Manual electroforesis 38

SeriedeNormasTécnicasN°39
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
DE ELECTROFORESIS PARA
PROTEÍNAS Y ADN
Serie de Normas
Técnicas N° 38
Lima - 2003
CYAN MAGENTA AMARILLO NEGRO
CYAN MAGENTA AMARILLO NEGRO
MANUALDEPROCEDIMIENTOSDEELECTROFORESISPARAPROTEÍNASYADN

MANUAL DE PROCEDIMIENTOS
DE ELECTROFORESIS PARA
PROTEÍNAS Y ADN
Serie de Normas
Técnicas N° 38
Lima - 2003

MPR-CNSP-016 Instituto Nacional de Salud
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del Instituto Nacional de Salud
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I Instituto Nacional de Salud
Manual de procedimientos de electroforesis para proteínas y ADN
MPR-CNSP-016
MANUAL DE PROCEDIMIENTOS DE ELECTROFORESIS
PARA PROTEÍNAS Y ADN
ELABORACIÓN:
Blgo. Carlos Augusto Yábar Varas
División de Biología Molecular
Lima-Perú

II
Instituto Nacional de SaludMPR-CNSP-016
Catalogación hecha por el Centro de Documentación e Información del INS
AGRADECIMIENTO:
Blgo. Roger Calderón Espinoza
Blgo. Carlos Padilla Rojas
Blgo. Christian Baldeviano Vidalón
Blgo. Omar Cáceres Rey
Blga. Gisely Hijar Guerra
Blga. Elizabeth Sánchez Romaní
División de Biología Molecular
Yábar Varas, Carlos.
Manual de procedimientos de electroforesis para proteínas y ADN / Elaborado por
Carlos Yábar Varas. — Lima : Ministerio de Salud, Instituto Nacional de Salud,
2003.
59 p. : 30 cm. — (Serie de Normas Técnicas; 38)
1. PROTEINAS /aislamiento y purificación 2. ADN /aislamiento y purificación
3. ELECTROFORESIS
I. Yábar Varas, Carlos
II. Instituto Nacional de Salud (Perú)
III. Perú. Ministerio de Salud
ISBN 9972 – 857 – 26 – 3 (O.C.)
ISBN 9972 – 857 – 38 – 7 (N°38)
ISSN 1607 – 4904
Hecho el Depósito Legal Nº 1501152003-4205
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III Instituto Nacional de Salud
MPR-CNSP-016
CONTENIDO
INTRODUCCIÓN V
SECCIÓN 1: GENERALIDADES 1
1.1 Objetivo 1
1.2 Campo de aplicación 1
1.3 Abreviaturas y definiciones 1
SECCIÓN 2: MEDIDAS DE BIOSEGURIDAD 3
SECCIÓN 3: MANEJO DE MUESTRAS Y REACTIVOS EN BIOLOGÍA MOLECULAR 5
SECCIÓN 4: PROCEDIMIENTOS PARA LA ELECTROFORESIS DE PROTEÍNAS 7
4.1 Objetivo 7
4.2 Materiales 7
4.3 Ensamblaje de la cámara de electroforesis 7
4.4 Preparación de geles de poliacrilamida 8
4.5 Preparación del gel de resolución 11
4.6 Preparación del gel de empacamiento 12
4.7 Preparación de la muestra biológica 12
4.8 Electroforesis 13
4.9 Coloración y visualización de las proteínas usando azul brillante de coomasie 16
4.10 Interpretación de resultados 17
4.11 Factores que afectan la migración de las proteínas 19
SECCIÓN 5: PROCEDIMIENTOS PARA LA ELECTROFORESIS DE ADN 21
5.1 Objetivo general 21
5.2 Electroforesis vertical 21
5.3 Electroforesis de ADN en geles de poliacrilamida 22
5.4 Preparación de geles de agarosa para ADN 25
5.5 Electroforesis de ADN 27
5.6 Coloración y visualización de ADN en geles de poliacrilamida y agarosa usando
bromuro de etidio 28
5.7 Coloración y visualización de ADN en geles de poliacrilamida con nitrato de plata 30
5.8 Factores que afectan la migración del ADN 32
SECCIÓN 6: VARIANTES DE ELECTROFORESIS 35
6.1 Electroforesis bidimensional 35
6.2 Electroforesis de capilaridad 35
6.3 Electroforesis en campo pulsado (PFEG) 36
SECCIÓN 7: VERIFICACIÓN DE LA CALIDAD ÓPTIMA DE LOS EQUIPOS Y REACTIVOS
EMPLEADOS 37
7.1 Generalidades 37
7.2 Buffer para electroforesis de proteínas y ADN 37
7.3 Persulfato de amonio 37
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IV
7.4 Bromuro de etidio 37
7.5 Agarosa 38
7.6 Poliacrilamida al 30% 38
7.7 Agua destilada 38
7.8 Equipos de laboratorio 38
SECCIÓN 8: REGISTROS Y ARCHIVOS 39
BIBLIOGRAFÍA 41
ANEXOS 43
ANEXO A: PREPARACIÓN DE SOLUCIONES PARA ELECTROFORESIS DE PROTEÍNAS Y
ELECTROFORESIS DE ADN 43
ANEXO B: UNIDADES Y FÓRMULAS 49
ANEXO C: MEDIDAS A TOMARSE EN CASO DE CONTACTO ACCIDENTAL CON
REACTIVOS TÓXICOS 51
ANEXO D: PROBLEMAS MÁS COMUNES DURANTE LOS PROCEDIMIENTOS DE
ELECTROFORESIS 53
ANEXO E: EJERCICIOS RESUELTOS PARA LA PREPARACIÓN DE SOLUCIONES 55
ANEXO F: PÁGINAS WEB RECOMENDADAS 59
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V Instituto Nacional de Salud
MPR-CNSP-016
INTRODUCCIÓN
Laelectroforesisconstituyeparteimportantedelprocedimientorutinariodelanálisisdelosácidosnucleicosyproteínas.
Y así como el microscopio permite visualizar microorganismos y estructuras similares, la electroforesis nos ayuda a
observar los ácidos nucleicos y proteínas al final del procedimiento.
El principio básico de la electroforesis consiste en la migración de las moléculas a través de un gel u otro tipo de
matriz de naturaleza porosa, en el cual, por acción de un campo eléctrico, serán separadas de acuerdo a su tamaño
o peso molecular. Para controlar el avance de la separación de las moléculas en la matriz y establecer un patrón de
fragmentos, las moléculas deberán ser teñidas con diferentes colorantes. Estos pasos facilitan la visualización de
las moléculas a manera de simples bandas las cuales serán posteriormente analizadas e interpretadas.
En biología molecular, la mayoría de los estudios básicos y aplicados requieren el uso de la electroforesis; sin
embargo, este procedimiento presenta variaciones de acuerdo al tipo de estudio que se piensa ejecutar. En la
electroforesis de tipo vertical, se analizan tanto moléculas deADN como proteínas, mientras que en la electroforesis
horizontalgeneralmentesetrabajaconADNoARN.Deotrolado,existenotrosmétodoselectroforéticosquepresentan
ciertas modificaciones, así tenemos la electroforesis en campo pulsado, mayormente usada para separar fragmentos
muy grandes de ADN (ADN genómico), la electroforesis bidimensional para un análisis más sofisticado de las
proteínas etc.
Es importante señalar que la electroforesis en asociación con otras técnicas tales como PCR, e hibridación, brinda
una gran ayuda en el campo de la salud. Gracias a esta técnica es posible visualizar las bandas de ARN o ADN de
patógenos, detectar cambios o mutaciones a nivel genético, visualizar una nueva proteína, entre otros.
El presente manual de procedimientos es la recopilación de protocolos actualizados por los investigadores de la
División de Biología Molecular del Instituto Nacional de Salud. En este material se incluye, además de los
procedimientos técnicos de la electroforesis, un anexo indicando el modo de preparación de soluciones de
electroforesis, unidades y fórmulas básicas a ser aplicadas y algunas importantes medidas de bioseguridad que
deben considerarse durante la manipulación de los reactivos.

1 Instituto Nacional de Salud
MPR-CNSP-016
SECCIÓN 1
GENERALIDADES
1.1 OBJETIVO
Establecer los procedimientos de la técnica de electroforesis deADN y proteínas para ser difundidas
en la red de laboratorios.
1.2 CAMPO DE APLICACIÓN
Laboratorios de nivel de bioseguridad II que realicen análisis y determinación de ADN y proteínas en
general.
1.3 ABREVIATURAS Y DEFINICIONES
1.3.1 ADN: ácido desoxirribonucleico.
1.3.2 ARN: ácido ribonucleico.
1.3.3 kDa: kilodaltons.
1.3.4 nM: nanomolar.
1.3.5 OD: densidad óptica.
1.3.6 pb: pares de bases.
1.3.7 PCR: reacción en cadena de polimerasa (Polimerase chain reaction).
1.3.8 pg: picogramo.
1.3.9 rpm: revoluciones por minuto.
1.3.10 µL: microlitro.
1.3.11 µM: micromolar.
1.3.12 ácido desoxirribonucleico: molécula compuesta de un anillo de desoxiribosa, una base nitrogenada
y un grupo fosfato que en su conjunto forman una estructura de doble hebra tipo helicoidal. Constituye
elmaterialgenéticodetodotipodecélulasyvirusdeADN,y tienecomofuncióntransmitirlainformación
genética de una generación a otra.
1.3.13 ácido ribonucleico: molécula compuesta de un anillo de ribosa, una base nitrogenada y un grupo
fosfato. Presenta un rol informativo, estructural y enzimático a nivel de ADN y durante la síntesis de
proteínas.
1.3.14 aminoácido: pequeñas moléculas conformadas por un grupo amino y otro carboxilo y que en su
conjunto forman la estructura de las proteínas.
1.3.15 anfoterismo: propiedad de las proteínas para adaptarse al pH del medio y cambiar de carga,
dependiendo del pH y su punto isoléctrico (pI).

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1.3.16 densidad óptica: unidad de medida de absorción de la luz, definido como el logaritmo de la intensidad
de luz de entrada entre la intensidad de luz de salida.
1.3.17 desnaturalización de proteínas: pérdida de las estructuras nativas (secundaria, terciaria y
cuarternaria) de una proteína, adoptando la estructura primaria únicamente.
1.3.18 electroforesis: técnica utilizada para separar partículas coloidales tales como proteínas o ácidos
nucléicos a través una matriz sólida (gel de agarosa o poliacrilamida) de acuerdo a su tamaño y
carga eléctrica mediante la aplicación de un campo eléctrico (IUPAC, NHLBI, DOE).
1.3.19 enfoque isoeléctrico: técnica en gradiente de pH montada entre un ánodo y un cátodo, de donde
éste último tiene un pH más alto que el primero.
1.3.20 estructura cuaternaria: se refiere a la estructura tridimensional compleja adoptada por la proteína
compuesta de varios monómeros o polipéptidos.
1.3.21 estructura primaria de proteínas: se refiere a la estructura lineal formada por la unión secuencial
de aminoácidos.
1.3.22 estructura secundaria de proteínas: se refiere a la estructura bidimensional formada por el
plegamiento de la estructura primaria estabilizada por interacciones débiles.
1.3.23 estructura terciaria de proteínas: se refiere a la estructura tridimensional adoptada por la proteína
estabilizada por enlaces covalentes y no covalentes.
1.3.24 grado biología molecular: alto grado de pureza (ausencia de contaminantes externos como
nucleasas, proteasas o pirógenos) que presentan algunos reactivos que son utilizados en pruebas
moleculares.
1.3.25 kilodalton: unidad de medida referente al peso molecular de las proteínas en general.
1.3.26 marcador estándar de peso molecular: fragmentos deADN de peso molecular conocido utilizados
para determinar el tamaño de una molécula de ADN de interés por comparación después de una
electroforesis.
1.3.27 pares de bases: cada par de nucleótidos complementarios que en conjunto forman una doble hebra
de ADN.
1.3.28 PCR: polimerase chain reaction o reacción en cadena de la polimerasa; reacción enzimática in vitro
por el cual mediante múltiples ciclos de denaturación, alineamiento y extensión se sintetizan grandes
cantidades de una región genética específica.
1.3.29 plásmido: moléculas deADN circular que se encuentran en la mayoría de bacterias y otros organismos
procariontes y que pueden llevar información genética para el organismo que lo alberga.
1.3.30 polimerización: acción química por el cual las moléculas de acrilamida y bisacrilamida forman un
entramado a manera de malla por la acción de catalizadores (TEMED yAPS) generando una sustancia
gelatinosa.
1.3.31 producto de amplificación: Moléculas de ADN sintetizadas en múltiples copias in vitro a partir de
ADN molde mediante el uso de PCR.

