Guía de Prácticas Microbiología General y Estomatológica 2023 (6).pdf

DTC: MSc. Blgo. Olga Luzmila De La Cruz Prado
DTP: MSc. Blgo. Rosita Tanyelisbeth Castillo Rogel

Guía de prácticas de Microbiología general y estomatológica.
Programa de Estomatología
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DATOS DEL ESTUDIANTE
APELLIDOS Y NOMBRES: ____________________________________________
CÓDIGO DE ESTUDIANTE: ___________________________________________
CORREO ELECTRÓNICO: ____________________________________________
INTITUCIONAL: _____________________________________________________
PERSONAL: ________________________________________________________
NÚMERO DE CELULAR: _____________________________________________
FACULTAD: ________________________________________________________
ESCUELA PROFESIONAL: ____________________________________________
SEMESTRE ACADÉMICO: ____________________________________________
CICLO: __________________________ SECCIÓN: ___________________
N° DE MESADE TRABAJO: ___________________________________________
PIURA – PERÚ
2023

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PRESENTACIÓN:
La Microbiología es una ciencia experimental que ese dedica al estudio de
los microorganismos, aquellos seres que por su tamaño tan pequeño
escapan al poder resolutivo del ojo humano y que pueden ser observados al
microscopio. Considerando la descripción, explicación y predicción de
fenómenos relacionados con los microorganismos. La cavidad bucal
presenta características y requerimientos necesarios para la convivencia de
toda una comunidad de microorganismos que habitan sus diferentes tipos de
estructuras, y que están estrechamente relacionados con la salud oral.
Es así como la experiencia curricular de Microbiología general y
estomatológica tiene como propósito brindar conocimiento acerca de las
características más importantes de los microorganismos y su relación con el
ser humano y su cavidad bucal. Explica los procesos por los que los
microorganismos, y en especial los relacionados a la cavidad oral, producen
enfermedades infecciosas.
Las prácticas serán desarrolladas en el laboratorio tanto de manera grupal,
como individual y se presentarán informes individuales que permitan plasmar
lo aprendido por cada estudiante, todo ello será evaluado según rúbrica. En
esta guía se proporciona además la lista de materiales necesarios para el
desarrollo de las mismas y así prever semana a semana los requerimientos
para la ejecución exitosa de cada práctica de laboratorio.
Esperamos que esta guía cumpla con los objetivos planteados que se
persiguen en el proceso de enseñanza y las expectativas de los estudiantes.
Así mismo, se esperan las valiosas sugerencias de colegas y estudiantes
que permitan el perfeccionamiento de esta guía de prácticas en ediciones
futuras.
Las autoras.

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INSTRUCCIÓNES Y
RECOMENDACIONES GENERALES:
• Seguir las instrucciones y recomendaciones dadas por la docente para cada sesión
práctica, no adelantarse a los procedimientos.
• Asistir a las prácticas en el horario programado, puntualmente (tolerancia de 5
minutos), portando su mandil bien abotonado, calzado cerrado, uñas cortas, sin
joyas, portando sus equipos de protección personal (mascarilla, cofia o gorro y
guantes), su guía, libreta de apuntes, lápiz o lapicero y un marcador indeleble
punta fina.
• Los estudiantes deberán cumplir en todo momento las normas de bioseguridad
establecidas en los protocolos.
• Lavarse las manos con agua y jabón antes y después del uso de guantes, luego de
retirarse el mandil, al término de cada sesión de práctica, antes de retirarse del
laboratorio, NO debe portar el mandil o exponerlo fuera del ambiente de laboratorio
para evitar contaminaciones.
• Dejar sus mochilas y libros en el lugar destinado para este fin, a las mesas de
trabajo sólo portará su guía de prácticas y una libreta y lápiz o lapicero para tomar
apuntes.
• Se deben cuidar todos los equipos y materiales del laboratorio, si por descuido o
manejo negligente deterioran los mismos deberán reponerlos.
• No se debe retirar del laboratorio ningún material, equipos o cultivos microbianos.
• Está prohibido retirarse las mascarillas mientras se procesan muestras biológicas
en el laboratorio.
• Está prohibido ingerir agua u otros alimentos en el laboratorio, fumar o aplicarse
cosméticos.
• Se debe limpiar y desinfectar el área de trabajo, lavar los materiales utilizados,
colocar en desinfección aquellos indicados por la docente y descartar los desechos
producidos al finalizar la práctica en el recipiente correcto.
• Para la evaluación de las prácticas los estudiantes presentarán un informe de la
actividad realizada que se evaluará según rúbrica.
• El estudiante que no asista a la clase práctica, deberá justificar su inasistencia de
manera inmediata a la Escuela de Estomatología.
• Si durante el trabajo ocurre algún accidente, rotura de tubos o placas con cultivo,
avisar al profesor de manera oportuna el hecho para que se indique la desinfección
del área.

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SUMILLA
La experiencia curricular de Microbiología general y estomatológica corresponde
al área de estudios específicos, de naturaleza teórico-práctica y de carácter
obligatorio. Tiene como propósito brindar conocimiento acerca de las
características más importantes de los microorganismos y su relación con el
ser humano. Explica los procesos por los que los microorganismos, y en
especial los relacionados a la cavidad oral, producen enfermedades
infecciosas. Brinda los métodos de diagnóstico microbiológico y los
mecanismos para controlar y prevenir las enfermedades infecciosas, explica
la importancia de la bioseguridad y el cumplimiento de protocolos en el
consultorio odontológico. Fomenta la aplicación de la microbiología en la
investigación estomatológica a nivel básico y experimental. Comprende los ejes
temáticos de generalidades de la microbiología, microbiología y
manifestaciones de las enfermedades infecciosas bucodentales.
COMPETENCIA
Diagnostica la salud y las enfermedades prevalentes del sistema
estomatognático en todos los grupos etarios para presentar un plan de
tratamiento con enfoque integral y sistémico.

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EVALUACIÓN
En cada unidad, el porcentaje de 25 % corresponde a la evaluación de prácticas de
laboratorio, la cual comprenderá los siguientes criterios:
RÚBRICA DE DESEMPEÑO
La evaluación se realizará diariamente durante el desarrollo de las prácticas
siguiendo los criterios que se muestran a continuación:
Criterios de Evaluación Puntaje
0 1 2 3
Presentación
personal
Asistencia y puntualidad
Uñas limpias y cortas, sin joyería
Equipos de protección personal
Desarrollo de la
práctica
Material solicitado completo
Limpieza inicial y final del área de
trabajo
Participación activa
Comportamiento respetuoso
Criterios Ponderación Evaluación
Conocimiento 50 % Cuestionario
Desempeño 20 % Rúbrica
Producto (Informes de
laboratorio semanales)
30 % Rúbrica

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RÚBRICA DE PRODUCTO
El informe de prácticas se presentará de manera individual, máximo 3 días después
de haber realizado la práctica y será evaluado siguiendo la rúbrica que se presenta
a continuación:
Criterios de Evaluación
Puntaje
0 1 2 3 4
Puntualidad en la presentación
Redacción, gramática y autenticidad
Esquematización de resultados
Desarrollo del cuestionario
Elaboración de Conclusiones

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ÍNDICE
PRESENTACIÓN:.....................................................................................................................3
INSTRUCCIÓNES Y RECOMENDACIONES GENERALES: ............................................4
SUMILLA....................................................................................................................................5
COMPETENCIA ........................................................................................................................5
EVALUACIÓN ...........................................................................................................................6
RÚBRICA DE DESEMPEÑO ..............................................................................................6
RÚBRICA DE PRODUCTO.................................................................................................7
ÍNDICE........................................................................................................................................8
PRÁCTICA N° 01 .......................................................................................................................9
PRÁCTICA N° 02 .....................................................................................................................21
PRÁCTICA N° 03....................................................................................................................31
PRÁCTICA N°04.....................................................................................................................39
PRÁCTICA N°05.....................................................................................................................46
PRÁCTICA N°06.....................................................................................................................56
PRÁCTICA N° 07 .....................................................................................................................63
PRÁCTICA N° 08 .....................................................................................................................73
PRÁCTICA N° 09 .....................................................................................................................80
PRÁCTICA N° 10 .....................................................................................................................85
PRÁCTICA N°11.......................................................................................................................92
PRÁCTICA N° 12 ...................................................................................................................102
PRÁCTICA N° 13 ...................................................................................................................111
PRÁCTICA N° 14 ...................................................................................................................118

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PRÁCTICA N° 01
BIOSEGURIDAD EN EL LABORATORIO DE MICROBIOLOGÍA Y EN LA
PRÁCTICA ESTOMATOLÓGICA
I. INTRODUCCIÓN:
Anton Van Leeuwenhoek, un científico holandés es el fundador de la
disciplina de la microbiología, realizando sus primeras observaciones de
bacterias y otros microorganismos a los que llamó en un inicio
animáculos, utilizando lentes simples, montados y pulidos por él mismo.
Siendo una de sus primeras observaciones una gran cantidad de
bacterias con mucho movimiento a partir de la muestra oral de un anciano
que no se había lavado los dientes. Determinando así que la cavidad oral
de los seres humanos es un ecosistema dinámico que permite la
subsistencia de millones de microorganismos.
Hoy en día las técnicas y métodos microbiológicos han evolucionado para
mejorar la calidad de caracterización, diagnóstico y detección de
microorganismos. Los laboratorios de microbiología son ambientes de
trabajo que pueden presentar enfermedades infecciosas para quienes
concurren y trabajan en esas áreas. En 1949 Sulkin y Pike llevaron a
cabo un estudio sobre infecciones de laboratorio en personal de salud, en
el que encontraron 1 342 casos en total para enfermedades como la
brucelosis, tuberculosis y fiebre tifoidea. Demostrando así que el personal
de laboratorio tiene mayor riesgo a infectarse con agentes patógenos.
En tal sentido, es importante tomar las medidas necesarias para evitar
poner en riesgo nuestra salud cuando trabajamos con muestras
biológicas potencialmente dañinas para el ser humano, inclusive para el
ambiente. Para ello se han determinado las medidas de bioseguridad, las
cuales son un conjunto de conductas y acciones mínimas a realizar para
reducir o eliminar los riesgos para el personal, la comunidad y el
ambiente. La bioseguridad en sí es un enfoque estratégico e integrado
para el análisis y la gestión de los riesgos relativos a la vida y la salud. Es
así como la bioseguridad actualmente norma la conducta profesional que
debe ser practicada por todos(as) frente a la manipulación, procesamiento
y toma de muestras.
La bioseguridad se define como el conjunto de principios, técnicas y
prácticas de seguridad, biocontención y biocustodia que se llevan a cabo
para evitar la exposición involuntaria a material de riesgo o su liberación
accidental (de acuerdo a las normas establecidas por el European
Committee for Standardization Workshop Agreement; CWA 15793:2011).

