Atlas de ciliados y otros

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Atlas de ciliados y otros
microorganismos frecuentes en
sistemas de tratamiento aerobio de
aguas residuales / V.M...
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Victor M Luna-Pabello
Universidad Nacional Autónoma de México
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Atlas de Ciliados y otros Microorganismos frecuentes
en Sistemas de Tratamiento aerobio de Aguas Residuales

Atlas de Ciliados y otros Microorganismos frecuentes
en Sistemas de Tratamiento aerobio de Aguas Residuales
Dr. Víctor Manuel Luna Pabello
Departamento de Biología
Laboratorio de Microbiología Experimental
México 2006

Primera edición: 2006
D.R. © 2006. UNIVERSIDAD NACIONAL AUTÓNOMA DE MÉXICO
Ciudad Universitaria, 04510, México, D.F
Facultad de Química, UNAM
Prohibida la reproducción parcial o total por cualquier medio sin
autorizacón escrita del titular de los derechos patrimoniales.
ISBN: 970-32-3399-6
Impreso y hecho en México.

Esta obra fue realizada por el Laboratorio de Microbiología Experimental
del Departamento de Biología de la Facultad de Química de la Universidad
Nacional Autónoma de México. El material escrito estuvo a cargo del Dr.
Víctor Manuel Luna Pabello. La edición e impresión de 500 ejemplares
se hizo con fondos del Proyecto DGAPA-PAPIME Desarrollo, montaje y
validación de prácticas de laboratorio paralaenseñanzadelamicrobiología
ambiental. Proyecto, clave EN213104, PAIP 6190-14 (FQ-VMLP-2005) y
con el apoyo de la Coordinación de Comunicación e Información de la
misma Facultad y el Diseño de Portada e interiores a la Lic. Leticia González
G. y Adrian R. Arroyo Berrocal de la Sección de Publicaciones .

Prólogo
La elaboración del presente Atlas de ciliados y otros microorganismos frecuentes en sistemas
de tratamiento de agua residuales, tiene como objetivo contribuir en la conformación de
material didáctico útil para la enseñanza de la asignaturas Microbiología Ambiental I y II que
se impartirán, de manera optativa, en el marco del nuevo programa de estudios de la carrera
de Químico Farmacéutico Biológico. No obstante, también será de utilidad para aquellos
alumnos que cursen la asignatura de Microbiología General II del plan de estudios actual.
Asimismo, se considera que será un elemento de apoyo para la impartición de asignaturas
similares que se ofrezcan en otras instituciones de educación superior y, en general, para
aquellas personas interesadas en introducirse en este tema, como es el caso de operadores,
supervisores y diseñadores de plantas de tratamiento de aguas residuales.
Este documento contiene información general sobre los principales microorganismos que
proliferan en sistemas de tratamiento aerobio de aguas residuales (STAAR). Si bien, el documento
presta mayor énfasis en el Phyllum Ciliophora, microorganismos comúnmente conocidos como
ciliados, también incluye información sobre otros microorganismos que se encuentran, de manera
frecuente, en las muestras de aguas residuales procedentes de STAAR. Es importante señalar que
las imágenes y esquemas que se presentan, están acompañados de una descripción morfológica,
así como de información relacionada con su hábitat y tipo de alimentación. Asimismo, se incluye
un capítulo relacionado con la toma y procesamiento de muestras que permitirán determinar, tanto
las especies de ciliados prevalecientes, como su abundancia relativa. Finalmente, se incorporó un
listado de bibliografía especializada y un glosario que contiene los principales términos de interés
para el tema abordado.
En la elaboración del presente documento se contó con el apoyo de las siguientes personas:
M en C. Lourdes Patricia Castro Ortiz, Biól. Adriana Mayanin Montes Nava, QFB Claudia
Antares Silva Reyes, Dra. Claudia Anaya Huerta, M en C Rosa María Picaso Hernández, Biól.
Andrés Rosas Molina y Biol. Jorge A. Ortíz Mendieta.Se agradece la cuidadosa revisión realizada
por parte de la profesora Rosa María Ramírez Gama y del Comité Académico Editorial de la
Facultad de Química de la UNAM
El autor
Dr. Víctor Manuel Luna Pabello

Índice
Lista de Figuras.............................................................................................................13
1. INTRODUCCIÓN.........................................................................................................17
2. ASPECTOS GENERALES SOBRE MICROORGANISMOS Y SISTEMAS
DE TRATAMIENTO DE AGUAS RESIDUALES..............................................................19
2.1 Microorganismos de interés.............................................................................19
2.2 Sistemas de tratamiento de aguas residuales....................................................21
2.3 Importancia de los microorganismos en STAAR...............................................23
3. GENERALIDADES SOBRE PROTOZOOS......................................................................27
3.1 Aspectos Ecológicos........................................................................................29
3.2 El sistema saprobio.........................................................................................33
3.3 Aspectos taxonómicos.....................................................................................36
3.4 Características de los ciliados..........................................................................37
3.5 Características útiles en la clasificación de los ciliados....................................40
4. PROCEDIMIENTOS GENERALES.................................................................................. 41
4.1 Procedimiento general para la conformación del atlas..................................... 41
4.2 Procedimiento general para el análisis de muestras......................................... 43
4.3 Procedimiento general para la ubicación taxonómica de ciliados.................... 43
4.4 Procedimiento general para la cuenta de microorganismos............................. 44
5. CILIADOS REPRESENTATIVOS EN SISTEMAS DE TRATAMIENTO................................ 47
5.1 Clase Polyhymenophora.................................................................................. 47
5.2 Clase Oligohymenophorea.............................................................................. 56
5.3 Clase Litostomatea........................................................................................... 67.
5.4 Clase Phyllopharyngia..................................................................................... 70

6. OTROS MICROORGANISMOS PRESENTES EN LOS SISTEMAS
DE TRATAMIENTO....................................................................................................... 73
6.1 Microorganismos filamentosos............................................................................... 76
6.2 Flagelados............................................................................................................. 78
6.3 Amebas................................................................................................................. 81
6.4 Micrometazoos...................................................................................................... 88
7. BIBLIOGRAFÍA...............................................................................................................95
ANEXOS......................................................................................................................103
A.1 Técnicas para la determinación de protozoos ciliados en aguas residuales............103
A.2 Preparaciones permanentes...................................................................................104
A.3 Técnica de adhesión..............................................................................................107
GLOSARIO..................................................................................................................109

13
Lista de Figuras
Figura 1. Árbol filogenético universal. Construido a partir de la
comparación de las secuenciación de RNA ribosómico 16S y 18S. En
el cual se aprecian los tres dominios de los seres vivos (Tomado de
Madigan, et al., 2001).......................................................................19
Figura 2. Presencia de microorganismos en función del tiempo de
residencia hidráulico y la carga orgánica presente. Se observan las
diferentes zonas que se pueden encontrar (Tomado de Patterson y Hedley,
1992)................................................................................................24
Figura 3. Esquema del sistema saprobio (Tomado de Luna–Pabello, et
al., 1994). ........................................................................................35
Figura 4. Estructura típica de un ciliado ejemplificada por medio de un
ejemplar de Paramecium sp. (Tomado de Sidney, et al., 1987). ........38
Figura 5. Diagrama de flujo seguida para la identificación de especies
de ciliados........................................................................................42
Figura 6. Blespharisma americanum v. dawsoni (Christie y Hirsfield,
1967). Tamaño: 80-130 m x 40-50 m (contraste de fases).............49
Figura 7. Aspidisca cicada (Mueller, 1786). Tamaño: 24.5 a 40 m X 16
a 32 m (contraste de fases)..............................................................50
Figura 8. Aspidisca lynceus. Tamaño: 29-56 m x 20-43 m (contraste
de fases)............................................................................................51
Figura 9. Spirostomum minus. Tamaño: 450 X 50 m (contraste de
fases).....................................................................................................52
Figura 10. Spirostomum teres. Tamaño: 312-414.2 m x 32.4-48 m,
20X (contraste de fases).....................................................................53
Figura 11. Euplotes affinis. Tamaño: 55 m X 28 m (contraste de
fases) ................................................................................................54

14
Figura 12. Oxytricha phalax. Tamaño: 89 m X 38 m, 400 X (contraste
de fases)............................................................................................55
Figura 13. Dexiotricha plagia (Stokes, 1885). Tamaño: 50 a 70 m x 25
a 30 m (contraste de fases)..............................................................57
Figura 14. A) Cyclidium glaucoma (Mueller, 1773). Tamaño: 20-30 m.
B) Cyclidium (17.8 m X 11.1 m) en el que se observa el cilio caudal
=15.5 m 40 X (contraste de fases)..................................................58
Figura 15. A) Paramecium aurelia (Ehrenberg, 1831). Tamaño: 80-170
m B) Paramecium aurelia (84 m X 40 m) (contraste de fases).....59
Figura 16. Zoothamnium procerius. Tamaño: 33.3 X 55.5 m (contraste
de fases)............................................................................................60
Figura 17. Vorticella aquadulcis. Tamaño: 33.3 m X 24.4 m) (contraste
de fases)............................................................................................61
Figura 18. Vorticella sp. Tamaño: 42.8 m X 33.3 m (contaste de
fases).................................................................................................62
Figura 19. Vorticella convallaria (Linnaeus, 1758). Tamaño: cuerpo 71
X 49 m; pedicelo 120 m (contraste de fases).................................63
Figura 20. Vorticella campanula (Ehrenberg, 1831). Tamaño: cuerpo
50 - 160 m X 35 - 100 m; pedúnculo 205 - 3500 m (contrate de
fases).............................................................................................64
Figura 21. Epistylis plicatilis. (Ehrenberg, 1830). Tamaño: zooide 70-160
m X 30-45 m; ramas 90-100 m (contraste de fases).....................65
Figura 22. Opercularia coartata. Tamaño: zooide 60-75 m x 20-25 m;
ramas 60-100 m (contraste de fases)...............................................66
Figura 23. Litonotus lamella (Ehrenberg, 1838). Tamaño: 80-110 m x
12-20 m (contraste de fases)............................................................68
Figura 24. Tamaño: 50 m X 11.1 m (contraste de fases)................69

15
Figura 25. A) Chilodenella uncinata (Ehrenbreg, 1838) Strand, 1938.
Tamaño: 50-90 m (contraste de fases).............................................71
Figura 26. Podophrya fixa. Tamaño: 20-38 m (contraste de fases)...72
Figura 27. Árbol filogenético detallado de los principales linajes de
bacterias basado en la secuencia de RNA (Tomado de Madigan et al.,
2004)................................................................................................74
Figura 28. A) Apariencia general de grumo microbiano observado a
un aumento de 40 X. B) Flóculo bacteriano libre de filamentos, 40 X
(contraste de fases)............................................................................75
Figura 29. Bacterias en forma de espirilos y cocos, 40X (contraste
de fases)...........................................................................................75
Figura 30. Flóculo con bacterias filamentosas, 40X (contraste de
fases).................................................................................................76
Figura 31. A) Bacterias filamentosas (móvil, >820 m X 2.2 m) 40X.
B) Beggiatoa sp. Bacteria filamentosa móvil con gránulos brillantes, de
3.15 m de ancho (contraste de fases)..............................................77
Figura 32. Beggiatoa sp. y Thiothrix sp. Flóculo de 613.6 m X 519.2
m (campo oscuro)...........................................................................77
Figura 33. Peranema sp. Tamaño: 50 m X 15.5 m, 40 X (contraste de
fases).................................................................................................78
Figura 34. Euglena sp. Tamaño: 56.7 m X 16 m, 40 X (contraste de
fases).................................................................................................79
Figura 35. Petalomonas sp. Tamaño: 44.4 m X 27.7 m, 40 X (contraste
de fases)............................................................................................80
Figura 36. A) Hartmanella sp. Tamaño: 22.2 m X 6.6 m, 40 X. B)
Amoeba sp. Tamaño: 66.6 m X 44.4m con un Cyclidium sp. y una
ameba pequeña al lado (contraste de fases).......................................82
Figura 37. Amoeba radiosa. Tamaño: 11 m de diámetro, 40 X (contraste
de fases)............................................................................................83

