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1. Cribado de fitoquímicos, capacidad
antioxidante y caracterización quimiométrica
de cuatro flores comestibles de Brasil
Miguel Angel Quispe Solano

2. https://doi.org/10.1016/j.foodres.2019.108899

3. Índice
➢Resumen
➢Introducción
➢Experimental
➢Resultados y Discusión
➢Conclusiones
➢Referencias

4. Resumen
Amaranthus hypochondriacus Tropaeolum majus (rojo)
Tropaeolum majus (naranja)
Spilanthes oleracea L UHPLC-QDa-MS
(Identificación y Cuantificación)
➢ Se investigo la presencia de
compuestos bioactivos y
actividad antioxidante
➢ Se realizaron ensayos ORAC
y FRAP.

5. INTRODUCCIÓN
Prevención de Enfermedades
Cardiovasculares y Cáncer
PLANTAS HORTICOLAS
Son un grupo muy diverso e incluyen
numerosos cultivares, genotipos y
accesiones. Los frutos, semillas, hojas,
flores e incluso raíces y ramas se han
utilizado para cubrir necesidades
personales y sociales como la
alimentación, la medicina. (Alibabic et
al., 2018).
Presencia compuesto
bioactivos y propiedades
antiinflamatorias
Se utilizan en salsas, jaleas,
jarabes, licores, vinagres , miel,
aceites, flores cristalizadas, cubitos
de hielo, ensaladas, tés, otras
bebidas y postres (Koike et al.,
2015a , Koike et al., 2015b ).
Varios estudios relacionados
con flores comestibles
revelaron sus posibles
efectos en la salud.
Se utiliza con fines
anestésicos, especialmente
para tratar el dolor de
muelas

6. MATERIALES Y MÉTODOS
2.2. Compuestos Bioactivos
2.2.1. Muestras
• Las muestras de flores comestibles
se obtuvieron de Ervas Finas
Horticulture, São Paulo, Brasil.
FLORES
Amaranto morado ( Amaranthus hypochondriacus)
Capuzina roja (Tropaeolum majus)
Capuzina naranja ( Tropaeolum majus )
Jambu ( Spilanthes oleracea L.)
Se congelaron a -18 °C
durante 48 h
Se secaron a -58,8
°C, presión de 6,11
mbar, vacío de 0,42
mbar durante 48 h.
Las muestras se
trituraron con un
mortero y se
almacenaron a 4 ° C
hasta su análisis.
Liofilizador (Christ Alpha 1–2 LD Plus)
Congelador
Se cultivaron en un
invernadero

7. 2.2.2. Extracción
La extracción para el análisis
de compuestos fenólicos y flavonoides se
realizó según el método reportado
por Andrade, Denadai, de Oliveira, Nunes
y Narain (2017)
La mezcla se transfirió a ultrasonido (modelo
Unique USC-1400A) a una frecuencia de 40
KHz y se dejó a temperatura ambiente (25 ±
2 ° C) durante 60 min.
Se mezclaron 0,5 g de cada flor
liofilizada con 20 mL de etanol al
12%.
El método utilizado para la
extracción de taninos fue
recomendado por Rhazi et
al. (2015) .
❖ Se mezcló una alícuota de
0,5 g de cada muestra con
20 mL de metanol al 80%
❖ Se agitó a 200 rpm, 25 ° C,
durante 10 min. La mezcla
se recogió, se filtró y se
mantuvo en un evaporador
rotatorio a 40 °C para la
evaporación del metanol.
La extracción de carotenoides, se
disolvió 1 g de cada muestra en 2 mL de
acetona. Luego, la mezcla se transfirió a
un sonicador de ultrasonido a una
frecuencia de 40 KHz, 25 ° C, durante 30
minutos (Gomes, França, Denadai,
Andrade y da Oliveira, 2018 ).
La extracción de ácidos orgánicos
se realizó según el método propuesto
por Lee (1993) con modificaciones. Las
muestras (0,5 g) se diluyeron en 10 mL
de fosfato de sodio monobásico (0,01
M) acidificado con ácido fosfórico y
acetonitrilo (99: 1).
Los extractos se centrifugaron durante
15 min a 12.000 rpm, a una temperatura
de 22 ° C y se filtraron a través de un
filtro de 0,45 μm.
Todos los extractos se almacenaron en
una botella ámbar y se mantuvieron en
un congelador (-18 ° C).
-
-

