Este documento describe el procedimiento para realizar un frotis sanguíneo. Explica los materiales necesarios como sangre, portaobjetos y pipetas. Detalla los pasos como depositar una gota de sangre en un portaobjetos y deslizar otro portaobjetos sobre este para obtener una fina capa de células sanguíneas que pueda observarse al microscopio. Además, explica las características de un buen frotis y posibles defectos. El objetivo es familiarizarse con este an

1. 1. Objetivo.
2. Introducción.
3. Materiales.
4. Procedimiento.
5. Resultados.
6 . Conclusiones.
7. Galería de imágenes.
8. Bibliografía.
Extracción de sangre

2. 1. Objetivo.
Que el alumno adquiera los conocimientos y destrezas para lograr una punción
venosa exitosa, ya sea para extracción de sangre o colocación de vía.
La práctica está orientada a los alumnos de técnico en farmacia para facilitar la
adquisición de competencias procedimentales y actitudinales en la práctica de
punción venosa.
2. Introducción.
Se realiza para obtener una muestra de sangre para exámenes de laboratorio y/o introducir al torrente
sanguíneo un medicamento o solución con fines diagnósticos o terapéuticos. También se realiza para
permeabilizar una vía venosa.
2.2. DESCRIPCIÓN GENERAL DE LA SANGRE Y SUS COMPONENTES
¿Cuáles son los componentes de la sangre?
• Plasma. Se trata del componente líquido de la sangre en el que están suspendidas las siguientes células
sanguíneas:
• Glóbulos rojos (eritrocitos). Transportan oxígeno desde los pulmones al resto del cuerpo.
• Glóbulos blancos (leucocitos). Contribuyen a combatir infecciones y asisten al proceso inmunológico. Los
tipos de glóbulos blancos incluyen:
• Linfocitos
• Monocitos
• Eosinófilos
• Basófilos
• Neutrófilos
• Plaquetas

3. ¿Dónde se producen las células sanguíneas?
Las células sanguíneas se producen en la médula ósea. La médula ósea es el material esponjoso ubicado
en el centro de los huesos que produce todos los tipos de células sanguíneas.
Existen otros órganos y sistemas en nuestro cuerpo que ayudan a regular las células sanguíneas. Los
nódulos linfáticos, el bazo y el hígado ayudan a regular la producción, destrucción y diferenciación
(mediante una función específica) de las células. La producción y el desarrollo de nuevas células en la
médula ósea es un proceso denominado hematopoyesis.
Las células sanguíneas producidas en la médula ósea se forman como células madre. Una célula madre (o
célula hematopoyética) constituye la fase inicial de todas las células sanguíneas. A medida que las células
madre maduran, se desarrollan varias células distintas, como glóbulos rojos, glóbulos blancos y plaquetas.
Las células sanguíneas inmaduras se llaman blastos. Algunos blastos permanecen en la médula ósea para
madurar y otros viajan a otras partes del cuerpo para convertirse en células funcionales y maduras.
¿Qué es un recuento sanguíneo completo (RSC)?
Un recuento sanguíneo completo es un procedimiento mediante el cual se mide el tamaño, la cantidad y la
madurez de las diferentes células sanguíneas en un volumen específico de sangre. Puede utilizarse para
determinar muchas anomalías, ya sea en la producción o en la destrucción de las células sanguíneas. Las
variaciones de la cantidad, tamaño o madurez normal de las células sanguíneas pueden indicar una
infección o el proceso de una enfermedad. A menudo, ante la presencia de una infección, el conteo de
glóbulos blancos será elevado. Muchas formas de cáncer pueden afectar a la producción de células
sanguíneas de la médula ósea. Por ejemplo, un aumento en glóbulos blancos inmaduros en un recuento
sanguíneo completo puede asociarse con la leucemia. Las enfermedades sanguíneas, como la anemia y la
anemia falciforme, producirán niveles anormalmente bajos de hemoglobina.
3. Materiales.
- Jeringas (extracción de muestra de sangre o colocación I.V de medicamento).
- Aguja Nro 21 corta o mariposa Nro 21.
- Depósitos con tórulas de algodón.
- Solución antiséptica (alcohol al %70
o povidona yodada).
- Ligadura/brazalete.
- Gasa de 2,5 x 2,5 cm estéril.
- Tubos de exámenes etiquetados
(extracción de muestra de sangre).
- Depósito para desechos.

