El documento describe los protocolos y técnicas para realizar una necropsia y tomar muestras de manera efectiva. Explica los cambios post mortem, los criterios para describir lesiones, y la importancia de recolectar información antes de la necropsia. Además, destaca la necesidad de un lugar adecuado y protocolos para realizar la necropsia y el envío de muestras de manera segura.

1. TÉCNICAS DE DIAGNÓSTICO POST – MORTEM:
NECROPSIA Y TOMA DE MUESTRAS
1- INTRODUCCIÓN
2- PROTOCOLO Y ANAMNESIS
3- MATERIAL Y CONSIDERACIONES PREVIAS
4- TÉCNICAS BASICAS DE NECROPSIA
5- EXAMEN DE SISTEMAS Y ÓRGANOS
6- TOMA DE MUESTRAS
7- ENVIO DE MUESTRAS
1- INTRODUCCIÓN
El término necropsia proviene del griego: nekros, cadáver; opsis, vista. Si se
profundiza más el concepto, cabe definirla como el examen cuidadoso y sistemático
del cadáver para determinar los cambios morfológicos sufridos por órganos y
sistemas, a fin de establecer la causa de muerte. La necropsia es pues, un método de
diagnóstico imprescindible no sólo para el veterinario clínico, sino también para el
docente y la experimentación.
Para la obtención de la máxima información del examen pos mortem de un animal es
fundamental seguir un proceso riguroso rutinario, que permite la visualización de
todos los sistemas. De este modo se asegura la descripción de todas las lesiones
posibles, ya que la omisión de alguno o varios sistemas puede llevar a la
imposibilidad de diagnosticar un problema por falta de material adecuado para los
análisis pertinentes, o incluso llevar a un diagnostico equivocado.
Tiempo transcurrido entre la muerte y la necropsia
La necropsia debe ser realizada lo más próximo a la muerte o al sacrificio del
animal y no debe demorarse, en lo posible, más de veinticuatro horas. Cuanto antes
se haga menor será el riesgo de confundir una lesión provocada por la enfermedad
con un simple cambio post mortem. Las alteraciones post mortem se presentan en un
lapso más o menos breve, dependiendo de varios factores, tales como: el estado
general del animal, panículo adiposo, el largo del pelo o de la cobertura de lana, la
temperatura corporal en el momento de la muerte, la temperatura ambiente, etc. Por
otra parte, viene recordar que algunos tejidos sufren alteraciones más rápidamente que
otros. Así, por ejemplo, se presentan primero en las adrenales, el epitelio del aparato
digestivo, el páncreas, el hígado, los riñones y el sistema nervioso central.
Cambios postmortem
Tan pronto como acontece la muerte de un animal, aparecen ciertas
alteraciones de los tejidos, que se conocen como cambios post mortem. Es de
importancia conocer éstas alteraciones cadavéricas para poder diferenciarlas
claramente de los procesos patológicos.
La rapidez con que se presentan los cambios post mortem dependen de los siguientes
factores:
1) Temperatura ambiente. Las altas temperaturas favorecen el proceso de digestión
enzimática y bacteriana y además la multiplicación microbiana. Es así como en
verano la descomposición de los cadáveres ocurre más rápidamente.

