1. Dr. Carlos J. Coraspe D
Médico Infectologo
Hospital Universitario
Ruiz y Páez
Lunes 03 de junio del 2013

2. Toma de muestra en
médicina

3. TOMA DE MUESTRAS
• Definición:
Obtención de especímenes biológicos para como
apoyo al diagnóstico clínico.
Especímenes:
* Líquidos
* Secreciones
* Otros materiales como tejidos

4. QUIEN LA REALIZA?
1. Personal Profesional:
• Médicos
• Enfermeros
• Bioanalista
• Microbiólogos
• Personal Capacitado
2. Paciente
Previa instrucción.

5. Requisitos generales para la seguridad personal
1. Vestimenta y accesorios: Es obligatorio el utilizar
bata durante todo el tiempo de trabajo en el
laboratorio.
2. No se permite comer ni tomar en el área de trabajo.
3. No se permite fumar.
4. No aplicación de cosméticos:
5. Lentes de contacto: No manipulación en el área de
trabajo.
6. Cabello: Se recomienda que las damas aseguren por
detrás su cabello.
7. Lavado de las manos con frecuencia durante todo
el día de labor, antes y después del contacto con
los pacientes, antes de comer o tomar y antes de
salir del laboratorio

6. Medidas específicas durante la
flebotomía
1. Practique las precauciones universales mínimas con todo
paciente a ser atendido.
2. Toda muestra debe ser considerada potencialmente
infecciosa y se deben tomar las precauciones que
garanticen la seguridad del flebotomista y de los
pacientes.
3. Limpie su mesa antes de iniciar sus labores.
4. Si el paciente tose con frecuencia, colóquese una mascarilla.
5. Evite tocar áreas visiblemente infectadas del paciente.
6. Tome precauciones al manipular las agujas y lancetas.
7. No deje agujas y lancetas usadas en la mesa de trabajo.
Descartar inmediatamente en su contenedor apropiado.
8. No coloque el protector a la aguja.

7. Medidas específicas durante la flebotomía
9. Si hay derrame de sangre, limpie con Hipoclorito de sodio al
10%.
10. Limpie el torniquete con alcohol isopropilico después de
cada extracción.
11. Cambie los guantes si se han manchado de sangre u otros
fluidos corporales.
12. Siempre que sea posible, cambie los guantes entre
pacientes.
13. Al terminar su labor, quitese los guantes y lávese bien las
manos.

8. Medidas específicas durante la
flebotomía
14. Si ocurre un pinchazo con aguja conteniendo
sangre de un paciente HIV positivo, informe
inmediatamente al jefe del laboratorio y
diríjase a el hospital, emergencia , con el
residente de medicina interna e informe del
riesgo profesional. Esta exposición debe quedar
registrada. Se le indicará y suministrará el
tratamiento gratuito de parte del programa
control de VIH.
15. Evite que los niños toquen o jueguen con los
equipos de la flebotomía.

9. LA PREPARACION DEL PACIENTE:
• La primera impresión y las
observaciones inmediatas pueden
ser útiles para el flebotomista.
Ayudarán a establecer el tipo de
paciente, el sitio de la punción, las
precauciones necesarias y la forma
correcta para el trato del paciente.

10. LA PREPARACION DEL PACIENTE:
• El paciente espera de usted un trato
profesional, cortés y de comprensión, ya
que él está frente a usted porque le
aqueja su salud. La comunicación
afectiva es determinante en la relación
con el paciente.
• Hable con el paciente. Explique el
procedimiento a seguir.

11. Ética:
• En todo momento debe mantener la ética y
confidencialidad del paciente y sus pruebas. Los
Códigos de Etica de los trabajadores de la salud,
prohiben estrictamente que los aspectos de salud
del paciente sean divulgados con propósitos no
profesionales.
• Se deben evitar críticas, temas políticos, atención de
asuntos personales y conversaciones que distraigan
o dilaten la adecuada atención del paciente.
• No de preferencia a familiares ni amistades, tal que
afecte la atención de los pacientes.