8. 2.2.3. Determinación de
taninos condensados
​​Se determinó según la metodología descrita
por Rhazi et al. (2015)
2.2.4. Determinación de
taninos hidrolizables
Se añadió una alícuota de 0,5 ml del
extracto acuoso a 3 ml de una solución de
vainillina-metanol al 4% y 1,5 ml de HCl.
➢ Los resultados se expresaron en miligramos de
quercetina (QE) equivalente por gramos de
muestra.
➢ El contenido total de taninos condensados ​​se
determinó mediante una curva de catequina
preparada a partir de concentraciones que varían
de 0 a 0,3 mg / mL.
La absorbancia se
leyó a 500 nm
El contenido total de taninos hidrolizables se determinó
mediante la prueba de yodato de potasio descrita
por Rhazi et al. (2015)
Un mililitro de extracto acuoso se homogeneizó con 5 ml de
solución acuosa 2,5% de Klo3 previamente calentado durante 7
min a 30 ° C. La mezcla se mantuvo en un baño de agua a 30 ° C
durante 2 min.
La absorbancia se
leyó a 500 nm
➢ Se construyó una curva de calibración utilizando una
solución de ácido tánico de 0 a 7 mg / mL. Los resultados
se expresaron como miligramos de equivalente de ácido
tánico (TAE) por gramo (mg TAE / g).

9. 2.2.5 . Identificación y cuantificación de compuestos fenólicos y
flavonoides por UHPLC-QDa-MS
➢ La fase móvil consistió en: solución A (agua desionizada con
ácido fórmico al 0,1%) y solución B (acetonitrilo con ácido
fórmico al 0,1%) a un caudal de 0,35 mL / min, a una
temperatura de 40 ° C y un volumen de inyección de 5 μL.
➢ Se realizó en modo gradiente, de acuerdo con los siguientes
eventos: 0-15 min, 100% A; 15-25 min, 75% A; 25–35 min, 60%
A; 35-45 min, 50% A; 45-55, 30% A; 55 a 60 min, 0% A.
La separación cromatográfica se realizó de
acuerdo con la metodología reportada
por Barros, Andrade, Denadai, Nunes y
Narain (2017)
En una columna Ascentis Phenyl (15 cm × 4.6
mm, 5 μm; Supelco analitical).
➢ La cuantificación se realizó para cada uno de los estándares de
flavonoides y ácido fenólico, el rango de concentración de la
curva se varió de 0,02 a 1 mg / ml. Los límites de detección (LOD)
se calcularon teniendo en cuenta una relación señal/ruido (S/N)
de> 3.
➢ Los parámetros de UHPLC-MS, el tiempo de retención y los
límites de linealidad para compuestos polifenólicos se presentan
en la Tabla 1.

11. 2.2.7 . Identificación y cuantificación de ácidos
orgánicos por HPLC-DAD
2.2.6 . Identificación y cuantificación de
carotenoides por UFLC-DAD
Se realizó según el método propuesto por Gomes
et al. (2018)
UFLC-DAD (Shimadzu) HPLC-DAD
Se analizaron usando un Cromatógrafo de
Líquidos Ultrarrápido marca Shimadzu, la
separación de los analitos se realizo en una
columna Phenomenex Kinetex C18 (250 cm x 4.6
mm, 5 µm). Como fase móvil se utilizo
metanol/acetato de etilo/acetonitrilo (50:40:10)
respectivamente. La elución fue de modo
isocrático, con un flujo de 1mL/min a 30°C por un
tiempo de 20 min y el volumen de inyección fue
de 10 µl.
Se realizó según el método propuesto por Lee (1993)
Los compuestos se analizaron usando un Cromatógrafo
de Líquidos de alto Rendimiento (Shimadzu), en el cual
separación de sus analitos se realizo a través de una
columna Shimadzu VP-ODS C18 (250 cm x 4,6mm, 5 µm).
Para lo que se uso como fase móvil fosfato de sodio
monobásico (0,01 M) acidificado con ácido fosfórico y
acetonitrilo (99:1).
La elución fue de modo isocrático, con un flujo de
1mL/min a 40°C por un tiempo de 30 min y el volumen de
inyección fue de 5 µl.

