Buiatria - Bovinotecnia - Tecnicas con rumiantes - bovinos

Guía de prácticos 2014
UNIVERSIDAD NACIONAL DE RÍO CUARTO
ENFERMEDADES TRANSMISIBLES Y TOXICAS DE
LOS RUMIANTES (3085)
GUÍA DE PRÁCTICOS
2012
1 Enfermedades Transmisibles y Tóxicas de los Rumiantes. 3085. FAV UNRC

Autores
Méd. Vet. Enrique Bérgamo
Méd. Vet. José A. Giraudo
Méd Vet. Hernán Lovera
Méd. Vet. Gabriel Magnano
Méd. Vet. Analía Macías
Méd. Vet. Mauro Mació
Méd. Vet. Manuel Schneider
Méd. Vet. Erika Sticotti
Mic. Daniela Zubeldía
Se autoriza expresamente la reproducción total o parcial por cualquier medio de
éste material citando la fuente, ya que los autores consideran que el conocimiento
es un bien público y pertenece a la humanidad.
Universidad Nacional De Río Cuarto
Facultad De Agronomía Y Veterinaria
Universidad Nacional De Río Cuarto
Facultad De Agronomía Y Veterinaria
Ruta 36 km 601. 5800. Río cuarto. Córdoba
TE 0358 4676213
jgiraudo@ayv.unrc.edu.ar
ebergamo@ayv.unrc.edu.ar

Durante el curso de ENFERMEDADES TRANSMISIBLES Y TOXICAS DE LOS
RUMIANTES se ofrecen una serie de actividades prácticas OBLIGATORIAS. En ésta
guía pueden encontrar para cada práctico los objetivos, los conocimientos de asignaturas
previas necesarios para aprovechar las actividades prácticas, los conocimientos teóricos
de nuestra asignatura necesarios, y el desarrollo de los contenidos prácticos.
A los fines de evitar duplicaciones de contenidos, no se desarrollan los temas tratados
en teóricos o en apuntes de la asignatura.
INDICE
Prácticos Obligatorios Pág.
Práctico Nº1. Campo. Instalaciones y Conducta animal. Identificación. Vías de
administración.
4
Práctico Nº2. Laboratorio. Diagnóstico de Brucelosis y técnicas serológicas. 17
Práctico Nº3. Laboratorio. Diagnóstico coproparasitológico de los rumiantes. 27
Práctico Nº4. Campo. Enfermedades venéreas y diagnóstico de tuberculosis. 48
Práctico Nº5. Laboratorio. Diagnóstico de abortos y problemas reproductivos 58
Práctico Nº6. Sala de necropsia. Técnica de necropsia y reconocimiento de
63
lesiones.
Práctico Nº7. Campo. Mastitis y calidad de leche. Sanidad en sistemas de crianza
artificial.
80

Práctico Nº1.
Campo. Instalaciones y Conducta Animal. Identificación. Vías de
Administración.
OBJETIVOS
 Que el estudiante reconozca instalaciones para manejo de bovinos y pequeños
rumiantes, mangas, bretes, cepos, toriles, etc.
 Que el estudiante identifique los riesgos profesionales asociados a instalaciones
inadecuadas y al manejo cotidiano del bovino.
 Que el estudiante realice una aproximación a la conducta del bovino.
 Que el estudiante reconozca sistemas de identificación y discuta las ventajas y
desventajas de cada uno.
 Que el estudiante identifique materiales de trabajo y las zonas de aplicación de
productos, y se familiarice con jeringas manuales y automáticas, y material
descartable y reutilizable.
 Que el estudiante practique vías de administración intraruminal, intramuscular y
subcutánea de productos en bovinos.
 Que el estudiante practique toma de muestra de sangre y colección de muestras
para Queratoconjuntivitis, e incorpore los primeros conceptos sobre
conservación y remisión de muestras de calidad.
CONOCIMIENTOS PREVIOS REQUERIDOS DE ASIGNATURAS
CORRELATIVAS
 Fundamentos de las vías de administración en bovinos.
 Fármacos e inmunógenos de uso corriente.
 Fundamentos de toma de muestras de sangre.
 Sujeción e inmovilización de rumiantes mayores.

INSTALACIONES Y CONCEPTOS GENERALES SOBRE LA
ETOLOGÍA Y EL COMPORTAMIENTO DEL GANADO BOVINO
INTRODUCCIÓN
Se entiende por etología a la ciencia que estudia el comportamiento animal.
Su aplicación a la ganadería se centra, especialmente, en los sistemas intensivos de
producción de carne y leche.
El confinamiento, el transporte y el manejo previo a la faena, tienen un impacto
económico sobre el rendimiento el rendimiento animal y la calidad del producto. Los
conocimientos etológicos, en la producción ganadera, constituyen una ventaja
competitiva que permite aumentar la eficiencia a bajo costo, como corresponde a una
"tecnología de procesos" o capital intelectual.
LA NATURALEZA DEL BOVINO
Los animales de fuga como el bovino tienden instintivamente a alejarse de las especies
predadoras como los perros, o dominantes como el hombre.
El bovino tiene visión periférica en un ángulo abierto de 360° y pueden mirar hacia
atrás sin necesidad de dar vuelta la cabeza (Fig.1).
Otro aspecto importante es el punto de balance del bovino. Se encuentra a la altura de
la cruz. Todas las especies de ganado se mueven hacia adelante si el arreador está
ubicado detrás del punto de balance y retrocederán si el mismo se para por delante del
punto de balance. (Fig.2a).
Los bovinos tienden a moverse en la dirección opuesta al movimiento del arreador, por
esto al caminar en la dirección opuesta tiende a acelerar el movimiento, mientras que
caminar en la misma dirección tiende a disminuirlo.
Los bovinos, en una manga en general, avanzarán sin necesidad de picanas cuando el
arreador camina hacia atrás del punto de balance y en la dirección opuesta a cada animal
dentro de la manga. (Fig.2b y 2c).
EL COMPORTAMIENTO ANIMAL Y LA GANADERÍA
 La memoria de los bovinos: Los bovinos recuerdan experiencias de maltrato de
hasta tres años. Si esto ocurrió durante algún trabajo en la manga los animales, al ser
arriados hacia la misma, ya comienzan a manifestar un estado de inquietud que se
incrementa paulatinamente hasta llegar al miedo.
 Uso de toros: El uso de toros mayores de 3 años junto a toros más jóvenes puede
deprimir la fertilidad, pues el toro de mayor edad impide a los toros jóvenes
acercarse a las vacas en celo, llegando a controlar simultáneamente hasta 3 de ellas
aunque no las pueda montar.
 Conductas agresivas: Las conductas agresivas de los animales surgen ante eventos
sorpresivos o cuando se los maneja con la fuerza bruta. La novedad y el
desconocimiento aumenta la resistencia de los animales al manejo. Pasar los
animales por las instalaciones un par de veces, antes de trabajarlos, reducirá los
niveles futuros de estrés (moldearlos). Por otro lado la falta de confianza del
humano en sí mismo, que se traduce en la conducta poco dominante, atrae el ataque
de los toros. Los toros que atacaron una vez, tenderán a repetirlo.
La ganancia de peso de animales altamente estresados es un 40% menor al de sus
compañeros no estresados.

REDUCIR EL ESTRÉS DEL MANEJO PARA MEJORAR LA PRODUCCIÓN
DEL GANADO
Las situaciones de estrés más comunes son el destete, procedimientos para el cuidado de la
salud (vacunaciones, desparasitaciones, sangrados y otras), aislar a un animal de sus
compañeros, etc.
El manejo inapropiado de los animales durante la inseminación artificial incrementa la
temperatura corporal y deprime la secreción de hormonas, lo que puede repercutir en
los índices de concepción.
Las reacciones fisiológicas iniciales, causadas por el estrés, se minimizan cuando los
animales se acostumbran a la rutina de los procedimientos de manejo.
ESTRÉS Y PRÁCTICAS DE MANEJO
Las reacciones del animal frente al estrés producido por el manejo dependen de:
 Diferencias Individuales: Dentro de una misma raza cada individuo tiene
características y un temperamento individual razón por la cual algunos animales
tienen una respuesta fisiológica más intensa y diferente.
 Experiencias Pasadas: Los animales recuerdan experiencias dolorosas y
aterrorizantes. Una situación novedosa puede ser un fuerte factor estresante si el
animal lo percibe como una amenaza. Mientras menos familiar sea una situación
más estresados estarán los animales. No todas las situaciones nuevas muestran
estrés, pero sí se aplica la fuerza se elevará el nivel de estrés en cualquier situación.
Los animales criados en un ambiente no rutinario se estresan menos cuando se
enfrentan ante una situación novedosa.
 Familiaridad con el medio ambiente: El ganado estabulado con proximidad a las
personas tiene una respuesta menos intensa frente al estrés del manejo, que animales
criados en praderas o con poco contacto humano.
 Antecedentes Genéticos: Los bovinos de razas Indicas se agitan fácilmente en
comparación con razas europeas. Los Aberdeen Agnus poseen una concentración de
cortisol mayor que los Hereford en respuesta a una situación estresante.
 Zona de Fuga: Los bovinos mantienen una distancia de seguridad (perímetro
imaginario) al percibir amenazas como puede ser la presencia de personas y perros.
Esta distancia se conoce como zona de huida o zona de vuelo. El tamaño de esta
zona depende de las experiencias pasadas con personas y el manejo. El diámetro,
para cada animal en particular, varía dependiendo de la mansedumbre de éste.
Además depende de lo calmo que esté el animal, ampliándose la zona cuando se
excita. Esta zona es como el espacio personal de cada individuo. Animales mansos
no tienen zona de vuelo y las personas pueden tocarlos. Si un intruso se sitúa muy
cerca del animal entra en un área más pequeña denominada zona de lucha. Dentro
de ésta, la reacción no será de fuga sino de defensa. Su tamaño varía según la raza,
sexo, edad y las experiencias previas.
EL MANEJO DEL GANADO ES MÁS FÁCIL CUANDO SE CONOCE LA
CONDUCTA DEL MISMO
Cuando se quiere movilizar ganado desde un área libre y amplia, como por ejemplo un
potrero o un corral grande, para mantener a esos animales avanzando en forma
ordenada, el arreador se debe alternar entrando y saliendo de la zona de vuelo colectiva.
(Fig.4). La presión alternante, sobre la zona de vuelo, es más efectiva que una presión
constante. Cuando todos los animales están mirando al arreador quiere decir que la
persona está fuera de la zona de vuelo, y cuando éste penetra a la misma los animales se