12. CONCEPTOS
• Espécimen
Material extraído del
paciente .
*Liquido
*Secreción
*Tejidos
• Muestra
Parte del espécimen
debidamente tratada
que se emplea para el
análisis.
* Sangre total
* Plasma
* Suero

13. Si la probabilidad clínica de que el paciente
esté cursando con una determinada
enfermedad es tan alta, aunque el examen
resulte negativo la conducta médica no
sufrirá modificaciones.
Cuestionarse si vale la pena solicitar el
examen.

14. PROCEDIMIENTOS
1. Preparación del Paciente
2. Identificación
3. Fijación del Torniquete
4. Evaluación del sitio de punción
5. Asepsia de la zona de punción
6. Punción
7. Recolección de muestra/muestras.

15. PROCEDIMIENTO
Identificación del Paciente:
Nombre
Cedula/código
Edad
Teléfono
Fecha-Hora de toma de muestra
Exámenes a realizar

16. PROCEDIMIENTO
• Fijación del Torniquete No dejarlo mucho
tiempo)
Provoca estasis venoso, facilita la selección
del sitio a puncionar.
• Evaluación del sitio de punción:
Palpación : Selección de la vena.

17. PROCEDIMIENTO
Asepsia de la zona de punción
*Limpieza en forma circular (adentro hacia fuera)
---Alcohol/algodón
*Secado. ---Algodón.
Punción
--- Venas basílica, cefálica, cubital media---
*Sistema al vacío
*Jeringa
*Palomilla / Lanceta.

19. METODOS
• Jeringa
1. Elementos
*Aguja
*Jeringa
*Tubos

20. METODOS
2. Procedimiento:
*Introducción de la aguja en la jeringa
*Localización y punción de la vena
*Extracción del embolo hasta lograr el
volumen de sangre deseado.
*Llenado de los tubos necesarios.

21. METODOS
• Lanceta
 Casos Recomendados: Necesidad de pequeños volúmenes de
sangre. (gota gruesa)
 Procedimiento:
* Asepsia
* Presión/congestión
* Punción de 2.5 mm
* Eliminación de la primera gota y recolección del volumen
deseado.

22. Ruta de los errores:
• Solicitud del examen.
• Estilos de solicitudes.
• Nombre del paciente completo y correcto
• Nombre del médico.
• Cómo se localiza.
• Abuso de términos: prueba, examen, estudio,
cultivo, antibiograma, inmediatamente ,
urgente, etc.
• Datos Inventados.

23. Toma de muestra para el laboratorio
• Examen general y Exámenes
especiales
• Muestras para coloraciones
• Muestras para Cultivos

24. PREPARACION DEL EQUIPO:
• Agujas: Están numeradas dependiendo de su calibre. Para colección de
sangre para hemogramas, se recomienda una aguja de un diámetro de 0.8
mm ( 21G ) para evitar daño a las células. Las agujas de 0.9 mm a 1.1 mm
de diámetro ( 20G – 19G ) se utilizan normalmente para punción venosa
en adultos.
• Jeringas: De 3, 5, 10 y 20 cc
• Adaptador para tubos-Vacutainer: Se utilizan para tubos al vacío.
• Torniquete: Recomendable de 2 tamaños para adultos y niños.
• Alcohol : Etílico o Isopropílico al 70%.
• Algodón
• Gasa
• Guantes
• Curita o venda adhesiva
• Iodo.
• Frascos para hemocultivos.

25. EL PROCEDIMIENTO DE LA FLEBOTOMIA
• La muestra debe tomarse correctamente y
bajo las condiciones más favorables para
evitar errores. Esto incluye la absoluta
identificación del paciente, el sitio a puncionar
y el volumen a colectar. El paciente debe
estar en posición cómoda, de preferencia en
una silla especial para veno-punción con
descanso para los brazos y si está en cama,
preferiblemente acostado.