2. 2) Tamaño del individuo. A mayor tamaño mayor rapidez de los cambios post
mortem. La razón de esto radica en que los animales grandes requieren un tiempo más
largo para que el calor del cuerpo se disipe, y en que poseen un aparato digestivo más
voluminoso.
3) Aislamiento externo. Las gruesas cubiertas de piel, plumas, pelos o lana evitan la
disipación del calor, es así como en el ovino y en el cerdo los cambios post mortem se
observan precozmente debido a la conservación de la temperatura corporal interna,
por acción de su cubierta protectora, ya sea lana o panículo adiposo.
Los cambios post mortem son los siguientes:
1) Autólisis: Es la digestión de los tejidos por acción de sus propias enzimas celulares.
2) Putrefacción: Es la descomposición del tejido por la acción de enzimas bacterianas.
3) Rigidez cadavérica (rigor mortis): Es el encogimiento y contracción de los
músculos después de la muerte y termina en una rigidez e inmovilización del cuerpo.
El rigor mortis comienza en la porción anterior del cadáver y progresa en dirección
posterior.
Generalmente aparece después de 6 a 8 horas de la muerte, pudiendo no
presentarse en animales flacos. La aparición del rigor mortis es apresurada por
elevadas temperaturas ambientales, por el ejercicio, o cuando han ocurrido violentas
contracciones musculares como en el tétanos o en el envenenamiento por estricnina.
El rigor mortis es retardado por temperaturas exteriores bajas.
El rigor mortis desaparece normalmente entre 24 y 36 horas posteriores a la
muerte, pudiendo incluso desaparecer a las 48 horas, y lo hace en dirección cráneo
caudal.
Cuando se encuentra un cadáver que no presenta rigidez cadavérica, se debe
averiguar si el animal ha muerto hace muy poco (menos de 6 horas), o si lleva más de
24 horas de muerto y el rigor mortis ya ha desaparecido. Para poder dilucidar esto,
debemos examinar el grado de deshidratación de la córnea, si ésta está totalmente
opaca y deshidratada nos estaría indicando que lleva más de 24 horas de muerto y la
rigidez cadavérica ya se ha presentado.
4) Coagulación de la sangre post mortem. La muerte celular de los elementos de la
sangre y de las paredes vasculares liberan tromboquinasa la que inicia el proceso de la
coagulación.
Los coágulos persisten en el sistema vascular hasta que las enzimas
fibrinoliticas celulares y bacterianas causan su digestión y licuefacción.
La coagulación de la sangre puede ser incompleta o bien no presentarse, en
enfermedades sistémicas (Carbunco), o bien cuando el mecanismo de la coagulación
se ha alterado como sucede en el envenenamiento con trébol dulce o rodenticidas
(Warfarina)

3. 5) Imbibición hemoglobínica. Es la coloración rojo violácea de las paredes vasculares
y tejidos adyacentes debido a la difusión de la hemoglobina en los líquidos corporales
por ruptura de los eritrocitos.
6) Congestión hipostática. Es la coloración violácea de las porciones ventrales de 1os
órganos internos y de todo el cadáver debido al descenso gravitatorio de la sangre.
Esta se diferencia de la hemorragia porque al corte sale sangre de las venas.
7) Pseudomelanosis. Es la presencia de un pigmento gris, verde o negro en los tejidos
posterior a la muerte. Durante el proceso de la putrefacción diferentes tipos de
bacterias producen ácido sulfhídrico (H2S) que se combina con el hierro de la
hemoglobina para producir sulfometahemoglobina de color verde o sulfuro de hierro
de color negro.
8) Imbibición biliar. Es la coloración amarillo verdosa de los órganos y tejidos
vecinos a la vesícula biliar, se debe a la difusión de la colebilirrubina
9) Timpanismo y enfisema post mortem. Es la acumulación de gases en el lumen del
aparato digestivo (timpanismo) o dentro de los tejidos (enfisema), debido a la
fermentación bacteriana.
10) Ruptura de órganos. Acontece cuando 1os gases producidos por la fermentación
bacteriana causan la distensión de órganos como: estómago, intestino, etc.
Criterios para la descripción de las lesiones
Las lesiones encontradas deben ser descritas concisa y objetivamente, evitando
interpretaciones diagnósticas.
Ejemplo: Si las lesiones encontradas en un riñón fueron interpretadas como un
infarto renal, el veterinario o el estudiante al describir la necropsia deberá hacerlo
objetivamente. En vez de escribir simplemente "El riñón presenta un infarto" deberá
escribir algo corno "El cortex renal presenta un área rojo oscura, bien demarcada,
levemente prominente e irregular, con forma de cuña que se extiende profundamente
en el parénquima. El vértice de esta cuña está localizado en la unión cortico medular.
Su superficie de corte presenta una zona rojo oscura periférica y un área central de
color amarillento, de consistencia friable y seca". Solamente entonces la
interpretación de la persona que realizó la necropsia debe ser mencionada y colocada
entre paréntesis; en este caso (Infarto)
Una exacta descripción de la lesión aclara por lo común la naturaleza de la
misma.
Al realizar una descripción de una lesión o de un órgano se deben considerar
los siguientes items.
1) - Localización
Se expresa con exactitud la ubicación o su relación con otros órganos o
estructuras tales como adherencias a estructuras adyacentes. Se puede ubicar una
lesión de la siguiente manera:
La lesión abarca la totalidad del polo caudal del riñón izquierdo.