MPR-CNSP-016
SECCIÓN 2
MEDIDAS DE BIOSEGURIDAD
2.1 Algunos reactivos utilizados en los procedimientos descritos en este manual tienen la característica
de ser tóxicos, irritantes, corrosivos, cancerígenos, mutagénicos y neurotóxicos, por lo tanto el
investigador siempre deberá usar guantes, mascarillas, lentes protectores y mandil para evitar un
contacto directo o accidental con ellos (Ver más adelante lista de estos reactivos).
2.2 La luz ultravioleta (UV) empleada para la visualización deADN a 385 nm de longitud de onda con 8W
de potencia ocasiona graves daños oculares y epiteliales, por lo tanto, el investigador deberá contar
con una lámina de policarbonato transparente ubicada entre la lámpara y el punto de observación.
Además, deberá usar lentes de protección contra rayos UV del mismo material.
2.3 El voltaje utilizado para la electroforesis puede generar quemaduras por descarga eléctrica. Aunque
la mayoría de cámaras de electroforesis han sido diseñadas para evitar el contacto directo con la
electricidad, el operador deberá asegurarse de mantener la fuente poder apogada o desconectada al
momento de manipular el equipo.
2.4 El proceso de ebullición de las proteínas en baño maría a 100ºC deberá realizarse con extremo
cuidado para evitar quemaduras. En este sentido, se recomienda utilizar envases de vidrio resistentes
a altas temperaturas (por ejemplo: Pyrex) y gradillas flotantes de polipropileno para colocar los viales.

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MPR-CNSP-016
SECCIÓN 3
MANEJO DE MUESTRAS Y REACTIVOS EN BIOLOGÍA MOLECULAR
3.1 El investigador deberá usar guantes de látex mientras se encuentre trabajando conADN y proteínas.
Este paso ayudará a evitar la degradación de las biomoléculas por acción de las nucleasas o proteasas
presentes en la superficie de las manos. Asimismo, el uso de guantes evitará que el laboratorista se
exponga ante algún posible riesgo de intoxicación por material infeccioso.
3.2 El material biológico debe ser conservado a bajas temperaturas. El ADN genómico y los productos
de amplificación pueden ser almacenados a 4°C, mientras que el ADN plasmídico a - 20°C. Las
proteínas deben ser conservadas a -80°C o en su defecto a -20°C. Todas las muestras biológicas
deben ser repartidas en alícuotas y en volúmenes pequeños para evitar etapas de descongelamiento
o congelamiento drásticos que ocasionarían un eventual deterioro de las moléculas.
3.3 Debido a la importancia que tiene la medición de volúmenes en los procedimientos de electroforesis,
se sugiere que los insumos destinados para tal fin, las micropipetas y puntas de 10, 20, 200 y 1000
µl, viales de 0,5 y 1,5, tubos de 15, 50 y 250 mL y los equipos de laboratorio, cuenten con un
certificado que acredite la calidad del producto (Ejm: certificado ISO 9000, ISO 8655, DIN 12650).
3.4 Se recomienda que las puntas que se insertan en las micropipetas y que tienen contacto directo con
las moléculas deADN sean nuevas y estériles, a fin de evitar una posible contaminación de la muestra
con nucleasas. Es importante señalar que es posible trabajar con puntas previamente usadas, siempre
y cuando estén libres de restos orgánicos y hayan sido previamente esterilizadas en autoclave (121°C
a 1,5 psi). Con respecto a la manipulación de las proteínas, no se exige el uso de puntas nuevas
pero sí se recomienda esterilizarlas previamente.
3.5 Se recomienda que los equipos empleados para los procedimientos descritos en este manual cuenten
con un certificado de calidad que garantice su precisión y calibración (Ejm. ISO9000, ISO 8655, DIN
12650).
3.6 Los reactivos a usarse durante los procesos de extracción y purificación de ácidos nucleicos y proteínas
deben tener grado "biología molecular" para asegurar el éxito del procedimiento. El uso combinado
de reactivos de diferente grado de pureza puede llevar a un fracaso del experimento.

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MPR-CNSP-016
SECCIÓN 4
PROCEDIMIENTOS PARA LA ELECTROFORESIS DE PROTEÍNAS
4.1 OBJETIVO
Realizar el proceso de electroforesis vertical discontinua denaturante de proteínas.
4.2 MATERIALES
4.2.1 Cámara de electroforesis vertical y accesorios.
4.2.2 Micropipetas de 20, 200 y 1000 µL.
4.2.3 Vaso de precipitación de 500 mL de capacidad.
4.2.4 Flotadores para microtubos de 1,5 mL.
4.2.5 Lámina extensible de parafina.
4.2.6 Gradillas de plástico.
4.2.7 Puntas descartables de polipropileno con capacidad para 20, 200 y 1000 µL.
4.2.8 Solución de poliacrilamida al 30% (Anexo A).
4.2.9 Buffer Tris-HCL 1,5 M pH= 8,8 (Anexo A).
4.2.10 Buffer Tris-HCL 0,5M pH= 6,8 (Anexo A).
4.2.11 Dodecilsulfato de sodio (SDS) al 10% (Anexo A).
4.2.12 Persulfato de amonio (APS) al 10% recién preparado (Anexo A).
4.2.13 N,N,N',N'-Tetrametiletilendiamina (TEMED solución stock).
4.2.14 Agua bidestilada.
4.2.15 Buffer de resolución Tris-Glicina (Anexo A).
4.2.16 Butanol-agua (Anexo A).
4.3 ENSAMBLAJE DE LA CÁMARA DE ELECTROFORÉSIS
4.3.1 El procedimiento para el ensamblaje de la cámara de electroforesis varía de acuerdo al modelo del
equipo, en consecuencia el investigador deberá seguir las instrucciones que recomienda el fabricante.
4.3.2 Debido a que la mayoría de las cámaras de electroforesis parten del mismo principio técnico, hemos
representado gráficamente un modelo que permite orientar al investigador en el ensamblaje de este
equipo (Figuras N° 1-4).

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4.3.3 En general, una cámara de electroforesis vertical puede tener los siguientes componentes:
4.3.3.1 Dos placas de vidrio del mismo grosor y anchura, de acuerdo al fabricante. En algunos modelos, la
altitud de los vidrios es diferente (uno con mayor altitud que el otro). En general, el tamaño de los
vidrios es variable, dependiendo de la dimensión de la cámara.
4.3.3.2 Dos espaciadores, que son dos placas largas de iguales dimensiones hechas de un material flexible
pero resistente (generalmente poliestireno o teflón). La función de los espaciadores es determinar el
grosor del gel.
4.3.3.3 Un peine, cuyos dientes pueden variar en número, tamaño y grosor. Tiene el mismo grosor de los
espaciadores y está confeccionado del mismo material. Sirve para moldear los pocillos donde se
colocarán las muestras
4.3.3.4 Un soporte o base: dispositivo que sirve para permitir el ensamblaje de los vidrios con los espaciadores,
a través de unas serie de prensas que ejercen presión y mantiene fijo todo el sistema
4.3.3.5 El tanque de electroforesis: recipiente que contiene el buffer de corrida superior e inferior. En algunos
sistemas, este tanque contiene electrodos permanentes a lo largo de sus bases listos para ser
conectados. En otras cámaras existe una tapa que contiene los electrodos, de tal manera que el
investigador ya no tiene contacto directo con el buffer durante el proceso de electroforesis.
4.3.3.6 Fuente de poder: aparato que tiene por función proveer de energía eléctrica a la cámara de
electroforesis. El voltaje, el amperaje y el tiempo, pueden ser regulados de acuerdo a las necesidades
del investigador.
Es importante señalar que la cámara de electroforesis ya ensamblada deberá estar ubicada sobre
una superficie totalmente plana y nivelada. Este paso es importante en el momento en el que se
vierte la solución del gel dentro de la cámara, ya que se evita el derrame de la solución y la generación
de matriz desnivelada. Esta última podría generar la distorsión del perfil de las bandas de las proteínas
al final de la electroforesis.
4.4 PREPARACIÓN DE LOS GELES DE POLIACRILAMIDA
4.4.1 La electroforesis de proteínas descrito en este manual corresponde al sistema discontinuo denaturante.
Es discontinuo porque está conformado por dos geles de poliacrilamida de resolución y empacamiento
que presentan diferente concentración, composición y pH. Ambos geles se encuentran unidos pero
limitados por una fase de separación visible al trasluz. Debido a que en estado líquido ambos geles
pueden mezclarse fácilmente, deben ser preparados por separado esperando la total polimeración
del primero para continuar con la polimerización del otro. El gel de empacamiento generalmente se
localiza en la parte superior del sistema formando los pocillos donde se depositarán las muestras. El
gel de resolución por su parte forma el cuerpo del gel por donde migrarán y se separarán las proteínas.