26. Examen general y Exámenes
especiales
• Hematología completa, VSG, frotis sanguíneo, gota gruesa,
extendido sanguíneo, drepanocitos,
• Química sanguínea: Urea, creatinina, glicemia, amilasa, ácido úrico, perfil
lipídico(colesterol total, colesterol HDL, colesterol LDL, triglicéridos) fosfatasa acida, fosfatasa
alcalina, proteínas totales y fraccionadas( Albumina y globulina), transaminasas, bilirrubina,
electrolitos séricos( Na, K, Cl),
• Serología: Serología para dengue, hepatitis(A, B C,), Epstein Bar, citomegalovirus,
antígenos febriles. Etc.
• Hormonas
• Drogas y medicamentos
• Tiempo de coagulación
• General de orina
• Heces: especial

27. Tubos para toma de muestras

28. PREPARACION DEL EQUIPO:
• Tubos de colección: Los tubos están
predeterminados para llenarse con un determinado
volumen de sangre por vacío. El tapón de caucho
está codificado por color, de acuerdo a su uso o sus
aditivos.
TUBO CON TAPON ROJO
USO: Química, Inmunología, Banco de sangre
ADITIVO: Ninguno

29. La palpación:
• Antes de proceder a puncionar, se debe
escoger la vena. La mejor manera es
realizando una palpación de las mismas para
esa decisión. Para ello coloque el torniquete
3 a 4 pulgadas por arriba del sitio
seleccionado, para visualizarlas mejor. Debe
tener presente en no mantener el torniquete
por más de 3 minutos, para evitar la
hemoconcentración.

31. La palpación:
Las venas más utilizadas para la venopunción,
están localizadas en el área antecubital. Entre éstas
tenemos:
• Vena Cubital: Es la más larga y gruesa de todas y
es la preferida por bordear la musculatura del
brazo.
• Vena Cefálica: Tiene iguales características de la
anterior, pero es un poco menos gruesa.
• Vena Basílica: Es más pequeña que las anteriores.
Esta vena está cerca de la arteria braquial, por lo
que su punción es riesgosa y su área es más
sensible y dolorosa para el paciente.

32. La palpación:

33. PALPACIÓN DE LAS VENAS

34. La Descontaminación:
• Una vez que se ha decidido por la vena a
puncionar, debe proceder a descontaminar el
área con alcohol etílico o isopropílico al 70%
utilizando algodón y con movimientos
circulares del interior al exterior.
• Debe tener presente que una vez realizada la
descontaminación, no debe volver a tocar el
área venosa.

35. La punción venosa:
• Ahora está preparado para realizar la extracción
sanguínea.
• El brazo debe estar preferiblemente en posición
cómoda horizontalmente. Con el torniquete en
posición, haga que el paciente cierre y abra el puño
de 3 a 5 veces para bombear mejor la sangre, y luego
que mantenga el puño cerrado.
• Si se trata de un niño, es recomendable colocar 2
dedos de la mano, debajo del codo del paciente,
para evitar que doble el brazo durante la extracción.

36. Extracción con jeringa:

37. Extracción con jeringa:
• Apretando firmemente la jeringa, debe jalar
el émbolo con movimiento continuo para
extraer la sangre hasta el volumen
requerido. Evite presionar fuertemente la
aguja durante la extracción.
• Afloje el torniquete para que la sangre fluya
mejor y remueva la aguja del brazo con
movimiento suave al terminar de colectar,
sin apretar el área de la punción con el
algodón.

38. Extracción con jeringa:

39. Extracción con aguja:

40. Tubo tapa roja
• Química sanguínea: Urea, creatinina, glicemia,
amilasa, ácido úrico, perfil lipídico(colesterol
total, colesterol HDL, colesterol LDL,
triglicéridos) fosfatasa acida, fosfatasa alcalina,
proteínas totales y fraccionadas( Albumina y
globulina), transaminasas, bilirrubina,
electrolitos séricos( Na, K, Cl),
• Serología: Serología para dengue, hepatitis(A, B
C,), Epstein Bar, citomegalovirus, antígenos
febriles. Etc.
• Hormonas
• Drogas y medicamentos

41. Detección de anticuerpos
específicos (serología)
• Se estudia la respuesta inmune humoral
(anticuerpos específicos), que la presencia del
agente infeccioso genera en el huésped.