4. 4. Procedimiento.
1. Lávese las manos y colóquese guantes.
2. Acomode al paciente con la extremidad a punzar sobre la ropa de cama o una superficie adecuada.
Observaciones: La piel del sitio a punzar debe estar indemne.
3. Seleccione el sitio de punción de distal a proximal en la extremidad elegida según el objetivo de la
punción.
4. Coloque la ligadura o lazo para que la vena se vea y/o palpe con mayor facilidad.
5. Lave con agua y jabón el sitio de punción o pincele con solución antiséptica un área de piel de 5cm
alrededor de ella, realizando movimientos concéntricos hacia fuera.
Observaciones: realice un lavado de arrastre si la suciedad es visible. Una vez esterilizada la zona, no
volver a tocar.
6. Fije la vena traccionando la piel y solicite al paciente que empuñe y abra la mano de forma suave.
7. Inserte la aguja en un ángulo de 25 grados en la piel con el bisel hacia arriba, y observe como el reflujo
de sangre llena la cámara de la aguja, esto nos indica que estamos dentro de la vena:
A. Retire la ligadura.
8. Mantenga fija la aguja o catéter. Continúe el procedimiento según sea toma de muestra para examen o
administración de medicamento o solo mantención de vía venosa permeable.
9. Si toma exámenes, extraiga la cantidad de sangre necesaria, vierta en los tubos de ensayo, suelte la
ligadura, retire la vía, presione la zona de punción con tórula seca por lo menos 1 minuto y selle con gasa
estéril y tela adhesiva.
10. Si desea mantener la vía venosa permeable coloque sello de solución fisiológica (1 a 2mL) y sierre la vía
con tapa estéril.
11. Deje cómodo al paciente.
12. Elimine el corto punzante, retire el equipo y envíe para su procesamiento.
13. Retire los guantes y lávese las manos.

5. 5. Resultados.
Antes de retirar la aguja es muy importante, en primer lugar, retirar el compresor
venoso. Si no se hiciese de este modo, una vez retirada la aguja, con el compresor
puesto, saldría abundante sangre del lugar de venopunción.
En plena extracción de sangre venosa, al tirar del émbolo de la jeringa, es muy
importante no hacerlo deprisa, ya que podríamos hemolizar la sangre. Es
aconsejable realizar la operación despacio y con ritmo constante.
Al pasar la sangre extraída a los tubos anticoagulados (dispensación), hay que
hacerlo con cuidado para no hemolizar los hematíes de la muestra. Si dispensamos
soltando la sangre con mucha presión, los hematíes se lisarán al golpearse contra
las paredes del tubo.
Una vez dispensada la sangre en los tubos, los moveremos para homogeneizar la
mezcla de anticoagulante con la sangre. Se debe hacer de manera suave y con un
ritmo constante, ni rápido ni fuerte. Si realizamos esta operación de manera brusca
conseguiremos hemolizar la muestra, rompiendo los hematíes y dejándola
inservible.
6. Conclusión.
La venopunción, muchas veces no es exitosa por el tamaño de las venas, pueden ser de tamaño muy finas y
no se puede extraer sangre correctamente.
7. Galería de imágenes.

6. 8. Bibliografía.
- Procedimientos de Enfermería Medicoquirúrgica, Editorial Mediterráneo 2007, Segunda Edicion, pp.
153-158 y 409-423.
- The New England Journal of Medicine, Peripheral Intravenous Cannulation http://www.nejm.org/doi/full/
10.1056/NEJMvcm0706789

8. 1. Objetivo.
2. Introducción.
3. Materiales.
4. Procedimiento.
5. Resultados.
6 . Conclusiones.
7. Galería de imágenes.
8. Bibliografía.
Frotis sanguíneo

9. 1. Objetivo.
- Realizar el frotis sanguíneo de nuestra sangre.
- Familiarizarse con el frotis hematológico y su correcta tinción.
2. Introducción.
El frotis sanguíneo es esencial el estudio clínico hematológico. Este análisis clínico arroja datos importantes
como la cantidad, morfológicos, y dimensiones de las células componentes de la sangre. Lo anterior
favorece el esclarecimiento de patologías sanguíneas. Además el frotis sanguíneo puede arrojar
información a seca de patógenos existentes en el torrente sanguíneo.
La importancia de un buen frotis y su correcta tinción son fundamentales a la hora de la observación al
microscopio, ya que un frotis mal hecho entrega muy poca información tanto cuantitativa como cualitativa.
El frotis sanguíneo es realizado en forma rutinaria en todo hemograma, ya sea que se realice en forma
manual o automatizada.
En este último sistema, cuando hay normalidad en todos los elementos, se obtienen los datos gráficamente
desde el equipo y es opcional el uso del frotis (lectura total, parcial o nada). Esto dependerá del laboratorio
y de la experiencia del profesional.
La importancia de un buen extendido y su correcta tinción son fundamentales a la hora de la observación al
microscopio, ya que un frotis mal hecho entrega muy poca información acerca de la morfología celular, y
en algunos casos es esta observación la que entrega al clínico la información que requiere para realizar su
diagnóstico.
1. MARCO TEÓRICO
Frotis sanguíneo
Es la extensión de sangre realizada sobre un portaobjeto y a partir de la cual se observarán, al microscopio,
las características de las células sanguíneas.
Una extensión o frotis sanguíneo consiste en recubrir parcialmente una porta con una gota de sangre, de
tal manera que las células de ésta se dispongan formando una sola capa de ellas. Esto puede hacerse
manual o automáticamente. Lo último se realiza mediante un aparato (spinner) que centrifuga rápidamente
la porta con la sangre depositada en su centro. Con este aparato se obtienen unos frotis que presentan una
distribución celular muy homogénea.
2. PARTES DE UNA EXTENSIÓN
a) CABEZA.
- Es la zona inicial de la extensión.
- Es la región más gruesa.
- En ella se encuentra una mayor proporción de linfocitos, y los hematíes formanaglomerados (pilas de
monedas).