4. 2) - Distribución de la lesión
Una lesión puede abarcar todo un órgano siendo difusa; puede abarcar grandes
áreas del órgano denominándose localmente extensiva; puede ser focal o multifocal.
3) – Tamaño
Señalar exactamente cual es el tamaño de las lesiones. Las lesiones bien
delimitadas pueden medirse exactamente cuando fuera considerado importante.
4) – Color
La sensación de color es subjetiva, no puede valorarse con medidas exactas, El
color de un órgano y de la mayoría de las lesiones está determinado por su contenido
en sangre. Por consiguiente muchas descripciones comprenden expresiones como
rojo, rojo oscuro, negro, rojo brillante, etc. El rojo brillante demuestra una hiperemia
activa; por el contrario, un rojo azulado demuestra una hiperemia pasiva o éstasis
sanguíneo. Un negro rojizo localizado en el pulmón suele deberse a un infarto
hemorrágico.
El color amarillento de las mucosas se debe a un proceso ictérico. Si el color
amarillento se localiza en el hígado podemos sospechar de una esteatosis; en general,
el color amarillento de los órganos se debe a depósitos de lípidos
5) - Consistencia y textura
Cualidad perceptible por la palpación. Se entiende por consistencia el
grado de cohesión y de uniformidad a la palpación que presenta una estructura
orgánica. Por lo general se establecen comparaciones con la textura normal del órgano
o del tejido que alberga la lesión.
6) - Superficie de corte
La superficie de corte de una lesi6n puede ser semejante a la superficie externa
o visible desde el exterior, pero puede ser completamente distinta u ofrecer diversos
rasgos inapreciables desde fuera. Por ejemplo: una discreta masa visible en la
superficie puede en realidad ser un absceso, un tumor, según las características
apreciadas luego en la superficie de sección.
7) - Forma
Las lesiones pueden ser redondas, planas, irregulares, pedunculadas, difusas,
etc. Se describe su forma o mismo la falta de una forma definida de un órgano o
lesión.
Es imprescindible estudiar los bordes (agudos, obtusos, dentados, irregulares,
regulares) Sobre todo en los órganos como pulmón, hígado ya que de su estudio
podemos deducir la presencia o no de aumento de volumen o de contenido en su
interior.
8)- Contenido
La cantidad y naturaleza del contenido de estructuras tales como el saco
pleural, tracto intestinal, vesícula biliar, vejiga, cavidad abdominal o torácica, etc.
A continuación daremos algunos términos que pueden ser usados en la descripción

5. de una lesión.
a) - Consistencia: dura, firme, friable, blanda, gelatinosa, mucoide, seca, caseosa,
crepitante, arenosa, granular, elástica, fibrosa, etc.
b) - Forma: ovoide, esférica, elíptica, triangular, achatada, nodular, lobulada, discoide,
fusiforme, filiforme, fungoide, vegetante, etc.
c) - Color: se deben usar palabras precisas al designar un color. Indique grado del
color y su distribución. Se puede clasificar como oscuro, brillante, claro, pálido,
puntillado, etc.
d) - Superficie: Cubierta de pelos, cubierta por exudados (especifique el tipo)
ulcerada. Lisa. Irregular. Rugosa. Elevada. Deprimida. Brillante. Opaca. Ondulante.
Con escaras. Con alopecia. etc.
e) - Estructuras tubulares. Pueden estar permeables, dilatadas, obstruidas, obliteradas,
con divertículos, ramificadas, comunicantes, etc.
f) - Tamaño. Siempre se deberá usar el sistema métrico, mismo como una estimativa.
Pesos en gramos. Volúmenes en mililitros o litros. Evite comparaciones como "del
tamaño de una naranja" ó imprecisiones como "gran cantidad de liquido", etc.
2- PROTOCOLO Y ANAMNESIS
Es importante protocolar toda la información que se obtiene antes, durante, y después
de realizar una necropsia, así como el número y tipo de muestras obtenidas para
análisis posteriores. Con el fin de optimizar las posibilidades de comparar los
resultados obtenidos, y hacer un seguimiento contundente de las muestras, y los
análisis realizados, es conveniente utilizar de forma rutinaria una ficha de necropsias
completa y unificada.
Antes de realizar una necropsia es importante considerar y apuntar toda la
información disponible, dado que puede facilitar el diagnóstico. De especial
importancia es esta recaudación de información - la anamnesis antes de la efectuación
de necropsias "diagnósticas" para una población.
3- MATERIAL Y CONSIDERACIONES PREVIAS
Lugar de realización de la necropsia
El lugar donde se efectúa la necropsia no debe ser sujeto a transito de personas
o material que luego pase al resto del centro. Lo ideal seria un local con un acceso
apartado del resto del movimiento diario del personal.
En la entrada de dicho local es necesario colocar un medio de desinfección para el
calzado (bandeja con desinfectante o esponja), con el fin de evitar la distribución de
patógenos por el resto del centro. Un local idóneo para efectuar necropsias debe de
estar cerrado, con las paredes alicatadas o cubierta de pintura plástica (de mataderos),
disponer de una buena fuente de luz, y tener tela mosquitera en las ventanas y la
puerta (Contrapuerta).