16
Figura 38. A) Amoeba sp. Tamaño: 144 m X 33 m, 40 X (contraste
de fases), B) Amoeba sp. Tamaño: 25 m X 16 m, 40X (contraste de
fases).................................................................................................84
Figura 39. Arcella sp. Tamaño: 16.6 m X 4.4 m, 40X (contraste de
fases).................................................................................................85
Figura 40. Mayorella sp. Tamaño: 111m X 55.5 m, 40X (contraste de
fases).................................................................................................86
Figura 41. Mastigamoebae. Tamaño: 44.4 m X 28.8 m, 40 X (contraste
de fases)............................................................................................87
Figura 42. Árbol filogenético de el reino animal mostrando las líneas de
protostomados y deuterostomados en las características embrionarias
(Tomado de Barnes, 1980)............................................................... 88
Figura 43. Chaetonotus sp. Tamaño: 144 m X 22 m, 40X (contraste
de fases)........................................................................................... 90
Figura 44. Philodina sp. Tamaño 360 m X 42.7 m, 25 X (contraste
de fases)........................................................................................... 91
Figura 45. A) Nemátodos (200 m x 11m) 40 X (contraste de
fases), presentan una cutícula proteínica que los cubre, son gusanos
filiformes de cuerpo delgado con los extremos aguzados gradualmente.
B) Nemátodo (368 m X 9.5 m) 10 X............................................. 92
Figura 46. A) Oligoqueto. Tamaño: 640 m X 75 m, 10 X (contraste de
fases). B) Aeleosoma sp.Tamaño: 700 m X 50-60 m, 25 X (contraste
de fases)........................................................................................... 93

17
1. Introducción
Los protozoos pueden ser encontrados en muchos y muy variados ambientes. Sus
comunidades son muy dinámicas estructuralmente, con abundancias que cambian
rápidamente debido a su reproducción, enquistamiento o exquistamiento. Las
comunidades naturales contienen decenas de especies, las cuales desempeñan
diversas funciones. Los protozoos tienen gran importancia ecológica, por ejemplo,
los flagelados autótrofos son importantes como productores de materia orgánica
en ambientes acuáticos mientras que los flagelados heterótrofos, ciliados y sarcodinos
actúan como depredadores, al alimentarse de otros microorganismos, además de
participar en la degradación de materia orgánica. Su participación en las cadenas
alimenticias, los hace particularmente importantes en el suelo y en los sistemas de
tratamiento de aguas residuales, algunos son comensales o están en asociaciones
mutualistas dentro del tracto intestinal de los animales; otros son parásitos los cuales
presentan una marcada especificidad hacía sus hospederos (Ramírez-Gama et al.,
2003). Su diversidad y abundancia está estrechamente asociada con la calidad del
agua en que se encuentran inmersas, respondiendo rápidamente a los cambios
físicos y químicos característicos del ambiente. Lo anterior sugiere el uso de
algunas especies recurrentes como indicadoras de cambios en el ecosistema. Este
hecho reviste particular interés debido a que constituye la base conceptual para la
conformación de procedimientos empleados para evaluar la calidad del agua tanto
en cuerpos acuáticos naturales como en artificiales, uno de estos procedimientos es
el sistema saprobio, el cual permite evaluar el contenido de materia orgánica disuelta
biodegradable (MODB) medida como demanda bioquímica de oxígeno (DBO5
),
mediante el reconocimiento de especies indicadoras previamente catalogadas para
un intervalo de concentración, lo cual se describirá más adelante. No obstante, uno
de los mayores problemas derivados del uso de los protozoos como indicadores
es la identificación de las especies. SI bien, la existencia de un atlas de ciliados
saprobios (Foissner et al., 1994; 1995) facilita su uso, también se hace necesario
identificarlos taxonómicamente.

18
Así, para el entendimiento y uso de los protozoos, se requiere de reconocer
las diferentes estructuras presentes en este tipo de microorganismos. Existen diversas
guías elaboradas en el extranjero que son empleadas a nivel nacional para la
identificación de ciliados, (Foissner et al., 1994; 1995). Dichas guías incluyen de
técnicas especiales para la preservación y/o tinción de aquellas estructuras que
permitan determinar la especie a la que corresponden. No obstante, en la práctica
resulta complicado su uso, por un lado debido a el idioma en que están redactadas
(alemán, inglés o italiano) y por otro, a que no establecen una relación entre
los protozoos y la calidad prevaleciente del agua residual dentro de un sistema
de tratamiento aerobio, como es el de lodos activados, que son los STAAR más
ampliamente usados en México.
Este atlas se realizó con un enfoque que permita, al estudiante del área de
microbiología ambiental, introducirse de manera relativamente sencilla, en el estudio
de los principales protozoos ciliados existentes en los STAAR. Por este motivo, se
presentan las microfotografías y esquemas de los ciliados y otros microorganismos
comúnmente encontrados, así como los datos relacionados con su clasificación
más reciente que permitan ubicarlos taxonómicamente. No obstante, el hecho
de que los microorganismos presentados sean procedentes de STAAR, no excluye
que también puedan proliferar en musgos, aguas dulces, salobres, así como suelos
húmedos, los cuales son sus ambientes naturales. Por lo anterior, este documento
también podrá ser de utilidad para el reconocimiento de algunas especies propias
de dichos ambientes naturales con o sin perturbación.

19
2. Aspectos generales sobre microorganismos
y sistemas de tratamiento
de aguas residuales
2.1 Importancia de la clasificación en los
Microorganismos de interés
Para facilitar el estudio de los seres vivos debe usarse un sistema que permita dividirlos en
grupos.Seestimaqueenlaactualidadexistenalrededordedosmillonesdeespeciesdiferentes
de seres vivos, además de los que constantemente se descubren. Asimismo, cada especie a
su vez consta de un número, a veces enorme, de individuos (Welch et al., 1998).
La necesidad de identificar y clasificar a los microorganismos originó que las
primeras clasificaciones se basaran en semejanzas superficiales más que en
relaciones evolutivas, por lo que son denominadas artificiales. Posteriormente, el
objetivo de los sistemáticos fue buscar una forma de clasificar a los organismos
de manera natural, de tal forma que reflejara las verdaderas relaciones a partir de
características bioquímicas, citológicas y morfológicas, así las especies más
relacionadas, fueron colocadas dentro del mismo Género, los Géneros relacionados
en la misma Familia, las Familias en Órdenes, los Órdenes en Clases, las Clases en
Phylum o Divisiones y estos últimos en Reinos (Leedale, 1974). Todos los sistemas
de clasificación constituyen un intento, por presentar orden en la diversidad, donde
los taxónomos y sistemáticos han colaborado en el procesamiento y ubicación de las
especies dentro de los grupos.
En los últimos años, los estudios en sistemática y evolución de los organismos ha presentado
gran actividad, mediante el desarrollo de técnicas de biología molecular combinadas con
investigaciones ultraestructurales y aplicación de análisis cládisticos sofisticados (Corliss,
1994), lo que ha llevado al actual sistema de clasificación el cual agrupa a los diferentes
seres vivos dentro de tres dominios: Bacteria, Archaea y Eukarya (Figura 1).

20
Figura 1. Árbol filogenético universal. Construido a partir de la
comparación de las secuenciación de RNA ribosómico 16S y 18S. En
el cual se aprecian los tres dominios de los seres vivos (Tomado de
Madigan et al., 2001).
Siguiendo los diferentes sistemas de clasificación en la actualidad se han descrito
y nombrado cientos de miles de especies de organismos vivientes, sin embargo,
aún faltan muchos organismos por clasificar, así como las nuevas especies que son
descubiertas, las cuales tienen que ser clasificadas con la finalidad de mantener
los archivos actualizados, además de proporcionar información sobre los mismos.
A pesar de las tendencias actuales, en la práctica, la identificación fenotípica sigue
siendo de gran utilidad, por cual en este atlas se presentan las microfotografías de
los ciliados más comúnmente encontrados en los sistemas de tratamiento, de aguas
residuales, las cuales son de gran ayuda para la identificación morfológica de estos
microorganismos.

21
2.2 Sistemas de tratamiento de aguas residuales
El tratamiento de las aguas residuales, es un tema que cobra cada día mayor relevancia
debido tanto al gran volumen que se genera, como a la falta de infraestructura
adecuada para su tratamiento. Básicamente la depuración de las aguas residuales
se basa en una combinación de procesos primarios, secundarios y terciarios. Los
cuales se deben aplicar en función de la calidad de agua deseada como efluente,
así como del espacio y los recursos económicos con que se cuente.
Los procesos primarios consisten en eliminar los sólidos de mayor tamaño, así como
los más fácilmente sedimentables y los de densidad menor a la del agua. Para lograrlo,
se usan cribas o mallas, sedimentadores, decantadores y filtros. Estos equipos, aunque
no contribuyen a eliminar material contaminante disuelto, si evitan que ocurra una
incorporación posterior, por disolución, lo cual retardaría la depuración del agua.
Los procesos secundarios biológicos, son comúnmente empleados para eliminar
el material orgánico disuelto, el cual es frecuentemente el más difícil y costoso
de eliminar. Cuando dichos materiales son biodegradables, puede involucrarse
la intervención de microorganismos procariontes, como las bacterias, y de
los eucariontes, como las algas, hongos microscópicos, protozoos, rotíferos y
nematodos. Estos microorganismos son los que realizan la transformación de
porciones considerables de materia orgánica disuelta de fácil biodegradación,
a sólidos biológicos (aglomeraciones de comunidades microbianas) que pueden
separarse por procedimientos físicos. Dentro los procesos biológicos se encuentran
reactores anaerobios de lecho empacado, lagunas facultativas, lagunas aerobias,
lodos activados, filtros percoladores, reactores biológicos rotatorios, reactores
secuénciales de alimentación por lote y humedales artificiales, entre otros.
Los procesos terciarios se basan en principios físicos y químicos que son aplicados
cuando se desea obtener agua de mejor calidad a la lograda en los tratamientos
previos (primarios o secundarios) o inclusive sin que el agua de interés haya sido
sometida a algún tratamiento previo. Lo anterior depende del grado y tipo de
contaminación inicial del agua por tratar (Luna-Pabello et al., 1994). A partir de los
procesos terciarios es posible la remoción de material orgánico no biodegradable
o de difícil biodegradación. También se eliminan microorganismos suspendidos,
diversos iones y la coloración del agua. Dichos procesos son entre otros, filtración,
adsorción, cloración, coagulación, ósmosis inversa, ultrafiltración e intercambio
iónico (Eckenfeler y Ford, 1970; Duncan, 1976; Luna-Pabello et al., 1996).