10. b) CUERPO.
- Es la zona media del frotis.
- Su espesor es el apropiado.
- En ella existe una adecuada proporción entre los distintos tipos de leucocitos.
- Contiene la "zona ideal" de observación, que corresponde a la porción que limitacon la cola.
c) COLA.
- Es la zona final de la extensión.
- Suele tener un aspecto redondeado.
- Es la región más fina.
- En ella se encuentra una mayor proporción de leucocitos grandes (granulocitos y monocitos), y además.
los hematíes están deformados y presentan una tonalidad uniforme.
- En su porción terminal suelen ser más abundantes las plaquetas, sobre todo si son grandes.
d) BORDES.
- Contienen una mayor proporción de leucocitos grandes.
- Si están deshilachados, en ellos las células son difíciles de reconocer por estar deformadas o destruidas.
3. CARACTERÍSTICAS DE UNA BUENA EXTENSIÓN.
1. La cabeza ha de estar cerca de uno de los extremos del porta.
2. La cola debe estar cercana al otro extremo del porta, pero sin llegar a él.
3. El borde de la cola tiene que estar finamente deshilachado. Ese fino deshilacha miento recibe el nombre
de "barbas".
4. Toda la extensión ha de ser fina y homogénea.
5. Los bordes laterales de la extensión deben estar separados de los bordes del porta por 1 mm
aproximadamente.
6. Una extensión normal ha de tener una longitud de las ¾ partes del portaobjetos.
7. El uso de teñido res automáticos exige la realización de extensiones más cortas que las consideradas
normalmente como correctas (con una longitud de la mitad del portaobjetos).

12. FROTIS DE SANGRE PERIFÉRICA BIEN REALIZADO
4. DEFECTOS DE UNA EXTENSIÓN.
- Excesiva longitud y escaso grosor o escasa longitud y excesivo grosor.
- Esto se debe a un inadecuado tamaño de la gota de sangre o/y a un error en la velocidad o/y a un fallo en
el ángulo de extensión de la misma.
- Presencia de escalones o estrías.
- Esto está ocasionado por una falta de uniformidad en el deslizamiento de la gota.
- Existencia de abundantes zonas redondeadas que carecen de sangre.
- Esto se produce por la presencia de restos de grasa o de suciedad en el porta.
- Extremo final excesivamente dentado.
FROTIS DE SANGRE PERIFÉRICA INACEPTABLES.
Se muestran los aspectos asociados con los errores más frecuentes, pero nótese que puede haber
combinaciones de causas para los frotis inaceptables.
A) Borde astillado o áspero en el portaobjetos extensor.
B) Vacilación en el movimiento hacia adelante del portaobjetos extensor.
C) Extensor que se empuja de modo demasiado rápido.
D) Gota de sangre demasiado pequeña.

13. E) La gota de sangre no pudo diseminarse por todo el ancho del portaobjetos.
F) Suciedad o grasa sobre el portaobjetos; también puede deberse al aumento de lípidos en la muestra de
sangre.
G) Presión irregular sobre el portaobjetos extensor.
H) Retraso en la realización del frotis; la gota de sangre comenzó a secarse.