6. Las necropsias de animales pequeños se pueden realizar en una tabla de disección o
bandeja recubierta con papel absorbente que posteriormente se utilizara para envolver
la carcasa y los restos de órganos, todo lo que será colocado en doble bolsa y
desechará de la forma más adecuada.
Después de cada necropsia es importante limpiar y desinfectar siempre todos los
instrumentos. Limpiar la mesa y el suelo con desinfectante después de cada necropsia
efectuada.
Es de gran importancia observar siempre una higiene rigurosa, dado que estamos
tratando con material que desconocemos, que puede presentar un riesgo
infectocontagioso para el resto de los animales presentes en el centro o para las
personas que lo manejen.
Equipo para autopsias
El uso de vestimenta adecuada evita que la necropsia pueda servir como medio
de difusión de enfermedades infecto - contagiosas. Sin guantes no se deben hacer
necropsias, ya que muchas enfermedades de animales, como rabia, carbunco,
salmonelosis, erisipela, toxoplasmosis, listeriosis, etc., se transmiten al hombre.
Se deben limpiar y desinfectar las prendas entre necropsias para impedir la
transmisión de microorganismos a otros animales.
Guantes de látex
Mascarillas, gafas, etc.
Material
1) Recipiente con solución de suero fisiológico para lavar los tejidos obtenidos, a fin
de observarlos mejor. Nunca lavar los tejidos en agua o en el líquido fijador. La
diferencia de osmolaridad entre el tejido y el agua causa tumefacción y ruptura
celular. Si utilizamos el líquido fijador este comienza la fijación y produce cambios en
la coloración.
2) Recipientes para la fijación de los materiales
Líquido fijador a utilizar. El fijador universal es el formol tamponado al 10% (1x
tejido/10x formol). Hay que observar un especial cuidado al manejar el formol ya
que es muy irritante para las mucosas al inhalar, puede producir alergias de
contacto sin llegar a contactar con la piel, y por último es muy cancerígeno. Hay
que procurar manejarlo siempre con guantes, y en habitaciones muy bien
ventiladas.
3) Pinzas (con y sin dientes)
4) Varias tijeras (grandes, pequeñas, con punta, con punta roma, viejas para cortar
huesos)
5) Mango y hojas de bisturí
6) Balanza. En toda necropsia es importante tomar observaciones cuantitativas.,
como el peso de animal o de diferentes órganos especificados en el protocolo.
La morfometría, aunque no es una parte indispensable de una necropsia, puede darnos
información clave sobre el estado de desarrollo del animal en cuestión en relación con
lo considerado normal para la especie.