22
Dada la importancia de los procesos biológicos aerobios, a continuación se
presenta una breve descripción de los mismos, pudiendo dividirse, de acuerdo a su
metabolismo y forma de crecimiento predominante.
Por su metabolismo, los procesos biológicos se subdividen en función del aceptor
final de electrones presente en el líquido bajo tratamiento, en procesos anaerobios,
aerobios y facultativos. Los procesos anaerobios no requieren de oxígeno molecular
libre en solución, ya que las necesidades para su subsistencia las obtienen de
compuestos inorgánicos aceptores. Mientras que los procesos aerobios si requieren
de oxígeno molecular libre en solución (cuando menos 2 mg/L). En cuanto a los
procesos facultativos, éstos consisten en una combinación de los dos procesos
anteriores e intervienen microorganismos aerobios, microaerobios, anaerobios y
de tipo facultativo.
Por su forma de crecimiento, los procesos biológicos se dividen en flóculos
suspendidos (crecimiento en suspensión), película fija (crecimiento adherido) y
mixtos (combinación de ambos). El crecimiento en suspensión ocurre cuando los
microorganismos forman aglomerados o flóculos de diversos tamaños y consistencias.
Bajo esta estructura, logran una mayor superficie de contacto con los nutrimentos
en los que se encuentran inmersos, eliminando a la vez aquellos compuestos que
no les son útiles. El ejemplo más ampliamente distribuidos de este tipo de sistemas
es el denominado tratamiento por lodos activados. El crecimiento adherido, implica
que los microorganismos formen una capa o película biológica sobre algún medio
de soporte, preferentemente inerte, el cual permite su desarrollo y con ello el
proceso de degradación de los contaminantes orgánicos disueltos (López, 2005). La
posibilidad de estar adheridos constituye un factor que permite que estos sistemas
toleren cambios bruscos de flujos de agua y de concentración de contaminantes, lo
que redunda en una mayor capacidad de depuración y recuperación de la actividad,
respecto de los sistemas de flóculos suspendidos. El ejemplo más ampliamente
conocido de este tipo de sistema son los filtros percoladores o lechos de oxidación
biológica. Los sistemas de crecimiento mixto, implican una combinación de
los dos anteriores, es decir se presentan de manera simultánea microorganismos
adheridos a un soporte y en suspensión dentro del sistema de tratamiento. Como
ejemplo de este tipo de plantas depuradoras se encuentra el reactor biológico rotatorio
o reactor de biodiscos (Luna-Pabello et al., 1994).

23
2.3 Importancia de los microorganismos en STAAR
Es por lo anteriormente expuesto que los microorganismos juegan un importante
papel en los sistemas de tratamiento aerobios de aguas esiduales (STAAR). Por
ejemplo, en las plantas de lodos activados, las cuales reciben aguas que contienen
materia orgánica disuelta o particulada así como bacterias en suspensión, se lleva a
cabo la transformación de esa materia, mediante la participación de la comunidad
microbiana compuesta principalmente por bacterias y protozoos y en menor grado
por hongos y micrometazoos. Dicha comunidad remueve la materia orgánica
transformándola en flóculos o grumos microbianos (lodo biológico) que pueden
ser fácilmente separados del fluido, por sedimentación, dando como resultado
agua tratada clarificada y con bajo contenido de materia orgánica disuelta. Siendo
este un proceso biológico, resulta sensible a los factores ambientales que pueden
afectar a los microorganismos (temperatura, pH, contenido de materia orgánica,
etc.), de ahí que la presencia de determinados microorganismos sea un parámetro
que permita inferir el estado operativo prevaleciente. Diferentes calidades de agua
originan diferentes composiciones de comunidades microbianas ya que inducen la
presencia y cambio de abundancia de algunas de ellas, así como la desaparición o
disminución poblacional de algunas otras. Asimismo, es posible observar la sucesión
de microorganismos, algunos de los cuales se reproducen rápidamente, mientras
que otros cuya reproducción es lenta se pierden por lavado. Todo lo anterior en
su conjunto puede ser visualizado mediante la toma representativa y análisis
apropiado de muestras del agua residual bajo tratamiento. En la figura 2, se observa
la distribución de los principales microorganismos presentes en muestras de agua
residual, cuya ubicación se presenta en función del alto o bajo contenido de
materia orgánica disuelta biodegradable (MODB), así como al tiempo de residencia
hidráulico del agua residual dentro de un sistema de tratamiento, como el de lodos
activados. Los microorganismos de rápida reproducción y amplia tolerancia a
altas concentraciones MODB son generalmente pequeños flagelados (zona A); otros
pequeños protozoos (zona B), en la zona C es posible encontrar una diversidad de
ciliados capaces de sobrevivir a cargas orgánicas intermedias, a las altas o bajas, si
el paso del fluido es lento (mayor tiempo de tratamiento del agua residual dentro del
STAAR) empiezan a aparecer una gran diversidad de microorganismos incluyendo a
los metazoos los cuales en contraste con los protozoos muestran bajas velocidades de
reproducción y menor tolerancia a altas concentraciones de MODB (zonas D y E).

24
Figura 2. Presencia de microorganismos en función del tiempo de
residencia hidráulico y la carga orgánica presente. Se observan las
diferentes zonas que se pueden encontrar (Tomado de Patterson y Hedley,
1992).
Como se verá más adelante, los microorganismos que se presentan a lo largo de
este atlas, son los más comúnmente encontrados en STAAR, algunos de ellos
se desempeñan como microorganismos depuradores, mientras que otros lo harán
como indicadores de la calidad prevaleciente del agua bajo tratamiento. Por
ejemplo, Spirostomum teres, rotíferos y nemátodos, entre otros, son los principales
microorganismos que se encuentran en aguas con poca materia orgánica y altos
tiempos de residencia hidráulicos, por lo que su presencia en STAAR indicaría poca
o baja concentración de contaminantes en dichas aguas. Al contrario, la presencia
de microorganismos como son flagelados Bodo saltans, Chilomonas, Cyclidium y
amibas, entre otros, serian microorganismos indicadores de la existencia de alto
contenido presencia de materia orgánica y bajo tiempo de residencia hidráulico,
lo que indicaría por lo tanto que la concentración de contaminantes en el STAAR
es muy elevada.

25
El conocimiento de los microorganismos que se encuentran formando parte de la
biocenosis, en los sistemas de tratamiento es muy importante ya que el conocimiento de
la estructura de las comunidades a lo largo del STAAR, dará una idea de cómo
se esta llevando a cabo el proceso de depuración y si la calidad del agua obtenida
es buena o mala, lo que da información a grosso modo sobre el funcionamiento
de la planta de tratamiento. Por otro lado, también es importante conocer a los
microorganismos que intervienen en los procesos de depuración de aguas residuales,
ya que si se desea utilizarlos como bioindicadores de contaminación, el conocimiento
de su biología y de sus requerimientos tanto nutricionales como de hábitat, adquiere
mayor importancia.
En conclusión, los protozoos pueden ser considerados como bioindicadores del
funcionamiento de las plantas depuradoras de aguas residuales, y constituyen una
herramienta útil para el control de las mismas así como para la detección y prevención
de posibles problemas operativos.

27
3. Generalidades sobre protozoos
La palabra protozoo fue empleada por Goldfuss en 1871 con la acepción de
animales primitivos y posteriormente definida por Von Siembold en 1845, quien
dio pie a que se considerara como un grupo sistemático de animales de una sola
célula. Corliss (1984) afirma categóricamente que la palabra protozoo es un término
de conveniencia y no el nombre de un respetable taxón por lo que debe ser escrita
siempre con minúsculas. Fernández-Galiano (1990), presenta una perspectiva
interesante al confrontar los Términos Protistología versus Protozoología, en el marco
de las nuevas clasificaciones de los microorganismos eucarióticos unicelulares.
En términos generales se acepta a los protozoos como organismos unicelulares, que
no forman órganos ni tejidos, ni presentan desarrollo embrionario. Asimismo, que su
tamaño oscila de 10 micras a tres milímetros pudiendo ser solitarios o coloniales. Se
encuentran en ambientes tanto acuáticos como terrestres y aéreos, pero preferentemente
en aquellos lugares donde existe humedad o por lo menos una película de agua.
La distribución de los protozoos es cosmopolita, ya que pueden encontrarse en
diferentes regiones, desde las ecuatoriales, subtropicales templadas así como las
árticas y antárticas. De igual forma, se han encontrado en todos los suelos agrícolas,
donde su diversidad y abundancia oscila según la calidad ambiental predominante.
Se considera que los ciliados son microorganismos colonizadores sucesionales que
ocupan muchos nichos ecológicos en la biosfera. La mayoría de los protozoos depende,
para su alimentación, de la existencia de materia orgánica preformada, por lo que son
considerados saprobios (Martín, 1980; Luna–Pabello et al., 1994).
Asimismo, los protozoos han logrado explotar una gran diversidad de ambientes
restringiéndose a las películas de agua, poros llenos del mismo elemento y a
los pequeños poros que puedan contener bacterias (Regih et al., 2002). Muchas de
las especies de protozoos presentan diversos grados de asociación con otros
organismos, que pueden ser desde otros protozoos hasta vertebrados (Martínez y

28
Gutiérrez, 1985). La aparición y distribución de los protozoos es determinada por
factores bióticos y abióticos. Entre los primeros, se encuentran incluidas las reservas
alimentarías, competencia, así como las relaciones predador presa, mientras que en
el caso de los segundos, se pueden mencionar los siguientes (Curds, 1975):

Oxígeno disuelto: La mayoría de los protozoos requiere de oxígeno libre para
sobrevivir. Existen algunos de tipo anaerobio y un gran número de anaerobios
facultativos, pero el número de especies aerobias obligadas es comparativa-
mente mucho mayor.
Temperatura: Este parámetro afecta la actividad metabólica de los organismos,
aumentando su tasa de crecimiento de manera positiva, hasta el límite inferior
cercano en el que su reproducción es posible.
Concentración de pH y dióxido de carbono: El valor del pH límite para el
crecimiento y sobrevivencia de los potozoos varía entre 3.8 y 12.0 unidades.
Siendo el intervalo más adecuado entre 6 y 8 unidades.
Luz: La luz es la fuente de energía para los organismos fotosintéticos por lo que
su ausencia imposibilita que estos se desarrollen, no obstante, se ha observado
que algunas especies pueden sobrevivir cambiando su fuente de energía, se
debe aclarar que solo algunos protozoos son fotosintéticos.
Nutrimentos: La composición química del medio es importante para que los
protozoarios se desarrollen. De manera general estos organismos requieren de
aminoácidos, vitaminas, elementos como C, H, O, N, P, Mg, Ca, S y de algunos
elementos traza como B, Bo, Cu, Mn, y Zn (Puytorac, et al., 1987).
Dada la sensibilidad y diversidad de los protozoos, es posible determinar diversas
especies útiles como bioindicadores del estado del funcionamiento de algunas
plantas depuradoras de aguas residuales, destacando principalmente en la detección
y prevención de variaciones en la continuidad de los procesos. Adicionalmente,
los protozoos son los principales consumidores de las poblaciones bacterianas en los
sistemas acuáticos e intervienen en la formación de flóculos sedimentables. Son
fundamentales en los sistemas de depuración biológica de las aguas residuales.
Actualmente, la mayoría de las plantas depuradoras existentes y en construcción se
basan en procesos de lodos activados, en los que es determinante la presencia de
protozoos ciliados; ya que con ello se mejora la calidad de los efluentes, reduciendo
la DBO, así como la turbidez del medio; al disminuir la cantidad de bacterias

29
dispersas por lo que existen abundantes estudios relacionados con la importancia
de los protozoos en la depuración de contaminantes orgánicos e inorgánicos así
como de su uso como indicadores de calidad y/o concentración de contaminantes
en aguas (Luna–Pabello 1993; Luna–Pabello et al., 1996; Luna–Pabello et al., 1997;
Nicolau y Rajaram, 1999; Madoni, 2000; Nicolau et al., 2001).
La importancia del papel que estos organismos tienen en los sistemas acuáticos se
basa principalmente en que:
Son consumidores directos de materia orgánica del medio.
Propician la formación de flóculos, a través de la excreción de productos
mucilaginosos.
Son los principales consumidores de las poblaciones bacterianas que se
desarrollan en el medio acuático (López, 1997).
3.1 Aspectos Ecológicos
Los protozoos son un grupo de organismos microscópicos que presentan una gran
interacción con el ambiente que les circunda, Esto se explica, porque el tamaño de los
microorganismos está estrechamente relacionado con su metabolismo y, que como
una consecuencia de ser pequeños, obtienen una relación muy grande de superficie a
volumen. Esta relación es importante dado que es a través de la superficie corporal por
donde los microorganismos intercambian materiales con su ambiente. Si bien intervienen
otros factores se debe considerar que el alto metabolismo y la división celular rápida,
de estos microorganismos, derivan principalmente de la relación de área superficial a
volumen inherente a su tamaño pequeño. De ahí que estas células sean notoriamente
sensibles a su ambiente y que su composición química y comportamiento sufran cambios
evidentes cuando el ambiente es modificado (Levandowsky y Hunter, 1980). Por tanto su
uso real y potencial, como indicadores de calidad fisicoquímica de ambientes acuáticos,
queda justificado.
Mediante estudios fisiológicos es posible conocer como un organismo transforma su
entorno para obtener energía y las condiciones necesarias para promover o inhibir