dan vuelta y se alejan. Esta es una presión psicológica y no física, la cual se basa en que
el intruso se mueva como un individuo dominante.
En determinadas circunstancias, cuando un animal de un grupo titubea, la situación se
vuelve un problema colectivo, por ejemplo pasar una tranquera desvía la dirección del
arreo.
Los animales ingresan fácilmente a la manga si se permite que se vacíe parcialmente
antes de intentar llenarla nuevamente. La manga parcialmente vacía provee espacio para
aprovechar el instinto de seguimiento de los animales. Los animales, dentro de una
manga, no deben forzarse a avanzar, a menos que puedan ver un espacio abierto a dónde
dirigirse.
Cuando un animal entra en el toril, o corral de aguante, se dirigirá directamente hacia la
manga. Nunca debe llenarse el toril más allá de sus 3/4 partes de su capacidad, en su
defecto será muy difícil hacer girar y entrar a los animales a la manga. Las puertas, a la
entrada de la manga, deben estar abiertas cuando el ganado es introducido en el toril.
Frecuentemente el ganado se rehúsa frente a una puerta cerrada.
Se requiere menos uso de picanas e incluso puede reemplazarse por un palo con tiras de
plástico como método de arreo de los animales para que entren a la manga. Si se desea
hacer girar un animal, bloquee la visión de un lado con las tiras de plástico. Si el líder se
rehúsa a entrar, un solo toque con la picana podría ser necesario y una vez que entró el
resto de los animales lo seguirán. Si los animales se rehusan a entrar a la manga es
posible que se deba a que estén viendo gente u otros objetos móviles enfrente.
INSTALACIONES PARA UN ADECUADO MANEJO
Las instalaciones bien construidas y funcionales hacen que el manejo del ganado sea
seguro y rápido.
Es muy importante contar con un corral de contención (toril) bien diseñado, sólido y
compacto. Las paredes de la manga y la rampa de embarque no deben permitir la visión
periférica fuera de las mismas y se deben orientar al norte o al sur para evitar que tengan
al sol de frente.
El corral debe encontrarse sobre piso plano y los pisos deben tener una superficie
antideslizante para el ganado. Si son de concreto deben tener canaletas de 2,5 cm de
profundidad cada 20 cm. de largo.
El largo mínimo recomendado para una manga es de 6 metros para un establecimiento
mediano, y de 9 a 15 metros para uno de dimensiones mayores.
La razón por la cual un corral circular y una manga curva funcionan mejor que uno
recto es porque, a medida que los animales avanzan en la manga curva , creen que están
volviendo desde donde salieron, a su vez utilizan la tendencia natural a caminar en
círculo. Un animal que rehúsa moverse una vez, continuará haciéndolo con cierta
frecuencia. Las puertas deslizables, al final de una manga, deben construirse con caños
o palos no sólidas a fin de que el ganado vea animales al otro lado estimulando la
conducta de seguimiento.
Para evitar aglomeraciones a la entrada de la manga, una de las paredes del toril debe
ser recta y otra en ángulo de 30°. La manga, en su unión con el toril, no debe ser curva
pues los animales rehusarán a entrar porque se parece una calle sin salida. El ganado en
el toril debe ver 3 largos de su cuerpo hacia delante por la manga antes de que se inicie
la curva de esta.
Las rampas de embarque y desembarque deben estar construidas de paredes sólidas y la
inclinación no debe exceder los 20° a 25°. Las rampas de desembarque deben tener
como mínimo 2 metros de piso a nivel en la parte superior para que cuando el ganado

salga del camión quede a nivel y luego comience el descenso, de lo contrario muchas
veces se niegan a descender.
ELIMINACIÓN DE SITIOS OSCUROS
Si bien el ganado tiende a acercarse a la luz, no lo hace si esta lo deslumbra. Por lo tanto
las rampas de embarque y las mangas se deben orientar hacia el norte o hacia el sur para
evitar que tengan al sol de frente.
Las mangas, las básculas y otros sitios donde se maneja ganado deben techarse
únicamente con material sólido. Si se usa techo con espacio abierto el animal no pasará
por áreas de luz y oscuridad alternada que produzca sombra en el piso.
El ganado rehúsa a entrar en edificios oscuros. De noche se facilitará la entrada de
animales a un edificio o vehículo si se ilumina su interior.
DISTRACCIONES MÁS COMUNES EN EL ARREO DE GANADO
Las distracciones más comunes a las que los bovinos se rehúsan a avanzar son: sombras,
reflejos de luz sobre metales, cadenas que suenan, ruidos de alta frecuencia, silbidos
provocados por el paso del aire entre paredes u objetos, ropa colgada en los alambrados,
pedazos de plástico que se mueven, presencia de personas, cambios en la superficie del
piso o textura, rejillas de drenaje en el piso, colores de alto contraste, entrada a una
manga muy oscura, encandilamiento por el sol y lo más importante la presencia de
perros.
ALGUNAS CONSIDERACIONES FINALES
Conocer el comportamiento de los animales y adaptar los manejos al mismo es una
forma inteligente de ahorrar dinero.
Los veterinarios permanentemente debemos estudiar sobre los comportamientos de los
bovinos y aplicar estos conocimientos en nuestros quehacer cotidiano. Por otro lado
somos los responsables de educar al personal que maneja ganado sobre estos aspectos.
Lograr un personal capacitado y con buena predisposición hacia los animales, junto a
instalaciones funcionales y cómodas para el trabajo, nos garantiza rapidez y mínimo
estrés durante el manejo de los animales. Sin duda esto se traduce en mayores resultados
económicos.

FIGURA 1. Visión periférica y visión binocular FIGURA 2a. Punto de balance
FIGURA 2 b
FIGURA 2 c
Los animales avanzan cuando el
operario cruza su punto de balance,
caminando hacia atrás. Para volver
adelante de la manga, el ganadero
debe ir directamente, alejándose de
los animales como indican las flechas.
Si se trabaja en una manga curva, el
movimiento del operario para mover
a los animales hacia el cepo es el que
indica la figura.
Visión
binocular
Visión
periférica
Punto
ciego

SISTEMAS DE IDENTIFICACION DE BOVINOS
La identificación de la hacienda bovina es una necesidad para trabajar correctamente en
sanidad y poder medir la producción de los rodeos de leche o de carne.
La identificación puede ser natural o artificial,
LA IDENTIFICACIÓN NATURAL es manejable en pequeñas producciones
familiares, con pocos animales y mucho contacto entre productor y animal. Se
identifican los animales por pelaje, presencia de cuernos, fenotipo en general. Se pueden
utilizar fotografías, incluso para complementar métodos artificiales.
LA IDENTIFICACIÓN ARTIFICIAL puede ser temporaria o permanente,
veremos a continuación ventajas y desventajas.
SISTEMAS DE IDENTIFICACIÓN TEMPORARIA
*LÁPICES GRASOS (CRAYONES)
*PINTURAS
*PRECINTOS Y ETIQUETAS
La identificación temporaria permite que en breves períodos de tiempo se marque un
animal para individualizarlo y esperar el resultado de un diagnóstico (una serología por
ejemplo), o para resaltar claramente la aplicación de un tratamiento (contra mastitis por
ejemplo). No se puede utilizar éste sistema para controles o seguimientos durante la
vida del animal (sanidad a largo plazo, producción, etc.)
SISTEMAS DE IDENTIFICACIÓN PERMANENTE
*SEÑALES
*TATUAJES
*CARAVANAS
*MARCAS A FUEGO
*MARCACIÓN EN FRIO
*IDENTIFICACIÓN ELECTRÓNICA
SEÑALES
La señal es en un corte o incisión en la oreja del animal, con forma registrada para cada
establecimiento y con registro en la zona donde se usa, en muchos lugares es obligatoria
para rumiantes menores. Se pueden usar elementos cortantes simples o sacabocados.
VENTAJAS DESVENTAJAS
Costo bajo Errores de lectura
Lectura a larga distancia Puede haber duplicaciones
Indeleble Se puede perder la identidad del animal
Método cruento
Poca cantidad de identificaciones posibles
TATUAJES
El tatuajes consiste en depositar tinta por medio de punciones con pinzas especiales en
la dermis o mucosas del animal, estampando números, letras o logotipos. Es obligatorio
el tatuaje en animales de pedigree. Se efectúa entre las venas marginales de la oreja. Se

desinfecta, se coloca la tinta, se aplica la pinza con los números, y luego se aplica
nuevamente tinta, limpiando el exceso.
Costo bajo Lectura a poca distancia
Método poco cruento Errores de lectura
Indeleble Puede haber duplicaciones
Se puede perder la identidad del animal
Falta de contraste entre la piel y la tinta del tatuaje
CARAVANAS
De plástico o goma, son tarjetas que se colocan en la oreja del animal. El sistema más
rudimentario consiste en un número inscripto en caravanas que se comercializan en
blanco, pero también se pueden adquirir con números indelebles pintados o grabados
con láser, con códigos de barras o con microchips.
La caravana es obligatoria en argentina. Los números de caravanas vendidas por las
empresas son informados periódicamente a la autoridad sanitaria nacional, de acuerdo a
las normas locales. La caravana estándar de la Resolución 754 de SENASA es una
hembra grande (tarjeta) con macho botón, más una hembra pequeña con macho botón.
Método poco cruento Costo
Lectura a distancia Errores de lectura
Puede haber duplicaciones
Se puede perder la identidad del animal
MARCAS A FUEGO
La Marca a fuego es un dibujo, diseño o signo impreso a hierro candente o por
procedimientos que produzcan análogos efectos, siempre que estén autorizados por un
organismo competente. La misma tiene en general una dimensión máxima de diez
centímetros y mínima de siete en todos sus diámetros. Pueden ser marcas de propiedad
o números.
Costo bajo Puede haber duplicaciones
Lectura a distancia Errores de lectura
Indeleble Sistema de identificación para pocas especies
Poca cantidad de identificaciones
Difícil lectura en pelajes hirsutos
Método cruento
Se desvalorizan los cueros
MARCAS EN FRIO
Este método tiene el mismo principio que la marca a fuego, pero produciendo una lesión
por frío. Destruye los melanocitos, lo que originará una decoloración pilosa, sin lesionar
la piel. La estructura de la marca debe ser de cobre o aluminio, no de hierro como la

marca a fuego. La marca se introduce en nitrógeno liquido a (-196º C) o hielo seco y
alcohol, y luego se realiza el marcado
Método incruento Costo un poco superior a las caravanas
Indeleble Tiempo de aplicación (3-5 min. por animal)
Visible a distancia Se debe depilar la zona
Se aplica en diferentes
partes de cuerpo
Indeleble
SISTEMA DE IDENTIFICACIÓN ELECTRÓNICA
Consiste en la aplicación de transponder (emisores) electromagnéticos en forma de
bolos intraruminales, en collares o en el subcutáneo. Sus emisiones son captadas por el
lector que lleva los datos a la computadora. Permite cargar en el programa toda la
información del animal, sanitaria, reproductiva, genealógica, etc.
No hay duplicaciones Costo alto
Más de 500.000 millones
de identificaciones posibles
Lectura a poca distancia
No hay errores de lectura
El animal no pierde nunca
su identidad
Método incruento

TOMA Y REMISIÓN DE MUESTRAS AL LABORATORIO PARA
EL DIAGNOSTICO DE PROBLEMAS SANITARIOS EN BOVINOS.
QUÉ ES EL DIAGNÓSTICO?
Realizar un diagnóstico es sumar información de distintos tipos sobre un
problema sanitario, para luego analizarlos, demostrando la relación causal entre uno o
varios agentes etiológicos y la enfermedad. Para esto, deben aplicarse distintas
metodologías diagnósticas que no son excluyentes sino complementarias.
Para arribar a un DIAGNÓSTICO DE CERTEZA, el mismo solo puede ser estructurado
sobre el análisis de toda la información obtenida. De esta manera, será posible llegar al
mismo si se parte de la base de tres tipos de diagnósticos:
1) Diagnóstico epidemiológico
2) Diagnóstico anatomopatológico
3) Diagnóstico etiológico o de laboratorio.
Para arribar al diagnóstico epidemiológico, siempre es necesario analizar la
TRIADA ECOLÓGICA. La anamnesis (sobre ambiente, nutrición y manejo) es el pilar
fundamental de un diagnóstico clínico “presuntivo” y junto a la sintomatología y a las
lesiones anatomopatológicas de los individuos afectados, constituye una herramienta
indispensable para caracterizar una patología en el marco de un sistema productivo. De
esta manera, mediante los datos obtenidos durante la anamnesis, el veterinario
sanitarista podrá inferir por ejemplo, la posible etiología de un brote de abortos,
relacionando el tercio de gestación en el cual ocurre con la presentación de “tormentas”
o abortos en “goteo”.
El diagnóstico anatomopatológico es una herramienta útil para caracterizar a través
de la observación de lesiones compatibles con una patología, la posible causa de muerte
de un animal. Sin embargo, en la mayoría de los casos, el diagnóstico sólo puede darse
como “compatible” con distintas enfermedades, sin que pueda definirse con exactitud la
verdadera etiología desencadenante.
El diagnóstico de laboratorio permite detectar en forma directa o indirecta
(mediante análisis serológico) el agente causal, tiene la limitación de que sólo puede ser
interpretado en conjunto con los diagnósticos anteriores, ya que la sola presencia de un
microorganismo aislado del individuo enfermo, no es confirmatoria de la patología
sospechada (ej. aislamiento de E. coli a partir de materia fecal).
El diagnóstico puede ser individual (un solo individuo enfermo) ó poblacional
(cuando son varios los animales afectados).
DEMOSTRACIÓN DEL AGENTE:
Al agente etiológico se lo puede aislar, demostrar su presencia o detectar su paso por el
huésped.
Para el diagnóstico directo se emplean distintas técnicas en función del tipo de agente
etiológico actuante, siempre identificando directamente al agente (por ej., cultivo y
aislamiento, o inmunofluorescencia directa).
En el diagnóstico indirecto se emplean distintas técnicas, que generalmente identifican
huellas del paso del agente (por ej., inmunidad humoral mediante serología, o
inmunidad celular mediante tuberculina).