42. Tubo tapa Morada: tiene
anticoagulante EDTA
• Hematología completa, VSG, frotis
sanguíneo, gota gruesa, extendido
sanguíneo, drepanocitos, hemoglobina
glicosilada,PCR,

43. PREPARACION DEL EQUIPO:
TUBO CON TAPON MORADO
USO: Hematología
ADITIVO: Anticoagulante EDTA

44. PREPARACION DEL EQUIPO:
TUBO CON TAPON CELESTE
USO: Pruebas de Coagulación
ADITIVO: Anticoagulante Citrato de sodio

45. Tubo tapa Azul
• Tiempos de coagulación( Debe ser
llenado hasta la marca)

46. General de orina
• Envase apropiado para el examen: Envase
para Orina.
• Rotularlo: nombre y fecha
• Orina del chorro del medio: dejar correr un
poco y luego tomar la muestra( No llenarlo)
• Llevarlo lo más rápido posible al laboratorio
• El laboratorio reportará lo observado

47. Envase estéril para examen de orina
Urocultivo y esputo

48. Heces
• Envase de heces: Solo el envase especial
para ello
• Rotularlo: Identificación
• Llevarlo lo más rápido posible

49. Envase especial para heces

50. Muestras para coloraciones y
Cultivos
•Bacteriología, Micología
y Parasitología
•Virus
•Anatomía patológica

51. Microbiología
BACTERIAS PARASITOS HONGOS
Bacteriología
Parasitología
Micología
VIRUS
Virología

54. Concepto de flora normal
Microorganismos que se encuentran con
frecuencia en el cuerpo de las personas sanas
sin provocarles enfermedad.

55. Toma de muestra en bacteriología
•Preferiblemente tomar
la muestra ante de
iniciar algún tratamiento
antimicrobiano

56. Zonas estériles y con flora normal en el
organismo humano
• Zonas estériles
– Sangre, médula ósea
– SNC (LCR, cerebro)
– Líquido articular,
pleural, peritoneal,
pericárdico
– Tejidos
– Tracto respiratorio
inferior
– Tracto urinario
superior
• Zonas con flora normal
– Tracto respiratorio
superior
– Tracto gastrointestinal
– Uretra
– Vagina
– Tracto urinario inferior

57. Bacteriología
•Coloración : Gram, Zielk
nielsen
•Cultivo

58. Laminas para examen directo y
coloración

59. Tinción de Gram
Utilidad Clínica
• Permite al clínico plantear una hipótesis de
agente causal.
• Orientación para iniciar terapia
antimicrobiana.
• Debe ser solicitada en toda muestra para
estudio microbiológico.

60. • Gran importancia en infecciones mixtas, por
bacterias anaeróbicas y aeróbicas. En la tinción se
observarán ambos microorganismos, pero es
probable que en el cultivo sólo se desarrollen las
bacterias aeróbicas.

61. Cultivo: bacterias, hongos y virus
• Hemocultivo
• Medula ósea
• Liquido cefalorraquídeo
• Pleural
• Articular
• Tejido
• Urocultivo
• Coprocultivo

62. Recuerden
•TOMAR LA MUESTRA
ANTES DE INICIAR UN
TRATAMIENTO
ANTIMICROBIANO

63. Exudado faríngeo

64. Hisopo estéril con medio de
trasporte

65. Acción patógena e interés Clínico en
Streptococcus del grupo A (S. pyogenes)
Los cuadros más frecuentes son de
ANGINAS o FARINGITIS
• Pueden dar lugar a complicaciones:
– Supuradas: Otitis, sinusitis, meningitis,
etc.
– No supuradas:
• Glomerulonefritis
• Fiebres reumáticas (x infecciones no
tratadas) afectando a articulaciones e
incluso al corazón.

66. Toma de muestra para estudio
bacteriológico
•Secreciones purulenta,
abscesos, forunculosis o
funiculitis ulceras, pie
diabético, gangrenas

67. Punción lumbar

68. Neisseria meningitidis. Aislamiento.
Caracteres bioquímicos.
• TOMA DE MUESTRAS:
– De LCR por punción lumbar
– Examinar rápidamente (sensible)
• A la muestra de LCR turbio y purulento se le
realiza:
– Examen directo: Se centrifuga:
• Sedimento  Frotis para tinciones (gram, tinta
china, etc.)
• Sobrenadante: Técnicas inmunológicas para
detectar Polisacáridos capsulares y proteínas.
– Siembra en Agar sangre, agar chocolate, etc.
– Puede realizarse también un hemocultivo.