12. 2.2.8. Capacidad Antioxidante:
2.2.8.1. Ensayo de DPPH
La solución madre se preparó mezclando 2,4 mg de
radical DPPH con 100 ml de metanol. La absorbancia
de la solución se ajustó a 0,7 ± 0,02 en 515 nm usando
un espectrofotómetro UV-Vis.
Se colocaron 3,9 mL de radical DPPH en un tubo de
ensayo y se añadieron 100 µL del extracto
antioxidante (se utilizó metanol como blanco). La
disminución de la absorbancia a 515 nm se midió a los
30 min. La curva de calibración se preparó utilizando
soluciones de 0 a 60 μmol de Trolox. La capacidad
antioxidante se expresó como µmol TE / g.
La solución se preparó mezclando 25 mL del tampón de
acetato, 2.5 mL de la solución de TPTZ y 2.5 mL de FeCl 3 ·
6H 2O y luego se incuban en un baño de agua a 37 ° C
antes de su uso. Cada extracto (150 μL) se dejó reaccionar
con la solución de FRAP (2850 μL) y la mezcla se incubó
en una habitación oscura durante 30 min. La absorbancia
se midió en un espectrofotómetro a 593 nm. Se
prepararon dos curvas de calibración utilizando
soluciones de 20 a 800 μmol de Trolox (FRAP TE) y
FeSO 4 (FRAP FS). Los resultados se expresaron en μmol
TE / gy μmol FeSO 4 / g.
2.2.8.2. Ensayo FRAP
2.2.8.3. Ensayo ORAC
Cada extracto (0,75 mL) se agitó con una solución de trabajo de fluoresceína
(1,25 mL, compuesta por 25 μL de fluoresceína y 50 mL de tampón fosfato). La
solución se calentó a 37 ° C durante 15 min. Finalmente, se añadió la solución de
AAPH (0,75 mL) y se midió la absorbancia utilizando un espectrofotómetro en
condiciones de fluorescencia: excitación a 485 nm y emisión a 520 nm. La curva
de calibración se preparó utilizando soluciones de 0 a 50 μmol de Trolox. Los
resultados se expresaron como μmol TE / g.
Thaipong et al. (2006)
Thaipong et al. (2006)
Thaipong et al. (2006)

13. 2.3 . Análisis Estadístico
El análisis estadístico se realizó mediante análisis de varianza
(ANOVA), utilizando el software SAS (SAS Institute, Cary, NC)
Las diferencias significativas entre los valores medios se
determinaron mediante la prueba de Tukey al 95% del nivel de
confianza (p ≤ 0.05).
Los resultados del análisis de la actividad antioxidante,
polifenoles y compuestos bioactivos totales en cada una de las
muestras investigadas se sometió a evaluación quimiométrica
utilizando el software XLSTAT (Addinsoft Inc., París, FR, 2016).
El análisis de componentes principales (PCA) se basó en la
correlación de Pearson (p ≤ 0.05) del método de conjunto de
datos y se utilizó para evaluar las diferencias entre las
muestras. Todos los datos utilizados para evaluar las pruebas
paramétricas presentaron distribución normal y varianzas
homogéneas.
Software SAS
Software XLSTAT

14. 3 . Resultados y Discusión
3.1 . Taninos condensados ​​e hidrolizables
Figura 1. Contenido total de taninos en
extractos de flores comestibles.
Taninos Condensados ​​e Hidrolizables
Capuzina roja
(Tropaeolum majus)
(22,01 ± 0,25 mg CA / gy
66,11 ± 0,50 mg TAE / g)
Jambu
( Spilanthes oleracea L.)
(12,51 ± 0,58 mg TAE /gramo)
Taninos únicamente hidrolizables
Amaranto morado
( Amaranthus hypocho
ndriacus) (20,83 ± 0,56 contra 12,51
± 0,18 mg TAE / g).
Jambu
( Spilanthes oleracea L.)
Para todas las muestras analizadas, los taninos
hidrolizados presentaron un contenido superior al
compararse con los taninos condensados.