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Figura 1. Uso de Equipos de protección personal por personal médico.
Principios de la bioseguridad:
Universalidad: Todo el personal debe seguir las precauciones estándares
rutinariamente para prevenir la exposición con materiales infecciosos.
Toda muestra debe ser tratada como potencial riesgo biológico.
Uso de barreras: Comprende el concepto de evitar la exposición directa
a materiales potencialmente infecciosos, mediante la utilización de
materiales adecuados que se interpongan al contacto de los mismos. La
utilización de barreras no evita los accidentes de exposición a estos
fluidos, pero disminuyen las probabilidades de una infección.
Figura 2. Tipos de barreras empleadas en bioseguridad.

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Medios de eliminación de material contaminado: Comprende el conjunto
de dispositivos y procedimientos adecuados a través de los cuales los
materiales utilizados en la atención de pacientes, son depositados y
eliminados sin riesgo.
Figura 3. Línea de colores para contenedores de residuos en
laboratorio.
El laboratorio debe establecer la simbología a utilizar de acuerdo con
sus necesidades y los procedimientos de seguridad y bioseguridad
establecidos. En general los accesos a las diferentes dependencias
del laboratorio deben contar con señalética adecuada. Para ello se
aplican diferentes colores como:
• Rojo: Prohibición, elementos contra incendios.
• Amarillo: Precaución o advertencia.
• Azul: uso obligatorio
• Verde: condición segura, señal informativa.
Figura 4. Pictogramas de bioseguridad rojos.

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Figura 5. Pictogramas de bioseguridad amarillos.
Figura 6. Pictogramas de bioseguridad azules.
Figura 7. Pictogramas de bioseguridad verdes.

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Peligros y riesgos:
El peligro hace referencia a la capacidad intrínseca o potencial de
producir un daño por la fuente y el riesgo es la probabilidad de que ello
suceda.
Figura 8. Tipos de peligro.
Qué hacer ante derrames y salpicaduras de material
potencialmente infeccioso:
Mantener la calma siempre y dar aviso al docente para ejecutar las
acciones respectivas.
1. Colocarse guantes para tratar la zona afectada.
2. Lavado: Primero se deben eliminar los restos grotescos de cristal,
plástico, agar, etc., después se lava con abundante agua y un
detergente acuoso. Hay que tener en cuenta que cualquier
sustancia orgánica (agar sangre, restos de peptona, etc.) es
extraordinariamente bloqueante de la capacidad oxidativa del
hipoclorito sódico y de la capacidad de actuación de los iodóforos;
por ello, la norma es primero limpiar y después desinfectar.
3. Y a continuación se inicia la desinfección. Se empleará un
desinfectante preferentemente líquido. Los más útiles en el
laboratorio son:
Hipoclorito sódico. De elección para suelos, cerámica, etc. No
debe usarse en superficies metálicas. Se utiliza a la dilución
pertinente para conseguir 50000 ppm de cloro libre. Se vierte
haciendo un círculo alrededor del derrame, o mejor sobre papel
absorbente, y se deja actuar 20 minutos.

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Iodóforo. Se utiliza a la dilución indicada por el fabricante.
Adecuado en superficies metálicas.
Alcohol etílico al 70%.
Productos detergentes desinfectantes. Agentes como Virkon®
(peróxido tamponado con surfactante), de fácil manejo, no
corrosivo, no irritante, especialmente activo en presencia de
materia orgánica y que cambia de color cuando deja de ser activo.
Figura 9. Agentes desinfectantes.
Importante recordar: Trabajaremos en un laboratorio con fines pedagógicos
motivo por el cual se trabajará con el material más inocuo en la medida de lo
posible y así minimizar riesgos. No obstante, hay materiales y muestras
biológicas que necesitan de mucha precaución en su manejo, debido a esto,
todo trabajo en el laboratorio debe llevarse a cabo con sumo cuidado y
siguiendo las normas de bioseguridad aprendidas el día de hoy, es importante
que el estudiante siga las instrucciones que indique el docente para la
elaboración de la práctica.
II. OBJETIVOS:
• Conocer las normas de bioseguridad y su importancia en el
laboratorio de Microbiología y en la práctica estomatológica.
• Reconocer e identificar las partes de un microscopio óptico
compuesto para su manejo adecuado en las prácticas de
laboratorio.

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III. MATERIALES Y EQUIPOS:
3.1. Proporcionados por el laboratorio:
• Microscopio óptico
• Tablero de secado de láminas
• Aceite de inmersión
• Azul de metileno (con gotero)
• Lámina portaobjetos
• Lámina cubreobjetos
• Bandeja de lavado
• Piseta con agua destilada.
3.2. Proporcionados por el estudiante:
• Hisopos orofaríngeos estériles o bajalenguas estériles
• Muestra: hisopado de mucosa bucal (se tomará en práctica*)
• Frasco estéril para muestra
• Guantes de látex
• Marcador indeleble punta fina
• Mascarilla.
*Debe haber como mínimo dos alumnos voluntarios por mesa de trabajo.
IV. PROCEDIMIENTOS:
4.1. Reconocimiento del microscopio:
Los estudiantes deben tomar e identificar las partes de un microscopio
ayudados de la Figura N°10. Reconociendo tanto las partes mecánicas
como las ópticas.
Mecánicas: cabezal, brazo, revolver, platina, tornillos macro y
micrométricos, base.
Ópticas: fuente de luz, condensador / diafragma, objetivos, oculares.

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Figura 10. Partes de un microscopio óptico bifocal.
Cada uno de los objetivos tiene un aumento y está destinado a la
observación de diversos tipos de muestra, a continuación, se muestra
los datos importantes a tomar en cuenta de cada objetivo.
Figura 11. Objetivos de un microscopio.
4.2. Ajuste del microscopio:
Para optimizar la resolución óptica, todo el campo visual debe ser
iluminado, el condensador y diafragma deben ser ajustado. Para lograr
esto el cono luminoso de la iluminación se adapta al cono de abertura del
objetivo, de esta manera se aprovecha la apertura numérica de la óptica
y se evita esa luz “innecesaria” que se manifiesta como luz difusa que
pueda perturbar la visión. Esto se logrará siguiendo el siguiente
procedimiento:
1. Colocar la muestra sobre la platina cuando el microscopio se
encuentre en el menor aumento.
2. Graduar la luminosidad con el regulador de intensidad.

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3. Desplazar hasta el tope superior y en la parte central la platina, para
regular el diafragma.
4. Intercambiar el objetivo 10x en la trayectoria de rayos de luz haciendo
uso del revolver.
5. Observar por los oculares para poder enfocar nítidamente la
preparación con el mando de enfoque, usando tanto el macrométrico
como el micrométrico.
6. Intercambiar los oculares si es necesario (de acuerdo a la
preparación).
4.3. Procesamiento de la muestra de mucosa oral:
La persona que va a realizar la toma de muestra debe colocarse los
EPPS (Equipos de Protección Personal) correspondientes para el
procedimiento:
1. Explicar al paciente el proceso a realizar y solicitarle que abra la
boca.
2. Tomar un hisopo orofaríngeo estéril frotar por el interior de las
mejillas girando el hisopo mínimo 5 veces tratando de rasgar la
mucosa epitelial, se puede emplear también un bajalenguas estéril.
3. Extender la muestra en una lámina portaobjetos y dejar secar.
4. Agregar unas gotas de azul de metileno y dejar reposar por 5
minutos.
5. Descartar el colorante en la bandeja de lavado y con la piseta de
agua destilada eliminar excesos de colorante en la lámina
portaobjetos, con sumo cuidado para no eliminar la muestra.
6. Dejar secar por unos minutos y llevar al microscopio.
7. Empezamos con el menor aumento y la platina arriba, centrar y
seleccionar el campo a observar y ajustar la nitidez. Girar el revolver
para elevar el aumento y capturamos la imagen observada.
8. Volver a girar el revolver hasta que la luz se encuentre al medio de
los dos objetivos, agregar una gota de aceite de inmersión a la
muestra. Girar el revolver para realizar la observación con el
objetivo de 100x.
9. Capturar y esquematizar las imágenes observadas con lápices de
colores.

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V. RESULTADOS:
5.1. Observaciones microscópicas:
VI. CUESTIONARIO
1. ¿Cuál es la importancia de aplicar las normas de bioseguridad en el
laboratorio de microbiología estomatológica?
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__________________________________________________________
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2. Explique la utilidad de tener un correcto ajuste en el microscopio.
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__________________________________________________________
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3. Explique por qué dos personas diferentes no pueden ver con la
misma nitidez la misma imagen.
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4. Explique cómo se obtiene el aumento al que se están haciendo las
observaciones.
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VII. CONCLUSIONES:
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
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VIII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS:
1. Lamont R,HG,JH. Microbiología en inmunología oral: El manual
moderno Colombia; 2015.
2. Pike RM. Infecciones asociadas al laboratorio: resumen y análisis de
3921 casos. Laboratorio de ciencias de la salud. 1976; 13(2): p. 105 -
114.
3. Somocurcio Bertocchi J. Conocimiento de las medidas de bioseguridad
en personal de salud. Horizonte médico. 2017 diciembre; 17(4).
4. Fondecyt – CONICYT. Manual de normas de bioseguridad y riesgos
asociados. 2018.
5. Vásquez Quijano AA. Memorias de Congreso. In ¿Qué sabemos de
microbiología oral?; 2022; Colombia. p. 1-46.
6. Gamboa Jaimes F. Dossier microbiología oral y salud pública.
2020;(39): p. 1-7.