69. Tipos de muestras
•Estériles • No estériles

70. TIPOS DE MUESTRA ESTERILES
SITIOS ESTÉRILES
Liq. de
Punción
Hemocultivo
LCR
Sinovial
Pericárdico
Pleural
Peritoneal
Biopsias
ORINA (por punción
supra púbica-PSP)
Puede ser de
cualquier órgano
#
No las toma el bioanalista#

71. SITIOS NO ESTÉRILES Secreciones
Piel y faneras
Materia Fecal
No las toma el bioanalista#
TIPOS DE MUESTRA NO ESTERILES
vaginal
uretral
ótica
oral
heridas
#
piel
uñas
pelos
esputo/BA
L

72. Esputo
Expectoración:
• Evaluación de la calidad de la muestra.
• Ausencia microorganismos patógenos: informar
crecimiento flora comensal
• Ausencia de crecimiento bacteriano: sospechar
etiología no habitual
• Cultivo puro de agente propio de la flora
comensal: interpretar en relación a la clínica.

73. Materiales necesarios para la toma de muestra
Hisopos DACRON
y rayón
Para recoger exudados
Hisopos de Alginato
de Ca
Escobillones
Bordetella
pertussis
Biología Molecular
Neisseria gonorrhoeae
Ureaplasma urealyliticum
Diag. rápido de infec.

74. Aguja y jeringa
Lesiones ampollares
Abscesos cerrados
Fluidos corporales de cavidades
cerradas
Muestras p/ estudio de
gérmenes anaerobios
Orina PSP
Hemocultivos
Médula ósea
NO RE-ENCAPUCHAR NI CLAVAR LAS AGUJAS EN TAPONES DE GOMA
O CORCHO
Materiales necesarios para la toma de muestra

75. Hemocultivo
Cultivo microbiológico de una muestra de
sangre obtenida en una punción
independiente para cada frasco

76. Hemocultivo
• Materiales:
• Frascos de hemocultivos
proporcionados por el laboratorio.
– Al menos 2
– Son diferentes para paciente
adulto y pediátrico
• Jeringas y agujas
– Al menos 2, o de acuerdo al
número de frascos de hemocultivo
• Gasas estériles
• Guantes estériles
• Torniquete
• Alcohol y yodo.

77. Espontáneas
Orina por chorro medio
Primer chorro miccional
Materia fecal fresca
Colectores estériles
Biopsias
Secreciones
Materiales necesarios para la toma de muestra

78. Orina obtenida a través de catéter vesical
permanente:
– colonizado a las 48 horas de instalación
Punción vesical:
– método de referencia
– procedimiento invasivo
Cateterismo vesical transitorio:
– arrastre retrógrado de microorganismos
– procedimiento invasivo.

79. Requisitos de una buena muestra:
• Obtener la muestra antes de iniciar el tratamiento
antimicrobiano.
• Desde sitio más representativo de la infección.
• Tomada en forma aséptica y en recipientes
estériles.
• Correctamente identificada, acompañada de una
orden de solicitud completa.
• Transportar al laboratorio en el menor tiempo
posible con las medidas de bioseguridad
adecuadas.

80. PRINCIPIOS BÁSICOS PARA LA CORRECTA
RECOLECCIÓN DE MUESTRA (S):
• La muestra para cultivo debe ser material
del verdadero sitio de infección y debe
recogerse con un mínimo de
contaminación de tejidos, órganos o
secreciones adyacentes.
• Establecer periodos óptimos para la
recolección de muestras a fin de tener la
mejor oportunidad de aislar los
microorganismos causantes.

81. • Si el paciente va a colectar su
muestra, asegúrese de que
comprenda lo que le explicó,
mediante los siguientes consejos:
• Propicie un ambiente de
aprendizaje.

82. • Recuerde: los pacientes
recuerdan el 90% de lo que
ellos dicen y hacen; pero
sólo el 10% de lo que ellos
escuchan.