7. Pueden resultar de utilidad los pesos de órganos como el corazón, el hígado o el bazo
El peso de cada riñón con y sin su grasa de alrededor (permite determinar el “Kidney
Fat Index” que puede dar mucha información sobre la condición física)
7) Alfileres. Son importantes para inmovilizar al animal clavándolo sobre la tabla de
disección.
8) Etanol al 70 % para limpiar la zona de la incisión y mantener los pelos fuera de la
zona de trabajo, limpiar instrumentos, la mesa o las manos.
9) Implementos para medir: cinta métrica, calibre
10) Ficha
11) Otros: Jeringas (2+5ml), portas, cubres, papel para secar, lápiz, bolígrafo,
rotulador, tubos vacíos estériles, placas petri estériles, recipientes con medios
especiales, etc.
Consideraciones previas
Junto con la utilización del instrumental descrito anteriormente, se debe hacer
uso de los sentidos a fin de evaluar los cambios presentes en el cadáver. La secuencia
a seguir ha de ser: 1) inspección, 2) palpación y 3) incisión e inspección de la
superficie de corte.
Para establecer un diagnóstico preciso el orden de la necropsia será el
siguiente: Identificación del animal, examen externo y examen interno.
Es recomendable el uso rutinario de un formulario/una ficha de necropsia, para
dejar constancia de los sistemas examinados, las lesiones observadas, y las muestras
obtenidas y su posterior procesamiento
4- TÉCNICAS BÁSICAS DE NECROPSIA
Sólo un método rutinario riguroso de necropsia garantiza la obtención de la
máxima cantidad de información presente en cada cadáver y con esto un correcto
diagnóstico.
Las técnicas aquí detalladas son las que nosotros utilizamos, pero se citan con
un fin meramente informativo. Cualquier técnica que permite visualizar con detalle
todos los sistemas, y al mismo tiempo reducir la contaminación cruzada al mínimo
asegurando que no se olvida ningún órgano o sistema es válida.
Examen externo
Antes de empezar la necropsia se hará el examen externo minucioso del
cadáver, que incluirá: estado de nutrición, aspecto de las mucosas, aberturas naturales,
aspecto de la cobertura del cuerpo. Las aberturas naturales explorables son: fosas
nasales, cavidad oral, mucosa ocular, oído externo, ano, vulva o prepucio. La
presencia de una coloración diferente a la habitual nos indicará modificaciones locales
(rojiza en casos de hiperemia o hemorragias) o generales (amarillenta en la ictericia,
pálidas en la anemia) Igualmente pueden existir depósitos de sustancias, exudado
catarral, purulento o difteroide.
Luego se examinará la piel para comprobar si hay tumefacciones, heridas,

8. ampollas, úlceras, costras, alopecia, parásitos, evidencia de diarrea, tumores cutáneos,
etc.
Identificar, cuantificar y/o recoger parásitos externos.
Determinar sexo y edad
Examen interno
1 – Primero fijar el animal con los alfileres, luego mojar al animal con etanol al 70%
2 - Efectuar un corte longitudinal a través de la piel, a lo largo de la mediana ventral
del cuerpo desde la boca hasta la sínfisis pubiana. Luego se realizan dos cortes
laterales hacia la región de la rodilla (ver diagrama). La incisión debe respetar las
glándulas mamarias, en caso de animales hembra dejando a estos órganos con su
cubierta cutánea.
3 - Retirar la piel lateralmente. Una vez desprendida la piel, se lleva a cabo el estudio
de los tejidos subcutáneo y muscular, articulaciones, glándulas mamarias, tiroides y
paratiroides, linfonódulos. Igualmente ha de atenderse el color, coagulabilidad y
aspecto de la sangre.
Para el estudio de los linfonódulos debemos fijarnos en su volumen y sobre todo en la
superficie de corte, donde veremos cambios de coloración y consistencia.