30
su crecimiento. La presencia de los seres vivos en un determinado ambiente esta
influenciada por factores bióticos (interacciones con otros seres vivos) y parámetros
abióticos (como temperatura, humedad, pH, salinidad y oxígeno disuelto).
La aplicación de estos conocimientos permite acelerar el proceso depurativo,
tanto en cuerpos naturales contaminados como en las plantas de tratamiento
biológico diseñadas por el hombre. En esas últimas es posible incluso, optimizar
su funcionamiento, dando las condiciones ambientales adecuadas que favorezcan
la proliferación de microorganismos depuradores que beneficien la calidad inicial
del agua en el proceso de tratamiento, como son bacterias de fácil sedimentación,
protozoos y micrometazoos; evitando el desarrollo de organismos perjudiciales
como bacterias y hongos filamentosos que floten.
En general, los procesos fisiológicos ocurren a distintas velocidades, acorde al tipo
de condiciones prevalecientes. La mayor parte de los procesos fisiológicos dependen
de la temperatura, mientras que, otros varían con la disponibilidad de distintos
materiales, como por ejemplo: agua, dióxido de carbono, compuestos de nitrógeno
y fósforo e inones hidrógeno (pH). Es posible establecer las condiciones óptimas
para el crecimiento de los microorganismos por medio del uso de las curvas de
crecimiento, las cuales típicamente tienen forma de campana y son unimodales.
En estas los picos representan las condiciones óptimas para un proceso fisiológico
determinado y sus extremos los límites de tolerancia. Algunas especies presentan
curvas de tolerancia con picos muy estrechos mientras que en otras, estas curvas
son muy anchas. Las curvas de tolerancia anchas se describen mediante el prefijo
euri que significa en griego amplio (por ejemplo: euirutérmas, eurihalinas, etc.),
mientras que el prefijo steno = estrecho, se usa para curvas de tolerancias
estrechas (por ejemplo: estenófagas y estenosaprobias). Es importante mencionar
que las curvas de rendimiento pueden alterarse durante la vida de una población, a
medida que esta se expone a condiciones ambientales extremas. Dichas alteraciones
a corto plazo de los óptimos fisiológicos se denomina aclimatación. De ahí que sea
importante considerar no solo la presencia de un determinado microorganismo en
ciertas condiciones ambientales, sino además, la abundancia en la que está presente
(Luna-Pabello et al., 1994).
Por otra parte, dentro de ciertas limitaciones de diseño, es evidente que las curvas de
tolerancia deben cambiar con el tiempo evolutivo a medida que la selección natural las
moldea para reflejar las condiciones ambientales cambiantes. La adaptación fisiológica
o fenotípica, representa la respuesta de los organismos a los cambios temporales.
Esta adaptación se fija dentro de los límites del genotipo; lo que se caracteriza
porque ocurren modificaciones en todos lo individuos de una población expuestos

31
a los cambios del ambiente. Desde el punto de vista ecológico las interacciones del
genoma y del ambiente se agrupan de la siguiente manera:
Genoma fijo en ambiente variable: En este caso la adaptación debe llevarse a
cabo de manera fisiológica o fenotípica. Los organismos pueden adaptarse
a las variaciones ambientales, como son temperatura, pH, tipo y cantidad
de nutrientes disponibles y contenido de humedad, entre otros (Brock et al.,
1987).
Genoma variable en ambiente fijo: En esta interacción, el genoma es el factor
variable y los factores externos permanecen constantes. La variación ocurrida
se efectúa por medio de mutaciones. La mutación puede ser espontánea o
inducida, pudiendo realizarse también por transducción, transformación
y/o conjugación, este cambio se transmite de forma hereditaria de un gen
modificado y estable.
Genoma variable en ambiente variable: Esta interacción genoma–ambiente es
una adaptación evolutiva. La reacción de un genoma variable es, en si, una
medida de la adaptabilidad del sistema genético para el cambio propio de cada
grupo de seres vivos. Dichos cambios del genoma son los ya mencionados en
el párrafo anterior.
Por otro lado para el estudio de la ecología de las comunidades es necesario conocer
su diversidad o heterogeneidad, es decir tanto el número de especies (riqueza
específica) como la abundancia relativa de las mismas. La heterogeneidad de una
comunidad será mayor en la medida que haya más especies (abundancia específica) y
de que estas últimas sean igualmente abundantes. Una forma ampliamente aceptada
para medir la heterogeneidad de una comunidad corresponde utilizándola uso de
la función de Shannon y Wiener, la cual en sentido estricto, solo debe emplearse con
muestras aleatorias extraídas de una gran comunidad en la que se conoce el número
total de especies. El valor obtenido, como resultado de aplicación de esta función
es directamente proporcional al grado de diversidad presente en la comunidad bajo
estudio.
La función de Shannon y Wiener combina dos componentes de la diversidad: 1)
el número de especies, y 2) la proporción relativa de los individuos de diferente
especie (Lloyd y Ghelardi, en Krebs, 1985).

32
La función de Shannon y Wiener es la siguiente:
H = - Σ (Pi) (log2
Pi)
Donde:
H = Cantidad de información de la muestra (bits / individuo).
= índice de diversidad de la especie.
S = Número de especies.
Pi = Proporción del total de la muestra que corresponde a la especie i.
Por otra parte la igualdad u homogeneidad de una comunidad, puede calcularse de
acuerdo con la siguiente ecuación:
E =
Donde:
E = Equidad o igualdad.
H = Diversidad de especies observadas.
Hmax = Diversidad de especies máxima.
H = - S ( log2
) = log2
S
S S
El valor de diversidad máxima (Hmáx) es un parámetro que permite inferir el número
máximo de especies que potencialmente pudieran incorporarse a la comunidad en
un determinado hábitat.
s
i=1
H
Hmáx
1
S
1
S

33
3.2 El sistema saprobio
Un factor importante de la calidad de agua es la saprobiedad; esto significa que la materia
orgánica de desecho presente en disolución acuosa, sea capaz de descomponerse
de manera bioquímica por microorganismos degradadores (bacterias, hongos,
protozoos). Los microorganismos saprobios muestran una relación con los procesos
de descomposición y ellos forman parte del mismo, lo toleran o lo evitan, de aquí que
pueden ser utilizados para clasificar la contaminación por materia orgánica.
El sistema saprobio o sistema de organismos que viven en la pudrición, es un
procedimiento mediante el cual se evalúa, a partir de determinadas especies de
microorganismos, el grado de contaminación que, por materia orgánica disuelta
altamente biodegradable, presenta un cuerpo de agua. Los microorganismos
comúnmente empleados son los de tipo esteno. Esto se debe a que sólo se desarrollan
en medios con características fisicoquímicas particulares, lo cual permite utilizarlos
para estimar los efectos integrados de diversos parámetros ambientales indicadores.
El sistema saprobio puede dividirse en cuatro partes (Figura 3):
1. Catarobiedad: (del griego Kataros, puro). Esta son las aguas más limpias o
potables, aptas para beber; en ellas no se encuentra vida.
2. Limnosaprobiedad: (del griego Limne, pantano). Aguas superficiales y/ o sub-
terráneas aerobias, pueden ser limpias, moderadas o altamente contaminadas.
Se caracterizan por la presencia de los tres grupos fisiológicos de microorga-
nismos: Productores, consumidores y degradadores. Es el nivel más utilizado
en la caracterización biológica de las aguas y comprende cinco subniveles:
a) Xenosaprobio: Agua de buena calidad para cualquier tipo de uso (libre
de contaminación).
b) Oligosaprobio: Agua poco contaminada, oxígeno disuelto normal,
mineralización completa, materia orgánica degradada completamente,
agua clara, presencia de algas, insectos y larvas.
c) Beta–mesosaprobio: Agua moderadamente contaminada, oxidación
mineralización de compuestos orgánicos complejos significativa,
presencia de algas, pocas plantas con raíz.

34
d) Alfa–mesosaprobio: Agua altamente contaminada, área en
descomposición activa con compuestos de menor peso molecular
(con respecto al polisaprobio), poco oxígeno disuelto, empieza la
transformación de compuestos con sulfuro.
e) Polisaprobio: Agua más contaminada con materia orgánica que el
anterior, contenido mínimo de oxígeno disuelto, prevalecen compuestos
orgánicos de alto peso molecular como carbohidratos y proteínas.
3. Eusaprobiedad (del griegoeu, verdadero): Sonaguasresidualesconmaterial diluido
y/ o concentrado, bajo descomposición por medio de procesos anaerobios.
Los niveles en que se subdivide son los siguientes:
a) Isosaprobio: La descomposición de la materia orgánica del agua
residual se lleva a cabo por ciliados; los principales indicadores son
Paramecium putinum, Colpidium colpoda, Tetrahymena pyriformis,
entre otros. Medio con muy poco oxígeno disuelto, poco H2
S. Con
una DBO5
de entre 40 y 400 mg/L, se hace necesario el tratamiento
de las aguas por métodos biológicos.
b) Metasaprobio: Equilibrio de flagelados. Principales indicadores Cercobodo
longicauda, Bodo putrinus, Trepanomonas compressa, entre otros.
Condiciones anaerobias, con formación de H2
S. DBO5
entre 200 y 700
mg/L. Antes de la aplicación de los métodos biológicos es necesaria
la eliminación de H2
S por aireación. Índice de coliformes de 10 000
000/L, por lo que se corre gran peligro de enfermedades infecciosas,
con la probable presencia de componentes potencialmente tóxicos para
el hombre.
c) Hipersaprobiedad: Descomposición de las aguas residuales por
bacterias y hongos, que sirven también como indicadores. Bacteria
psicrofilicas 50 000 000/ mL. Condiciones anaerobias, con DBO5
de
500,1500 y hasta 2000 mg/L. NO es posible un tratamiento aerobio
directo. Alto peligro de enfermedades infecciosas.
d) Ultrasaprobiedad: Nivel abiótico en aguas industriales, principalmente
antes de los procesos de biodegradación. Sin organismos indicadores,
aunque pueden encontrarse quistes y esporas, pocos gérmenes por
mililitro, DBO5
entre 1000 a 120 000 mg/L. Únicamente son aplicables
los procesos anaerobios.