83. Volumen:
• En general la muestra obtenida con asa,
hisopo, guante, jeringa, etc. es suficiente para
su proceso.
• En líquidos, lo recomendable es que se
comunique al Laboratorio.
• En Baciloscopías obtener de 3 muestras de
expectoración, idealmente matutinas.

84. Número de especímenes:
• En cultivo de sangre, la más recomendable es
utilizar 2 muestras de diferente sitio de
punción.
• En Tuberculosis pulmonar tres Baciloscopías
son suficientes.

85. Conservación:
• Idealmente toda muestra debe ser incubada
inmediatamente.
• Especímenes que se pueden conservar menos
de 6 horas en el refrigerador son heces fecales
y orinas.
• En Tuberculosis hasta 48 horas.

86. Transporte:
• Evite que el líquido se contamine con el
algodón, esté en contacto con la luz solar
directa y llevarlo en altas temperaturas
(automóvil).

87. Causas de error en la toma de muestra
Técnica de extracción de muestra incorrecta:
Recolección en recipiente incorrecto
Recolección de sitio NO representativo
Traumatismo durante la venopunción (volumen
inadecuado de muestra)
Muestra recogida en una hora inadecuada
Almacenamiento incorrecto de la muestra
Cantidad insuficiente de muestra

88. CAUSAS DE RECHAZO DE LA MUESTRAS
SE RECHAZARAN MUESTRAS:
Sin rotular, o rotuladas inapropiadamente o con datos discordantes con respecto a los
que figuran en el pedido
Derramadas
 Enviadas sin el medio de transporte correspondiente o incorrectamente
conservadas.
Duplicadas en el transcurso de 24hs, sin la aclaración del médico solicitante
que la justifique. Se exceptúan los Hemocultivos
Que llegan al laboratorio con agujas o cualquier otro material corto-
punzante

89. • Orina mantenida más de 2 horas a
temperatura ambiente.
• Recipiente con pérdidas de: orina, líquido,
heces fecales, expectoración, sangre.
• Presencia de bario en heces para búsqueda de
Protozoarios y Helmintos.
• Muestra evidentemente contaminada.

90. Todos las muestras se consideran
potencialmente infecciosos y deben ser
remitidos ajustándose a las normas de
bioseguridad vigentes.

91. Micología
• Examen directo: KOH (hidróxido de potasio)
• Coloración para hogos
• Serología para hongos
• Cultivo para hongos: Sangre, medula ósea,
líquidos cefalorraquídeos, pleural, raspado: piel,uñas

92. Cultivos dermatofitos

93. PREPARACIÓN DE LAS MUESTRAS PARA SU ANÁLISIS.
Esta operación exige unas reglas de manipulación aséptica muy estrictas, así como la utilización de
material y diluyentes estériles, para evitar la contaminación exterior del alimento. Se utilizan campanas
o cámaras de flujo laminar adecuadas para la toma de muestras, que suponen una gran ayuda para
evitar el riesgo de cualquier contaminación
Tema 4

94. Parasitología
• Examen directo: Helmintos( áscaris,
stronguiloides, oxiuros, tricocéfalos, etc.)
• Extendido o frotis en lamina y Gota
gruesa de sangre y extendido de
medula ósea:
Paludismo, Tripanosoma, etc.
• Coloraciones: Hematoxilina y eosina,
giemsa.

95. • Helmintos (Áscaris, taenias)
• Huevos o larvas de helmintos
• Protozoos (Giardia)
TOMA DE MUESTRAS EXÁMENES DE DEPOSICIONES
Detección de parásitos como:
Parasitológico seriado o Coproparasitario

96. Toma de muestra capilar para gota
gruesa

97. ¿Qué espera el microbiólogo del
clínico?
• Conocimiento “razonable de las políticas del
laboratorio y métodos utilizados
• Conocer qué exámenes están disponibles y cuál es la
muestra más adecuada
• Información clínica relevante: día´gnóstico, uso de
antimicrobianos, etc..
• Contacto frecuente para solicitudes especiales.

98. Y Recuerde
Lávese las
manos

99. Carlos Coraspe