9. Nódulos linfáticos.
1 – Cervicales superficiales
2 – Cervicales profundos
3 – Mediastinales
4 – Axilares
5 – Braquiales
A – Timo
B – Bazo
6 – Pancreáticos
7 – Renales
8 – Mesentéricos
9 – Inguinales
10 – Lumbares
11 – Sacrales
12 – Ciáticos
4- Abrir la cavidad abdominal con un bisturí cortando encima de una pinza para evitar
daños al tracto digestivo. La apertura de la cavidad abdominal, se realizará
practicando un corte en la musculatura abdominal a lo largo de los bordes caudales de
las costillas. Continué con una incisión a lo largo de la línea media ventral, desde el
esternón hasta el pubis y repliegue la musculatura abdominal hacia la parte dorsal del
cuerpo; quedando así al descubierto la cavidad y los órganos que contiene.
Se realizará un estudio cuidadoso de todas aquellas anomalías, tanto de
posición como de interrelaciones orgánicas, situación y superficie del diafragma, y
sus relaciones con el hígado, bazo y tramos del tracto digestivo. En la región pelviana
se observarán igualmente las características de los órganos allí alojados; y en las
hembras el aparato genital.
Puede existir un contenido líquido en dicha cavidad. El líquido puede ser
sangre, trasudado o exudado, o procedente del tubo gastrointestinal o de la vejiga. La
sangre puede ser debida a la rotura de vasos sanguíneos o de un órgano abdominal
(hígado, bazo, riñón, etc.) El trasudado lo encontramos en procesos de éxtasis pasivo,
como en cardiopatías crónicas o en las parasitosis que cursan con hipoproteinemia.
Además debemos tener en cuenta la cantidad, la transparencia y la

10. consistencia del contenido. Sin existe evidencia de peritonitis colecte el exudado para
estudio bacteriológico antes de remover las vísceras. Esto previene la contaminación
con bacterias intestinales o contaminantes del medio ambiente.
Anatomía macroscópica después de la
apertura de la cavidad abdominal.
1 – Glándula salival
2 - Caja torácica
3 – Diafragma
4 – Hígado
5 – Intestinos
6 - Glandulas bulbouretrales
7 – Testículos
5- Abrir el tórax incidiendo desde la primera costilla, en dirección caudal, los
cartílagos costales (articulación costocondral) a ambos lados, derecho e izquierdo,
hasta la última costilla, retirando así el esternón. La incisión debe ser hecha desde
dentro hacia fuera, esto permitirá la apertura de la cavidad torácica sin dañar el
pulmón o el corazón subyacentes. La parrilla costal puede ser volcada traccionando
dorsalmente de las costillas y rompiéndolas en las articulaciones costovertebrales o
cerca de éstas. La inspección de la cavidad torácica comprenderá el estudio del
contenido, situación de los órganos y la pleura parietal y visceral.
El contenido puede ser líquido. Los acúmulos de líquidos están constituidos
por exudado o trasudado (hidrotorax) o sangre (hemotórax) El exudado puede ser
seroso, serofibrinoso, purulento (piotórax, empiema)
La observación de la situación de los órganos debe ser minuciosa. Es
fundamental observar variaciones de posición y otras anomalías de los pulmones,
corazón, esófago, pleuras y especialmente del mediastino, ya que por él transcurren
estructuras vasculares y nerviosas importantes.