21
PRÁCTICA N° 02
MORFOLOGÍA Y CULTIVO BACTERIANO
I. INTRODUCCIÓN:
La cavidad bucal tiene diversos hábitats para los microorganismos como
los dientes, surco gingival, lengua, paladar, amígdalas, etc. que propician
la colonización de microorganismos nativos, quienes en sinergia
interactúan y ayudan al ser humano contra la invasión de
microorganismos foráneo; sin embargo, el desequilibrio en la microbiota
oral nativa puede desencadenar una serie de enfermedades como la
caries dental, enfermedad periodontal, e incluso cáncer oral y/o de
orofaringe.
Con el desarrollo de técnicas microbiológicas, el ser humano ha logrado
identificar, estudiar y clasificar los diversos grupos bacterianos que
afectan o actúan en sinergia con el ser humano. Es así, como para poder
entender los mecanismos y la influencia que tienen los microorganismos
en la cavidad bucal, es importante conocer y entender los componentes
estructurales y la actividad biológica de la microbiota oral mediante
técnicas de microbiología.
La clasificación correspondiente a la forma en la que obtienen energía
las bacterias es como sigue:
Quimioautótrofas: cuando obtienen la energía a partir de sustancias
orgánicas.
Fotótrofas: si obtienen su energía de la luz.
Litótrofas: cuando necesitan de sustancias inorgánicas como el H2SO4,
S, NH3, NO2
-
, Fe, entre otros.
Organotróficas: cuando sus requerimientos se basan en compuestos
orgánicos como los hidrocarburos, lípidos, proteínas, etc.
Por la utilización del carbono:
Autótrofas: cuando sintetizan compuestos orgánicos a partir de
inorgánicos como el CO2.
Heterótrofas: cuando su fuente de carbono es exclusivamente orgánica
como la glucosa.
Mixotróficas: aquellas que pueden pasar estadíos autótrofos y
heterótrofos.

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Además de necesitar macro y micronutrientes, estos son específicos de
cada grupo bacteriano, por lo cual se deben identificar cuáles son y así
poder elegir el medio de cultivo ideal para la obtención de colonias y
caracterización de las mismas. Estos medios de cultivo tienen
presentaciones en líquido conocidos como caldos de cultivo y en sólido,
que son los agares. La elección dependerá del objetivo de la
investigación a realizar.
Figura 1. Partes de una bacteria.
II. OBJETIVOS:
• Conocer los principales medios de cultivo y su preparación.
• Determinar la morfología de células bacterianas de la mucosa oral
e inocularlos en medios nutritivos de caldo y agar.
• Balanza digital
• Espátula de metal
• Matraces de Erlenmeyer de 200ml
• Autoclave
• Probetas graduada de 100 ml
• Micropipetas de 100 -1000 ul
• Microtubos de 1.5 ml estériles
• Parafilm
• Tubos de ensayo
• Puntas para micropipetas de 100 – 1000 ul con filtro

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• Rack para microtubos.
• Microscopio
• Láminas portaobjetos
• Láminas cubreobjetos
• Set de colorantes para tinción Gram.
• Frasco lavador con agua destilada
• Bandeja de coloración
• Papel aluminio
• Tablero de secado
• Cámara de flujo laminar
• Mechero de bunsen
• Microtubos de 1.5 ml estériles.
• Muestra de hisopado / raspado de mucosa oral
• Papel aluminio
• Cinta masketing
• Marcador indeleble fino
• Asa bacteriológica.
• Solución salina fisiológica estéril.
IV. PROCEDIMIENTOS:
4.1. Preparación de medios de cultivo:
1. Leer las instrucciones del medio de cultivo y realizar los cálculos
correspondientes de agua y medio de cultivo a utilizar.
2. Medir la cantidad correcta de agua destilada en la probeta graduada y
verter la mitad en el matraz de Erlenmeyer.
3. Pesar el medio de cultivo utilizando el papel aluminio como recipiente
previo, verter al matraz de Erlenmeyer, agregar el agua restante en la
probeta y homogenizar.
4. Tapar el matraz de Erlenmeyer con papel aluminio y cinta masketing.
5. Llevar al autoclave para su correcta esterilización. Para el caso de
agares se debe llevar a ebullición antes de esterilizarlo en el
autoclave.
6. Finalizado el proceso, dejar enfriar el autoclave, retirar el medio de
cultivo, esperar a que el matraz que contiene el caldo de cultivo esté
a una temperatura aproximada de 36°C para utilizar (para el caso de
agares, cuando se encuentre a una temperatura aproximada de 50°C
llevar a cámara de flujo previamente estéril y servir en las placas de
Petri unos 15ml aproximadamente, dejar secar bien para que
solidifique, cubrir, sellar y almacenar hasta su uso).

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4.2. Toma de muestra:
Cómo ya se ha indicado en la práctica N°01, tomar la muestra de la
cavidad oral del paciente con las medidas de bioseguridad
correspondientes. (se tomarán dos muestras por paciente A y B).
Figura 2. Toma de muestra de mucosa oral.
4.3. Morfología bacteriana:
Las bacterias se pueden observar de manera individual o en colonias a
través de un microscopio, donde por lo general, presentan formas
particulares como las que se observan en la imagen que se muestra a
continuación:
Figura 3. Morfología de bacterias.

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La muestra A, debe ser fijada en una lámina, tal como se aprendió en la
práctica N° 01. Se lleva al lavador para realizar tinción Gram empleado el
set de colorantes. Y una vez seca la muestra se lleva al microscopio
para observar el máximo aumento con aceite de inmersión.
Figura 4. Tinción Gram.
4.4. Siembra de la muestra:
Se realizará a partir de la muestra B del paciente en el que se observó
presencia de bacterias.
1. Colocar el hisopo con la muestra en un tubo de ensayo con solución
salina fisiológica estéril, homogenizar y dejar por un par de minutos.
2. En la cámara de flujo laminar previamente esterilizada con el material
a utilizar se deben preparar diluciones a partir de la solución salina
fisiológica con la muestra en microtubos de 1.5 ml (10-1
, 10-2
, 10-3
, 10-
4
, 10-5
, 10-6
).
Caldo de cultivo:
1. Rotular los microtubos de 1.5 ml con los códigos de los pacientes,
2. Alicuotar 900 ul de caldo de cultivo estéril en cada microtubo.

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3. Adicionar a cada tubo 100 ul de la muestra directa y de las
diluciones (10-1
, 10-3
, 10-6
). Adicionalmente un tubo no llevará
muestra ya que será el tubo control.
4. Tapar bien y cubrir con Parafilm para llevar a incubación a una
temperatura de 32 °C por 24 – 48 horas.
5. Cumplido el tiempo de incubación, comparar los tubos inoculados
con el control y por medio de la observación de turbidez
determinar crecimiento bacteriano.
6. Esquematice resultados.
Figura 5. Siembra en caldo de cultivo.
Agar bacteriológico:
1. En el área del mechero se colocarán los materiales a usar
debidamente rotulados.
2. Los tubos con las diluciones realizadas previamente son los
mismos que utilizaremos en esta etapa de la práctica (10-1
, 10-3
,
10-6
)
3. Con un asa bacteriológica esterilizada en mechero se
homogeniza y saca una pequeña alícuota del tubo con la dilución
y aquel que contiene la muestra directamente.
4. Colocar sobre el agar servido en placa la alícuota y esparcir por
la técnica de estrías por agotamiento.
NOTA: si no se cuenta con asa bacteriológica, trabajar en
cámara de flujo y utilizando esparcidores de vidrio.

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Figura 6. Siembra con estrías por agotamiento.
V. RESULTADOS: (Utilice lápices de colores)
5.1. Morfología bacteriana:
Crecimiento

28
5.2. Crecimiento bacteriano en caldo de cultivo:
5.3. Crecimiento bacteriano directo y por diluciones en medio de cultivo
sólido
VI. CUESTIONARIO:
1. Describa la morfología de cada una de las células bacterianas
observadas.
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________

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2. Explique el fundamento de la tinción de Gram para
determinación de morfología bacteriana.
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
3. ¿Por qué es importante la caracterización morfológica de
bacterias de la cavidad oral?
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
4. ¿Cuáles son los requerimientos específicos de las bacterias
patógenas más comunes de la cavidad oral?
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
VII. CONCLUSIONES:
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________

30
1. Gamboa Jaimes F. Dossier microbiología oral y salud pública.
2020;(39): p. 1-7.
2. Lamont R,HG,JH. Microbiología en inmunología oral: El manual
moderno Colombia; 2015.
3. Ciro Maguiña-Vargas1 2RGA. Los maestros y sus discípulos a lo
largo de la historia. Acta Médica Peruana. 2017 Abril; 34.
4. Vásquez Quijano AA. Memorias de Congreso. In ¿Qué sabemos
de microbiología oral?; 2022; Colombia. p. 1-46.