CALIDAD DE SUEROS PARA ESTUDIOS SEROLÓGICOS
Que es un suero de calidad?
Aquel suero que no tenga contaminación, hemólisis, glóbulos en suspensión y
que no posea elementos extraños como tierra, materia fecal y pelos. Debe ser
transparente con una tonalidad amarillenta o ámbar de intensidad variable.
Como se obtiene un suero de calidad ?
Deben sangrarse los animales con agujas y jeringas estériles o limpias y verterla
en tubos estériles o limpios. Para el sangrado de vena yugular o de vena coccígea media
es recomendable utilizar agujas descartables calibre 12 (cono rosa), con longitudes
desde 25 a 40 mm (25:12, 30:12, 40:12). Las jeringas pueden ser de 5 a 10cc, y el
sangrado de yugular puede efectuarse directamente al tubo.
En algunas oportunidades se requieren sueros estériles (pruebas de
seroneutralización), por lo tanto es necesario utilizar elementos en las mismas estériles.
Para una serología de rutina no son necesarios tubos estériles.
Una vez extraída la sangre los tubos deben mantenerse por una a dos horas a
temperatura de 30°-37° C, hasta retracción del coágulo, y luego refrigerarlos a 4°-8° C.
De esta manera el coagulo formado se retrae bien, separándose de las paredes del tubo y
exudando el suero.
Uno de los problemas que tienen muchos veterinarios clínicos sanitaristas es la
imposibilidad de contar con una centrífuga para separar el suero del coagulo, para poder
congelar el suero. Esta metodología de trabajo es necesaria cuando hay imposibilidad de
enviar los sueros prontamente al laboratorio y/o cuando se realiza un muestreo pareado
para investigar conversión serológica.
Muchas veces cuando el coágulo no se retrae debe despegárselo con algún
alambre fino (desinfectado con un algodón humedecido en alcohol entre tubo y tubo).
Después de despegado el coágulo se colocan los tubos en estufa a 37°C por una hora y
luego en heladera.
Para que la gran mayoría de los tubos con sangre exude suero, estos deben estar
muy limpios (lavados con detergente aniónico y enjuagados con agua destilada) o
utilizar tubos descartables de polimetil-metacrilato (PMMA) o polietileno. Tener
cuidado porque en el mercado existen tubos descartables de plástico (que son muy
baratos) donde el coágulo queda adherido a las paredes y hay que centrifugar la mayoría
de los tubos.
Que cantidad de sangre debe extraerse?
Para uno o varios estudios serológicos (ej: Brucelosis, Leptospirosis, IBR,
Diarrea Viral, Leucosis y Paratuberculosis) con 1 ml de suero alcanza. Para obtener esta
cantidad de suero debe extraerse entre 2,5 y 3 ml de sangre. Para sangrar animales
generalmente se utilizan tubos de Khann de vidrio o descartable (PMMA), que tienen
una capacidad de 5-7 ml.
Alteraciones más comunes de los sueros
Sueros muy hemolizados: presentan aspecto de alquitrán porque la gran
mayoría de los glóbulos rojos están lisados. Esto es frecuente cuando los tubos de
sangre se congelaron o estuvieron en ambiente muy caluroso como dentro de un auto al
sol (si están detrás de un vidrio es peor).

Estos mal llamados sueros no sirven para realizar ningún estudio serológico y
hay que descartarlos (los veterinarios no deberían enojarse cuando el Laboratorio no
procesa estos sueros).
Sueros parcialmente hemolizados: presentan una coloración variada que va
desde un leve color rosado hasta color de vino tinto borgoña. Esto depende del grado de
hemólisis que posean. Generalmente esto ocurre cuando se usan jeringas con agua y/o
tubos sucios y/o ambientes calurosos o se mantienen varios días los coágulos en
heladera (después de los 3 días comienza algún grado de hemólisis). Estos sueros, si no
están contaminados se observan transparentes.
Sueros con estas características pueden utilizarse para estudios serológicos pero
en ocasiones (dependiendo de la intensidad de la hemólisis y el tipo de serología que se
realice) los resultados no serán confiables.
Sueros con glóbulos rojos en suspensión: tienen aspecto de sangre diluida y se
diferencia de la hemólisis porque no son trasparentes. Es un mal menor porque
centrifugando o dejando sedimentar los glóbulos el sobrenadante se puede procesar sin
dificultad.
Generalmente se presentan glóbulos cuando se despega el coágulo y se quiere
trasvasar el suero exudado sin centrifugar a otro tubo.
Sueros contaminados: pueden tener un color normal o con hemólisis. La
contaminación se evidencia por la turbidez del suero. Se contaminan cuando no se han
conservado en refrigeración y también cuando se almacenan varios días en la heladera.
El grado de contaminación depende mucho de la carga microbiana inicial que posea la
sangre y la conservación posterior.
Los sueros muy contaminados pueden presentar precipitados. No sirven para
realizar análisis serológicos.
Sueros con excesos de lípidos: es frecuente en cerdos y equinos. El suero exuda
normalmente pero posteriormente se coagula firmemente en una trama lipídica. En estos
casos se remueve enérgicamente este coagulo con un alambre y luego se centrifuga. Se
obtiene escasa cantidad de suero porque una parte queda en la trama, pero generalmente
alcanza para los estudios serológicos.
NO OLVIDAR NUNCA
 Colectar más de medio tubo de sangre (2,5 – 3 ml)
 Nunca congelar el coágulo de sangre o la sangre entera.
 Nunca exponer los tubos con sangre a temperaturas elevadas
 Si se desea conservar por algún tiempo, los sueros deben congelarse
sin glóbulos en suspensión
MUESTREO SEROLOGICO
Para el Médico Veterinario los estudios serológicos, en muchas oportunidades,
constituyen la única herramienta posible a los fines de llegar a un diagnóstico.
Problemas reproductivos, respiratorios, digestivos, se presentan a veces en forma
insidiosa y no siempre el colega tiene posibilidades de colectar materiales para el
aislamiento e identificación del agente causal de la enfermedad. Ahora bien, esta útil
herramienta debe ser usada teniendo en cuenta ciertos requisitos para que tenga valor
diagnóstico.
Podemos señalar tres estrategias de muestreo para estudios serológicos:

 Muestreo pareado: se debe muestrear un porcentaje de animales enfermos y sanos
con 15-21 días de intervalo. Los animales sangrados en el 1° y 2° muestreo deben
ser los mismos. Esta técnica es considerada la de mayor valor científico y
diagnóstico. Sus desventajas son que deben tenerse bien identificados los animales y
que a veces los resultados llegan tarde para tomar una desición.
 Muestreo dirigido: se toman muestras de sangre de animales con síntomas clínicos,
animales convalecientes (que se hayan recuperado) y animales de igual categoría y
condición de los enfermos pero clínicamente sanos. De ser posible muestrear igual
cantidad por grupo e identificarlos como sanos, enfermos y convalecientes. Esta
metodología, en la práctica, es la mas utilizada ya que permite arribar a una
conclusión diagnóstica en un periodo más corto de tiempo. Debe tenerse en cuenta
que no es excluyente del muestreo pareado.
 Muestreo permanente: la medicina preventiva moderna hace mucho hincapié en
realizar sangrados periódicos permanentes a los fines de conocer el perfil
inmunitario en poblaciones contra distintas enfermedades infecciosas. Ante la
aparición de un brote, se muestrean algunos animales problemas y los resultados
obtenidos son comparados con el perfil histórico del establecimiento, facilitando la
interpretación de la realidad sanitaria y la aplicación de medidas mas concretas y
eficaces. Esta técnica es muy recomendada por los laboratorios y aplicada por los
veterinarios sanitaristas. Este criterio serológico impuesto en los países
desarrollados pronto será la rutina en establecimientos de punta a nivel nacional.
Muestra para diagnóstico de Queratoconjuntivitis
El problema para el diagnóstico de ésta enfermedad es que sólo puede reconocerse
mediante la observación directa del ojo de los animales.
Esta enfermedad produce lesiones oculares de diversa gravedad. El proceso se inicia
con un intenso lagrimeo, fotofobia y blefarospasmo. Continúa con una hiperemia uni o
bilateral de la conjuntiva y engrosamiento de la superficie epitelial con formación de
vesículas, opacidad de la córnea, erosión, ulceraciones, queratocono con
perivascularización exagerada, llegando a veces a la ceguera y pérdida de la sustancia
del ojo.
Se puede proceder a la toma de muestra mediante hisopo estéril provistos por el
laboratorio, en el canto medial del ojo, introduciéndolo por detrás del tercer párpado. El
hisopo debe remitirse en tubo estéril cerrado, refrigerado, al laboratorio para cultivo y
antibiograma. Se recomienda muestrear entre 7 y 10 ojos afectados en el período inical
de la enfermedad (lagrimeo o nube incipiente). Es recomendable que las muestres
lleguen al laboratorio antes de las 12 horas de tomadas, de lo contrario se deberían
utilizar medios de transporte.
En el laboratorio se realiza bacteriología rutinaria en agar-sangre para moraxella y
una inmunofluorescencia directa para IBR. También puede relizarse una coloración de
ZN modificado para detectar Ricketsias o Clamidias.

Práctico Nº2.
Diagnóstico de Brucelosis y técnicas serológicas.
OBJETIVOS
 Que el estudiante conozca el fundamento de las principales pruebas serológicas.
para el diagnóstico de brucelosis bovina, ovina y caprina.
 Que el estudiante esté capacitado para procesar sueros para el diagnóstico.
 Que el estudiante pueda realizar un BPA y un PAL en leche.
 Que el estudiante sea capaz de interpretar los resultados de las técnicas
diagnósticas de rutina.
CORRELATIVAS
 Principios inmunológicos de las técnicas serológicas de aglutinación rápidas,
lentas y de inmunodifusión.
LECTURA PREVIA DE MATERIALES DE E. T. Y T. RUMIANTES.
 Epidemiología y patología de la Brucelosis.

PRUEBAS SEROLÓGICAS PARA EL DIAGNÓSTICO DE LA
BRUCELOSIS BOVINA.
CARACTERÍSTICAS DE LAS MUESTRAS
Para enviar muestras de sangre al laboratorio deben respetarse ciertas características
y condiciones a los efectos de no interferir con el correcto diagnóstico de la Brucelosis
bovina. Entre dichas condiciones figuran el envío de:
- Planilla con registro de propiedad de los animales, listado de muestras, firma del
veterinario actuante, etc.
- sangre entera fresca o suero refrigerados.
- suero congelado.
- tubos con identificación clara, de preferencia sobre cinta de papel de enmascarar
adherida al tubo (no al tapón).
Son condiciones de "rechazo" o demora del procesamiento de las muestras:
- falta de planillas con protocolos o planillas incompletas.
- sangre entera congelada, ya que el congelamiento hemolisa la muestra.
- sangre o sueros contaminados.
- tubos mal identificados.
DIAGRAMA DE DIAGNOSTICO SEROLÓGICO DE BRUCELOSIS BOVINA
Animales a examinar: Reproductores machos mayores de 6 meses y hembras mayores
de 18 meses con vacunación certificada.
BPA BPA
NEGATIVO POSITIVO
NEGATIVO S.A.T. 2-ME
BPA: (BUFFERED PLATE ANTIGEN) Antígeno buferado de placa
SAT: Seroaglutinación en tubo
2-ME: 2 mercaptoetanol
A- PRUEBA TAMIZ. PRUEBA DE ANTÍGENO BPA (BUFFERED PLATE
ANTIGEN)
Introducción :
Es una prueba tamiz de aglutinación en placa. Se fundamenta en la inhibición de las aglutininas
inespecíficas a bajo pH. Detecta anticuerpos IgG y algunas IgM específicos.
Materiales:
 Pipetas de Bang o micropipetas.
 Gradillas.
 Aglutinoscopios
 Gotero de Ag. calibrado 0,03 ml. por gota.
 Reloj de laboratorio.
Reactivos:
 Ag BPA (conservado a 4-6 C°, sin congelar ya que la misma modifica su
sensibilidad.)
 Sueros problemas.