14. 3. Materiales.
- Sangre.
- Papel de filtro.
- Porta objetos.
- Pipetas.
4. Procedimiento.
Las extensiones sanguíneas se llevan a cabo deslizando una porta sobre otro en el
que se ha depositado previamente una gota de sangre. Con esto se obtiene una
fina capa de células sanguíneas que puede ser adecuadamente observada con el
microscopio.
TÉCNICA
1. Con los dedos índice y pulgar de una mano, sujetar un extremo del porta normal (porta soporte), a nivel
de sus bordes, y situarlo sobre una mesa. También puede apoyarse, simplemente, el porta soporte sobre el
extremo del dedo corazón de la mano que lo sujeta. De esta forma, el porta soporte forma un ángulo con la
mesa.
2. Con una pipeta cargada de sangre, depositar una pequeña gota de ésta (de unos 5 microlitros) en la
cara superior de ese porta, a no menos de 2 cm del extremo opuesto al que agarra la mano.
3. Colocar un extremo del porta esmerilado (porta difusor o extensor) un poco por delante de la gota de
sangre y formando un ángulo de 45° con el porta soporte. Es conveniente utilizar siempre el mismo porta
extensor, para adaptarlo a esta función.
4. Desplazar suavemente hacia atrás el porta extensor, hasta que alcance la gota de sangre.
5. Dejar que la gota se extienda, a lo largo del extremo del porta extensor que toca el porta soporte.
6. Antes de que la sangre alcance los bordes de ese extremo, deslizar el porta extensor hacia delante, con
un movimiento firme y uniforme, y a una velocidad media. Este deslizamiento debe acabar,
aproximadamente, a 1 cm del extremo final del porta soporte, con un movimiento de ascensión del porta
extensor.

15. 7. Secar rápidamente la extensión, agitándola al aire, para que sus células no se distorsionen.
8. Escribir el nombre del paciente, en la porta que soporta la extensión.
5. Resultados.
El frotis no salió a la primera, hicimos muchísimos intentos, nos manchamos de
sangre, después de tantos intentos algunos frotis salieron bien y los dejamos secar
pasa su posterior tinción.
6. Conclusión.
De esta práctica concluye que es una de las herramientas fundamentales y más sencillas para poder
observar las patologías sanguíneas.
7. Galería de imágenes.

16. 8. Bibliografía.
- http://qbhematologia.files.wordpress.com/2011/07/prc3a1ctica-2.pdf
- http://www.scielo.org.ve/scielo.php?script=sci_arttext&pid=S0258-65762010000200001
- http://ocw.um.es/cc.-de-la-salud/fisiologia- animal/Material%20de%20clase/bloque-1-cap-2-tema-1.-
medio-interno-de- los-animales-domesticos.pdf
- http://biblioteca.duoc.cl/bdigital/Documentos_Digitales/600/610/39584.pdf
- http://es.slideshare.net/pajitacoxito/frotis-o-extensin-de-sangre-11184885

17. 1. Objetivo.
2. Introducción.
3. Materiales.
4. Procedimiento.
5. Resultados.
6 . Conclusiones.
7. Galería de imágenes.
8. Bibliografía.
Cromatografía

18. 1. Objetivo.
Conocer los principios básicos de la cromatografía así como la descomposición de
diferentes tintas.
2. Introducción.
La cromatografía es una técnica de separación de los componentes de una mezcla, por distribución de
éstos entre dos fases, una estacionaria y otra móvil. La fase estacionaria puede ser un sólido, un líquido
sobre un soporte sólido o un gel, y la móvil un líquido o un gas. De entre los numerosos tipos de
cromatografía existentes, en esta práctica nos limitaremos a la cromatografía en papel, basada en los
distintos tipos de afinidad de los productos químicos por, en este caso, el papel y el disolvente.
Inicialmente, se utiliza un disolvente adecuado para llevar sustancias problema (a separar) al papel, donde
son adsorbidas. Luego, al pasar a través del mismo el disolvente se irán separando cada uno de los
componentes de la mezcla, siendo los que menos migren los que mayor afinidad tienen con el papel,
mientras que los más susceptibles de migrar serán los compuestos menos afines con dicho soporte. Como
resultado, se originan zonas coloreadas bien diferenciadas, obteniendo así un cromatograma y dando por
terminado el desarrollo del mismo.
3. Materiales necesarios.
- Papel de filtro
- Vaso de precipitados (100 ml)
- Pipetas Pasteur
- Alcohol al 96%
-Agua destilada
4. Procedimiento.
A. LOS COLORES DE LA “TINTA”
Se corta un cuadrado de papel de filtro y se dejan caer una gota de tinta en el centro. A continuación, se
hace un orificio en el centro de la mancha y se introduce un rollo de papel de filtro. En un contenedor de
plástico se añade el disolvente adecuado (alcohol 96% y agua destilada) y se introduce el extremo inferior
del rollo de papel de filtro. El agua asciende poco a poco y disuelve la mancha de tinta extendiéndola por
el papel. Van apareciendo diferentes colores debido a la separación de los componentes de la tinta.
B. LOS COLORES DEL “BOLI”
Se corta una tira rectangular de papel de filtro de una longitud casi igual a la altura del contenedor de
plástico y de una anchura inferior al diámetro de éste (para un vaso de 250 mL las dimensiones de la tira
serían de 6 x 9 cm). A un centímetro, aproximadamente, de uno de los bordes se dibujan puntos gruesos