11. Debemos prestar atención a las pleuras, en cuanto a cambios de color,
opacidad, adherencias, tanto con pulmones como con la pleura parietal. Así como a la
presencia de hemorragias o depósitos de sustancias (fibrina, pigmentos, etc.)
Una vez inspeccionada las cavidades, abdominal y torácica, evisceramos sus
órganos mediante diversas operaciones.
La evisceración del aparato digestivo se realiza mediante doble ligadura a
nivel del cardias y del recto Posteriormente seccionamos en dirección cráneocaudal el
tracto digestivo junto con el mesenterio. En la curvatura del duodeno nos llevamos el
páncreas, que será desprendido posteriormente.
Antes de retirar los órganos genitourinarios, se examinarán las glándulas
adrenales, que se encuentran cerca del polo anterior del riñón. Luego se realizará el
examen in situ del tracto urogenital y luego se retirará el sistema urinario
manteniendo sus relaciones anatómicas.
Los riñones se desprenden de la fascia retroperitoneal. Los riñones deben
quedar unidos a sus uréteres y éstos a la vejiga urinaria, que se ligará a nivel del
cuello. De tal modo que se extrae todo el bloque urinario (riñones, uréteres y vejiga)
En las hembras se puede retirar el aparato urogenital completo. Para ello se
practica un corte circular alrededor de los genitales externos, seguidamente
seccionamos los ligamentos y adherencias con la cavidad pélvica y extraemos todo el
aparato en dirección craneocaudal. Esta operación se facilita abriendo la pelvis de
modo de tener campo suficiente para la evisceración.
Antes de retirar los órganos torácicos de su cavidad, es conveniente hacer el
examen in situ del saco pericárdico.
Primero, ver si hay adherencias entre el pericardio y la pleura; luego, observar
la cantidad de líquido que pueda contener el saco pericárdico y su naturaleza, verificar
la existencia de adherencias entre sus dos hojas (parietal y visceral)
La evisceración de la cavidad torácica se realiza conjuntamente con los
órganos del cuello y de la cavidad oral, de tal manera que se extraen desde la lengua,
en dirección cráneo caudal, la faringe, la laringe, la tráquea, el esófago, los pulmones
y el corazón.
La extracción del cerebro es la parte más difícil de la necropsia, por lo que a
menudo la dejan de lado. Sólo piel, ligamentos, músculos y otros tejidos conectivos
unen la columna vertebral a la cabeza. Para su estudio debemos separar la del tronco
del animal, practicando cortes sobre los bordes derecho e izquierdo del atlas (primera
vértebra)
Cortar todos los tejidos blandos alrededor de la articulación atlanto-occipital,
seccione los ligamentos dorsales y ventrales de la articulación y seccione la médula
espinal.
Examine la superficie y cápsula articulares, como también el aspecto físico del
liquido cefalorraquídeo (LCR) que fluirá cuando la duramadre sea seccionada. En
cadáveres con poco tiempo transcurrido desde la muerte, se puede extraer una muestra
aséptica del LCR por medio de una punción del espacio subdural, antes de seccionar
la duramadre. Si el animal ha muerto varias horas antes, hay una absorción de líquido
cefalorraquídeo y es difícil obtenerlo con esta técnica.
Se practican tres cortes, uno transverso a través del hueso frontal, por detrás de los
procesos supraorbitarios. Luego dos cortes en ambos lados del cráneo desde el
agujero occipital hasta los extremos del corte transversal anteriormente efectuado.
Realizada la craneotomia, se aprecian en primer término las meninges y sus
adherencias con los huesos craneales, si las hubiese, posteriormente se hace un corte
longitudinal medial de las meninges para la observación del encéfalo y evisceración

12. de este, previo corte de los nervios craneales y olfatorios.
Evite presionar o apretar el tejido nervioso durante el proceso de remoción,
para evitar artefactos histológicos. Con tijera y pinza debemos retirar la duramadre y
seccionar el tentorium cerebelli, pues sin realizar esta operación es imposible remover
el cerebro intacto de la cavidad craneana.
La remoción de la médula espinal de animales requiere mucho tiempo y esfuerzo y
rutinariamente no se realiza, a menos que se observen signos clínicos específicos de
lesiones medulares. Si se localiza una lesión por el examen clínico, puede ser
necesario examinar sólo una porción de ella y no su totalidad.
Para la disección del canal raquidiano deben separarse previamente los psoas
mayor y menor, la arteria aorta y la vena cava abdominal y en la cavidad torácica el
músculo largo del cuello así como los pilares del diafragma. Posteriormente se da un
corte en la última vértebra lumbar y el sacro para separar la pelvis de la columna
vertebral. seguidamente retiramos las paredes torácicas, de ambos lados y finalmente
separamos la totalidad de la columna del resto de las estructuras del animal.
La abertura del canal raquidiano se realiza incidiendo a nivel de las láminas
vertebrales
Una vez practicada la sección y expuesta la médula espinal, cortamos las
raíces de los nervios espinales y sacamos la médula espinal junto con la duramadre.
Asimismo debemos observar el canal raquídeo por lesiones óseas, en especial
desviaciones, fracturas etc.
6 - TOMA DE MUESTRAS
Muestras a guardar
Los análisis complementarios cuyos resultados en combinación con los resultados de
la necropsia y los datos disponibles ayudan a obtener un diagnóstico final incluyen:
Histopatología, parasitología, microbiología, virología, toxicología, pero también el
examen ultraestructural o técnicas moleculares (micobacterias).
Es recomendable guardar en todas las necropsias una serie de muestras de forma
rutinaria, aunque no sean necesarios de inmediato para el diagnóstico del problema
sospechado. Del mismo modo es recomendable guardar más cantidad de la
imprescindible de cada muestra que se vaya a analizar y de guardar algo de material
además del que se manda al laboratorio, para tener material para eventuales análisis
adicionales o diferentes que puedan resultar necesarios.
Recomendamos tomar y guardar muestras de diferentes órganos de forma rutinaria
durante cualquier necropsia.