35
4. Transaprobiedad: (del griego trans, más allá): Son aguas con caracte-
rísticas especiales e independientes de la saprobiedad, como toxici-
dad, radioactividad y factores físicos que impiden la proliferación de
cualquier ser vivo.
Figura 3. Esquema del sistema saprobio (Tomado de Luna–Pabello et
al., 1994)

36
3.3 Aspectos taxonómicos
De acuerdo con lo expresado por Lazcano (2004) fue Ernest Haeckel en 1866,
quien convencido de que los microorganismos formaban un grupo aparte de donde
habían surgido tanto el Reino Animal como el Vegetal, formalizó su propuesta
de un tercer reino de seres vivos, el de los Protista. Posteriormente, Edouard Chatton
en 1925, diferenció entre protistas procariontes (organismos carentes de núcleo) y
protistas eucariontes (organismos con al menos una membrana nuclear bien definida).
Con el tiempo, esta nomenclatura se simplifico y los procariontes perdieron el
adjetivo de protistas. De manera más particular, la pertenencia de los organismos
protozoos a un determinado Reino ha sido tema de mucha discusión, e incluso en la
actualidad, no existe una aceptación convincente al respecto. Existen investigadores
que los ubican dentro del Reino de los Protoctistas (Margulis y Schawartz, 1981),
y otros como pertenecientes al Reino Protista (Corliss, 1984), llegando incluso a
darles la categoría taxonómica de Subreino Protozoa (Lee et al., 1985). De manera
complementaria cabe mencionar que, de las diferentes propuestas de dividir a los
seres vivos en Reinos, la de mayor aceptación general ha sido la de Whittaker (1969)
que los separa en: Monera, Protista, Plantae, Fungi y Animalia. Este autor también
mantiene separado en un diferente Reino a los seres unicelulares, ubicando a los
procariontes dentro del reino Monera y a los eucariontes dentro del Reino Protista
(Whittaker y Margulis, 1978).
Con respecto a la clasificación de los protozoos, puede decirse que en los últimos
años, a raíz del extraordinario desarrollo producido en el conocimiento de los seres
unicelulares eucariontes, se ha generado mayor información sobre su citología y
evolución, lo que ha llevado inevitablemente al diseño de nuevas clasificaciones
sistemáticas. La clasificación de los protozoos realizada por Honigberg et al., en
1964, fue adoptada por más de 16 años. En ella se agrupaba a los protozoos en cuatro
Subphyla: Sarcomastigophora, Sporozoa, Cnidospora y Ciliophora. Posteriormente,
como consecuencia de nuevos datos de significancia taxonómica, se hizo necesaria
una nueva revisión de la sistemática del grupo, dando pie a una nueva clasificación
por el comité de Sistemática y Evolución de la sociedad de Protozoología (Levin et al.,
1980). Esta clasificación comprende siete Phyla: Sacomastigophora Labyrintomorpha,
Apicomplexa, Microspora, Ascetospora, Myxozoa y Ciliophora. Este esquema de
clasificación al igual que el anterior, no considera las relaciones evolutivas que
existen entre los organismos, si no que tiene por finalidad facilitar su estudio.
En 1985, apareció una nueva clasificación de los protozoos, publicada por la sociedad
de protozoologistas en el libro An illustrated guide to the Protozoa (Lee et al., 1985),

37
la cual contempla seis Phyla: Sarcomastigophora, Labyrintomorpha, Apicomplexa,
Microspora, Mixospora y Ciliophora.
La clasificación más reciente de los protozoos y su ubicación dentro de un determinado
Reino fue abordada por un connotado grupo de investigadores (Marguliset al., 1990) los
quedecideronubicarlosenelReinoProtoctistaenfuncióndelassiguientescaracterísticas:
1. No undulipodia; ciclo sexual complejo ausente
2. No undulipodia; ciclo sexual complejo presente
3. Formación reversible de undilipodia, ciclo sexual complejo ausente
4. Formación reversible de undilipodia; ciclo sexual complejo ausente
En el presente documento se opto por emplear, para la ubicación e identificación
taxonómica de los ciliados, lo indicado por Lynn (2002), Lee et al., (1985) y Foissner et
al., (1995), respectivamente. No omito señalar que recientemente acaba de ser publicada
una revisión de las principales clasificaciones de los protozoos (Aladro Lubel, 2006),
misma que incluye la nueva propuesta de clasificación de los eucariontes con énfasis
en la taxonomía de los protistas realizada por Adl et al. (2005).
3.4 Características de los ciliados
Los ciliados son microorganismos de estructura compleja (Fig. 4), y de entre los
protozoos son de los más grandes llegando a medir hasta 4 mm de longitud. Reciben
el nombre de ciliados debido a la presencia de numerosas estructuras llamadas cilios
que se presentan por lo menos en alguna etapa de su ciclo de vida. Cada célula
ciliada presenta un citostoma (boca) conectada a una citofaringe al final de la cual
se encuentran las vacuolas digestivas que es donde la célula digiere y absorbe el
contenido alimenticio, para finalmente eliminar los materiales no digeribles a través
del citoprocto o citopigio (Sleigh, 1989) .
Todos los ciliados presentan infraciliatura, la cual es universal se encuentra localizada
debajo de la película se representa por los granulos basales o cinetosomas, fibrillas y

38
microtubulos asociados. En los ciliados la infraciliatura es universal y se localiza
debajo de la película está representada por gránulos basales o cinetosomas, fibrillas
y microtubulos asociados. Los cinetosomas se encuentran aislados, en pares y
ocasionalmente agrupados formando las cinetidas, estas se distribuyen en hileras
longitudinales a las que se les denominan cinetias. La cinétida está compuesta
por uno, dos y ocasionalmente más cinetosomas, sus fibrillas asociadas y el cilio:
la hilera longitudinal de cinétidas se conoce con el nombre de cinetia. Debajo de
la película frecuentemente presentan organelos como las vacuolas contráctiles o
vesículas de expulsión de agua, el citoprocto varios tipos de extrusomas (organelos
de expulsión) como por ejemplo los mucosistos, toxicistos y tricosistos (Luna–Pabello
et al., 1994).
Figura 4. Estructura típica de un ciliado ejemplificada por medio de un
ejemplar de Paramecium sp. (Tomado de Sidney et al., 1987).
Este Phylum incluye aproximadamente 8000 especies, cuya característica principal es
quesonheterocarioticosdebidoaquepresentandostiposdenúcleos:elmacronúcleoque
regula el metabolismo del ciliado y el micronúcelo el cual se encuentra involucrado
en la genética del organismo así como en su reproducción sexual; pueden presentarse
uno o más de estos núcleos en cada célula ciliada. Los ciliados de vida libre son
formas nadadoras, sedentarias o sésiles que se encuentran en hábitats como: charcos
de agua dulce, arroyos, lagos, ríos, bahías, lagos salados y el mar, en donde se
encuentran desde la zona intermareal hasta mar abierto, también es posible encontrar
ciliados en biotopos terrestres como lo es el suelo y las arenas. La amplia distribución
de los ciliados así como su abundancia se debe a su gran tolerancia y adaptabilidad
a amplios rangos de condiciones ambientales (Aladro–Lubel et al., 1990).

39
De acuerdo con su adaptabilidad o tolerancia a las concentraciones de materia
orgánica disuelta biodegradable, los ciliados se dividen en dos grupos: eurisaprobios
los cuales presentan un intervalo amplio de tolerancia a la saprobiedad y los
estenosaprobios (del griego sapros putrescible) los cuales presentan un rango estrecho
(Odum, 1971). Lo anterior aunado a que los organismos que se desarrollan en un
determinado ambiente acuático, son el reflejo directo de la calidad fisicoquímica
prevaleciente en ese medio, hace factible el poder inferir dichas características
fisicoquímicas a partir de la identificación de los organismos que en el viven
(Luna–Pabello et al., 1994).
La importancia de los ciliados en los sistemas de tratamiento es debido a que
contribuyen de manera directa a la clarificación de los efluentes a través de la
floculación y la depredación siendo esta última la más importante; ya que al
alimentarse de bacterias patógenas contribuyen a la disminución de las mismas. Es
posible clasificar a los ciliados presentes en los sistemas de tratamiento por la forma
en que se encuentran asociados al flóculo biológico de la siguiente manera:
Ciliados asociados al flóculo: Aquí se encuentran dos grupos de ciliados los
reptantes y los pedunculados; los primeros utilizan estructuras como cirros o
cilios para su movimiento sobre el flóculo en donde se alimentan de las bac-
terias que se encuentran en la superficie del mismo. Los segundos presentan
una estructura de fijación, el pedúnculo, que los mantiene unidos al flóculo
entre estos se encuentran a los suctorios que se alimentan de otros protozoos
y a los peritricos que se alimentan de bacterias libres en el medio.
Ciliados no asociados al flóculo: Son los ciliados libres nadadores, que se
encuentran en el lodo activado por lo que cuando estos se purgan se pier-
den, siendo organismos colonizadores de los sistemas de tratamiento.
(En: http://www.geocities.com/RainForest/Canopy/1285/derecha.html).

40
3.5 Características útiles en la clasificación de los ciliados
De manera general para la clasificación de los ciliados hay cuatro fuentes de datos de
mayor peso estos son: la infraciliatura, con énfasis en las estructuras somáticas
involucradas; el área oral incluyendo las depresiones y las cavidades características de
la citofaringe así como la infraciliatura y ciliatura oral; el tipo de estomatogenésis que
es el proceso morfogenético relacionado con la formación del citostoma o boca y
por último el macronúcleo. Durante las últimas tres décadas entre las clasificaciones
más utilizadas por los protozoólogos, se tienen la de Honigberg et al., (1964) el cual
considera que los ciliados deben de agruparse en el Subphylum Ciliophora con
una Clase Ciliatea dividida en cuatro Subclases: Holotrichia, Peritrichia, Suctoria y
Spirotrichia; la de Levine et al., (1980) que reconocen al Phylum Ciliophora con tres
Clases: Kinetofragminophorea, Oligohymenophorea y Polyhymenophorea (Small y
Lynn (1985, en Aladro–Lubel et al., 1990).

41
4. Procedimientos generales
4.1 Procedimiento general para
la conformación del atlas
Para determinar los diferentes géneros y/o especies de protozoos ciliados presentes
en un determinado sistema de tratamiento aerobio de aguas residuales, y su posible
uso como parámetro en la evaluación de calidad de agua se siguieron los pasos
indicados en la Figura 5.
Por otro lado es posible elaborar cuadros con curvas de tolerancia ambiental
(por ejemplo en función del contenido de materia orgánica, saprobiedad) donde
se presenten las diferentes especies de ciliados, así como el uso del disco de
saprobiedad, debidamente modificado o adaptado, lo que conduce a la detección
de especies eurisaprobias y estenosaprobias; las primeras podrían ser catalogadas
como especies depuradoras, dado que se mantienen activas tróficamente dentro un
amplio intervalo de saprobiedad mientras que las segundas se catalogarían como
indicadoras debido a su poca tolerancia a cambios en el contenido de materia
orgánica disuelta (Luna–Pabello et al.,1994).
Considerando lo anteriormente expuesto, un primer paso para el conocimiento de los
ciliados presentes en un sistema de tratamiento, es la elaboración del presente atlas,
en el cual se presentan a los ciliados más comúnmente encontrados en los sistemas de
tratamiento aerobios de aguas residuales, además de algunos otros microorganismos
como son bacterias, amoebas, rotíferos, gastrotricos y nemátodos.
Para la elaboración de este atlas se revisaron múltiples muestras de aguas procedentes
principalmente de reactores piloto y a escala real tipo sistemas de lodos activados
alimentados con aguas residuales municipales ubicados en Toulouse, Francia, así

42
como en México (Ciudad Universitaria y Cerro de la Estrella), Estado de México
(planta de tratamiento ubicada en el Ex-lago de Texcoco), Guanajuato (Salamanca),
Nuevo León Monterrey). No obstante, la mayoría de las fotomicrografías fueron
obtenidas principalmente de muestras procedentes de sistemas piloto operados en
el Laboratoire d´Ingénierie des Procédés de l´Environnement, Unité de Recherche
Procédés Biologiques, Départament de Gene des Procédés Industriels, Institut National
desSciences Appliquées de Toulouse, Francia. De manera general, las muestras fueron
colectadas en botes limpios de plástico de un litro de capacidad y transportadas al
laboratorio para su inmediata aireación, observación al microscopio óptico, así como
la realización de diferentes técnicas de tinción. Los procedimientos apropiados para la
toma y conservación de muestras se encuentran descritos en los métodos estándar
americanos (APHA, 1998) y en el Capítulo 4 de Cuerpos de agua superficiales (Luna
Pabello et al., 2004) del libro de Técnicas de muestreo para manejadores de recursos
naturales editado por Bautista Zuñiga et al. (2004)
Figura 5. Diagrama de flujo seguida para la identificación de especies
de ciliados.