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PRÁCTICA N° 03
EFECTO CITOPÁTICO VIRAL
I. INTRODUCCIÓN
Los virus pueden ser causantes de diversas enfermedades, superan
las barreras protectoras naturales del organismo afectado y evaden
el control inmunológico destruyendo células o desencadenando una
respuesta inflamatoria e inmunitaria que puede causar daño al propio
organismo.
La mejor herramienta para controlar la diseminación del virus es la
respuesta inmunitaria; sin embargo, en ocasiones contribuye a la
patogénesis de la infección. Las pruebas de laboratorio aportan
valiosa información relevante mediante la descripción del efecto
citopático inducido por el virus, la detección de las partículas víricas
utilizando microscopía electrónica, in vitro, la detección de pacientes
de componentes víricos (proteínas y ácidos nucleicos) y la
evaluación de la respuesta inmunitaria del frente al virus.
El efecto citopático viral (ECV)es la alteración producida por los virus
en las células infectadas, y se visualiza por microscopia óptica.
Figura 1. Herpes labial (vesícula en el labio)
El ECV comprende un conjunto de cambios que tienen lugar en una
célula después de haber sido infectada por un virus, los cuales se
pueden ver después de examinar el tejido bajo un microscopio. Estos
cambios pueden involucrar la forma y el tamaño de la célula junto con
el núcleo, entre ellos tenemos:

32
Inclusiones - Estos son pequeños puntos u orificios dentro de la célula
o el núcleo de la célula. Las inclusiones pueden verse claras o pueden
tener un color rosa.
Membrana nuclear irregular - El núcleo está rodeado por una cápsula
delgada llamada membrana nuclear. Normalmente la membrana es
lisa, pero, en una célula infectada por un virus, puede arrugarse.
Cambios de cromatina - El material genético dentro del núcleo se
llama cromatina. Después de que una célula se infecta con un virus, la
cromatina puede comenzar a verse más oscura de lo normal o puede
moverse a la membrana nuclear.
Células multinucleadas - La mayoría de las células tienen un solo
núcleo. Las células infectadas por un virus pueden estar tan juntas que
se convierten en una sola célula grande. Esta gran célula tendrá más
de un núcleo. Los patólogos llaman a esto una célula multinucleada.
El ECV se usa para el diagnóstico de muchas infecciones virales y
puede detectarse en cortes histológicos de biopsias o en raspajes de
lesiones de piel o mucosas.
También al inocular una muestra clínica proveniente de un paciente en
un cultivo celular, al cabo de un tiempo se puede demostrar la
multiplicación viral por los cambios morfológicos observados.
Algunos virus citocídicos causan la lisis celular y provocan en los
cultivos la destrucción de la monocapa con redondeamiento y
desprendimiento de las células debido a la muerte provocada por la
infección viral. Por ejemplo, el virus herpes simple in vitro destruye
rápidamente el cultivo celular.
El virus de la poliomielitis produce lisis de las neuronas motoras del
asta anterior de la médula espinal provocando la parálisis permanente
de los músculos inervados por dichas neuronas.
Figura 2. Efecto citopático viral (célula normal- célula infectada).

33
II. OBJETIVOS:
• Conocer las alteraciones producidas por los virus en las células
infectadas.
• Describir la forma de realizar un diagnóstico virológico directo
como el de Herpes labial.
III. MATERIAL Y MÉTODOS
• Computadora
• Proyector multimedia
• Colorantes para tinción de células (como Giemsa, hematoxilina-
eosina)
• Muestra de paciente (periodo en que se observan las vesículas)
• Torundas de algodón estéril y alcohol
• Aguja hipodérmica
• Láminas portaobjetos y laminillas cubreobjetos
IV. PROCEDIMIENTOS
4.1. Diagnóstico virológico:
Para realizar un diagnóstico virológico directo el paciente debe estar en el
período en que se ven las vesículas y se procede a realizar lo siguiente.
1. Se realiza una antisepsia de la piel sobre la lesión.
2. Se toma una aguja hipodérmica estéril y se la introduce en una
vesícula sin tocar el fondo de ésta.
3. El material obtenido se extiende sobre uno o varios portaobjetos
estériles en un área de aproximadamente 0,5 cm2
.
4. Los portaobjetos se dejan secar a temperatura ambiente
5. Los extendidos se fijan con una coloración de Giemsa.
6. Esto permite hacer el diagnóstico de “herpes” sin diferenciar si es
herpes simple o varicela-zóster (para determinar esto último, se
realizan técnicas de inmunofluorescencia indirecta con
anticuerpos específicos para cada virus).

34
4.2. Observación de microfotografías
Figura 1. Efecto citopático viral en vesícula labial.
Muestra: Lesión de una vesícula labial.
Coloración: Giemsa
Observación: Se observa en el centro un acúmulo de células
formando un sincitio y otras con núcleos en “vidrio esmerilado”
Figura 2. Efecto citopático viral. A) Virus Herpes simplex en epitelio escamoso
de esófago. Se puede apreciar células multinucleadas. B) Citomegalovirus en
lesión de colón. Se evidencia el característico “ojo de búho” con
agrandamiento nuclear, inclusión intranuclear acidófila con halo claro
alrededor (hematoxilina y eosina, 1000X)

35
Figura 3. Efecto citopático viral. Células infectadas con
virus de la rabia. Observación de corpúsculos de Negri
(inclusiones citoplasmáticas eosinófilas formadas por
acumulación de proteínas virales)
Figura 3. Efecto citopático viral: Cuerpos de inclusión

36
V. RESULTADOS: (Utilizar lápices de colores)
VI. CUESTIONARIO:
1. ¿Qué alteraciones celulares se producen por el efecto citopático
viral?
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
Muestra:
_____________________________
Aumento:
_____________________________
Descripción de lo observado:
_______________________________
_______________________________
_______________________________

37
_______________________________________________________
_______________________________________________________
2. ¿Cómo se realiza el diagnóstico viral de herpesvirus?
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
3. Leer el Artículo Científico “Herpesvirus” y responder lo
siguiente:
http://scielo.isciii.es/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0213-
1285201100010000
A) ¿Qué métodos se utilizan para el diagnóstico de herpes?
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
B) Mencionar las características generales de los herpesvirus.
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
C) Hay asociación entre herpesvirus y periodontitis.
Fundamentar su respuesta.
_______________________________________________________
_______________________________________________________

38
_______________________________________________________
_______________________________________________________
_______________________________________________________
VII. CONCLUSIONES:
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
__________________________________________________________
VIII. REFERENCIAS BIBLIGRÁFICAS:
1. Galán-Snachez F, Fernández-Gutiérrez del álamo C, M RI.
Infecciones víricas. Medicina. 2014 Marzo; 11(49): p. 2885–2892.
2. M C. El diagnóstico viral por el laboratorio. [Online].; 2014 [cited
2023 Marzo 20. Available from:
12852011000100002&lng=es.
3. Jason W. My Pathology Report. [Online].; 2022 [cited 2023 marzo
20. Available from:
https://www.mypathologyreport.ca/es/pathology-dictionary/viral-
cytopathic-effects/.
4. Biernaths A. BBC News. [Online].; 2022 [cited 2023 Marzo 20.
Available from: https://www.bbc.com/mundo/noticias-60737824.
5. Moya C. [Video en Youtube].; 2021 [cited 2023 Marzo 20.
Available from: https://www.youtube.com/watch?v=Jvdk0ZaZxDE.
6. Foundation for Medical Education and Research (MFMER). Mayo
Clinic. [Online].; 2021 [cited 2023 Marzo 20. Available from:
https://www.mayoclinic.org/es-es/diseases-conditions/cold-
sore/multimedia/cold-sore-video/vid-20427064.

39
PRÁCTICA N°04
RECONOCIMIENTO DE ESTRUCTURAS FÚNGICAS
I. INTRODUCCIÓN:
En los últimos años las micosis o enfermedades producidas por
hongos han aumentado, ello debido en gran parte a la alta
susceptibilidad ante estas infecciones por parte de aquellos
individuos a quienes hay que realizarle trasplantes de órganos, así
como la utilización de potentes inmunosupresores, el uso prolongado
de esteroides, antibióticos de amplio espectro y la aparición de
enfermedades debilitantes, como es el caso del Síndrome de
Inmunodeficiencia Adquirida (SIDA). El incremento de estas
infecciones ha sido más notable en las causadas por especies del
género Candida, las cuales traen consigo una elevada mortalidad.
Es importante que se tenga conocimiento acerca de cuáles son las
diversas manifestaciones bucales que pueden originarse ante la
presencia de una micosis, ya que éstas pueden afectar la calidad de
vida de los pacientes. En consecuencia, los médicos y odontólogos
deben estar lo suficientemente entrenados a fin de reconocer las
posibles situaciones que pudieran generarse en relación con las
personas afectadas con estas patologías, así como la manera más
eficaz de resolverlas.
Figura 1. Glositis Rómbica por Candida

40
Los hongos están constituidos por células eucariotas, a diferencia de
las bacterias, que están constituidas por células procariotas. Los
hongos pueden ser unicelulares como las levaduras o multicelulares
como las hifas, que es la unidad fundamental de los hongos
filamentosos.
El conjunto de hifas se denomina micelio y su agrupamiento forma la
colonia del hongo. La mayoría son microscópicas y su alimentación
es dependiente de sustancias carbonadas. Son considerados
aeróbicos estrictos y, en casos excepcionales, anaeróbicos
facultativos. Los hongos no tienen la capacidad de formar tejidos.
Son considerados ubicuos por tener la capacidad o versatilidad de
vivir en diferentes ambientes: pueden colonizar tierra, agua o incluso
el aire. También se consideran organismos heterótrofos porque
dependen de la materia orgánica sintetizada por otros organismos
ricos en energía como los hidratos de carbono, lípidos y grasas, y
producen enzimas para absorberlos.
Las condiciones para su desarrollo en el medio ambiente se basan
en las variables fisicoquímicas como humedad, temperatura, altitud,
luz, aireación, pH, iones de nitrógeno, hidratos de carbono, etc. Cada
especie tiene requerimientos específicos, con nichos ecológicos
independientes, pero las condiciones climáticas del trópico favorecen
su desarrollo.
Los hongos se reproducen de forma sexuada y asexuada
(característica para la taxonomía) y producen estructuras
reproductivas denominadas esporas y conidios las cuales son
importantes para la identificación morfológica de los hongos.
Figura 2. Estructuras fúngicas: Hifas

41
Figura 3. Estructuras fúngicas: Conidios en Penicillium sp.
II. OBJETIVOS:
• Identificar estructuras fúngicas como las hifas y estructuras
reproductivas como los conidios.
• KOH al 20%
• Computadora-Proyector multimedia
• Atlas virtual de micología
• Colorantes para tinción fúngica como azul de lactofenol u otros.
• Muestra de paciente (uñas fúngicas, candidiasis oral)
• Láminas portaobjetos y laminillas cubreobjetos
IV. PROCEDIMIENTOS:
4.1. Procesamiento de muestras:
1. Colocar una porción de la muestra de uña infectada en una lámina
portaobjetos
2. Añadir una gota de KOH al 20%
3. Cubrir con una lámina cubreobjetos
4. Dejar reposar durante 20 minutos

42
5. Observar al microscopio
4.2. Observación de Atlas Virtual de Micología:
Se realizará junto al docente, visitando la página web:
https://atlasdemicologia.wordpress.com/
V. RESULTADOS:
5.1. Observaciones del Atlas virtual:
Figura 4. Micelio de E. floccosum, Azul de algodón
Lactofenol, 40x. Se observa el micelio microsifonado, con
gran cantidad de macroconidios que van de 2 hasta 6
segmentos (https://www.synlab.co/atlas-search/).
Figura 5. Hifas hialinas septadas delgadas y
ramificadas, presentan macroconidios o
macroaleouroconidios en forma de huso (fusiformes)
de pared
gruesa (http://aula.campuspanamericana.com/_Cur
sos/Curso01417/Temario/Experto_Med_Tropical/M
5T1-Texto.pdf)

43
Figura 6. Hongos oportunistas. Hifas hialinas. Examen directo con
KOH al 20% teñido con negro amido de secreción de fosa nasal que
evidencia hifas halinas no segmentadas (400x).
5.2. Observaciones Microscópicas:

44
VI. CUESTIONARIO
1. ¿Cuál es la diferencia entre levaduras y mohos?
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
2. ¿Qué reactivos se utilizan para la observación de estructuras
fúngicas?
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
3. Leer el artículo científico “Candidias oral en el paciente
mayor” y Responder:
12852015000300004
A) ¿Cuáles son las formas clínicas de la candidiasis oral?