MPR-CNSP-016
Figura N° 1. Componentes de una cámara de electroforesis vertical
Figura N° 2. Modo de ensamblar los vidrios y los espaciadores de una cámara de electroforesis vertical
Vidrio grande
Peine
Vidrio chico
Espaciadores
Cátodo
Tanque de electroforesis
vertical
Anodo
Soporte
Ganchos o prensas
Base de jebe
Reguladores de
voltaje
Fuente de Poder
Voltímetros
Electrodos Interruptor
Peine
Peine
Espaciadores
1 - 5 cm
Área para el gel
de empacamiento
Área para el gel
de resolución
Vidrio chico
Vidrio
grande

10
Figura N° 3. Procedimiento para el ensamblaje de un modelo de cámara de electroforesis vertical.
1. Ensamblar vidrios y espaciadores y colocar sobre un
soporte
Ganchos o
prensas
Soporte
Presión
2. Añadir gel de resolución
Base de jebe
3. Añadir butanol
Dejar gelificando
4. Remover el butanol con agua y añadir gel
de empacamiento
5. Colocar peine y dejar polimerizar
6. Retirar el peine. Colocar sobre mesa nivelada
Peine
Peine

MPR-CNSP-016
4.5 PREPARACIÓN DEL GEL DE RESOLUCIÓN
4.5.1 Fundamento teórico
El gel de resolución es la matriz de poliacrilamida donde las moléculas de ADN o proteínas, van a
migrar generando un perfil de bandas o patrón electroforético. Dicho patrón varía de acuerdo al peso
molecular de cada una de las moléculas y a la concentración del gel mismo.
4.5.2 Procedimiento
4.5.2.1 Asegurarse de usar guantes durante la manipulación de las soluciones.
4.5.2.2 Marcar el límite hasta donde la matriz de acrilamida será vertida, trazando una línea horizontal en el
vidrio con un marcador indeleble. Para saber la ubicación exacta de la línea, colocar el peine entre
ambos vidrios y medir entre uno y cinco centímetros (dependiendo del tamaño de la cámara) por
debajo de los dientes del peine (Figura N° 2)
4.5.2.3 Realizar la preparación del gel de resolución a una concentración de acuerdo a las necesidades,
mezclando los componentes en el orden que se indica en el Anexo A.
4.5.2.4 Aproximadamente 5 mL de solución deberán ser preparados en caso de trabajar con geles pequeños
de aproximadamente 8 - 10 cm de ancho por 5 - 7 cm de largo y un espesor de 0,7 - 0,8 mm. La
concentración de poliacrilamida a usar dependerá de las necesidades del operador.
4.5.2.5 Una vez finalizada la preparación de la solución, añadir los catalizadoresAPS y TEMED uno por uno,
tratando de mezclar cada reactivo de manera uniforme en todo el volumen.
Figura N° 4. Sistema de electroforesis vertical ensamblado
Cátodo Ánodo
Buffer de
electroforesis
Fuente de poder
Tanque de electroforesis
vertical

12
4.5.2.6 Agregar un volumen de la solución de poliacrilamida entre las placas de vidrio hasta la línea trazada.
Posteriormente, añadir una capa de butanol-agua (aproximadamente 100 µL) sobre la solución de
poliacrilamida para evitar el ingreso de moléculas de oxígeno que retarden la polimerización.
4.5.2.7 Dejar polimerizar a temperatura ambiente por 15 a 30 minutos, usando como control polimerización
la solución de poliacrilamida remanente.
4.5.2.8 Una vez formado el gel, descartar la capa de butanol y lavar la parte superior del gel varias veces con
agua destilada hasta eliminar completamente los restos de acrilamida no polimerizada y butanol.
4.6 PREPARACIÓN DEL GEL DE EMPACAMIENTO
4.6.1 Fundamento teórico
El gel de empacamiento es la matriz de poliacrilamida que tiene como característica retener a las
proteínas manteniéndolas uniformes antes que ellas migren hacia el gel de resolución. Este proceso
permite mejorar la resolución de las proteínas en la electroforesis.
4.6.2 Procedimiento
4.6.2.2 Mezclar los componentes del gel (Anexo A).
4.6.2.3 Una vez finalizada la preparación de la solución, agitar moderadamente sin hacer burbujas a fin de
asegurar que el TEMED y el APS se distribuyan uniformemente en todo el volumen de la solución.
4.6.2.4 Agregar la poliacrilamida entre los vidrios de la cámara y sobre el gel de resolución ya polimerizado.
Inmediatamente después, colocar el peine entre ambos vidrios secando con papel toalla los restos
de poliacrilamida que lleguen a derramarse.
4.6.2.5 Dejar polimerizar la poliacrilamida a temperatura ambiente por 15 a 30 minutos usando como control
de la polimerización la solución de poliacrilamida que quedó remanente en el tubo.
4.6.2.6 Una vez formado el gel, retirar el peine cuidadosamente y lavar todos los pocillos ya formados con
chorro suave de agua destilada.
4.7 PREPARACIÓN DE LA MUESTRA BIOLÓGICA
4.7.1 Objetivo
Someter las muestras de proteínas a procesos químicos y físicos que permitan su óptimo
fraccionamiento en la electroforesis vertical.
4.7.2 Materiales
4.7.2.1 Micropipetas para volúmenes de 20 µL, 200 µL y 1000 µL.

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4.7.2.2 Tubos de polipropileno de 1,5 mL y 15 mL de capacidad.
4.7.2.3 Guantes.
4.7.2.4 Cocinilla de asbesto.
4.7.2.5 Vaso de precipitación de 500 mL.
4.7.2.6 Gradilla para tubos de 1,5 mL.
4.7.2.7 Buffer de la muestra (Anexo A).
4.7.2.8 Puntas de 20 µL, 200 µL y 1000 µL.
4.7.3 Principio del procedimiento
La preparación de la proteína consiste en un proceso fisico-químico, en el cual se rompen enlaces
peptídicos y puentes disulfuro gracias a la acción de detergentes iónicos, reactivos reductores y altas
temperaturas, los que en conjunto consiguen desnaturalizar la proteína hasta su estructura
primaria.
4.7.4 Procedimiento
4.7.4.1 Mezclar la proteína con el buffer de la muestra concentrada por cuatro veces (4x) en proporción 3:1
(tres partes de la muestra y una de buffer).
4.7.4.2 Asegurar la tapa de los tubos con lámina extensible de parafina y someter la muestra a una temperatura
de 100° C durante 5 minutos. Para tal efecto colocar los viales en una gradilla para microtubos dentro
de un recipiente o vaso de precipitación con agua hirviendo.
4.7.4.3 Controlar la temperatura con un termómetro adecuado.
4.7.4.4 Finalizadoelprocedimiento,retirarlostubosdelvasodeprecipitaciónycentrifugarlospordiezsegundos
a 12 000 rpm. Mantenerlos en una gradilla para microtubos dentro de un recipiente con hielo hasta
el proceso de electroforesis.
4.8 ELECTROFORESIS
4.8.1 Objetivo
Fraccionar las proteínas de acuerdo a su peso molecular en una matriz de poliacrilamida usando un
campo eléctrico.
4.8.2 Materiales
4.8.2.1 Micropipetas para volúmenes de 20 µL.
4.8.2.2 Cámara de electroforesis vertical y accesorios.

14
4.8.2.3 Fuente de poder.
4.8.2.4 Buffer de electroforesis para proteínas (Anexo A).
4.8.2.5 Guantes.
4.8.2.7 Puntas para micropipeta de 20 µL.
4.8.2.8 Envase con lejía al 10% para descarte de puntas.
En el proceso de la electroforesis se realizará la separación de las proteínas a analizar, de acuerdo a
su peso molecular. Dicha distribución dependerá de la concentración del gel de resolución con el
que se esté trabajando.
4.8.4 Procedimiento
4.8.4.1 Todo el procedimiento requiere el uso de guantes a fin de evitar la degradación de las moléculas por
la acción de las proteasas presentes en la mano.
4.8.4.2 Sumergir el sistema contiendo los geles polimerizados en un tanque conteniendo buffer de
electroforesis o de resolución para proteínas 1X. Dicho tanque lleva dos electrodos: uno positivo y
otro negativo (frecuentemente representados por colores rojo y negro, respectivamente) que serán
conectados a una fuente poder (Figuras N° 1 y 5). Al momento de sumergir los geles en el tanque,
asegurarse que los pocillos del gel estén totalmente cubiertos por el buffer.
4.8.4.3 Mediante el uso de puntas de hasta 20 µL y 30 µL de capacidad proceder a depositar cuidadosamente
la muestra en los pocillos evitando la contaminación del pocillo contiguo.
4.8.4.4 Considerar el uso de un marcador estándar de proteínas para la medición del peso molecular de la
muestra. Dicho marcador debe ser sometido a los mismos tratamientos de la proteína, excepto cuando
se trate de un marcador previamente teñido en que el que se obviará el uso del buffer de la
muestra.
4.8.4.5 Una vez finalizada la colocación de las proteínas en cada pocito del gel, cubrir el tanque con la tapa
y conectar los cables correspondientes de los electrodos en la fuente de poder.
4.8.4.6 Encender la fuente de poder y proceder a seleccionar el voltaje y amperaje correspondientes.
4.8.4.7 Para el cálculo del voltaje es importante conocer la distancia en centímetros del gel desde la parte
superior hasta la parte inferior de la matriz. La distancia multiplicada por voltios (8V - 15 V) permitirá
determinar el voltaje total. El voltaje óptimo dependerá de la naturaleza de la molécula de ADN que
se piensa separar, en consecuencia, se recomienda estandarizar este procedimiento.
4.8.4.8 El valor del amperaje o corriente eléctrica (medida en amperios o miliamperios) dependerá de la
fuerza iónica del buffer. En el caso de trabajar con buffer Tris-Glicina 1X (Ver solución stock, AnexoA),
el valor recomendado es de 25 a 30 miliamperios.

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4.8.4.9 Realizar la electroforesis hasta que el frente de corrida (visualizado como una línea azul por el colorante
del buffer) haya llegado a los límites de la parte inferior del gel.
4.8.4.10 Finalizada la electroforesis proceder al desmontaje del equipo empezando con desconectar los
electrodos de la fuente de poder ya apagada y removiendo el sistema que contiene el gel de
poliacrilamida.
4.8.4.11 Levantar lentamente uno de los espaciadores de tal manera que se vaya realizando la separación de
los vidrios que contienen el gel.
4.8.4.12 Separar el gel de empacamiento del gel de resolución realizando un corte transversal.
4.8.4.13 Hacer una pequeña muesca en una de las esquinas del gel, a fin de que sirva de orientación para
ubicar el orden en que fueron cargadas las muestras.
4.8.4.14 Remover el gel. Para realizar este proceso se requiere de mucho cuidado pues el gel es muy frágil
y puede romperse con facilidad especialmente cuando se seca o es de baja concentración. Para
desprender el gel del vidrio remojarlo nuevamente con buffer de electroforesis o agua destilada y
usar uno de los espaciadores a manera de espátula para levantarlo por una de las puntas. Coger el
gel cuidadosamente (usar guantes) y luego sumergirlo en un envase conteniendo el colorante azul
brillante de coomasie.
4.8.4.15 El buffer de electroforesis puede ser devuelto a su frasco original para su posterior uso, pudiendo ser
reciclado hasta cinco veces, después de los cuales se deberá preparar una nueva solución dado que
puede afectar el tiempo de corrida de la prueba.
4.8.4.16 Los vidrios, los espaciadores y el tanque deberán ser lavados con abundante agua y detergentes
especiales que puedan ser fácilmente removidos. Posteriormente, enjuagarlos con agua destilada y
secarlos a temperatura ambiente o en una estufa a 37°C.
Figura N° 5. Interior de una cámara de electroforesis vertical en operación: a) Durante la colocación de la muestra en el pocillo del
gel, b) Después de aplicar un voltaje determinado el cual genera el empacamiento uniforme de las proteínas, c, d y e) las proteínas
migran hacia el ánodo y se distribuyen en el gel a manera de bandas.
(e-)= electrones
CÁTODO ÁNODO
Buffer de
resolución
Gel de
empacamiento
Gel de
resolución
Buffer de
resolución
e-
e-
a
e-
e-
e
d
c
b
e-
e-
e- e- e- e- e- e- e- e- e-
e-

16
4.9 COLORACIÓN Y VISUALIZACIÓN DE LAS PROTEÍNAS USANDO AZUL BRILLANTE DE
COOMASIE
4.9.1 Objetivo
Visualizar las proteínas en el gel de poliacrilamida.
4.9.2 Materiales
4.9.2.1 Frasco oscuro de 1 L para el colorante azul brillante de coomasie.
4.9.2.2 Recipiente para colorear el gel.
4.9.2.3 Solución de trabajo de azul brillante de coomasie R-250 (Anexo A).
4.9.2.4 Solución de decoloración rápida (Anexo A).
4.9.2.5 Solución de decoloración lenta (Anexo A).
4.9.2.6 Solución glicerol-metanol (Anexo A).
4.9.2.7 Agua destilada.
4.9.2.8 Guantes.
El proceso de coloración se basa en la atracción electrostática del enlace peptídico de las proteínas
sobre grupos de ácido sulfónico que son los que tiñen la proteína de color azul. Asimismo, las fuerzas
de Van der Waals y las interacciones hidrofóbicas participan en este proceso de unión mecánica.
Este paso permite la visualización de proteínas en un rango de sensibilidad entre 0,5 µg y 2 µg.
4.9.4 Procedimiento
4.9.4.1 Todo el procedimiento requiere el uso de guantes a fin de evitar algún tipo de contacto con los
reactivos.
4.9.4.2 Sumergir el gel de poliacrilamida en un envase de vidrio o teflón, conteniendo solución de trabajo de
azul brillante de coomasie en un volumen que permita cubrir completamente el gel. Dejar incubando
con un suave movimiento rotatorio por 15 a 20 minutos. Es importante precisar que el tiempo de
incubación dependerá del grado de sensibilidad requerida en la prueba, de la concentración del gel y
de la sensibilidad del azul brillante de coomasie propiamente dicho. En ese sentido, una máxima
sensibilidad de coloración puede ser obtenida incubando por ejemplo un gel al 5% en 1 hora y un gel
al 10% por 2 horas.
4.9.4.3 Evitar la coloración del gel por más de dos horas, debido a que el colorante puede quedar retenido
fuertemente en el gel generando un fondo oscuro por sobretinción que impediría la visualización de
las proteínas.