43
4.2 Procedimiento general para el análisis de muestras
El análisis de una muestra involucra múltiples observaciones al microscopio óptico,
que permiten generar un registro de los ciliados presentes. Asimismo, es necesario
realizar preparaciones tanto fijas como temporales, de tal manera que se pueda
proceder a la ubicación taxonómica de las especies de ciliados encontrados. Apartir de
estas observaciones, se registran algunas las características morfológicas relevantes,
como son largo y ancho del microorganismo, ciliatura somática y bucal, así como
la forma y posición del macronúcleo.
En algunas ocasiones es necesario aumentar la población de protozoos, para ello, estos
se cultivan en cajas de Petri que contienen aguas residuales; el enriquecimiento de la
población facilita la realización de observaciones detalladas de los diferentes protozoos
y su posterior reconocimiento. Con todos los elementos anteriores, se procede a
fotografiar a los mejores ejemplares de los microorganismos observados, para lo cual se
utiliza un microscopio óptico equipado con cámara y de ser posible impresora digital
y/o videograbadora. Lo anterior hace posible no sólo fotografiar a los microorganismo
si no también llevar un registro videograbado de los mismos.
Las observaciones de las comunidades completas de ciliados presentes en estas
aguas residuales pueden realizarse empleando un microscopio estereoscópico con
aumentos de 0.7 a 4.5 X con una lente accesoria de 2X.
4.3 Procedimiento general para la ubicación
taxonómica de ciliados
Para la elaboración del presente atlas, se revisaron las diferentes clasificaciones de
los protozoos y se tomo como principal guía la clave de Lee et al., 2000, que es la
más reciente y cuenta con varias modificaciones hechas a las claves anteriores a esta.
La identificación correcta de los microorganismos requirió que se resaltaran algunas
de la estructuras que presentan los diferentes microorganismos y que son esenciales para
la su ubicación taxonómica.

44
4.4 Procedimiento general para la cuenta de microorganismos
La metodología empleada para la cuenta de los microorganismos fue la cuenta
microdiagonal de gota implementada por Lackey (APHA, 1998), con algunas
modificaciones propuestas por Madoni, 1981 y Luna-Pabello, 1994 las que facilitan la
cuantificación, así como la distinción de los organismos. En general el procedimiento
a seguir se presenta a continuación:
Tomar un volumen conocido de la muestra homogénea
Colocarla cuidadosamente en la parte central del portaobjetos
Colocar sobre la muestra un cubreobjetos de 22 X 22 mm, teniendo el cuidado
de no crear burbujas de aire.
Contar los organismos en tres o cuatro franjas.
Para calcular el número de organismos por mililitro de muestra, se utiliza la siguiente
ecuación:
Microorganismos/ mL = C (TA)/ (A) (S) (V)
Donde:
C = Número de organismos contados
TA = Área del cubreobjetos en mm2
A = Área de una franja en mm2
S = Número de franjas contadas
V = Volumen de la muestra debajo del cubreobjetos
Está técnica presenta algunas ventajas de uso, sobre las basadas en la cámara de
Sedwick – Rafter (en la cual se emplea 1 mL de muestra) y la de Neubauer (en la
cual se utiliza 0.001 mL de muestra) conocida también como hemocitómetro (APHA,
1998). Entre las principales ventajas destaca el volumen de la muestra empleada
para su observación al microscopio (de 0.01 a 0.1 mL), el cual resulta más adecuado
comparativamente ya que es un volumen intermedio. Dicho volumen permite un
muestreo más representativo que el obtenido mediante el hemocitómetro y no es
tan extenuante como el de la cámara de Sedwick–Rafter.

45
Por otra parte, para facilitar la cuenta de los microorganismos presentes en la muestra,
se puede agregar una solución de Bouin diluida (1/1000) o solución de yodo, la
cual permite disminuir el movimiento de los microorganismos o bien en el caso
del yodo fijarlos parcialmente.
Para realizar el conteo se tomo un volumen de muestra de 0.1 mL y se contó la
totalidad de los microorganismos presentes en el área bajo el cubreobjetos de 20 X
20 mm. Lo anterior permite conocer el número de microorganismos presentes por
unidad de volumen. En este caso se obtiene la relación de microorganismos
por mililitro de la siguiente forma:
Microorganismos = C (F) / mL
Donde:
C = Número de organismos de interés contados en 0.1 mL
F = Factor de conversión a mL, en este caso vale 10, dado que:
1 mL = F (0.1 mL), F = 1 mL / 0.1 mL, F= 10
A pesar de que con las modificaciones realizadas se puede obtener una relación del
número de organismos por unidad de volumen de muestra, con menor incertidumbre
que la obtenida al contar únicamente parte del área total del cubreobjetos, continúan
presentes algunos inconvenientes como son:
La interferencia en el muestreo homogéneo del volumen por observar, debida
a la presencia de flóculos de tamaño superior al del orificio de la pipeta con
que se toma la muestra.
El rápido deterioro de los organismos presentes en la muestra observada
El tiempo empleado para la cuenta total de los organismos en el volumen total
de la muestra.
Por lo anterior se recomienda que para la observación cuantitativa de los
microorganismos presentes en muestras de agua que contengan flóculos o grumos
de comunidades microbianas mayores a la apertura de la pipeta muestreadora,
se realice la cuenta separando los flóculos del líquido mediante un tamiz malla
1 a 2 mm de apertura, el cual deberá lavarse con agua suficiente para evitar que
los microorganismos queden adheridos a la maya. Asimismo, que el volumen del

46
líquido por observar sea entre 0.05 y 0.1 mL. Respecto a la observación cualitativa
de los grumos microbianos, ésta resulta más complicada debido a la dificultad que
implica cuantificar con precisión tanto su área como su volumen (Luna–Pabello,
1993; Madoni, 1994; APHA, 1998).

47
5. Ciliados representativos en
sistemas de tratamiento
En esta parte del Atlas, se hace una breve descripción de las Clases a las cuales
pertenecen cada uno de los microorganismos encontrados en los sistemas de
tratamiento, así como algunas microfotografías de cada uno de los microorganismos,
su representación esquemática, además de su clasificación.
5.1 Clase Polyhymenophora
(Levine et al., 1980)
Dominio: Eucarya
Phylum: Ciliophora Doflein, 1901
Subphylum: Intramacronucleata Lynn, 1996
Subclase: Spirotrichia
Orden: Heterotrichida
Odontostomatida
Oligotrichida
Hypotrichida
Estos son ciliados que se alimentan por medio de una banda de membranelas que
se encuentran extendidas del polo anterior de la célula al citostoma, esta banda es
la llamada zona adoral de membranelas. Algunos de los hipotricos pertenecientes
a esta clase caminan sobre el sustrato utilizando cirros, que generalmente son
dorsoventrales entre estos es posible encontrar a los siguientes géneros: Aspidisca,
Euplotes, Holostichia, Oxytrichia, Stylonichia, Uroleptus, Urostyla, entre otros

48
(Patterson y Hedlex, 1992). Entre los olygotrichos en los cuales los cilios somáticos
se encuentran ausentes o reducidos a bandas circunferenciales o espinas cuya
zona adoral de membranelas es apical y poco desarrollada, estos son comúnmente
organismos libre nadadores como: Halteria, Strombilidium, Tintinnidium, entre otros.
Entre los organismos pertenecientes al Suborden heterotrichia que son aquellos
microorganismos cuyo movimientos es llevado a cabo por cilios somáticos colocados
en las cinetias, en este grupo se puede encontrar a: Blepharisma, Brachonella,
Spirostomum, Stentor, entre otros.
De los organismo anteriormente mencionados a continuación se presentan los que
se encuentran más comúnmente en los sistemas de tratamiento, pudiéndose observar
un esquema y microfotografías, así como su respectiva ubicación taxonómica.

49
DOMINIO: Eucarya
REINO: Protozoa Goldfuss, 1818
PHYLUM: Ciliophora Doflein, 1901
SUBPHYLUM: Postciliodesmatophora
Gerassimova & Seravin, 1976
CLASE: Heterotrichea Stein, 1859
ORDEN: Heterotrichida Stein, 1859
FAMILIA: Blepharismidae Jankowski
in Small y Lynn, 1985
GÉNERO: Blepharisma
ESPECIE: Blepharisma americanum
20 m 20 m
Figura 6. Blespharisma americanum v. dawsoni (Christie y Hirsfield,
1967). Tamaño: 80-130 m x 40-50 m (contraste de fases).
De cuerpo alargado, piriforme o elipsoidal, más angosto en la parte anterior,
ciliatura distribuida uniformemente. La cavidad bucal presenta una zona adoral de
membranelas localizada en el lado izquierdo, la cual en su extremo posterior sufre
un giro hacia el lado derecho, conectándose con el citostoma por una membrana
paraoral (ondulante) muy prominente localizada en el lado derecho. El aparato
nuclear está conformado por tres a cinco elementos macronucleares y el número
de micronúcleos es de ocho a trece; se alimenta de bacterias.
No ha sido registrado como habitante común de sistemas de tratamiento biológico de
aguas residuales domésticas si embargo es posible encontrarlo en aguas parcialmente
tratadas; ni aguas negras sin tratar.
20 m

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Dominio: Eucarya
Reino: Protooza Goldfuss, 1818
Clase: Spirotrichea Bütschli, 1889
Subclase: Hypotrichia Stein, 1859
Orden: Euplotida Small y Lynn, 1985
Suborden: Euplotina Small y Lynn, 1985
Género: Aspidisca
Especie: Aspidisca cicada
20 m 20 m
Figura 7. Aspidisca cicada (Mueller, 1786). Tamaño: 24.5 a 40 m X 16
a 32 m (contraste de fases).
Cuerpo ovoide, con el extremo anterior redondeado y el posterior ligeramente
truncado. La cara dorsal convexa y la ventral plana. Provisto de seis pliegues o
costillas en la parte dorsal. La ciliatura somática está representada por siete cirros
frontales y cinco transversales, tiene la zona adoral de membranelas dividida en dos,
la zona adoral posterior consta de ocho membranelas, en el citoplasma presenta
granulaciones finas. El macronúcleo tiene forma de herradura, el micronúcleo se
localiza en el extremo izquierdo anterior, la vacuola contráctil se encuentra en
posición posterior; se alimento de bacterias
Distribución cosmopolita, se ha encontrado en lodos activados y filtros percoladores.
La presencia de este ciliado se asocia con buena eficiencia en la depuración de
aguas, es decir, con aguas poco contaminadas. Entre los principales sinónimos de este
especie de ciliado se encuentra Aspidisca costata.

51
Dominio: Ecarya
Reino: Protozoa Goldfuss, 1818
Suborden: Euplotina Small y Lynn, 1985
Familia: Aspidiscidae Ehreberg, 1838
Género: Aspidisca
Especie: Aspidisca lynceus
10 m 20 m
Figura 8. Aspidisca lynceus. Tamaño: 29-56 m x 20-43 m (contraste
de fases).
De forma ovoide, con el extremo anterior redondeado y el posterior truncado,
dorsalmente presenta un proceso espinoso. En la parte ventral se disponen los
cirros de la siguiente manera: cuatro cirros frontoventrales, tres ventrales y cinco
transversales. Presenta zona adoral de membranelas dividida en dos zonas la más
aparente debajo de la zona ecuatorial constituida por 10 -15 membranelas. El
citoplasma presenta granulaciones finas, el macronúcleo tiene forma de herradura
mientras que el micronúcleo es esférico y anterior. La vacuola contráctil se localiza
posteriormente, a un lado de los cirros transversales.
Es un habitante común de aguas dulces parcialmente potables así como de
aguas saladas, a nivel mundial se encuentra en medio marino o salobre (Aladro
et al., 1990).