45
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
B) ¿Cómo se realiza el diagnóstico de la candidiasis?
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
VII. REFERENCIAS BIBLIOGRAFICAS:
1. Pardi G, Mata S, Colella M, Roselló A, Pineda V. Micosis de la cavidad
bucal - Parte I. Acta Odontológica Venezolana. 2013 Enero; 51(4).
2. Arenas R. Micología Médica Ilustrada. Segunda Edición ed. México: Mc
Graw Hill Interamericana; 2003.
3. A R. Micologia Medica en Colombia. Boletin informativo de las Micosis
en Venezuela. 1996 Enero - Diciembre; 28.
4. Murray P RKPM. Microbiología Médica. Sexta Edición ed. España E,
editor. Madrid; 2009.
5. Otero Rey E, Peñamaría M, Rodríguez M, Biedma B, Blanco A.
Candidiasis oral en el paciente mayor. Scielo. 2015; 31(3).
6. Gómez Daza F. Características generales de los hongos e infecciones
sistémicas y oportunistas de las micosis tropicales. In Micología.:
Médica Panamericana.

46
PRÁCTICA N°05
RECONOCIMIENTO DE PARÁSITOS DE IMPORTANCIA MÉDICA
I. INTRODUCCIÓN:
Desde el punto de vista microbiológico, los parásitos son
organismos eucariotas, unicelulares o pluricelulares, invertebrados,
que viven a expensas de otro ser, en general de organización
superior. La mayoría de ellos necesitan de organismos específicos,
no son capaces de invadir cualquier ser. El que alberga al parásito se
lo conoce como hospedador, hospedero, “huésped” o anfitrión.
Sin embargo, existen asociaciones entre organismos con un grado
de organización similar. A continuación, se muestra los principales
parásitos de interés médico.
Tabla 1. Parásitos unicelulares que corresponde al grupo de los
Protozoos. (Murray P. Microbiología Médica, 2009).

47
Figura 1. Protozoos flagelados de interés médico.
Tabla 2. Parásitos pluricelulares que corresponde al Reino Animal ( Negroni M.
Microbiología Estomatológica, 2018).

48
Figura 3. Taenia solium y Taenia saginata (parásitos pluricelulares)
Tabla 3. Modos de transmisión de las principales parasitosis.

49
II. OBJETIVOS:
• Reconoce parásitos de importancia médica como Plasmodium
vivax.
• Identifica parásitos de interés oral como Entamoeba gingivalis y
Trichomonas tenax.
III. MATERIALES Y MÉTODOS:
• Microscopio
• Metanol
• Contenedor de objetos punzocortantes
• Colorante para tinción de células (Giemsa, Wright, entre otros)
• Tableros de secado
• Alcohol y algodón
• Lámina portaobjeto
• Laminilla cubreobjeto
• Guantes protectores
• Lancetas estériles
• Hisopos estériles
• Lápices de color
IV. PROCEDIMIENTOS:
4.1. Diagnóstico de Malaria:
1. La toma de muestra se realiza mediante la punción con una
lanceta estéril, normalmente en la yema del dedo.
2. Se recoge una gota de sangre en un portaobjetos y con otro se
realiza la extensión en capa fina.
3. Para la gota gruesa se recogen 3 o 4 gotas sobre un
portaobjetos y con la esquina de otro se unen en movimientos
rápidos, extendiéndose en una capa gruesa y uniforme.

50
Figura 4. Gota gruesa y frotis para el diagnóstico de Malaria
(Fuente: Ministerio de Salud. Instituto Nacional del Perú)
Tinciones de sangre periférica:
Son muchas las tinciones que se aplican para el diagnóstico del
paludismo o malaria, desde las convencionales de Giemsa, May-
Grünwald-Giemsa, Field y Leishman hasta las fluroescentes con
naranja de acridina. La tinción de Giemsa es la técnica diagnóstica
de referencia. Este colorante sirve tanto para la gota gruesa como
para el frotis. La necesidad de emplear agua tamponada a pH 7,2
(tanto en la dilución del colorante como en los lavados) se debe a
que, con otro pH, puede verse alterada la morfología del parásito,
impidiendo la observación de las granulaciones de Schüffner, tan
importantes para la diferenciación de la especie. Esta tinción tiene
buena sensibilidad (92-98%) y especificidad (85-99%).
Para la tinción de la gota gruesa se debe considerar: a) no fijar con
metanol b) teñir con colorante de Giemsa al 3% durante 30 min, y
c) lavar en agua tamponada a pH 7,2.
Para el frotis sanguíneo: a) fijar con metanol durante 5 min b) teñir
con colorante de Giemsa al 10% durante 10 min, y c) lavar en agua
tamponada a pH 7,2.

51
Figura 5. A. Gota gruesa y frotis sanguíneo. B. Observación
microscópica de P. vivax
4.2. Diagnóstico de protozoarios bucales:
Para realizar la toma de la muestra, se seleccionan los dientes
posteriores superiores (cara vestibular) y los incisivos centrales (cara
vestibular), por ser estas zonas donde hay mayor cantidad de
biopelícula o placa dental supragingival localizada alrededor de los
cuellos.
1. La toma se realiza empleando hisopos estériles, haciendo un
barrido mecánico de las zonas antes mencionadas.
2. Los hisopos con las muestras se colocan en los tubos de ensayo
con tapa de bakelita que deben contener 1 mL de solución salina
estéril
3. La muestra se agita vigorosamente y una vez retirado el hisopo
se tomó una gota del líquido y se examina entre lámina y laminilla
(examen directo).
4. La observación se realiza con microscopio óptico compuesto
empleando sucesivamente objetivos de 10X y 40X.
5. El resto del líquido se centrifuga a 1500 rpm por 5 minutos, se
descarta el sobrenadante y el sedimento se examina
microscópicamente con solución salina como en el caso del
examen directo.
6. Otra porción del sedimento se utiliza para realizar la observación
con coloración.

52
Figura 6. A) Toma de muestra B) Observación microscópica de
Trichomonas tenax
Figura 7. A) Trofozoito de T. tenax B) Trofozoito de E. gingivalis.
(Liébana J. Microbiología Oral, 2002)
V. RESULTADOS:
5.1. Lectura de lámina periférica:

53
VI. CUESTIONARIO:
1. Referente a Trichomonas tenax y Entamoeba gingivalis
mencionar: Características, hábitat y su mecanismo de
transmisión.
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
2. Respecto al artículo científico “Protozoarios en cavidad bucal
de escolares de ciudad Bolívar”
http://ve.scielo.org/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S1315-
25562010000200006&lng=es Responder:
A) ¿Cuál es el método más común utilizado empleado en el
diagnóstico de los protozoarios bucales?
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
B) ¿Cuáles son los factores de patogenicidad de los
protozoarios bucales
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
C) ¿Cuál fue el protozoario de mayor prevalencia?
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________

54
3. Referente a la Cartilla informativa: Realización de Gota
gruesa y frotis para el diagnóstico de malaria (Instituto
Nacional de Salud).
http://linksglobal.org/AMI/extras/Peru_Gota_Gruesa_Frotis.pd
f Responder:
A) ¿Qué colorante se utiliza para la coloración del frotis
sanguíneo?
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
B) Si a un paciente se le reporta en su resultado ++ ¿Qué
significa esto?
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
VII. CONCLUSIONES:
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
1. Murray P RK. Microbiología Médica Madrid. Sexta ed. España:
Elsevier; 2009.
2. J L. Microbiología Oral. Segunda ed. España: McGraw Hill
Interamericana; 2002.
3. Negroni M. Microbiología Estomatológica: Fundamentos y Guía
Práctica. Tercera ed. Buenos Aires: Médica Panamericana; 2018.
4. Devera R, Blanco Y, Amaya I, Rojas M, Torrealba M. Protozoarios en
cavidad bucal de escolares de Ciudad Bolívar, estado Bolívar,
Venezuela. Sociedad Venezolana de Microbiología. 2010 Diciembre;
30(2).

55
5. Instituto Nacional de Salud. Cartilla Informativa: Realización de Gota
Gruesa. Ministerio de Salud.
6. Turrientes M, López-Vélez R. Aspectos Prácticos del Diagnóstico de
Laboratorio y Profilaxis de Malaria. Control Calidad SEIMC. Unidad de
Medicina Tropical y Parasitología Clínica. Hospital Ramón y Cajal.