15. 3.2. Identificación y cuantificación
de compuestos fenólicos
Se identificaron 18 compuestos en las
muestras mediante el sistema UHPLC-
QDa-MS, pero solo nueve estaban por
encima de los límites de cuantificación.
En cuanto al perfil de compuestos fenólicos cuantificados en flores
comestibles, se observó que la capuzina naranja y roja
presentaban cuatro clases diferenciadas de compuestos fenólicos
(ácidos hidroxicinámicos, flavonoles y flavan-3-oles), mientras que
el amaranto morado presentaba compuestos a la clases de ácidos
hidroxicinámicos, flavonoles, flavan-3-oles y jambu a ácidos
hidroxicinámicos, flavonoles y flavanonas.
El amaranto púrpura era la única flor que
contenía el compuesto de catequina, mientras
que el jambu era el único que poseía
naringenina.
Todas las flores contenían los compuestos p -
ácido cumarico, ácido ferúlico y kaempferol.
La rutina y el ácido clorogénico fueron los principales compuestos
detectados en las dos variedades de capuzina. De manera similar,
los compuestos acacetina, apigenina, biocanina A, crisina,
daidzeína, galato de etilo, ácido gálico, naringenina y ácido
protocatequínico se detectaron en ambas muestras, pero solo a
niveles traza.
El amaranto morado presentó mayores valores de ácido p -
cumarico y rutina. Se detectaron los compuestos acacetina,
apigenina, biocanina A, crisina, daidzeína, galato de etilo, ácido
gálico y ácido protocatequínico, pero por debajo del límite de
cuantificación. El jambu contenía compuestos principales como
ácido ferúlico y ácido p -cumarico, y los compuestos acacetina,
apigenina, biocanina A, daidzeína, luteolina, ácido
protocatequínico y rutina a niveles traza

16. Tabla 2. Cuantificación de carotenoides y compuestos fenólicos en
extractos de flores comestibles según clases químicas
ND - no detectado; TR - rastros.
Resultados expresados ​​como media ±
desviación estándar (n = 3).
Los valores medios de los extractos de
flores comestibles seguidos de diferentes
letras minúsculas en superíndice fueron
significativamente diferentes (p ≤ 0.05).

17. 3.3. Identificación y cuantificación
de carotenoides
En relación al contenido de carotenoides, solo se
detectó β-caroteno en la capuzina roja y la capuzina
naranja. Las otras flores no mostraron la presencia
de este compuesto
3.4 . Identificación y cuantificación de
ácidos orgánicos
Los resultados mostraron que el amaranto morado
es la flor con mayor diversidad de ácidos orgánicos y
presentó los niveles de ácido quínico que no
presentaron diferencias estadísticamente
significativas (p ≤ 0.05) con la capuzina roja.
Solo el amaranto morado presentó el compuesto de
ácido tartárico ( Tabla 3 ).
Tabla 3 Cuantificación de ácidos orgánicos en
extractos de flores comestibles
ND - no detectado. Resultados expresados como
media ± desviación estándar (n=3). Los valores
medios de los extractos de flores comestibles
seguidos de diferentes letras minúsculas en
superíndice fueron significativamente diferentes (p ≤
0,05)

18. 3.5. Capacidad antioxidante
Se realizó la capacidad antioxidante utilizando la capacidad de absorbancia de radicales de oxígeno (ORAC), así
como ensayos FRAP y DPPH . La capuzina (roja) exhibió la mayor capacidad de absorbancia de radicales de
oxígeno (ensayo ORAC) y fue seguida por la capuzina (naranja) y el amaranto morado; mientras que jambu tuvo el
valor de ORAC más bajo ( Tabla 4).
Tabla 4. Capacidad antioxidante de los extractos de
flores comestibles
Resultados expresados ​​como media ± desviación estándar (n = 3).
TE - Equivalente a Trolox.
➢ La mayor capacidad reductora (FRAP) fue exhibida
por el extracto de capuzina (rojo), seguido por el
amaranto morado.
➢ Los extractos de capuzina (naranja) y jambu
presentaron los valores más bajos de FRAP que no
presentaron diferencias estadísticamente
significativas (p ≤ 0.05).
➢ El extracto de amaranto morado exhibió la mayor
captación de radicales libres (ensayo DPPH),
seguido por la capuzina naranja y el jambu, que
presentaron una tendencia similar. Capuzin rojo
demostró el nivel más bajo de DPPH.