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Dominio: Eucarya
Subphylum: Postciliodesmatophora, Gerassimova &seravin, 1976
Clase Heterotrichia Stein, 1859
Orden: Heterotrichida Stein 1859
Suborden: Heterotrichina Stein, 1859 (en Lee et al., 1985)
Familia: Spirostomidae Stein, 1865
Género: Spirostomum
Especie: Spirostomum minus
20m 20m
Figura 9. Spirostomum minus. Tamaño: 450 X 50 m (contraste de
fases).
Presenta forma cilíndrica, con el extremo anterior redondeado y el posterior
truncado, ciliatura somática completa. El citoplasma se observa con gran cantidad
de granulaciones y numerosas vacuolas digestivas; el macronúcleo tiene forma
ovoide con un micronúcleo.
Se ha encontrado a este microorganismo en aguas tanto dulces como salobres en
algunas ocasiones en aguas parcialmente tratadas, aunque no es habitante común
de estas últimas (Aladro et al., 1990).

53
Dominio: Eucarya
Phylum: Cilophora Doflein, 1906
Subphylum: Postciliodesmatophora Gerassimov & Seravin, 1976
Clase: Heterotrichea Stein, 1859
Orden: Heterotrichida Stein, 1859
Suborden: Heteritrichina Stein, 1985
Familia: Spirostomidae Stein, 1865
Género: Spirostomum
Especie: Spirostomum teres
10 m 10 m
Figura 10. Spirostomum teres. Tamaño: 312-414.2 m x 32.4-48 m,
20X (contraste de fases).
Presenta forma cilíndrica, con el extremo anterior redondeado y el posterior truncado.
Ciliatura somática dispuesta en 12 cinetias; el peristoma alcanza un tercio de la
longitud del cuerpo, en el citoplasma presenta gran cantidad de granulaciones y
numerosas vacuolas digestivas; el macronúcleo es compacto y ovoide con un tamaño
de 40.2 m x 14.3 m, el micronúcleo tiene un tamaño de 2 m y se encuentra en
el centro del cuerpo, la vacuola contráctil (VC) es de tipo lagunar encontrándose en la
parte posterior.
Habitante común de aguas dulces y salobres, en ocasiones se ha podido encontrar
en aguas negras, aunque no es habitante común de estas.

54
Dominio: Eucarya
Familia: Euplotidae Ehrenger, 1838
Género: Euplotes Ehrenberg, 1830
Especie: Euplotes affinis
20 m 10 m
Figura 11. Euplotes affinis. Tamaño: 55 m X 28 m (contraste de
fases)
Cuerpo dorsoventralmente aplanado, presenta 18 cirros distribuidos de la siguiente
manera 9 frontoventrales, 5 transversales y 4 caudales. En el lado dorsal es posible
observar de 5 a 6 costillas o surcos. La cavidad bucal se presenta sin placa frontal
cubriendo la parte anterior.
El macronúcleo tiene forma de C, el micronúcelo se encuentra cerca de la parte
final anterior de la célula; la vacuola contráctil esta en el lado derecho cerca
de los cirros transversales; se alimenta predominantemente de pequeños flagelados
y bacterias.
De distribución cosmopolita, se han encontrado en aguas negras parcialmente
tratadas, al igual que la mayoría de las especies de Euplotes es posible encontrarlos
en aguas salobres y dulceacuícolas.

55
Dominio: Eucarya
Subphylum: Intramacronuceata Lynn, 1996
Subclase: Stichotrichia Small Y Lynn, 1985
Orden: Sporodotrichia Faurè – Fermient, 1961
Familia: Oxitrichidae Ehrenberg, 1938
Género: Oxytricha
Especie: Oxytrichia phalax
10 m 10 m
Figura 12. Oxytricha phalax. Tamaño: 89 m X 38 m, 400 X (contraste
de fases)
Los organismos pertenecientes a esta familia presentan cirros, los cuales utilizan para
caminar sobre el substrato. Para alimentarse crean corrientes de agua con la zona adoral
de membranelas (ZAM) y atrapan bacterias u otras pequeñas partículas suspendidas.
Algunas especies presentan los cirros arreglados en grupos, pero generalmente tienen
dos o más de forma separada. Los microorganismos pertenecientes a esta clase
son comunes y es posible distinguirlos por la posición y número de los cirros (Patterson
et al., 1992). Prolifera en lodos activados, filtros percoladores, tanques Imhoff y aguas
negras sin tratar (Luna–Pabello et al., 1991).

56
5.2 Clase Oligohymenophorea
de Puytorac et al., 1974 (Lee et al., 2000)
Esta clase comprende las siguientes subclases con los siguientes ordenes cada
una:
Subclase: Peniculia Fauré – Fremient in Corliss, 1954
Orden: Peniculida Fauré – Fremient in Corliss 1956
Subclase: Scuticociliatia Small, 1967
Orden: Philasteridae Perty, 1852
Orden: Pleuronematia Fauré – Fremient in Corliss, 1956
Orden: Thygmotrichida Catton & Lwoff, 1922
Subclase: Hymenostomatia Delage & Hérouard, 1896
Orden: Hymenostomatida Delage & Hérouard, 1896
Saubclase: Apostomatia Catton & Lwoff, 1928
Orden: Apostomatida Catton & Lwoff, 1928
Orden: Pilisuctorida Jankowski, 1966
Subclase: Peritricha Stein, 1859
Orden: Sessilida Kahl, 1935
Subclase: Astomatia Schewiakoff, 1896
Orden: Astomatida Schewiakoff, 1896
Son ciliados con ciliatura bucal especializada la cual comprende tres membranelas y una
membrana ondulante, estos organelos no se observan con facilidad; la mayoría son organismos
filtradores que comúnmente se alimentan de bacterias. Entre los organismos que se encuentran
dentro de este grupo están: Hymenostomatidos los cuales presenta cortas membranelas y
una membrana ondulante, la boca generalmente es pequeña y difícil de ver son comunes en
sitios enriquecidos con materia orgánica, en este grupo se encuentra: Colpidium, Glaucoma,
Tetrahymena. En esta clase también se encuentra al orden de los peritricos cuya ciliatura de la
cavidad bucal forma una corona alrededor de la parte anterior de la célula. Generalmente
presenta forma de campana aquí se encuentra a organismos como: Astylozoon, Epistylis,
Opercularia, Vorticella, Ophrydium, Platicola. Otro orden que se agrupa en esta clase son los
peniculados en los cuales las membranelas se dibujan relativamente alargadas, generalmente
con tricosistos y vacuola contráctil compleja en forma de estrella, en este orden se encuentra
a los siguientes organismos: Frontonia, Paramecium, Urocentrum (Patterson, 1992).

57
Dominio: Eucarya
Clase: Oligohymenophorea de Puytorac, et al., 1974
Subclase: Scuticociliatia Small y Lynn, 1967
Orden: Philastoridae Perty, 1852
Familia: Loxocephalidae Jankowski, 1964
Género: Dexiotricha
Especie: Dexiotricha plagia
20 m 20 m
Figura 13. Dexiotricha plagia (Stokes, 1885). Tamaño: 50 a 70 m x 25
a 30 m (contraste de fases).
Cuerpo cilíndrico, con el polo anterior truncado desprovisto de cilios y el posterior
redondeado presenta un cilio caudal. La ciliatura somática es uniforme compuesta de
20 a 30 cinetias, los cinetosomas están compuestos por dicinétidas y monocinétidas.
Ciliatura bucal conformada a la derecha por una membrana paroral (ondulante) y a
la izquierda por tres membranelas. Presenta de manera adicional una hilera oblicua
de cilios asociada con la cavidad bucal en el margen derecho. El macronúlceo es
esférico con un micronúcleo ubicado cerca de él. La vacuola contráctil se localiza en
la parte subecuatorial del cuerpo, se alimenta de bacterias y algas.
Este ciliado, está en sinonimia con Loxocephalus plagius, el cual ha sido registrado
anteriormente en aguas de drenajes domésticos, pero no como habitante común de
plantas para tratamiento de aguas residuales, los sinónimos de Dexiotricha plagia
son: Loxocephalus annulatus; L. liridus; L. simplex; Uronema simplex y Colpodium
pannonicum.

58
Dominio: Eucarya
Subphylum: Intramacronucleata, Lynn 1996
Clase: Oligohymenophorea de Puytorac et al., 1967
Subclase: Scuticociliatia Small, 1967
Orden: Philasteridae Perty, 1852
Familia: Cyclidiidae Ehrenberg, 1835
Género: Cyclidium
Especie: Cyclidium glaucoma
20 m 20 m
Figura 14. A) Cyclidium glaucoma (Mueller, 1773). Tamaño: 20-30 m.
B) Cyclidium (17.8 m X 11.1 m) en el que se observa el cilio caudal
=15.5 m 40 X (Contraste de fases)
Cuerpo ovoide con la cara ventral y la dorsal convexa; la región anterior ligeramente
truncada y la posterior redondeada. La ciliatura somática dispuesta en 10 cinetias
regularmente espaciadas, la región anterior sin cilios y la posterior con un cilio
caudal largo. La cavidad bucal ubicada en la superficie ventral del cuerpo, se
extiende desde el extremo anterior, hasta la región ecuatorial del organismo. La
ciliatura bucal la conforma la membrana paroral (ondulante) que es conspicua y
tres mebranelas. El aparato nuclear está constituido por un macronúcleo esférico y un
micronúcleo ubicados en la parte anterior. La vacuola contráctil es posterior. Su
Alimento consiste en bacterias y algas.
De amplia distribución, se desarrolla en aguas con materia orgánica en procesos de
descomposición. Se ha registrado que habita en filtros percoladores, lodos activados,
tanques Imhoff, reactores biológicos rotatorios (RBRs) y aguas negras sin tratar.

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Dominio: Eucarya
Subphylum: Postciliodesmatophora Faurè – Fremient en Corliis, 1950
Subclase: Peniculia Faurè – Fremient en Corliis, 1954
Orden: Peniculida Faurè – Fremient en Corliis, 1956
Suborden: Paramecina Jankowski en Small y Lynn, 1985
Familia: Parameciidae Dujardin, 1840
Género: Paramecium Ehrenberg, 1831
Especie: Paramecium aurelia
25 m 25 m
Figura 15. A) Paramecium aurelia (Ehrenberg, 1831). Tamaño: 80-170
m B) Paramecium aurelia (84 m X 40 m) (contraste de fases).
Cuerpo alargado, en forma de huso, con la parte anterior redondeada y la posterior
en forma de un cono amplio (ángulo de 90 aproximadamente). El aspecto
superficial de la película corresponde a celdillas hexagonales. Ciliatura somática
uniforme dispuesta en 91-97 cinetias contadas a partir de lado derecho del citostoma que
se presenta ventralmente. Muestra dos suturas, la preoral y postoral. La ciliatura
vestibular está formada por siete cinetias mientras que las estructuras infraciliares
de los organoides bucales corresponden a la membrana endoral que presenta 22
cinetosomas espaciados regularmente; cada uno de los penículos está formado por
cuatro hileras de cinetosomas, estando más separadas en el tercer penículo (cuádrulo).
Con un macronúcleo central ovoide y dos micronúcleos pequeños, cercanos a éste,
presenta dos vacuolas contráctiles con canales radiales cortos, el poro de la vacuola se
encuentra entre las cinetias dorsales 23-24 mientras que el poro de la vacuola posterior
se encuentra entre las cinetias dorsales 22-23. Se alimenta de bacterias. Prolifera en
filtros percoladores, lodos activados y aguas negras.