56
PRÁCTICA N°06
ELEMENTOS DE LA RESPUESTA INMUNE CELULAR Y HUMORAL
I. INTRODUCCIÓN:
El sistema inmunitario distingue lo propio de lo ajeno y elimina del
cuerpo las moléculas y las células ajenas potencialmente nocivas.
Este sistema también puede reconocer y destruir células anormales
derivadas de los tejidos del huésped. Cualquier molécula capaz de
ser reconocida por el sistema inmunitario se considera un antígeno
(Ag).
La piel, la córnea y las mucosas de los aparatos respiratorio,
digestivo y urogenital constituyen una barrera física que es la
primera línea de defensa del cuerpo. Algunas de estas barreras
también tienen funciones inmunitarias activas:
La Epidermis externa queratinizada: los queratinocitos secretan
péptidos antimicrobianos (defensinas), y las glándulas sebáceas y
sudoríparas secretan sustancias inhibidoras para los
microorganismos (ácido láctico, ácidos grasos). Además, muchas
células inmunitarias como los mastocitos, linfocitos intraepiteliales,
células de Langerhans presentadoras de antígeno residen en la
piel.
La córnea: los neutrófilos alcanzan la córnea a través de los vasos
en el limbo y destruyen a los microorganismos por fagocitosis.
La mucosa de los aparatos respiratorio, digestivo y urogenital:
contiene sustancias antimicrobianas, como la lisozima, la
lactoferrina y el anticuerpo IgA.
La rotura de las barreras anatómicas puede desencadenar 2 tipos
de respuesta inmunitaria: Innata y Adquirida.La inmunidad innata
(natural) no requiere exposición previa a un antígeno (es decir,
memoria inmunológica) para ser completamente eficaz. Así, puede
responder de inmediato a un invasor.
Inmunidad innata reconoce principalmente patrones moleculares
que están ampliamente distribuidos en lugar de un antígeno
específico de un organismo o una célula. Sus componentes
incluyen:
Células fagocíticas (neutrófilos, monocitos, macrófagos) Leucocitos
polimorfonucleares (neutrófilos, eosinófilos, basófilos, mastocitos) y
las células mononucleares (monocitos, macrófagos, mastocitos)
liberan mediadores inflamatorios.
Células linfoides innatas (células natural killer [NK] matan células
infectadas por virus y algunos tumores).

57
La inmunidad adquirida (adaptativa) requiere la exposición previa a
un antígeno para ser completamente eficaz y requiere tiempo para
desarrollarse después del encuentro inicial con un nuevo invasor.
Después de eso, la respuesta es rápida. El sistema recuerda las
exposiciones pasadas y es específica de antígeno. Sus
componentes incluyen: Células B y Células T.
La inmunidad adquirida incluye:
Inmunidad humoral: derivada de respuestas de células B (las
células B se convierten en células plasmáticas, que secretan
anticuerpos específicos contra el antígeno soluble).
Inmunidad mediada por células: derivada de ciertas respuestas de
células T.
Las células B y T interactúan destruyendo a los invasores. Se
requieren células presentadoras de antígeno tisulares para
presentar los antígenos a la mayoría de los tipos de linfocitos T.
II. OBJETIVOS:
• Conocer los elementos de la respuesta inmune celular y
humoral.
• Identificar los tipos de leucocitos en un frotis sanguíneo.
• Contenedor de objetos punzocortantes
• Tubos de ensayo de 13x100 mm
• Gradillas para tubos
• Tinción de Wright
• Ligadura para extracción de sangre

58
• Jeringa de 5 ml y aguja hipodérmica N° 21 G X 1 ½
• Lanceta estéril
• Lámina portaobjeto y laminilla cubreobjeto
• Lápices de colores
IV. PROCEDIMIENTOS:
4.1. Frotis Sanguíneo:
Para la observación de elementos de la respuesta inmune celular
se procede a realizar un frotis sanguíneo.
Figura 1. El frotis sanguíneo.
Una vez realizado el frotis sanguíneo se colorea la muestra con
Tinción Wright.
Figura 2. Tinción de Wright.
Se deja secar al aire la lámina coloreada y se procede a observar al
microscopio óptico.

59
Figura 3. Observación microscópica de un frotis sanguíneo
Figura 4. Tipos de leucocitos

60
V. RESULTADOS:
5.1. Observaciones microscópicas de la lectura

61
VI. CUESTIONARIO:
1. ¿Cuáles son los elementos de la respuesta inmune celular e
indicar su función?
_____________________________________________________
_____________________________________________________
_____________________________________________________
_____________________________________________________
2. Respecto al Artículo científico “Inmunidad celular y humoral
frente a microorganismos cariogénicos y sus factores de
virulencia https://www.proquest.com/scholarly-journals/inmunidad-celular-
y-humoral-frente-microrganismos/docview/1771624903/se-2
A) ¿Cuáles son los componentes de la inmunidad innata
relacionados con la caries dental?
_____________________________________________________
_____________________________________________________
_____________________________________________________
_____________________________________________________
B) ¿Cuáles son las inmunoglobulinas más comunes en la
saliva y qué función realizan?
_____________________________________________________
_____________________________________________________
_____________________________________________________
_____________________________________________________
3. Referente al Manual de Procedimientos de Laboratorio. Pág.
106.
https://bvs.ins.gob.pe/insprint/CINDOC/pub_ins/alertas/junio_2013/manual_p
rocedimientos_laboratorio_2013.pdf . Responder:
A) ¿Qué consideraciones se deben tener en cuenta en un
Hemograma completo?
_____________________________________________________
_____________________________________________________

62
_____________________________________________________
_____________________________________________________
B) ¿Cuáles son los valores normales de los tipos de
leucocitos?
_____________________________________________________
_____________________________________________________
_____________________________________________________
_____________________________________________________
VII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS:
1. Murray P RK. Microbiología Médica Madrid. Sexta ed. España:
Elsevier; 2009.
3. Molina S, Rodríguez A. Cellular and Humoral Immunity to
Cariogenic Microorganisms and their Virulence Factors in Dental
Caries. Universitas Odontologica. 2013; 32(69).
4. Toche P. Visión panorámica del sistema inmune. Revista Médica
Clínica Las Condes. 2012 Julio; 23(4).
5. Instituto Nacional de Salud. Procedimientos de Laboratorio.
Ministerio de Salud del Perú. 2013; p. 106.
6. Hematología Diagnóstica. Hematología Diagnóstica. [Online].
[cited 2023 marzo 23. Available from: https://youtu.be/ksAplYiF3Io.

63
PRÁCTICA N° 07
DIAGNÓSTICO MICROBIOLÓGICO DE INFECCIONES DEL TRACTO
RESPIRATORIO
I. INTRODUCCIÓN:
Una de las causas más frecuentes en consulta clínica diaria y que más
ausencias laborales y escolares generan son los procesos infecciosos de
las vías respiratorias. El sistema respiratorio se divide arbitrariamente en
vías altas o superiores, que comprenden las áreas anatómicas anteriores
a la laringe (nasofaringe, orofaringe, laringe, epiglotis, oído externo y
medio, y los senos paranasales) donde se producen las infecciones del
tracto respiratorio superior (TRS) y las vías bajas o inferiores que
corresponde a todas las estructuras posteriores a la laringe y donde se
generan las infecciones respiratorias del tranco inferior (TRI).
Las infecciones del tracto respiratorio superior incluyen el resfriado
común, laringitis, faringitis/tonsilitis, rinitis aguda, rinosinusitis aguda y
otitis media aguda. Las infecciones del tracto respiratorio inferior incluyen
bronquitis aguda, bronquiolitis, neumonía y traqueítis. La mayoría de las
infecciones respiratorias superiores son de etiología viral causados por
ejemplo por Sars Cov-2, Rinovirus, VRS, entre otros, pero las bacterias
también pueden ser causantes de este tipo de infecciones, tales como:
Streptococcus pyogenes, Streptococcus pneumoniae, Haemophilus
influenzae tipo b, Streptococcus pneumoniae, Haemophilus
influenzae, y Moraxella catarrhalis. por Mycoplasma pneumoniae,
Chlamydia spp, Legionella y Coxiella burnetti.
En microbiología se han desarrollado métodos de diagnóstico, los cuales
deben llevarse a cabo con sumo cuidado para evitar contaminaciones y
diagnósticos imprecisos.
Infecciones bacterianas:
Toma de muestra:
Las muestras del TRI: pueden obtenerse por procedimientos invasivos o
no invasivos. Los primeros incluyen: frotis faríngeo, para la detección de
Mycoplasma pneumoniae o Chlamydia pneumoniae; frotis nasofaríngeo
posterior, mediante escobillón flexible y curvado de alginato cálcico o
dacrón, o lavado nasofaríngeo (instilación de solución salina) para la
detección de Bordetella pertussis; esputo expectorado espontáneamente
y esputo inducido (con nebulizador ultrasónico); aspirado traqueal a

64
través del tubo endotraqueal; hemocultivos, y orina para la detección de
antígenos microbianos y las muestras de suero (de la fase aguda y de
convalecencia).
Figura 1. Toma de muestra de hisopados para detección de
infecciones respiratorias. A) Frotis de nariz. B y C) Frotis de
garganta.
Muestras del TRI: las más frecuentemente obtenidas son el
broncoaspirado selectivo (BAS), el cepillado bronquial mediante catéter
telescopado protegido (CTP) el lavado broncoalveolar (LBA), y en menor
proporción el lavado bronquial y la biopsia transbronquial. Las técnicas
ciegas son variantes menos invasivas (no requieren fibrobroncoscopia)
para la obtención de muestras del TRI en los pacientes intubados e
incluyen el aspirado bronquial ciego, el minilavado broncoalveolar y el
catéter telescopado no broncoscópico. Su principal limitación es la
imposibilidad de seleccionar el segmento pulmonar afectado
radiológicamente. Otras técnicas invasivas son la aspiración
transtraqueal (neumonía por anaerobios), la biopsia por punción
transtorácica, la biopsia a pulmón abierto y la punción pleural.
Figura 2. Técnica de lavado pulmonar.

