil lipidico
REFERENCIAS

56
INTRODUCCIÓN
La determinación de triglicéridos en plasma constituye un dato muy importante en el
manejo de ciertas dislipidemias. Su incremento en el plasma constituye un factor de
riesgo positivo para aterosclerosis.
Fundamento teórico
Los triglicéridos del plasma son hidrolizados por una lipoproteína lipasa (LPL) que
forma como productos glicerol y ácidos grasos. El glicerol en presencia de ATP por
acción del glicerol quinasa es convertido en glicerol – 1 – fosfato, compuesto que es
convertido por el glicerol fosfato oxidasa (GPO) en dihidroxiacetona fosfato y peróxido
de hidrógeno, este compuesto en presencia de 4 – aminofenazona (4– AF), clorofenol
y peroxidasa (POD) es transformado en una quinonimina de color rojo.
Parte experimental
B x St
Estándar de TGC (µL) - - 20
Reactivo de trabajo (mL) 2 2 2
Mezclar e incubar durante 5 minutos en baño maría a 37°C, luego leer en el
espectrofotómetro a 505 nm.
Triglicérido
LPL
Ácido graso + Glicerol
Glicerol quinasa
Glicerol + ATP
GPO
Dihidroxiacetona fosfato + H2O2
POD
Quinonimia roja
< 150 mg/dL

57
El colesterol es una sustancia cuyos niveles en la sangre mantienen una estrecha
relación con diversas patologías, por cuyo motivo su determinación puede contribuir
al diagnóstico de: aterosclerosis, mixedema, diabetes mellitus, nefrosis,
hipertiroidismo, etc.
Fundamento teórico
La técnica utilizada para la determinación se fundamenta en la hidrólisis previa de
los ésteres de colesterol por la colesterol esterasa, la posterior acción de la enzima
colesterol oxidasa que formará peróxido de hidrógeno en cantidades
estequiométricas y finalmente la participación de la peroxidasa que en presencia de
reactivos químicos formará un compuesto coloreado proporcional a la cantidad de
colesterol existente en la muestra de sangre.
Parte experimental
B x St
Estándar de colesterol
(µL)
- - 20
Reactivo de trabajo (mL) 2 2 2
Incubar durante 5 minutos en baño maría a 37°C y leer en el espectrofotómetro a 505
nm.
Las LDL y VLDL son precipitadas en forma selectiva con sulfato de dextrano en
presencia de iones magnesio, de tal manera que en el sobrenadante que se
obtiene después de centrifugar, quedan las HDL, donde se realiza la determinación
de colesterol que esta lipoproteína transporta.
I.Parte experimental
Determinación de HDL:
Medir en un tubo de ensayo 200µL de suero o plasma luego adicionarle 500µL del
Reactivo precipitante, agitar durante 20 segundos y dejar en reposo por 15 minutos
Esteres de colesterol + H2O
Colesterol esterasa
Colesterol + AGNE
Colesterol oxidasa
Colesterol + O2
Peroxidasa
Quinonimia coloreada + 4 H2O

58
en baño de agua a una temperatura de 4 – 10º C. Centrifugar a 3000 rpm durante
15 minutos y proceder a preparar el siguiente sistema:
B x St
Sobrenadante (µL) - 10 -
Estándar de colesterol
(µL)
- - 10
Reactivo de trabajo HDL
(mL) 1.0 1.0 1.0
Incubar durante 10 minutos a 37°C y leer en el espectrofotómetro a 505 nm.
 Determinación de LDL
Las LDL se precipitan selectivamente con el uso de heparina, quedando en el
sobrenadante las HDL y VLDL. El colesterol que se encuentran con estas lipoproteínas
se determina enzimáticamente, correspondiendo el valor de las LDL a la diferencia entre
el colesterol total y el determinado en este sobrenadante.
Medir en un tubo de ensayo 50µL de suero o plasma luego adicionarle 500µL del Reactivo
precipitante, agitar durante 20 segundos y dejar en reposo por 15 minutos en un baño a
20 – 25º C. Centrifugar a 3000 rpm y separar inmediatamente el sobrenadante. Preparar
el siguiente esquema:
B x St
Sobrenadante (µL) - 10 -
Estándar de colesterol (µL) - - 10
Reactivo de trabajo LDL
(mL) 1.0 1.0 1.0
Incubar durante 10 minutos a 37°C y leer en el espectrofotómetro a 505 nm.
VALORES DE REFERENCIA
HDL 0,40 - 0,60 g/l
LDL
Riesgo bajo < 1.29 g/l
Riesgo moderado 1.30 – 1.89 g/l
Riesgo muy elevado ≥ 1.90g/l

59
Tema: Determinación de triglicéridos y colesterol en plasma. Perfil lipídico mínimo
clases. Cada grupo elegirá un responsable que será el encargado de subir éste y
los futuros informes en formato PDF a las carpetas asignadas en el aula virtual.
3. Búsqueda de información: Cada grupo deberá buscar fuentes de información
válidas y confiables. Utilizar las Bases de Datos disponibles en la Biblioteca Virtual
de la UCSUR (HINARI, SCOPUS, E-LIBRO, WILEY ONLINE LIBRARY,
EBSCOhost, etc.). Link de acceso: https://biblioteca.cientifica.edu.pe/
4. La fecha y hora de entrega del informe será establecida por el docente a través
de una carpeta virtual correspondiente a la semana de emisión del informe. No se
aceptarán entregas de informes fuera de fecha.
 La primera página corresponde a la carátula (ubicar el archivo en el aula
virtual).
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias
colocadas después de las conclusiones y elaboradas de acuerdo con el sistema
de Vancouver (mínimo una referencia por cada integrante del grupo).