Ejecución de la prueba:
Previo a la prueba, la placa, el suero y el Ag deben estar a temperatura
ambiente(18-26 C°)
Homogeneizar el Ag durante 10 minutos. Descongelar y mezclar bien los sueros
invirtiendo bien el tubo varias veces.
a) Colocar la placa sobre el aglutinoscopio.
b) Con micropipeta automática o una pipeta de Bang en posición de 45° y apoyada
sobre la placa de vidrio, se depositan 0,08 ml de suero. Utilizar una pipeta de Bang o
un tip para pipeta automática para cada suero.
c) Con el gotero en posición vertical y desde una altura de 3 cm, se deja caer una gota
de Ag (0,03 ml)sobre el suero.
d) Se mezcla bien el suero con el Ag, abarcando una superficie circular de 3 cm de
diámetro
e) Se retira la placa de vidrio y se imprime movimientos en forma rotativa hasta
homogeneizar la muestra.
f) Se coloca la placa en el aglutinoscopio y se tapa, permaneciendo la luz apagada.
g) Se efectúa una nueva rotación, pasado 4 minutos (se repite lo indicado en el punto e)
h) A los 8 minutos, rotando de nuevo la placa y con la luz encendida, se procede a la
lectura.
SE RECOMIENDA NO TRABAJAR CON MAS DE 10 MUESTRAS POR
TANDA, HASTA ADQUIRIR LA COMPETENCIA NECESARIA.
Lectura
Las reacciones se clasifican en:
POSITIVAS: cuando se forman grumos, aún siendo finos (no confundir con artefactos
producidos por impurezas, hemólisis, etc.). Estas muestras deben someterse a la prueba
de SAT y 2-ME.
NEGATIVAS: cuando la mezcla suero-antígeno es de turbidez homogénea y sin
grumos. Estas muestras se informan como negativas y no se realizan las pruebas
complementarias.
OBSERVACIONES:
La falla de la prueba generalmente se debe a errores del operador, debido a:
 NO ambientar la sala, la placa, el suero y el antígeno.
 Usar pipetas despuntadas.
 Falta de homogeneización del suero o del Ag., antes de pipetear o cargar el gotero.
El uso con inadecuada agitación del Ag. le va modificando la sensibilidad original
lo que se traducirá en errores de las pruebas subsiguientes.
 NO mezclar uniformemente el suero y el Ag. sobre la placa.
 Dejar la luz del aglutinoscopio encendida.
 NO rotar la placa a los 4 minutos y al efectuar la lectura final.
 Mala calidad de la muestra (hemólisis)
 Mala conservación de la muestra (contaminación)

B-PRUEBAS COMPLEMENTARIAS. LENTAS DE SERO-AGLUTINACIÓN
1. PRUEBA DE SEROAGLUTINACION EN TUBO (SAT o WRIGHT)
Introducción:
Las pruebas de seroaglutinación en tubo detectan la presencia de Ac. IgM e IgG.
Los Ac. IgM aglutinan más intensamente que los IgG ya que, al ser las moléculas
pentavalentes, poseen un mayor número de unión.
El título de un suero se determina por la más alta dilución que presenta aglutinación y se
expresa en unidades que corresponden al recíproco de esa dilución. Se expresa en
Unidades Internacionales. Por ejemplo, un suero que presenta aglutinación en la
dilución 1/25, se informará como 25 UI (Unidades internacionales)
Material y Equipamiento
* Tubos de serología de 13 mm por 100 mm de vidrio, limpios y secos.
* Probetas (100 ml, 1.000 ml)
* Pipetas de 1 ml, 2ml, 5 ml, 10 ml y de Bang.
* Erlenmeyers de volúmenes variados.
* Gradillas
* Dispensadores automáticos o pipetas graduadas.
* centrífugas
*estufas de incubación a 37°C
Reactivos
* Ag Wright
* Solución Salina fenolada (0.5%)
* Sueros controles
Dilución del Antígeno
El antígeno a emplear debe ser aprobado por el SENASA, previamente agitado
durante 15 minutos. Se prepara al 1%, por lo que debe diluirse 100 veces en solución
salina al 0,85% que contiene 0,5% de fenol. Se recomienda hacer esta dilución 12 horas
antes de su uso (en la práctica, la prueba de SAT se realiza simultáneamente con la de
2ME, donde el antígeno se prepara al 2% para ambas pruebas).
Método para la prueba en tubo S.A.T.
Por cada muestra de suero, se utilizan 4 tubos en los cuales se descarga con
pipeta de Bang (o micropipeta) 0,08 ml de suero en el fondo del primer tubo, retirando
la pipeta a lo largo de las paredes del tubo para permitir que se deposite el suero
detenido en la punta de la pipeta. 0,04 ml se distribuyen en el segundo tubo, 0,02 ml en
el tercero y 0,01 ml en el cuarto.
Se distribuyen 2 ml del antígeno de Wright (previamente homogeneizado y
preparado en una dilución al 1% en solución salina fenolada) en cada uno de los tubos
con suero. En esta forma las diluciones del suero corresponden a 1/25, 1/50, 1/100 y
1/200 respectivamente. Las gradillas con los tubos se agitan levemente para asegurar la
mezcla del suero con el antígeno y se llevan a estufa a 37°C.
Se debe incluir un suero control conocido.
Agregar un tubo sin suero con 2 ml de solución de antígeno al 1% como testigo.
Incubación:
La incubación se realiza a 37°C durante 40 a 48 hs.

Lectura de las pruebas
La lectura de las pruebas se hace después de 42 a 48 hs de incubación A 37°c. La
aglutinación del antígeno bajo la forma de grumos y su depósito en el fondo del tubo
por gravedad determina la clarificación del líquido en el tubo, manteniéndose los
grumos firmes después de una leve agitación del tubo. La aglutinación es el resultado
directo de la acción específica de los Ac del suero con las brucelas del antígeno.
La lectura debe hacerse contra un fondo negro opaco con una fuerte luz que
atraviese los tubos, para esto se recomienda utilizar el aglutinoscopio.
El grado de aglutinación en cada una de las distintas diluciones puede
clasificarse como completo (+), incompleto (I) o negativo (-).
Aglutinación completa: es aquella cuya mezcla del suero problema con el
antígeno aparece límpido, translúcido y la agitación suave no rompe los grumos.
Aglutinación incompleta: el aspecto de la mezcla entre el suero y el Ag. es
parcialmente turbio y una suave agitación rompe los grumos.
Aglutinación negativa: es aquella mezcla de suero y ag. con apariencia turbia y
una suave agitación no revela grumos.
El título de aglutinación del suero está dado por la dilución del último tubo en el
que se presenta una disminución de la turbidez evidente, manteniéndose los grumos
firmes a pesar de una agitación leve. Si esto ocurre, por ejemplo, en los primeros 3
tubos solamente, el título del suero (recíproco de la dilución 1/100) es de 100UI de
aglutinación.
Observaciones:
Fenómeno de zona: En ciertas ocasiones, puede ocurrir que se encuentre aglutinación
en las diluciones más altas, pero no en las más bajas. Esta inhibición de la aglutinación
en las diluciones más bajas es llamada "fenómeno de zona" y está asociado,
generalmente, con un suero positivo con alto título o anticuerpos incompletos.
Pruebas con muestras hemolizadas La presencia de hemólisis en las muestras de
suero interfiere en la prueba de aglutinación en tubo, no sólo porque la coloración puede
enmascarar la reacción de aglutinación, sino porque se forma un precipitado como
resultado de la acción del fenol que contiene el antígeno sobre la hemoglobina libre. Es
muy difícil distinguir esta falsa reacción de la aglutinación específica del antígeno.
2. PRUEBA DEL 2-MERCAPTOETANOL
Introducción
Es una prueba selectiva que detecta solamente la presencia de IgG. El
fundamento se basa en que los Ac IgM, por su configuración de pentámero, se degradan
en 5 subunidades semejantes por la reducción de enlaces disulfuro, debido a la acción
del 2-ME. De esta manera se altera su capacidad de combinarse con el Ag. Las
moléculas de IgG, en cambio, no sufren el mismo fenómeno manteniendo su capacidad
de unirse al Ag presentando reacciones objetivas tales como la aglutinación. La prueba
se usa, por lo tanto, como evidencia presuntiva de la presencia de Ac de la clase IgG.
Material y equipamiento
Los mismos que en la prueba de SAT.

Técnica
La prueba de 2-ME realiza simultáneamente con la prueba de aglutinación lenta
en tubo, procediendo de la siguiente manera:
a) Por cada muestra de suero problema, colocar en una gradilla 2 hileras de 4 tubos cada
una.
b) Identificar el primer tubo de cada hilera con el número correspondiente al suero
problema.
c) Una de las hileras se destina a la prueba de Mercaptoetanol y se marca con una M. La
otra hilera, en la que se hará la prueba en tubo, se marca con una T.
d) Por cada muestra de suero debidamente identificada, se utilizan tubos en los cuales se
descarga con pipeta de Bang 0,08 ml de suero en el fondo del primer tubo, retirando la
pipeta a lo largo de las paredes del tubo para permitir que se deposite el suero detenido
en la punta de la pipeta. 0,04 ml se distribuyen en el segundo tubo, 0,02 ml en el tercero
y 0,01 ml en el cuarto. Repetir el procedimiento descripto para depositar las mismas
cantidades de suero en la segunda fila (SAT)
e) pipetear las muestras sucesivas en forma similar en cada 2 hileras de tubos
adecuadamente identificados.
f) Incluir un suero control conocido con un alto contenido de IgM anti-brucella y que no
contenga IgG detectable en la prueba.
g) Con una pipeta agregar 1 ml de solución de 2ME (0,1M) en cada tubo de hileras M y
mezclar muy bien agitando la gradilla.
h) Agregar 1 ml de solución salina fenolada al 0,5% a cada uno de los tubos de las
hileras T (solamente)
i) Dejar las gradillas con las mezclas durante 1 hora a temperatura ambiente y agregar a
cada tubo 1 ml de "antígeno de tubo" diluido al 2% (0,09%) en solución salina
fisiológica.
Mezclar bien agitando la gradilla y cada tubo por separado.
Incubación:
Se realiza a 37°C durante 42-48 hs.
Lectura e interpretación:
La lectura se efectúa de la misma manera que con la prueba de aglutinación en
tubo.
La prueba del 2ME debe hacerse siempre en forma paralela y simultánea con la
prueba de SAT. La diferencia entre los títulos finales de ambas pruebas se interpreta
como la capacidad aglutinante del suero debida a los Ac IgM presentes en el mismo y el
título obtenido a la prueba de 2-ME se debe a las IgG.
La presencia de IgG se asocia generalmente con infección activa, por lo que toda
reacción en esta prueba debe ser considerada como indicativa de infección. Los
animales reaccionantes a esta prueba se deben considerar infectados.
Precauciones
La solución de 2ME (0,1M) es sensible a la luz y al calor y se deteriora
rápidamente por exposición al aire. Se debe conservar en frascos color ámbar cerrado
herméticamente y refrigerado. En estas condiciones es estable durante 1 semana.