65
La mayoría de las bacterias causantes de infecciones del TRI crecen en
los medios de cultivo comunes, como agar sangre de carnero 5% o agar
sangre de caballo; agar chocolate y agar MacConkey.
Figura 3. Cultivo bacteriano en agar chocolate.
Infecciones virales:
Las infecciones virales suelen afectar las vías respiratorias superiores o
inferiores. Aunque estas infecciones respiratorias pueden clasificarse en
función del virus causante como por ejemplo el virus de la gripe, en
general se distinguen clínicamente de acuerdo con el síndrome como
resfriado común, bronquiolitis, laringotraqueobronquitis, neumonía. Cada
microorganismo específico suele producir manifestaciones clínicas
características (el rinovirus causa típicamente resfriado común, el virus
sincitial respiratorio “VSR” es el responsable de la bronquiolitis), pero en
realidad cada uno puede provocar muchos síndromes respiratorios.
Figura 4. Causas de infecciones respiratorias virales.

66
A diferencia de las bacterias, muchas de las cuales pueden cultivarse
en un medio nutritivo artificial, los virus requieren una célula
hospedadora viva para su replicación.
Los virus pueden cultivarse in vivo (dentro de un organismo vivo
completo, planta o animal) o in vitro (fuera de un organismo vivo en
células en un ambiente artificial, como un tubo de ensayo, matraz de
cultivo celular o placa de agar). Los bacteriófagos se pueden cultivar
en presencia de una capa densa de bacterias (también llamada
césped bacteriano) cultivada en un agar blando de 0.7% en una
placa Petri o matraz plano (horizontal). La concentración de agar
disminuye desde el 1.5% que se usa habitualmente en el cultivo de
bacterias. El agar blando 0.7% permite que los bacteriófagos se
difundan fácilmente a través del medio. Para los bacteriófagos líticos,
la lisis de los huéspedes bacterianos se puede observar fácilmente
cuando se detecta una zona clara llamada placa. A medida que el
fago mata a la bacteria, se observan muchas placas entre el césped
bacteriano turbio.
Figura 5. Cultivos celulares de virus. A) Matraces para cultivo de
células humanas. B) Placas con virus y bacteriófagos para cultivo de
virus.
II. OBJETIVOS:
• Conocer los virus y bacterias más comunes que pueden
causar infecciones del tracto respiratorio.
• Conocer técnicas de toma de muestra para diagnóstico de
infecciones respiratorias.

67
3.1. PROPORCIONADOS POR EL LABORATORIO:
• Computadora de escritorio
• Proyector multimedia
• Microscopio
• Laminillas cubreobjetos
• Colorantes para tinción Ziehl Neelsen (fucsina básica,
alcohol/HCl, azul de metileno)
• Tabla de secado
• Piseta con agua destilada
• Material multimedia
3.2. PROPORCIONADOS POR EL ESTUDIANTE:
• Prueba serológica de Sars Cov-2 (en caso haya
disponibilidad)
• Hisopos de Dacrón nasofaríngeo
• Mascarilla KN-95
• Protector facial
• Mandil descartable
• Muestra de esputo (mantener a 5°C si se ha tomado en horas
anteriores)
IV. PROCEDIMIENTOS:
4.1. Principales bacterias y virus causantes de infecciones
respiratorias:
Se observarán imágenes y láminas de los diferentes virus y bacterias
que afectan el tracto respiratorio para que se esquematicen
posteriormente.
Diagnóstico de Sars Cov-2
Una vez que se hayan colocado los equipos de protección personal
correspondientes, se tomará una muestra oro y nasofaríngea
utilizando hisopos de dacrón tal como se muestra en el siguiente
gráfico.

68
1. Se rotula el medio de transporte viral y se le brinda confianza y
serenidad al paciente.
2. Se le pide al paciente que incline su cabeza hacia atrás y se
introduce el hisopo nasofaríngeo hasta la marca que indica el
hisopo suavemente.
3. Realizar movimientos rotatorios hacia un lado (de 3 a 5) y
retirar de manera firme y suave el hisopo para colocarlo en el
medio de transporte viral.
4. Seguir las indicaciones del kit para prueba serológica de Sars
Cov-2. Esperar 10 minutos y observar los resultados.
Figura 6. Toma de muestra nasofaríngea y movimientos
rotatorios con el hisopo de dacrón.
Coloración de Ziehl Neelsen para detección de Bacilo de Kosh:
A partir de una nuestra de esputo, en el área del mechero y con
ayuda de un asa bacteriológica tomar una alícuota y esparcir en una
lámina portaobjetos. Dejar secar durante unos minutos.
Ejecutar la tinción tal como se muestra en la figura 7:

69
Figura 7. Pasos a seguir em una coloración para detección de
Bacilos alcohol ácido resistentes.
V. RESULTADOS:
5.1. Observación de imágenes:
Figura 8. Virus del Sars Cov-2 causante del Covid 19.

70
Figura 9. Virus causante de la Influenza H1N1.
Figura 10. Streptococcus pneumoniae
Figura 11. Moraxella catarrhalis

71
VI. CUESTIONARIO
1. ¿Qué tan importante es la limpieza bucal en pacientes con
infecciones respiratorias? Fundamente su respuesta.
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
2. Explique otros tipos de diagnóstico molecular para virus
causantes de infecciones respiratorias:
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
3. Observar y escuchar con atención el siguiente video.
Responder: https://youtu.be/V3RRuVJ7Lw4 (La tuberculosis
en el Perú. Ministerio de Salud del Perú. 24 de marzo “Día
mundial de la lucha contra la Tuberculosis”)
A) ¿Cómo se contagia la Tuberculosis?
_________________________________________________
_________________________________________________
_________________________________________________
B) ¿En qué consiste la tuberculosis multidrogorresistente?
_________________________________________________
_________________________________________________
_________________________________________________

72
4. Leer el capítulo 28 “Enfermedades debidas al género
Streptococcus” libro de Microbiología Estomatológica,
Negroni. Responder: ¿Cuáles son los factores de virulencia
de los estreptococos?
_________________________________________________
_________________________________________________
_________________________________________________
VII. CONCLUSIONES
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
VIII. REFERENCIAS BIBLIOGRÁFICAS
1. Meseguer Peinado M, Cacho Calvo J, Oliver Palomo A, Puig
de la Bellacasa J. Diagnóstico microbiológico de las
infecciones bacterianas del tracto respiratorio superior.
Enfermedades Infecciosas y Microbiología Clínica. 2008;
26(7): p. 430 - 436.
2. Centro de Práctica Clínica en NICE (Reino Unido).
Infecciones de las vías respiratorias: prescripción de
antibióticos Londres: NICE Clinical Guidelines; 2008.
3. Dasaraju P,. CL. Infecciones del Sistema Respiratorio. In S B,
editor. Microbiología Médica. 4th ed.: Galveston (TX): Rama
médica de la Universidad de Texas en Galveston.

73
PRÁCTICA N° 08
DIAGNÓSTICO MICROBIOLÓGICO DE LAS INFECCIONES DEL TRACTO
GENITOURINARIO Y GASTROINTESTINAL: UROCULTIVO.
I. INTRODUCCIÓN:
La infección del tracto urinario (ITU) es la enfermedad más frecuente
del aparato urinario. Afecta principalmente a mujeres. Las infecciones
de tracto urinario se definen como la presencia y proliferación de
gérmenes en el tracto urinario. Se pone en evidencia mediante el
cultivo de orina en medios de crecimientos apropiados. Si hay
bacterias crecerán formando colonias que pueden ser contadas
como unidades formadoras de colonias por milímetro (UFC/m2
). Las
bacterias que con mayor frecuencia ocasionan infecciones urinarias
son: Escherichia coli, que causa el 80% de los casos, Proteus
mirabilis (niños), Klebsiella spp.
La identificación de las bacterias empieza con la tinción de Gram, así
como el crecimiento de las colonias en los medios de cultivo
selectivos y diferenciales y por sus características morfológicas.
La observación más rápida para la identificación de bacterias por
pruebas bioquímicas se relaciona con la utilización de carbohidratos,
la motilidad bacteriana conferida por los flagelos en algunas
bacterias, la producción de indol como parte de su metabolismo,
producción de sulfuro ferroso, la capacidad de descomponer la urea
y algunas otras características de cada uno de los componentes de
cada bacteria.
Figura 1. Agentes causales de las infecciones del tracto urinario y
medio de cultivo microbiológico Agar Mac Conkey.

74
II. OBJETIVOS:
• Conocer los principales microorganismos causantes de las
infecciones del tracto genitourinario y gastrointestinal.
• Realizar diagnóstico microbiológico de las infecciones del
tracto urinario: urocultivo.
• Centrífuga
• Tubos de ensayo
• Gradilla para tubos de ensayo
• Asa de siembra
• Mechero de alcohol
• Piseta
• Tinción de Gram
• Solución salina fisiológica
• Estufa
• Placas Petri con medio de cultivo: Agar Mac Conkey, agar
Salmonella-Shigella.
• Muestra de orina
• Hisopo estéril
• Guantes
• Lámina portaobjeto y laminilla
• Toallitas de papel (de cara o manos)
• Plumón marcador
• Lápices de color
IV. PROCEDIMIENTOS:
4.1. Examen de Urocultivo:
1. Se coloca la muestra de orina en un tubo de ensayo.

75
Figura 1. Muestra de orina
2. Se centrifuga la muestra de orina.
Figura 2. Centrifuga
3. Después de centrifugada la muestra se coloca una gota del
sedimento urinario en una lámina portaobjeto y lo cubrimos con
una laminilla cubreobjetos.
4. Se procede a observar con microscopio óptico compuesto
empleando sucesivamente objetivos de 10X y 40X.
5. Luego se realiza la siembra de la muestra de orina en una placa
Petri con medio de cultivo Agar Mac Conkey.
Figura 3. Siembra de la muestra de orina en la placa Petri.