19. con rotuladores o bolígrafos de colores, uno por cada color que queramos investigar. A continuación, se
pega el otro extremo de la tira a la varilla o alambre, de forma que éste haga de “percha” del papel.
Seguidamente, se introduce la tira en el vaso de precipitados al que previamente se habrá añadido el
disolvente adecuado (alcohol 96% y agua destilada) en cantidad suficiente para que pueda tocar y
humedecer la tira, pero procurando que quede por debajo de los puntos de colores dibujados en el papel.
Poco a poco el disolvente ascenderá en la tira por capilaridad y al llegar a los puntos de colores arrastrará
los componentes de las tintas. Se verá como, por cada uno de los puntos originales, van apareciendo en el
papel unas bandas de diversos colores.
5. Resultados.
Salieron todos a la primera, aunque en algunos había que esperar cierto tiempo y en otros salía en
seguida; depende de con que tipo de tinta trabajábamos salía de varias colores o simplemente se volvía
más claro.
6. Conclusión.
En base a la sesión realizada en clase principalmente se cumplió el objetivo en su totalidad, lo alumnos
reforzamos la realización de la cromatografía en capa fina, así como el aprendizaje de la cromatografía en
columna, hubo unos pequeños errores, pero aun así se pudieron rescatar aspectos importantes de la
practica.
7. Galería de imágenes.

20. 8. Bibliografía.
- M. Valcárcel Cases, Técnicas Analíticas de Separación, Reverté
- R. Cela, Técnicas de Separación en Química Analítica, Síntesis

21. 1. Objetivo.
2. Introducción.
3. Materiales.
4. Procedimiento.
5. Resultados.
6 . Conclusiones.
7. Galería de imágenes.
8. Bibliografía.
Tinción hematológica

22. 1. Objetivo.
-Utilizar un método distinto a los clásicos ( Giemsa y Wright ) que es de inmersión y
mucho más rápido (aproximadamente 15 segundos ).
-Conocer las diferencias entre el método de tinción panóptico rápido y las otras
tinciones clásicas.
-Decir el tiempo que debe sumergirse la extensión en cada una de las tres
soluciones.
-Decir cuál es la solución fijadora.
2. Introducción.
Este método de tinción se diferencia de los métodos clásicos ( Giemsa y Wright ) en que en estos dos
métodos había que extender el colorante sobre la extensión, al contrario que pasa con el panóptico
rápido, que es un método de inmersión, es decir, sumergimos la extensión en la solución colorante
durante un determinado tiempo.
De este método también destaca su rapidez de ejecución, aproximadamente 45 segundos. (15 segundos
por inmersión; 5 segundos por 3 veces).
3. Materiales.
- Papel de filtro.
- 2 portas para realizar la extensión sanguínea.
- Pipeta Pasteur.
- Alcohol.
- Cubetas de Wertheim o similares.
- Microscopio óptico.
Reactivos utilizados para esta práctica:
- Agua destilada.
- Solución nº 1: Solución alcohólica de triarilmetano.
- Solución nº 2: Solución tamponada de xanteno.
- Solución nº 3: Solución tamponada de tiazina.

23. 4. Procedimiento.
1. Llenar las tres cubetas de tinción, cada una de ellas con un reactivo de panóptico rápido.
2. Colocar las cubetas de tinción y la cubeta con agua en el siguiente orden:
A) Solución fijadora.
B) Colorante ácido.
C) Colorante básico.
D) Agua destilada.
3. Sumergir el cestillo de inmersión, con las extensiones sanguíneas dentro, 5 veces en la primera cubeta
de tinción con la solución fijadora. Cada inmersión debe durar un segundo.
4. Escurrir y secar el cestillo en los empapadores.
5. Sumergir el cestillo de inmersión 5 veces en la segunda cubeta de tinción con el colorante ácido. Cada
inmersión debe durar un segundo.
6. Escurrir y secar el cestillo en los empapadores.
7. Sumergir el cestillo de inmersión 5 veces en la tercera cubeta de tinción con el colorante básico. Cada
inmersión debe durar un segundo.
8. Escurrir y secar el cestillo en los empapadores.
9. Sumergir el cestillo de inmersión en la cubeta con agua destilada.
10. Limpiar los restos de colorante de cada extensión con agua destilada.
11. Secar las extensiones sanguíneas al aire y en vertical.
12. Visualizar las preparaciones al microscopio óptico para comprobar la calidad de la tinción.
5. Resultados.
Algunos no salieron bien, porque algunos tenían demasiada sangre y otro porque
tenían pocas, entonces al lavarlo con el agua destilada se desprendió del porta.