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4.9.4.4 Culminado el tiempo de incubación, depositar el colorante en su frasco original.
4.9.4.5 Cubrir el gel teñido con solución de decoloración rápida e incubar por 30 minutos. Eliminar la solución
decolorante rápida y añadir un segundo volumen de la misma solución hasta apreciar las primeras
bandas. Acto seguido, eliminar la solución de decoloración rápida y añadir la solución decolorante
lenta. Dejar destiñendo a movimiento constante por lo menos una hora, cambiando la solución por
una nueva cuantas veces sea necesario. Seguir destiñendo hasta que las bandas de las proteínas
puedan ser apreciadas claramente.
4.9.4.6 Finalizada la remoción del azul de coomasie, descartar el decolorante usado y lavar el gel. Para
poder analizar los resultados es recomendable secar el gel usando un equipo secador a vacío o
manualmente.
4.9.5 Secado manual de geles de poliacrilamida
4.9.5.1 Remojar el gel teñido en el reactivo glicerol-metanol por 2 horas con un movimiento de rotación
suave.
4.9.5.2 Posteriormente, remojar una lámina de celofán de aproximadamente 15 x 15 cm en agua y colocarlo
encima de un bastidor cuyo tamaño dependerá del tamaño del gel. Seguidamente, colocar el gel
sobre el celofán y observar que no se formen burbujas.
4.9.5.3 Cubrir el gel con un segundo celofán previamente remojado en agua y presionar el sistema tipo
"sandwich" con grapas en todos los lados. Dejar secar por 2 días.
4.9.5.4 Remover las grapas y desprender de la placa de vidrio el celofán que contiene el gel.
4.9.5.5 Cortar y guardar el exceso de celofán.
Nota importante: el celofán debe ser hidrofílico y no plastificado
4.10 Interpretación de resultados
4.10.1 Las proteínas fijadas en geles de poliacrilamida y teñidas con azul brillante de coomasie se observan
como bandas azules de diferentes pesos moleculares.
4.10.2 El peso molecular de una proteína se mide en kilodaltons (Equivalente a 1 000 Daltons) y puede ser
determinado comparando la banda con un patrón de proteínas estándar de peso conocido denominado
marcador de peso molecular.
4.10.3 La distribución de las proteínas depende de la concentración del gel, por lo tanto, el operador deberá
seleccionar el marcador de peso molecular más adecuado.
4.10.4 Algunas proteínas suelen migrar anómalamente y muchas veces aparecen con un mayor peso del
esperado; ello se debe a que algunas de ellas presentan modificaciones postraduccionales en su
estructura como residuos de glicosilación, fosforilación y acetlización, las cuales podrían retardar la
migración de las muestras.

18
4.10.5 Las proteínas degradadas (desnaturalización de las proteínas por causa de un agente químico
catalizador, ejm: proteasas) suelen dejar manchas difusas en todo el frente de corrida y a veces
suelen confundirse con proteínas de menor peso molecular (Figuras N° 6 y 7)
Figura N° 6. Electroforesis de proteínas totales del virus de la fiebre amarilla en geles de poliacrilamida al 10%. Carril 1 al 5:
concentraciones de 1, 2, 3, 4 y 5 µg de proteína. Carriles 6 y 7: proteínas degradadas.
Figura N° 7. Electroforesis de proteínas purificadas (Carriles 2 y 4) y proteínas totales de Leishmania brazilensis.
1 2 3 4 5 6 7
1 2 3 4 5
97,4 -
66 -
45 -
31 -
21,5 -

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4.11 FACTORES QUE AFECTAN LA MIGRACIÓN DE LAS PROTEÍNAS
Los principales factores que afectan la migración de las proteínas durante la electroforesis son las
siguientes:
4.11.1 Fuerza del campo eléctrico (E)
Es la fuerza que determina el movimiento o migración de la proteína a través del campo eléctrico. Su
unidad de medición es voltios/cm y es por esa razón que la tasa de migración de una proteína puede
ser alterada cambiando tanto la distancia comprendida entre los electrodos (cm) como el potencial
eléctrico del sistema (Voltaje). Del mismo modo, los valores de E dependen de la fuerza direccional
(Fa) y de la carga neta de la molécula (Q). Puede ser calculada a través de la siguiente fórmula:
E = Fa/Q
E= v/d
Donde:
Fa = Fuerza direccional.
v = voltios.
d = distancia de los electrodos (en centímetros)
Q = carga en (coulomb)
4.11.2 Temperatura
Depende básicamente del voltaje de la electroforesis, la concentración de sales (poder de
conductancia) del buffer y del pH. Un aumento en la temperatura del buffer genera el efecto "sonrisa"
o smiling (Figura Nº 8).
4.11.3 Carga neta de la molécula
La presencia de aminoácidos de diferentes grupos bioquímicos otorga a una determinada proteína
una carga neta totalmente diferente a otra, compuesta por diferentes grupos de aminoácidos. Debido
Figura Nº 8. Gel de electroforesis en SDS-PAGE para proteínas mostrando el efecto "sonrisa" o smiling. Figura extraída de Internet.
(http://www.cas.vanderbilt.edu/bsci11a/protein-electro/protein-electro.htm).

20
a que en la electroforesis, las muestras son sometidas a un determinado campo eléctrico, la migración
de las proteínas en el gel dependerá básicamente de su carga y no de su peso molecular. Para evitar
este efecto, es importante igualar la carga neta de todas las proteínas aprovechando sus propiedades
anfotéricas. En ese sentido, el SDS evita el efecto de diferencias de carga entre las proteínas, a fin de
favorecer la separación de ésta únicamente por su peso molecular.
4.11.4 Tamaño y forma de la molécula
4.11.4.1 Las proteínas tienen características moleculares que actúan como factores intrínsecos durante la
electroforesis alterando su migración y generando bandas de diferentes tamaños, que no
necesariamente van acorde al peso molecular real del polipéptido. Ciertas modificaciones
postraduccionales, multimerización y formación de complejos con otro tipo de moléculas generan
modificaciones en el tamaño de la proteína dando pesos moleculares aparentes en el momento del
análisis.
4.11.4.2 Debido a la dificultad de reconocer la naturaleza bioquímica de una proteína no caracterizada,
perviamente deberá estandarizarse diversas condiciones experimentales a fin de optimizar el análisis
de la proteína por electroforesis.

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SECCIÓN 5
PROCEDIMIENTOS PARA LA ELECTROFORESIS DE ADN
5.1 OBJETIVO GENERAL
Conocer los procedimientos básicos del proceso de electroforesis horizontal y vertical para ADN.
5.2 ELECTROFORESIS VERTICAL
5.2.1 Objetivo
Conocer el procedimiento técnico de la electroforesis vertical para ADN en geles de poliacrilamida.
5.2.2 Materiales
5.2.2.1 Cámara de electroforesis vertical y accesorios.
5.2.2.2 Micropipetas de 20 µ, 200 µL y 1 000 µL.
5.2.2.3 Lámina extensible de parafina.
5.2.2.4 Puntas de polipropileno con capacidad para 20 µ, 200 µ y 1 000 µl.
5.2.2.5 Buffer de resolución stock TBE 5X (Anexo A).
5.2.2.6 Buffer de resolución TBE 1X (Anexo A).
5.2.2.7 Poliacrilamida al 30%.
5.2.2.8 APS al 10%.
5.2.2.9 TEMED.
5.2.3 Ensamblaje de la cámara de electroforesis vertical
El modo de ensamblar una cámara de electroforesis vertical fue detallado en la sección 4.3. Sin
embargo, toda cámara de electroforesis vertical viene acompañada de una serie de especificaciones
técnicas de los fabricantes, en tal sentido recomendamos leer el manual del equipo.
5.2.4 Preparación del gel de resolución
5.2.4.1 El sistema de electroforesis vertical paraADN corresponde al sistema continuo no denaturante. Este
sistema, a diferencia de la electroforesis para proteínas, no utiliza un gel de empacamiento y los
componentes del gel de resolución son totalmente diferentes.
5.2.4.2 Procedimiento
a. Asegurarse de usar guantes durante la manipulación de las soluciones.

22
b. No será necesario marcar el límite hasta donde será vertida la poliacrilamida, debido a que el gel
usado es continuo.
c. Realizar la preparación del gel siguiendo el orden que se indica en el Anexo A.
d. Aproximadamente 5 mL de la solución deberán ser preparado en caso de trabajar con geles pequeños
(aproximadamente 8 - 10 cm de ancho x 5 - 7 cm de largo y un espesor de 0,7 - 0,8 mm). La
concentración de poliacrilamida para ADN dependerá de los objetivos de trabajo del operador.
e. Una vez finalizada la preparación de la solución, agitar moderadamente sin hacer burbujas a fin de
asegurar que el TEMED y el APS se distribuyan uniformemente en todo el volumen.
f. Agregar un volumen de la solución de poliacrilamida entre las placas de vidrio hasta el tope.
Inmediatamente después, colocar el peine de teflón entre ambos vidrios secando con papel toalla los
restos de poliacrilamida que se lleguen a derramar.
g. Dejar polimerizar la poliacrilamida a temperatura ambiente por 15 - 30 minutos, usando como control
la solución de poliacrilamida que quedó remanente en el tubo.
h. Una vez formado el gel, retirar el peine cuidadosamente y lavar todos los pocillos ya formados con
chorro suave de agua destilada.
5.3 ELECTROFORESIS DE ADN EN GELES DE POLIACRILAMIDA
5.3.1 Objetivo
Separar las moléculas de ADN de acuerdo a su peso molecular a través de geles de poliacrilamida.
5.3.2 Materiales
5.3.2.1 Micropipetas para volúmenes de 20 µl.
5.3.2.2 Cámara de electroforesis.
5.3.2.4 Poliacrilamida al 30%.
5.3.2.5 TEMED.
5.3.2.6 APS 10%.
5.3.2.7 Buffer de electroforesis para ADN TBE (Anexo A).
5.3.2.8 Buffer de la muestra para ADN (Anexo A).
5.3.2.9 Guantes.
5.3.2.11 Puntas para micropipeta de 20 µl.