76
6. Se lleva la muestra a la estufa a una temperatura de 37°C y por
un tiempo de 24 horas.
7. Después de las 24 horas se procede a dar lectura a la muestra
respectivamente.
Figura 4. Escherichia coli y Klebsiella pneomoniae en medio Agar
MacConkey
V. RESULTADOS:
5.1. Observaciones de lectura microscópica:

77
5.2. Observaciones de placa, después de la incubación:

78
VI. CUESTIONARIO:
1. ¿Cuáles son los agentes causales más frecuentes de las
infecciones urinarias?
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
2. ¿Cuál es la técnica para la toma de muestra de orina en
mujeres?
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
3. Hay asociación entre las enfermades periodontales y las
infecciones urinarias. Fundamentar la respuesta.
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
VII. CONCLUSIONES:
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________

79
1. Negroni M. Microbiología Estomatológica: Fundamentos y
Guía Práctica. Tercera ed. Buenos Aires: Médica
Panamericana; 2018.
2. Murray P RK. Microbiología Médica. 6th ed. Madrid: Elsevier,
España; 2009.
3. Brooks G MSBJ. Microbiología Médica de Jawetz, Melnick y
Adelberg. 19th ed. México: El Manual Moderno; 2008.
4. Lopera J, Rocha E. Preeclampsia: su asociación con
infecciones periodontales y urinarias según trimestre de
embarazo. CES Medicina. 2016; 30(1): p. 14-25.

80
PRÁCTICA N° 09
DIAGNÓSTICO MICROBIOLÓGICO DE LAS INFECCIONES DE PIEL Y
TEJIDOS BLANDOS.
I. INTRODUCCIÓN:
La superficie cutánea constituye un complejo ecosistema que
sustenta diferentes nichos ecológicos. Su particular ambiente
inhóspito, con un pH ácido y condiciones de humedad variables,
entre otras características, podría dificultar la proliferación de
microorganismos.
Sin embargo, la microbiota de la piel, con una asombrosa capacidad
de adaptación, ha evolucionado hasta convertirse en un importante
aliado para la supervivencia humana a partir de una compleja
selección natural de microorganismos residentes que evitan la
colonización de otros agentes patógenos mientras trabajan en equipo
con el sistema inmunitario de la piel.
Las alteraciones en la microbiota, como las que generan los cambios
ambientales u ocupacionales, los hábitos de higiene inadecuados o
la exposición a antibióticos, modifican el ecosistema y alteran la
homeostasis cutánea, lo cual favorece la aparición de diferentes
enfermedades.
Se consideran microbiota habitual algunos microorganismos aerobios
(Corynebacterium spp., estafilococos coagulasa negativo,
Micrococcus spp., Aerococcus spp., especies de Neisseria spp. no
patógenas y estreptococos alfa y no hemolíticos, etc.) y anaerobios
(Propionibacterium spp., Clostridium spp., Peptostreptococcus spp.).
Tradicionalmente se consideran en potencia patógenos a los
estreptococos betahemolíticos, Staphylococcus aureus,
Enterococcus spp., Bacillus anthracis, Pseudomonas aeruginosa y
otros bacilos gramnegativos tipo Enterobacteriaceae, tanto en las
heridas agudas como en las crónicas.

81
Figura 1: Principales microrganismos causantes de las infecciones
de piel.
II. OBJETIVOS:
• Conocer los principales microorganismos causantes de las
infecciones de piel y tejidos blandos.
• Realizar un diagnóstico microbiológico de piel.
• Mechero de alcohol
• Piseta
• Estufa
• Tinción de Gram
• Solución salina fisiológica
• Placas Petri con medio de cultivo: Agar sangre, agar manitol
salado
3.2. Proporcionados por los estudiantes:
• Hisopo estéril
• Guantes

82
• Lámina portaobjeto y laminilla
• Toallitas de papel (de cara o manos)
IV. PROCEDIMIENTOS:
4.1. Siembra de microorganismos de la piel que recubre la oreja:
1. Con un hisopo estéril se toma una muestra de la parte posterior
de la oreja, como se visualiza en el video.
Figura 2. https://youtu.be/llYbZm3xOj4 (Microbiota de la piel)
2. Luego se realiza la siembra de la muestra en el medio de cultivo
agar sangre y agar manitol salado.
3. Se coloca la placa Petri en la estufa (37°C) por 24 horas.
4. Se procede a la lectura de la muestra respectivamente.
Figura 3. Staphylococcus aureus en medio de cultivo agar sangre

83
V. RESULTADOS:
5.1. Esquema del crecimiento bacteria: (Utilice lápices de
colores)
VI. CUESTIONARIO:
1. ¿Cuál es la diferencia entre estreptococos y estafilococos?
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________

84
2. ¿Qué medios de cultivo se utilizan para el crecimiento de
estreptococos y estafilococos? Mencionar la composición de
dichos medios de cultivo.
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
3. Características y factores de virulencia de Staphylococcus
aureus.
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
VII. CONCLUSIONES:
____________________________________________________
____________________________________________________
____________________________________________________
2. Murray P RK. Microbiología Médica. 6th ed. Madrid: Elsevier,
España; 2009.
3. L P. Microbiota de la piel: el ecosistema cutáneo. Rev. Asoc.
Colomb. Dermatol. 2013.

85
PRÁCTICA N° 10
CARACTERIZACIÓN FENOTÍPICA DEL MICROBIOTA ORAL
I. INTRODUCCIÓN:
La cavidad oral contiene diversos micronichos donde habitan
comunidades microbianas adaptadas a las condiciones específicas
de cada uno de ellos. La microbiota oral se caracteriza por ser
extraordinariamente compleja en géneros y especies. La mayoría de
investigadores coinciden en señalar que existen más de 600
especies bacterianas en el ambiente oral. La interrelación de la
microbiota oral entre sí, expuesta a la acción de factores físicos y
químicos del ambiente oral, define las características y composición
de los microrganismos orales.
En condiciones de salud, esa microbiota presenta un estado de
homeostasis donde no se producen sustancias dañinas para los
tejidos orales ni se rompe el equilibrio con el sistema inmune del
hospedador. Cuando se altera dicho equilibrio; por ejemplo, por
factores externos como la dieta, se favorece el crecimiento de
microorganismos con potencial patogénico, dando lugar a
enfermedades orales como la caries, la periodontitis o la halitosis.
Figura 1. Microbiota Oral

86
Uno de los aspectos más difíciles de estudiar han sido los factores
que inciden en la alteración del balance en el ecosistema oral. La
mayor parte de la flora oral tiene la característica de ser transitoria.
Por sí solas y en estado de equilibrio, la mayoría de las bacterias de
la cavidad oral son inofensivas. Sin embargo, cuando se reúnen
condiciones especiales del ambiente oral, de los mecanismos de
virulencia del microrganismo y de la respuesta del hospedero, las
bacterias se convierten en actores principales que exhiben un amplio
potencial virulento conducente a enfermedad.
Dado que las enfermedades orales son claramente polimicrobianas,
las estrategias antibacterianas como las vacunas pueden no ser
efectivas. Por ello, los tratamientos con prebióticos y probióticos
encaminados a restablecer el equilibrio microbiano y con el
hospedador son las más prometedoras.
Figura 2. Principales probióticos empleados para mejorar la salud
del ser humano.
II. OBJETIVOS:
• Caracterizar fenotípicamente mediante pruebas bioquímicas
cepas bacterianas aisladas de microbiota oral.

87
III. METERIALES Y EQUIPOS
• Placas de Petri con agar sangre
• Microtubos de 1.5 ml con caldo nutritivo, Luria Bertani o
Tripticasa de Soya
• Microscopio
• Set de colorantes para tinción Gram
• Piseta con agua estéril
• Tubos de ensayo con medio inclinado agar citrato Simmons
• Estufa
• Placas de Petri con agar McConkey
• Mechero de bunsen
• Parafilm
• Gradillas para tubos de ensayo
3.2. Proporcionados por el alumno
• Cepas bacterianas aisladas de microbiota oral (coordinar con
una semana de anterioridad con la docente del curso y el
técnico de laboratorio para su obtención a tiempo)
• Agua oxigenada al 30%
• Asa bacteriológica redonda
• Pipeta Pasteur
IV. PROCEDIMIENTOS:
Para cada una de las pruebas a realizar se debe trabajar con un
control (medio sin inocular) para poder realizar la comparación y
lectura de resultados. Adicionalmente se trabajará con un mechero
bunsen para generar esterilidad en el área
4.1. Prueba de la catalasa:
1. Tomar con el asa bacteriológica una muestra del centro de la
cepa seleccionada, con mucho cuidado de no llevar agar sangre
ya que puede generar falsos positivos y se coloca sobre la lámina
portaobjetos.

88
2. Dispensar con la pipeta Pasteur o un gotero una o dos gotas de
agua oxigenada al 30% sobre la colonia extendida.
3. Observar la formación inmediata de una efervescencia rápida con
desprendimiento de burbujas (resultado positivo).
4.2. Prueba del Citrato:
1. Con un asa bacteriológica esterilizada tomar una alícuota del
cultivo bacteriano en caldo nutritivo y sembrar en la superficie
inclinada del medio e incubar a 37°C durante 24 - 48 horas.
2. Cumplido el tiempo de incubación observar un cambio de color
en el medio, de color verde a azul intenso en caso se obtenga un
resultado positivo.
4.3. Prueba de la lactosa:
1. Con el asa bacteriológica esterilizada tomar una alícuota de la
cepa crecida en caldo nutritivo y sembrar por estrías en la placa
de Petri con agar McConkey.
2. Tapar la placa de Petri, sellar con Parafilm y llevar a la estufa
para su incubación a 37°C por 48 horas.
3. Cumplido el tiempo de incubación realizar la lectura, que en caso
sea positiva se observará a las colonias crecidas tornarse de un
color rojo vivo o violeta contrastando con las colonias
amarillentas lactosa negativas.
V. RESULTADOS:
5.1. Prueba de la catalasa:

89
5.2. Prueba del citrato:
5.3. Prueba de la lactosa:
VI. CUESTIONARIO:
1. Explique el fundamento de las lecturas de las pruebas
bioquímicas realizadas:
A) Catalasa:
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________

90
B) Citrato:
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
C) Lactosa:
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
2. Elija una especie bacteriana de la microbiota oral e
investigue por bibliografía sobre su caracterización
fenotípica y cómo influyen estas características sobre su
accionar en la cavidad oral (Presentar un resumen de los
puntos más relevantes):
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
3. ¿Cómo funciona un colorante indicador de pH?
__________________________________________________
__________________________________________________
__________________________________________________
VII. CONCLUSIONES:
__________________________________________________
__________________________________________________

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