PRUEBA SIMULTÁNEA LENTA EN TUBO (SAT) Y 2-MERCAPOETANOL
S.A.T. 2-ME
Volumen de suero en ml
0.08 0.04 0.02 0.01 0.08 0.04 0.02 0.01
Dilución correspondiente
1/25 1/50 1/100 1/200 1/25 1/50 1/100 1/200
1ml de salina fenolada (0.5%) 1ml de solución 2-ME (0.1M)
60 min T° ambiente
1ml de antígeno al 2%
Estufa a 37°C durante 42 a 48 hs
Lectura
Preparación de las soluciones necesarias
SOLUCION SALINA 0.14 M
Cloruro de Sodio 8.5 gramos
Agua destilada 1000 ml
SOLUCION SALINA FENOLADA
Solución salina 0,14 M con la adición de 0,5% de fenol
SOLUCION DE 2 MERCAPTOETANOL
2 ME 7,8 ml
Solución salina 0,14 M 992,2 ml (no usar solución fenolada)

TABLA DE INTERPRETACIÓN DE RESULTADOS DE LAS PRUEBAS
COMPLEMENTARIAS
Referencias:
I: incompleto
Valores expresados en Unidades Internacionales (inversa de los títulos)
+: positivo
-: negativo
3- PRUEBA DE VIGILANCIA EPIDEMIOLÓGICA. PRUEBA DEL ANILLO
DE LA LECHE (PAL)
Esta prueba se diseñó para detectar la presencia de Ac en leche. Estos Ac reaccionan
con el antígeno coloreado con hematoxilina formando un complejo antígeno anticuerpo
que queda adherido a la superficie de los glóbulos grasos y asciende con ellos a la
superficie formando una capa o anillo de crema de color púrpura azulada, de intensidad
variable según el grado de la reacción. Paralelamente, desaparece parcial o totalmente la
tinción de la columna de leche. Si la muestra no contiene Ac específicos, el antígeno no
se fijará a los glóbulos grasos y permanecerá uniformemente distribuido coloreando la
columna de leche, mientras que la capa de crema forma un anillo de color blanco
natural. El porcentaje de grasa de la muestra influye en la prueba, ya que la formación
del anillo de crema en la superficie dependerá del tenor graso.

La prueba del anillo de la leche se usa especialmente como diagnóstico presuntivo para
descubrir rebaños infectados. También se emplea en la vigilancia
epidemiológica en áreas de control de la Brucelosis.
Los animales de rebaños positivos a la prueba del anillo de la leche deben ser
examinados por las pruebas serológicas convencionales para identificar los individuos
infectados.
Material y equipamiento:
* Tubos de serología
* pipetas de diferentes volúmenes
* gradillas
* estufa de incubación
* reloj de laboratorio
* heladera
Reactivos:
*Antígeno PAL
* Muestras de leche
* Solución de formalina al 1%
Toma de muestra para PAL
a) en el campo, tan pronto como se haya llenado el tarro y antes de que la crema suba,
revolver bien el contenido y tomar unos 50 ml de leche. Agregar 1 ml de solución de
formalina al 1% por cada 10 ml de leche. Las muestras bien identificadas, se transportan
refrigeradas hasta el laboratorio.
b) En las plantas pasteurizadas o lugares de acopio. Elegir los tanques del menor tamaño
posible cuya procedencia pueda ser identificada. Mezclar bien la leche de cada tanque
para que la crema represente un término medio y tomar una muestra de unos 50 ml.
Agregar 1 ml de solución de formalina al 1% por cada 10 ml de leche.
Técnica:
Las muestras de leche deben mantenerse en refrigeración a una temperatura de 4 a 6°C
hasta que hayan transcurrido no menos de 24 hs desde su recolección (48 a 72hs) Una
hora antes de la prueba, se llevan a T° ambiente las muestras de leche como el antígeno.
a) Mezclar cada muestra invirtiendo varias veces el recipiente (tubo o frasco)
b) Colocar 1 ml de la muestra en un tubo
c) Agregar una gota (0,03 Ml) de Ag a cada tubo. Mezclar bien invirtiendo el tubo
varias veces, sin que llegue a formar espuma. No debe quedar antígeno sobre las
paredes.
d) Incubar a 37°C durante 1 hora.

Lectura
-: Anillo de crema blanco, columna de leche azul
+: Anillo de crema más claro que la columna
++: Anillo de crema igual que la columna de leche.
+++: Anillo de crema más oscuro que la columna.
++++: Anillo de crema azul oscuro, columna de leche blanca.
Observaciones.
a) El exceso o la escasez de crema dificulta la interpretación de la prueba.
b) La agitación vigorosa, así como el uso de leche "homogeneizada" dificulta la
realización de la prueba.
c) El calentamiento de la leche interfiere con los resultados, por lo tanto la prueba no se
debe efectuar con leches pasteurizadas, a menos que se les agregue crema de leche sin
pasteurizar o que se las diluya con leche fresca de vacas negativas.
d) Cuando la prueba se efectúa el mismo día en que se ha recolectado la leche, se
pueden obtener algunos resultados positivos falsos o dudosos.
e) La leche de calostro puede dar falsos positivos o dudosos.
f) La leche de vacas con mastitis también puede dar falsos positivos o impedir la
interpretación de la prueba debido al descolorimiento del antígeno.
g) La leche de vacas próximas a secarse puede dar resultados dudosos o falsos positivos.
h) Hay vacas infectadas con brucelas que no eliminan Ac. por la leche. Estas vacas son
positivas a las pruebas serológicas y negativas a la prueba del anillo.
i) Si la leche es de mala calidad por su alto contenido bacteriano, agregar dos gotas de
una solución saturada de bicarbonato de sodio antes de añadir el antígeno.
Modificaciones de la prueba para tanques muy grandes
Para hacer más sensible la prueba, aumentar la cantidad de leche manteniendo
constante la cantidad de antígeno. Para el estudio en tanques que contienen la leche de
100 a 200 vacas, colocar 2 ml de leche refrigerada en tubos de hemólisis y agregar una
gota de Ag. (0,03 ml). Si el tanque tiene la capacidad para colectar la leche de 201 a 500
vacas, aumentar a 3 ml la cantidad de leche para la prueba y agregar una gota de
antígeno del mismo volumen (0.03 ml).
Prueba PAL en ovinos y caprinos
Según la OIE (Organización Internacional de Epizootias) la prueba PAL no está
estandarizada para el diagnóstico ni la vigilancia epidemiológica en pequeños
rumiantes.

Práctico Nº3.
Diagnóstico coproparasitológico de los rumiantes.
OBJETIVOS
 Que el estudiante maneje todos los aspectos de la toma de muestra de materia
fecal para estudios coproparasitológicos
 Que el estudiante conozca los fundamentos de las distintas alternativas y
criterios para la toma de muestra
 Que el estudiante conozca los fundamentos de la Técnica de McMaster
modificada
 Realizar la técnica de McMaster con materia fecal problema (provista por los
estudiantes) y remarcar diferentes aspectos de índole práctica en la realización
de la misma.
 Discutir el fundamento, la aplicación práctica y la interpretación de resultados de
la técnica de McMaster modificada.
 Discutir la toma de decisiones en función de los resultados obtenidos.
 Conocer otras técnicas complementarias disponibles para el diagnóstico de
parasitosis en los rumiantes.
CORRELATIVAS
 Reconocimiento de las diferentes estructuras parasitarias presentes en la materia
fecal de los rumiantes.
 Fármacos de uso corriente para el control de helmintos de los rumiantes y sus
principales características.
 Conocimiento de las diferentes categorías animales en los sistemas productivos
bovinos, ovinos y caprinos.

INTRODUCCIÓN
En las parasitosis internas, al igual que en otras afecciones que ocurren en los animales
de interés económico, los conceptos de salud o enfermedad están más relacionados con
el potencial productivo esperado del ganado que con una sintomatología clínica dada.
Todo rodeo que no alcanza los niveles de productividad deseados de acuerdo con la
oferta forrajera suministrada o su potencial genético no goza del plano sanitario óptimo
y las causas de esto merecen ser adecuadamente dilucidadas.
El grado de infestación por parásitos internos de los rumiantes y por añadidura su
importancia económica sobre la producción de carne, leche o lana dependen de la
interacción entre hospedador, parásito y medio ambiente.
La relación entre estas tres variables se ve sujeta a cambios y ajustes al transcurrir los
ciclos productivos, caracterizando la epidemiología de cada parasitosis en particular en
los diferentes sistemas de explotación. Esto remarca en principio la contemplación
obligada en todo diagnóstico de la relación parásito - huésped – ambiente. Además lleva
a que el diagnóstico individual de un solo hospedador sea de escaso valor y que la
atención deba recaer exclusivamente sobre el rodeo. También hace que el diagnóstico
etiológico sobre la presencia o ausencia de determinados vermes carezca de sentido sino
está ligado al nivel de infestación presente y a la composición de las infestaciones, ya
que la mayor parte de los animales de un rodeo o majada están en menor o mayor
medida parasitados. Es decir que solamente las técnicas cuantitativas son las de real
valor y las que deben ser consideradas.
Esto conlleva a que el diagnóstico y su interpretación deban ser objeto de un minucioso
análisis y ajustados de acuerdo a los objetivos perseguidos: prevención de pérdidas
productivas o diagnóstico y solución de problemas presentes. Es decir, por un lado
evitar que niveles de parasitismo compatibles con la producción se eleven o indicar con
precisión que la baja productividad, la alteración de la salud o el incremento de los
costos se deben a los niveles de vermes presentes.
DIAGNÓSTICO
Los signos clínicos, los hallazgos de laboratorio y de necropsia, unidos a la historia del
caso y buenos conocimientos epidemiológicos son las fuentes de información adecuadas
para brindar un diagnóstico correcto y una cuantificación acertada de las posibles
consecuencias del problema.
Cuando se presentan síntomas clínicos, el diagnóstico debe identificar la causa del
problema sanitario, el cual al tratarse de una parasitosis sea cual sea su etiología las
implicancias en la productividad global del rodeo son graves.
En aquellos casos, generalmente la mayoría, en donde el problema es subclínico y no
presenta signología evidente, los métodos cuantitativos del diagnóstico deben ser
capaces de medir los niveles de asociación entre parásito y hospedador y la intensidad
de sus posibles consecuencias. Estos niveles de parasitosis podrían definirse como
infestaciones bajas, moderadas y graves.
Los niveles bajos serían aquellos compatibles con el potencial productivo de los
huéspedes, pero de importancia desde el punto de vista preventivo. Las infestaciones
moderadas son aquellas que en forma poco evidente comprometen leve o
moderadamente la productividad de los rodeos. Finalmente, las parasitosis graves
perjudican en forma importante la producción afectando la salud de los animales.
Historia del caso (anamnesis): La historia clínica de los animales afectados,
sustentada en el conocimiento de la epidemiología regional, es esencial para el
diagnóstico porque generalmente los síntomas mas comúnmente observados son vagos

