1. “Ecografía y Evaluación seminal”
Por: Joe Abimael Llori B.
Docente: Dr. Manuel Quezada
UNIVERSIDAD NACIONAL DE LOJA
BIOTECNOLOGIAS REPRODUCTIVAS
2. ECOGRAFÍA
Sus comienzos en nuestra área se remontan a
los años 80, donde se comenzó a utilizar en
yeguas, y más tarde en vacas, utilizando en
ambas la vía transrectal.
Posteriormente, y gracias al desarrollo de
Empresas de alta tecnología, se fue popularizado
su uso en otras especies, así como en cerdas,
ovejas y cabras (Bellenda).
INTRODUCCIÓN
3. ECOGRAFÍA
FUNCIONAMIENTO BÁSICO
La máquina de ultrasonidos o
ecógrafo utilizan ondas de
sonido de alta frecuencia, cuya
magnitud de medida es el
megahertz (MHz), para
producir imágenes de órganos
internos y de tejidos blandos. 1 MHz = 1’000 000 de ondas de sonido por segundo
4. ECOGRAFÍA
• Hiperecogénico: apreciado con una tonalidad blanca correspondiente
con una elevada reflexión de los tejidos, por ejemplo el hueso.
• Hipoecogénico o hipoecoico: son las imágenes originadas por tejidos
blandos, los cuales van a originar puntos menos brillantes para mostrar
una escala de grises en la pantalla. Ej. tejidos parenquimatosos.
• Anecogénicos: son imágenes producidas por estructuras que no
reflejan sino que transmiten las ondas, caracterizado por un color
negro. Ej. vejiga, quistes, folículos ováricos
5. ECOGRAFÍA
Emite ondas que se reflejan de vuelta al transductor,
son enviadas a través de la sonda al ecógrafo en donde
son analizadas y convertidas en una imagen en una
escala de grises.
TRANSDUCTOR
Se pueden presentar de tres forma: lineales, convexos o sectoriales
En veterinaria los Transductores más
usados son de: 3.5, 5 y 7.5 MHz.
6. ECOGRAFÍA
APLICACIONES EN REPRODUCCIÓN ANIMAL
Diagnóstico temprano de gestación
Diagnóstico de viabilidad embrionaria
Sexaje fetal
Diagnóstico de patologías reproductivas
Quistes Ováricos
Diagnóstico de metritis
Endometritis
Piometra
Superovulación
Diagnóstico de gemelar
7. ECOGRAFÍA
● Maximizar la efectividad de los tratamientos, especialmente
los de sincronización de celos.
● Es una prueba sencilla y no invasiva.
● Se pueden diagnosticar alteraciones patológicas, observar
folículos y cuerpos lúteos presentes en los ovarios,
diagnóstico de gestación.
● Proporciona imágenes en movimiento de las estructuras,
pudiendo diferenciar distintos tipos de tejidos.
● Es una técnica segura, tanto para el animal como para los
operarios que la realizan.
VENTAJAS
8. ECOGRAFÍA
DESVENTAJAS
● La inversión económica es costosa
● Coste de mantenimiento: este tipo de equipos
requiere un servicio de mantenimiento específico.
● Utilizando algunas herramientas de posprocesado
de forma inadecuada podemos perder información
diagnóstica.
9. ECOGRAFÍA
Examen ecográfico transrectal en vacas y en yeguas
En el caso de la yegua, es
conveniente evacuar la ampolla
rectal previamente, a los efectos
de no realizar movimientos
forzados con el transductor en la
mano, y así evitar lesiones del
recto.
En el caso de la vaca, no es muy
conveniente la evacuación del recto,
ya que la mayor flacidez de sus
paredes, permiten que muchas veces
se introduzca aire, y eso nos
complica una correcta manipulación
y visión de los órganos a estudiar.
10. ECOGRAFÍA
• 20-21 días: Se observa el embrión propiamente dicho en la
zona ventral de la vesícula y latido cardíaco sobre el día 22.
• 25-40 días: Inicio de la placentación: regresión del saco
vitelino e inicio de expansión del saco alantoideo.
• 40 días en adelante: Se inicia el periodo fetal. Desaparece el
saco vitelino. Se desarrolla y elonga el cordón umbilical.
• 60-70 días: Permite la determinación del sexo fetal con la
localización del tubérculo genital, que en machos migrará
hacia el cordón umbilical y en hembras migrará hacia la cola.
11. ECOGRAFÍA
Ecografía en ovejas, cabras y cerdas
Podemos detectar la preñez ovejas y
cabras a partir de los 16-17 días post
inseminación y también determinar la
presencia de gestaciones múltiples sobre
los 20- 22 días (cuando el embrión mide
aprox. 1 cm).