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5.3.2.12 Envase para descarte de puntas.
En el proceso de la electroforesis se realizará la separación de las moléculas de ADN a analizar de
acuerdo a su peso molecular. Dicha distribución será afectada por la concentración del gel de resolución
5.3.4 Procedimiento
5.3.4.1 Asegurarse de usar guantes durante la manipulación de las muestras, los reactivos y el equipo.
5.3.4.2 Sumergir el sistema conteniendo los geles polimerizados en su tanque correspondiente. Existen dos
tanques de electroforesis y cada uno de ellos lleva dos electrodos: uno de polo positivo y otro de polo
negativo que serán conectados a una fuente de poder. Asimismo, contiene el buffer de electroforesis
para ADN, en este caso el buffer TBE 1X (Figura N° 9). Al momento de sumergir los geles en el
tanque, asegurarse que los pocillos del gel estén totalmente saturados de buffer.
5.3.4.3 Para colocar elADN en los pocillos es importante mezclar cinco volúmenes de solución que contiene
el ácido nucleico con un volumen del buffer de la muestra de ADN concentrada 6 veces o buffer de
muestra 6X.Añadir un volumen de buffer de la muestra repartidos en alícuotas, de acuerdo al número
de muestras que se colocarán en los pocillos, sobre un pedazo de lámina extensible de parafina
(Figura N° 10). Acto seguido, añadir cinco volúmenes de cada una de las muestras deADN sobre las
alícuotas de buffer de la muestra y mezclar totalmente.
5.3.4.4 Mediante el uso de puntas de 20 µl proceder a cargar cuidadosamente la muestra en los pocillos
evitando la contaminación del pocillo contiguo (Figura N° 9).
Figura N°9. Interior de una cámara de electroforesis vertical para ADN en operación. A: Durante el depósito de la muestra de ADN
mezclado con el buffer de muestra. B-D:Aplicación del voltaje y migración delADN a través del gel poliacrilamida. E: Las moléculas
de ADN se agrupan en la matriz formando una banda que puede ser visualizada por fluorescencia tiñiendo el ADN con bromuro de
etidio y aplicando luz ultravioleta.
e-
e- e- e- e- e- e- e- e- e-
e-
e-
e-
CÁTODO ÁNODO
e-
e-
A
B C D E
e-
Buffer de
resolución
Banda de ADN
Gel de resolución
Punta de la
micropipeta
depositando la
muestra en el pocillo

24
5.3.4.5 Considerar el uso de un marcador de peso molecular estándar de ADN para la determinación del
peso molecular de la muestra. Preparar el marcador de acuerdo a las intrucciones del fabricante.
5.3.4.6 Una vez finalizada la colocación del ADN en los pocillos, cubrir el tanque con la tapa y conectar los
cables correspondientes de los electrodos en la fuente de poder.
5.3.4.7 Encender la fuente de poder y proceder a seleccionar el voltaje adecuado. El voltaje dependerá
principalmente de las necesidades del operador y del tipo de ADN que es utilizado. Para el caso de
productos de PCR, el voltaje puede estar comprendido entre 75 a 100 voltios. Es importante señalar
que en la electroforesis de ADN el valor del voltaje debe ser constante, a diferencia del valor del
amperaje que dependerá principalmente del valor del voltaje.
5.3.4.8 Luego de seleccionar las condiciones de voltaje, iniciar el proceso de la electroforesis. Durante el
proceso se evidenciarán dos frentes de corrida de diferente color y distancia de migración. Ambos
colores, azul oscuro y azul claro corresponden a los colorantes azul de bromofenol y xilene cianol,
respectivamente, que conforman el buffer de la muestra. El xilene cianol en geles de poliacrilamida
al 8% migra de manera similar a un fragmento deADN de 160 pb, mientras que el azul de bromofenol
a esta misma concentración de poliacrilamida es equivalente a un fragmento de 45 pb (Anexo B1.3).
5.3.4.9 Detener la electroforesis hasta que ambos frentes de corrida se localicen en la posición deseada por
el operador (este proceso debe ser estandarizado).
5.3.4.10 Finalizada la electroforesis proceder al desmontaje del equipo empezando con la desconección de
los electrodos de la fuente de poder, removiendo el sistema que contiene el gel de poliacrilamida.
5.3.4.11 Levantar lentamente uno o ambos espaciadores a la vez, de tal manera que se vaya realizando la
separación de los vidrios que contienen el gel.
5.3.4.12 Remover el gel de uno de los vidrios. Para realizar este proceso se requiere de mucho cuidado, pues
el gel es muy frágil y puede romperse con facilidad. Para desprender el gel del vidrio, remojarlo
nuevamente con buffer de electroforesis y usar uno de los espaciadores a manera de espátula para
levantarlo por una de las puntas. Desplazar el gel hacia un envase limpio para su respectiva tinción
en bromuro de etidio o en nitrato de plata ( Anexo C).
5.3.4.13 Los vidrios, los espaciadores y el tanque deberán ser lavados con abundante agua y detergente que
no deje residuos. Posteriormente enjuagarlos con agua destilada y secarlos a temperatura ambiente
o en una estufa a 37° C.
Figura N° 10. El ADN es mezclado con el buffer de la muestra usando una lámina extensible de parafina antes de colocar las
muestras en el gel de electroforesis.
Micropipeta
Lámina extensible
de parafina
Alícuotas de buffer
de la muestra

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5.3.4.14 El proceso de visualización de ADN se describe en la sección 5.8
5.4 PREPARACIÓN DE GEL DE AGAROSA PARA ADN
5.4.1 Objetivo
Realizar la electroforesis de moléculas de ADN mayores de 100 pb.
5.4.2 Materiales
5.4.2.1 Cámara de electroforesis horizontal y accesorios.
5.4.2.2 Agarosa de porcentaje requerido por el operador (Anexo A).
5.4.2.3 Buffer TAE 50X (Anexo A).
Nota: Para la preparación del gel es importante tener completamente ensamblada la cámara de
electroforesis ubicándola sobre una superficie totalmente plana asegurando que no presente algún
tipo de declive.
5.4.3 Preparación del gel de resolución
5.4.3.2 Preparar la agarosa de acuerdo al protocolo contemplado en el Anexo A.
5.4.3.3 Licuar la agarosa y posteriormente enfriarla en baño maría hasta que alcance una temperatura entre
50ºC y 60°C.
5.4.3.4 Añadir agarosa en un volumen dependiente del tamaño de la cámara (20mL-25 mL son suficientes
para dimensiones de L x A x H del gel: 8 x 6 x 0,5 cm) asegurando tener los peines debidamente
insertados (Figura N° 11). Luego dejar enfriar por espacio de 20 minutos.
5.4.3.5 Después que la agarosa haya quedado completamente solidificada, añadir el buffer de electroforesis
TAE 1X entre 0,5 y 1 cm por encima del gel (Figura N° 12). Posteriormente empezar a colocar las
muestras (Figuras N° 10,13 y 14).
Figura N° 11. Preparación de la cámara de electroforesis para ADN en geles de agarosa.
Agarosa
Peine para moldear
los pocillos

26
Figura N° 14. Detalle de la muestra de ADN ingresando en el pocillo de la cámara de electroforesis.
Figura N° 13. Sembrando ADN en la cámara de electroforesis.
Cámara de
electroforesis
Fuente de
poder
Figura N° 12. Corte sagital de un sistema de electroforesis de ADN en geles de agarosa. En la figura se
indica el nivel del buffer con respecto al gel de agarosa.
Cámara de electroforesis horizontal
Pocillo
Buffer de
electroforesis
Tanque 1 Tanque 2Gel de agarosa
Base o contenedor del gel
Electrodos
0.5 - 1 cm.
ÁNODO
Buffer de corrida
CÁTODO

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5.5 ELECTROFORESIS DE ADN
5.5.1 Objetivo
Separar las moléculas de ADN de acuerdo a su peso molecular a través de geles de agarosa.
5.5.2 Materiales
5.5.2.1 Cámara de electroforesis incluyendo gel preparado.
5.5.2.3 Buffer de solución stock ADN TAE 50X (Anexo A).
5.5.2.4 Buffer de la muestra para ADN (Anexo A).
5.5.2.5 Guantes.
5.5.2.6 Gradilla para tubos de 1,5 mL
5.5.2.7 Micropipetas para volúmenes de 20 µL.
5.5.2.8 Puntas para micropipeta de 20 µL.
5.5.2.9 Envase para descarte de puntas.
5.5.2.10 Lámina extensible de parafina.
En el proceso de la electroforesis se realizará la separación de las moléculas de ADN a analizar de
acuerdo a su peso molecular. Dicha distribución dependerá de la concentración del gel de resolución
5.5.4 Procedimiento
5.5.4.1 Asegurarse de usar guantes durante la manipulación de las soluciones, las muestras y el equipo.
5.5.4.2 Mezclar cinco volúmenes de solución conteniendo ADN con un volumen del buffer de muestra 6X.
Para realizar la mezcla, añadir 1 volúmen de buffer de muestra, repartidos en alícuotas de acuerdo al
número de muestras a cargar, sobre un pedazo de lámina extensible de parafina (Figura N° 10).
Añadir cinco volúmenes de cada una de las muestras de ADN sobre las alícuotas de buffer de la
muestra y mezclar totalmente.
5.5.4.3 Mediante el uso de puntas de 20 µL proceder a cargar cuidadosamente la muestra en los pocillos,
evitando la contaminación del pocillo contiguo (Figuras N° 13 y 14).
5.5.4.4 Considerar el uso de un marcador estándar deADN para la medición del peso molecular de la muestra.
Dicho marcador también debe ser mezclado con buffer de la muestra excepto cuando ya se encuentra
previamente mezclado con el buffer.

28
5.5.4.5 Una vez finalizada la colocación del ADN en los pocillos, cubrir el tanque con la tapa y conectar los
cables correspondientes de los electrodos en la fuente de poder.
5.5.4.6 Encender la fuente de poder y proceder a seleccionar el voltaje adecuado.
5.5.4.7 Aplicar un voltaje de acuerdo al peso molecular de las moléculas de ADN que se va a separar. Para
el caso de productos de PCR (entre 100 pb a 1,5 kb), se recomienda usar voltajes comprendidos
entre 75 a 100 voltios. Para muestras de ADN genómico y plasmídico (>2kb) se recomienda aplicar
valores entre 25 y 75 voltios. Los criterios para aplicar un determinado voltaje son explicados en la
sección 5.8.
5.5.4.8 Calibrar el tiempo de electroforesis de acuerdo a la posición adoptada por los indicadores azul de
bromofenol y xilencianol en la matriz de agarosa. Esta posición permitie que el investigador tenga
una idea de la ubicación aproximada de su muestra de ADN en el gel. Sin embargo, es importante
que el nvestigador estandarice el tiempo de electroforesis a fin de conseguir la mejor resolución de
ADN.
5.5.4.9 Luego de seleccionar las condiciones de voltaje iniciar la electroforesis. Durante el proceso se definen
dos frentes de corrida de diferente color y distancia de migración. Ambos colores, azul y verde
corresponden a los colorantes azul de bromofenol y xilene cianol respectivamente que conforman el
buffer de la muestra. En geles de agarosa dentro del rango de 0,5 a 1,4% el xilene cianol migra de
manerasimilaraunfragmentodeADNde4Kiloparesdebases(Kb),mientrasqueelazuldebromofenol
se comporta como un fragmento de 300 pb.
5.5.4.10 Detener la electroforesis hasta que ambos frentes de corrida se localicen en la posición deseada por
el investigador.
5.5.4.11 Finalizada la electroforesis proceder al desmontaje del equipo empezando con desconectar los
electrodos de la fuente de poder ya apagada y removiendo el sistema que contiene el gel de agarosa.
5.5.4.12 El buffer de electroforesis puede ser devuelto a su frasco original para su posterior uso en un siguiente
procedimiento. Limpiar la cámara de electroforesis con chorro suave de agua destilada. Secar a
temperatura ambiente.
5.6 COLORACIÓN Y VISUALIZACIÓN DEL ADN EN GELES DE POLIACRILAMIDA Y AGAROSA
USANDO BROMURO DE ETIDIO
5.6.1 Objetivo
Visualizar moléculas de ADN por coloración con bromuro de etidio.
5.6.2 Materiales
5.6.2.1 Bromuro de etidio (Anexo A).
5.6.2.2 Transiluminador.
5.6.2.3 Guantes.
5.6.2.4 Agua destilada.