y pueden corresponder a diferentes causas etiológicas. Entonces hay que tener en cuenta
que existen patrones estacionales de presentación de las parasitosis que responden a la
adaptación de los helmintos al medio ambiente y a los huéspedes. Se debe considerar
para cada estación del año (régimen de lluvias), el sistema productivo con su manejo
sanitario (especialmente desparasitaciones) y forrajero previo, la carga y composición
de cada rodeo, la susceptibilidad de las categorías presentes, la variabilidad genética de
los huéspedes, la diferente distribución de los parásitos entre los individuos y los
distintos planos inmunitarios de éstos en el rodeo o majada. La caracterización de la
relación huésped – parásito – ambiente correcta ayuda a dar un buen pronóstico sobre el
curso del parasitismo y a responder interrogantes tales como el nivel de susceptibilidad
de la tropa, cuando, donde y en que grado se infestó el rodeo, etc.
Monitoreos y modelos predictivos: A través del conocimiento epidemiológico
se construyeron modelos matemáticos con el fin de poder predecir el curso de las
infestaciones y llegar a prevenir los picos de contaminación de los potreros y los
consecuentes efectos de las parasitosis. Estos modelos por lo general demandan el
registro regular de ciertos parámetros (carga animal, pastura, hpg y datos climáticos) del
ciclo productivo y ayudan a decidir desparasitaciones y/o movimientos estratégicos del
ganado a otros potreros, etc.
Sin embargo, estos modelos no pueden prescindir del monitoreo veterinario y hasta el
presente no pasan de ser una ayuda en la toma de decisiones. Esto se debe a que por un
lado faltan todavía conocimientos básicos sobre las interacciones huésped – parásito, la
adquisición de inmunidad y la posible pérdida de ésta en animales adultos y por otro
lado a que en el complejo manejo de un campo uno debe considerar otros factores
ajenos a las parasitosis.
Complementando los datos obtenidos a partir de la anamnesis y los conocimientos
epidemiológicos regionales, la medicina veterinaria cuenta con las siguientes fuentes de
información para poder llegar al diagnóstico preciso, especialmente cuando el origen y
la historia de los animales se desconoce:
-Estimación directa de los parásitos a partir del análisis de la materia fecal (hpg,
coprocultivo, Baerman) o del pasto de los potreros (recuperación de larvas del pasto).
-Estimadores serológicos indirectos (pepsinógeno, gastrina, albúmina,
inmunoglobulinas específicas) y/o hemáticos (hematocrito, hemoglobina, hemograma,
etc.).
-Exámen post morten de animales del rodeo con la consecuente evaluación
patológica y parasitológica (recuperación y estimación de parásitos adultos e inmaduros,
pH abomasal, histopatología).
-Estimadores de producción indirectos como registros comparados en la
ganancia de peso u otros rendimientos productivos entre lotes tratados y testigos.
TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO PARASITOLÓGICO
Examen de materia fecal
El examen de materia fecal, permite diagnosticar algunas enfermedades parasitarias
mediante la detección de parásitos gastrointestinales o broncopulmonares. Es posible
hallar huevos, larvas y adultos de nematodes, proglótidas y huevos de cestodes; quistes,
formas vegetativas y ooquistes de protozoarios.
Extracción y remisión de muestras
Las muestras de materia fecal de grandes animales deben ser extraídas en forma
individual y directamente del recto y se enviarán al laboratorio en recipientes

adecuados, preferentemente bolsas de polietileno (extraerles el aire previo a ser
cerradas), envases de plástico o vidrio con tapas herméticas. La defecación se estimula a
través del reflejo anal introduciendo dos dedos y friccionando la ampolla rectal
mediante movimientos circulares, al menos por el término de 10 segundos. Cuando se
recoja materia fecal del suelo, solamente serán adecuadas las heces frescas proveniente
de un animal que se observe que defecó en ese momento. Previa extracción del aire, la
muestra (40-60 gr. son mas que suficientes) puede ser remitida en bolsitas de polietileno
o en frascos de boca ancha. El envío de una mezcla o “pooles” de materia fecal tiene
poco sentido diagnóstico debido a que no permite observar la variabilidad existente
entre individuos del mismo rodeo, hecho fundamental para poder evaluar correctamente
la interacción entre parásitos – huésped – ambiente y el nivel y curso de la parasitosis.
Por ejemplo, una persona que tome muestras de diferentes animales y coloque todas
esas muestras en una misma bolsa, desconoce o pierde el control de cuanta muestra de
cada animal está poniendo en la bolsa. De tal manera que el resultado va a ser muy
variable y difícil (tal vez imposible) de interpretar. La cantidad de materia fecal a
remitir para muestras individuales debe ser de 40-60 gramos (lo que cabe en un palmo
de mano), dado que los huevos no se hallan distribuidos uniformemente. Deberán estar
refrigeradas (4°C) o conservadas en formol al 5% o l0%. NUNCA CONGELAR LAS
MUESTRAS. Es importante tener en cuenta que, algunas formas de protozoos mueren
o se alteran rápidamente a temperatura ambiente, y los huevos de algunos helmintos
pueden eclosionar en horas si no se refrigeran.
Conviene procesar el material fresco sin demoras, aunque puede mantenerse en
la heladera un lapso variable que dependerá de los parásitos a buscar; por ejemplo: los
trofozoítos de protozoos no más de dos días, quistes de amebas hasta 14 días, larvas de
Dictyocaulus spp. no más de una semana. Los ooquistes de coccidios y huevos de
nematodes se pueden conservar por varias semanas, aunque varía la viabilidad para
cultivos posteriores. Las larvas de trichostrongilidos una vez incubadas pueden
guardarse por meses, como así también los huevos de Fasciola hepática. Siempre se
debe evitar la exposición directa a los rayos solares.
Frecuencia y número de muestras
Aunque el tamaño de la muestra siempre es discutible, en forma práctica se
recomienda un mínimo de 10 muestras para un grupo menor a 50 animales; de 15
cuando va de 50 a 100 cabezas y un muestreo no menor de 20 cuando el lote supera los
100 animales. La experiencia indica que un número entre 20 a 25 muestras por lote da
una buena aproximación acerca de lo que ocurre, en especial cuando se trata de
muestreos periódicos. Sin embargo, si el muestreo pretende dar una información con
una probabilidad alta de considerar a todos los niveles de hpg que presenta la tropa,
tiene que respetar algunos principios estadísticos y puede calcular la muestra en base a
la probabilidad de involucrar aquellos animales que mas huevos eliminan a los potreros.
La expulsión de elementos parasitarios es irregular, especialmente en
infecciones por protozoarios, y en la distomatosis en que la eliminación de huevos
puede estar influida por la dinámica biliar. Un examen limitado a una pequeña muestra
puede resultar negativo en un animal que tenga parásitos.
El examen seriado consiste en el estudio de una muestra resultante de colectar
submuestras de materia fecal durante 3 a 5 días consecutivos. Cada día se colocan entre
5 y 10 gramos de materia fecal en un recipiente con formol al 5% o 10%.
El diagnóstico de las parasitosis en una población de aves, bovinos, ovinos, etc.,
no se limita a establecer la presencia o no de elementos parasitarios, generalmente se
cuantifica la carga parasitaria en los animales o evalúa el nivel de contaminación del

medio ambiente. La variación en el nivel de expulsión de huevos en las heces de
diferentes animales, hace necesario el muestreo de un número representativo
procesándose cada muestra individualmente
Identificación de las muestras y de los animales
Muestras. Cada muestra estará identificada con un número en el recipiente. Toda
información complementaria se anotará aparte. Se aplicarán rótulos indelebles, es
conveniente el uso de etiquetas autoadhesivas escritas con bolígrafo o lápiz, se evitará el
uso de tintas o marcadores al agua.
Las muestras colectadas en bolsas de polietileno pueden rotularse directamente, con
marcadores de tinta al solvente (indelebles o permanentes).
Animales. Debe tenerse cuidado en la elección de los animales a muestrear, debiendo
identificarse aquellos que presenten síntomas de los que no los tengan. Se debe tener en
cuenta que animales con diarrea hacia el final de la enfermedad no evidenciarán a través
de los recuentos la verdadera carga parasitaria. En los muestreos que se incluyan grupos
de animales con tratamientos diferentes, y especialmente si deben repetirse con
periodicidad, se recomienda identificar el grupo, y no repetir los números entre los
grupos, por ejemplo:
Tratamiento A: caravanas celestes numeradas del 001 al 025
Tratamiento B: caravanas rojas, del 026 al 050
Los colores de las caravanas permitirán diferenciar fácilmente los animales en el campo,
y las muestras podrán ser enviadas juntas sólo con el número y se agruparán luego los
resultados.
En pruebas a largo plazo, se extremará el cuidado en la identificación de los animales
utilizando tatuajes o marcas con calor o frío. Existen también sistemas de identificación
electrónica, aunque su uso es costoso en poblaciones numerosas.
1-ESTUDIOS CUALITATIVOS
Se denominan estudios cualitativos a aquellos que revelan solamente la presencia de
elementos parasitarios, se caracterizan por lo rápido de su ejecución y por su
sensibilidad. En algunos casos son complementados con estudios cuantitativos.
Macroscópicamente pueden observarse en la materia fecal trozos de céstodes, adultos de
nemátodes (ascaridios, estrongilidos) o larvas de gasterófilos en equinos. Este tipo de
hallazgos es muy frecuente y la búsqueda debe ser rutinaria.
El estudio microscópico directo de pequeñas muestras es sumamente útil para detectar
protozoarios que por otros medios no pueden hallarse porque sus formas vegetativas no
resisten los métodos de conservación (Giardia spp., Trichomonas spp., Ameba spp.), o
deben observarse a partir del moco o secreciones. Otros como Coccidios o
Cryptosporidium spp. pueden revelarse por observación de improntas de mucosa o de
moco presente en la materia fecal, debidamente coloreadas y a veces aún sin colorear.
El examen microscópico directo requiere claridad en el campo de observación por lo
que no debe acumularse excesivo material. Una pequeñísima porción de materia fecal
puede diluirse con una gota de agua o solución fisiológica sobre el portaobjetos, y
observarse bajo un cubreobjeto, o previamente agregar una gota de Lugol diluido. El
Lugol al teñir el citoplasma de amarillo y el núcleo pardo facilita el reconocimiento de
algunos protozoos
Para facilitar el diagnóstico es preciso en la mayoría de los casos concentrar los huevos
o quistes u ooquistes presentes en la materia fecal, para lo cual se emplean técnicas de:
flotación, sedimentación o filtración.

1.2.TECNICAS DE FLOTACIÓN
Se disuelve la materia fecal en soluciones de alta densidad, las que provocan la flotación
de los huevos, quistes y ooquistes. Los huevos de estrongilidos pueden concentrarse con
soluciones de densidad relativamente baja, mientras que otros más pesados: Ascaris
spp., Trichuris spp., o Trematodes, que en este último caso requieren soluciones más
densas. Sin embargo estas soluciones de alta densidad suelen colapsarlos. Según el
material buscado debe seleccionarse la densidad de la solución a usar u optar por las
técnicas de sedimentación o filtración.
Técnica de Teuscher
Se trata de un método sensible y práctico para la demostración de estructuras pesadas
(huevos de Fasciola hepática y larvas). Es muy útil para exámenes rutinarios de materia
fecal de rumiante, cerdo y equinos. En la actualidad parece ser el mejor método
simultáneo para el diagnóstico de huevos y larvas de nematodos, huevos de cestodos y
trematodos (Fasciola hepática), evitando con ello la ejecución de exámenes especiales
para determinadas formas parasitarias, pero no puede ser usado para propósitos
especiales como medida precisa o recuentos de huevos. La lectura debe hacerse lo más
rápido posible ya que las estructuras pueden llegar a colapsar por la alta densidad de las
soluciones.
Es una técnica especialmente utilizada para especies animales que poseen materia fecal
con muchas fibras vegetales (herbívoros) dado que por su metodología elaborada,
permite eliminar todo material indeseable, obteniendo como producto final un campo
visual claro y libre de impurezas que dificulten la lectura.
Materiales:
 Microscopio óptico
 Balanza
 Aparato de centrífuga
 Mortero y pilón
 Colador de malla fina
 Vasos de precipitado
 Tubos cónicos para centrífuga
 Cubreobjetos y portaobjetos
 Goteros
 Solución Sobresaturada de SO4Mg o Zn.
Procedimiento:
1- Pesar 2 a 5 gr. de materia fecal y colocarla en un mortero.
2- Agregar 200 cm3. de agua y macerar.
3- Mezclar bien y filtrar a través de un tamiz hacia un vaso de precipitado.
4- Lavar el tamiz con 50 cm3. de agua y lavado se pasa igualmente al vaso. Esperar que
la suspensión sedimente 20 min. Se vierte cuidadosamente el sobrenadante.
5- Pasar el sedimento a un tubo de centrífuga, lavar el vaso de p.p. con 2 a 3 cm3 de
agua y agregar este líquido al sedimento. Dejar sedimentar 5 mín., extraer el
sobrenadante con una pera de goma hasta dejar 2 ml. de sedimento en el tubo.
6- Agregar solución sobresaturada de SO4Mg o SO4Zn hasta un centímetro del tubo,
invertir el tubo 3 veces para mezclar la suspensión. Centrifugar a 2.000 rpm. durante 5
mín.
7- Luego de la centrifugación, agregar un exceso de solución mediante un gotero, a fin
de formar un menisco convexo. Colocar un cubreobjeto y esperar 20 min., luego de