60
PRÁCTICA N°12
Dosaje de Hormonas
 Conocer los métodos de determinación
de hormonas.
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre los métodos de determinación de hormonas.
2. Definición de hormonas
3. Clasificación de hormonas
4. Conocer los intervalos de referencia de una gran variedad de hormonas
5. Conocer las acciones, métodos de determinación e intervalos de referencia para la TSH
6. Interpretar los resultados obtenidos del método de ELISA para el TSH
REFERENCIAS

VIRTUALES 2022
CURSO BIOQUÍMICA
61
Tema: Dosaje de Hormonas
1. La actividad se desarrollará en grupos que serán conformados el primer
día de clases. Cada grupo elegirá un responsable que será el encargado
de subir éste y los futuros informes en formato PDF a las carpetas
asignadas en el aula virtual.
3. Búsqueda de información: Cada grupo deberá buscar fuentes de
información válidas y confiables. Utilizar las Bases de Datos disponibles
en la Biblioteca Virtual de la UCSUR (HINARI, SCOPUS, E-LIBRO,
WILEY ONLINE LIBRARY, EBSCOhost, etc.). Link de acceso:
4. La fecha y hora de entrega del informe será establecida por el docente a
través de una carpeta virtual correspondiente a la semana de emisión
del informe. No se aceptarán entregas de informes fuera de fecha.
 La primera página corresponde a la carátula (ubicar el archivo en
el aula virtual).
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias
6. Cada contenido debe ser citado y la lista de referencias bibliográficas
deben ser colocadas después de las conclusiones y elaboradas de
acuerdo con el sistema de Vancouver (mínimo una referencia por cada
integrante del grupo).

VIRTUALES 2022
CURSO BIOQUÍMICA
62
PRÁCTICA N°13
Extracción de pigmentos vegetales y aceites esenciales
 Conocer los principales pigmentos
vegetales.
 Conocer los aceites esenciales.
 Conocer los métodos para la extracción
de aceites esenciales.
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre los métodos de extracción de pigmentos
vegetales y aceites esenciales
2. Definición de pigmentos vegetales y aceites esenciales
3. Importancia de pigmentos vegetales y aceites esenciales
4. Descripción de los métodos de extracción de pigmentos vegetales y aceites esenciales
REFERENCIAS

VIRTUALES 2022
CURSO BIOQUÍMICA
63
Tema: Extracción de pigmentos vegetales y aceites esenciales
10.Búsqueda de información: Cada grupo deberá buscar fuentes de
11.La fecha y hora de entrega del informe será establecida por el docente a
12.El esquema de los informes es el siguiente:
el aula virtual).
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias
13.Cada contenido debe ser citado y la lista de referencias bibliográficas
14.El tipo y tamaño de letra serán Arial y 12.

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CURSO BIOQUÍMICA
64
PRÁCTICA N°14
Métodos de Extracción del ADN, PCR y electroforesis
 Conocer el método de CLOROFORMO:
ALCOHOL ISOAMÍLICO para la
extracción del ADN
 Conocer la Reacción de Cadena de la
Polimerasa y electroforesis en gel de
agarosa.
 Identificar los componentes y
procedimientos de cada uno de los
métodos.
MATERIALES
Cuaderno de notas
PROCEDIMIENTO
1. Breve conversatorio con los estudiantes sobre los métodos de extracción del ADN, PCR y
electroforesis
2. Descripción de métodos de extracción del ADN, PCR y electroforesis
3. Importancia de los métodos de extracción del ADN, PCR y electroforesis en la salud
REFERENCIAS

VIRTUALES 2022
CURSO BIOQUÍMICA
65
Tema: Métodos de Extracción del ADN, PCR y electroforesis
3. Búsqueda de información: Cada grupo deberá buscar fuentes de
4. La fecha y hora de entrega del informe será establecida por el docente a
el aula virtual).
 Objetivos
 Resultados
 Discusión
 Conclusiones
 Referencias
6. Cada contenido debe ser citado y la lista de referencias bibliográficas

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CURSO BIOQUÍMICA
66
ANEXO
PARTES DEL INFORME DE LABORATORIO
Apellidos Nombres N° Mesa Fecha
INTRODUCCIÓN
OBJETIVOS
RESULTADOS
DISCUSIÓN
CONCLUSIONES
REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS

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