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El proceso de coloración de ADN se basa en la propiedad del bromuro de etidio para intercalarse
entre las bases del ADN y posteriormente fluorecer frente a la exposición con rayos ultravioleta. Su
sensibilidad es de aproximadamente 30 pg de ADN por banda, dependiendo del grosor de la matriz
en el que se esté visualizando.
ADVERTENCIA: Debido a las propiedades mutagénicas, teratogénicas y carcinogénicas del
bromuro de etidio, se recomienda realizar el procedimiento con guantes.
5.6.4 Procedimiento
5.6.4.1 Asegurarse de usar guantes durante la manipulación de los reactivos.
5.6.4.2 Sumergir el gel de poliacrilamida o agarosa en un envase de teflón conteniendo bromuro de etidio a
una concentración de 1µg/mL y dejar incubando por 5 minutos en reposo.
5.6.4.3 Devolver la solución de bromuro de etidio en su frasco original y lavar el gel cuidadosamente con
abundante agua.
5.6.4.4 Trasladar el gel hacia un cuarto oscuro donde se encuentre un transiluminador de luz UV.
5.6.4.5 Depositar el gel cuidadosamente sobre la pantalla del transiluminador.
5.6.4.6 Visualizar el ADN usando lentes protectores contra la luz UV.
5.6.5 Interpretación de resultados
5.6.5.1 Las moléculas de ADN son visualizadas indirectamente cuando son coloreadas con bromuro de
etidio, fluoreciendo como bandas de un color naranja frente a la luz UV. Las moléculas de ADN que
son más grandes, generalmente migran más retardadamente que las moléculas de menor peso
(Figura N° 15).
Figura N° 15. Resultado de una electroforesis horizontal de ADN en gel de agarosa. Carril 1:marcador de peso molecular. Carril 2
y 3: moléculas de ADN del gen ial de Bartonella baciliformis.
4000-
1000-
500
1 2 3

30
5.6.5.2 Para determinar el peso molecular delADN es necesario usar un marcador estándar de peso molecular
conocido, el cual al ser comparado con la muestra problema permite determinar de manera aproximada
el número de pares de bases de la molécula a analizar. Estos marcadores comerciales además
pueden ser útiles como controles positivos del sistema de visualización del ADN, principalmente
cuando se piensa evaluar la calidad del bromuro de etidio de la matriz (agarosa o poliacrilamida), o
para determinar la intensidad delADN que estamos evaluando (cálculos cualitativos de concentración
de ADN), etc.
5.6.6 Descontaminación del bromuro de etidio usando carbón activado
5.6.6.1 Cubrir el fondo de un embudo con capacidad para 100 mL de solución con papel filtro Whatman N° 1.
5.6.6.2 Añadir 300 mg de carbón activado sobre el papel filtro y filtrar la solución de bromuro usado sobre el
carbón.
5.6.6.3 Descartar el filtrado al desagüe o alcantarillado.
5.6.6.4 Repetir el proceso cuantas veces sea necesario durante un año.
5.6.6.5 Eliminar el carbón de un año de antigüedad así como los geles de agarosa teñidos con bromuro de
etidio en bolsas de plástico de bioseguridad.
5.6.6.6 Incinerar.
5.7 COLORACIÓN Y VISUALIZACIÓN DEL ADN EN GELES DE POLIACRILAMIDA CON NITRATO
DE PLATA
5.7.1 Ventajas y desventajas
5.7.1.1 De manera alternativa, es posible visualizar ADN en geles de poliacrilamida a través del método de
tinción con plata. La ventaja de este método es que es de dos a cinco veces más sensible que el
bromuro de etidio (detecta desde 0,1 a 0,001 ng de ADN por banda) y es menos tóxico. Del mismo
modo, puede teñir ADN precoloreado con bromuro de etidio sin interferir en el resultado final.
5.7.1.2 Entre las desventajas que tiene este método es que también utiliza reactivos peligrosos, como el
formaldehído, y requiere el uso de solución de nitrato de plata en cantidades moderadamente altas
que con el tiempo resultaría muy costoso.
5.7.1.3 Es importante señalar que el método de tinción con plata también puede ser aplicado para la
visualización de proteínas usando un protocolo similar que no será descrito en este manual. Para el
caso de las proteínas, la sensibilidad del método es de 10 a 50 veces más alto que usando azul
brillante de coomasie (Puede detectar de 0,1 a 1,0 ng de polipéptido).
5.7.1.4 En general, el proceso de tinción con plata surge como una buena alternativa para la visualización de
ADN y proteínas; sin embargo, el procedimiento demanda mucho tiempo y esfuerzo, y en muchos
casos es necesario estandarizar las condiciones.
5.7.2 Materiales
5.7.2.1 Guantes.

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5.7.2.2 Pizeta con agua destilada.
5.7.2.3 Micropipetas para volúmenes de 20 y 200 µL.
5.7.2.4 Agua bidestilada.
5.7.2.5 Solución de fijación (Anexo A).
5.7.2.6 Solución de tinción (Anexo A).
5.7.2.7 Solución de revelado (Anexo A).
5.7.2.8 Solución de detención (Anexo A).
5.7.2.9 Formaldehído al 37% (Anexo A).
5.7.2.10 Tiosulfato de sodio (frasco stock).
5.7.3. Procedimiento
5.7.3.2 Colocar el gel de poliacrilamida en una bandeja conteniendo solución de fijación e incubar en agitación
constante durante 30 minutos. Alternativamente, el gel puede dejarse en solución de fijación, en
reposo durante toda la noche.
5.7.3.3 Retirar el gel de la solución de fijación y colocarlo en un recipiente con agua destilada.
5.7.3.4 Lavar el gel con agua destilada agitando constantemente durante dos minutos, repetir esta operación
tres veces.
5.7.3.5 Retirar el gel del recipiente (dejar secar sobre una lámina de plástico o placa petri por 10 a 20
segundos).
5.7.3.6 Colocar el gel en la solución de tinción y dejar en agitación constante durante 30 minutos.
5.7.3.7 Retirar el gel de la solución de tinción y lavar en agua destilada durante 5 segundos.
5.7.3.8 Añadir en el momento 150 µL de formaldehído (37% concentración comercial) y 1 mg de tiosulfato de
sodio pentahidratado para preparar la solución de revelado y enrazar hasta 100 mL.
5.7.3.9 Inmediatamente colocar el gel en la solución de revelado (Anexo A) y dejar en agitación constante
hasta que empiecen a aparecer las bandas.
5.7.3.10 Cuando las bandas hayan alcanzado la intensidad deseada, agregar una solución fría (4°C -8°C) de
reactivo de parada o detención y dejar en agitación hasta que no aparezcan más burbujas.
5.7.3.11 Secar el gel para registrar el resultado final (Figura N° 16)

32
5.8 FACTORES QUE AFECTAN LA MIGRACIÓN DEL ADN
Existen diferentes factores que tienen una marcada influencia sobre la distribución de las moléculas
deADN. Generalmente, estos factores suelen confundir los resultados finales, por lo que se recomienda
al investigador estandarizar algunos parámetros importantes que en la práctica suelen pasar
desapercibidos. Estos factores pueden ser:
5.8.1 Tamaño del ADN
Generalmente la tasa de migración del ADN es inversamente proporcional al log10 del número de
pares de bases que conforman la molécula. Esto significa que las moléculas de ADN más grandes
generalmente migran más lentamente que las más pequeñas.
5.8.2 Concentración de la agarosa
Una molécula deADN migrará y se distribuirá de modo diferente a medida que varíe la concentración
de la matriz de agarosa o poliacrilamida. Este fenómeno se puede explicar matemáticamente mediante
la siguiente fórmula:
log µ = log µo - Krt
Donde logm es el logaritmo de la movilidad electroforética del ADN, t es la concentración de la
agarosa, mo es la libre movilidad electroforética delADN y Kr es el coeficiente de retraso relacionado
a las propiedades del gel y del tamaño y forma de las moléculas que se desplazan (Anexo B).
5.8.3 Conformación del ADN
Existen moléculas deADN que a pesar de presentar el mismo peso molecular adoptan conformaciones
estructurales diferentes. Un ejemplo de ello son los plásmidos que en la mayoría de los casos generan
estructuras superenrrolladas, formas lineales o formas circulares menos enrolladas o relajadas. En
la electroforesis, estos plásmidos migran de manera no uniforme y se distribuyen en la matriz de
agarosa de tal manera que dan la impresión de tratarse de moléculas de diferente peso molecular.
1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12
Figura N°16. Gel de poliacrilamida teñido con plata para la visualización de moléculas deADN. Carril1: Marcador de peso molecular.
Carril del 2 al 12: ADN ribosomal de mosquito Aedes aegypti.

MPR-CNSP-016
Sin embargo, estas diferencias pueden ser alteradas variando algunos parámetros físicos como la
fuerza iónica del buffer, el voltaje aplicado o la concentración misma de agarosa (Figura N° 17).
5.8.4 Voltaje aplicado
Este parámetro es muy importante en la electroforesis ya que permite la movilización de las moléculas
de ADN de un polo a otro. Es de resaltar que a medida que aumenta la fuerza del campo eléctrico
(aumento de voltaje), se incrementa la movilidad de las moléculas de ADN de alto peso molecular
pero de manera indistinta. Ello genera que las moléculas no se separen completamente unas de
otras pese a aumentar la velocidad de la electroforésis. En consecuencia, se recomienda no aplicar
más de 5V/cm para moléculas de ADN mayores de 2 Kb.
5.8.5 Dirección del campo eléctrico
Durante una electroforesis normal, las moléculas de ADN migrarán a través de una determinada
dirección influenciada por un campo eléctrico. Esta dirección tiene singular repercusión sobre la tasa
de migración de una molécula de ADN. Mientras este factor permanezca constante, la dirección de
la migración delADN se mantendrá inalterable. Sin embargo, existe la posibilidad de alterar la dirección
del campo eléctrico y con ello es posible cambiar el curso de la migración delADN. En ese sentido, si
consideramos fraccionar dos grandes moléculas de ADN que miden entre 50 y 100 kb (por ejm.ADN
genómico) bajo un campo eléctrico de una sola dirección el resultado final será la presencia de una
Figura N°17. Electroforesis de ADN plasmídico de E. coli fraccionado en agarosa a diferentes concentraciones. Carril 1: Marcador
de peso molecular Lambda Hind III en agarosa al 1,5% Carril 2: Plásmido en agarosa al 1,5%, Carril 3: Plásmido en agarosa al 1%.
Carril 4: Plásmido en agarosa al 0,8% . Las flechas indican las distintas conformaciones estructurales del ADN plasmídico. En el
carril 3 se puede apreciar una menor concentración de ADN.
23130-
9416-
6557-
4361-
2322-
2027-
ADN circular
relajado
ADN circular
enrollado
ADN
superenrollado