24. 6. Conclusión.
CAUSAS DE ERROR EN LAS TINCIONES REALIZADAS A FROTIS SANGUÍNEOS.
Si la tinción de una extensión sanguínea es demasiado rosa, probablemente esto se deba a:
• Un pH bajo del colorante.
• Un tiempo de coloración insuficiente.
• Un lavado excesivamente prolongado.
• Si la tinción es demasiado azul, posiblemente, esto esté causado por: un grosor excesivo de la
extensión, o un pH alto del colorante.
• Una coloración excesivamente prolongada.
• Un lavado insuficiente.
Si tras la tinción aparecen artefactos o/y precipitados en la extensión, probablemente esto se deba a:
• Un empleo de portaobjetos sucios.
• Una falta de filtración del colorante.
• Una coloración excesivamente prolongada.
• Un secado del colorante durante la tinción.
• Un lavado insuficiente.
Muchos de estos errores pueden obviarse utilizando teñidores automáticos de las extensiones sanguíneas.
Actualmente, no suelen emplearse en la práctica clínica.

25. 7. Galería de imágenes.

26. Monócito
Neutrófilo
segmentados

27. 8. Bibliografía.
- e-spacio.uned.es/fez/eserv/bibliuned:master-Ciencias.../Santos_Vidal_Sara_TFM
- https://www.franrzmn.com/tinciones-hematologicas/
- https://mmegias.webs.uvigo.es/descargas/tecnicas-tincion.
- https://es.scribd.com/doc/298148042/TINCIONES-HEMATOLOGICAS

28. 1. Objetivo.
2. Introducción.
3. Materiales.
4. Procedimiento.
5. Resultados.
6 . Conclusiones.
7. Galería de imágenes.
8. Bibliografía.
Análisis de orina

29. 1. Objetivo.
La finalidad de esta práctica es realizar el análisis de anormales en una muestra de
orina. La tira reactiva diagnóstica de inmersión es una tira de plástico a la que se fija
una o más almohadillas de celulosa que está químicamente impregnada de tampón
y varios indicadores químicos. Cuando se humedece en orina, cada almohadilla se
convierte en un medio químico en miniatura que responde a la presencia de
compuestos químicos específicos presentes en la muestra.
Para obtener resultados semicuantitativos, es importante observar los tiempos que
se especifican para la realización de cada lectura.
Las zonas reactivas, una vez impregnadas de orina se comparan con las escalas
colorimétricas del envase. Se debe considerar la tira reactiva como un dispositivo
de selección primaria que junto con el examen visual, permite separar las muestras
anormales de las normales. Las anomalías deben dilucidarse usando pruebas de
seguimiento y confirmación.
Las tiras reactivas disponibles en el mercado tienen tests para: glucosa, bilirrubina,
cuerpos cetónicos, densidad, sangre, pH, proteínas, urobilinógeno, nitritos y
leucocitos.
2. Introducción.
Composición de las almohadillas
Glucosa: 16,3% p/p glucosa oxidasa (1,3UI); 0,6% p/p peroxidasa (3300UI); 7% p/p Yoduro potásico; 60,7%
p/p tampón; 15,4% p/p ingredientes no reactivos.
Bilirrubina: 0,4% p/p sal de diazonio de 2,4-dicloroanilina; 37,3% p/p tampón; 62,3% p/p ingredientes no
reactivos.
Cetonas: 7,1% p/p nitroprusiato sódico; 92,9% p/p tampón.
Densidad: 2,8% p/p azul bromotimol; 97,2% p/p. Poli(metil vinil éter ácido maleico sal sódica).
Sangre: 6,8% p/p diisopropilbenceno dihidroperóxido; 4% p/p 3,3 ́,5,5 ́tetrametilbencidina; 48% p/p
tampón; 41,2% p/p ingredientes no reactivos.
pH: 0,2% p/p rojo metilo; 2,8% p/p azul de bromotimol; 97% p/p ingredientes no reactivos.
Proteínas: 0,3% p/p azul de tetrabromofenol; 97,3% p/p tampón; 2,4% p/p. Ingredientes no reactivos.

30. Urobilinógeno: 0,2% p/p p-dietilaminobenzaldehido; 99,8% p/p ingredientes no reactivos.
Nitritos: 1,4% p/p p-ácido arsanílico; 1,3% p/p 1,2,3,4-tetrahidrobenzoquinolin-3-ol; 10,8% p/p tampón;
86,5% p/p ingredientes no reactivos.
Leucocitos: 0,4% p/p éster de pirrol aminoacídico derivatizado; 0,2% p/p sal de diazonio; 40,9% p/p
tampón; 58,5% p/p ingredientes no reactivos.