19. Los datos en relación al análisis de polifenoles totales, compuestos bioactivos y capacidad antioxidante, indicó que
existe una correlación entre su nivel de ocurrencia y el perfil de las muestras.
TABLA 5 presenta los datos del coeficiente de correlación de Pearson entre polifenoles totales, compuestos bioactivos
y la actividad antioxidante de los extractos de flores comestibles. Tres compuestos bioactivos (ácido cafeico, rutina y
kaempferol) presentaron correlación positiva (p ≤ 0.05) con la actividad antioxidante, siendo la más alta para la rutina
(r = 0.9291, 0.8828, 0.8728 para ensayos ORAC, FRAP TE, FRAP FS, respectivamente). Estos resultados sugieren que la
rutina es uno de los principales contribuyentes con correlación positiva con la actividad antioxidante en flores, ya que
un aumento en la concentración de este compuesto incrementa la actividad antioxidante.
TABLA 5 . Matriz de correlación de Pearson para compuestos bioactivos , polifenoles totales y capacidad
antioxidante de extractos de flores comestibles.
Los valores en negrita presentaron correlación significativa ap ≤ 0.05.

20. 3.6 . Evaluación quimiométrica de las muestras
Estos resultados indican su variabilidad con
respecto a los compuestos bioactivos y la
actividad antioxidante. Las gráficas de puntajes y
cargas obtenidas (Fig.2 A y B) mostraron que los
componentes principales F1 y F2 fueron capaces
de explicar el 90,9% de la variación total de los
datos, de los cuales el componente F1 explicó el
63,16% y el componente F2, 27,74%.
Figura 2 . Análisis quimiométrico: (A) gráfico de puntuación de PCA y (B)
gráfico de carga de PCA generado con el conjunto de datos de
los compuestos bioactivos totales , polifenoles y actividad antioxidante.
➢ En la Fig. 2 A, el gráfico de puntuaciones muestra la distribución
de las cuatro especies diferentes de flores comestibles estudiadas
en los dos componentes principales.
➢ Mientras que en la Fig. 2 B, la gráfica de cargas muestra la
distribución de las variables estudiadas en los dos componentes
principales. Los polifenoles totales (PC y FC), actividades
antioxidantes (FRAP FS, FRAP TE, ORAC y DPPH) y algunos
compuestos bioactivos (p-ácido cumarico, catequina,
epicatequina, kaempferol, ácido cafeico, rutina, β-caroteno y
ácido clorogénico)

21. 4 . CONCLUSIÓN
➢ Este estudio analizó el perfil completo de ácidos fenólicos , flavonas, flavonoles, flavan-3-oles, isoflavonas,
ácidos orgánicos y carotenoides de cuatro flores comestibles. Los ácidos fenólicos como el ácido p -
cumárico y el ácido ferúlico se detectaron ampliamente en las muestras de flores que se están investigando
por primera vez.
➢ Se observó que el kaempferol, la rutina, la catequina y la epicatequina eran los flavonoides predominantes
en las flores comestibles.
➢ Los carotenoides se detectaron solo en las muestras de capuzina. Había más contenido fenólico y
carotenoide en la capuzina roja. El amaranto morado presentó el mayor contenido de ácidos orgánicos.
➢ La caracterización quimiométrica y su correlación se han realizado por primera vez para evaluar las
similitudes entre los compuestos fenólicos identificados. y capacidad antioxidante de muestras de flores
comestibles.
➢ Por lo tanto, estas flores deben servir como posibles recursos ricos en antioxidantes naturales para su uso
como ingredientes alimentarios funcionales o productos farmacéuticos para el control de enfermedades
causadas por el estrés oxidativo.

22. Referencias bibliográfica
Valsalam, Saritha; Paul, Agastian; Arasu, Mariadhas Valan; Al-Dhabi,
Naif Abdullah; Ghilan, Abdul-Kareem Mohammed; Kaviyarasu, K.;
Ravindran, Balasubramani; Chang, Soon Woong; Arokiyaraj, S. (2018).
Rapid biosynthesis and characterization of silver nanoparticles from the
leaf extract of Tropaeolum majus L. and its enhanced in-vitro
antibacterial, antifungal, antioxidant and anticancer properties. Journal
of Photochemistry and Photobiology B: Biology, (),
S1011134418313277–. doi:10.1016/j.jphotobiol.2018.12.010