34
sola banda difusa en el que se encuentren ambos fragmentos. Pero, si realizamos un cambio en la
dirección del campo eléctrico, las moléculas más grandes de 100 kb se autoalinearán, alterarán su
migración y se podrán separar en dos fragmentos completamente distinguibles. Este tipo de
electroforesis es conocido como electroforesis de campo pulsado (PFGE o Pulse Field Gel
Electrophoresis), y es bastante usado para la separación de moléculas de ADN de grandes tamaños
(por encima de 100 kb).
5.8.6 Composición de las bases y temperatura
En geles de agarosa, la composición de las bases del ADN y la temperatura no son factores que
influyen sobre la migración del ADN. En ese sentido no existen diferencias de migración de las
moléculas de ADN desde 4° C a 30° C. Sin embargo, en concentraciones de ADN por debajo del
0,8%, un eventual aumento de temperatura por encima de 50°C (cambio que puede ocurrir al aumentar
el voltaje de electroforesis o por la alta fuerza iónica del buffer) puede generar la licuación del gel y en
consecuencia la pérdida de la muestra del ADN.
5.8.7 Presencia de agentes intercalantes
Algunos investigadores prefieren mezclar el ADN con el bromuro de etidio antes de realizar la
electroforesis. Ello genera que el bromuro de etidio se intercale entre las bases del ácido nucleico
produciendo una alteración del peso molecular del ADN y reduciendo su movilidad durante la
electroforesis, en aproximadamente un 15%. Para evitar este problema se recomienda realizar primero
la electroforesis y posteriormente la tinción del gel de agarosa con bromuro de etidio a fin de evitar
distorsiones en la migración del ADN.
5.8.8 Composición del buffer de electroforesis
La migración del ADN es afectada por la composición y la fuerza iónica del buffer de electroforesis.
En un caso hipotético en que por error se llevase a cabo la electroforesis usando agua en lugar de
buffer, la conductividad eléctrica disminuiría drásticamente por la falta de iones y, en consecuencia,
la migración del ADN sería casi nula. Si la concentración de iones fuera excesivamente alta, la
conductividad eléctrica sería muy eficiente y se generaría un sobrecalentamiento del buffer. El calor
excesivo podría causar la licuación de la agarosa o la denaturación del ADN.
Actualmente se dispone de distintos buffers para electroforesis de ADN de doble hebra. Los más
usados son el buffer TAE (Tris, ácido acético y EDTA) y el TBE (Tris Borato EDTA). La ventaja de usar
TAE es que es menos costoso y a diferencia del TBE permite que las moléculas de ADN migren 10%
más rápido. El TBE por su parte es un buffer muy eficiente y no se sobrecalienta fácilmente a grandes
voltajes. Por esta razón, este buffer es usado para la resolución de grandes fragmentos de ADN en
matrices poco concentradas.

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SECCIÓN 6
VARIANTES DE ELECTROFORESIS
Nuevos protocolos y técnicas basadas en la electroforesis deADN y proteínas, han venido apareciendo
en los últimos años. Mencionaremos brevemente los más importantes:
6.1 ELECTROFORESIS BIDIMENSIONAL
6.1.1 Es un proceso de separación e identificación de proteínas en dos dimensiones, orientando los frentes
de corrida en ángulo recto uno de otro. En tal sentido, las moléculas primero son separadas por su
carga o punto isoeléctrico (pI) por la técnica de enfoque isoeléctrico o IEF (Isoelectric Focusing).
Posteriormente, las proteínas son separadas de acuerdo a su tamaño o peso molecular por
electroforesis en SDS PAGE (Figura N° 18).
6.1.2 A diferencia de la electroforesis en una dimensión en el que se puede resolver cerca de 50 bandas,
la electroferesis de dos dimensiones permite resolver 2500 manchas de polipéptidos.
6.2 ELECTROFORESIS DE CAPILARIDAD
6.2.1 Como su nombre lo indica este tipo de electroforesis se lleva a cabo en finos capilares de sílica
fundida cubierta con poliamida. Los tubos de sílica tienen una longitud de 30 a 100 cm con un diámetro
de 25 a 100 µm y presentan radicales oxidrilo que al disociarse confieren una carga neta negativa.
6.2.2 El proceso se realiza en condiciones de alto voltaje y de campo eléctrico, donde el calor generado es
eficientemente disipado gracias a la acción de los pequeños capilares. Para este propósito, el buffer
utilizado en el sistema Tris 0,02 M pH = 8,6 pasa por los capilares removiendo los H+ de los radicales
oxidrilos. Con ayuda de corriente eléctrica se generará un flujo de protones hacia el cátodo, proceso
conocido como flujo endo-osmótico.
Figura N°18. Electroforesis en dos dimensiones de proteínas totales de Caenorhabditis elegans (Tomado de: http://www.aber.ac.uk/
parasitology/Proteome/Tut_2D.ht).

36
6.2.3 Este tipo de electroforesis permite separar una gran variedad de moléculas entre las cuales tenemos:
proteínas, péptidos, aminoácidos, ácidos nucleicos, iones inorgánicos, bases orgánicas, ácidos
orgánicos y células en general.
6.2.4 En este sistema el tiempo de separación es relativamente corto (5 a 10 minutos), mientras que la
eficiencia de separación es muy alta (Figura N° 19).
6.3 ELECTROFORESIS EN CAMPO PULSADO (PFEG)
Es una técnica diseñada especialmente para la separación de ADN de alto peso molecular (>100
kilopares de bases). PFEG (Pulsed-Field Electrophoresis Gel) opera alternando dos diferentes campos
eléctricos sobre una matriz de agarosa; de esta manera es posible alterar la migración delADN hacia
diferentes direcciones facilitando la separación de dos grandes moléculas de ADN.
Figura N° 19. Esquema representativo de un modelo de electroforesis capilar (E= campo eléctrico, V = voltaje, d= distancia). La
figura es una versión modificada de http://ntri.tamuk.edu/ce/ce.html
Detector
Fuente de luz
280 nm
Ánodo (+) Cátodo (-)
Buffer Buffer
Foto-receptor
Computadora
con registrador
E = V/d

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SECCIÓN 7
VERIFICACIÓN DE LA CALIDAD ÓPTIMA DE LOS EQUIPOS Y REACTIVOS EMPLEADOS
7.1 GENERALIDADES
7.1.1 Se recomienda que los equipos utilizados en biología molecular cuenten con un certificado de calidad
avalado por sus propios fabricantes, a fin de asegurar el óptimo funcionamiento de las pruebas
moleculares.
7.1.2 Asimismo, los reactivos que se empleen deberán ser de grado biología molecular a fin de asegurar
resultados satisfactorios después de cada experimento. Para el caso de algunos reactivos que
exigen mantenerse en refrigeración, deberán ser evaluados por el propio investigador que los adquirió
antes de realizar cualquier experimento. Para el caso del TEMED, el cual es adquirido en condiciones
de refrigeración, el control de calidad se realiza preparando geles de poliacrilamida. Generalmente,
la polimerización no debe demorar más de media hora.
7.1.3 La acrilamida/bisacrilamida es otro reactivo importante que en polvo puede guardarse a temperatura
ambiente; sin embargo, en estado de solución puede mantenerse en refrigeración hasta por 6 meses.
7.1.4 Es importante verificar la calidad de los reactivos y soluciones de trabajo preparados en laboratorio.
7.2 BUFFER PARA ELECTROFORESIS DE PROTEÍNAS Y ADN
7.2.1 Tanto el buffer de electroforesis para proteínas como deADN, deberán ser preparados adecuadamente
y renovados en forma periódica. En tal sentido, se recomienda preparar solución stock de buffer de
electroforesis concentrado 10 veces para proteínas (Anexo A) ó 50 veces para ADN (Anexo A). Este
paso permite conservar la reproducibilidad del experimento.
7.3 PERSULFATO DE AMONIO
7.3.1 En el caso del APS es un reactivo que se caracteriza por ser altamente higroscópico, es decir, suele
hidratarse con facilidad. Por lo tanto, deberá realizarse un control periódico del frasco que lo contiene
a fin de evitar la humedad en su interior y consecuentemente la pérdida de sus propiedades químicas
durante el proceso de polimerización.
7.3.2 Para controlar la calidad de este reactivo verificar que el contenido no se encuentre endurecido ni
que se hallen gotas de agua en su interior. De otro lado, preparar geles de poliacrilamida usando
APS al 10% y verificar que la polimerización no demore por más de media hora.
7.3.3 Para evitar la hidratación del APS se recomienda guardarlo en ambientes secos asegurando la tapa
con lámina extensible de parafina.
7.4 BROMURO DE ETIDIO
7.4.1 La solución de trabajo (1 µg/mL) debe tener un color casi transparente. Una vez preparada la solución,
forrar el frasco con papel aluminio y rotular.

38
7.4.2 La calidad del bromuro de etidio puede ser verificado visualizando concentraciones deADN desde 50
pg (Sección 6.3) en un gel de agarosa incubado durante 5 minutos. La visualización de la mínima
concentración de ADN permitirá determinar la calidad óptima del bromuro de etidio.
7.4.3 El contacto de este reactivo con la luz puede ocasionar la pérdida de sus propiedades fluorescentes
por lo que se recomienda incubar los geles en oscuridad.
7.5 AGAROSA
7.5.1 La continua licuación de la agarosa incrementa su concentración por deshidratación alterando el
perfil de las bandas al final del resultado. Por lo tanto, se recomienda preparar soluciones de agarosa
en volúmenes no mayores de 200 mL y verificar constantemente la turbidez de la agarosa antes de la
preparación del gel.
7.5.2 De otro lado también se recomienda, verificar la presencia de residuos extraños en la solución ya que
pueden interferir con el análisis del resultado final y con la electroforesis misma. Por lo tanto, será
necesario preparar una nueva solución a fin de superar este inconveniente.
7.6 POLIACRILAMIDA AL 30%
Esta solución de trabajo debe ser renovada cada mes debido a que la constante exposición a la luz
y el cambio de temperatura fácilmente deterioran su calidad.
7.7 AGUA DESTILADA
7.7.1 En biología molecular la calidad del agua (grado de pureza) es imprescindible para obtener óptimos
resultados en cada experimento. En ese sentido, se recomienda preparar tanto los buffers para
proteína yADN, así como también para los geles de poliacrilamida y agarosa con agua bidestilada. Si
el investigador cuenta con un equipo de destilación asegúrese que el agua presente una resistividad
eléctrica dentro de un rango de 10 a 18 Meghoms (rango por el cual existe una mínima concentración
de iones y cationes de agua, lo cual indica un alto grado de pureza).
7.8 EQUIPOS DE LABORATORIO
7.8.1 Los equipos que se usan en biología molecular deben pasar por un proceso de mantenimiento
preventivo continuo por lo menos una vez al año. Este proceso deberá ser realizado por personal
técnico altamente capacitado o de preferencia por representantes de la misma compañía fabricante.