31. Información sobre las tiras reactivas
Glucosa. Tiempo de lectura visual: 30 seg. Este test es específico de glucosa; no hay otra sustancia que se
conozca presente en orina que dé resultados positivos. En orinas diluidas o con glucosa en pequeña
cantidad, concentraciones de ácido ascórbico superiores a 2,2 mmol/l pueden dar falsos positivos.
Sensibilidad del test: 4-7 mmol/l.
Bilirrubina. Tiempo de lectura visual: 30 seg. Normalmente la bilirrubina no es detectable en orina incluso
por los métodos más sensibles. Incluso resultados traza de bilirrubina son suficientes para iniciar una
investigación. Colores atípicos (no comparables al bloque positivo o negativo) indican que se deben
continuar la investigaciones en esta muestra. Metabolitos de drogas que dan color a pH bajo pueden
causar falsos positivos. Sensibilidad del test: 7-14 μmol/l.
Cetonas. Tiempo de lectura visual: 40 seg. El test reacciona con el ácido acetoacético en orina. No
reacciona con acetona ni con ácido betahidroxibutírico. Ciertas orinas de pH bajo y/o densidad alta
pueden dar falsos positivos. Las muestras de orina no patológicas suelen dar negativo con este reactivo.
Niveles detectables de acetona puden aparecer en caso de dieta, embarazo o ejercicio extremo frecuente.
En cetoacidosis o ayuno prolongado junto con otras alteraciones del metabolismo lipídico o de
carbohidratos, las cetonas pueden aparecer en grandes cantidades en la orina antes de que se manifiesten
en el suero. Sensibilidad del test: 0,5-1 mmol/l.
Densidad. Tiempo de lectura visual: 45 seg. Este test permite la determinación de densidades entre
1-1,03. No se afecta por constituyentes no iónicos como la glucosa o colorantes. Orinas alcalinas altamente
tamponadas pueden causar lecturas relativamente bajas en comparación con otros métodos. Pueden salir
resultados falsamente altos en presencia de concentraciones moderadas de proteínas (1-7,5 g).
Sangre. Tiempo de lectura visual: 60 seg. La interpretación del resultado “trazas” puede variar
ampliamente entre distintos pacientes y se requiere valorar cada paciente individualmente. El desarrollo de
unos puntos verdes (eritrocitos intactos) o de color verde difuminado (hemoglobina/mioglobina libre) en el
área reactiva de la tira indican la necesidad de una investigación más profunda. La sangre se suele
encontrar en los periodos menstruales de la mujer. Este test es muy sensible a la hemoglobina libre y algo
menos a los eritrocitos intactos y así se complementa con la investigación microscópica. La sensibilidad de
este test puede disminuir algo en las orinas de alta densidad. Este test es igualmente sensible a
hemoglobina como a mioglobina. Alta densidad o proteinuria pueden disminuir la sensibilidad del test.
Falsos positivos pueden aparecer por ciertos contaminantes oxidantes o por la peroxidasa microbiana
asociada a una infección. Sensibilidad del test: 150-620 μg/l (equivale aproximadamente a 5-20 células
intactas por microlitro).
pH. Tiempo de lectura visual: 60 seg. El área de pH mide de una en una unidad en el rango de 5 a 8,5 en
lectura visual y de 5 a 9 en lectura instrumental. Si no sigue el procedimiento correcto y permanece un
exceso de orina en la tira, se puede producir un fenómeno conocido como “runover”, en el cual el tampón
del reactivo de proteína contamina la prueba de pH dando un resultado anormalmente bajo.
Proteínas. Tiempo de lectura visual: 60 seg. (o inmediatamente, o hasta 2 minutos después de la inmersión
de la tira). El área reactiva de la tira es más sensible a las albúminas que a las globulinas, hemoglobinas,
proteínas de Vence-Jones y mucoproteínas. Un resultado negativo no puede descartar por lo tanto la
presencia de estas últimas. Generalmente no se suele detectar proteínas por este método en orina a pesar
de que normalmente se excreta una pequeña cantidad. Cualquier color por encima de trazas es indicador