La gestación en la cerda puede
determinarse desde los 18-20 días post-
servicio mediante la observación de
pequeñas cantidades de líquido, pudiendo
identificar a los embriones en una misma
imagen a partir de los 22-23 días.
12. ANÁLISIS DE LA CALIDAD SEMINAL
El análisis seminal tiene como objetivos
predecir la fertilidad y capacidad fecundante
del futuro semental y evaluar el semen durante
los procesos de criopreservación, el análisis de
rutina es basado en la evaluación
macroscópica-física del eyaculado, y en la
evaluación por microscopía de los
espermatozoides (Guataquira, 2019).
INTRODUCCIÓN
13. ANÁLISIS DE LA CALIDAD SEMINAL
PARÁMETROS
MACROSCÓPICOS
• Volumen: Se expresa en mililitros (mL), y su lectura se hace por medio de
un tubo recolector graduado. (Sarabia, 2015)
• Color: El color del eyaculado depende del contenido de riboflavina, siendo
normalmente desde blanquecino marfil hasta amarillento ( Agüero , 2012).
• Olor: Las muestras de semen recolectadas higiénicamente, de toros sanos y
fértiles, tienen un débil olor sui géneris (Ariagno & Mormandi, 2016).
• Ph: Se evalúa extrayendo una gota de semen del tubo y colocándola sobre
una tira indicadora de pH. Se considera un pH normal, entre 6,8 - 7
(Agüero , 2012).
14. ANÁLISIS DE LA CALIDAD SEMINAL
PARÁMETROS MICROSCÓPICOS
Motilidad masal
• Muy buena (MB), movimiento vigoroso en remolinos.
• Buena (B), remolinos más lentos y ondas.
• Mala (M), escasa o ninguna motilidad.
Motilidad individual
• Muy Bueno (MB): 80 a 100% de células móviles
• Bueno (B): 60 a 80% de células móviles.
• Regular (R): 40 a 60% de células móviles
• Malo (M): menos de 40% de células móviles.
15. ANÁLISIS DE LA CALIDAD SEMINAL
• Morfología: Se basa en la relación directa que hay entre la proporción de los espermatozoides
normales en el eyaculado el tipo de defecto y su influencia sobre la fertilidad de los toros (Rivera,
2013).
• Concentración: Permite evaluar la capacidad de producción de espermatozoides del semental y
calcular el número de dosis a producir por eyaculado (González, Martínez, & Sánchez, 2013).
• Vitalidad: Esta característica mide el número de espermatozoides vivos y se expresa como el
porcentaje de células muertas. Para medir la vitalidad de una muestra de semen, se utilizan colorantes
vitales, tales como el colorante eosina-nigrosina, con el cual los espermatozoides muertos serán teñidos
de color rojo o en rosa, mientras que los vivos quedan sin teñir (Agüero , 2012).
16. BIBLIOGRAFÍA
Anson, A. (2013). AVEPA. https://www.avepa.org/pdf/proceedings/RADIOLOGIA_ECOGRAFIA_PROCEEDING2013.pdf
AV. (2014). Algunos principios de ecografía. http://axonveterinaria.net/web_axoncomunicacion/auxiliarveterinario/10/10_12-15.pdf
Bellenda, O. (s.f.). El ultrasonido o ecografía aplicados en la reproducción animal.
http://www.ecografiavet.com/pdf/Ecografia_en_Ovejas_y_Cerdas.pdf
Corredor, E., & Páez, E. (2012). Aplicaciones de la ultrasonografía en la reproducción bovina. file:///C:/Users/usuario/Downloads/Dialnet-
AplicacionesDeLaUltrasonografiaEnLaReproduccionBov-4986459.pdf
Cuenca. (2019). Aplicación y utilidad de la ultrasonografía en reproducción animal. https://es.slideshare.net/cuencamvz24/aplicacion-y-utilidad-de-la-
ultrasonografa-en-reproduccion-animal
Giraldo, C. (2003). Principios básicos de ultrasonografía veterinaria. 8(2), 303–309.
https://www.researchgate.net/publication/47416957_Principios_basicos_de_ultrasonografia_veterinaria
González, J., Martínez, Y., & Sánchez, D. (2013). Análisis seminal equino y bovino. Espermatozoides In Vitro, 5.
Guataquira, L. (2019). EVALUACIÓN IN VITRO DEL SEMEN EN BOVINOS .
https://repository.ucc.edu.co/bitstream/20.500.12494/14794/1/2019_evaluacion_vitro_semen.pdf