60
Dominio: Eucarya
Reino: Protozoa
Subclase: Peritrichia Stein, 1859
Familia: Zoothamniidae Sommer, 1951
Genero: Zoothamnium
Especie: Zoothamnium procerius
30 m 30 m
Figura 16. Zoothamnium procerius. Tamaño: 33.3 X 55.5 m (contraste
de fases).
Los Peritricos son organismos que pueden encontrarse solos o formando colonias
siendo comunes y ampliamente distribuidos, son particularmente evidentes en los
sistemas de tratamiento de lodos activados; el género más conocido es Voticella, el
cual ha perdido los cilios somáticos adaptándose a un estado sésil aunque pueden
desprenderse de los flóculos de materia orgánica y flotar libremente en el agua. La
larva telotroca de estos organismos es libre nadadora.
Zoothamnium es un protozoo colonial, con zooides en forma de campana invertida.
Pedúnculo ramificado en forma de zig-zag, por el mionema continuo, el cuál está
más o menos al centro, dentro del pedúnculo, y no es sinoidal cuando esta relajado.
El género se puede confundir con Carchesium y Pseudocarchesium, en los que el
mionema es discontinuo.

61
Dominio: Eucarya
Reino: Protozoa
Subphylum: Intramacronucleata, Lynn, 1996
Familia: Vorticellidae Ehrenberg ,1838
Género: Vorticella Linnaeus, 1967
Especie: Vorticella aquadulcis
30 m 30 m
Figura 17. Vorticella aquadulcis. Tamaño: 33.3 m X 24.4 m (contraste
de fases).
Este es un organismo solitario, de pedúnculo contráctil, el cuerpo es de forma elíptica,
con película estriada fácilmente visible y sin gránulos de reserva refringentes en el
endoplasma; se alimenta de bacterias, las cuales son atraídas al citostoma por la
corona de cilios que se encarga de hacer corrientes de agua dirigidas hacia dicha
estructura, estos organismos se encuentran frecuentemente en aguas dulces. Todos
los organismos pertenecientes a esta subclase son sésiles, por lo que se encuentran
asociados a los flóculos presentes en los lodos activados.

62
Dominio: Eucarya
Reino: Protozoa
Género: Vorticella Linnaeus, 1967
Especie: Vorticella sp.
30 m 30 m
Figura 18. Vorticella sp. Tamaño: 42.8 m X 33.3m (contaste de
fases).
Peritrico común, solo presenta cilios que le ayudan a alimentarse formando una
banda en la parte anterior de la célula, la cual corresponde a la membranela que
genera las corrientes de agua para llevar el alimento a la cavidad bucal en donde se
encuentran las vacuolas alimenticias, además tiene otra banda que corresponde a la
membrana ondulante; posee un pedúnculo contráctil cuyo movimiento o contracción
se lleva a cabo en zig-zag (Patterson y Hedlex, 1992).

63
Dominio: Eucarya
Reino: Protozoa
Género: Vorticella
Especie: Vorticella convallaria
20 m 20 m
Figura 19. Vorticella convallaria (Linnaeus, 1758). Tamaño: cuerpo 71
X 49 m; pedicelo 120 m (contraste de fases).
Es un organismo solitario, de pedúnculo retráctil, con cuerpo en forma de campana
invertida, presenta una película estriada fácilmente visible y sin gránulos de reserva
refringentes en el endoplasma. El persitoma mide de 55 – 75 m de ancho, en este
organismo el infundíbulo alcanza 1/3 de la longitud total del cuerpo. El macronúcleo
es conspicuo y en forma de banda, presenta un solo micronúcleo esférico. La vacuola
contráctil se localiza en la parte anterior.
Son individuos sésiles de distribución cosmopolita, se presentan frecuentemente a
lo largo de todo el año, en todo tipo de aguas, tanto fluidas como estancadas, pero
evitan las aguas sucias. Usualmente se encuentran adheridos a diversos soportes,
habita frecuentemente en grupos. Se ha registrado su presencia en filtros percoladores
y lodos activados (Luna–Pabello et al., 1991).

64
Dominio: Eucarya
Reino: Protozoa
Phylum: Ciliophora
Subphylum: Itramacronucleata Lynn, 1996
Familia: Vorticellidae Ehrenberg, 1838
Género: Vorticella Ehrenberg, 1831
Especie: Vorticella campanula, 1831
30 m 30 m
Figura 20. Vorticella campanula (Ehrenberg, 1831). Tamaño: cuerpo
50-160 m X 35-100 m; pedúnculo 205-3500 m (contrate de
fases).
Es un organismo solitario, sésil de pedúnculo contráctil. El cuerpo es en forma de
campana invertida, algunas veces con pliegues posteriores. El cuerpo contiene gránulos
de reserva refringentes, debido a esto los organismos son muy conspicuos teniendo
su cuerpo apariencia negruzca, la película finamente estriada. El peristoma presenta
una gran amplitud. Debajo del labio peristomal se constriñe y algunas veces el cuerpo
presenta pliegues posteriores. El infundíbulo es amplio. La ciliatura bucal se encuentra
distribuida alrededor del peristoma hacia el infundíbulo. El macronúcleo es en forma de
banda, tiene un solo micronúcleo. Una sola vacuola contráctil cerca de la cavidad
bucal. La parte basal del cuerpo puede algunas veces cubrir la parte superior del
pedúnculo, el cual se localiza en posición aboral. Son microorganismos de distribución
cosmopolita, se presenta frecuentemente a lo largo del todo el año, tanto en aguas
fluidas como estancadas. Usualmente se encuentran adheridos a diversos soportes.
Se ha registrado que habita en filtros percoladores, lodos activados y RBR que tratan
aguas residuales domésticas (Curds, 1975; Curds, 1983; Rivera et al., 1989).

65
Dominio: Eucarya
Reino: Protozoa
Familia: Epistylididae Kahl, 1933
Género: Epistylis Ehrenberg, 1830
Especie: Epistylis plicatilis
20 m 20 m
Figura 21. Epistylis plicatilis (Ehrenberg, 1830). Tamaño: zooide 70-160
m X 30-45 m; ramas 90-100 m (contraste de fases).
Este organismo forma colonias ramificadas dicotómicamente, el zooide presenta
forma de vaso o campana alargada e invertida y puede presentar pequeñas
contracciones que dan origen a los pliegues característicos de su porción final, la
película del cuerpo es ligeramente estriada. La ciliatura bucal se encuentra distribuida
alrededor del peristoma hacia el infundibulo, este ocupa un tercio de la longitud total
del zooide. El aparato nuclear esta compuesto por un macronúcleo en forma de C,
ubicado oblicuamente en la parte anterior y un micronúcleo esférico, la vacuola
contráctil se encuentra en posición anterior, se alimenta de bacterias.

66
Dominio: Eucarya
Reino: Protozoa
Familia: Operdulariidae Faurè–Fremient en Corliss, 1979
Género: Opercularia Goldfuss, 1820
Especie: Opercularia coartata
50 m 50 m
Figura 22. Opercularia coartata. Tamaño: zooide 60-75 m x 20-25 m;
ramas 60-100 m (contraste de fases).
Son organismos que forman colonias pequeñas compuestas de tres a seis individuos,
cuyos miembros se encuentran interrelacionados por medio de un pedúnculo
bifurcado, por lo que no son elementos contráctiles, estos organismos presentan
cilios que los ayudan a conseguir su alimento. El zooide presenta forma de campana
invertida. Ostenta además un pequeño disco peristomal que está soportado por
una minúscula estructura que sobresale ligeramente en el extremo apical. El
macronúcleo tiene forma de banda y se encuentra ubicado en la porción ecuatorial
al igual que la vacuola contráctil solo que esta se encuentra en el extremo anterior;
se alimenta de bacterias (Patterson y Hedlex, 1992).
Se distribuyen de manera cosmopolita, desarrollándose en aguas con materia
orgánica en descomposición. Han sido encontrados en lagunas de oxidación, lodos
activados, filtros percoladores y tanques Imhoff en donde se adhieren a detritos y
grumos bacterianos.

67
5.3 Clase Litostomatea
Small y Lynn, 1981 (Lee et al., 2000)
Subclase: Haptoria Corliss, 1974
Orden: Cyclotrichida Jankowski, 1980
Orden: Haptorida Corliss, 1974
Orden: Pleurostomatida Schewiakoff, 1896
Subclase: Trichostomatia Bütschli, 1889
Orden: Vestibuliferida de Puytorac, et al., 1974
Orden: Entodinomorphida Reichenow in
Doflein and Reichenow, 1929
Los organismos pertenecientes a este Clase se dividen en dos grupos arreglados en
dos Subclases. En la primera se encuentra a organismos libres nadadores la gran
mayoría predadores, por lo que se hallan armados con extrusomas alrededor de la
región bucal. Dichos extrusomas se encuentran formando un anillo o corona de
cilios en los cuales se encuentran los toxicistos estructuras que al estar en contacto
con la presa descargan una sustancia que la inmoviliza para poder ser digerida
(En: The Free Encyclopedia), la boca se puede encontrar en la región apical o a lo
largo de una región marginal de la célula, dentro de este grupo se puede encontrar
a los siguientes Géneros: Amphileptus, Chaenea, Didinium, Lacrymaria, Litonotus,
Loxophyllum,Monodinium, Phialina, entre otros (Patterson, 1992). La segunda
Subclase que forma el grupo de los litostomateos son los pertenecientes a la Subclase
tricostomatia que son organismos endosimbioticos del tracto digestivo de vertebrados
estos presentan una depresión o vestíbulo conteniendo cilios somáticos modificados. A
continuación se presentan algunas microfotografías de los organismos pertenecientes
a la Clase Litostomatea y que son comúnmente encontrados en los sistemas de
tratamiento.

68
Dominio: Eucarya
Reino: Protozoa
Clase: Litostomatea Small y Lynn, 1981
Orden: Pleurostomatida Schewiakoff, 1896
Familia: Litonotidae Kent, 1882
Género: Litonotus Wresniowski, 1870
Especie: Litonotus lamella
20 m 20 m
Figura 23. Litonotus lamella (Ehrenberg, 1838). Tamaño: 80-110 m x
12-20 m (Contraste de fases).
Cuerpo lanceolado con el extremo anterior ligeramente truncado y curvo, la parte
posterior redondeada. La región anterior presenta en uno de los bordes laterales una
serie de tricosistos, observándose también en la región posterior pero en menor número.
Ciliatura somática representada por 14 -17 cinetias paralelas, el citostoma es anterior
en forma de hendidura. Citoplasma granuloso, presentá dos macronúcleos ovoides
centrales y un micronúcleo entre ellos, la vacuola contráctil se encuentra en el extremo
posterior, se alimenta de flagelados y ciliados como son Cyclidium y Uronema.
Su distribución es cosmopolita, siendo común en aguas contaminadas con materia
orgánica en descomposición, se le ha encontrado en lodos activados (Madoni et al.,
1985), filtros percoladores (Bick, 1972; Curds, 1975) así como en reactores biológicos
rotatorios (Luna–Pabello, 1987; Rivera et al., 1989).

69
Dominio: Eucarya
Reino: Protozoa
Clase: Litostomatea Small y Lynn, 1981
Orden: Haptorida Corliss, 1974
Familia: Trachelophyllidae Kent, 1882
Género: Trachelophyllum Claparéde y Lachmann, 1859
Especie: Trachelophyllum pusillum
50 m 50 m
Figura 24. Trachelophylum pusillum. Tamaño: 50 m X 11.1 m
(contraste de fases).
Presenta cuerpo elongado, aplanado y flexible, posee tricosistos, dos macronúcleos
con un micronúcleo cada uno, la vacuola contráctil, se encuentra en la parte terminal.
El citostoma se encuentra en la parte apical de la célula armada con tricosistos. La
ciliatura corporal es completa y uniforme. Este es un organismo libre nadador que
se alimenta por depredación de bacterias.
Ampliamente distribuido en los habientes salobres y ocasionalmente en aguas dulces,
así como en aguas parcialmente tratadas.

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