cuales se saca el cubreobjeto y se coloca sobre el portaobjeto y se observa al
microscopio.
NOTA: es importante destacar que en caso de no poder procesarse en el mismo día,
pueden adelantarse algunos de los pasos de la técnica un día y proseguirse en otro
momento. Los únicos pasos de la técnica que pueden interrumpirse para proseguir mas
tarde o inclusive al otro día son la primera y la segunda sedimentación. En cualquiera de
los casos deben ser conservados en la heladera a 4ºC hasta reanudar el proceso.
1.3.TÉCNICA DE SEDIMENTACIÓN
Técnica de Dennis Stone y Swanson (DSS):
Debido a que el peso específico de algunas estructuras parasitarias, algunos métodos de
flotación suelen volverse inútiles o poco confiables. En tales situaciones se vuelve
imprescindible realizar un proceso contrario, es decir técnicas de sedimentación. Estas
técnicas especialmente aptas para la búsqueda de huevos de Fasciola hepatica y
Paramphistomum spp
Materiales:
 Solución de DSS: 5 ml de detergente común, 1 ml de alumbre de Hierro 1%, agua
destilada csp. 1 litro.
 Mortero
 Colador común
 Tamiz de malla n° 60, abertura de 250 μm
 Bomba de vacío o tubo plástico de 3 mm de diámetro
 Tubo de 100 ml, 3-4 cm de diámetro
 Placa de Petri
 Lugol concentrado: Yodo metálico 1 parte, Yoduro de Potasio 2 partes, agua
destilada 20 partes
 Azul de Metileno o Verde de Metilo 0,5%.
Procedimiento:
 Disolver 3 gr de materia fecal en 50 ml de solución de DSS.
 Filtrar por un colador, luego por el tamiz, y pasar al tubo.
 Dejar decantar 3 minutos. Según la altura del tubo dejar de 2 a 5 minutos
 Sifonar las 3/4 partes del sobrenadante, puede utilizarse una bomba de vacío adosado
a una canilla o sifonarse con el tubo de plástico de 3 mm de diámetro.
 Resuspender el sedimento en solución de DSS y repetir el proceso hasta obtener un
líquido totalmente libre de detritos.
 Volcar el sedimento en una placa de Petri.
 Agregar 2-4 gotas de Lugol (diluido) o teñir por contraste con Azul de Metileno o
Verde de Metilo al 0.5%.
 Observar en lupa con 2 a 5X.
 Los huevos de Fasciola hepática miden 70 μm a 90μm x 120μm a 145μm. Se
verán de color amarillo ocre y el material del fondo azul o verde
 (*). Los huevos de Paramphistomun spp. son algo más grandes, hasta 170μm de
longitud e incoloros por lo que para su visualización es conveniente utilizar lugol, sin
embargo en exámenes de rutina los hacen más parecidos a los de Fasciola spp.

1.4.TÉCNICA DE FILTRACIÓN
Indicada para la búsqueda huevos de trematodos como Fasciola hepática y
Paramphistomum spp.
Materiales:
 Centrífuga
 Envase de 100 ml con tapa hermética
 Solución de detergente (puede usarse DSS)
 Tamices de 250, 120, 56 μm
 Vaso cónico de 500 ml / probeta de 250 ml
 Tubos de centrífuga de 50-100 ml
 Pipetas
 Placa de Petri
 Azul de Metileno o Verde de Metilo 0,5%
Procedimiento:
 Disolver agitando, en el envase de tapa hermética, 3-5 gramos de materia fecal en 50
ml de solución de detergente.
 Filtrar por la serie de tamices en orden decreciente de aberturas, lavando con agua
corriente. Los huevos de Fasciola quedarán retenidos por el tamiz de 65 μm.
 Recoger en probeta de 250 cm3 y dejar sedimentar 3 minutos
 Sifonar el sobrenadante.
 Colectar el sedimento en un tubo de centrífuga de 50 a 100 ml. y de no más de 15 cm
de alto.
 Completar con soluciona de DSS o directamente con agua, y dejar sedimentar 2 a 3
minutos
 Sifonar el sobrenadante y repetir el paso anterior hasta que el líquido quede claro
 Colorear el sedimento con Azul de Metileno o Verde de Metilo al 0.5%.
 Observar bajo lupa .
Nota: El estudio puede interpretarse cuantitativamente si se utiliza una cantidad
conocida de materia fecal y se revisa el volumen total. Los huevos de Fasciola hepatica
se acumulan en la vesícula biliar antes de ser eliminados con la materia fecal. Ese pasaje
es lento y discontinuo y es posible que animales tratados eficazmente eliminen huevos
con las heces durante 15 a 20 días. La dilución en la materia fecal hace que la
interpretación de estudios cuantitativos sea diferente en ovinos que en bovinos.
2-ESTUDIOS CUANTITATIVOS
Las técnicas cuantitativas permiten determinar la cantidad de huevos u ooquistes que
son eliminados con la materia fecal. La sensibilidad depende de la dilución de la materia
fecal y del tamaño de las cámaras utilizadas. El resultado expresa el número de huevos
u ooquistes por gramo de heces,(HPG/OPG).
Esta técnica se utiliza tanto para bovinos como para ovinos (eventualmente para
equinos).
Técnica de Mc Master modificada
Se emplea la cámara de Mc Master modificada por Roberts y O’Sullivan, que consta de
4 celdas de 1 x 2 cm de lado y 2,5 mm de espesor. Cada celda tiene 0,5 ml y el conjunto
2 ml. La cara inferior de la tapa que cubre la cámara está dividida en franjas, cuyo

ancho es abarcado por el campo de un microscopio común cuando se enfoca con el
objetivo de 10 X.
Materiales:
 Mortero
 Envases graduados en 100 ml, uno con tapa hermética
 Colador común
 Cámara de Mc Master
 Pipeta plástica
Procedimiento para heces bovinas:
 Colocar, en un envase de tapa hermética, 3 gr de materia fecal y 57 ml de solución
sobresaturada de NaCl. Si no poseemos balanza para pesar la muestra se pueden
medir 3 cc. de materia fecal con una jeringa plástica de 5-10 cc. a la que le cortamos
el pico donde encaja la aguja junto con su base, bien al ras de la primera marca. Se
asume que 1 cc. de materia fecal pesa 1 gramo. Las cantidades de materia fecal y
solución pueden variar, siempre y cuando se conserve la relación 1:20 (materia
fecal:solución salina).
 Tapar y agitar para disolver las heces. ( la disolución de la materia fecal puede
realizarse directamente en un mortero. Se puede facilitar el procedimiento con
batidora eléctrica o mortereando manualmente.
 Colar recogiendo la suspensión en otro envase.
 Dejar reposar sólo unos segundos para que floten las burbujas mayores.
 Tomar rápidamente una muestra con pipeta.
 Cargar las cuatro celdas de la cámara.
 Esperar 5 minutos para que los huevos asciendan hasta la “tapa” de la cámara, y
queden todos en el mismo plano de foco.
 Observar al microscopio con objetivo 10 X.
CALCULAR EL HPG
Lo primero que debemos determinar para el cálculo del hpg es la cantidad de materia
fecal que disponemos en la cámara. La ecuación sería la siguiente:
60 ml de suspensión .. ...........................3 gr. de heces
2 ml. ....................................................2 x 3 / 60 = 0,1 gr de heces
El número de huevos contados en 2 ml corresponde a 0.1 gr de heces, por lo tanto en un
gramo habrá 10 veces más. El índice por el que se debe multiplicar el número de huevos
totales es 10. Utilizando el mismo procedimiento en caso que hayamos solo contado los
huevos de 2 celdillas, observaríamos que deberíamos multiplicar la cantidad de huevos
hallada por 20. En el caso de solo contar una celdilla, deberíamos multiplicar por 40.
Vale aclarar que en la medida que contemos las estructuras en mayor cantidad de
celdillas, minimizamos el grado de error de la técnica.. En el caso de contar en la cuatro
celdillas y encontrar solo un huevo, el resultado sería 10 hpg, por lo que decimos que la
sensibilidad de la técnica es a partir de 10 hpg. Animales que poseen, por ejemplo, 9
hpg o menos, tenemos una alta probabilidad de obtener resultado cero. De esto se
desprende que materias fecales sometidas a técnicas cualitativas (técnica de teuscher por
ejemplo) y resulten positivas a huevos de estrongilidos, luego pueden dar un resultado
negativo a la técnica de McMaster, por lo que interpretamos que se trata de animales

que tienen un hpg inferior a 10. Por supuesto que previamente hay que descartar errores
de técnica (soluciones mal preparadas, mal pesado de las muestras, etc.).
En la materia fecal de ovinos normalmente se encuentra mayor cantidad de huevos en
un volumen menor de heces, entonces debe usarse una dilución de 1 gr en 50 ml de
solución de NaCl. La misma relación de dilución puede aplicarse en equinos, porque los
recuentos generalmente son elevados. En el cálculo de ooquistes, suelen usarse
diluciones mayores aún.
Para el caso particular de los ovinos se puede utilizar la cámara de Mc Master de
Whitlock y Gordon, compuesta por dos celdillas de 0,15 ml cada una y una capacidad
total de 0,30 ml. Procediendo de igual manera que la anterior, 5 gr. de materia fecal se
completan hasta 75 ml de solución sobresaturada de NaCl, siendo en este caso la
relación materia fecal: solución salina de 1:15. En cada celdilla se revisan 0,01 gr. de
materia fecal, por lo que el factor de multiplicación revisando la cámara completa será
de 50.
USO E INTERPRETACIÓN DEL HPG
Muchos estudios fueron realizados con el fin de estimar la precisión del hpg, siendo los
resultados contradictorios. Mientras que algunos hallaron una buena correlación entre el
hpg y el conteo de parásitos, otros no observaron lo mismo.
Los últimos estudios realizados sobre los alcances y limitantes del hpg como valor
diagnóstico pudieron, en líneas generales afirmar, que además de su practicidad y de dar
rápidos resultados a bajo costo, el hpg es una técnica confiable para estimar
infestaciones en rodeos, fundamentalmente en animales jóvenes, siempre que se lo
asocie a otros parámetros (antecedentes epidemiológicos, manejo previo, infestación de
potreros, géneros presentes, etc.) y se tengan en cuenta sus limitantes. Diversos factores
afectan el número de huevos eliminados por heces. A continuación veremos cuáles son
los factores más importantes a tener en cuenta a la hora de interpretar los resultados del
McMaster.
1-Dilución del contenido intestinal. En condiciones normales existe una
distribución regular de los huevos de helmintos en la materia fecal, por lo que resulta
semejante el HPG del mismo animal en muestras colectadas en diferentes momentos del
día; sin embargo hay diferente concentración de huevos en animales sometidos a
restricción de alimentos o en convalecencia con pérdida de apetito. De ahí la
importancia que si hacemos un seguimiento a un grupo de animales donde tomaremos
muestras de materia fecal a determinados intervalos de tiempo, lo hagamos siempre a la
misma hora o momento del día. También es importante tener en cuenta que en la
materia fecal de los ovinos, normalmente los huevos de helmintos se distribuyen en una
menor cantidad de materia fecal que en los bovinos, por lo que hay mayor
concentración de huevos.
2-Composición específica de la carga parasitaria. No todos las especies
parásitas tienen la misma capacidad reproductiva, por lo tanto si en la carga parasitaria
que soporta un animal predominan especies poco prolíficas (ej. Ostertagia spp.), el
recuento resultará reducido aunque la carga sea elevada, y se subestimará el hpg en
infecciones producidas por una especie muy patógena. Se da a continuación una tabla
orientadora con el nivel de postura diaria estimado para diferentes especies:

huevos por día
Haemonchus spp. 5.000 - 10.000
Ostertagia spp. 200 - 300
Cooperia spp. 100 - 2.000
Trichostrongylus spp. 100 - 200
Nematodirus spp. menos de 100
Por lo tanto debemos tener en cuenta la proporción relativa de cada especie, que se logra
a través del coprocultivo e identificación de larvas infestantes. De manera que,
conociendo la postura de cada una de ellas, se podrá realizar una interpretación más
confiable del diagnóstico.
3-Respuesta Inmune, categoría y edad de los animales. Aunque se mantiene
una prolongada controversia, se puede aceptar que los conteos de hpg se correlacionan
aceptablemente con la población de parásitos adultos desde el destete hasta que los
animales alcanzan el año de vida. Superado este límite y dependiendo estrechamente de
las condiciones nutricionales y el nivel de exposición a los parásitos, el desarrollo de la
respuesta inmune comienza a afectar seriamente la oviposición alterando la capacidad
reproductiva de las hembras antes de ser expulsadas del hospedador, y de esta manera
los conteos comienzan a perder confiabilidad. En esta situación los conteos de hpg dejan
de ser una herramienta de utilidad para detectar las parasitosis subclínicas, aunque un
conteo alto está marcando inequívocamente que los parásitos están prevaleciendo por
sobre el animal, provocando serias pérdidas productivas. En animales mayores de un
año, en general, las correlaciones entre el hpg y el recuento de adultos es menor que en
jóvenes, para todas las especies. En terneros al pie de la madre es frecuente observar
conteos altos (por encima de 600 hpg), sin que necesariamente ello esté indicando
alteración en la productividad de los animales. En esta categoría de animales
inmunológicamente inmaduros, los parásitos hembra manifiestan todo su potencial de
postura, de manera que pocos parásitos puedan dar lugar a altos conteos de hpg. Las
vacas en el periparto pueden presentar algún conteo que difícilmente supera los 100
hpg, en cambio los toros con frecuencia presentan hpg importantes aunque algo
inferiores a los de las categorías de recría e invernada. La mayor susceptibilidad de esta
categoría estaría condicionada por sus hormonas sexuales.
La estimación de hpg altos, moderados o bajos se formularon a partir de regresiones
lineales de datos extraídos de rodeos bovinos y ovinos y la experiencia adquirida en la
región. Puede observarse en el caso de bovinos que cargas consideradas bajas (menos de
7000 vermes totales) oscilarían en hpg inferiores a 245 y 146; cargas moderadas (menos
de 23000 vermes totales) no superarían los 700 y 363 hpg; y las altas pasarían estas
cifras en bovinos menores al año y mayores a 18 meses de edad respectivamente.
Estas estimaciones no comprenden los animales muestreados en períodos donde el
número de formas inmaduras es elevado, como lo son la primavera-verano y el otoño-invierno,
para los bovinos y ovinos respectivamente. En estos períodos las correlaciones
entre carga y hpg son muy bajos.
4-Hipobiosis. La hipobiosis de las larvas 4 de trichostrongilidos también influye
en la estimación de la carga parasitaria en base al hpg. El conocimiento de las especies
predominantes y el patrón de hipobiosis facilita la interpretación del hpg en distintas
épocas del año.

5-Diferencias individuales. En cada población animal existen diferencias
genéticas individuales, en la susceptibilidad a los parásitos, las que se expresan en el
hpg en diferentes momentos de la vida. Su heredabilidad ha sido establecida entre el 23
y 25% en ovinos.
6-Tratamientos previos, y diferencias en el período prepatente de los
parásitos: La eliminación de huevos a partir de la reinfestación luego de un tratamiento
precisa que transcurra el período prepatente, que es diferente entre especies. La
presencia de huevos antes de ese tiempo tendrá que ver con fallas en la desparasitación,
desinhibición de larvas o resistencia a las drogas. Por otra parte, cuando se usan
productos con acción prolongada, al período de protección conferido debe agregarse el
lapso de prepatencia para volver a detectar huevos en las heces, En estos casos se
complica más aún la interpretación de infecciones por varias especies cuando el
espectro de la protección frente a la reinfección varía entre ellas. (ej. Ivermectinas frente
a Cooperia spp, Ostertagia spp, y Trichostrongylus spp.).
7-La consistencia de las heces. El grado de materia seca hace también variar los
hpg y dificulta su interpretación. Existen los siguientes factores de corrección
propuestos:
-Bovinos, normal = 1, blanda = 1,25, y diarreica = 1,75
-Ovinos, normal = 1, pastosa = 2, líquido espeso = 3, y diarreica = 4
Actualmente se considera que estos factores complican aún mas la interpretación de los
resultados y solo preferimos considerar el grado de consistencia de las heces como un
dato más a registrar sin modificar el valor del hpg obtenido.
En cuanto a la distribución y el resultado de los conteos se pueden establecer algunos
parámetros:
a) No es posible determinar algún valor por sobre el cual se deba recomendar el
tratamiento antiparasitario; o para expresarlo de otra forma, no se puede establecer un
conteo que indique fehacientemente que se está afectando la producción. No se presenta
demasiadas dudas con los conteos de hpg altos (por encima de 300-400 hpg), pero
existe una zona gris donde la interrrelación climática – nuticional – fisiológico –
inmunitaria, produce importantes variaciones de los conteos que dificultan su
interpretación.
b) Aunque, la distribución de los conteos en estos casos puede aportar información de
utilidad. Específicamente sí, sobre la totalidad de las muestras, se presentan algunos
conteos individuales altos, podría estar indicando que la parasitosis está progresando y
es manifestada por los individuos más susceptibles, o bien que algunos animales
quedaron sin desparasitar. En el último caso, cuanto más cercano está el análisis al
tratamiento mejor información se obtendrá, presentando algunos conteos altos (por
encima de los 200 hpg) entre los negativos o muy bajos (0 ó 60 hpg). Mientras que, si el
problema se ubica en la aplicación del tratamiento antihelmíntico, la mayoría de los
animales tendrán conteos y estos serán similares.
El valor predictivo del hpg como indicador de la futura contaminación de los potreros
también fue estudiado. Los análisis demuestran que los hpg realizados previamente en
animales en pastoreo, son una herramienta clave en el pronóstico de niveles futuros de
infestación de las pasturas.

Finalmente, a través de hpg se puede evaluar, no solo la eficacia, de los tratamientos
antihelmínticos realizados, sino también el cuidado llevado a cabo en esta tarea por el
personal de campo. Para evaluar la eficacia de un tratamiento o en caso de sospecha de
resistencia de los vermes a una droga dada, el hpg de un grupo de animales se evalúa
antes y después (10-14 días) de la dosificación. Si el propósito es detectar resistencia se
deben seguir los pasos recomendados a tal fin, comparando en principio lotes
dosificados con otros testigos sin dosificar con la prueba de la reducción del hpg.
También mediante esta técnica se pueden diferenciar huevos de cestodos, coccidios o
huevos de otros nematodos como Trichuris spp., Capilaria spp., Strongyloides spp., u
otros. Para estos huevos y otros mas frecuentes como Nematodirus, ooquistes de
coccidios, etc. Estos se cuentan aparte, expresándose en hpg y no se incluyen con el
resto de los huevos de los trichostrongilidos. Otra opción es simplemente informar su
presencia.
Períodos prepatentes, en días, de diferentes especies parásitos de bovinos
Haemonchus placei 18-21 días
Ostertagia ostertagi 18-23 “
Trichostrongylus axei 18-21 “
Cooperia spp. 11-14 “
Nematodirus helvetianus 21-26 “
Bunostomum phlebotomum 52-56 “
Oesophagostomum radiatum 35-41 “
Strongyloides papillosus 9 “
CULTIVO E IDENTIFICACIÓN DE LARVAS EN MATERIA FECAL
Los huevos de distintas especies de estrongilidos que parasitan rumiantes,
equinos, y porcinos, son similares. El conocimiento de la composición específica de los
huevos que integran la carga parasitaria es importante pues en infecciones mixtas, la
fecundidad y poder patógeno de los parásitos es diferente.
La técnica que se describe a continuación para materia fecal bovina
complementa los estudios cualitativos, y consiste en el acondicionamiento de los huevos
en la materia fecal para obtener las larvas 3, cuyas características morfológicas facilitan
la identificación específica.
Tecnica de Henriksen y Korsholm modificada
a
Materiales : a
 Vasos plásticos descartables de 200 ml (a)y 400(b) ml
 Gasa
 Tergopol
 Agua declorinada b
 Bandas elásticas agua
Procedimiento:
 Realizar la mezcla de materia fecal - tergopol y colocar en el vaso plástico de menor
tamaño.
 Tapar con una gasa sujetada con una bandita elástica a la boca del vaso.
 Colocar agua declorinada en el vaso de mayor volumen (b) hasta completar 2/10 de
su altura.

 Colocar el vaso(a) dentro del vaso (b) de tal manera que quede el fondo del vaso (a)
hacia arriba y la boca del mismo no esté en contacto con el agua del vaso (b).
 Perforar el fondo del vaso (a) con una aguja para permitir la aireación del cultivo.
 Incubar en estufa a 22-25°C por 2 semanas
 Pasar el contenido del vaso (a) al (b), completar con agua Tapar con una placa de
Petri invertir el vaso. Agregar agua a la placa de Petri y dejar de un día para el otro.
(puede realizare la técnica de Baermann para recuperación de larvas.)
 Recoger el líquido de la placa de Petri con una pipeta, dejar sedimentar en heladera
o centrifugar.
 Recoger del fondo con pipeta una gota del sedimento y colorear con lugol
IDENDIFICACION DE LARVAS DE STRONGYLIDOS DE BOVINOS
Para su identificación las larvas de tercer estadio (infectantes) de nematodes
gastrointestinales se clasifican según su tamaño, y características morfológicas. Las
claves prácticas de mayor uso consideran la que la presencia o ausencia de la vaina de la
segunda muda, su forma y tamaño, el largo total del parásito, cantidad de células
intestinales y aspecto de la cavidad oral o del esófago
La medida de la cola de la vaina que se menciona en la claves de identificación para
cada caso está tomada desde la cicatriz del ano de la larva 2 hasta el extremo de la cola
de la vaina.
RECUPERACIÓN DE LARVAS 1 DE Dictyocaulus spp
Técnica de Baermann
Los huevos larvados de Dictyocaulus eclosionan rápidamente durante su pasaje a través
de la tráquea y tracto gastrointestinal. Son las larvas las que salen junto con las heces
del animal y es posible hallarlas en la materia fecal fresca.
La técnica se fundamenta en el hidrotropismo y termotropismo positivo de las mismas.
Materiales:
 Embudo de vidrio de 15 cm de diámetro con un tubo de látex en su pico
 Malla de alambre tejido de 15 cm de diámetro
 Gasa
 Pinza de Mohr
 Agua declorinada
 Tubo de centrífuga de 50 ml
 Pipeta
 Cámara de McMaster abierta para recuento de larvas
 Solución de Azul de Metileno al 0,2%
Procedimiento:
 Armar el dispositivo de Baermann según figura.
 Llenar el embudo con agua.
 Colocar en contacto con el agua la malla de alambre tejido y sobre él, la gasa con la
materia fecal extendida. Si se colocan 10 gramos, el resultado podrá expresarse en
larvas por gramo de heces o LPG.
 Mantener a temperatura ambiente.
 Esperar 24 hs. para que se produzca la migración y descenso de las larvas.
 Recoger en un tubo de centrífuga, 50 ml de sedimento.
 Centrifugar 5 minutos a 2500 rpm.

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