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SECCIÓN 8
REGISTROS Y ARCHIVOS
Para llevar a cabo el registro y archivo de resultados finales es importante seguir los siguientes
pasos:
8.1 Para conservar los resultados en el cuaderno de trabajo a partir de un gel de agarosa visualizado con
la luz UV, tomar una fotografía con una cámara fotográfica resistente a este tipo de luz.
8.2 En caso de no ser posible tomar una fotografía, tratar de dibujar con un lápiz el resultado lo más
parecido posible a lo que se observa. De manera alternativa, usar un forro de plástico para cuaderno,
colocarlo sobre la lámina de protección de luz UV y dibujar el gel con un marcador para vidrio.
8.3 Para la conservar los resultados a partir de geles de poliacrilamida para ADN, el proceso puede
realizarse usando una cámara fotográfica. Sin embargo, es posible recurrir a la tinción con plata y
secar el gel para su posterior análisis y registro. Para el caso de proteínas teñidas con azul brillante
de ccomasie también se recomienda secar el gel.
8.4 Registrar los resultados obtenidos siguiendo el Esquema N° 1.

40
CARRIL 1: _________________________________
CARRIL 2: _________________________________
CARRIL 3: _________________________________
CARRIL 4: _________________________________
CARRIL 5: _________________________________
CARRIL 6: _________________________________
CARRIL 7: _________________________________
CARRIL 8: _________________________________
CARRIL 9: _________________________________
CARRIL 10: _________________________________
CARRIL 11: _________________________________
CARRIL 12: _________________________________
CARRIL 13: _________________________________
CARRIL 14:_________________________________
OBSERVACIONES: __________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________________________________
___________________________________________________________________________________________________
___________________________________________
ESQUEMA N° 1
RESULTADOS EXPERIMENTO N°_________
FECHA: _______________
OBJETIVO DEL
EXPERIMENTO: _____________________________________________________________________________
CONCENTRACIÓN DEL GEL:

MPR-CNSP-016
BIBLIOGRAFÍA
• Andrews,A. T. Electrophoresis of nucleic acids. In: Essential Molecular Biology.APracticalApproach.
New York: T. A. Oxford University Press Ed. Brown; 1991.
• Berg G, Garfin D. Protein and nucleic acid blotting and inmunobiochemical detection. Biotechniques
1985; 3: 276.
• BIO-RAD. Acrylamide polymerization-a practical approach. US/EG Bulletin 1156, 1989. 3 pp.
• Darnell J, Lodish H, Baltimore D. Molecular cell biology. 2nd ed. New York: Scientific American
Books; 1990.
• Instituto Nacional de Salud. Normas de Bioseguridad. 2ª ed. Lima: Instituto National de Salud.
2002. Serie de Normas Técnicas Nº 18.
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manual for molecular parasitology. Cambridge: Cambridge University Press; 1992.
• Montoya Y, León C, Maturrano L, Muñoz-Najar U, Nolasco O, Talledo M, et al. Guía de Práctica
del Curso Teórico-Práctico: Electroforesis de proteínas y ácidos nucleicos.Lima: Instituto Nacional
de Salud; 1995.
• Montoya Y, Baldeviano C, Caballero A, Cáceres O, Calderón R, De los Santos, M, et al. Guía de
práctica del curso teórico-práctico: electroforesis de acidos nucleicos y PCR. Lima: Instituto Nacional
de Salud; 1999.
• Montoya Y, León C, Nolasco O, Talledo M, Padilla C, Velarde M, et al. Guía de práctica del curso
teórico-práctico: WESTERN BLOT y ELISA. Lima: Instituto Nacional de Salud; 1999.
• Purves WK, Orians GH, Heller HC, Sadava D. Life: the science of biology. 5th ed. Massachusetts:
Sinauer Associates Inc.; 1997.
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cloning a laboratory manual. 2nd ed. New York: Cold Spring Harbor Laboratory Press; 1989.
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dimensional electrophoresis-matrix assisted laser desorption/ionization-time of flight-mass
spectrometry: an analytical challenge for studying complex protein mixtures. Electrophoresis 2001;
22: 2844-55.

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MPR-CNSP-016
ANEXOS
ANEXO A
A.1 PREPARACIÓN DE SOLUCIONES PARA ELECTROFORESIS DE PROTEÍNAS
A.1.1 BUFFER DE LA MUESTRA 4X PARA PROTEÍNAS
Mezclar los componentes arriba mencionados.
A.1.2 BUFFER DE ELECTROFORESIS TRIS-GLICINA 10X PARA PROTEÍNAS
Reactivos Concentración final
Tris 0,5 M, pH 6,8 2,5 mL 0,125 M
SDS al 10 % 2,5 mL 2.5 %
2-Mercaptoetanol 2,5 mL 25 %
Glicerol 2,5 mL 25 %
Azul de bromofenol 1 mg 0,1 mg/mL
Completar con 100 mL de agua bidestilada.
A.1.3 SOLUCIÓN DE TRABAJO ACRILAMIDA/BISACRILAMIDA AL 30%
Disolver con 100 mL de agua bidestilada. Filtrar para remover las impurezas en papel Whatman N° 1
y forrar el recipiente con papel aluminio o kraft.
A.1.4 BUFFER TRIS 1,5 M pH= 8,8
Pesar 181,65 g de tris base y enrasar con agua bidestilada hasta un volumen de 1 L. Ajustar
a pH= 8,8 con HCl.
A.1.5 BUFFER TRIS 0,5 M pH=6,8
Pesar 60,55 g de tris base y enrasar con agua bidestilada hasta un volumen de 1 L. Ajustar a
pH = 6,8 con HCl.
STris base 3,038 gr 0,25 M
Glicina 15,01 gr 2 M
SDS 1 gr 1 %
Acrilamida 29,2 gr 29,2%
Bisacrilamida 0,8 gr 0,8%
Mezcla total 30 gr 30%

44
A.1.6 PERSULFATO DE AMONIO (APS 10%)
Pesar 100 mg y diluir en un volumen final de 1 mL con agua tridestilada. Este reactivo en polvo es
altamente hidrofílico, por lo tanto, es importante mantener el envase herméticamente cerrado. Esta
preparación debe ser de 1 semana de antigüedad como máximo.
A.1.7 BUTANOL-AGUA
Mezclar un volumen de butanol más un volumen de agua destilada y mezclar. Tomar la fase superior
de la mezcla.
A.1.8 PREPARACIÓN DE GELES POLIACRILAMIDA DE RESOLUCIÓN DE ACUERDO A SU
CONCENTRACIÓN Y VOLUMEN
COMPONENTES DE LA SOLUCIÓN VOLUMEN FINAL DE LA SOLUCIÓN
GEL AL 6 5 mL 10 mL 15 mL 20 mL
Agua bidestilada 2,6 5,3 7,9 10,6
Acrilamida/bisacrilamida 30% 1,0 2,0 3,0 4,0
Tris 1,5 m pH 8,8 1,3 2,5 3,8 5,0
SDS 10% 0,05 0,1 0,15 0,2
Persulfato de amonio 10% 0,025 0,05 0,075 0,1
TEMED 0,0025 0,05 0,0075 0,01
COMPONENTES DE LA SOLUCIÓN 5 mL 10 mL 15 mL 20mL
GEL AL 8%
Tris 1,5 m pH 8,8 1,3 2,5 3,8 5,0
SDS 10% 0,05 0,1 0,15 0,2
TEMED 0,0025 0,05 0,0075 0,01
GEL AL 10%
Tris 1,5 m pH 8,8 1,3 2,5 3,8 5,0
SDS 10% 0,05 0,1 0,15 0,2
TEMED 0,0025 0,05 0,0075 0,01
VOLUMEN FINAL DE LA SOLUCIÓN
GEL AL 12%
Tris 1,5 m pH 8,8 1,3 2,5 3,8 5,0
SDS 10% 0,05 0,1 0,15 0,2
TEMED 0,0025 0,05 0,0075 0,01

MPR-CNSP-016
A.1.9 PREPARACIÓN DE GELES DE EMPACAMIENTO AL 5% DE ACUERDO A SU VOLUMEN
GEL AL 15%
Tris 1,5 m pH 8,8 1,3 2,5 3,8 5,0
SDS 10% 0,05 0,1 0,15 0,2
TEMED 0,0025 0,05 0,0075 0,01
COMPONENTES DE LA SOLUCIÓN 3 mL 4 Ml 6 mL 8 mL
Tris 1,5 m pH 8,8 1,3 2,5 3,8 5,0
SDS 10% 0,05 0,1 0,15 0,2
TEMED 0.0025 0.05 0.0075 0.01
A.1.10 SOLUCIÓN DE TRABAJO DE AZUL BRILLANTE DE COMASIE R250
Disolver 0,25 g de azul brillante de coomasie R250 en 90 mL de metanol:H2O (v/v 1:1) y 10 mL de
ácido acético glacial. Filtrar la solución a través de un papel Whatman N° 1 para eliminar los residuos
extraños. Antes de usar dejar en reposo por una semana en un frasco oscuro.
A.1.11 SOLUCIÓN DE DECOLORACIÓN RÁPIDA
Mezclar 10 mL de ácido acético glacial con 50 mL de metanol. Llevar la solución a 100 mL con 40 mL
de agua destilada.
A.1.12 SOLUCIÓN DE DECOLORACIÓN LENTA
Mezclar 10 mL de ácido acético glacial con 5 mL de metanol. Llevar la solución a 100 mL con 85 mL
de agua destilada.
A.1.13 SOLUCIÓN GLICEROL METANOL
Mezclar 4 mL de glicerol con 45mL de metanol. Llevarlo a un volumen de 100 mL de agua destilada.
A.1.14 SDS 10%
Disolver 10 g de SDS en 80 mL de agua bidestilada, una vez disuelto se lleva a pH 7,2 con 10 N de
NaOH, finalmente se completa hasta 100 mL con agua bidestilada.
Calentar a 68° C para disolver completamente el SDS.

46
A.2 PREPARACIÓN DE SOLUCIONES PARA ELECTROFORESIS DE ADN
A.2.1 BUFFER DE RESOLUCIÓN STOCK TRIS-BORATO (TBE) 5X
Reactivo Cantidad Concentración final
Tris base 54 g 0,45 M
Ácido bórico 27,5 g 0,45 M
EDTA 0,5M Ph 8,0 20 Ml 0,01 M
Llevar a un volumen de un litro con agua bidestilada
A.2.2 BUFFER DE RESOLUCIÓN STOCK TRIS-ACETATO (TAE) 50X
Preparar:
Tris base 242 g 1,9 M
Ácido acético glacial 571 Ml 57,1%
EDTA 0,5M Ph8,0 100 Ml 0,05 M
Completar con 1 Litro de agua bidestilada
A.2.3 BUFFER DE MUESTRA PARA ADN (6X)
Preparar:
Azul de bromofenol 25 mg 0,25% w/v
Xilene cianol FF 25 mg 0,25% w/v
Sucrosa 4 g 40% w/v
Disolver en 10 mL de TAE 1X
A.2.4 PREPARACIÓN DE GELES DE POLIACRILAMIDA PARA ADN
Reactivos 3,5% 5,0% 8,0% 10% 12,0% 20%
Acrilamida/bisacrilamida
al 30%
11,6 16,6 26,6 33,3 40,0 66,6
Agua bidestilada 67,7 62,7 52,7 46,0 39,3 12,7
TBE 5X 20,0 20,0 20,0 20,0 20,0 20,0
APS 0,7 0,7 0,7 0,70 0,7 0,7
Mililitros de reactivo para la preparación de geles a varias
concentraciones (Volumen final 100 mL)
Añadir 35 µL de TEMED por cada 100 mL de solución.

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