13. 7- ENVÍO DE MUESTRAS
Para la calidad de los análisis y con ello de los resultados es decisiva la
rapidez con la que una muestra o un cadáver llega al laboratorio en cuestión. Del
mismo modo es de gran importancia el estado del material.
Conviene contactar el laboratorio antes del envío del material para en su caso fijar las
prioridades y tratar la muestra de diferente manera (Muestras sin congelar son más
útiles para parasitología e histopatología mientras la congelación favorece resultados
validos en microbología).
Envío de muestras
a) Muestras fijadas en formol
El envío de muestras ya fijadas no tiene requerimiento de rapidez y puede realizarse
por correo habitual. Sin embargo es de gran importancia cerciorarse de que el envío
no vaya producir fugas de formol, ya que este líquido es muy irritante, puede producir
reacciones alérgicas de contacto en la piel e irritaciones de las mucosas tras su
inhalación.
Por estas razones es importante disponer de recipientes de cierre hermético, de
plástico (vidrio se rompe con frecuencia durante el envío), debidamente marcados con
rotulador identificando con claridad su contenido. Estos mismos se envuelven en
material absorbente (papel de periódico) y se introducen en una bolsa de plástico, y
después en una caja. El envío debe estar acompañado de un informe conteniendo
mínimo los siguientes datos:
• Nombre y dirección del remitente y nombre de la persona que realizó la necropsia
• Petición de análisis
• Tipo de material (órganos, tejidos,…)
• Fecha de muerte y de la necropsia
• Lesiones observadas durante la necropsia: Descripción, localización, cantidad
b) Muestras para cultivo
Muestras para cultivo pueden consistir en hisopos en medio de transporte obtenidos
durante la necropsia, o muestras de órganos o tejidos en contenedores estériles, bien
frescos bien congelados.
Es importante realizar su envío con la mayor brevedad posible y en refrigeración
(acumuladores de frío) siguiendo las mismas condiciones mencionadas con
anterioridad. Hisopos en medio de transporte han de mantenerse en refrigeración hasta
su envío, hisopos que no tienen medio transporte se sumergen idealmente en una
reducida cantidad de suero salina para prevenir el secado.
Muestras de tejido que no pueden ser enviados en el mismo día de la necropsia han de
congelarse y enviarse en este estado. El informe que acompaña al envío debe contener
al igual que para las muestras anteriores los siguientes datos:
• Nombre y dirección del remitente y nombre de la persona que realizó la necropsia
• Petición de análisis
• Tipo de material (órganos, tejidos,…)
• Fecha de muerte y de la necropsia
• Lesiones observadas durante la necropsia: Descripción, localización, cantidad
c) Muestras para análisis toxicológicos
Estas muestras han de remitirse siempre congelados envueltos en papel de aluminio
en contenedores cerrados herméticamente.

14. El informe acompañante debe contener además de los datos mencionados
anteriormente y grupo de tóxicos del que se sospecha.
2- PROTOCOLO Y ANAMNESIS
Fecha
Proyecto:
Identificación del animal Fecha, hora
muerte
Marca, señal,etc.
Tratamiento Raza/ Cepa Sexo Edad Peso
Examen externo del cadáver
Aspecto general
Piel
Cavidades naturales explorables
Examen después de retirada la piel Muestras ♣
Si No
Tejido subcutáneo
Músculos y articulaciones
Nódulos linfoides
Glándulas mamarias
Examen de la cavidad abdominal Muestras
Si No
Contenido, topografía
Estómago
Hígado
Bazo
Intestino
Riñones
Examen del cuello y de la cavidad torácica Muestras
Esófago
Tráquea
Contenido, topografía
Mediastino
Corazón
Pulmones

15. Examen de la cavidad craneal,
canal raquideano y SNC. Muestras
Meninges
Cerebro
Cerebelo
♣ Muestras para :
H Histopatología
B Bacteriología
T Toxicología
V Virología
L Laboratorio de Patología Clínica
P Parasitología