32. de proteinuria. Para orinas de alta densidad suele aparecer el resultado de trazas en orinas normales. Se
precisa una evaluación clínica para valorar el resultado de trazas. Se pueden encontrar falsos positivos en
orinas alcalinas o altamente tamponadas y por contaminación con compuestos cuaternarios amoniacales y
detergentes. Sensibilidad del test: 0,15-0,30 g/l.
Urobilinógeno. Tiempo de lectura visual: 60 seg. El área reactiva puede detectar concentraciones tan
bajas como 3 μmol/l (aproximadamente 0,2 unidades Ehrlich). El rango normal es de 3-16μmol/l. Un
resultado de 33μmol/l significa el tránsito entre normal y anormal, y el paciente o la orina deben ser
examinados con más cuidado. El área reactiva puede tener interferencias con sustancias que interfieran con
la reacción de Ehrlich. Reacciones de color atípicas se pueden presentar en caso de presencia de ácido p-
aminobenzoico o formalinas. Sustancias altamente coloreadas como riboflavinas pueden enmascarar el
desarrollo del color. Con este test no se puede determinar la ausencia de urobilinógeno.
Nitritos. Tiempo de lectura visual: 60 seg. Este test depende de la conversión de los nitratos en nitritos a
través de las bacterias presentes en la orina, generalmente Gram negativas. Este test es específico para
nitritos y no reacciona con otras sustancias presentes en la orina. Puntos o bordes rosados no deben
confundirse con un resultado positivo. Cualquier desarrollo de color rosa suave uniforme debe
interpretarse como un resultado positivo e indicador de al menos 10 microrganismos/ml, pero el desarrollo
del color no es proporcional al número de microorganismos presentes. Un resultado negativo no puede
probar la ausencia de microorganismos. Pueden aparecer falsos negativos debido a la presencia de
microorganismos que no contengan la reductasa para el paso de nitratos a nitritos o cuando la orina no ha
pasado tiempo suficiente en la vejiga (4 horas o más) para el proceso de reducción o cuando no haya
habido ingesta de nitratos en la dieta. La sensibilidad está reducida en las orinas de alta densidad.
Sensibilidad del test: 13-22 μmol/l.
Leucocitos. Tiempo de lectura visual: 120 seg. Las muestras de orina normales deberían dar en general
resultados negativos. Resultados positivos tienen significado clínico. Los resultados de traza deben ser
interpretados cuidadosamente aunque, si son repetitivos, se deben considerar positivos. Falsos positivos
pueden deberse a descargas vaginales o a drogas. Concentraciones de glucosa elevadas (160mmol/l), alta
densidad o la tetraciclina pueden disminuir la sensibilidad. Cualquier sustancia que de color a la orina
puede enmascarar la interpretación del test. Sensibilidad del test: 5-15 células/c.a.p.
3. Materiales.
-Centrifuga y timer
-Orina
-Tiras reactivas
-Pipetas
-Portaobjetos y cubreobjetos
-Microscopy
-Test embarazo y de drogas.

33. 4. Procedimiento.
Las instrucciones deben ser seguidas cuidadosamente para obtener resultados fiables.
1. Utilizar orina fresca recogida en un recipiente limpio y seco.
2. Sacar una sola tira del frasco y utilizarla inmediatamente. Sumergir brevemente la tira en la muestra y
sacarla con rapidez.
3. Escurrir el exceso de orina con el borde del frasco. Mantenerla en posición horizontal.
4. Si estamos leyendo visualmente comparar los colores con la carta de colores del frasco –mantener la tira
cerca de la tabla de colores y escoger cuidadosamente-. La mayor precisión se obtendrá ajustándola a los
tiempos de lectura correctos. Algunos colores toman mayor intensidad con el tiempo y después decrecen,
por lo cual colores que aparezcan transcurridos 2 minutos carecen de significado. Si el color de una zona
reactiva no es uniforme debemos fijarnos en la zona más oscura. Todas las zonas, excepto los leucocitos, se
pueden leer entre 1 y 2 minutos como “screening” de positivo o negativo. Leer los test de leucocitos a los 2
minutos.
5. Si se lee instrumentalmente, seguir las instrucciones de manejo del aparato.
6. Como todos los tests de laboratorio, el diagnóstico definitivo o la decisión terapéutica no debe basarse
en un solo resultado o test.
7. Por ello si sospechamos de que los resultados no son fiables, centrifugaremos la muestra y
posteriormente analizaremos el sedimento.
5. Resultados.
Leucocitos -
Nit -
Uro 2,02
Pro + 0,15
pH 5
Blo -
Sangre +
Ket -
Bil -
Glu -
Leucocitos -
Nit -
Uro 2,02
Pro + 0,15
pH 5
Blo +
Sangre +
Ket -
Bil -
Glu -
Leucocitos +
Nit -
Uro 2,02
Pro + 0,15
pH 7.5
Blo -
Sangre +++
Ket -
Bil -
Glu -

34. 6. Imágenes.

35. Fosfatos triples

36. 7. Conclusión.
Se han realizado exitosamente todos los análisis, algunas que han aparecido
leucocitos lo cual hemos centrifugado la muestra y hemos analizado el
correspondiente sedimento.
Hemos visto la correspondiente muestra al microscopio, hemos visto fosfatos
triples, salinos, etc.
Hemos analizado muestras de orina de mujeres embarazadas y también hemos
echo test de drogas.
El error más común ha sido al poner la centrífuga, algunos de los tubos no estaban
enfrentados.

37. 8. Bibliografía.
- https://www.webconsultas.com/pruebas-medicas/analisis-de-orina-12386
- www.infosalus.com/.../noticia-consejos-buen-analisis-orina-20170626080037.html
- https://www.onmeda.es/exploracion.../valores_orina-analisis-de-la-orina-4457-2.html